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les caractères microscopiques sont pareils aux deux formes et il est inexact que tubiformis ait des spores plus petites qu’infundibuliformis, comme le dit Ricken, ou plus grandes, comme le dit Rea. Nous pouvons donc conclure, avec tous les mycologues contemporains à qui nous avons parlé de cette question, dont M. R. Maire, à la synonymie des Cantharellus tubiformis et infundibuliformis. Cantharellus tubiformis étant décrit par Fries Syst. myc. (1821), c’est d’après les règles de Bruxelles, ce nom que doit porter l’espèce; infundibuliformis tombe ainsi en synonymie et doit être rayé de la nomenclature des espèces. Quél, dans son 20e suppl. Jura et Vosges in Assoc. française Avanc. Sc. (1895), propose de donner à notre Cantharellus lutescens Fries ex Persoon le nom de Craterellus tubaeformis (Schaeffer) et de donner le nom de Craterellus cantharelloides (Bulliard) à ce qui est notre Cantharellus tubiformis. Ce serait contraire aux règles de Bruxelles puisque Cantharellus lutescens et Cantharellus tubiformis sont décrits comme espèces distinctes dans Fries, Syst. myc. (1821); il n’en faut donc rien faire. Cantharellus cantharelloides est ainsi un simple synonyme de Cantharellus tubiformis au même titre que Cantharellus infundibuliformis, ce qui est du reste conforme à la bibliographie indiquée par Fries, Syst. myc., I, p. 319 et 320. Cantharellus tubiformis étant une espèce commune, bien connue de chacun, nous nous abstenons de la décrire. Nous avons dit que Cantharellus tubiformis (syn. infundibuliformis) a deux variétés. L’une que nous ne connaissons pas, est Var. subramosus Bresadola, que cet auteur décrit et figure in Fung. Trident comme Var. d’infundibuliformis. Cette variété, par son pied rameux, farci-subcreux presque plein, nous parait s’éloigner davantage du type. L’autre que nous connaissons bien, est Var. lutescens Fries, variété assez rare, surtout caractérisée par sa couleur entièrement jaune plus ou moins vif, chapeau et plis compris, inodore comme le type. Il ne faut pas la confondre avec Cantharellus lutescens Fries ex Persoon, dont nous avons parlé au début de la présente Note. Nous récoltons cette Var. lutescens de Cantharellus tubiformis ci et là dans les sapinières du Jura neuchâtelois et l’avons aussi reçue de M. Josserand de Lyon où elle
I, p. 319 et 320. Cantharellus tubiformis étant une espèce commune, bien connue de chacun, nous nous abstenons de la décrire. Nous avons dit que Cantharellus tubiformis (syn. infundibuliformis) a deux variétés. L’une que nous ne connaissons pas, est Var. subramosus Bresadola, que cet auteur décrit et figure in Fung. Trident comme Var. d’infundibuliformis. Cette variété, par son pied rameux, farci-subcreux presque plein, nous parait s’éloigner davantage du type. L’autre que nous connaissons bien, est Var. lutescens Fries, variété assez rare, surtout caractérisée par sa couleur entièrement jaune plus ou moins vif, chapeau et plis compris, inodore comme le type. Il ne faut pas la confondre avec Cantharellus lutescens Fries ex Persoon, dont nous avons parlé au début de la présente Note. Nous récoltons cette Var. lutescens de Cantharellus tubiformis ci et là dans les sapinières du Jura neuchâtelois et l’avons aussi reçue de M. Josserand de Lyon où elle a été récoltée par M. Pocchet à Saint-Just-d’Avrey (Rhône), le 29 août 1927. Nous la figurerons dans les Icones Selectae Fungorum, Konrad et de la peptone à 1 % — milieu de choix pour beaucoup de Champignons du Jura 77 Cantharellus tubiformis Fries ex Bulliard, Var. lutescens Fries. — Chapeau peu charnu, presque membraneux, convexe-ombiliqué puis en entonnoir, enfin percé, jusqu’à 5 cm. assez régulier, légèrement floconneux, presque lisse, jaune-pâle, noircissant comme tous