jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
en effet de constater l'existence d'une fraction particulière à la forme bisexuée, la fraction S (fig. A) de mobilité 0,63 dans nos conditions expérimentales. Dans cette zone, la forme parthénogénétique présente (fig. B) deux fines bandes Px et P2, l'une moins mobile, l'autre plus mobile que S, nettement plus discrètes que celle-ci (p2 étant plus marquée que Pl). Dans la zone de mobilité 0,50, la fraction D est homogène chez la forme bisexuée, elle n'est pas homogène (Dl et D2) et moins intense chez la forme parthénogénétique. Protéinogrammes de Polyxenus lagurus : A, femelle de la forme bisexuée; B, femelle parthénogénétique; la flèche ♦ indique le sens de la migration. Enfin, l'aspect du protéinogramme en gel de polyacrylamide est identique chez les mâles et les femelles de la forme bisexuée; dans chacune des deux formes, il ne montre pas de différences entre adultes et subadultes (individus à 12 paires de pattes) et chez les deux formes il reste inchangé au cours de l'année (électrophorèses en mars-avril, mai-juin et décembre). DISCUSSION ET CONCLUSION. — Chez les individus des deux sexes de la forme bisexuée, il existe d'une part une fraction protéique S, de mobilité 0,63,qui n'a pas son équivalent dans la forme parthénogénétique, d'autre part une fraction D, homogène, de mobilité 0,5, représentée dans la forme parthénogénétique par deux fractions Dl et D2 de mobilité légèrement différente, donc de nature différente. À l'inverse, les fractions protéiques P1 et P2 de la forme parthénogénétique, qui se situent dans la zone de mobilité de S, n'existent pas chez les individus de la forme sexuée. Ces caractéristiques, stables dans le temps et existant déjà chez les individus subadultes, répondent donc à la catégorie des caractères de détermination invariants tels qu'ils sont définis par Vachon. Ces invariants de nature biochimique, s'ajoutent aux caractéristiques morphologiques coloration, nombre de sensilles — et biologiques amixie, développement postembryonnaire — propres à chacune des formes de Polyxenus lagurus. Ces critères réunis permettent de considérer tous les individus parthénogénétiques et bisexués comme appartenant à 2 espèces distinctes; mais, avant de les nommer, il faut déterminer laquelle des deux formes correspond à
forme parthénogénétique, d'autre part une fraction D, homogène, de mobilité 0,5, représentée dans la forme parthénogénétique par deux fractions Dl et D2 de mobilité légèrement différente, donc de nature différente. À l'inverse, les fractions protéiques P1 et P2 de la forme parthénogénétique, qui se situent dans la zone de mobilité de S, n'existent pas chez les individus de la forme sexuée. Ces caractéristiques, stables dans le temps et existant déjà chez les individus subadultes, répondent donc à la catégorie des caractères de détermination invariants tels qu'ils sont définis par Vachon. Ces invariants de nature biochimique, s'ajoutent aux caractéristiques morphologiques coloration, nombre de sensilles — et biologiques amixie, développement postembryonnaire — propres à chacune des formes de Polyxenus lagurus. Ces critères réunis permettent de considérer tous les individus parthénogénétiques et bisexués comme appartenant à 2 espèces distinctes; mais, avant de les nommer, il faut déterminer laquelle des deux formes correspond à celle décrite par Linné sous le nom spécifique lagurus. Séance du 18 avril 1977. (1 ) K. SCHOMANN. Zool. Jb. Syst.. 84, 1956, p. 195-256. (2) M. NGUYEN DUY-JACQUEMIN. Bull. Mus. nat. Hist. nat., Paris, n° 259, Zool., 181, 1974, p. 1585-1609. (3) M. NGUYEN DUY-JACQUEMIN, Bull. Mus. nat. Hist. nat., Paris, n° 356, Zool., 249, 1976, p. 105-118. (4) H. ENGHOFF. in Ent. Meddr.. 44, 1976, p. 161-183. (5) B. DAVIS, Ann. N.Y. Acad. Sci., 121, 1964, p. 404-427. (6) M. VACHON, Bull. Mus. nat. Hist. nat., Paris, Zool. 104, 3e sér., 1973, p. 857-958. Laboratoire de Zoologie (Arthropodes), Muséum national d'Histoire naturelle, 61, rue de Buffon, 75005 Paris. MICROBIOLOGIE. — Bacillus thuringiensis var. pakistani : nouvelle sous-espèce correspondant au sérotype 13. Note de Huguette de Barjac, Véronique Cosmao-Dumanoir, Rafi Shaik et Gabriel Viviani, présentée par M. Jacques Tréfouël. Une nouvelle sous-espèce de B. thuringiensis est décrite sur la base d'un nouvel antigène flagellaire H13 et d'un certain nombre de critères biochimiques. Le nom de pakistani est proposé pour cette variété qui a été isolée d'insectes du Pakistan. A new subspecies of B. thuringiensis is described on the basis of a new flagellar antigen: H13 and of several differential
