jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
par l'argent (fig. 4, 6 et 10). Elles fixent le rouge de ruthénium mais non l'uranyle-plomb (fig. 11 et 13). Nous pensons que ces territoires riches en polysaccharides pectiques acides contiennent peu de xylanes. Les cellules conductrices du protophloème réagissent différemment à la xylanase. Leurs parois épaisses (1.5 µm) montrent déjà sur les témoins une répartition régulière en strates concentriques de polysaccharides fibrillaires contrastés par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 14 et 15). Après action de l'enzyme, on observe qu'il y a fasciation des microfibrilles (fig. 16 et 17). L'observation en diffraction électronique sur coupes épaisses (1 000 Å) confirme leur nature cellulosique en même temps que leur orientation transversale (fig. 19). Le cliché de diffraction obtenu est identique à celui donné par la cellulose des parois primaires du poil de coton tel que l'ont établi Chanzy et Imada (6). Les zones mitoyennes présentent elles aussi des régions sensibles à l'enzyme. Entre les parois des cellules contiguës (fig. 2, 6 et 10) on peut observer des plages éclaircies. Le centre des triangles de jonction interfibres est fortement dégradé; il reste en place un réseau lâche, contrasté par l'argent, le rouge de ruthénium et l'uranyle-plomb (fig. 2, 4, 11 et 13). Au niveau des cellules parenchymateuses, les angles de jonctions ont été éclaircis de manière homogène; bordant les méats, il subsiste un fin réseau de nature pectique acide (fig. 6). On voit ainsi que l'action de la xylanase démasque le réseau pectique constitutif des zones mitoyennes. Notons enfin que l'action lytique de l'enzyme est également forte sur les parois qui évoluent vers le stade secondaire, le seul obstacle à la xylanase étant le début de la lignification (fig. 21). Sur des coupes longitudinales, il est possible de bien mettre en évidence les feuillets de fibrilles dont la nature cellulosique est établie par les clichés de diffraction (fig. 22 et 23). En résumé, par l'emploi d'une endoxylanase, nous avons pu établir la présence de xylanes dans l'ensemble des parois primaires d'un entre-nœud en croissance d'Arundo donax. La répartition des xylanes accessibles à l'enzyme varie selon les types cellulaires. La mise en évidence de
niveau des cellules parenchymateuses, les angles de jonctions ont été éclaircis de manière homogène; bordant les méats, il subsiste un fin réseau de nature pectique acide (fig. 6). On voit ainsi que l'action de la xylanase démasque le réseau pectique constitutif des zones mitoyennes. Notons enfin que l'action lytique de l'enzyme est également forte sur les parois qui évoluent vers le stade secondaire, le seul obstacle à la xylanase étant le début de la lignification (fig. 21). Sur des coupes longitudinales, il est possible de bien mettre en évidence les feuillets de fibrilles dont la nature cellulosique est établie par les clichés de diffraction (fig. 22 et 23). En résumé, par l'emploi d'une endoxylanase, nous avons pu établir la présence de xylanes dans l'ensemble des parois primaires d'un entre-nœud en croissance d'Arundo donax. La répartition des xylanes accessibles à l'enzyme varie selon les types cellulaires. La mise en évidence de zones de réactivité très différente au niveau d'une même paroi montre que la distribution des xylanes n'est pas uniforme. La trame fibrillaire cellulosique est dégagée de sa matrice xylanique par l'action de l'enzyme. Dans les territoires de jonctions intercellulaires, la xylanase révèle la présence de xylanes mêlées aux polysaccharides pectiques acides. Il serait d'un grand intérêt de pouvoir préciser davantage au niveau ultrastructural les interrelations entre les xylanes et la cellulose d'une part, et entre les xylanes, la protéine de structure et les polysaccharides pectiques d'autre part pour une meilleure compréhension d'ensemble de l'extension cellulaire. Séance du 24 janvier 1977. