jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
arrêt du développement [18]. Nous avons analysé la ploïdie de deux têtards et d’une grenouille parthénogénétiques et confirmé que, dans les trois cas, les parthénogénotes étaient diploïdes : la quantité d’ADN par cellule est comparable à celle de cellules de têtards fécondés (résultats non montrés). Ces développements tardifs sont donc probablement le résultat d’une diploïdisation du zygote, soit par la non expulsion du deuxième globule polaire après l’activation de l’ovocyte, soit par un défaut de segmentation des deux premiers blastomères [19, 20]. Cette deuxième possibilité pourrait être favorisée par la présence de centrioles « célibataires » dans les préparations de centrosomes utilisées [21]. Un ovocyte injecté avec un centriole unique ne pourrait organiser qu’un fuseau monopolaire à l’issue du premier cycle théorique de segmentation (100 min). Un nouveau cycle de duplication centrosomique serait nécessaire pour former un fuseau bipolaire fonctionnel. Deux cycles de duplication de l’ADN maternel se produiraient pendant cette période, rétablissant la diploïdie de l’embryon. Nous avons également montré qu’un décalage temporel entre l’activation de l’ovocyte et l’injection d’un centrôsome conduit à une diminution progressive du nombre de blastules, et que ce décalage entraîne des perturbations importantes dans le mode de segmentation de l’œuf. La position et l’orientation du fuseau mitotique a une influence directe sur la morphogenèse [22, 23]. Dans la plupart des espèces, en particulier chez le xénope, la première division de segmentation conduit à la formation de deux cellules filles de taille identique. Cette division symétrique résulte de la formation du premier fuseau mitotique au centre de l’œuf [5]. La migration jusqu’à une position centrale des deux prononcles requiert un réseau microtubulaire intact : une pression hydrostatique élevée appliquée pendant quelques minutes au cours de la migration des prononcles produit une dépolymérisation réversible des microtubules et provoque un clivage excentré au stade deux blastomères. Lorsque cet effet est prononcé et induit la formation de deux blastomères de taille très différente, des blastules partielles sont observées à l’issue de la segmentation [24]. Nos résultats montrent que l’on obtient aussi des blastules partielles en retardant expérimentalement le moment de la formation de l’aster. Ces deux résultats suggèrent
du fuseau mitotique a une influence directe sur la morphogenèse [22, 23]. Dans la plupart des espèces, en particulier chez le xénope, la première division de segmentation conduit à la formation de deux cellules filles de taille identique. Cette division symétrique résulte de la formation du premier fuseau mitotique au centre de l’œuf [5]. La migration jusqu’à une position centrale des deux prononcles requiert un réseau microtubulaire intact : une pression hydrostatique élevée appliquée pendant quelques minutes au cours de la migration des prononcles produit une dépolymérisation réversible des microtubules et provoque un clivage excentré au stade deux blastomères. Lorsque cet effet est prononcé et induit la formation de deux blastomères de taille très différente, des blastules partielles sont observées à l’issue de la segmentation [24]. Nos résultats montrent que l’on obtient aussi des blastules partielles en retardant expérimentalement le moment de la formation de l’aster. Ces deux résultats suggèrent que les modifications cytoplasmiques et corticales de l’œuf qui résultent de son activation peuvent modifier l’organisation spatiale et la migration de l’aster formé à partir du centrôsome injecté. L’aster ne migrerait pas au centre de l’ovocyte, formant ainsi deux blastomères de taille inégale (Fig. 3), eux-mêmes à l’origine d’une succession de divisions inégales aboutissant, comme dans les expériences de Briedis et Elinson [24], à la formation d’une région de l’ovocyte non clivée (blastule partielle). Nous avions montré que les centrosomes isolés de cellules humaines en G0, G1 et G2 étaient compétents, indiquant qu’indépendamment de leur état de duplication, ils étaient capables de se coupler à l’oscillateur cytoplasmique du premier cycle embryonnaire de l’ovocyte [11]. Dans les expériences présentées ici, la mise en route de l’horloge cytoplasmique, qui provoque un remaniement de l’organisation cytoplème de l’ovocyte, modifie indû 408 C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 405-410 Production de blastules chez le xénope Figure 3. Schéma hypothétique concernant l’obtention de blastules partielles. A. Lorsque l’injection d’un centrôsome a lieu au moment de l’activation de l’ovocyte, le centrôsome hétérologue forme un aster de microtubules, migre au centre de la cellule et se duplique. La formation du