nat., Paris, n° 356, Zool., 249, 1976, p. 105-118. (4) H. ENGHOFF. in Ent. Meddr.. 44, 1976, p. 161-183. (5) B. DAVIS, Ann. N.Y. Acad. Sci., 121, 1964, p. 404-427. (6) M. VACHON, Bull. Mus. nat. Hist. nat., Paris, Zool. 104, 3e sér., 1973, p. 857-958. Laboratoire de Zoologie (Arthropodes), Muséum national d'Histoire naturelle, 61, rue de Buffon, 75005 Paris. MICROBIOLOGIE. — Bacillus thuringiensis var. pakistani : nouvelle sous-espèce correspondant au sérotype 13. Note de Huguette de Barjac, Véronique Cosmao-Dumanoir, Rafi Shaik et Gabriel Viviani, présentée par M. Jacques Tréfouël. Une nouvelle sous-espèce de B. thuringiensis est décrite sur la base d'un nouvel antigène flagellaire H13 et d'un certain nombre de critères biochimiques. Le nom de pakistani est proposé pour cette variété qui a été isolée d'insectes du Pakistan. A new subspecies of B. thuringiensis is described on the basis of a new flagellar antigen: H13 and of several differential biochemical characters. The name pakistani is proposed for this variety which has been isolated from insects in Pakistan. Au cours d'études menées sur 176 souches de Bacillus, isolées par l'un de nous, d'insectes du Pakistan, nous avons à l'Institut Pasteur identifié seize souches « cristallifères », typiques de l'espèce B. thuringiensis. Le sérotype 4 a, 4 b est le plus souvent représenté avec les biotypes sotto et dendrolimus qui totalisent douze souches, isolées à partir de Bombyx mori ou de Carpocapsa pomonella. Deux autres souches, isolées à partir de B. mori ou de Tryporhyza insertatis, appartiennent au sérotype 3 a, 3 b, sous-espèce kurstaki. Enfin, les deux dernières souches (nos 94 et 150) nous ont permis de mettre en évidence un nouvel antigène H13 qui vient ajouter un autre sérotype aux douze précédemment décrits. Ces deux souches sont isolées à partir de C. pomonella ou de Pectinophora gossypiella. Morphologiquement, leurs cellules sont caractérisées par la présence de cristaux, ou inclusions parasporales, effilés, très pointus. Libérés dans le milieu de culture, ces cristaux apparaissent souvent accolés par deux et semblent parfois rester liés à la spore (fig. 1 et 2). Leur pouvoir pathogène, en association avec les spores, a pu être
thuringiensis. Le sérotype 4 a, 4 b est le plus souvent représenté avec les biotypes sotto et dendrolimus qui totalisent douze souches, isolées à partir de Bombyx mori ou de Carpocapsa pomonella. Deux autres souches, isolées à partir de B. mori ou de Tryporhyza insertatis, appartiennent au sérotype 3 a, 3 b, sous-espèce kurstaki. Enfin, les deux dernières souches (nos 94 et 150) nous ont permis de mettre en évidence un nouvel antigène H13 qui vient ajouter un autre sérotype aux douze précédemment décrits. Ces deux souches sont isolées à partir de C. pomonella ou de Pectinophora gossypiella. Morphologiquement, leurs cellules sont caractérisées par la présence de cristaux, ou inclusions parasporales, effilés, très pointus. Libérés dans le milieu de culture, ces cristaux apparaissent souvent accolés par deux et semblent parfois rester liés à la spore (fig. 1 et 2). Leur pouvoir pathogène, en association avec les spores, a pu être vérifié sur Pieris brassicae e). Les deux souches en question forment un voile en culture sur bouillon nutritif. Leurs colonies sur gélose nutritive sont de type R. Il n'y a pas production de pigment, ni sur gélose-tyrosine, ni sur Pomme de terre. Du point de