jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
caractéristiques de la sous-unité protéique permettra de mieux préciser la structure du virus. By polyacrylamide gel electrophoresis it was possible to estimate the apparent molecular weight of the protein of the French BNYVV isolate to 21.000 ± 1.000 daltons. This protein, whose composition is distinctly marked by the absence of cysteine, contains about 197 amino-acid residues. The N-terminal extremity of the protein chain seems to be acetylated. These results will allow the further study of the BNYVV structure. Dès 1966, il est apparu que la rhizomanie de la Betterave, en Italie, était due à l'action d'un virus transmis par un champignon Polymyxa betae (1). Ce virus a ensuite été décrit au Japon (17) sous le nom de « Beet necrotic yellow vein » (BNYVV), puis en Italie (3) et en France (2). Les travaux effectués en microscopie électronique par ces divers auteurs ont montré que le BNYVV est en forme de bâtonnets cylindriques, d'un diamètre de 20 nm et de différentes longueurs dont trois à quatre sont plus fréquentes, à savoir 85, 100, 265 et 390 nm. Les isolats japonais, italiens, allemands et français de BNYVV ont une grande affinité sérologique (2) et il nous a semblé qu'il serait intéressant de déterminer le poids moléculaire et la composition en acides aminés de la souche française. MATÉRIEL ET MÉTHODES. — Obtention du virus. — La souche de BNYVV utilisée est une souche isolée de Betterave en Alsace et clonée sur Chenopodium quinoa. Les suspensions de ce virus sont obtenues par une technique de purification voisine de celle de Tamada et Baba (7). La protéine est obtenue par dissociation du virus par l'acide acétique (4) pour l'étude de la composition en acides aminés ou par dissociation à 100°C pendant 2 mn, dans un tampon phosphate de Na 0,01 M, pH 7,1 contenant 1 /„ de SDS et 1 °() de 2-mercaptoethanol lors de l'étude par électrophorèse. 1. Détermination du poids moléculaire par électrophorèse en gel de polyacrylamide. — Des séries de gels dont les concentrations en acrylamide sont de 5, 10 et 15 % sont préparées selon la méthode de Weber et
de déterminer le poids moléculaire et la composition en acides aminés de la souche française. MATÉRIEL ET MÉTHODES. — Obtention du virus. — La souche de BNYVV utilisée est une souche isolée de Betterave en Alsace et clonée sur Chenopodium quinoa. Les suspensions de ce virus sont obtenues par une technique de purification voisine de celle de Tamada et Baba (7). La protéine est obtenue par dissociation du virus par l'acide acétique (4) pour l'étude de la composition en acides aminés ou par dissociation à 100°C pendant 2 mn, dans un tampon phosphate de Na 0,01 M, pH 7,1 contenant 1 /„ de SDS et 1 °() de 2-mercaptoethanol lors de l'étude par électrophorèse. 1. Détermination du poids moléculaire par électrophorèse en gel de polyacrylamide. — Des séries de gels dont les concentrations en acrylamide sont de 5, 10 et 15 % sont préparées selon la méthode de Weber et Osborn (6). Sur chaque gel sont déposés 10-20 ng de protéine ainsi qu'une microgoutte de bleu de bromophénol. L'électrophorèse est effectuée à une intensité de 6 mA/tube et elle est arrêtée lorsque le colorant atteint le bac inférieur. Les gels sont colorés au bleu de Coomassie et la migration des bandes est mesurée à l'aide du lecteur de gel adaptable au spectrophomètre « Beckman Acta 3 ». Les marqueurs suivants ont été utilisés : Bovine serum albumine (Sigma p.m. = 68 000), ovalbumine (Calbiochem, 45 000), anhydrase carbonique (Calbiochem, 29 000), oc-chymotrypsinogène (Calbiochem, 25 700), protéine du virus de la mosaïque du Tabac (17 500) et ribonucléase (Calbiochem, 13 700). 2. Détermination de la composition en acides aminés. — La composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV a été déterminée après hydrolyse totale d'échantillons de protéine de 0.5 mg par HCI 6 M à 108°C en tubes scellés sous vide pendant des temps variables : 24, 48 et 72 h. Les acides aminés libérés sont dosés automatiquement par un analyseur « Technicon ». Le tryptophane a été déterminé par la méthode spectrophotocolorimétrique de Porter et Høgl C°). Le nombre de résidus de chaque acide aminé par
