jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
le Corticium rolfsii. Ces deux champignons diffèrent totalement par leur comportement parasitaire puisque, contrairement au C. rolfsii, le L. lignosus, pourrissant blanc, n'agresse que des organes lignifiés. Nous savons par ailleurs que chez le C. rolfsii les hyphes latérales (homologues des filaments de type A) sont seules responsables de l'excrétion des enzymes extra-cellulaires. Nous avons tenté de vérifier si les différences de nature des enzymes excrétées rendent compte du comportement parasitaire particulier de chacun des organismes et si les diverses formes mycéliennes du thalle du L. lignosus présentent une spécialisation analogue à celle des types mycéliens du C. rolfsii. Dans ce but nous avons mesuré la nature et l'activité des enzymes libérées par les trois types mycéliens du L. lignosus. Cette analyse était possible dans la mesure où les différentes formes mycéliennes pouvaient être cultivées séparément. Or, en milieu liquide agité, des cultures constamment immergées produisent en 7 jours, des thalles constitués uniquement d'hyphes de type A. Par ailleurs après 6 jours de culture sur sable imprégné de milieu nutritif recouvert d'une feuille de cellophane supportant le semis, le thalle est essentiellement constitué de filaments de type B. Enfin les structures agrégées naissent en 10 jours, en boîte de Roux contenant du sable humidifié par de l'eau et ensemencé par une bûchette d'Hévéa infectée. Les enzymes extra-cellulaires sont caractérisées et leurs activités appréciées dans les filtrats de culture et les eaux de lavage du mycélium. Ce lavage est effectué à l'aide d'une solution tamponnée citrate-acide citrique 0,01 M pH 4,6 additionnée de mannitol 0,2 M en concentration finale. Les filtrats de culture sont ajustés à la même molarité que cette solution pour les diverses substances qu'elle contient. Eaux de lavage et filtrats de culture correspondants sont mélangés et homogénéisés puis concentrés par dialyse contre du « polyéthylène glycol 6000 ». Le dialysat est recueilli, son volume mesuré et le taux de concentration calculé. Enfin les différents types mycéliens (à l'exception des structures agrégées, non récupérables) sont broyés dans une solution tamponnée de même composition que la précédente. L'activité des enzymes intracellulaires homologues de celles caractérisées dans les filtrats de culture
contenant du sable humidifié par de l'eau et ensemencé par une bûchette d'Hévéa infectée. Les enzymes extra-cellulaires sont caractérisées et leurs activités appréciées dans les filtrats de culture et les eaux de lavage du mycélium. Ce lavage est effectué à l'aide d'une solution tamponnée citrate-acide citrique 0,01 M pH 4,6 additionnée de mannitol 0,2 M en concentration finale. Les filtrats de culture sont ajustés à la même molarité que cette solution pour les diverses substances qu'elle contient. Eaux de lavage et filtrats de culture correspondants sont mélangés et homogénéisés puis concentrés par dialyse contre du « polyéthylène glycol 6000 ». Le dialysat est recueilli, son volume mesuré et le taux de concentration calculé. Enfin les différents types mycéliens (à l'exception des structures agrégées, non récupérables) sont broyés dans une solution tamponnée de même composition que la précédente. L'activité des enzymes intracellulaires homologues de celles caractérisées dans les filtrats de culture est mesurée dans le surnageant obtenu après centrifugation du broyat. De cette façon il est possible d'évaluer, pour chaque forme mycélienne, le taux d'excrétion de chacune des enzymes éprouvées. TABLEAU Mycélium agrégé Mycélium de type B Mycélium de type A Enzymes Exc. Intra. Rat. Exc./Intr. A/B Phosphatase 8 269 27 0,1 21 Phosphodiesterase .0 0,9 0 0 0 Ribonucléase 0,4 4,1 0,12 0 0 ß-glucosidase 7,6 28 7,8 0,3 16 17 1 2 ß-galactosidase 1 1,8 0 0 0,7 0 0 ß-N-acétylglucosaminidase 1,4 7,2 3,7 0,5 7,4 17 2 4 Cellulase e e 9 Pectinase 0 0 0 DOPA 8 59 39 0,6 10 697 70 17 Phenoloxydase Gaïacol 9 6,3 33 5,2 34 2 820 83 85 Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Mycélium agrégé n.a. Mycélium de type B n.a. Mycélium de type A n.a. A/B Phosphatase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Ribonucléase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-glucosidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-galactosidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-N-acétylglucosaminidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Cellulase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Pectinase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. DOPA n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Phenoloxydase n.a. n.a. n.a. n.a.
