jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
[(3), (4)]]; on rencontre, dans tous les cas, un épithélium glandulaire unistratifié formé de cellules de différentes hauteurs disposées autour d'une cavité centrale et qui sont le siège d'une importante synthèse protéinique. Chez les Asilides, nous observons donc, au niveau de cet épithélium, une dualité cellulaire, chaque type sécrétant sans doute différentes protéines qui interviennent soit dans la composition finale du venin, soit dans l'élaboration des enzymes protéolytiques. Mais nous n'excluons pas la possibilité de l'existence d'un seul type cellulaire présentant différents états physiologiques au cours du cycle sécrétoire, éventualité que nous contrôlerons par l'obtention de nouvelles images. L'intense activité protéinique observée est en accord avec nos connaissances sur la composition biochimique de certains venins composés exclusivement d'un grand nombre de protéines. Il semblerait que l'épithélium sécrète continuellement et que les lumières glandulaires puis les canaux, qui se prolongent jusqu'à la pompe salivaire, constituent un réservoir de venin intervenant dans la capture des proies au cours des nombreux repas journaliers de l'Insecte (au nombre de 6 à 10, chez A. bayardi). Séance du 3 janvier 1977. (1) D. KAHAN, Israel. J. Zool., 13, (2), 1964, p. 47-57. (2) W. B. OWSLEY, Ann. Ent. Soc. Amer., 39, 1946, p. 33-68. (3) J. J. Musso, Ann. Soc. Ent. Fr., 4, (1), 1968, p. 245-255. (4) J. J. Musso, Ann. Soc. Ent. Fr., 5, (4), 1969, p. 975-981. (5) Y. BEN-SHAUL, S. H. LIFSHITZ et E. KOCHVA, Toxins of Animal and Plant Origin, II, n° 3, 1971, p. 87-105. (6) H. L. KEEGAN et W. R. LOCKWOOD, Amer. Trop. Med. Hyg., 20, n° 5, 1971, p. 770-785. (7) J. E. MAZURKIEWICZ et E. M. BERTKE, J. morph., 137, n° 3, 1972, p. 365-384. (8) J. Kovoor, Ann. Sc. nat. zool., 15, 1973, p. 201-220. (9) H. WARSHAWSKY, A. HADDAD, R. P. GONCALVES, V. VALERI et F. L. DE LUCCA, Amer. J. Anat., 138, n° 1, 1973, p. 79-119. Station Marine d'Endoume, rue de la Batterie des Lions, 13007 Marseille et Faculté des Sciences et Techniques de Saint-Jérôme, Laboratoire de Biologie animale (Écologie), rue Henri-Poincaré, 13397 Marseille Cedex 4. CYTOPHYSIOLOGIE. — Localisation en microscopies
J. J. Musso, Ann. Soc. Ent. Fr., 4, (1), 1968, p. 245-255. (4) J. J. Musso, Ann. Soc. Ent. Fr., 5, (4), 1969, p. 975-981. (5) Y. BEN-SHAUL, S. H. LIFSHITZ et E. KOCHVA, Toxins of Animal and Plant Origin, II, n° 3, 1971, p. 87-105. (6) H. L. KEEGAN et W. R. LOCKWOOD, Amer. Trop. Med. Hyg., 20, n° 5, 1971, p. 770-785. (7) J. E. MAZURKIEWICZ et E. M. BERTKE, J. morph., 137, n° 3, 1972, p. 365-384. (8) J. Kovoor, Ann. Sc. nat. zool., 15, 1973, p. 201-220. (9) H. WARSHAWSKY, A. HADDAD, R. P. GONCALVES, V. VALERI et F. L. DE LUCCA, Amer. J. Anat., 138, n° 1, 1973, p. 79-119. Station Marine d'Endoume, rue de la Batterie des Lions, 13007 Marseille et Faculté des Sciences et Techniques de Saint-Jérôme, Laboratoire de Biologie animale (Écologie), rue Henri-Poincaré, 13397 Marseille Cedex 4. CYTOPHYSIOLOGIE. — Localisation en microscopies photonique et électronique de l'activité cholinestérasique chez un Invertébré marin (Nereis Pelagica L., Annélide polychète). Note de Nicole Dhainaut-Courtois, transmise par M. Maurice Durchon. Il a été démontré la présence d'importantes activités cholinest Celles-ci révèlent peut-être l'existence d'un système nerveux cholinergique dont le contrôle s'exercerait dans des secteurs très variés (centres nerveux centraux, musculature, etc.). High specific and nonspecific cholinesterase activities have been demonstrated in the whole nervous system of Nereis. These might reveal the existence of a cholinergic nervous system whose control would be exerted in different sites (central nervous centers, muscular junctions...). L'intérêt que de nombreux chercheurs ont porté durant ces dernières années à la démonstration d'un système cholinergique chez certains Invertébrés a permis de faire progresser rapidement nos connaissances dans ce domaine. En ce qui concerne les Annélides, les études ont surtout été réalisées chez les Hirudinées et les Oligochètes dont certains représentants offrent l'avantage de permettre une approche physiologique. Pour les Polychètes, les travaux sont par contre rares. Il convient toutefois d'insister sur le fait que l'analyse biochimique a révélé chez les espèces étudiées la présence d'acétylcholine; il a été démontré par ailleurs que celle-ci a un effet excitateur, au niveau de la musculature, par exemple.