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 13, 1974, p. 1155. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 14, 1975, p. 71. J. BOUTELJE, K. E. ERIKSSON et B. H. HOLLMARK, Svensk Papperstidning, 74, 1971, p. 32. M. SINNER, N. PARAMESWARAN, H. H. DIETRICHS et W. LIESE, Holzforschung, 27, 1973, p. 36. J. COMTAT, K. RUEL, J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Symposium on Enzymatic Hydrolysis of Cellulose, M. BAILEY, T. M. ENARI et M. LINKO éd., Helsinki, Finlande, 1975, p. 351. K. RUEL, J. P. JOSELEAU, J. COMTAT et F. BARNOUD, J. Appl. Polymer Sci., n° 28, 1976, p. 971. K. RUEL,
acides. Il serait d'un grand intérêt de pouvoir préciser davantage au niveau ultrastructural les interrelations entre les xylanes et la cellulose d'une part, et entre les xylanes, la protéine de structure et les polysaccharides pectiques d'autre part pour une meilleure compréhension d'ensemble de l'extension cellulaire. Séance du 24 janvier 1977. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 13, 1974, p. 1155. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 14, 1975, p. 71. J. BOUTELJE, K. E. ERIKSSON et B. H. HOLLMARK, Svensk Papperstidning, 74, 1971, p. 32. M. SINNER, N. PARAMESWARAN, H. H. DIETRICHS et W. LIESE, Holzforschung, 27, 1973, p. 36. J. COMTAT, K. RUEL, J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Symposium on Enzymatic Hydrolysis of Cellulose, M. BAILEY, T. M. ENARI et M. LINKO éd., Helsinki, Finlande, 1975, p. 351. K. RUEL, J. P. JOSELEAU, J. COMTAT et F. BARNOUD, J. Appl. Polymer Sci., n° 28, 1976, p. 971. K. RUEL, Thèse Doct. Spec., Univ., Grenoble, 1976, 87 p., 48 pl. J. COMTAT et F. BARNOUD, Comptes rendus, 277, série D, 1973, p. 61. J. COMTAT, J. P. JOSELEAU, C. Bosso et F. BARNOUD, Carbohydr. Res., 38, 1974, p. 217. J. H. LUFT, J. Biophys. Biochem. Cytol., 9, 1961, p. 409. J.-P. THIERY, J. Microscopie, 6, 1967, p. 987. J.-P. THIERY, Proc. Roy. Microsc. Soc., 4, 1969, p. 119. G. T. GUSTAFSON et E. PUHL, Nature, 216, 1967, p. 697. G. Cox et B. JUNIPER, J. Microsc., 97, 1973, p. 343. D. REIS et J.-C. ROLAND, J. Microsc., 20, 1974, p. 271. H. CHANZY, K. IMADA et R. VUONG, Protopl., 1977 (sous presse). Groupe « Biochimie des Polysaccharides » Centre de Recherches sur les Macromolécules végétales, C.N.R.S., Domaine Universitaire, 38041 Grenoble. CYTOLOGIE ANIMALE. — Action comparée de trois inhibiteurs du fuseau sur les mitoses de segmentation (glutaraldéhyde, colchicine et phényluréthane), Ultrastructure des mitoses anormales obtenues. Note de Yadigar Atès et Paul Sentein, transmise par M. Roger Buvat. Les altérations de l'ultrastructure des pôles et des kinétochores par l'action de chacun des trois inhibiteurs du fuseau montrent d'importantes différences qualitatives dans leur mode d'action. The alterations of the ultrastructure of poles and