les champignons par décomposition à l’humidité, mais restant jaune en séchant par le sec; marge mince, enroulée, lobulée-festonnée — Plis épais, distants, décurrents, les uns simples, quelques autres bifurqués, d’un jaune un peu moins vif et plus sale que le chapeau et le pied. — Pied d’abord plein, puis tôt creux et en trompette avec le chapeau, subégal, parfois aminci, parfois épaissi à la base, souvent comprimé, lacunaire et épaissi au milieu, glabre, jaune plus ou moins vif, généralement plus pâle à la base. — Chair mince, blanc-jaunâtre pâle, douce, inodore. Spores hyalines, blanches en tas, ellipsoïdes-ovoïdes, lisses, à contenu granuleux, 9-11 x 7-8 p. Cystides nulles. — En troupes, à terre et sur les souches pourries dans les forêts de sapins et les bois feuillus. —
peu charnu, presque membraneux, convexe-ombiliqué puis en entonnoir, enfin percé, jusqu’à 5 cm. assez régulier, légèrement floconneux, presque lisse, jaune-pâle, noircissant comme tous les champignons par décomposition à l’humidité, mais restant jaune en séchant par le sec; marge mince, enroulée, lobulée-festonnée — Plis épais, distants, décurrents, les uns simples, quelques autres bifurqués, d’un jaune un peu moins vif et plus sale que le chapeau et le pied. — Pied d’abord plein, puis tôt creux et en trompette avec le chapeau, subégal, parfois aminci, parfois épaissi à la base, souvent comprimé, lacunaire et épaissi au milieu, glabre, jaune plus ou moins vif, généralement plus pâle à la base. — Chair mince, blanc-jaunâtre pâle, douce, inodore. Spores hyalines, blanches en tas, ellipsoïdes-ovoïdes, lisses, à contenu granuleux, 9-11 x 7-8 p. Cystides nulles. — En troupes, à terre et sur les souches pourries dans les forêts de sapins et les bois feuillus. — Été-automne. — Assez rare; beaucoup moins commun que le type. — Comestible; n’est nullement suspect ainsi que le disent certains auteurs (Quél, Ricken, etc.). Cet auteur fut le premier à en décrire la fructification conidienne ; il attribua le Champignon d’abord au genre Thamnomyces, en raison de la forme effilée de ses carpophores et de la disposition en surface de ses périthèces ; mais, dans la suite, il en est revenu, et il a du replacer l’espèce dans le genre Xylaria. Observations dans la nature D'après mes propres observations, le saprophyte fait son apparition peu de temps après les premières pluies d’automne. En 1928, par exemple, j’en ai trouvé les débuts vers la fin du mois d’octobre. À cette saison, il est confiné aux endroits les plus humides de la couche des feuilles mortes ; sa présence se manifeste uniquement par l’apparition de tracés noirs, irrégulièrement disséminés à la surface foliaire ; ensuite, le Champignon perce, de part et d’autre, les tissus envahis, pour produire ses carpophores, petites pointes coniques, roses au début, qui s’allongent rapidement, en prenant une teinte olivâtre ; seule la partie apicale garde sa couleur primitive. Leur nombre augmente dans la suite, et ils couvrent finalement
de ses carpophores et de la disposition en surface de ses périthèces ; mais, dans la suite, il en est revenu, et il a du replacer l’espèce dans le genre Xylaria. Observations dans la nature D'après mes propres observations, le saprophyte fait son apparition peu de temps après les premières pluies d’automne. En 1928, par exemple, j’en ai trouvé les débuts vers la fin du mois d’octobre. À cette saison, il est confiné aux endroits les plus humides de la couche des feuilles mortes ; sa présence se manifeste uniquement par l’apparition de tracés noirs, irrégulièrement disséminés à la surface foliaire ; ensuite, le Champignon perce, de part et d’autre, les tissus envahis, pour produire ses carpophores, petites pointes coniques, roses au début, qui s’allongent rapidement, en prenant une teinte