jeanflop/post_ocr_correction2 huggingface dataset:
le DDT, appliqué sur des œufs de Caille, pendant trois générations successives ou seulement à la première, exerçait des effets pathogènes sur divers paramètres tels que le taux de mortalité embryonnaire, le pouvoir d'éclosion, la ponte, le poids des œufs et des poussins. Depuis, ces résultats ont été confirmés par l'étude des deux générations suivantes. Seul, le taux de mortalité est beaucoup moins faible ici, étant donné le stade précoce de la fixation (5e jour d'incubation). TABLEAU Taux de fécondation, pourcentage de mortalité et taille moyenne des survivants au 5e jour de la vie embryonnaire, résultats des dénombrements germinaux dans les gonades de Cailles issues d'œufs témoins (TC) et traités au DDT (DC), au stade 29 du développement (MG, moyenne du nombre de cellules germinales dans les 2 gonades) TCF 1 TCF 2 TCF 3 TCF 4 TCF 5 Nombre d'œufs fécondés 1306 661 486 935 441 Taux de fécondation (%) 77 80,7 81,7 70,1 73,5 Erreur standard 1,8 2,2 2,1 1,9 1,9 Taux de mortalité (%) 4,1 4,1 3,1 6,1 9,3 Erreur standard 0,2 0,21 0,11 0,2 0,18 Taille des embryons (mm) 24 23,6 23,7 23,2 23,9 Erreur standard 0,13 0,12 0,13 0,11 0,13 Cas de dénombrements 26 28 26 16 19 MG total 1 195 1 206 1 160 1 161 1 181 1 Erreur standard 78 93 57 89 97 MG gonade gauche 791 805 856 829 869 MG gonade droite 404 401 304 332 312 Index mitotique (%0) 34 36 35 36 30 Erreur standard 3,4 3,9 4,1 2,8 2,2 Taux de dégénérescence (%0) 9 9,2 4,4 4,7 4.1 (Erreur standard 1,5 1,5 0,7 0,5 0. DCF 1 DCF 2 2 DCF 2 DCF 3 3 DCF 3 4 DCF 4 5 DCF 5 Nombre d'œufs fécondés 748 596 560 378 450 641 318 Taux de fécondation (%) 73,8 72,7 78,4 84,4 87,1 75,6 94.9 Erreur standard (1,6) (2,4) (1,8) (1,7) (1,7) (1,8) (1,7) Taux de mortalité (%) 7.5 7,9 6.6 2.7 8,4 9,8 9,8 Erreur standard (0.25) (0,3) (0,12) (0,13) (0,27) (0,31) (0,28) Taille des embryons (mm) 19 21,5 19,8 22,9 20,9 21,4 22,9 (Erreur
26 16 19 MG total 1 195 1 206 1 160 1 161 1 181 1 Erreur standard 78 93 57 89 97 MG gonade gauche 791 805 856 829 869 MG gonade droite 404 401 304 332 312 Index mitotique (%0) 34 36 35 36 30 Erreur standard 3,4 3,9 4,1 2,8 2,2 Taux de dégénérescence (%0) 9 9,2 4,4 4,7 4.1 (Erreur standard 1,5 1,5 0,7 0,5 0. DCF 1 DCF 2 2 DCF 2 DCF 3 3 DCF 3 4 DCF 4 5 DCF 5 Nombre d'œufs fécondés 748 596 560 378 450 641 318 Taux de fécondation (%) 73,8 72,7 78,4 84,4 87,1 75,6 94.9 Erreur standard (1,6) (2,4) (1,8) (1,7) (1,7) (1,8) (1,7) Taux de mortalité (%) 7.5 7,9 6.6 2.7 8,4 9,8 9,8 Erreur standard (0.25) (0,3) (0,12) (0,13) (0,27) (0,31) (0,28) Taille des embryons (mm) 19 21,5 19,8 22,9 20,9 21,4 22,9 (Erreur standard (0,25) (0,26) (0,25) (0,15) (0,27) (0,31) (0.14) Cas de dénombrements 32 45 32 40 24 20 35 TMG total 505 842 497 1 309 384 354 480 (Erreur standard (36) (64) (52) (61) (54) (66) (53) MG gonade gauche 369 573 352 905 269 268 320 MG gonade droite 136 269 145 404 115 86 160 Index mitotique (°) 26 34 30 37 32 29 32 (Erreur standard (4.9) (4,5) (2,9) (4) (3,9) (3.3) (3,9) Taux de dégénérescence (°) 51 17 71 6 58 44 43 (Erreur standard (3.4) (2) (6,8) (1) (6,2) (3,8) (4.4) Les dénombrements gonocytaires révèlent, tout d'abord, une constance remarquable des résultats pour les cinq séries de témoins. Après traitement unique des œufs parentaux, les embryons de deuxième génération (DCF 2) présentent encore une réduction germinale notable par rapport aux témoins TCF 2. Par contre, à la troisième génération (DCF 3), la quantité de gonocytes dénombrée dans les gonades devient même légèrement supérieure à celle des embryons de contrôle TCF 3. Représentation graphique de la moyenne des nombres de cellules germinales (MG) dans les gonades d'embryons de Caille âgés de 5 jours, provenant de cinq générations successives. Taux de gonocytes en cours de division et