bandes est mesurée à l'aide du lecteur de gel adaptable au spectrophomètre « Beckman Acta 3 ». Les marqueurs suivants ont été utilisés : Bovine serum albumine (Sigma p.m. = 68 000), ovalbumine (Calbiochem, 45 000), anhydrase carbonique (Calbiochem, 29 000), oc-chymotrypsinogène (Calbiochem, 25 700), protéine du virus de la mosaïque du Tabac (17 500) et ribonucléase (Calbiochem, 13 700). 2. Détermination de la composition en acides aminés. — La composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV a été déterminée après hydrolyse totale d'échantillons de protéine de 0.5 mg par HCI 6 M à 108°C en tubes scellés sous vide pendant des temps variables : 24, 48 et 72 h. Les acides aminés libérés sont dosés automatiquement par un analyseur « Technicon ». Le tryptophane a été déterminé par la méthode spectrophotocolorimétrique de Porter et Høgl C°). Le nombre de résidus de chaque acide aminé par sous-unité protéique est calculé en utilisant le poids moléculaire obtenu par électrophorèse en gel de polyacrylamide. 3. Détermination de l’extrémité N-terminale de la protéine. — L’essai de détermination de la nature de l’acide aminé N-terminal a été effectué selon une méthode de dansylation, modifiée par Stehelin et Duranton C6). TABLEAU 1 Variation du poids moléculaire apparent (p.m.a.) de la sous-unité protéique du virus de la rhizomanie de la Betterave en fonction de la concentration du gel en polyacrylamide (références ribonucléase 13 700 et anhydrase carbonique 29 000) Gels à 5 % de PA Gels à 10 % Gels à 15 % Gel P.m.a. Gel P.m.a. Gel P.m.a. 1 19 950 1 21 900 1 23 200 2 19 650 2 22 150 2 22 900 3 20 050 3 20 900 3 22 900 4 19 700 4 21 700 4 22 550 5 20 200 5 21 150 5 21 900 6 19 300 6 21 400 6 22 050 7 19 700 7 22 200 7 22 500 8 19 650 8 22 400 8 22 150 9 21 900 9 22 650 Moyenne 19 775 Moyenne 21 745 Moyenne 22 535 RÉSULTATS. — 1. Détermination du poids
1 Variation du poids moléculaire apparent (p.m.a.) de la sous-unité protéique du virus de la rhizomanie de la Betterave en fonction de la concentration du gel en polyacrylamide (références ribonucléase 13 700 et anhydrase carbonique 29 000) Gels à 5 % de PA Gels à 10 % Gels à 15 % Gel P.m.a. Gel P.m.a. Gel P.m.a. 1 19 950 1 21 900 1 23 200 2 19 650 2 22 150 2 22 900 3 20 050 3 20 900 3 22 900 4 19 700 4 21 700 4 22 550 5 20 200 5 21 150 5 21 900 6 19 300 6 21 400 6 22 050 7 19 700 7 22 200 7 22 500 8 19 650 8 22 400 8 22 150 9 21 900 9 22 650 Moyenne 19 775 Moyenne 21 745 Moyenne 22 535 RÉSULTATS. — 1. Détermination du poids moléculaire de la protéine du BNYVV. — Les électrophorèses en gels de polyacrylamide ayant des concentrations finales en acrylamide de 5, 10 et 15 % nous ont conduit à donner les poids moléculaires apparents figurant dans le tableau I. Il apparaît que la variation de l’estimation du poids moléculaire apparent en fonction de la concentration du gel en acrylamide est relativement faible. Un poids moléculaire de 21 000 ± 1 000 peut donc être retenu pour cette sous-unité protéique. 2. Détermination de la composition en acides aminés. — Les résultats obtenus pour des temps d’hydrolyse de 24, 48 et 72 h sont présentés dans le tableau II. En définitive, nous avons retenu comme nombre de résidus celui donné par le temps d’hydrolyse le plus favorable, arrondi à l’entier le plus proche. En effet les liaisons où interviennent la valine, la leucine et l’isoleucine résistantes à l’hydrolyse, nécessitent un temps plus long pour leur rupture. D’autre part la thréonine, la sérine, la méthionine et la cystéine subissent une destruction partielle en fonction du temps. Cette composition qui se caractérise par l’absence de résidus de cystéine est la suivante : Asp 24, Thr 15, Ser 18, Glu 14, Pro 10, Gly 14,