vue des caractères biochimiques, les deux souches étudiées produisent de l'acétyl-méthyl-carbinol et une lécithinase ou phospholipase C. Elles acidifient lentement, au bout de 10 jours environ, les milieux spéciaux à base de salicine. En présence de saccharose, la formation d'acide est beaucoup plus rapide, prenant de 4 à 5 jours. Cellobiose et amidon sont également vite attaqués. Par contre, il n'y a pas production d'acide à partir du mannose. Le virage de l'esculine est fort, ainsi que le pouvoir protéolytique sur gélose-gélatine, gélose-caséine et lait tournesolé. Il n'y a pas production d'uréase, ni de déoxyribonucléotidase, mais il y a production d'arginine-dihydrolase, comme de ribonucléotidase, de tween-estérase et, faiblement, de chitinase. D'après les tests biochimiques (3) et les tests biologiques sur Anagasta kuhniella (4) et Mamestra brassicae e), l'exotoxine thermostable n'est pas formée. Les autres caractères biochimiques sont identiques à ceux déjà décrits pour l'ensemble des B. thuringiensis (6)]. Du point de vue sérologique, les suspensions
deux souches étudiées produisent de l'acétyl-méthyl-carbinol et une lécithinase ou phospholipase C. Elles acidifient lentement, au bout de 10 jours environ, les milieux spéciaux à base de salicine. En présence de saccharose, la formation d'acide est beaucoup plus rapide, prenant de 4 à 5 jours. Cellobiose et amidon sont également vite attaqués. Par contre, il n'y a pas production d'acide à partir du mannose. Le virage de l'esculine est fort, ainsi que le pouvoir protéolytique sur gélose-gélatine, gélose-caséine et lait tournesolé. Il n'y a pas production d'uréase, ni de déoxyribonucléotidase, mais il y a production d'arginine-dihydrolase, comme de ribonucléotidase, de tween-estérase et, faiblement, de chitinase. D'après les tests biochimiques (3) et les tests biologiques sur Anagasta kuhniella (4) et Mamestra brassicae e), l'exotoxine thermostable n'est pas formée. Les autres caractères biochimiques sont identiques à ceux déjà décrits pour l'ensemble des B. thuringiensis (6)]. Du point de vue sérologique, les suspensions flagellaires des nouvelles souches étudiées n'agglutinent avec aucun des sérums anti-B. thuringiensis déjà connus. Aussi, avons-nous préparé des anticorps vis-à-vis de ces deux souches qui agglutinent alors, en système homologue, au taux de 1/25 600. Nous avons vérifié que ces sérums, à leur tour, n'agglutinaient aucune des suspensions H des 12 principaux sérotypes de B. thuringiensis connus. Nous sommes donc en présence d'un nouvel antigène flagellaire : l'antigène H13. Sur la base de cet antigène et des caractères physiologiques précédemment décrits, nous pouvons donc individualiser une nouvelle sous-espèce de B. thuringiensis correspondant au sérotype 13. Pour cette sous-espèce, le nom de pakistani est proposé en relation avec ses origines. La souche-type est la première étudiée : n° 94 qui devient la souche n° 13-1 de notre collection du Centre international de Référence pour B. thuringiensis. (*) Séance du 28 mars 1977. (1) H. DE BARJAC et A. BONNEFOI, Entomophaga, 18, 1973, p. 5. (1) A. BURGERJON (non publié). (2) H. DE BARJAC et M.-M. LECADET, Comptes rendus, 282, série D, 1976, p. 2119. (4) L. CHARMOILLE, B. VINCENT, Ph. D'OULTREMONT, J. J. DEBACQ et P. PRUNET, Phytiatrie-Phytopharmacie, 13, 1974, p. 223. (5) H. DE BARJAC et A. BONNEFOI, Entomophaga, 7,
12 principaux sérotypes de B. thuringiensis connus. Nous sommes donc en présence d'un nouvel antigène flagellaire : l'antigène H13. Sur la base de cet antigène et des caractères physiologiques précédemment décrits, nous pouvons donc individualiser une nouvelle sous-espèce de B. thuringiensis correspondant au sérotype 13. Pour cette sous-espèce, le nom de pakistani est proposé en relation avec ses origines. La souche-type est la première étudiée : n° 94 qui devient la souche n° 13-1 de notre collection du Centre international de Référence pour B. thuringiensis. (*) Séance du 28 mars 1977. (1) H. DE BARJAC et A. BONNEFOI, Entomophaga, 18, 1973, p. 5. (1) A. BURGERJON (non publié). (2) H. DE BARJAC et M.