136 269 145 404 115 86 160 Index mitotique (°) 26 34 30 37 32 29 32 (Erreur standard (4.9) (4,5) (2,9) (4) (3,9) (3.3) (3,9) Taux de dégénérescence (°) 51 17 71 6 58 44 43 (Erreur standard (3.4) (2) (6,8) (1) (6,2) (3,8) (4.4) Les dénombrements gonocytaires révèlent, tout d'abord, une constance remarquable des résultats pour les cinq séries de témoins. Après traitement unique des œufs parentaux, les embryons de deuxième génération (DCF 2) présentent encore une réduction germinale notable par rapport aux témoins TCF 2. Par contre, à la troisième génération (DCF 3), la quantité de gonocytes dénombrée dans les gonades devient même légèrement supérieure à celle des embryons de contrôle TCF 3. Représentation graphique de la moyenne des nombres de cellules germinales (MG) dans les gonades d'embryons de Caille âgés de 5 jours, provenant de cinq générations successives. Taux de gonocytes en cours de division et de dégénérescence. Les segments de droite verticaux correspondent aux intervalles de confiance déterminés, pour chaque valeur moyenne, avec un coefficient de sécurité de 95 %. Si l'application de DDT est reconduite à chaque génération, le déficit en cellules germinales reste important et s'accentue progressivement jusqu'en quatrième génération. On observe ensuite une remontée sensible du nombre de gonocytes (5 DCF 5). La comparaison des taux de cellules germinales en cours de division indique que le DDT n'exerce pas une inhibition quantitative sensible. Par contre, on remarque de fréquentes figures mitotiques anormales : condensation de chromatine, vacuolisation cytoplasmique. Quant au pourcentage de gonocytes en voie de dégénérescence (1), il demeure à un taux élevé sous l'action répétée du DDT. L'effet pycnotique ne se transmet que partiellement aux individus de deuxième génération non retraités (DCF 2) et devient nul à la troisième génération (DCF 3). CONCLUSIONS. — Les dénombrements gonocytaires effectués dans ce travail, montrent que l'effet réducteur et dégénératif du DDT sur la lignée germinale persiste partiellement chez les individus de deuxième génération non retraités au pesticide (DCF 2) mais s'efface totalement à la génération suivante (DCF 3). La répétition de l'intervention maintient un déficit important mais ne provoque pas d'agravation significative
une remontée sensible du nombre de gonocytes (5 DCF 5). La comparaison des taux de cellules germinales en cours de division indique que le DDT n'exerce pas une inhibition quantitative sensible. Par contre, on remarque de fréquentes figures mitotiques anormales : condensation de chromatine, vacuolisation cytoplasmique. Quant au pourcentage de gonocytes en voie de dégénérescence (1), il demeure à un taux élevé sous l'action répétée du DDT. L'effet pycnotique ne se transmet que partiellement aux individus de deuxième génération non retraités (DCF 2) et devient nul à la troisième génération (DCF 3). CONCLUSIONS. — Les dénombrements gonocytaires effectués dans ce travail, montrent que l'effet réducteur et dégénératif du DDT sur la lignée germinale persiste partiellement chez les individus de deuxième génération non retraités au pesticide (DCF 2) mais s'efface totalement à la génération suivante (DCF 3). La répétition de l'intervention maintient un déficit important mais ne provoque pas d'agravation significative sur le plan statistique. Si l'on considère la forte chute gonocytaire des séries expérimentales DCF 1, 2 DCF 2, 3 DCF 3, 4 DCF 4, 5 DCF 5, il est surprenant que leur taux de fécondation ne soit pas plus faible que celui des témoins correspondants; il est même nettement supérieur chez les individus de cinquième génération. Le maintien de tels pourcentages élevés suggère, soit que le nombre réduit de cellules germinales dans les gonades contaminées par le DDT suffise encore à assurer