en fonction de la concentration du gel en acrylamide est relativement faible. Un poids moléculaire de 21 000 ± 1 000 peut donc être retenu pour cette sous-unité protéique. 2. Détermination de la composition en acides aminés. — Les résultats obtenus pour des temps d’hydrolyse de 24, 48 et 72 h sont présentés dans le tableau II. En définitive, nous avons retenu comme nombre de résidus celui donné par le temps d’hydrolyse le plus favorable, arrondi à l’entier le plus proche. En effet les liaisons où interviennent la valine, la leucine et l’isoleucine résistantes à l’hydrolyse, nécessitent un temps plus long pour leur rupture. D’autre part la thréonine, la sérine, la méthionine et la cystéine subissent une destruction partielle en fonction du temps. Cette composition qui se caractérise par l’absence de résidus de cystéine est la suivante : Asp 24, Thr 15, Ser 18, Glu 14, Pro 10, Gly 14, Ala 19, Val 14, Met 7, Ile 5, Leu 19, Tyr 4, Phe 6, Lys 12, His 2, Arg 10, Trp 4. 3. Détermination de l’extrémité N-terminale de la protéine. — Cet essai de détermination n’a pas permis de mettre en évidence la présence d’un dérivé dansylé d’acide aminé. L’extrémité N-terminale doit donc être masquée par un groupement acétyle, ceci par analogie avec d’autres protéines virales présentant un tel blocage : virus de la mosaïque du Tabac (1), virus de la mosaïque jaune du Navet (6), virus de la mosaïque de la Luzerne (1), et du virus de la mosaïque de l’Aubergine (15). TABLEAU II Composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV Hydrolyse acide de - Valeurs 24 h 48 h 72 h retenues Asp 25.8 24,2 23,9 24 Thr 15,0 13,2 13,3 15 Ser 18,0 15,7 13,6 18 Glu 13,7 13.5 13,9 14 Pro 9,5 8,5 10,9 10 Gly 13,7 16,0 13,9 14 Ala 19,2 19,7 18,7 19 Val 12,1 12,7 14,0 14 Met 4,7 7,2 7,5 7 Ile 3,3 3,8 4,3 5 Leu 19,3 19,5 18,9 19 Tyr 3,8 4,2 4,3 4 Phe 5,6 5,8 6,0 6 Lys 11,7 11,9 11,6 12 His 1,9
N-terminale doit donc être masquée par un groupement acétyle, ceci par analogie avec d’autres protéines virales présentant un tel blocage : virus de la mosaïque du Tabac (1), virus de la mosaïque jaune du Navet (6), virus de la mosaïque de la Luzerne (1), et du virus de la mosaïque de l’Aubergine (15). TABLEAU II Composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV Hydrolyse acide de - Valeurs 24 h 48 h 72 h retenues Asp 25.8 24,2 23,9 24 Thr 15,0 13,2 13,3 15 Ser 18,0 15,7 13,6 18 Glu 13,7 13.5 13,9 14 Pro 9,5 8,5 10,9 10 Gly 13,7 16,0 13,9 14 Ala 19,2 19,7 18,7 19 Val 12,1 12,7 14,0 14 Met 4,7 7,2 7,5 7 Ile 3,3 3,8 4,3 5 Leu 19,3 19,5 18,9 19 Tyr 3,8 4,2 4,3 4 Phe 5,6 5,8 6,0 6 Lys 11,7 11,9 11,6 12 His 1,9 2,1 2,0 2 Arg 9,5 10,6 10,5 10 Trp 4 TOTAL 197 CONCLUSION. — Le virus de la rhizomanie de la Betterave (Beet necrotic yellow vein virus) fait partie d’un ensemble de virus en bâtonnets, transmis par des Champignons du sol, dont la composition et la structure sont encore peu connues. Cependant nous pouvons affirmer que le poids moléculaire de la sous-unité protéique du BNYVV (21 000) est très proche de ceux du virus du mop-top de la Pomme de terre (19 800) et du virus de la mosaïque du Nicotinia vellitina (21 400) (14). Il est par contre différent de celui du virus de la mosaïque du Blé transmis par le sol (17 500) (") et aussi de celui du virus de la mosaïque du Tabac (17 500). virus de référence du groupe des tobamovirus. Une meilleure connaissance de la sous-unité protéique permettra de mieux comprendre les effets des interactions sur la stabilité du virus et de définir sa structure. Séance du 28 février 1977. A. CANOVA, Annali Accademia Nazionale, Bologna, LXXVIII, 1966, p. 37-46. D. COLLOT, R. PETER, B. H. DAS, B. WOLFF, et H. DURANTON, Virology, 74, 1976, p. 236-238. G. FACCIOLI et L. GIUNCHEDI, Phytopathol. Mediterranea