olivâtre ; seule la partie apicale garde sa couleur primitive. Leur nombre augmente dans la suite, et ils couvrent finalement en masses compactes toute la face inférieure du limbe. Le maximum est atteint lorsqu’ils mesurent six centimètres de longueur sur un demi-millimètre d’épaisseur. Au courant du mois de décembre, ils produisent, au-dessous de leur sommet, des amas gris, pulvérulents, qui sont les conidies. Cette fructification, typique pour les stations humides, sous les broussailles par exemple, ne se maintient pas longtemps; elle est remplacée par la fructification ascosporée, qui s’ébauche en décembre, lorsqu’on maintient les carpophores en chambre humide ; dans ces conditions, leurs sommets se renflent et constituent des capitules subsphériques ou piriformes ; ceux-ci renferment des ascogones qui, à leur tour, produisent des périthèces. La forme parfaite atteint son plein développement après les grandes pluies de décembre, à un moment où la production des conidies est sur son déclin. Finalement les carpophores ascosporés disparaissent, à l’approche de la sécheresse estivale. Ils s’effritent, avec leur substratum, sans laisser de trace. Influence du milieu de culture sur la production des carpophores et des conidies Voilà comment se présente, dans la nature, le cycle évolutif du Xylaria sicula. En ce qui concerne la biologie du saprophyte, elle demeure entièrement inconnue, et je me suis posé comme tâche de l’élucider. Pour atteindre le
sous les broussailles par exemple, ne se maintient pas longtemps; elle est remplacée par la fructification ascosporée, qui s’ébauche en décembre, lorsqu’on maintient les carpophores en chambre humide ; dans ces conditions, leurs sommets se renflent et constituent des capitules subsphériques ou piriformes ; ceux-ci renferment des ascogones qui, à leur tour, produisent des périthèces. La forme parfaite atteint son plein développement après les grandes pluies de décembre, à un moment où la production des conidies est sur son déclin. Finalement les carpophores ascosporés disparaissent, à l’approche de la sécheresse estivale. Ils s’effritent, avec leur substratum, sans laisser de trace. Influence du milieu de culture sur la production des carpophores et des conidies Voilà comment se présente, dans la nature, le cycle évolutif du Xylaria sicula. En ce qui concerne la biologie du saprophyte, elle demeure entièrement inconnue, et je me suis posé comme tâche de l’élucider. Pour atteindre le but visé, l’obtention de cultures me paraissait primordiale. Or, tous mes essais ont échoué, au début, tant que j’ensemencerais sur milieux gelés (agar de feuilles d’olivier ou agar de malt) des conidies ou des ascospores. Cet échec était dû principalement à la présence d’impuretés qui pulluent sur les feuilles mortes où vit le saprophyte. L’ensemencement, fait aux stations mêmes du Champignon, m’a également donné des insuccès : les spores ont été supprimées, à bref délai par des contaminations étrangères. Afin d’obtenir un semis plus pur, j’ai dû me servir d’un autre matériel. Comme tel, j’ai choisi les tissus du carpophore, stérilisés superficiellement, à l’alcool. Après l’inoculation des fragments dans l’agar de malt il s’est produit un mycélium intramatriculaire, dont j’ai repéré, pour le repiquage, les pointes extrêmes. J’ai pu obtenir ainsi des colonies d’une pureté absolue. Celles-ci sont d’un gris cendré et couvrent à bref délai toute la surface du milieu. L’étude microscopique m’a démontré que la teinte grise provient de la formation de conidies mycéliennes, détachées d’un mycélium non différencié. Ensuite, après une huitaine de jours, on voit se produire sur toute la surface de la colonie, mais principalement aux bords, de nombreux corpuscules roses, localisés entre le verre