J.-P. THIERY, J. Microscopie, 6, 1967, p. 987. J.-P. THIERY, Proc. Roy. Microsc. Soc., 4, 1969, p. 119. G. T. GUSTAFSON et E. PUHL, Nature, 216, 1967, p. 697. G. Cox et B. JUNIPER, J. Microsc., 97, 1973, p. 343. D. REIS et J.-C. ROLAND, J. Microsc., 20, 1974, p. 271. H. CHANZY, K. IMADA et R. VUONG, Protopl., 1977 (sous presse). Groupe « Biochimie des Polysaccharides » Centre de Recherches sur les Macromolécules végétales, C.N.R.S., Domaine Universitaire, 38041 Grenoble. CYTOLOGIE ANIMALE. — Action comparée de trois inhibiteurs du fuseau sur les mitoses de segmentation (glutaraldéhyde, colchicine et phényluréthane), Ultrastructure des mitoses anormales obtenues. Note de Yadigar Atès et Paul Sentein, transmise par M. Roger Buvat. Les altérations de l'ultrastructure des pôles et des kinétochores par l'action de chacun des trois inhibiteurs du fuseau montrent d'importantes différences qualitatives dans leur mode d'action. The alterations of the ultrastructure of poles and kinetochores by action of the three spindle inhibitors show important qualitative differences in their mode of action. L'hydrate de chloral et la quinoline sont des inhibiteurs de l'appareil achromatique qui diffèrent entre eux par leur action cytologique sur les ultrastructures. Nous étudions ici trois autres inhibiteurs à des concentrations spécialement choisies d'après les résultats obtenus en microscopie photonique, afin que l'action soit assez forte pour être caractéristique, mais assez faible pour ne pas avoir d'effet cytotoxique. En microscopie photonique nous avions étudié les premiers stades du clivage de l'œuf de Triturus helveticus Raz. en utilisant les méthodes de l'un de nous. Au microscope électronique nous avons choisi un stade plus tardif (64 blastomères environ), pour éviter d'avoir à couper des mitoses de trop grande taille, tout en restant dans la période de synchronisme mitotique. Des coupes sériées ont été nécessaires. 1. ACTION DU GLUTARALDÉHYDE M/80, 6 h, SOIT 4 CYCLES. — Ce que nous appelons blocage de la centrosphère en microscopie photonique [2], se manifeste en microscopie électronique par une accumulation de « corps denses » autour du centriole (fig. 1 et 2). À la prophase la centrosphère (Csph) est plus grande qu'à l'état normal du fait de cette accumulation
choisies d'après les résultats obtenus en microscopie photonique, afin que l'action soit assez forte pour être caractéristique, mais assez faible pour ne pas avoir d'effet cytotoxique. En microscopie photonique nous avions étudié les premiers stades du clivage de l'œuf de Triturus helveticus Raz. en utilisant les méthodes de l'un de nous. Au microscope électronique nous avons choisi un stade plus tardif (64 blastomères environ), pour éviter d'avoir à couper des mitoses de trop grande taille, tout en restant dans la période de synchronisme mitotique. Des coupes sériées ont été nécessaires. 1. ACTION DU GLUTARALDÉHYDE M/80, 6 h, SOIT 4 CYCLES. — Ce que nous appelons blocage de la centrosphère en microscopie photonique [2], se manifeste en microscopie électronique par une accumulation de « corps denses » autour du centriole (fig. 1 et 2). À la prophase la centrosphère (Csph) est plus grande qu'à l'état normal du fait de cette accumulation (4 à 5 μm au lieu de 2 μm de diamètre), autour d'elle de nombreuses vésicules de petite taille (2 500 Å environ), limitées par une membrane (fig. 1) expliquent la zone très claire qu'on observe en photomicroscopie [2], [4]. Les dictyosomes (fig. 1, pointes de flèches) sont nombreux autour de la centrosphère. Les corps denses (fig. 2, Cd) sont de diamètre normal, mais plus nombreux que normalement : plus de 150, au lieu de 50 environ, sur les sections ultrafines (fig. 2). Ceux qui entourent le centriole tendent à se dissocier en formant des zones finement fibrillaires. Ces centrosphères restent dans la région centrale des blastomères. Elles ne contiennent jamais de microtubules (fig. 2). À la métaphase (fig. 3 et 4) les centrosphères ont le même volume qu'à l'état normal, mais ne contiennent plus de corps denses ; elles sont plutôt homogènes et fibrillaires. Cette structure contraste avec celle des centrosphères métaphasiques dans les blastulas traitées par la quinoline saturée (0,46 M), qui conservent leurs corps denses accumulés [3]. À leur périphérie on peut trouver quelques microtubules fragmentés (fig. 4, Mt). Les chromosomes, étalés dans le plan de l'équateur, sont souvent collés entre eux (fig. 5, flèches). On n'observe