(centres nerveux centraux, musculature, etc.). High specific and nonspecific cholinesterase activities have been demonstrated in the whole nervous system of Nereis. These might reveal the existence of a cholinergic nervous system whose control would be exerted in different sites (central nervous centers, muscular junctions...). L'intérêt que de nombreux chercheurs ont porté durant ces dernières années à la démonstration d'un système cholinergique chez certains Invertébrés a permis de faire progresser rapidement nos connaissances dans ce domaine. En ce qui concerne les Annélides, les études ont surtout été réalisées chez les Hirudinées et les Oligochètes dont certains représentants offrent l'avantage de permettre une approche physiologique. Pour les Polychètes, les travaux sont par contre rares. Il convient toutefois d'insister sur le fait que l'analyse biochimique a révélé chez les espèces étudiées la présence d'acétylcholine; il a été démontré par ailleurs que celle-ci a un effet excitateur, au niveau de la musculature, par exemple. En outre, la localisation d'activités cholinestérasiques au niveau du système nerveux d'une Annélide polychète (Glycera convoluta K.) a été effectuée récemment en microscopie photonique. Durant ces dernières années, l'emploi de techniques cytochimiques variées nous a permis d'émettre l'hypothèse de la présence simultanée chez la Nereis, de monoamines biogènes, d'acide γ-aminobutyrique et d'un système cholinergique. Nous nous proposons ici de décrire les principaux sites d'action cholinestérasique que nous avons observés aux microscopes photonique et électronique dans les systèmes nerveux central et périphérique de Nereis pelagica L. MATÉRIEL ET TECHNIQUES. — Des prostomiums, des métamères et des pharynx de Nereis pelagica L., atoques et épitoques, ont été utilisés pour l'étude des systèmes nerveux central et périphérique. Pour la détection de l'activité cholinestérasique, nous avons appliqué dans les conditions définies par les auteurs : (a) la technique de Gwyn et Heardman, variante de celle de Koelle et Friedenwald, pour la microscopie photonique; (b) la technique de Karnovsky et Roots pour la microscopie électronique. Nous avons employé comme substrat l'acétylthiocholine (Calbiochem.) et pour les contrôles l'ésérine qui bloque toute activité cholinestérasique, l'iso-OMPA et le BW 284C51 qui inhibent respectivement les cholinestérases non spécifiques et spécifiques. Esérine, iso-OMPA et BW ont généralement été utilisés à
et d'un système cholinergique. Nous nous proposons ici de décrire les principaux sites d'action cholinestérasique que nous avons observés aux microscopes photonique et électronique dans les systèmes nerveux central et périphérique de Nereis pelagica L. MATÉRIEL ET TECHNIQUES. — Des prostomiums, des métamères et des pharynx de Nereis pelagica L., atoques et épitoques, ont été utilisés pour l'étude des systèmes nerveux central et périphérique. Pour la détection de l'activité cholinestérasique, nous avons appliqué dans les conditions définies par les auteurs : (a) la technique de Gwyn et Heardman, variante de celle de Koelle et Friedenwald, pour la microscopie photonique; (b) la technique de Karnovsky et Roots pour la microscopie électronique. Nous avons employé comme substrat l'acétylthiocholine (Calbiochem.) et pour les contrôles l'ésérine qui bloque toute activité cholinestérasique, l'iso-OMPA et le BW 284C51 qui inhibent respectivement les cholinestérases non spécifiques et spécifiques. Esérine, iso-OMPA et BW ont généralement été utilisés à la concentration de 10-4 M durant 30 mn avant l'incubation des coupes à 4 ou à 20°C dans le milieu contenant le