où vit le saprophyte. L’ensemencement, fait aux stations mêmes du Champignon, m’a également donné des insuccès : les spores ont été supprimées, à bref délai par des contaminations étrangères. Afin d’obtenir un semis plus pur, j’ai dû me servir d’un autre matériel. Comme tel, j’ai choisi les tissus du carpophore, stérilisés superficiellement, à l’alcool. Après l’inoculation des fragments dans l’agar de malt il s’est produit un mycélium intramatriculaire, dont j’ai repéré, pour le repiquage, les pointes extrêmes. J’ai pu obtenir ainsi des colonies d’une pureté absolue. Celles-ci sont d’un gris cendré et couvrent à bref délai toute la surface du milieu. L’étude microscopique m’a démontré que la teinte grise provient de la formation de conidies mycéliennes, détachées d’un mycélium non différencié. Ensuite, après une huitaine de jours, on voit se produire sur toute la surface de la colonie, mais principalement aux bords, de nombreux corpuscules roses, localisés entre le verre et la gélose. Ils s’allongent, pareillement aux carpophores sauvages, et prennent une teinte brun-olivâtre. Dans une autre série d’essais, j’ai pris comme milieu des feuilles d’olivier stériles, plongeant dans l'eau par leur base. Dans ces cultures, le mycélium était intramatriculaire et peu apparent, tandis que les carpophores étaient bien plus nombreux, couvrant en touffes massives tout le côté inférieur de la feuille. Tant que jeunes, ces organes sont orientés perpendiculairement au substratum ; mais ils se dirigent de bonne heure vers la source lumineuse, grâce à leur sensibilité phototropique très prononcée. Les carpophores sont, d’autre part, doués d’une sensibilité géotropique. Celle-ci se manifeste, lorsqu’on place en position inverse les cultures maintenues à l’obscurité. On voit alors se tourner vers le haut la partie en croissance des carpophores, c’est-à-dire leur pointe, sur une longueur de deux millimètres. Les réactions du Xylaria sicula en culture sont donc exactement pareilles à celles qu’il présente dans la nature : mycélium et carpophores ne s’y comportent pas différemment. Toutefois, les carpophores, obtenus en culture, sont dépourvus de conidies et d’ascospores. Pour les faire fructifier, j'ai varié, dans une large mesure, la composition de mes milieux gelés ; puis j’ai combiné ces derniers par paires, de
nombreux, couvrant en touffes massives tout le côté inférieur de la feuille. Tant que jeunes, ces organes sont orientés perpendiculairement au substratum ; mais ils se dirigent de bonne heure vers la source lumineuse, grâce à leur sensibilité phototropique très prononcée. Les carpophores sont, d’autre part, doués d’une sensibilité géotropique. Celle-ci se manifeste, lorsqu’on place en position inverse les cultures maintenues à l’obscurité. On voit alors se tourner vers le haut la partie en croissance des carpophores, c’est-à-dire leur pointe, sur une longueur de deux millimètres. Les réactions du Xylaria sicula en culture sont donc exactement pareilles à celles qu’il présente dans la nature : mycélium et carpophores ne s’y comportent pas différemment. Toutefois, les carpophores, obtenus en culture, sont dépourvus de conidies et d’ascospores. Pour les faire fructifier, j'ai varié, dans une large mesure, la composition de mes milieux gelés ; puis j’ai combiné ces derniers par paires, de manière à faire pousser le Champignon des uns aux autres. Enfin, j’ai incorporé aux géloses des feuilles stérilisées. Or, toutes ces variations des milieux de culture ne m’ont pas donné le résultat voulu. Pour cette raison j’ai recherché quelle pourrait être l’action des conditions physiques sur la fructification du Champignon. Je me suis demandé, en particulier, si l’incapacité de sporuler en milieu artificiel ne tenait pas à l’influence de l’humidité stagnante à l’intérieur