connues. Cependant nous pouvons affirmer que le poids moléculaire de la sous-unité protéique du BNYVV (21 000) est très proche de ceux du virus du mop-top de la Pomme de terre (19 800) et du virus de la mosaïque du Nicotinia vellitina (21 400) (14). Il est par contre différent de celui du virus de la mosaïque du Blé transmis par le sol (17 500) (") et aussi de celui du virus de la mosaïque du Tabac (17 500). virus de référence du groupe des tobamovirus. Une meilleure connaissance de la sous-unité protéique permettra de mieux comprendre les effets des interactions sur la stabilité du virus et de définir sa structure. Séance du 28 février 1977. A. CANOVA, Annali Accademia Nazionale, Bologna, LXXVIII, 1966, p. 37-46. D. COLLOT, R. PETER, B. H. DAS, B. WOLFF, et H. DURANTON, Virology, 74, 1976, p. 236-238. G. FACCIOLI et L. GIUNCHEDI, Phytopathol. Mediterranea 13, 1974, p. 28-35. H. FRAENKEL-CONRAT, Virology, 4, 1957, p. 1-4. H. FRAENKEL-CONRAT, Virology, 4, 1957, p. 1-4. W. R. GRAY et B. S. HARTLEY, Biochem. J., 89, 1963, p. 379-380. J. L. HARRIS et J. HINDLEY, J. mol. Biol., 3, 1961, p. 117-120. B. KASSANIS, R. D. WOODS, et R. F. WHITE, J. Gen. Virol., 14, 1972, p. 123-132. K. NARITA, Biochim. Biophys. Acta, 30, 1958, p. 352-359. A. C. PEACOCK et C. W. DINGMAN, Biochemistry, 7, 1968, p. 668-674. C. PORTNER et G. HØGL, Anal. Chimica Acta, 8, 1953, p. 29-45. C. A. POWELL, Virology, 71, 1976, p. 453-462. C. PUTZ, J. Gen. Virol. (sous presse). C. PUTZ et A. VUITTENEZ, Ann. Phytopathol., 6, 1974, p. 129-138. J. W. RANDLES, B. D. HARRISON, et I. M. ROBERTS, Ann. appl. Biol., 84, 1976, p. 193-204. M. C. . Rio, Thèse de doctorat, Université Pasteur, Strasbourg, 1975. C6) D. STEHELIN et H. DURANTON, J. Chromatog., 43, 1969, p. 93-102. (11) T. TAMADA et T. BABA, Ann. Phytopathol. Japan, 39, 1973, p. 325-332. (8) K. WEBER et M. OSBORN, J. Biol. Chem., 244, 1969, p. 4406-4412. C. P. : Station de Pathologie végétale, I.N.R.A., Centre de Recherches d'Alsace, B.P. n° 507,
R. F. WHITE, J. Gen. Virol., 14, 1972, p. 123-132. K. NARITA, Biochim. Biophys. Acta, 30, 1958, p. 352-359. A. C. PEACOCK et C. W. DINGMAN, Biochemistry, 7, 1968, p. 668-674. C. PORTNER et G. HØGL, Anal. Chimica Acta, 8, 1953, p. 29-45. C. A. POWELL, Virology, 71, 1976, p. 453-462. C. PUTZ, J. Gen. Virol. (sous presse). C. PUTZ et A. VUITTENEZ, Ann. Phytopathol., 6, 1974, p. 129-138. J. W. RANDLES, B. D. HARRISON, et I. M. ROBERTS, Ann. appl. Biol., 84, 1976, p. 193-204. M. C. . Rio, Thèse de doctorat, Université Pasteur, Strasbourg, 1975. C6) D. STEHELIN et H. DURANTON, J. Chromatog., 43, 1969, p. 93-102. (11) T. TAMADA et T. BABA, Ann. Phytopathol. Japan, 39, 1973, p. 325-332. (8) K. WEBER et M. OSBORN, J. Biol. Chem., 244, 1969, p. 4406-4412. C. P. : Station de Pathologie végétale, I.N.R.A., Centre de Recherches d'Alsace, B.P. n° 507, 68021 Colmar; D. C. et R. P. : Laboratoire de Physiologie végétale, Université Louis-Pasteur, 67083 Strasbourg Cedex. IMMUNOCHIMIE. — Activité antigénique de l'arginine kinase de homard (Homarus vulgaris) et de ses fragments obtenus par coupure par le bromure de cyanogène. Note (*) de Yves Benyamin, Yvonne Robin et Françoise Regnouf, présentée par