-M. LECADET, Comptes rendus, 282, série D, 1976, p. 2119. (4) L. CHARMOILLE, B. VINCENT, Ph. D'OULTREMONT, J. J. DEBACQ et P. PRUNET, Phytiatrie-Phytopharmacie, 13, 1974, p. 223. (5) H. DE BARJAC et A. BONNEFOI, Entomophaga, 7, 1962, p. 5. (6) A. BONNEFOI et H. DE BARJAC, Entomophaga, 8, 1963, p. 223. Service de Lutte biologique contre les Insectes, Institut Pasteur, 25, rue du Docteur-Roux, 75015 Paris. MICROBIOLOGIE. — Transfert du pouvoir pathogène d'une souche virulente de listeria à une souche non virulente. Note de Michel Cormier, présentée par M. Pierre Lépine. Le transfert du pouvoir pathogène d'une souche de Listeria monocytogenes pathogène à une souche non pathogène a été réalisé en additionnant un filtrat de culture de la souche virulente à une culture en phase de croissance de la souche non virulente. The pathogenicity of a virulent strain of Listeria monocytogenes was transferred to an avirulent strain by mixing the filtered culture of the pathogenic strain with an exponentially growing avirulent strain. L'isolement de souches de Listeria monocytogenes à partir de produits pathologiques humains divers est fréquent, ces souches sont généralement pathogènes pour la Souris. Des recherches systématiques de portage intestinal de L. monocytogenes chez des individus non infectés nous ont permis d'isoler des souches possédant les caractères morphologiques, culturaux et biochimiques de Listeria, mais se distinguant des souches isolées de produits pathologiques par l'absence de pouvoir hémolytique pour les hématies de Lapin et de pouvoir
présentée par M. Pierre Lépine. Le transfert du pouvoir pathogène d'une souche de Listeria monocytogenes pathogène à une souche non pathogène a été réalisé en additionnant un filtrat de culture de la souche virulente à une culture en phase de croissance de la souche non virulente. The pathogenicity of a virulent strain of Listeria monocytogenes was transferred to an avirulent strain by mixing the filtered culture of the pathogenic strain with an exponentially growing avirulent strain. L'isolement de souches de Listeria monocytogenes à partir de produits pathologiques humains divers est fréquent, ces souches sont généralement pathogènes pour la Souris. Des recherches systématiques de portage intestinal de L. monocytogenes chez des individus non infectés nous ont permis d'isoler des souches possédant les caractères morphologiques, culturaux et biochimiques de Listeria, mais se distinguant des souches isolées de produits pathologiques par l'absence de pouvoir hémolytique pour les hématies de Lapin et de pouvoir pathogène pour la Souris. Nous avons tenté de transférer l'un et l'autre de ces caractères d'une souche pathogène à une souche non pathogène. MATÉRIEL ET MÉTHODE. — Description des souches utilisées. — Nous n'avons pu réaliser de transfert qu'entre souches de même sérotype. La nécessité de les distinguer nous a amené à employer pour la souche non pathogène un mutant résistant à la streptomycine obtenu en recourant à la technique du gradient de Zybalsky. Deux souches de L. monocytogenes de serotype 1 ont été utilisées : Souche A : isolée d'une hémoculture, hémolytique, pathogène pour la Souris, sensible à la streptomycine. Souche B : isolée par coproculture chez un individu sain, non hémolytique, non pathogène pour la Souris. Le mutant résistant à la streptomycine de cette souche est dénommé souche B.R. Les filtrats de cultures à 28° de la souche A, dilués au 1/50, forment des plages de lyse sur des cultures de la souche B.R. Les filtrats de la souche B.R., préparés dans les mêmes conditions, n'ont pas d'activité lytique sur la souche A. Détermination du pouvoir pathogène pour la Souris. — Le pouvoir pathogène a été déterminé par inoculation par voie intrapéritonéale à des lots de 4 Souris
