jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
tout autrement les véritables carpophores. Leur origine est toujours intramatriciale. Ces organes résultent de l’enchevêtrement plectenchymateux des filaments mycéliens à un endroit quelconque du tissu foliaire. Ils constituent, dans leur ensemble, une ébauche en forme de dôme (fig. 21). Une première différenciation vient s’établir par la coloration brune des assises corticales. Cette différenciation de l’écorce est plus précoce, lorsque le carpophore se développe en profondeur, à l’intérieur de la gélose, où sa croissance est plus ou moins entravée (fig. 22). J'ai d’ailleurs retrouvé, dans la nature, exactement les mêmes ébauches : celles-ci s’étaient formées en profondeur, dans les tissus des feuilles envahies. D’autres analogies se présentent, lorsqu’on compare les carpophores adultes à ces mêmes organes cultivés. Seules, leurs parties apicales présentent la structure primitive de l’ébauche : Sur une coupe médiane, on voit les hyphes, à course longitudinale, très régulièrement disposées en éventail (fig. 23, pl. 11). On peut les suivre jusque dans la région basilaire, où elles maintiennent leur direction longitudinale ; elles s’élargissent considérablement, en particulier aux parois transversales, percées de canaux protoplasmiques ; en outre, elles constituent entre elles des fusions latérales. Vers la surface du carpophore, le diamètre de ces filaments va en diminuant. Enfin, la couche corticale est formée d’éléments étroits, à parois brunies (fig. 24, Pl. III). Des modifications se présentent d’une part dans la région subterminale, où naissent les conidies : Sur le cortex brun régénère une assise hyméniale de cellules à parois minces et à gros noyaux. Celles-ci s’allongent perpendiculairement à la surface du carpophore et donnent à leur sommet, par étranglement, des conidies globuleuses (fig. 25). D’autres modifications se manifestent dans les organes âgés ou étiolés : Il y a formation de larges cavités médullaires. En ce qui concerne les carpophores cultivés, ils se comportent de la même façon que les carpophores sauvages, auxquels s’applique la présente description. Les différences anatomiques sont insignifiantes, en principe. Dans une de mes cultures, renfermant 0,1 % de glucose et 1 % de KNO3, j’ai observé le fait suivant : Les carpophores produisaient plus tôt leurs lacunes médullaires et épaississaient considérablement leur cortex (fig. 26).
couche corticale est formée d’éléments étroits, à parois brunies (fig. 24, Pl. III). Des modifications se présentent d’une part dans la région subterminale, où naissent les conidies : Sur le cortex brun régénère une assise hyméniale de cellules à parois minces et à gros noyaux. Celles-ci s’allongent perpendiculairement à la surface du carpophore et donnent à leur sommet, par étranglement, des conidies globuleuses (fig. 25). D’autres modifications se manifestent dans les organes âgés ou étiolés : Il y a formation de larges cavités médullaires. En ce qui concerne les carpophores cultivés, ils se comportent de la même façon que les carpophores sauvages, auxquels s’applique la présente description. Les différences anatomiques sont insignifiantes, en principe. Dans une de mes cultures, renfermant 0,1 % de glucose et 1 % de KNO3, j’ai observé le fait suivant : Les carpophores produisaient plus tôt leurs lacunes médullaires et épaississaient considérablement leur cortex (fig. 26). Il me reste à décrire la structure de ces organes, lors de la fructification ascosporée ; celle-ci, on le sait, est précédée par un renflement apical. Dans les capitules ainsi constitués naissent tout d’abord des ascogones, disposés plus ou moins régulièrement en dessous de la surface brunie (fig. 27). Le renflement s’accentue davantage avec la maturation des loges ascifères. Celles-ci font finalement saillie à la surface, constituant des verrucosités, visibles à la loupe. Si, en général, l’allongement du capitule s’arrête avec la fructification, il n’en est pas toujours ainsi. Tel est le cas du carpophore sauvage que représente la figure 28. Ici, la pointe effilée maintient ses tissus à l’état embryonnaire. Comme je l’ai signalé à plusieurs reprises, la maturité complète des carpophores ascosporés n’a jamais été atteinte dans mes cultures. Fréquemment, les capitules demeurent entièrement stériles ou bien, tout au plus, ils produisent des ascogones normales. La fig. 29 en fournit un témoignage ; elle représente une coupe longitudinale médiane du carpophore cultivé, illustré par la fig. 15 ; les ascogones sont relativement puissants, comparés à ceux des carpophores sauvages. Le mamelonnement irrégulier de la surface prélude aux saillies des futurs ostioles. Mais leur développement s’arrête, dès à présent.
