jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
C14) par des concentrations croissantes de BAP non radioactive sur les fractions ribosomales 3 (■) et 1 (○) 17000 + 300 cpm/10 ml surnageant. laquelle on ajoute des quantités croissantes de BAP non marquée déplaçant ainsi la BAP radioactive des sites spécifiques (6,10-8 M à 2,1.10-5 M). Après 2 h de centrifugation à 151 000 g, la surface du culot est lavée avec 1 ml de tampon B pour éliminer d'éventuelles protéines contaminantes. La fixation s'effectue de la même manière aux fractions 1 et III mais les centrifugations qui suivent sont respectivement de 15 min à 18 000 g et 20 h à 151 000 g. 3. Détermination de la capacité de liaison. — 300 µl du surnageant et le culot entier récolté par section du tube sont transférés dans 10 ml de dioxane-naphtalène (9). Le comptage est effectué avec une efficience de 90 %. La capacité totale de liaisons (specifiques et non spécifiques) correspond à la radioactivité mesurée en présence de BAP radioactive seule. La fixation spécifique est la différence entre fixation totale et fixation restante après adjonction de fortes concentrations de BAP non marqué (■). Fig. 3. Cinétique de saturation des sites spécifiques dans les fractions ribosomales 3 (■) et 1 (○) RÉSULTATS. — 1. Caractérisation de la nature des fixations. — Elles sont très rapides, quelques minutes; la fixation spécifique est réversible, saturable, influencée par la température (meilleure à 4°C) et le pH (pH optimum 6,2) tandis que la fixation totale s'accroît avec le degré d'acidité (fig. 1). Des résultats similaires sont obtenus par plusieurs auteurs (1, 5). Ces données montrent que le type d'interactions réalisées est faible. Fig. 4. Courbe de Scatchard pour la fixation spécifique de BAP sur les ribosomes S (■) et 1 (○) moles de BAP liées, molarité de la BAP libre; Kd, constante de dissociation; n, quantités liées aux ribosomes. 2. Fixation aux différentes fractions. Le tableau montre que fixation totale et spécifique existent dans chaque fraction. Dans la première, malgré la radioactivité trop faible de la BAP qui n'a pas permis des mesures suffisamment reproductibles, une forte compétition existe pour 2.
(■) et 1 (○) RÉSULTATS. — 1. Caractérisation de la nature des fixations. — Elles sont très rapides, quelques minutes; la fixation spécifique est réversible, saturable, influencée par la température (meilleure à 4°C) et le pH (pH optimum 6,2) tandis que la fixation totale s'accroît avec le degré d'acidité (fig. 1). Des résultats similaires sont obtenus par plusieurs auteurs (1, 5). Ces données montrent que le type d'interactions réalisées est faible. Fig. 4. Courbe de Scatchard pour la fixation spécifique de BAP sur les ribosomes S (■) et 1 (○) moles de BAP liées, molarité de la BAP libre; Kd, constante de dissociation; n, quantités liées aux ribosomes. 2. Fixation aux différentes fractions. Le tableau montre que fixation totale et spécifique existent dans chaque fraction. Dans la première, malgré la radioactivité trop faible de la BAP qui n'a pas permis des mesures suffisamment reproductibles, une forte compétition existe pour 2. 10-5 M de BAP non marqué, ce qui suggère l'existence de sites spécifiques. Une liaison spécifique trois fois moins importante que pour les ribosomes existe dans la fraction III. 3. Comparaison entre fraction ribosomale S et Ç. — Les figures 2 et 3 correspondent aux courbes de saturation des sites ribosomaux S et Ç: 2.10-5 M de BAP non marqué est la concentration pour laquelle tous les sites spécifiques sont saturés. De plus, les ribosomes S lient deux fois plus d'hormone que les Ç. La courbe de Scatchard (fig. 4) permet d'estimer le nombre de sites : c'est le nombre de moles de BAP spécifiquement fixées. Il est de 3,96.10-10 pour les S et de 2,02. 10-10 pour les Ç. La quantité de BAP fixée par mole de ribosomes est évaluée par la méthode de Fox et coll. (4) (à une absorbance de 16 à 260 nm correspond 1 mg/ml de ribosomes de P.M. 4,0,106 daltons et à une absorbance de 1 correspond 15,625 picomoles). Il y aurait donc 1,85 moles de BAP par ribosome S et 0,96 par ribosome Ç. La constante de dissociation (Kd) est 4,2.10-7 M pour les S et 3,0.10-7 M pour les Ç. Ces résultats