substrat. RÉSULTATS. — I. Réaction totale. — A. Système nerveux central. — 1. Microscopie photonique. — Avec le protocole utilisé, une activité cholinestérasique importante est révélée aussi bien dans le cerveau que dans le ganglion sous-œsophagien et la chaîne nerveuse (pl. 1, fig. 3; pl. II, fig. 5 et 6). Dans les trois secteurs, l'intensité et la localisation de la réaction sont sensiblement les mêmes; celle-ci est apparemment nulle dans les péricaryons EXPLICATION DES PLANCHES ac, acicule; Ax, axone ou terminaison axonale; C, cerveau; cc, cirre crénelé (Heteronereis mâle); ch, chaîne nerveuse; CN, cellule nerveuse; CNS, cellule de type neurosécrétoire; Co, Collagène; CP, corps pédonculés; cv, cirre ventral; D, emplacement du dissépiment; Ep, épiderme; E sy, espace synaptique; fe, myofilament épais; ff, myofilament fin; Gl, ganglion sous-œsophagien; gl P, ganglion parapodial; gl Pa, ganglion innervant les paragnathes; I, intestin; M, musculature; Ma, mâchoire; Me, muscles circulaires; Me, métamère; MI, muscles longitudinaux; mvc, microvésicule claire; mvd, microvésicule à grain dense; n, neuropile; N, trajet nerveux; N 1, N II, N IV, nerfs I, II et IV: ne, neuropode; ng,
dans le cerveau que dans le ganglion sous-œsophagien et la chaîne nerveuse (pl. 1, fig. 3; pl. II, fig. 5 et 6). Dans les trois secteurs, l'intensité et la localisation de la réaction sont sensiblement les mêmes; celle-ci est apparemment nulle dans les péricaryons EXPLICATION DES PLANCHES ac, acicule; Ax, axone ou terminaison axonale; C, cerveau; cc, cirre crénelé (Heteronereis mâle); ch, chaîne nerveuse; CN, cellule nerveuse; CNS, cellule de type neurosécrétoire; Co, Collagène; CP, corps pédonculés; cv, cirre ventral; D, emplacement du dissépiment; Ep, épiderme; E sy, espace synaptique; fe, myofilament épais; ff, myofilament fin; Gl, ganglion sous-œsophagien; gl P, ganglion parapodial; gl Pa, ganglion innervant les paragnathes; I, intestin; M, musculature; Ma, mâchoire; Me, muscles circulaires; Me, métamère; MI, muscles longitudinaux; mvc, microvésicule claire; mvd, microvésicule à grain dense; n, neuropile; N, trajet nerveux; N 1, N II, N IV, nerfs I, II et IV: ne, neuropode; ng, névroglie; no, notopode; N Ph, nerf pharyngien longitudinal; Oa, œil antérieur; Op, œil postérieur; P, parapode; Pa, paragnathe; Ph, pharynx; s, soie; s ng, grain de sécrétion de nature gliale. Planche I Activité cholinestérasique au niveau du système nerveux central et du pharynx de N. pelagica. Fig. 1. — Microscopie photonique. Cerveau. Coupe horizontale soumise à l'action préalable de l'ésérine avant incubation dans le milieu. —>•. direction antéro-postérieure (G x 110). Fig. 2. — Microscopie électronique. Neuropile dans le cerveau. Réaction totale. ★, figure présynaptique; --+. réaction positive dans les espaces inter-axonaux (G x 31 000). Fig. 3. — Microscopie photonique. Coupe transversale au niveau de la chaîne nerveuse. Réaction totale. Remarquer la réaction très importante dans la névroglie mais relativement faible dans le neuropile. --+. direction dorso-ventrale (G x 110). Fig. 4. — Microscopie photonique. Coupe transversale de la région céphalique et du pharynx soumise à l'action de l'ésérine (conc. 10M; durée 30 mn) avant incubation dans le milieu. La réaction est nulle au niveau des nerfs épidermiques et pharyngiens : elle persiste très faiblement au niveau du cerveau. --+. direction antéro-postérieure (G x 30). Fig. 5 et 6. — Microscopie photonique. Coupes horizontales de pharynx. Réaction totale. Figure