de la centrosphère. Les corps denses (fig. 2, Cd) sont de diamètre normal, mais plus nombreux que normalement : plus de 150, au lieu de 50 environ, sur les sections ultrafines (fig. 2). Ceux qui entourent le centriole tendent à se dissocier en formant des zones finement fibrillaires. Ces centrosphères restent dans la région centrale des blastomères. Elles ne contiennent jamais de microtubules (fig. 2). À la métaphase (fig. 3 et 4) les centrosphères ont le même volume qu'à l'état normal, mais ne contiennent plus de corps denses ; elles sont plutôt homogènes et fibrillaires. Cette structure contraste avec celle des centrosphères métaphasiques dans les blastulas traitées par la quinoline saturée (0,46 M), qui conservent leurs corps denses accumulés [3]. À leur périphérie on peut trouver quelques microtubules fragmentés (fig. 4, Mt). Les chromosomes, étalés dans le plan de l'équateur, sont souvent collés entre eux (fig. 5, flèches). On n'observe jamais de kinétochores, ni de microtubules du fuseau attachés à eux. La génération du procentriole (fig. 2) se produit dans une centrosphère qui présente l'aspect d'une prophase prolongée. Or normalement le procentriole se forme à la télo-prophase. Seule la concentration M/40 donnait des résultats semblables à ceux de la quinoline saturée au microscope à lumière. C'est pour cela qu'avec M/80 il n'y a pas de fusion de corps denses en amas denses, et que les corps denses ne disparaissent pas à la métaphase. 2. ACTION DE LA COLCHICINE 2.10-3 M, 9 h, SOIT 6 CYCLES. — Au microscope à lumière l'action de cette concentration de colchicine dans notre matériel laisse persister des « fibres » achromatiques attachées à la région centromérique. On retrouve cette persistance dans les travaux sur l'action de la colchicine utilisant des anticorps fluorescents antitubuline [4]. À la prophase, au microscope électronique, les centrosphères, dans les blastomères traités par la colchicine, sont plus petites qu'à l'état normal (6). Elles peuvent contenir des corps denses, mais ceux-ci sont généralement très peu nombreux (fig. 6). À la prométaphase ou à la métaphase, les centrosphères sont à peu près de même volume, elles ne contiennent pas de corps denses, mais
saturée au microscope à lumière. C'est pour cela qu'avec M/80 il n'y a pas de fusion de corps denses en amas denses, et que les corps denses ne disparaissent pas à la métaphase. 2. ACTION DE LA COLCHICINE 2.10-3 M, 9 h, SOIT 6 CYCLES. — Au microscope à lumière l'action de cette concentration de colchicine dans notre matériel laisse persister des « fibres » achromatiques attachées à la région centromérique. On retrouve cette persistance dans les travaux sur l'action de la colchicine utilisant des anticorps fluorescents antitubuline [4]. À la prophase, au microscope électronique, les centrosphères, dans les blastomères traités par la colchicine, sont plus petites qu'à l'état normal (6). Elles peuvent contenir des corps denses, mais ceux-ci sont généralement très peu nombreux (fig. 6). À la prométaphase ou à la métaphase, les centrosphères sont à peu près de même volume, elles ne contiennent pas de corps denses, mais on y