ribosomaux S et Ç: 2.10-5 M de BAP non marqué est la concentration pour laquelle tous les sites spécifiques sont saturés. De plus, les ribosomes S lient deux fois plus d'hormone que les Ç. La courbe de Scatchard (fig. 4) permet d'estimer le nombre de sites : c'est le nombre de moles de BAP spécifiquement fixées. Il est de 3,96.10-10 pour les S et de 2,02. 10-10 pour les Ç. La quantité de BAP fixée par mole de ribosomes est évaluée par la méthode de Fox et coll. (4) (à une absorbance de 16 à 260 nm correspond 1 mg/ml de ribosomes de P.M. 4,0,106 daltons et à une absorbance de 1 correspond 15,625 picomoles). Il y aurait donc 1,85 moles de BAP par ribosome S et 0,96 par ribosome Ç. La constante de dissociation (Kd) est 4,2.10-7 M pour les S et 3,0.10-7 M pour les Ç. Ces résultats sont en accord avec ceux de Fox, mais la méthode de fixation, différente de celle d'équilibre à la dialyse ne nous a probablement permis de mettre en évidence qu'un seul site. Une différence nette s'exprime cependant entre S et Ç : chez cette dernière, il est possible que l'hormone endogène occupe naturellement un certain nombre de sites. Cependant, il apparaît clairement que les récepteurs de la BAP existent aussi dans des tissus dépourvus de cytokinines endogènes (comme les récepteurs du testostérone chez les Mammifères). Le fait que les bourgeons S manquant de cytokinines soient équipés en leurs récepteurs explique qu'ils se féminisent en réponse à l'apport exogène des cytokinines. Les Kd obtenus sont aussi différents, ce qui induirait que les récepteurs soient différents. Pour confirmer ces résultats leur isolement paraît nécessaire ainsi que l'emploi d'autres cytokinines synthétiques ou naturelles. Quoiqu'il en soit, les résultats obtenus dans la présente Note montrent combien est encore complexe et loin d'être élucidé le mode d'action des cytokinines au niveau cellulaire. (*) Séance du 31 janvier 1977. (1) R. HERTEL, K. THOMPSON et V. Russo, Planta, 107, 1972, p. 325. (2) G. NORMAND, M. HARTMANN, F. SCHUBER et P. BENVENISTE, Physiol. vég., 13, 1975, p.
occupe naturellement un certain nombre de sites. Cependant, il apparaît clairement que les récepteurs de la BAP existent aussi dans des tissus dépourvus de cytokinines endogènes (comme les récepteurs du testostérone chez les Mammifères). Le fait que les bourgeons S manquant de cytokinines soient équipés en leurs récepteurs explique qu'ils se féminisent en réponse à l'apport exogène des cytokinines. Les Kd obtenus sont aussi différents, ce qui induirait que les récepteurs soient différents. Pour confirmer ces résultats leur isolement paraît nécessaire ainsi que l'emploi d'autres cytokinines synthétiques ou naturelles. Quoiqu'il en soit, les résultats obtenus dans la présente Note montrent combien est encore complexe et loin d'être élucidé le mode d'action des cytokinines au niveau cellulaire. (*) Séance du 31 janvier 1977. (1) R. HERTEL, K. THOMPSON et V. Russo, Planta, 107, 1972, p. 325. (2) G. NORMAND, M. HARTMANN, F. SCHUBER et P. BENVENISTE, Physiol. vég., 13, 1975, p. 743. (3) M. BERRIDGE, R. RALPH et D. LETHAM, Biochem. J., 119, 1970, p. 75. (4) J. Fox et J. ERION, Biochem. Biophys. Res. Commun., 64, 1975, p. 694. (5) G. GARDNER, M. SUSSMAN et H. KENDE, Collected Abst., The 9th Intern. Conf. Plant Growth Subst., Lausanne, 1976, p. 103. G. KAHLEM, A. CHAMPAULT, J. P. Louis, M. BAZIN, A. CHABIN, M. DELAIGUE, B. DAUPHIN et R. et B. DURAND, Physiol. vég., 13, 1975, p. 763. J. FLORINI et C. BREUER, Biochemistry, 5, 1966, p. 1870. M. PETERMANN, The Physical and Chemical Properties of Ribosomes, Elsevier, 1964. A. BRAY, Anal. Biochem., 1, 1960, p. 279. S. OHNO, Cell., 7, 1976, p. 315. Laboratoire de Botanique et Biologie végétale, U.E.R. Sciences, Université d'Orléans, 45045 Orléans Cedex. et Faculté de Sciences pharmaceutiques, Université Yeungnam, Gyeongsan, Taegu, Corée du Sud. HISTOCHIMIE. — Localisation histologique et ultrastructurale des xylanes dans les parois primaires des tissus d'Arundo donax. Note f) de Katia Ruel, Jean Comtat et Fernand Barnoud, transmise par M. Paul Ozenda. Par l'emploi d'une endoxylanase, il a été possible de montrer que des xylanes sont présents dans l'ensemble des parois primaires des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax. Leur distribution varie selon les types