photonique. Cerveau. Coupe horizontale soumise à l'action préalable de l'ésérine avant incubation dans le milieu. —>•. direction antéro-postérieure (G x 110). Fig. 2. — Microscopie électronique. Neuropile dans le cerveau. Réaction totale. ★, figure présynaptique; --+. réaction positive dans les espaces inter-axonaux (G x 31 000). Fig. 3. — Microscopie photonique. Coupe transversale au niveau de la chaîne nerveuse. Réaction totale. Remarquer la réaction très importante dans la névroglie mais relativement faible dans le neuropile. --+. direction dorso-ventrale (G x 110). Fig. 4. — Microscopie photonique. Coupe transversale de la région céphalique et du pharynx soumise à l'action de l'ésérine (conc. 10M; durée 30 mn) avant incubation dans le milieu. La réaction est nulle au niveau des nerfs épidermiques et pharyngiens : elle persiste très faiblement au niveau du cerveau. --+. direction antéro-postérieure (G x 30). Fig. 5 et 6. — Microscopie photonique. Coupes horizontales de pharynx. Réaction totale. Figure 5 : région très ventrale; figure 6 région moyenne, --+ , direction antéro-postérieure; emplacement des mâchoires (fig. 5 : G x 110; fig. 6 : G x 30). Planche II Activité cholinestérasique au niveau de métamères de N. pelagica atoque (fig. 1 à 6) et épitoque (fig. 7 et 8). Fig. 1. — Microscopie photonique. Détail de la figure 4. Innervation de muscles circulaires ventraux au niveau de 3 métamères. --+. direction antéro-postérieure; *, innervation (G x 110). Fig. 2. — Microscopie électronique. Jonction neuro-musculaire. Remarquer la réaction importante au niveau de l'espace synaptique (cf. détail de cette zone, Pl. III, fig. 2, e sy), et, assez fréquemment, dans les espaces inter-axonaux. Une légère diffusion de l'enzyme est visible dans le collagène voisin. —>•, espace synaptique; * espaces situés entre deux terminaisons axonales ou une terminaison et un élément glial (G x 30 000). Fig. 3. — Microscopie photonique. Innervation d'un parapode de Nereis atoque (G x 30). Fig. 4 et 5. — Microscopie photonique. Coupes horizontales de métamères. Figure 4 : région très ventrale; figure 5 : zone légèrement plus dorsale. --+, direction antéro-postérieure; D, emplacement du dissépiment; N I, N II, N IV, emplacement des nerfs I, II,
Fig. 1. — Microscopie photonique. Détail de la figure 4. Innervation de muscles circulaires ventraux au niveau de 3 métamères. --+. direction antéro-postérieure; *, innervation (G x 110). Fig. 2. — Microscopie électronique. Jonction neuro-musculaire. Remarquer la réaction importante au niveau de l'espace synaptique (cf. détail de cette zone, Pl. III, fig. 2, e sy), et, assez fréquemment, dans les espaces inter-axonaux. Une légère diffusion de l'enzyme est visible dans le collagène voisin. —>•, espace synaptique; * espaces situés entre deux terminaisons axonales ou une terminaison et un élément glial (G x 30 000). Fig. 3. — Microscopie photonique. Innervation d'un parapode de Nereis atoque (G x 30). Fig. 4 et 5. — Microscopie photonique. Coupes horizontales de métamères. Figure 4 : région très ventrale; figure 5 : zone légèrement plus dorsale. --+, direction antéro-postérieure; D, emplacement du dissépiment; N I, N II, N IV, emplacement des nerfs I, II, IV (fig. 4 G x 30; fig. 5 G x 30). Fig. 6. — Microscopie photonique. Coupe transversale d’un métamère de Nereis atoke. Réaction totale. Remarquer la réaction intense au niveau : 1° de la chaîne nerveuse; 2° du nerf II et du ganglion parapodial; 3° des nerfs I et IV qui innervent les muscles circulaires et longitudinaux, et, probablement aussi, la zone située à la base des acicules. +, direction dorso-ventrale; *, base des acicules (G x 30). Fig. 7 et 8. — Microscopie photonique. Coupes longitudinales dans un parapode de Nereis épitoque. Remarquer l’innervation, à partir du