un taux de reproduction normal, soit que les gonocytes restants se multiplient plus activement au cours des jours suivants de façon à venir combler, au moins en partie, le déficit initial. Signalons, toutefois, que chez les témoins, un fléchissement se produit aux générations quatre et cinq; il serait dû à un affaiblissement de la souche par suite de croisements consanguins répétés. À la cinquième génération, on note une certaine accoutumance des embryons 5 DCF 5 au DDT. Ce caractère se manifeste par un arrêt de la chute numérique des cellules germinales, qui reste au degré enregistré après un seul traitement (DCF 1). D'autre part, l'application répétée de DDT exerce un effet stimulateur sur l'indice de fécondation des
supérieur chez les individus de cinquième génération. Le maintien de tels pourcentages élevés suggère, soit que le nombre réduit de cellules germinales dans les gonades contaminées par le DDT suffise encore à assurer un taux de reproduction normal, soit que les gonocytes restants se multiplient plus activement au cours des jours suivants de façon à venir combler, au moins en partie, le déficit initial. Signalons, toutefois, que chez les témoins, un fléchissement se produit aux générations quatre et cinq; il serait dû à un affaiblissement de la souche par suite de croisements consanguins répétés. À la cinquième génération, on note une certaine accoutumance des embryons 5 DCF 5 au DDT. Ce caractère se manifeste par un arrêt de la chute numérique des cellules germinales, qui reste au degré enregistré après un seul traitement (DCF 1). D'autre part, l'application répétée de DDT exerce un effet stimulateur sur l'indice de fécondation des œufs. L'analyse chromatographique des résidus de pesticide présents dans les œufs ainsi que dans les tissus embryonnaires et adultes de différentes générations, nous permettra de déterminer avec précision la relation existant entre la dose de DDT et l'effet stérilisant. Séance du 20 décembre 1976. D. DAVID, Experientia, 29, 1973. p. 815-816. D. DAVID, Arch. Anat. Hist. Embryol. norm. et exp., 56, 1973, p. 79-96. D. DAVID, Comptes rendus, 282, série D. 1976, p. 1125. D. DAVID, Arch. Anat. Hist. Embryol. norm. et exp., 1976 (sous presse). V. HAMBURGER et H. L. HAMILTON, J. Morph., 88, 1951, p. 49-92. D. DAVID et Y. LUTZ-OSTERTAG. Comptes rendus, 282, série D, 1976, p. 1633. D. DAVID, Bull. Soc. zool. Fr., 101, 1976, p. 341-347. Laboratoire de Biologie animale, E.R.A. C.N.R.S. n° 408, Université de Clermont-Ferrand. B.P. n° 45, 63170 Aubière. PHYSIOLOGIE. — Infécondabilité de l'ovocyte de Hamster ayant fait sa maturation in vitro. Note de Jacqueline Mandelbaum et Michelle Plachot, présentée par M. Robert Courrier. L'étude de la fécondation in vitro, à partir du même échantillon de sperme, d'ovocytes ayant fait leur maturation in vitro et d'ovocytes fraichement ovulés, révèle une étape jusqu'ici inconnue dans la maturation de l'ovocyte des Mammifères. Les ovocytes
815-816. D. DAVID, Arch. Anat. Hist. Embryol. norm. et exp., 56, 1973, p. 79-96. D. DAVID, Comptes rendus, 282, série D. 1976, p. 1125. D. DAVID, Arch. Anat. Hist. Embryol. norm. et exp., 1976 (sous presse). V. HAMBURGER et H. L. HAMILTON, J. Morph., 88, 1951, p. 49-92. D. DAVID et Y. LUTZ-OSTERTAG. Comptes rendus, 282, série D, 1976, p. 1633. D. DAVID, Bull. Soc. zool. Fr., 101, 1976, p. 341-347. Laboratoire de Biologie animale, E.R.A. C.N.R.S. n° 408, Université de Clermont-Ferrand. B.P. n° 45, 63170 Aubière. PHYSIOLOGIE. — Infécondabilité de l'ovocyte de Hamster ayant fait sa maturation in vitro. Note de Jacqueline Mandelbaum et Michelle Plachot, présentée par M. Robert Courrier. L'étude de la fécondation in vitro, à partir du même échantillon de sperme, d'ovocytes ayant fait leur maturation in vitro et d'ovocytes fraichement ovulés, révèle