renflement s’accentue davantage avec la maturation des loges ascifères. Celles-ci font finalement saillie à la surface, constituant des verrucosités, visibles à la loupe. Si, en général, l’allongement du capitule s’arrête avec la fructification, il n’en est pas toujours ainsi. Tel est le cas du carpophore sauvage que représente la figure 28. Ici, la pointe effilée maintient ses tissus à l’état embryonnaire. Comme je l’ai signalé à plusieurs reprises, la maturité complète des carpophores ascosporés n’a jamais été atteinte dans mes cultures. Fréquemment, les capitules demeurent entièrement stériles ou bien, tout au plus, ils produisent des ascogones normales. La fig. 29 en fournit un témoignage ; elle représente une coupe longitudinale médiane du carpophore cultivé, illustré par la fig. 15 ; les ascogones sont relativement puissants, comparés à ceux des carpophores sauvages. Le mamelonnement irrégulier de la surface prélude aux saillies des futurs ostioles. Mais leur développement s’arrête, dès à présent. Conclusions Parmi les recherches expérimentales faites sur le genre Xylaria, je cite les publications de Brefeld, Guéguen et Bronsart. Ces auteurs ont été les premiers à étudier ses réactions en cultures artificielles. Ils ont choisi comme matériel d’étude les quatre espèces les plus fréquentes : Xylaria hypoxylon, polymorpha, digitata et arbuscula. Leurs résultats présentent de nombreuses analogies avec les miens. Les espèces européennes, de même que le Xylaria sicula, donnent, en culture, un mycélium d’aspect très varié : il est cotonneux et grisâtre, ou bien stromatique et noir, suivant les conditions nutritives du milieu. Ce mycélium donne, à sa surface, chez le Xylaria polymorpha, hypoxylon et sicula, une fructification conidienne primitive qui manque ailleurs. Par contre, dans la plupart des espèces, il y a formation, au contact du verre, de stromes rudimentaires, pareils à ceux du Xylaria sicula. En outre on assiste au développement des carpophores. Tant que jeunes, ils sont roses et tomenteux ; ils restent ainsi, quand la nutrition ou l’aération est mauvaise ; placés dans un milieu favorable, ils s’allongent et prennent une teinte plus foncée. La maturation des carpophores, chez les diverses espèces, se prête également à la comparaison. En atmosphère confinée, leur développement demeure incomplet
arbuscula. Leurs résultats présentent de nombreuses analogies avec les miens. Les espèces européennes, de même que le Xylaria sicula, donnent, en culture, un mycélium d’aspect très varié : il est cotonneux et grisâtre, ou bien stromatique et noir, suivant les conditions nutritives du milieu. Ce mycélium donne, à sa surface, chez le Xylaria polymorpha, hypoxylon et sicula, une fructification conidienne primitive qui manque ailleurs. Par contre, dans la plupart des espèces, il y a formation, au contact du verre, de stromes rudimentaires, pareils à ceux du Xylaria sicula. En outre on assiste au développement des carpophores. Tant que jeunes, ils sont roses et tomenteux ; ils restent ainsi, quand la nutrition ou l’aération est mauvaise ; placés dans un milieu favorable, ils s’allongent et prennent une teinte plus foncée. La maturation des carpophores, chez les diverses espèces, se prête également à la comparaison. En atmosphère confinée, leur développement demeure incomplet chez le Xylaria polymorpha comme chez le Xylaria sicula. Lorsque l’aération est meilleure, ces deux espèces donnent des conidies. Pour le Xylaria hypoxylon, Guéguen a obtenu la maturation des ascogones. Mais cette espèce ne lui a pas non plus donné de périthèces, exactement comme je l’ai constaté dans mes cultures du Xylaria sicula. Les analogies se poursuivent pour les caractères physiologiques des carpophores; grâce au phototropisme, en particulier de leur partie subterminale, ceux-ci s’orientent toujours dans la direction des rayons lumineux. Sensibles au contact, ils s’aplatissent contre les parois du verre et régénèrent un nouveau mycélium. Cette faculté de régénérescence que les carpophores partagent avec les sclérotes non différenciés, se maintient chez toutes les espèces, même après un séjour, souvent prolongé, en milieu complètement sec. Il est un autre fait important, qui démontre la parenté physiologique des espèces considérées : Le Xylaria sicula, de même que le X. hypoxylon, manifeste une grande sensibilité envers l’action nocive des sels d’ammonium ; ces deux espèces diffèrent par là du X. arbuscula, moins sensible à tous les points de vue (Bronsart). Les uns et les autres, xylophages ou non, ne présentent pas de prédilection spéciale pour le xylose (Molliard). Bien de particulier à