des vases de culture. Pour trancher cette question j’ai placé, en chambre humide, des feuilles d’olivier ayant produit, en culture, des carpophores ; après quelques jours j’ai aéré cette chambre, en soulevant le couvercle; or l’exposition à l’atmosphère plus sèche du laboratoire a eu comme conséquence l’apparition des conidies, couvrant toute la partie subterminale des carpophores. En ce qui concerne la fructification ascosporée, sa production semble dépendre de conditions autres que celles qui déclenchent l'apparition des conidies. Il n’y en a pas eu la moindre trace, dans la plupart de mes milieux, malgré que j’eusse prolongé, pendant des mois, l’exposition périodique des cultures à la sécheresse. Les rendements que présentaient certains carpophores et qui auraient pu préluder à la naissance des périthèces, provenaient, en réalité, de leur
Je me suis demandé, en particulier, si l’incapacité de sporuler en milieu artificiel ne tenait pas à l’influence de l’humidité stagnante à l’intérieur des vases de culture. Pour trancher cette question j’ai placé, en chambre humide, des feuilles d’olivier ayant produit, en culture, des carpophores ; après quelques jours j’ai aéré cette chambre, en soulevant le couvercle; or l’exposition à l’atmosphère plus sèche du laboratoire a eu comme conséquence l’apparition des conidies, couvrant toute la partie subterminale des carpophores. En ce qui concerne la fructification ascosporée, sa production semble dépendre de conditions autres que celles qui déclenchent l'apparition des conidies. Il n’y en a pas eu la moindre trace, dans la plupart de mes milieux, malgré que j’eusse prolongé, pendant des mois, l’exposition périodique des cultures à la sécheresse. Les rendements que présentaient certains carpophores et qui auraient pu préluder à la naissance des périthèces, provenaient, en réalité, de leur contact avec la gélose et surtout avec les parois des tubes. Les capitules en question ont donné naissance à un nouveau mycélium. Cette réaction du champignon peut, par conséquent, être qualifiée de marcottage naturel. Je renvoie à plus tard la question de la fructification ascosporée du Xylaria sicula. Pour le moment, je reviens à notre point de départ : Quelle est l’action de la nature chimique du milieu sur le Champignon? Elle nous intéresse à plusieurs points de vue. J’ai indiqué brièvement, dans ce qui précède, que le Champignon s’adapte aux milieux les plus différents. Les géloses à décoctions (feuilles d’olivier, carottes, malt) semblent lui convenir tout particulièrement, vu qu’il y produit régulièrement des carpophores normaux. Sur certains milieux cependant, tel qu’un mélange d’agar de malt et de carottes, ces carpophores n’atteignent plus leur développement intégral, mais s’aplatissent contre les parois du verre pour constituer le liséré foncé, typique pour les colonies du saprophyte (fig. 1, PL I). Dans la suite j’ai étudié ses réactions sur les milieux à composition connue ; comme tels j’ai choisi les géloses synthétiques, signalées dans mes publications antérieures (voir ce Bulletin). Le résultat de ces expériences fut le suivant : le Xylaria sicula s’accommode
moment, je reviens à notre point de départ : Quelle est l’action de la nature chimique du milieu sur le Champignon? Elle nous intéresse à plusieurs points de vue. J’ai indiqué brièvement, dans ce qui précède, que le Champignon s’adapte aux milieux les plus différents. Les géloses à décoctions (feuilles d’olivier, carottes, malt) semblent lui convenir tout particulièrement, vu qu’il y produit régulièrement des carpophores normaux. Sur certains milieux cependant, tel qu’un mélange d’agar de malt et de carottes, ces carpophores n’atteignent plus leur développement intégral, mais s’aplatissent contre les parois du verre pour