trouve des microtubules (fig. 7). Bien que la formation du fuseau dans son ensemble soit inhibée, il reste des faisceaux de microtubules attachés directement au chromosome (fig. 8, entre les flèches) et d'autres libres entre les chromosomes. La structure de ces derniers est normale. À l'insertion de ces microtubules sur le chromosome on remarque l'effacement ou la disparition totale des kinétochores; d'autre part les microtubules sont plus irréguliers que les normaux et des vésicules allongées de réticulum s'intercalent entre eux (fig. 9). En outre nous avons pu observer deux chromosomes attachés ensemble par un faisceau de microtubules, avec une structure qui rappelle vaguement un kinétochore (fig. 9, flèche). Tout ceci montre que l'appareil microtubulaire, avec cette concentration de colchicine, est considérablement réduit, mais n'a complètement disparu ni aux pôles, ni au voisinage des chromosomes. Corrélativement il n'y a pas d'accumulation de corps denses. La persistance des microtubules du kinétochore dans l'action de la colchicine, alors que les kinétochores eux-mêmes sont à peine reconnaissables ou absents, contraste avec l'absence de ces microtubules dans l'action de la quinoline ou du glutaraldéhyde. Cette constatation morphologique est en accord avec le fait que la colchicine disperse les chromosomes, tandis qu'ils restent à
microtubules sur le chromosome on remarque l'effacement ou la disparition totale des kinétochores; d'autre part les microtubules sont plus irréguliers que les normaux et des vésicules allongées de réticulum s'intercalent entre eux (fig. 9). En outre nous avons pu observer deux chromosomes attachés ensemble par un faisceau de microtubules, avec une structure qui rappelle vaguement un kinétochore (fig. 9, flèche). Tout ceci montre que l'appareil microtubulaire, avec cette concentration de colchicine, est considérablement réduit, mais n'a complètement disparu ni aux pôles, ni au voisinage des chromosomes. Corrélativement il n'y a pas d'accumulation de corps denses. La persistance des microtubules du kinétochore dans l'action de la colchicine, alors que les kinétochores eux-mêmes sont à peine reconnaissables ou absents, contraste avec l'absence de ces microtubules dans l'action de la quinoline ou du glutaraldéhyde. Cette constatation morphologique est en accord avec le fait que la colchicine disperse les chromosomes, tandis qu'ils restent à l'équateur sous l'effet de la quinoline et du glutaraldéhyde, constatation déjà ancienne et récemment confirmée par l'un de nous. Dans les blastulas traitées par la colchicine, les centrosphères peuvent évoluer, comme elles le font normalement à la télo-prophase, et le procentriole se former, alors que les chromosomes ne se sont pas encore transformés en caryomères : la mitose bloquée en prométaphase du point de vue des chromosomes atteint donc déjà la télo-prophase suivante du point de vue de la centrosphère. Il y a donc une désynchronisation entre le cycle de la chromatine et celui de la centrosphère. EXPLICATIONS DES PLANCHES Planche I Fig. 1 à 5. — Action du glutaraldéhyde sur une blastula de Triturus. Planche II Fig. 6 à 9. — Action de la colchicine. Planche III Fig. 10 à 16. — Action du phényluréthane. PLANCHE I PLANCHE II PLANCHE III ACTION DU PHÉNYLURÉTHANE, SOLUTION 1/2 SATURÉE, 4 h (PLUS DE 2 CYCLES). — À l'prophase les centrosphères sont plus petites (0,5 à 1,5 µm, fig. 10) qu'à l'état normal. Elles contiennent des corps denses, les uns de taille normale, les autres hypertrophiés et fusionnés en amas (fig. 10, flèche). En aucun cas on n'y trouve de microtubules (fig.