de divisions inégales aboutissant, comme dans les expériences de Briedis et Elinson [24], à la formation d’une région de l’ovocyte non clivée (blastule partielle). Nous avions montré que les centrosomes isolés de cellules humaines en G0, G1 et G2 étaient compétents, indiquant qu’indépendamment de leur état de duplication, ils étaient capables de se coupler à l’oscillateur cytoplasmique du premier cycle embryonnaire de l’ovocyte [11]. Dans les expériences présentées ici, la mise en route de l’horloge cytoplasmique, qui provoque un remaniement de l’organisation cytoplème de l’ovocyte, modifie indû 408 C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 405-410 Production de blastules chez le xénope Figure 3. Schéma hypothétique concernant l’obtention de blastules partielles. A. Lorsque l’injection d’un centrôsome a lieu au moment de l’activation de l’ovocyte, le centrôsome hétérologue forme un aster de microtubules, migre au centre de la cellule et se duplique. La formation du fuseau au centre de l’ovocyte aboutit à la formation de deux blastomères égaux. B. En décalant l’activation et l’injection, le centrôsome forme un aster et se duplique mais ne migre pas au centre de l’ovocyte. La division asymétrique qui en résulte conduirait à une série de divisions asymétriques et à la formation d’une blastule partielle. directement le pouvoir morphogénétique des centrosomes G1 injectés après l’activation : des clivages ont lieu, mais la majorité des blastules sont partielles. L’ensemble de ces résultats montre que l’oscillateur biochimique de l’ovocyte domine l’ensemble des événements cellulaires précoces. Ce système expérimental souligne l’importance du couplage entre les événements cellulaires précoces au cours du premier cycle de segmentation : comme pour la fécondation, les remaniements cytoplasmiques de l’ovocyte dépendant de l’aster de microtubules sont nécessaires et suffisants pour la mise en place des axes embryonnaires au cours de la première segmentation et la mise en route du programme de développement à la transition blastuléenne. Pour atteindre cette transition, il faut évidemment que les segmentations aient lieu. Celles-ci sont elles aussi sous la dépendance du centrôsome et de son cycle de duplication. L’ensemble de ces expériences souligne le rôle potentiel du centrôsome des cellules animales comme instrument
la formation d’une blastule partielle. directement le pouvoir morphogénétique des centrosomes G1 injectés après l’activation : des clivages ont lieu, mais la majorité des blastules sont partielles. L’ensemble de ces résultats montre que l’oscillateur biochimique de l’ovocyte domine l’ensemble des événements cellulaires précoces. Ce système expérimental souligne l’importance du couplage entre les événements cellulaires précoces au cours du premier cycle de segmentation : comme pour la fécondation, les remaniements cytoplasmiques de l’ovocyte dépendant de l’aster de microtubules sont nécessaires et suffisants pour la mise en place des axes embryonnaires au cours de la première segmentation et la mise en route du programme de développement à la transition blastuléenne. Pour atteindre cette transition, il faut évidemment que les segmentations aient lieu. Celles-ci sont elles aussi sous la dépendance du centrôsome et de son cycle de duplication. L’ensemble de ces expériences souligne le rôle potentiel du centrôsome des cellules animales comme instrument morphogénétique orchestrant la division et la polarité cellulaires. ▼ Remerciements : nous remercions le Dr. Roger Karess pour la relecture attentive de la version anglaise de ce manuscrit. Ce travail a été réalisé grâce au soutien financier du Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS) et à une subvention « Biologie du Développement » du Ministère de la Recherche et de l’Espace (MRE). ABRIDGED VERSION The centrosome is a cytoplasmic central body tightly associated with the nucleus, duplicating once during each cell cycle and acting as a nucleating center for the microtubule network in both interphase and mitosis. Centrosome duplication encompasses the whole cell cycle [3] through a semi-conservative process [4] but the molecular mechanism is unknown [22]. During the first segmentation cycle of amphibian eggs, modifications of microtubule behavior and consequently cytoplasmic reorganization occur with cell cycle progression [5]. The mature amphibian egg lacks a functional centrosome and no cleavage occurs after activation of the egg by pricking or an electric shock [7, 8]. Normally, a functional centrosome is provided by the sperm at fertilization. However, isolated centrosomes from various species including human promote egg cleavage when injected into metaphase-arrested Xenopus eggs [1, 8-10]. This parthenogenetic development sometimes reached