ganglion parapodial, du cirre ventral et du cirre dorsal crénelé; on notera également la présence d’un renflement nerveux à la base de ce cirre (*) (G x 30). Planche III Étude en microscopie électronique : 1° de l’activité cholinestérasique dans le cerveau (fig. 1 et 4) et dans un nerf épidermique périphérique (fig. 3); 2° d’une jonction neuro-musculaire. Fig. 1, 3 et 4. — Remarquer la localisation de l’activité dans les espaces situés entre les cellules névrogliques (fig. 1 et 4) ou des fibres nerveuses (fig. 3). Les grains de sécrétion et les filaments gliaux ne présentent pas de réaction. *,
IV qui innervent les muscles circulaires et longitudinaux, et, probablement aussi, la zone située à la base des acicules. +, direction dorso-ventrale; *, base des acicules (G x 30). Fig. 7 et 8. — Microscopie photonique. Coupes longitudinales dans un parapode de Nereis épitoque. Remarquer l’innervation, à partir du ganglion parapodial, du cirre ventral et du cirre dorsal crénelé; on notera également la présence d’un renflement nerveux à la base de ce cirre (*) (G x 30). Planche III Étude en microscopie électronique : 1° de l’activité cholinestérasique dans le cerveau (fig. 1 et 4) et dans un nerf épidermique périphérique (fig. 3); 2° d’une jonction neuro-musculaire. Fig. 1, 3 et 4. — Remarquer la localisation de l’activité dans les espaces situés entre les cellules névrogliques (fig. 1 et 4) ou des fibres nerveuses (fig. 3). Les grains de sécrétion et les filaments gliaux ne présentent pas de réaction. *, zone présynaptique (fig. 1 : G x 12 000; fig. 3 : G x 30 000; fig. 4 : G x 12 000). Fig. 2. — Détail d’une jonction neuro-musculaire. *, figure présynaptique (G x 105 000). neuronaux, faible dans le neuropile, forte dans la névroglie, en particulier au voisinage immédiat des cellules nerveuses (pl. I,fig, 3). 2. Microscopie électronique. — Les examens à l’échelle ultrastructurale corroborent ceux qui ont été réalisés au microscope photonique; ils permettent en outre de mieux préciser les sites d'activité (pl. I,fig. 2; pl. III,fig. 1 et 4). B. Système nerveux périphérique. — 1. Microscopie photonique. — (a) Région céphalique. Les principaux nerfs qui innervent les antennes, les palpes et les cirres tentaculaires donnent une réaction intense jusqu’au plexus épidermique. (b) Métamères. Les nerfs segmentaires issus de chaque ganglion de la chaîne nerveuse réagissent fortement (pl. II, fig. 1, 2, 3, 5, 6, 7 et 8). (c) Pharynx. Les principaux troncs nerveux qui innervent la paroi musculaire interne, les mâchoires et les paragnathes possèdent également une forte activité cholinestérasique; le ganglion voisin des paragnathes réagit également (pl. I, fig. 5 et 6). 2. Microscopie électronique. — De petits nerfs situés à la base de l’épiderme
immédiat des cellules nerveuses (pl. I,fig, 3). 2. Microscopie électronique. — Les examens à l’échelle ultrastructurale corroborent ceux qui ont été réalisés au microscope photonique; ils permettent en outre de mieux préciser les sites d'activité (pl. I,fig. 2; pl. III,fig. 1 et 4). B. Système nerveux périphérique. — 1. Microscopie photonique. — (a) Région céphalique. Les principaux nerfs qui innervent les antennes, les palpes et les cirres tentaculaires donnent une réaction intense jusqu’au plexus épidermique. (b) Métamères. Les nerfs segmentaires issus de chaque ganglion de la chaîne nerveuse réagissent fortement (pl. II, fig. 1, 2, 3, 5, 6, 7 et 8). (c) Pharynx. Les principaux troncs nerveux qui innervent la paroi musculaire interne, les mâchoires et les paragnathes possèdent également une forte activité cholinestérasique; le ganglion voisin des paragnathes réagit également (pl. I, fig. 5 et 6). 