une étape jusqu'ici inconnue dans la maturation de l'ovocyte des Mammifères. Les ovocytes ayant fait leur maturation in vitro ne sont pas fécondables, alors que 80 des ovocytes fraîchement ovulés sont fécondés. C'est 4 à 6 h après l'injection de HCG que les ovocytes acquièrent leur fécondabilité; la pénétration spermatique n'est donc pas liée à la présence d'un facteur tubaire, mais dépend d'une propriété acquise par l'ovocyte durant le stade final de sa maturation à l'intérieur du follicule. The comparative study of fertilization, with the same sperm sample, of in vitro matured oocytes and freshly ovulated ones, shows a new aspect of mammalian oocyte maturation. While 80% of freshly ovulated oocytes are fertilized, in vitro matured eggs are not fertilizable. They present the ability to be penetrated by spermatozoa 4 to 6 hrs. only after HCG injection. This is therefore not on tubal influence but depends on an oocyte specific factor which appears during the end of maturation. Prélevé dans des follicules de Graaf de femelle non stimulée par des gonadotropines exogènes, et cultivé in vitro, l'ovocyte des Mammifères étudiés jusqu'ici s'est toujours révélé fécondable : Lapin, Souris, Femme, Truie, Vache, Brebis, Cobaye. Cependant, chez toutes ces espèces, excepté la Souris, cette fécondation ne se déroule pas normalement : la tête du spermatozoïde
propriété acquise par l'ovocyte durant le stade final de sa maturation à l'intérieur du follicule. The comparative study of fertilization, with the same sperm sample, of in vitro matured oocytes and freshly ovulated ones, shows a new aspect of mammalian oocyte maturation. While 80% of freshly ovulated oocytes are fertilized, in vitro matured eggs are not fertilizable. They present the ability to be penetrated by spermatozoa 4 to 6 hrs. only after HCG injection. This is therefore not on tubal influence but depends on an oocyte specific factor which appears during the end of maturation. Prélevé dans des follicules de Graaf de femelle non stimulée par des gonadotropines exogènes, et cultivé in vitro, l'ovocyte des Mammifères étudiés jusqu'ici s'est toujours révélé fécondable : Lapin, Souris, Femme, Truie, Vache, Brebis, Cobaye. Cependant, chez toutes ces espèces, excepté la Souris, cette fécondation ne se déroule pas normalement : la tête du spermatozoïde pénètre dans le cytoplasme de l'ovocyte mais l'absence ou le retard de décondensation de sa chromatine entrave la formation du pronucléus mâle. Nous avons cherché à établir si l'ovocyte de Hamster doré pouvait être fécondé in vitro après maturation hors du follicule comme il peut l'être après maturation in vivo ou si dans cette espèce aussi la maturation « extra-folliculaire » était incomplète. MATÉRIEL ET MÉTHODES. — Dans toutes les expériences, des Hamsters femelles de 8 à 12 semaines reçoivent une injection intrapéritonéale de 30 unités internationales de PMSG. Un premier groupe est sacrifié 48 h plus tard et les ovocytes des plus gros follicules à antrum sont recueillis (expérience II). Un second groupe reçoit 48 à 54 h après la PMSG une injection de 30 unités internationales de HCG et les ovocytes ovariens sont prélevés à intervalle croissant de 2 à 12 h après cette injection (expérience III). Enfin un troisième groupe fournit les ovocytes tubaires témoins, ayant fait leur maturation in vivo et recueillis dans les trompes 14 à 17 h après l'injection de HCG (expérience I). Tous les ovocytes sont ensuite fécondés in vitro selon la technique de Whittingham et Bavister, modifiée et le même échantillon de