amené à employer pour la souche non pathogène un mutant résistant à la streptomycine obtenu en recourant à la technique du gradient de Zybalsky. Deux souches de L. monocytogenes de serotype 1 ont été utilisées : Souche A : isolée d'une hémoculture, hémolytique, pathogène pour la Souris, sensible à la streptomycine. Souche B : isolée par coproculture chez un individu sain, non hémolytique, non pathogène pour la Souris. Le mutant résistant à la streptomycine de cette souche est dénommé souche B.R. Les filtrats de cultures à 28° de la souche A, dilués au 1/50, forment des plages de lyse sur des cultures de la souche B.R. Les filtrats de la souche B.R., préparés dans les mêmes conditions, n'ont pas d'activité lytique sur la souche A. Détermination du pouvoir pathogène pour la Souris. — Le pouvoir pathogène a été déterminé par inoculation par voie intrapéritonéale à des lots de 4 Souris (Balb/C Inro) de 0,5 ml d'une culture de 24 h en bouillon et des dilutions de 10-1 à 10-4. Les numérations de Bactéries ont été effectuées par ensemencement sur gélose des dilutions 10-6 et 10-8. L'inoculation de 109 bactéries de la souche B.R. ne provoque pas la mort des Souris, tandis que celle de 105 bactéries de la souche A tue toutes les Souris, et que 2. 10³ bactéries provoquent la mort de 2 Souris sur 4. Détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI) de la streptomycine. — Elle a été déterminée par la méthode de dilution en milieu liquide et par celle de l'antibiogramme en milieu solide. TECHNIQUE. — 250 ml d'une culture de 14 h à 37°C de la souche A de L. monocytogenes (pathogène, sensible à la streptomycine) sont traités selon la méthode préconisée par Krzywy pour l'enrichissement des suspensions de bactériophages puis filtrés sur filtre Millipore 0,22 μm. L'inocuité du filtrat est démontrée par l'inoculation de 0,5 ml par voie intrapéritonéale à la Souris. Son caractère abactérien est vérifié par l'ensemencement de 0,2 ml sur gélose et 0,5 ml en bouillon trypticase Soja. 0,5 ml du filtrat ainsi obtenu sont additionnés à 2,5 ml d'une culture
tandis que celle de 105 bactéries de la souche A tue toutes les Souris, et que 2. 10³ bactéries provoquent la mort de 2 Souris sur 4. Détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI) de la streptomycine. — Elle a été déterminée par la méthode de dilution en milieu liquide et par celle de l'antibiogramme en milieu solide. TECHNIQUE. — 250 ml d'une culture de 14 h à 37°C de la souche A de L. monocytogenes (pathogène, sensible à la streptomycine) sont traités selon la méthode préconisée par Krzywy pour l'enrichissement des suspensions de bactériophages puis filtrés sur filtre Millipore 0,22 μm. L'inocuité du filtrat est démontrée par l'inoculation de 0,5 ml par voie intrapéritonéale à la Souris. Son caractère abactérien est vérifié par l'ensemencement de 0,2 ml sur gélose et 0,5 ml en bouillon trypticase Soja. 0,5 ml du filtrat ainsi obtenu sont additionnés à 2,5 ml d'une culture de 6 h (37°C) de la souche L. monocytogenes B.R. (non pathogène, résistante à la streptomycine). Après avoir été placé à l'étuve à 37°C pendant 1 h 30 mn, ce mélange est inoculé par voie intrapéritonéale à 4 Souris (0,5 ml/animal). Lors de la mort des Souris inoculées la rate est prélevée et la souche listérienne est isolée. Après 2 repiquages sur gélose, 0,5 ml d'une culture en bouillon est inoculé à un nouveau lot de Souris pour rechercher la persistance du pouvoir pathogène. Après la mort des animaux ainsi inoculés, la souche, nommée B.R.P., est isolée de la rate pour étudier ses propriétés lytiques sur la souche initiale B.R., son pouvoir hémolytique et mesurer la CMI de la streptomycine. TABLEAU Plage Pouvoir Pouvoir de lyse Souches C.M.I. hémolytique pathogène sur B.R. A 5 + + + B.R 15 -B.R.P. 1 15 + + + B.R.P. II 15 + + + Lors de chaque essai l'absence de pouvoir pathogène de la souche B.R. est vérifiée par inoculation de 1 ml d'un bouillon de 6 h à des lots de Souris identiques. RÉSULTAT. — Par inoculation de la souche B.R. additionnée du filtrat de la souche A, nous avons obtenu à