2. Microscopie électronique. — De petits nerfs situés à la base de l’épiderme peuvent présenter une réaction. Dans ce cas, l’image obtenue (pl. III, fig. 3) est très semblable à celle qui a été décrite pour le neuropile (pl. 1, fig. 2). La morphologie des jonctions neuro-musculaires (11) et la capacité pour certaines de capter la 5-hydroxytryptamine tritiée (6) ont été décrites ailleurs (10). Il nous semble intéressant néanmoins de présenter ici les différents éléments constitutifs de telles jonctions, l’espace synaptique en particulier (pl. III, fig. 2), pour aider à la compréhension de la réaction illustrée sur la planche II (fig. 2). II. Contrôle par les inhibiteurs. — A. Esérine. — Nous avons remarqué qu’une action ménagée de l’ésérine (concentration 10-5 M, durée 30 mn) supprime d’abord l’activité au niveau de la névroglie et permet d’observer d’une façon plus précise l’activité cholinestérasique propre au neuropile ainsi qu’aux racines des nerfs de la région céphalique (pl. 1, fig. 1). Une concentration supérieure (10-4 M), de même qu’une action plus longue de l’ésérine, supprime néanmoins toute réaction dans l’ensemble du système nerveux central (pl. 1, fig. 4) et périphérique. B. Iso-OMPA. — L’action de cet inhibiteur affaiblit peu l’intensité de la réaction, même au niveau de la névroglie. C. BW. — La réaction observée est
(10). Il nous semble intéressant néanmoins de présenter ici les différents éléments constitutifs de telles jonctions, l’espace synaptique en particulier (pl. III, fig. 2), pour aider à la compréhension de la réaction illustrée sur la planche II (fig. 2). II. Contrôle par les inhibiteurs. — A. Esérine. — Nous avons remarqué qu’une action ménagée de l’ésérine (concentration 10-5 M, durée 30 mn) supprime d’abord l’activité au niveau de la névroglie et permet d’observer d’une façon plus précise l’activité cholinestérasique propre au neuropile ainsi qu’aux racines des nerfs de la région céphalique (pl. 1, fig. 1). Une concentration supérieure (10-4 M), de même qu’une action plus longue de l’ésérine, supprime néanmoins toute réaction dans l’ensemble du système nerveux central (pl. 1, fig. 4) et périphérique. B. Iso-OMPA. — L’action de cet inhibiteur affaiblit peu l’intensité de la réaction, même au niveau de la névroglie. C. BW. — La réaction observée est nettement moins importante mais demeure au niveau des secteurs qui présentent également une activité cholinestérasique spécifique. DISCUSSION. — L’existence en abondance d’activités cholinestérasiques spécifiques et non spécifiques au niveau des systèmes nerveux central et périphérique de Nereis paraît donc définitivement établie. À la lumière de ces résultats et en nous référant aux résultats biochimiques et pharmacologiques qui ont été obtenus chez d’autres Polychètes (3), il nous semble possible d’émettre l’hypothèse qu’il existe chez ce Ver un système cholinergique dont le contrôle pourrait s’exercer aussi bien au niveau des centres nerveux eux-mêmes qu’au niveau de la paroi du corps. La démonstration définitive de l’existence d’un tel système chez Nereis nécessite néanmoins d’autres travaux actuellement en cours. Séance du 10 janvier 1977. G. A. COTTRELL et M. S. LAVERACK, Ann. Rev. Pharmacol., 8, 1968, p. 273-298. H. M. GERSCHENFELD, Physiol. Rev., 53, 1973, p. 1-119. R. MANARANCHE, Thèse Doct. Sc. nat., Paris, 1975, p. 1-142. N. DHAINAUT-COURTOIS, Thèse Doct. Sc. nat., Lille, 1970, p. 1-191. N. DHAINAUT-COURTOIS, 7e Conf. europ. Comp. Endoc. Budapest, 1973, p. 91. N. DHAINAUT-COURTOIS et A. DHAINAUT, J. Microsc. Biol. cell. (sous presse). D. G. GWYN et V. HEARDMAN, Stain Techn., 40, 1965, p. 15-18. G. B. KOELLE