Biologie du Développement » du Ministère de la Recherche et de l’Espace (MRE). ABRIDGED VERSION The centrosome is a cytoplasmic central body tightly associated with the nucleus, duplicating once during each cell cycle and acting as a nucleating center for the microtubule network in both interphase and mitosis. Centrosome duplication encompasses the whole cell cycle [3] through a semi-conservative process [4] but the molecular mechanism is unknown [22]. During the first segmentation cycle of amphibian eggs, modifications of microtubule behavior and consequently cytoplasmic reorganization occur with cell cycle progression [5]. The mature amphibian egg lacks a functional centrosome and no cleavage occurs after activation of the egg by pricking or an electric shock [7, 8]. Normally, a functional centrosome is provided by the sperm at fertilization. However, isolated centrosomes from various species including human promote egg cleavage when injected into metaphase-arrested Xenopus eggs [1, 8-10]. This parthenogenetic development sometimes reached tadpole stages [1, 10]. In this paper, we first describe the complete parthenogenetic development of an adult frog following injection of centrosomes isolated from human lymphoid cells into mature eggs. We then show that the capacity to induce cleavage decreased linearly with the time elapsing between egg activation and centrosome injection. A complete parthenogenetic development obtained after injection of heterologous centrosome into mature oocyte. In Xenopus eggs activated by pricking or an electric shock, the cell cycle resumes, leading to a cytoplasmic reorganization as shown by displacement of cortical pigment (Fig. 1 b), yet no cleavage occurs. Injection of centrosomes isolated from human lymphoid cells at the time of pricking leads to blastula formation (Fig. 1 c). For a mean number of 1 centrosome injected per oocyte, 62 % of injected oocytes developed into blastulas (Table I). In 6 experiments, the behavior of such blastulas was followed. 12 % of injected oocytes developed into parthenogenetic tadpoles (Table II). From one tadpole (Fig. 1 d) we obtained a complete metamorphosis to adult toad (Fig. 1e, f). For two tadpoles and one frog, the ploidy was comparable to that of fertilized frogs (not shown). Thus a diploidy may occur during the first
injection. A complete parthenogenetic development obtained after injection of heterologous centrosome into mature oocyte. In Xenopus eggs activated by pricking or an electric shock, the cell cycle resumes, leading to a cytoplasmic reorganization as shown by displacement of cortical pigment (Fig. 1 b), yet no cleavage occurs. Injection of centrosomes isolated from human lymphoid cells at the time of pricking leads to blastula formation (Fig. 1 c). For a mean number of 1 centrosome injected per oocyte, 62 % of injected oocytes developed into blastulas (Table I). In 6 experiments, the behavior of such blastulas was followed. 12 % of injected oocytes developed into parthenogenetic tadpoles (Table II). From one tadpole (Fig. 1 d) we obtained a complete metamorphosis to adult toad (Fig. 1e, f). For two tadpoles and one frog, the ploidy was comparable to that of fertilized frogs (not shown). Thus a diploidy may occur during the first cell cycle, but no experimental data allow us to conclude if it is a necessary condition for obtaining late stages of parthenogenetic development. The centrosome is required at the time of egg activation to obtain complete blastulas. Centrosomes were isolated from KE37 cells synchronized in G1 phase. A batch of Xenopus eggs was activated by an electric shock and an average of 1 centrosome per egg was injected at different times following egg activation. During the first half of the first cell cycle (0-50 min), the capacity to induce cleavage decreased linearly with the time elapsed between egg activation and centrosome injection (Fig. 2a). Moreover, the majority of blastulas obtained in these conditions were incomplete: a more or less large area of the blastula remained uncleaved, interfering with gastrulation and blocking further development. When a centrosome was injected 10 to 25 min after egg activation, less than 30 % of cleaving eggs produced total blastulas (Fig. 2b-d). After 25 min, cleaving eggs produced exclusively incomplete blastulas. A possible explanation for the production of incomplete blastulas might be the incorrect migration of the aster formed by the heterologous centrosome, leading to the formation of two unequal blastomeres (Fig. 3). Then, the