constituer le liséré foncé, typique pour les colonies du saprophyte (fig. 1, PL I). Dans la suite j’ai étudié ses réactions sur les milieux à composition connue ; comme tels j’ai choisi les géloses synthétiques, signalées dans mes publications antérieures (voir ce Bulletin). Le résultat de ces expériences fut le suivant : le Xylaria sicula s’accommode facilement des milieux synthétiques; sur certains d’entre eux il donne des carpophores qui, abstraction faite de leur stérilité, ne se distinguent guère des carpophores sauvages, Tel est le cas pl. I de la gélose renfermant du glucose à 0,1 % et de la peptone à 1 % — milieu de choix pour beaucoup de champignons. Lorsqu’on diminue au dixième la teneur en peptone, le nombre des carpophores se réduit considérablement et ceux-ci sont localisés sur le bord du milieu. L’importance de la source azotée ressort aussi des observations suivantes : la présence d’asparagine à 0,1 % fait généralement prédominer le mycélium; avec asparagine à 1 % et en même temps glucose à 1 % il y a bien production de carpophores, mais ceux-ci prennent un aspect anormal. Le KNO3, au contraire, exerce une action favorable sur le développement des carpophores. C’est ce que démontre la figure 2 qui représente une culture sur gélose synthétique renfermant 1 % de KNO3 et 0,1 % de glucose. Cependant l’augmentation de ce dernier à 1 % stimule la croissance végétative et les carpophores sont remplacés par une croûte brune sclérotique. Les carpophores sont très déformés en présence de (NH4)2SO4 comme source d’azote. Il en
choix pour beaucoup de champignons. Lorsqu’on diminue au dixième la teneur en peptone, le nombre des carpophores se réduit considérablement et ceux-ci sont localisés sur le bord du milieu. L’importance de la source azotée ressort aussi des observations suivantes : la présence d’asparagine à 0,1 % fait généralement prédominer le mycélium; avec asparagine à 1 % et en même temps glucose à 1 % il y a bien production de carpophores, mais ceux-ci prennent un aspect anormal. Le KNO3, au contraire, exerce une action favorable sur le développement des carpophores. C’est ce que démontre la figure 2 qui représente une culture sur gélose synthétique renfermant 1 % de KNO3 et 0,1 % de glucose. Cependant l’augmentation de ce dernier à 1 % stimule la croissance végétative et les carpophores sont remplacés par une croûte brune sclérotique. Les carpophores sont très déformés en présence de (NH4)2SO4 comme source d’azote. Il en subsiste quelques-uns entre la gélose et le verre, avec glucose à 1 % et de (NH4)2SO4, à 0,1 % (fig. 3); mais ils disparaissent entièrement avec une dose sous-optimale (0,1 %) de glucose. Les colonies sont alors constituées exclusivement d’un mycélium blanc intramatrical (fig. 4). Signalons, à cette occasion, que dans une autre série d’essais, la substitution du xylose au glucose a fourni des résultats analogues. L’observation suivant laquelle le (NH4)2SO4 stérilise le Xylaria sicula, a été le point de départ pour une nouvelle série d’essais. J’ai pris comme base la gélose ci-dessus renfermant 0,1 % de (NH4)2SO4 et de glucose. Pour déclencher la formation des carpophores sur ce milieu je lui fis subir, tout d’abord, de légères modifications. De cette façon je pouvais espérer obtenir des renseignements sur l’action morphogène spécifique des diverses substances. J’ai envisagé en premier lieu l’influence des matières végétales incorporées à cet agar. Dans ce but j’ai laissé pousser le mycélium de la gélose sur diverses feuilles stérilisées. Ces dernières appartenaient p. ex. à des représentants de la famille des Oleacées européa, Phillyrea media et Jasminum fruticans). Puis j’ai choisi des espèces à feuilles très minces (Urtica membranacea), ensuite des feuilles d’épaisseur moyenne (Rosa gallica,