du Xylaria sicula. Les analogies se poursuivent pour les caractères physiologiques des carpophores; grâce au phototropisme, en particulier de leur partie subterminale, ceux-ci s’orientent toujours dans la direction des rayons lumineux. Sensibles au contact, ils s’aplatissent contre les parois du verre et régénèrent un nouveau mycélium. Cette faculté de régénérescence que les carpophores partagent avec les sclérotes non différenciés, se maintient chez toutes les espèces, même après un séjour, souvent prolongé, en milieu complètement sec. Il est un autre fait important, qui démontre la parenté physiologique des espèces considérées : Le Xylaria sicula, de même que le X. hypoxylon, manifeste une grande sensibilité envers l’action nocive des sels d’ammonium ; ces deux espèces diffèrent par là du X. arbuscula, moins sensible à tous les points de vue (Bronsart). Les uns et les autres, xylophages ou non, ne présentent pas de prédilection spéciale pour le xylose (Molliard). Bien de particulier à signaler quant à la structure anatomique des carpophores ; les différences entre les espèces sont plus quantitatives que qualitatives. Des ressemblances frappantes se présentent ensuite quant à la structure des carpophores anormaux, résultant des conditions défavorables. Plusieurs auteurs ont observé, en culture et dans la nature, de pareils carpophores, plus ou moins ramifiés ou aplatis. Selon Guéguen, ces anomalies résultent plutôt des conditions atmosphériques particulières que d’une défectuosité du substratum. Ainsi la saturation d’humidité de l’air provoque la formation de carpophores tomenteux ; ce fait a également été observé dans mes cultures. A côté de tous ces caractères qu’on peut considérer comme génériques, le Xylaria sicula en possède encore d’autres qui lui sont spécifiques. Je signale en premier lieu son développement rapide. Cette espèce m’a donné des carpophores, dès la deuxième semaine, alors que d’autres ne fructifient qu’après plusieurs semaines et même des mois. Cette particularité me semble être en rapport avec la brièveté de son existence ; le Champignon, comme je l’ai dit, est réduit à vivre, pendant la saison pluvieuse, sur un substratum relativement fragile. Ce même fait pourrait expliquer pourquoi notre espèce est moins soumise, en culture, aux influences saisonnières que les espèces européennes. Ces dernières, en
ou moins ramifiés ou aplatis. Selon Guéguen, ces anomalies résultent plutôt des conditions atmosphériques particulières que d’une défectuosité du substratum. Ainsi la saturation d’humidité de l’air provoque la formation de carpophores tomenteux ; ce fait a également été observé dans mes cultures. A côté de tous ces caractères qu’on peut considérer comme génériques, le Xylaria sicula en possède encore d’autres qui lui sont spécifiques. Je signale en premier lieu son développement rapide. Cette espèce m’a donné des carpophores, dès la deuxième semaine, alors que d’autres ne fructifient qu’après plusieurs semaines et même des mois. Cette particularité me semble être en rapport avec la brièveté de son existence ; le Champignon, comme je l’ai dit, est réduit à vivre, pendant la saison pluvieuse, sur un substratum relativement fragile. Ce même fait pourrait expliquer pourquoi notre espèce est moins soumise, en culture, aux influences saisonnières que les espèces européennes. Ces dernières, en effet, fructifient moins bien à certaines époques, alors que le Xylaria sicula donne toujours des carpophores, lorsque les conditions extrinsèques sont réalisées. Un autre caractère différentiel réside dans l’indépendance de ses carpophores vis-à-vis de l’influence formatrice de la lumière. Chez toutes les autres espèces, la lumière est nécessaire pour le développement des carpophores et, seul l’allongement peut s’effectuer à l’obscurité. Ce caractère spécifique du Xylaria sicula pourrait représenter une adaptation à son habitat dans les couches profondes des feuilles entassées. Laboratoire de Botanique à Alger. Janvier 1929. EXPLICATION DES PLANCHES PLANCHE I, Fig. 1. — Culture sur agar à base de décoction de malt et de carrottes (gr. nat.). 2 — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et KNO3 à 1 % (gr. nat.). 3. Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 4. — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 5. — Carpophore développé sur feuille d’iris albius incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 2 % (gr. 8). 6-7. Carpophores développés sur feuille d’Eriobotrya