Xenopus eggs was activated by an electric shock and an average of 1 centrosome per egg was injected at different times following egg activation. During the first half of the first cell cycle (0-50 min), the capacity to induce cleavage decreased linearly with the time elapsed between egg activation and centrosome injection (Fig. 2a). Moreover, the majority of blastulas obtained in these conditions were incomplete: a more or less large area of the blastula remained uncleaved, interfering with gastrulation and blocking further development. When a centrosome was injected 10 to 25 min after egg activation, less than 30 % of cleaving eggs produced total blastulas (Fig. 2b-d). After 25 min, cleaving eggs produced exclusively incomplete blastulas. A possible explanation for the production of incomplete blastulas might be the incorrect migration of the aster formed by the heterologous centrosome, leading to the formation of two unequal blastomeres (Fig. 3). Then, the production of eccentric cleavage furrows would yield the observed partial blastulas (see also [23]). The capacity of centrosomes to induce egg cleavage was shown to be independent of the stage of cell cycle at the time of centrosome isolation [11]. How the nuclear and centrosome cycles are coupled is therefore a key issue [22]. These experiments thus highlight a potential role of the centrosome from animal cells as a morphogenetic determinant orchestrating cell division as well as cell polarity. RÉFÉRENCES 1. Bornens M., Paintrand M., Berges J., Marty M. C, Karsenti E. 1987. Structural and chemical characterization of isolated centrosomes. Cell Motil Cytoskeleton 8: 238-49. 2. Paintrand M., Moudjou M., Delacroix H., Bornens M. 1992. Centrosome organization and centriole architecture: their sensitivity to divalent cations. J. Cell Biol. 108: 107-28. 3. Kuriyama R., Borisy G. G. 1981. Centriole cycle in Chinese hamster ovary cells as determined by whole mount electron microscopy. J. Cell Biol. 91: 814-21. 4. Kochanski R. S., Borisy G. G. 1990. Mode of centriole duplication and distribution. J. Cell Biol. 109: 1599-1605. 5. Houliston E., Ellinson R. P. 1992. Microtubules and cytoplasmic reorganization in the frog egg. Current topics Dev. Biol. 26: 53-70. 6. Schroeder M. M.,
a key issue [22]. These experiments thus highlight a potential role of the centrosome from animal cells as a morphogenetic determinant orchestrating cell division as well as cell polarity. RÉFÉRENCES 1. Bornens M., Paintrand M., Berges J., Marty M. C, Karsenti E. 1987. Structural and chemical characterization of isolated centrosomes. Cell Motil Cytoskeleton 8: 238-49. 2. Paintrand M., Moudjou M., Delacroix H., Bornens M. 1992. Centrosome organization and centriole architecture: their sensitivity to divalent cations. J. Cell Biol. 108: 107-28. 3. Kuriyama R., Borisy G. G. 1981. Centriole cycle in Chinese hamster ovary cells as determined by whole mount electron microscopy. J. Cell Biol. 91: 814-21. 4. Kochanski R. S., Borisy G. G. 1990. Mode of centriole duplication and distribution. J. Cell Biol. 109: 1599-1605. 5. Houliston E., Ellinson R. P. 1992. Microtubules and cytoplasmic reorganization in the frog egg. Current topics Dev. Biol. 26: 53-70. 6. Schroeder M. M., Gard D. L. 1992. Organization and regulation of cortical microtubules during the first cell cycle of Xenopus eggs. Development 114: 699-709. 7. Hara K., Tydeman P., Kirschner M. W. 1980. A cytoplasmic clock with the same period as division cycle of Xenopus eggs. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77: 462-6. 8. Karsenti E., Newport J., Hubble R., Kirschner M. W. 1984. Interconversion of metaphase and interphase microtubule arrays as studied by the injection of centrosomes and nuclei into Xenopus eggs. J. Cell Biol. 98: 1730-45. 9. Maller J., Poccia D., Nishioka D., Kido P., Gerhart J., Hartman H. 1976. Spindle formation and cleavage in Xenopus eggs injected with centriole-containing fractions from sperm. Exp. Cell Res. 99: 285-94. 10. Tournier F., Komesli S., Paintrand M., Job D., Bornens M. 1991. Centrosome-induced parthenogenetic development of Xenopus eggs: structure-activity relationship. J. Cell Biol. 113: 1361-9. 11. Tournier F., Karsenti E., Bornens M. 1989. Parthenogenesis in Xenopus eggs injected with centrosomes from synchronized human lymphoid cells. Dev. Biol. 136: 321-9. 12. Klotz C, Dabauvalle M. C, Paintrand M., Weber H., Bornens M., Karsenti E. 1990. Parthenogenesis in Xenopus eggs requires centrosomal integrity. J. Cell Biol. 110: 405-15. 13. Kuriyama R. 1984. Activity and stability