G. KAHLEM, A. CHAMPAULT, J. P. Louis, M. BAZIN, A. CHABIN, M. DELAIGUE, B. DAUPHIN et R. et B. DURAND, Physiol. vég., 13, 1975, p. 763. J. FLORINI et C. BREUER, Biochemistry, 5, 1966, p. 1870. M. PETERMANN, The Physical and Chemical Properties of Ribosomes, Elsevier, 1964. A. BRAY, Anal. Biochem., 1, 1960, p. 279. S. OHNO, Cell., 7, 1976, p. 315. Laboratoire de Botanique et Biologie végétale, U.E.R. Sciences, Université d'Orléans, 45045 Orléans Cedex. et Faculté de Sciences pharmaceutiques, Université Yeungnam, Gyeongsan, Taegu, Corée du Sud. HISTOCHIMIE. — Localisation histologique et ultrastructurale des xylanes dans les parois primaires des tissus d'Arundo donax. Note f) de Katia Ruel, Jean Comtat et Fernand Barnoud, transmise par M. Paul Ozenda. Par l'emploi d'une endoxylanase, il a été possible de montrer que des xylanes sont présents dans l'ensemble des parois primaires des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax. Leur distribution varie selon les types cellulaires et elle n'est pas uniforme dans une même paroi. La lyse de la matrice xylanique provoque une séparation des éléments fibrillaires, fait qui souligne le rôle de cohésion des xylanes dans la paroi en croissance. By the use of an endoxylanase, it is possible to show that xylans are present in all the primary walls of the immature internodes of Arundo donax. Their distribution varies according to the cell types and is not uniform in a given wall. Fibrillar elements are separated during the lysis of the xylan matrix thereby pointing out the cementing role of the xylans in the growing wall. INTRODUCTION. — Les parois primaires des tissus des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax renferment des xylanes dont les caractéristiques moléculaires sont identiques à celles des parois des tissus secondarisés, la longueur moyenne de la chaîne étant toutefois plus faible (DP, 60 au lieu de 150) [1, 2]. L'intérêt de l'emploi d'une xylanase pour l'étude de leur localisation a été souligné à plusieurs reprises [3, 4]. Nous présentons ici les principaux résultats obtenus par l'emploi d'une endoxylanase sur les parois d'un entre-nœud de 2 cm en phase d'élongation active, prélevé près du méristème apical. L'enzyme a été préparée
present in all the primary walls of the immature internodes of Arundo donax. Their distribution varies according to the cell types and is not uniform in a given wall. Fibrillar elements are separated during the lysis of the xylan matrix thereby pointing out the cementing role of the xylans in the growing wall. INTRODUCTION. — Les parois primaires des tissus des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax renferment des xylanes dont les caractéristiques moléculaires sont identiques à celles des parois des tissus secondarisés, la longueur moyenne de la chaîne étant toutefois plus faible (DP, 60 au lieu de 150) [1, 2]. L'intérêt de l'emploi d'une xylanase pour l'étude de leur localisation a été souligné à plusieurs reprises [3, 4]. Nous présentons ici les principaux résultats obtenus par l'emploi d'une endoxylanase sur les parois d'un entre-nœud de 2 cm en phase d'élongation active, prélevé près du méristème apical. L'enzyme a été préparée selon Comtat et Barnoud [5]. Son mécanisme d'action a été étudié sur xylanes extraites [6]. L'attaque enzymatique est réalisée sur des coupes de tissus frais faites à main levée; l'incubation dure 96 