M. Jean Roche. La saturation antigénique de l'arginine kinase par ses anticorps a été étudiée. Il a été trouvé que sept sites antigéniques sont simultanément réactifs à la surface de l'enzyme en présence d'un large excès d'anticorps. Après hydrolyse chimique de l'enzyme, l'activité antigénique se trouve répartie sur plusieurs fragments de taille variable. The antigenic saturation of lobster arginine kinase (38 000 daltons) by its specific antibodies has been studied. It was found that seven antigenic binding sites are simultaneously reactive on the surface of the enzyme in the presence of a large excess of antibodies or of their Fab fragments. After cyanogen bromide cleavage, the antigenic reactivity is distributed on several fragments of various sizes. Nous avons récemment démontré que la structure antigénique de l'arginine kinase de homard, enzyme monomérique de 38 000 daltons dépourvu de ponts disulfures, est caractérisée par la nature séquentielle de ses déterminants,
présentée par M. Jean Roche. La saturation antigénique de l'arginine kinase par ses anticorps a été étudiée. Il a été trouvé que sept sites antigéniques sont simultanément réactifs à la surface de l'enzyme en présence d'un large excès d'anticorps. Après hydrolyse chimique de l'enzyme, l'activité antigénique se trouve répartie sur plusieurs fragments de taille variable. The antigenic saturation of lobster arginine kinase (38 000 daltons) by its specific antibodies has been studied. It was found that seven antigenic binding sites are simultaneously reactive on the surface of the enzyme in the presence of a large excess of antibodies or of their Fab fragments. After cyanogen bromide cleavage, the antigenic reactivity is distributed on several fragments of various sizes. Nous avons récemment démontré que la structure antigénique de l'arginine kinase de homard, enzyme monomérique de 38 000 daltons dépourvu de ponts disulfures, est caractérisée par la nature séquentielle de ses déterminants, dont certains ont été localisés à proximité du site catalytique. Dans le présent travail, nous nous sommes intéressés au nombre de sites qui définissent l'activité antigénique de l'enzyme, ainsi qu'à leur répartition sur la chaîne polypeptidique. MÉTHODES. L'arginine kinase a été extraite du muscle de homard (Homarus vulgaris). Ses anticorps spécifiques ont été induits chez la chèvre et purifiés sur immunoadsorbant. Les fragments monovalents Fab anti-arginine kinase ont été préparés par hydrolyse enzymatique des anticorps de chèvre, puis isolés sur immunoadsorbant et purifiés par tamisage moléculaire sur « Sephadex G 100 ». Les concentrations de l'arginine kinase et des anticorps de chèvre ont été déterminées par spectrophotométrie à 280 nm. Les fragments BC1, BC2, BC3-BC5, BC6 et BC7 (respectivement 1 224, 2 050, 10 000, 9 104 et 11 352 daltons) ont été isolés après coupure de l'arginine kinase S-carboxyméthylée par le bromure de cyanogène. Les techniques immunologiques de précipitation quantitative et d'inhibition de précipitation ont été décrites précédemment. La faible solubilité de l'arginine kinase S-carboxyméthylée et de ses fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 a nécessité la présence de 0,01 % de dodécylsulfate de sodium ; cette concentration n'affecte pas les propriétés immunoprécipitantes de l'arginine kinase. RÉSULTATS. — Étude des