8. Karsenti E., Newport J., Hubble R., Kirschner M. W. 1984. Interconversion of metaphase and interphase microtubule arrays as studied by the injection of centrosomes and nuclei into Xenopus eggs. J. Cell Biol. 98: 1730-45. 9. Maller J., Poccia D., Nishioka D., Kido P., Gerhart J., Hartman H. 1976. Spindle formation and cleavage in Xenopus eggs injected with centriole-containing fractions from sperm. Exp. Cell Res. 99: 285-94. 10. Tournier F., Komesli S., Paintrand M., Job D., Bornens M. 1991. Centrosome-induced parthenogenetic development of Xenopus eggs: structure-activity relationship. J. Cell Biol. 113: 1361-9. 11. Tournier F., Karsenti E., Bornens M. 1989. Parthenogenesis in Xenopus eggs injected with centrosomes from synchronized human lymphoid cells. Dev. Biol. 136: 321-9. 12. Klotz C, Dabauvalle M. C, Paintrand M., Weber H., Bornens M., Karsenti E. 1990. Parthenogenesis in Xenopus eggs requires centrosomal integrity. J. Cell Biol. 110: 405-15. 13. Kuriyama R. 1984. Activity and stability of centrosomes in Chinese hamster ovary cells in nucleation of microtubules in vitro. J. Cell Sci. 66: 277-95. 14. Mânes M. E., Barbieri E. D. 1977. On the possibility of sperm aster involvement in dorso-ventral polarization and pronuclear migration in the Amphibian egg. J. Embryol. Exp. Morph. 40: 187-97. 15. Steward-Savage J., Grey R. D. 1982. The temporal and spatial relationship between sperm trail formation, and pronuclear migration in the Amphibian egg. Wilhelm Roux's Arch. Dev. Biol. 191: 241-5. 16. Elinson R. P., Kao K. R. 1989. The location of dorsal information in frog early development. Dev. Growth Diff. 31: 423-30. 17. Houliston E., Elinson R. P. 1991. Evidence for the involvement of microtubules, ER, and kinesin in the cortical rotation of fertilized frog eggs. J. Cell Biol. 114: 1017-28. 18. Rostand J. 1968. La parthénogenèse (ou reproduction virginale) des vertébrés. Conférence du 30 novembre 1968. Palais de la Découverte, A345, 1969. 19. Dasgupta S. 1962. Induction of triploidy by hydrostatic pressure in the leopard frog, Rana pipiens. J. Exp. Zool. 151: 105-20. 20. Gillespie L. L., Armstrong J. B. 1981. Suppression of first cleavage in the Mexican axolotl Ambystoma mexicanum by heat shock or hydrostatic pressure. Exp. Zool. 218:
Steward-Savage J., Grey R. D. 1982. The temporal and spatial relationship between sperm trail formation, and pronuclear migration in the Amphibian egg. Wilhelm Roux's Arch. Dev. Biol. 191: 241-5. 16. Elinson R. P., Kao K. R. 1989. The location of dorsal information in frog early development. Dev. Growth Diff. 31: 423-30. 17. Houliston E., Elinson R. P. 1991. Evidence for the involvement of microtubules, ER, and kinesin in the cortical rotation of fertilized frog eggs. J. Cell Biol. 114: 1017-28. 18. Rostand J. 1968. La parthénogenèse (ou reproduction virginale) des vertébrés. Conférence du 30 novembre 1968. Palais de la Découverte, A345, 1969. 19. Dasgupta S. 1962. Induction of triploidy by hydrostatic pressure in the leopard frog, Rana pipiens. J. Exp. Zool. 151: 105-20. 20. Gillespie L. L., Armstrong J. B. 1981. Suppression of first cleavage in the Mexican axolotl Ambystoma mexicanum by heat shock or hydrostatic pressure. Exp. Zool. 218: 441-5. 21. Tournier F., Cyrklaff M., Karsenti E., Bornens M. 1991. Centrosomes competent for parthenogenesis in Xenopus eggs support budding in cell-free extracts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88: 9929-33. 22. Tournier F., Bornens M. 1994. Cell cycle regulation of centrosome function. Microtubules, Wiley-Liss Inc. Ed. Lloyd/Hyams 303-24. 23. Hyman A. A., Stearns T. 1992. Spindle positioning and cell polarity. Current Biology 2: 469-71. 24. Briedis A., Elinson R. P. 1982. Suppression of male pronuclear movement in frog eggs by hydrostatic pressure and deuterium oxide yields gynogenetic haploids. J. Exp. Zool. 222: 45-57. 25. Félix M. A., Antony C, Wright M., Maro B. 1994. Centrosome assembly in vitro: role of α-tubulin recruitment in Xenopus sperm aster formation. J. Cell Biol. 124: 19-31. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 411-8 Biologie et pathologie animale/Animal biology and pathology Effet d'extraits de glandes du sinus sur la physiologie osmoregulatrice des branchies perfusées du crabe Pachygrapsus marmoratus Effect of sinus gland extracts on the osmoregulatory physiology of perfused gills from the crab Pachygrapsus marmoratus CÉLINE PIERROT (1), ERIK ECKHARDT (2), FRANÇOIS VAN HERP (2), MIREILLE CHARMANTIER-DAURES (1), GUY CHARMANTIER (1), JEAN-PAUL TRILLES (1), PIERRE THUET (1) 1 Laboratoire d'Écophysiologie des Invertébrés,