développement des carpophores et, seul l’allongement peut s’effectuer à l’obscurité. Ce caractère spécifique du Xylaria sicula pourrait représenter une adaptation à son habitat dans les couches profondes des feuilles entassées. Laboratoire de Botanique à Alger. Janvier 1929. EXPLICATION DES PLANCHES PLANCHE I, Fig. 1. — Culture sur agar à base de décoction de malt et de carrottes (gr. nat.). 2 — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et KNO3 à 1 % (gr. nat.). 3. Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 4. — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 5. — Carpophore développé sur feuille d’iris albius incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 2 % (gr. 8). 6-7. Carpophores développés sur feuille d’Eriobotrya japonica incorporée à de l’agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 1 % (gross. 8). — Carpophore développé sur une branche d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 2 % (gross. 8). Carpophore développé sur feuille d’Eriobotrya japonica incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 1 % (gross. 8). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. nat.). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % + asparagine à 1 % (gr. nat.). — Carpophores de la culture fig. 10, vus au gross. de 6. — Carpophores de la culture fig. 11, vus au gross. de 6. — Carpophore ascosporé développé sur feuille verte d’olivier incorporée à de l’agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 % (gross. 3). — Carpophore ascosporé, développé sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du KNO3 à 0,1 % (gross. 10). — Conidies âgées de 2
d’Eriobotrya japonica incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 1 % (gross. 8). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. nat.). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % + asparagine à 1 % (gr. nat.). — Carpophores de la culture fig. 10, vus au gross. de 6. — Carpophores de la culture fig. 11, vus au gross. de 6. — Carpophore ascosporé développé sur feuille verte d’olivier incorporée à de l’agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 % (gross. 3). — Carpophore ascosporé, développé sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du KNO3 à 0,1 % (gross. 10). — Conidies âgées de 2 jours germant sur agar de malt (gr. 620). — Mycélium cultivé sur lame avec agar d’olivier (gr. 750). — Mycélium développé en culture à l’intérieur d’une feuille adulte d’olivier (gr. 1.000). Mycélium développé à l’intérieur d’une cellule épidermique d’une feuille adulte d’olivier (gr. 750). — Mycélium développé à la surface d’une feuille jeune d’olivier (gr. 360). — Carpophore sur agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. 475). — Pointe d’un carpophore c. long. (gr. 750). Base d’un carpophore sauvage, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore sauvage avec conidies c. long. (gr. 750). — Base d’un carpophore développé sur agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 %, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore ascosporé sauvage, c. long (gr. 220). — Carpophore ascosporé, sauvage, c. long (gr. 40). — Carpophore ascosporé de la figure 15, c. long (gr. 30). Note sur le Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Par M. et Mme FERNAND MOREAU Nous avons rencontré dans les tourbières des Monts Dore un Clitocybe aux caractères suivants : Chapeau de 4-5 cm. de diamètre, mince, hygrophane, jaune de miel pâle, pâlissant en séchant, à
d’une feuille jeune d’olivier (gr. 360). — Carpophore sur agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. 475). — Pointe d’un carpophore c. long. (gr. 750). Base d’un carpophore sauvage, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore sauvage avec conidies c. long. (gr. 750). — Base d’un carpophore développé sur agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 %, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore ascosporé sauvage, c. long (gr. 220). — Carpophore ascosporé, sauvage, c. long (gr. 40). — Carpophore ascosporé de la figure 15, c. long (gr. 30). Note sur le Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Par M. et Mme FERNAND MOREAU Nous avons rencontré dans les tourbières des Monts Dore un Clitocybe aux caractères suivants : Chapeau de 4-5 cm. de diamètre, mince, hygrophane, jaune de miel pâle, pâlissant en séchant, à bords ondulés, légèrement déprimé au centre, qui présente de petites écailles plus foncées que le chapeau. Lames espacées, inégales, les plus courtes attachées au bord du chapeau, faiblement décurrentes, blanches, lavées de rose dans le jeune âge, rosées et couvertes d’une farine blanche de spores dans la vieillesse. Pied grêle, renflé en bas, 5 à 6 cm. de long sur 6 mm. de large, fibrilleux, concolore au chapeau, plus pâle au sommet, plus foncé et même noircissant à la base, creux à l’état adulte. Chair mince, blanche, à odeur agréable de mousseron. Spores blanches en masse, ovales, apiculées, lisses, uniguttulées, de 8 à 9 µ sur 5 à 6 µ. Basides cylindriques de 28 à 40 µ et même 45 µ de long (longueur moyenne, 36 µ) et de 5 µ de largeur moyenne (extrême 4 et 7 µ). Hab. : parmi les Sphaignes, tourbières de Bourdouze et des Esclauzes, dans la partie méridionale des Monts Dore. Ces caractères permettent de rattacher notre Champignon à Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Il convient de distinguer l’espèce de Fries, dont la diagnose correspond sensiblement à nos exemplaires, sauf toutefois par l’odeur, que Fries dit « primo gratus, aniseus, demum feptens », et