spécifiques ont été induits chez la chèvre et purifiés sur immunoadsorbant. Les fragments monovalents Fab anti-arginine kinase ont été préparés par hydrolyse enzymatique des anticorps de chèvre, puis isolés sur immunoadsorbant et purifiés par tamisage moléculaire sur « Sephadex G 100 ». Les concentrations de l'arginine kinase et des anticorps de chèvre ont été déterminées par spectrophotométrie à 280 nm. Les fragments BC1, BC2, BC3-BC5, BC6 et BC7 (respectivement 1 224, 2 050, 10 000, 9 104 et 11 352 daltons) ont été isolés après coupure de l'arginine kinase S-carboxyméthylée par le bromure de cyanogène. Les techniques immunologiques de précipitation quantitative et d'inhibition de précipitation ont été décrites précédemment. La faible solubilité de l'arginine kinase S-carboxyméthylée et de ses fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 a nécessité la présence de 0,01 % de dodécylsulfate de sodium ; cette concentration n'affecte pas les propriétés immunoprécipitantes de l'arginine kinase. RÉSULTATS. — Étude des complexes arginine kinase-anticorps spécifiques. L'étude de la courbe de précipitation du système arginine kinase-anticorps anti-arginine kinase (fig. 1) montre qu'à l'équivalence plus de 90 % des anticorps sont précipités dans un rapport molaire anticorps/antigène d'environ 2 ; le calcul du rapport initial de complexation, basé sur un poids moléculaire de 144 000 pour les IgG de chèvre et de 38 000 pour l'arginine kinase, montre que ce rapport tend vers 7 dans la zone d'extrême excès d'anticorps. D'autre part, l'analyse du diagramme d'élution sur tamis moléculaire des complexes arginine kinase-fragments Fab anti-arginine kinase (fig. 2) met en évidence, à côté d'un pic de poids moléculaire 49 000 (pic D) correspondant à l'élution de l'excès de fragments Fab, un pic A de poids moléculaire 370 000 ; celui-ci correspond aux complexes élués les plus lourds et indique, compte tenu du poids moléculaire de l'arginine kinase, que 7 fragments Fab environ se complexent avec une molécule d'enzyme. La présence de deux épaulements B et C montre que, dans nos conditions expérimentales, divers complexes intermédiaires ont été formés. Étude de la répartition des déterminants antigéniques de l'arginine kinase. — Les courbes d'immunoprécipitation (fig. 3) montrent que l'enzyme S-carboxyméthylée est susceptible de précipiter 98
144 000 pour les IgG de chèvre et de 38 000 pour l'arginine kinase, montre que ce rapport tend vers 7 dans la zone d'extrême excès d'anticorps. D'autre part, l'analyse du diagramme d'élution sur tamis moléculaire des complexes arginine kinase-fragments Fab anti-arginine kinase (fig. 2) met en évidence, à côté d'un pic de poids moléculaire 49 000 (pic D) correspondant à l'élution de l'excès de fragments Fab, un pic A de poids moléculaire 370 000 ; celui-ci correspond aux complexes élués les plus lourds et indique, compte tenu du poids moléculaire de l'arginine kinase, que 7 fragments Fab environ se complexent avec une molécule d'enzyme. La présence de deux épaulements B et C montre que, dans nos conditions expérimentales, divers complexes intermédiaires ont été formés. Étude de la répartition des déterminants antigéniques de l'arginine kinase. — Les courbes d'immunoprécipitation (fig. 3) montrent que l'enzyme S-carboxyméthylée est susceptible de précipiter 98 % des anticorps dirigés contre l'enzyme native, tandis que les fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 en précipitent respectivement 29 %, 20 % et 35 %, alors que les peptides BC1 et BC2 ne sont pas immunoprécipitants, mais le peptide BC2 utilisé en large excès est capable d'inhiber la précipitation de l'arginine kinase d'environ 16 à 18 % (fig. 4). Fig. 3. — Propriétés immunoprécipitantes de l'arginine kinase S-carboxyméthylée et de ses fragments : l'arginine kinase native (■) et S-carboxyméthylée (O), ainsi que les fragments BC1 (□), BC2 (▵), BC3-BC5 (▲), BC6 (▲) et BC7 ( + ). Fig. 4. — Inhibition de la précipitation de l'arginine kinase native par le fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de