h en tampon acétate (0,1 M, pH 5,0 + NaN3 0,005 M). L'action de l'enzyme sur les parois a été décrite précédemment [7]. Pour l'étude en microscopie électronique, les coupes sont fixées au glutaraldéhyde puis postosmiées. L'inclusion est réalisée dans "Épon 812" selon Luft [8] pour les coupes destinées à être contrastées sur grilles, ou dans le méthyle-butyle méthacrylate pour les coupes destinées à être ombrées au tungstène ou observées en diffraction électronique. Pour visualiser les polysaccharides, nous avons utilisé la technique à l'acide périodique-thiocarbohydrazide protéinate d'argent (PAT-Ag) selon Thiery [9, 10], la méthode de coloration au rouge de ruthénium selon Gustafson et Pihl [11] et la méthode à l'uranyle-plomb selon le processus proposé par Cox et Juniper [12]. Certaines préparations ont été ombrées après élimination du méthacrylate. RÉSULTATS ET INTERPRÉTATION. — L'étude au niveau ultrastructural de tissus soumis à l'action de la xylanase montre que les xylanes accessibles à l'enzyme sont présents dans les parois de tous les types tissulaires. L'examen après coloration par le PAT-Ag des
a été décrite précédemment [7]. Pour l'étude en microscopie électronique, les coupes sont fixées au glutaraldéhyde puis postosmiées. L'inclusion est réalisée dans "Épon 812" selon Luft [8] pour les coupes destinées à être contrastées sur grilles, ou dans le méthyle-butyle méthacrylate pour les coupes destinées à être ombrées au tungstène ou observées en diffraction électronique. Pour visualiser les polysaccharides, nous avons utilisé la technique à l'acide périodique-thiocarbohydrazide protéinate d'argent (PAT-Ag) selon Thiery [9, 10], la méthode de coloration au rouge de ruthénium selon Gustafson et Pihl [11] et la méthode à l'uranyle-plomb selon le processus proposé par Cox et Juniper [12]. Certaines préparations ont été ombrées après élimination du méthacrylate. RÉSULTATS ET INTERPRÉTATION. — L'étude au niveau ultrastructural de tissus soumis à l'action de la xylanase montre que les xylanes accessibles à l'enzyme sont présents dans les parois de tous les types tissulaires. L'examen après coloration par le PAT-Ag des figures de lyse met en évidence des parois particulièrement sensibles à la xylanase et d'autres beaucoup moins sensibles. Les premières sont celles des fibres, des vaisseaux, du parenchyme fondamental et du métaphloème. Dans une même paroi, la dégradation n'est cependant pas uniforme : on observe des territoires où l'action hydrolytique de l'enzyme est forte et d'autres où elle est faible ou nulle. La dégradation est forte dans l'ensemble de la paroi au niveau des cellules contiguës et dans la région pariétale interne au niveau des jonctions pluricellulaires (fig. 1 à 10). Le démasquage de la trame fibrillaire est important. On peut ainsi observer que les microfibrilles contrastées par l'argent montrent une disposition essentiellement horizontale (perpendiculaire à l'axe d'élongation) (fig. 2, 4, 6, 8 et 10). EXPLICATION DES PLANCHES Fig. 1 à 10, 13 à 18, 20 et 21. — Double fixation; inclusion "Épon". Fig. 11, 12, 17, 19, 22, 23. — Fixation glutaraldéhyde; inclusion méthylebutyle méthacrylate. Les coupes sont transversales et contrastées par le PAT-Ag sauf indication contraire. Cc, cellule compagne; Cj, cellule juxtaposée au vaisseau; Cp, cellule du parenchyme fondamental; Cr, cellule criblée (ou cellule conductrice); f, polysaccharide fibrillaire; F, fibre; Lb, lamelle bordante; Lm, lamelle mitoyenne; Mt, méat;