renflé en bas, 5 à 6 cm. de long sur 6 mm. de large, fibrilleux, concolore au chapeau, plus pâle au sommet, plus foncé et même noircissant à la base, creux à l’état adulte. Chair mince, blanche, à odeur agréable de mousseron. Spores blanches en masse, ovales, apiculées, lisses, uniguttulées, de 8 à 9 µ sur 5 à 6 µ. Basides cylindriques de 28 à 40 µ et même 45 µ de long (longueur moyenne, 36 µ) et de 5 µ de largeur moyenne (extrême 4 et 7 µ). Hab. : parmi les Sphaignes, tourbières de Bourdouze et des Esclauzes, dans la partie méridionale des Monts Dore. Ces caractères permettent de rattacher notre Champignon à Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Il convient de distinguer l’espèce de Fries, dont la diagnose correspond sensiblement à nos exemplaires, sauf toutefois par l’odeur, que Fries dit « primo gratus, aniseus, demum feptens », et qui, ici, demeure agréable, et l’espèce que Bresadola a désignée du même nom. Nous avons étudié les caractères histologiques et cytologiques de ce Champignon. Dans les coupes, la chair du chapeau, peu épaisse, se montre formée par un plectenchyme aux cellules sensiblement isodiamétriques, au protoplasme pariétal, et binucléées ; les parois de ce parenchyme sont minces ; les cellules adjacentes laissent parfois entre elles des méats rectangulaires ou étoilés, que les membranes localement épaissies peuvent remplir. La surface du chapeau est occupée par les mêmes cellules, désorganisées. Dans l'épaisseur de la chair, les espaces intercellulaires se font ça et là plus grands et dépassent très largement l'étendue d'une des cellules avoisinantes. Cette même structure se prolonge dans l'axe des lamelles ; mais les éléments se montrent assez souvent allongés parallèlement à la surface de la lamelle et deviennent plus petits ; vers le bord libre de la lamelle, des éléments filamenteux isolés constituent seuls le médiostrate. De part et d'autre de ce dernier, s'étend un sous-hyménium dont les éléments enchevêtrés se montrent en coupe transversale isodiamétriques. L'hyménium est constitué par des basides cylindriques au sommet arrondi et productrices de quatre spores. L'arête des lamelles est homomorphe. Nous avons trouvé une
parois de ce parenchyme sont minces ; les cellules adjacentes laissent parfois entre elles des méats rectangulaires ou étoilés, que les membranes localement épaissies peuvent remplir. La surface du chapeau est occupée par les mêmes cellules, désorganisées. Dans l'épaisseur de la chair, les espaces intercellulaires se font ça et là plus grands et dépassent très largement l'étendue d'une des cellules avoisinantes. Cette même structure se prolonge dans l'axe des lamelles ; mais les éléments se montrent assez souvent allongés parallèlement à la surface de la lamelle et deviennent plus petits ; vers le bord libre de la lamelle, des éléments filamenteux isolés constituent seuls le médiostrate. De part et d'autre de ce dernier, s'étend un sous-hyménium dont les éléments enchevêtrés se montrent en coupe transversale isodiamétriques. L'hyménium est constitué par des basides cylindriques au sommet arrondi et productrices de quatre spores. L'arête des lamelles est homomorphe. Nous avons trouvé une fois une baside pourvue d'un septum transversal ; il s'agissait d'une baside âgée, dont le protoplasme, après la formation des spores, s'était rassemblé au sommet et avait sécrété à sa surface libre une membrane simulant une cloison, et qui peut être signalée comme exemple de membrane née à la surface d'un protoplasme nu. Les basides du Clitocybe ectypa nous ont montré de nombreuses boucles à leur base. Ce caractère, qui est de nature à diminuer la distance qu'on admet entre les Ascomycètes et les Basidiomycètes, si on reconnaît l'homologie des crochets d'Angédis et des anses pleurogènes, n'a été observé chez les Agaricinées qu'un petit nombre de fois, en particulier par Küitner et par notre élève Morin. Il est sans doute d'une assez grande généralité ; il est avantageux, pour l'observer, d'étudier des coupes faites à la main, bien plus favorables pour cette recherche que les coupes plus minces faites avec l'aide du microtome. Les spores du Clitocybe ectypa demeurent longtemps uninucléées, et leur noyau, central, correspond sans doute à la guttule qu'elles montrent dans un examen sur le frais. Enfin, le pied de Clitocybe ectypa est formé d'éléments allongés parallèlement à son axe, plus serrés à la périphérie, laissant des