0,1 21 Phosphodiesterase .0 0,9 0 0 0 Ribonucléase 0,4 4,1 0,12 0 0 ß-glucosidase 7,6 28 7,8 0,3 16 17 1 2 ß-galactosidase 1 1,8 0 0 0,7 0 0 ß-N-acétylglucosaminidase 1,4 7,2 3,7 0,5 7,4 17 2 4 Cellulase e e 9 Pectinase 0 0 0 DOPA 8 59 39 0,6 10 697 70 17 Phenoloxydase Gaïacol 9 6,3 33 5,2 34 2 820 83 85 Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Enzymes Exc. Intra. Activité (A.R.) Mycélium agrégé n.a. Mycélium de type B n.a. Mycélium de type A n.a. A/B Phosphatase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Ribonucléase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-glucosidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-galactosidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ß-N-acétylglucosaminidase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Cellulase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Pectinase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. DOPA n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. Phenoloxydase n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. La phosphatase (E.C. 3.1.3.2), la phosphodiesterase (E.C. 3.1.4.1), la ß-glucosidase (E.C. 3.2.1.21), la ß-galactosidase (E.C. 3.2.1.23), la ß-acétylglucosaminidase (E.C. 3.2.1.30), la ribonucléase (RNase), la pectinase et la cellulase sont mesurées suivant des techniques précédemment décrites (1). Les phénoloxydases sont éprouvées à pH 6 suivant la méthode de Lance (1) en utilisant deux substrats différents : le gaïacol et la dihydroxyphénylalanine (DOPA). Les activités enzymatiques intra et extra-cellulaires sont rapportées au contenu protéique des extraits mycéliens évalué selon la technique de Lowry et coll. (8). Dans le cas particulier des enzymes libérées par les structures agrégées, l'activité est exprimée en nombre d'unités enzymatiques par culture. Le tableau résume l'ensemble de nos résultats. On constate qu'aucun des types mycéliens n'excrète activement d'enzyme hydrolytique. Ce fait apparaît clairement si l'on effectue, pour chaque enzyme, le rapport de l'activité extra et intracellulaire correspondante. Ce rapport est, à deux exceptions près, très inférieur à l'unité. Il semble même inadéquat de parler d’« excrétion enzymatique ». L’activité « extra-cellulaire » pourrait en effet être mise sur le compte d’enzymes d’origine intracellulaire libérées au cours d’une faible lyse mycélienne. Il est donc vraisemblable que de telles enzymes, n’interviennent pas dans les processus parasitaires dont est responsable
en utilisant deux substrats différents : le gaïacol et la dihydroxyphénylalanine (DOPA). Les activités enzymatiques intra et extra-cellulaires sont rapportées au contenu protéique des extraits mycéliens évalué selon la technique de Lowry et coll. (8). Dans le cas particulier des enzymes libérées par les structures agrégées, l'activité est exprimée en nombre d'unités enzymatiques par culture. Le tableau résume l'ensemble de nos résultats. On constate qu'aucun des types mycéliens n'excrète activement d'enzyme hydrolytique. Ce fait apparaît clairement si l'on effectue, pour chaque enzyme, le rapport de l'activité extra et intracellulaire correspondante. Ce rapport est, à deux exceptions près, très inférieur à l'unité. Il semble même inadéquat de parler d’« excrétion enzymatique ». L’activité « extra-cellulaire » pourrait en effet être mise sur le compte d’enzymes d’origine intracellulaire libérées au cours d’une faible lyse mycélienne. Il est donc vraisemblable que de telles enzymes, n’interviennent pas dans les processus parasitaires dont est responsable le L. lignosus. Le comportement de ce parasite diffère donc de celui du C. rolfsii qui, nous l’avons vu, libère une série