de l'enzyme est forte et d'autres où elle est faible ou nulle. La dégradation est forte dans l'ensemble de la paroi au niveau des cellules contiguës et dans la région pariétale interne au niveau des jonctions pluricellulaires (fig. 1 à 10). Le démasquage de la trame fibrillaire est important. On peut ainsi observer que les microfibrilles contrastées par l'argent montrent une disposition essentiellement horizontale (perpendiculaire à l'axe d'élongation) (fig. 2, 4, 6, 8 et 10). EXPLICATION DES PLANCHES Fig. 1 à 10, 13 à 18, 20 et 21. — Double fixation; inclusion "Épon". Fig. 11, 12, 17, 19, 22, 23. — Fixation glutaraldéhyde; inclusion méthylebutyle méthacrylate. Les coupes sont transversales et contrastées par le PAT-Ag sauf indication contraire. Cc, cellule compagne; Cj, cellule juxtaposée au vaisseau; Cp, cellule du parenchyme fondamental; Cr, cellule criblée (ou cellule conductrice); f, polysaccharide fibrillaire; F, fibre; Lb, lamelle bordante; Lm, lamelle mitoyenne; Mt, méat; P, paroi primaire; V, gros vaisseau du métaxylème; Va, vaisseau annelé; T, témoin; E, échantillon traité par la xylanase. Planche I Fig. 1. — Fibres. T (G x 26 000). Fig. 2. — Fibres. E, lyse importante des parois contiguës (flèche) et de la zone mitoyenne (tête de flèche) (G x 24 000). Fig. 3. — Jonction interfibres. T (G x 30 000). Fig. 4. — Jonction interfibres. E, départ important de xylanes dans les parois et au centre du triangle de jonction (G x 27 000). Fig. 5. — Parenchyme fondamental. T (G x 28 000). Fig. 6. — Parenchyme fondamental. E, lyse inégale de la paroi. La zone mitoyenne est éclaircie (têtes de flèches) (G x 22 500). Planche II Fig. 7. — Métaphloème. T (G x 37 000). Fig. 8. — Métaphloème. E, départ important de xylanes dans les parois et la zone mitoyenne (G x 44 000). Fig. 9. — Gros vaisseau du métaphloème et cellules juxtaposées. T (G x 30 000). Fig. 10. — Même région que sur la figure 9. E, dégradation importante. — Pas de zone "résistante" dans la paroi du vaisseau. Lamelle moyenne inégalement dégradée (tête de flèche) (G x 30 000).
x 24 000). Fig. 3. — Jonction interfibres. T (G x 30 000). Fig. 4. — Jonction interfibres. E, départ important de xylanes dans les parois et au centre du triangle de jonction (G x 27 000). Fig. 5. — Parenchyme fondamental. T (G x 28 000). Fig. 6. — Parenchyme fondamental. E, lyse inégale de la paroi. La zone mitoyenne est éclaircie (têtes de flèches) (G x 22 500). Planche II Fig. 7. — Métaphloème. T (G x 37 000). Fig. 8. — Métaphloème. E, départ important de xylanes dans les parois et la zone mitoyenne (G x 44 000). Fig. 9. — Gros vaisseau du métaphloème et cellules juxtaposées. T (G x 30 000). Fig. 10. — Même région que sur la figure 9. E, dégradation importante. — Pas de zone "résistante" dans la paroi du vaisseau. Lamelle moyenne inégalement dégradée (tête de flèche) (G x 30 000). Fig. 11. — Fibres. E, rouge de ruthénium (G x 76 000). Fig. 12. Même région que sur la figure 9. E, ombrage au tungstène (G x 30 000). Fig. 13. — Fibres. E, uranyle-plomb (G x 53 000). Planche III Fig. 14. — Protophloème. T. répartition en strates concentriques des polysaccharides fibrillaires (G x 28 000). Fig. 15. — Protophloème. T, Uranyle-plomb (G x 26 500). Fig. 16 et 17. — Protophloème. E, les strates sont séparées et les microfibrilles fasciées (flèches). Net éclaircissement de la zone mitoyenne (G x 28 000). Fig. 17. — Après ombrage (G x 31 500). Fig. 18. — Protophloème. Un élément fibrillaire très long (diamètre 50 à 70 Å) s'est détaché d'une strate (G x 14 000). Fig. 19. — Protophloème. E, diffraction électronique. Image faite en faible éclairement sans coloration (cliché H. Chanzy). Le cliché de diffraction correspond à la zone cerclée (G x 15 000). PLANCHE I KATIA RUEL PLANCHE II PLANCHE III PLANCHE IV Planche IV. Fig. 20. Entre-nœud plus âgé. Vaisseau annelé et cellules juxtaposées. T, (G x 40 000). Fig. 21. — Même région. E, lyse importante dans la paroi des cellules juxtaposées, partielle dans celle du vaisseau