est prélevée et la souche listérienne est isolée. Après 2 repiquages sur gélose, 0,5 ml d'une culture en bouillon est inoculé à un nouveau lot de Souris pour rechercher la persistance du pouvoir pathogène. Après la mort des animaux ainsi inoculés, la souche, nommée B.R.P., est isolée de la rate pour étudier ses propriétés lytiques sur la souche initiale B.R., son pouvoir hémolytique et mesurer la CMI de la streptomycine. TABLEAU Plage Pouvoir Pouvoir de lyse Souches C.M.I. hémolytique pathogène sur B.R. A 5 + + + B.R 15 -B.R.P. 1 15 + + + B.R.P. II 15 + + + Lors de chaque essai l'absence de pouvoir pathogène de la souche B.R. est vérifiée par inoculation de 1 ml d'un bouillon de 6 h à des lots de Souris identiques. RÉSULTAT. — Par inoculation de la souche B.R. additionnée du filtrat de la souche A, nous avons obtenu à partir de la rate de ces animaux une souche B.R.P. 1; l'expérience a été répétée et une souche B.R.P. 2 a été isolée. Cependant, après entretien de la souche A en culture le phénomène n'a pu être reproduit. Les souches B.R.P. 1 et B.R.P. 2 présentent les caractéristiques suivantes (tableau) : elles possèdent un pouvoir hémolytique pour le sang de Lapin et sont pathogènes pour la Souris. Elles ne sont plus lysées par un filtrat de culture à 28° de la souche A ; par contre, les filtrats de culture des souches B.R.P. 1 et B.R.P. 2 forment des plages de lyse sur la souche B.R. Les CMI de la streptomycine vis-à-vis des souches B.R.P. 1 et B.R.P. 2 sont identiques à celle de la souche B.R. DISCUSSION. — Après contact avec le filtrat de culture de la souche pathogène, une culture de la souche non pathogène B.R. a été inoculée directement à l'animal afin de révéler la présence de Bactéries devenues virulentes, ce qui a été constaté. Et les Bactéries isolées de la rate des animaux ainsi inoculées possédaient le caractère marqueur de la souche B.R., c'est-à-dire la résistance à la streptomycine. L'absence de Bactéries dans le filtrat pourrait
: elles possèdent un pouvoir hémolytique pour le sang de Lapin et sont pathogènes pour la Souris. Elles ne sont plus lysées par un filtrat de culture à 28° de la souche A ; par contre, les filtrats de culture des souches B.R.P. 1 et B.R.P. 2 forment des plages de lyse sur la souche B.R. Les CMI de la streptomycine vis-à-vis des souches B.R.P. 1 et B.R.P. 2 sont identiques à celle de la souche B.R. DISCUSSION. — Après contact avec le filtrat de culture de la souche pathogène, une culture de la souche non pathogène B.R. a été inoculée directement à l'animal afin de révéler la présence de Bactéries devenues virulentes, ce qui a été constaté. Et les Bactéries isolées de la rate des animaux ainsi inoculées possédaient le caractère marqueur de la souche B.R., c'est-à-dire la résistance à la streptomycine. L'absence de Bactéries dans le filtrat pourrait être discutée. Mais, même si l'on envisage la possibilité de l'inoculation de quelques Bactéries de la souche A ayant traversé le filtre, ce qui est peu vraisemblable en raison de la négativité constante des cultures de ce filtrat, le nombre de ces Bactéries serait très inférieur à celui qui est nécessaire pour provoquer la mort des Souris. De plus, les Bactéries isolées à partir des animaux inoculés sont résistantes à la streptomycine comme la souche initiale non pathogène, alors que la souche A pathogène est sensible à cet antibiotique. L'apport éventuel d'une substance toxique par le filtrat est une hypothèse à écarter puisque le pouvoir pathogène des souches B.R.P. est conservé après 2 repiquages sur gélose. La stabilité des caractères suggère qu'il s'agit d'un transfert génétique. Son mécanisme n'est pas élucidé. On peut cependant exclure la possibilité d'un transfert par conjugaison en raison des conditions expérimentales. Et il faut retenir que les souches B.R.P. sont devenues lysogènes puisqu'elles sont capables de former des plages de lyse sur les cultures de la souche B.R. CONCLUSION. — Ces deux expériences démontrent la possibilité de transfert du pouvoir pathogène et du pouvoir hémolytique d'une souche de Listeria monocytogenes à une souche de la