d’hydrolases très actives. Cette différence de comportement se manifeste également en ce qui concerne les phénoloxydases que le L. lignosus, contrairement au C. rolfsii, excrète en quantités importantes. Nous avons vérifié la spécificité enzymatique en faisant agir un filtrat de culture sur les composés phénoliques suivants : tyrosine, p-crésol, alpha-naphtol dihydroxyphénylalanine (DOPA), catéchol, hydroquinone, 1.3-naphtalène-diol, gaïacol et pyrogallol. À l’exception de la tyrosine et du p-crésol, tous ces phénols sont oxydés, par le filtrat de culture. Des expériences de purification d’enzymes par chromatographie sur colonne de DEAE-cellulose nous ont permis de séparer deux phénoloxydases de même spécificité enzymatique. Par ailleurs, une pré-incubation du filtrat de culture en présence de catalase purifiée n’a pas modifié la cinétique de la réaction. Enfin, l’addition, dans le milieu réactionnel, d’eau oxygénée à 0,1 % en concentration finale n’a pas augmenté la vitesse d’oxydation, mais au contraire a inhibé partiellement l’activité enzymatique. Ces informations nous permettent de conclure que, dans les conditions expérimentales décrites, le L. lignosus n’excrète pas de peroxydase et, en accord avec les définitions proposées par Schubert (9), que les
Nous avons vérifié la spécificité enzymatique en faisant agir un filtrat de culture sur les composés phénoliques suivants : tyrosine, p-crésol, alpha-naphtol dihydroxyphénylalanine (DOPA), catéchol, hydroquinone, 1.3-naphtalène-diol, gaïacol et pyrogallol. À l’exception de la tyrosine et du p-crésol, tous ces phénols sont oxydés, par le filtrat de culture. Des expériences de purification d’enzymes par chromatographie sur colonne de DEAE-cellulose nous ont permis de séparer deux phénoloxydases de même spécificité enzymatique. Par ailleurs, une pré-incubation du filtrat de culture en présence de catalase purifiée n’a pas modifié la cinétique de la réaction. Enfin, l’addition, dans le milieu réactionnel, d’eau oxygénée à 0,1 % en concentration finale n’a pas augmenté la vitesse d’oxydation, mais au contraire a inhibé partiellement l’activité enzymatique. Ces informations nous permettent de conclure que, dans les conditions expérimentales décrites, le L. lignosus n’excrète pas de peroxydase et, en accord avec les définitions proposées par Schubert (9), que les phénoloxydases libérées sont des laccases. Divers auteurs ont montré le rôle essentiel joué par ces enzymes dans la dépolymérisation de la lignine (10), (11). Il semble donc bien que c’est aux laccases que doit être imputée la responsabilité de la dégradation des racines attaquées par le L. lignosus et que, dans le cas de ce Champignon, le processus parasitaire met en œuvre des phénoloxydases plutôt que des hydrolases. Dans ces conditions il semble que, parmi les trois formes mycéliennes constitutives du thalle du L. lignosus, la forme A doit, seule, être infectieuse puisque seule elle libère les enzymes efficaces. Le mycélium de type B assure l’extension rapide du thalle à la surface de l’hôte. Quant aux structures agrégées, bien que non infectieuses selon des critères purement biochimiques, elles permettent au Champignon de progresser de souche en souche assurant ainsi l’extension du parasite. Si l’on compare les résultats que nous venons de présenter à ceux que nous avons obtenus au cours d’une étude analogue concernant le C. rolfsii, deux conclusions s’imposent : — le C. rolfsii n’excrète que des hydrolases et se révèle incapable de coloniser les organes lignifiés. En revanche le L. lignosus libère essentiellement des phénoloxydases responsables de la