des polysaccharides fibrillaires (G x 28 000). Fig. 15. — Protophloème. T, Uranyle-plomb (G x 26 500). Fig. 16 et 17. — Protophloème. E, les strates sont séparées et les microfibrilles fasciées (flèches). Net éclaircissement de la zone mitoyenne (G x 28 000). Fig. 17. — Après ombrage (G x 31 500). Fig. 18. — Protophloème. Un élément fibrillaire très long (diamètre 50 à 70 Å) s'est détaché d'une strate (G x 14 000). Fig. 19. — Protophloème. E, diffraction électronique. Image faite en faible éclairement sans coloration (cliché H. Chanzy). Le cliché de diffraction correspond à la zone cerclée (G x 15 000). PLANCHE I KATIA RUEL PLANCHE II PLANCHE III PLANCHE IV Planche IV. Fig. 20. Entre-nœud plus âgé. Vaisseau annelé et cellules juxtaposées. T, (G x 40 000). Fig. 21. — Même région. E, lyse importante dans la paroi des cellules juxtaposées, partielle dans celle du vaisseau annelé (G x 40 000). Fig. 22. Parenchyme. E, coupe longitudinale épaisse observée en faible éclairement sans coloration (cliché H. Chanzy) (G x 21 700). Fig. 23. — Fibres. E, mêmes conditions d'observation que sur la figure 22. Le départ des xylanes dégage plusieurs plans microfibrillaires (flèches) (G x 9 000). Entre-nœud, elles paraissent courtes et se présentent obliquement; elles forment un feuillet qui est souvent détaché après la solubilisation des xylanes (fig. 2). Il faut noter que, visualisée par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 2 et 13), la trame fibrillaire se présente sous forme d'un réseau ténu de filaments de faible diamètre (50 à 70 Å). Ces derniers sont peu réactifs au PAS-Ag; il a été nécessaire de prolonger le temps d'action de l'acide périodique. Par contre on constate, après ombrage au tungstène, une abondance de structures fibrillaires (fig. 12). L'aspect dilaté des parois lysées (fig. 2 et 10) nous paraît avoir une signification particulière. Il souligne que la matrice de xylanes, qui est ici quantitativement importante, joue un rôle dans la cohésion de la paroi. Au niveau des jonctions cellulaires, on remarque des zones où l'action lytique de la xylanase est apparemment nulle. Ces zones bordent les triangles de
000). Entre-nœud, elles paraissent courtes et se présentent obliquement; elles forment un feuillet qui est souvent détaché après la solubilisation des xylanes (fig. 2). Il faut noter que, visualisée par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 2 et 13), la trame fibrillaire se présente sous forme d'un réseau ténu de filaments de faible diamètre (50 à 70 Å). Ces derniers sont peu réactifs au PAS-Ag; il a été nécessaire de prolonger le temps d'action de l'acide périodique. Par contre on constate, après ombrage au tungstène, une abondance de structures fibrillaires (fig. 12). L'aspect dilaté des parois lysées (fig. 2 et 10) nous paraît avoir une signification particulière. Il souligne que la matrice de xylanes, qui est ici quantitativement importante, joue un rôle dans la cohésion de la paroi. Au niveau des jonctions cellulaires, on remarque des zones où l'action lytique de la xylanase est apparemment nulle. Ces zones bordent les triangles de jonctions interfibres, les méats et les jonctions cellules adjacentes-gros vaisseaux (fig. 2, 4, 6, et 10). On ne les trouve ni dans le métaphloème, ni dans la paroi des gros vaisseaux métaxylémiens (fig. 8 et 10). Ces différenciations pariétales ou « zones bordantes » selon Roland (15) sont fortement contrastées par l'argent (fig. 4, 6 et 10). Elles fixent le rouge de ruthénium mais non l'uranyle-plomb (fig. 11 et 13). Nous pensons que ces territoires riches en polysaccharides pectiques acides contiennent peu de xylanes. Les cellules conductrices du protophloème réagissent différemment à la xylanase. Leurs parois épaisses (1.5 µm) montrent déjà sur les témoins une répartition régulière en strates concentriques de polysaccharides fibrillaires contrastés par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 14 et 15). Après action de l'enzyme, on observe qu'il y a fasciation des microfibrilles (fig. 16 et 17). L'observation en diffraction électronique sur coupes épaisses (1 000 Å) confirme leur nature cellulosique en même temps que leur orientation transversale (fig. 19). Le cliché de diffraction obtenu est identique à celui donné par la cellulose des parois primaires du poil de coton tel que l'ont établi Chanzy et Imada (6). Les zones mitoyennes présentent elles aussi des régions sensibles à l'enzyme.