pas encore transformés en caryomères : la mitose bloquée en prométaphase du point de vue des chromosomes atteint donc déjà la télo-prophase suivante du point de vue de la centrosphère. Il y a donc une désynchronisation entre le cycle de la chromatine et celui de la centrosphère. EXPLICATIONS DES PLANCHES Planche I Fig. 1 à 5. — Action du glutaraldéhyde sur une blastula de Triturus. Planche II Fig. 6 à 9. — Action de la colchicine. Planche III Fig. 10 à 16. — Action du phényluréthane. PLANCHE I PLANCHE II PLANCHE III ACTION DU PHÉNYLURÉTHANE, SOLUTION 1/2 SATURÉE, 4 h (PLUS DE 2 CYCLES). — À l'prophase les centrosphères sont plus petites (0,5 à 1,5 µm, fig. 10) qu'à l'état normal. Elles contiennent des corps denses, les uns de taille normale, les autres hypertrophiés et fusionnés en amas (fig. 10, flèche). En aucun cas on n'y trouve de microtubules (fig. 10). À la métaphase elles peuvent être : (a) petites (0,5 à 1 µm de diamètre et au nombre de deux, fig. 12), légèrement éloignées l'une de l'autre (flèches), situées en dehors, mais au voisinage des chromosomes (fig. 12, Chr), ceux-ci formant un anneau plus ou moins régulier; ces centrosphères contiennent des corps denses plus petits qu'à l'état normal et des amas denses (fig. 11, Ad), mais aucun microtubule; (b) un peu plus volumineuses (1 à 2 µm de diamètre), d'aspect homogène et de faible densité; elles peuvent contenir des microtubules et sont entourées d'asters (fig. 13); (c) placées au milieu de l'anneau formé par les chromosomes. Dans ce cas elles contiennent seulement quelques microtubules près du centriole. La surface des chromosomes est irrégulière et peut porter des protubérances latérales, d'ailleurs moins nettes et moins nombreuses que dans l'action de l'hydrate de chloral (1). Les kinétochores (K) sont bien visibles et ils sont orientés vers les centrosphères, ils sont au nombre de deux par chromosome (fig. 14). Les microtubules qui s'y rattachent (fig. 15) peuvent être plus ou moins fragmentés, ainsi que ceux de l'aster d'ailleurs. On y retrouve des faisceaux de microtubules reliant les kinétochores aux centrosphères (fig. 16).
contiennent des corps denses plus petits qu'à l'état normal et des amas denses (fig. 11, Ad), mais aucun microtubule; (b) un peu plus volumineuses (1 à 2 µm de diamètre), d'aspect homogène et de faible densité; elles peuvent contenir des microtubules et sont entourées d'asters (fig. 13); (c) placées au milieu de l'anneau formé par les chromosomes. Dans ce cas elles contiennent seulement quelques microtubules près du centriole. La surface des chromosomes est irrégulière et peut porter des protubérances latérales, d'ailleurs moins nettes et moins nombreuses que dans l'action de l'hydrate de chloral (1). Les kinétochores (K) sont bien visibles et ils sont orientés vers les centrosphères, ils sont au nombre de deux par chromosome (fig. 14). Les microtubules qui s'y rattachent (fig. 15) peuvent être plus ou moins fragmentés, ainsi que ceux de l'aster d'ailleurs. On y retrouve des faisceaux de microtubules reliant les kinétochores aux centrosphères (fig. 16). Dans d'autres cas les chromosomes sont dispersés, certains proches, certains éloignés de la centrosphère. DISCUSSION. — Malgré les différences entre le glutaraldéhyde (action plus faible) et la quinoline saturée (action plus forte), les ressemblances sont évidentes dans les deux cas les kinétochores et les microtubules qui leur sont associés ont complètement disparu. En revanche avec la colchicine les microtubules reliés aux chromosomes persistent, mais les kinétochores eux-mêmes disparaissent presque complètement. Au contraire les microtubules polaires persistent toujours dans les trois cas. La particularité la plus caractéristique de l'action de la quinoline et de celle du glutaraldéhyde est donc d'une part la disparition totale des microtubules qui s'attachent aux chromosomes et des kinétochores. Or ce sont ces seules substances qui immobilisent les chromosomes dans le plan de l'équateur (1), (2). Avec la colchicine et le phényluréthane, au contraire, ceux-ci se dispersent dans le cytoplasme, donc conservent un minimum de mobilité. On doit en conclure que la capacité de se déplacer pour les chromosomes n'est supprimée que si leurs kinétochores et les microtubules qui s'y attachent sont supprimés en même temps. Toute persistance d'un faisceau de microtubules, même anormal et raccourci, est compatible avec un certain déplacement. Enfin le phényluréthane ayant une