dans le cas de ce Champignon, le processus parasitaire met en œuvre des phénoloxydases plutôt que des hydrolases. Dans ces conditions il semble que, parmi les trois formes mycéliennes constitutives du thalle du L. lignosus, la forme A doit, seule, être infectieuse puisque seule elle libère les enzymes efficaces. Le mycélium de type B assure l’extension rapide du thalle à la surface de l’hôte. Quant aux structures agrégées, bien que non infectieuses selon des critères purement biochimiques, elles permettent au Champignon de progresser de souche en souche assurant ainsi l’extension du parasite. Si l’on compare les résultats que nous venons de présenter à ceux que nous avons obtenus au cours d’une étude analogue concernant le C. rolfsii, deux conclusions s’imposent : — le C. rolfsii n’excrète que des hydrolases et se révèle incapable de coloniser les organes lignifiés. En revanche le L. lignosus libère essentiellement des phénoloxydases responsables de la dépolymérisation de la lignine. La différence de comportement in vivo des deux agents pathogènes peut donc, dans une large mesure, être expliquée par la nature particulière des enzymes qu’ils libèrent respectivement in vitro; — sur le plan du parasitisme la spécialisation des éléments homologues du thalle des deux champignons est identique, le pouvoir pathogène semble détenu par les hyphes de type A chez le L. lignosus et latéral chez le C. rolfsii). Laboratoire de Phytopathologie du Centre ORSTOM d’Adiopodoumé, B.P. n° V.51, Abidjan, Côte-d'Ivoire; Laboratoire de Morphologie expérimentale végétale associé au C.N.R.S., Faculté des Sciences, 91405 Orsay. Les cultures du mycobionte du Pertusaria pertusa ont été réalisées sur gélose de Sabouraud, à partir de spores, l'ensemencement étant effectué de la façon suivante : un fragment de thalle portant quelques apothéciens est collé au couvercle d'une boîte de Petri renversée contenant le milieu de culture; un dessèchement lent provoque l'éjaculation des spores, qui sont projetées vers le haut, et se collent au milieu. Ces spores sont facilement repérables et identifiables, grâce à leur taille importante (145-230 x 40-80 μm) : après élimination de celles qui sont contaminées, les spores sont isolées, de telle sorte que l'origine de chaque culture est monosporale.
identique, le pouvoir pathogène semble détenu par les hyphes de type A chez le L. lignosus et latéral chez le C. rolfsii). Laboratoire de Phytopathologie du Centre ORSTOM d’Adiopodoumé, B.P. n° V.51, Abidjan, Côte-d'Ivoire; Laboratoire de Morphologie expérimentale végétale associé au C.N.R.S., Faculté des Sciences, 91405 Orsay. Les cultures du mycobionte du Pertusaria pertusa ont été réalisées sur gélose de Sabouraud, à partir de spores, l'ensemencement étant effectué de la façon suivante : un fragment de thalle portant quelques apothéciens est collé au couvercle d'une boîte de Petri renversée contenant le milieu de culture; un dessèchement lent provoque l'éjaculation des spores, qui sont projetées vers le haut, et se collent au milieu. Ces spores sont facilement repérables et identifiables, grâce à leur taille importante (145-230 x 40-80 μm) : après élimination de celles qui sont contaminées, les spores sont isolées, de telle sorte que l'origine de chaque culture est monosporale. Au cours de la germination des ascospores, de très nombreuses hyphes traversent l'épispore, ainsi que l'a montré Pyatt (1). Ces hyphes croissent et se ramifient à la surface du milieu; assez rapidement, elles bourgeonnent à leurs extrémités un grand nombre de conidies, qui germeront à leur tour. Les hyphes issues de ces conidiospores croissent, s'enchevêtrent, et forment en une quinzaine de jours un petit amas mycélien floconneux, dont le diamètre atteint 2 à 2.5 mm, et l'épaisseur environ 0,15 mm (fig. 1). Sur ce disque mycélien apparaissent alors des boursouflures, dues chacune à la formation, à l'intérieur du mycélium, d'un faisceau d'hyphes divergentes dressées, s'élargissant vers l'extrémité apicale. L'aspect de la culture à ce stade est donc celui de ce que Chadefaud [(4), (5), (6)] nomme un nématothalle, composé d'une nappe d'hyphes prostrées engendrant des faisceaux de filaments dressés (fig. 2) comparables à la partie axiale d'un cladome multiaxial. C'est à partir de la plus importante des boursouflures que se fait le développement ultérieur du mycobionte, selon un axe essentiellement vertical. Une cavité se creuse à l'emplacement du faisceau, qui disparaît ; à la base de cette cavité s'établit une zone de multiplication des cellules, en forme d'anneau et pyroninophile,
de ces conidiospores croissent, s'enchevêtrent, et forment en une quinzaine de jours un petit amas mycélien floconneux, dont le diamètre atteint 2 à 2.5 mm, et l'épaisseur environ 0,15 mm (fig. 1). Sur ce disque mycélien apparaissent alors des boursouflures, dues chacune à la formation, à l'intérieur du mycélium, d'un faisceau d'hyphes divergentes dressées, s'élargissant vers l'extrémité apicale. L'aspect de la culture à ce stade est donc celui de ce que Chadefaud [(4), (5), (6)] nomme un nématothalle, composé d'une nappe d'hyphes prostrées engendrant des faisceaux de filaments dressés (fig. 2) comparables à la partie axiale d'un cladome multiaxial. C'est à partir de la plus importante des boursouflures que se fait le développement ultérieur du mycobionte, selon un axe essentiellement vertical. Une cavité se creuse à l'emplacement du faisceau, qui disparaît ; à la base de cette cavité s'établit une zone de multiplication des cellules, en forme d'anneau et pyroninophile, et de la sorte le cladome multiaxial est remplacé par une vésicule. La culture est maintenant âgée de 1 mois; elle atteint en son centre une épaisseur de l'ordre de 1 mm (fig. 3). Grâce à l'existence de cette zone de multiplication, la vésicule continue à s'élever tandis que, à partir du mycélium basal, se met en place un feutrage de fines hyphes qui viennent tapisser de façon assez lâche la cavité interne. Entre la zone interne ainsi formée et la zone externe existe une zone de transition. La jeune culture, maintenant âgée de 3 mois, et épaisse de 2 à 3 mm, se présente alors sous la forme d'une vésicule lobée creuse (fig. 4), reposant sur un mycélium basale, et entourée de trois couches nettement différenciées : 1° une couche externe, dont l'épaisseur est de 100 μm, formée d'hyphes épaisses coalescentes et souvent recouverte d'hyphes conidiogènes ; 2° une couche intermédiaire, de 20 à 30 μm d'épaisseur, aux hyphes épaisses formant un feutrage lâche et lacuneux ; 3° une couche interne, épaisse de 100 à 400 μm formant un feutrage assez lâche d'hyphes fines. Au sein du mycélium basal. entouré d'un anneau mérétique péribasal, apparaissent quelques grosses cellules très
partir du mycélium basal, se met en place un feutrage de fines hyphes qui viennent tapisser de façon assez lâche la cavité interne. Entre la zone interne ainsi formée et la zone externe existe une zone de transition. La jeune culture, maintenant âgée de 3 mois, et épaisse de 2 à 3 mm, se présente alors sous la forme d'une vésicule lobée creuse (fig. 4), reposant sur un mycélium basale, et entourée de trois couches nettement différenciées : 1° une couche externe, dont l'épaisseur est de 100 μm, formée d'hyphes épaisses coalescentes et souvent recouverte d'hyphes conidiogènes ; 2° une couche intermédiaire, de 20 à 30 μm d'épaisseur, aux hyphes épaisses formant un feutrage lâche et lacuneux ; 3° une couche interne, épaisse de 100 à 400 μm formant un feutrage assez lâche d'hyphes fines. Au sein du mycélium basal. entouré d'un anneau mérétique péribasal, apparaissent quelques grosses cellules très sidérophiles et chargées d'inclusion; ce mycélium engendre un réseau d'hyphes descendantes qui pénètre peu profondément dans la gélose, s'épaissit, atteint 500 à 600 μm et se densifie. La culture continuant à croître, la vésicule forme de nouveaux lobes, qui ensuite s'affaissent et se soudent les uns aux autres. Cela explique la morphologie complexe de la culture âgée (fig. 5). Au bout de 1 an environ, la taille maximale est atteinte : la hauteur de la culture est alors de 0.8 à 1,2 mm, son diamètre de 1 à 1.5 cm. Il apparaît donc que, conformément aux observations de Møller (1) et Werner (1), le mycobionte des Lichens en cultures pures in vitro n'est pas — ou n'est pas toujours — un simple mycélium inorganisé, contrairement à ce qu'avaient affirmé un certain nombre d'auteurs anglo-saxons [en particulier Ahmadjian, (3)] : il existe un certain nombre de différenciations, mais dont l'homologie avec les différentes parties d'un thalle lichénique peut être discutée. Werner (2) avait considéré les trois zones qui entourent la cavité centrale comme étant homologues au cortex, à la couche gonidiale, et à la médulle d'un Lichen; mais il n'avait pas noté l'existence du cladome multiaxial qui est à l'origine du
la morphologie complexe de la culture âgée (fig. 5). Au bout de 1 an environ, la taille maximale est atteinte : la hauteur de la culture est alors de 0.8 à 1,2 mm, son diamètre de 1 à 1.5 cm. Il apparaît donc que, conformément aux observations de Møller (1) et Werner (1), le mycobionte des Lichens en cultures pures in vitro n'est pas — ou n'est pas toujours — un simple mycélium inorganisé, contrairement à ce qu'avaient affirmé un certain nombre d'auteurs anglo-saxons [en particulier Ahmadjian, (3)] : il existe un certain nombre de différenciations, mais dont l'homologie avec les différentes parties d'un thalle lichénique peut être discutée. Werner (2) avait considéré les trois zones qui entourent la cavité centrale comme étant homologues au cortex, à la couche gonidiale, et à la médulle d'un Lichen; mais il n'avait pas noté l'existence du cladome multiaxial qui est à l'origine du développement de ces formations, et qui nous amène à distinguer dans la culture du mycobionte une partie basale mycélienne, non différenciée, sur laquelle viennent ensuite se dresser le cladome, puis la masse vésiculeuse différenciée qui forme l'essentiel de la culture âgée. Il convient donc de se demander laquelle des deux composantes de la culture est homologue au thalle lichénique. Il importe de remarquer que le thalle lichénique lui-même s'accroît marginalement grâce au développement de cladomes multiaxiaux [(7) à (8)]; mais ces cladomes restent prostrés et il est difficile d'expliquer le passage au cladome dressé qui constitue l'origine des parties différenciées de la culture du mycobionte. L'homologie entre celles-ci et les diverses couches du thalle lichénique nous apparaît donc douteuse, et nous considérons comme étant plus vraisemblable l'hypothèse selon laquelle l'homologie devrait être établie avec la partie mycélienne non différenciée de la culture, laquelle subirait dans le Lichen, sous l'effet de la symbiose avec le Trebouxia, une évolution à caractère progressif, conduisant à un état différencié, l'état cladomien, et annulant les effets d'une évolution à caractère régressif qui avait conduit de l'état cladomien des Algues à l'état régressé mycélien des Champignons. La grosse vésicule globuleuse qui se développe au-dessus de l'appareil