ou si dans cette espèce aussi la maturation « extra-folliculaire » était incomplète. MATÉRIEL ET MÉTHODES. — Dans toutes les expériences, des Hamsters femelles de 8 à 12 semaines reçoivent une injection intrapéritonéale de 30 unités internationales de PMSG. Un premier groupe est sacrifié 48 h plus tard et les ovocytes des plus gros follicules à antrum sont recueillis (expérience II). Un second groupe reçoit 48 à 54 h après la PMSG une injection de 30 unités internationales de HCG et les ovocytes ovariens sont prélevés à intervalle croissant de 2 à 12 h après cette injection (expérience III). Enfin un troisième groupe fournit les ovocytes tubaires témoins, ayant fait leur maturation in vivo et recueillis dans les trompes 14 à 17 h après l'injection de HCG (expérience I). Tous les ovocytes sont ensuite fécondés in vitro selon la technique de Whittingham et Bavister, modifiée et le même échantillon de spermatozoïdes épididymaires sera utilisé simultanément pour la fécondation des ovocytes ayant fait leur maturation in vivo ou in vitro. RÉSULTATS. — 1. Fécondation in vitro des ovocytes tubaires témoins (expérience I). — Les spermatozoïdes épididymaires sont mis en présence des ovocytes non dénudés dans le milieu de Haidri et Gwatkin, enrichi en fluide folliculaire ou tubaire. Après 24 h de culture, 60 des 77 ovocytes, soit 80 %, sont fécondés. Ils sont soit au stade de pronuclei accolés, soit au stade de 2 blastomères (tableau II). 2. Fécondation in vitro des ovocytes ovariens après maturation totale in vitro (expérience II). — Les ovocytes prélevés dans les follicules à antrum différenciés sous l'influence de PMSG sont mis en culture comme précédemment, avec ou sans gonadotropines (10 pg de FSH + 10 ng de LH ovines par millilitre). 12 h plus tard, 95 % des ovocytes ont atteint la seconde métaphase de maturation, pourcentage voisin de ceux mentionnés par Iwamatsu et Yanagimachi. Ces ovocytes sont alors mis en présence des spermatozoïdes épididymaires selon la technique déjà décrite. Le tableau 1 montre qu'aucun des ovocytes ayant réalisé leur maturation in vitro n'est fécondé, même lorsque les gonadotropines ajoutées au milieu provoquent la réaction
enrichi en fluide folliculaire ou tubaire. Après 24 h de culture, 60 des 77 ovocytes, soit 80 %, sont fécondés. Ils sont soit au stade de pronuclei accolés, soit au stade de 2 blastomères (tableau II). 2. Fécondation in vitro des ovocytes ovariens après maturation totale in vitro (expérience II). — Les ovocytes prélevés dans les follicules à antrum différenciés sous l'influence de PMSG sont mis en culture comme précédemment, avec ou sans gonadotropines (10 pg de FSH + 10 ng de LH ovines par millilitre). 12 h plus tard, 95 % des ovocytes ont atteint la seconde métaphase de maturation, pourcentage voisin de ceux mentionnés par Iwamatsu et Yanagimachi. Ces ovocytes sont alors mis en présence des spermatozoïdes épididymaires selon la technique déjà décrite. Le tableau 1 montre qu'aucun des ovocytes ayant réalisé leur maturation in vitro n'est fécondé, même lorsque les gonadotropines ajoutées au milieu provoquent la réaction de dispersion des cellules du cumulus. Il s'agit bien d'une absence de fécondation car on ne retrouve de tête spermatique ni dans l'ovocyte ni dans la membrane pellucide. Ainsi, la maturation in vitro de l'ovocyte de Hamster nous a permis de mettre en évidence un nouvel aspect de la maturation cytoplasmique de l'ovocyte de Mammifère, précédant l'ovulation : l'acquisition par l'ovocyte soit de l'aptitude à être pénétré par le spermatozoïde, soit de la sensibilité de sa pellucide aux enzymes acrosomiques. TABLEAU II Temps écoulé Durée après l'injection de culture Réaction Nombre Ovocytes de HCG complémentaire des cellules Nombre d'ovocytes fécondés (h) (h) folliculaires d'ovocytes fécondés (%) 2 10 — 90 0 4 8 — 63 50 6 6 + 8 6 75 8-10 4-2 + 8 4 50 12 (*) 0 + 7 6 86 14 à 17 (*) 100 + 77 60 80 (%) Ovocytes prélevés dans l'ovaire. (%) Ovocytes prélevés dans les trompes. 3. Fécondation in vitro des ovocytes après maturation mixte in vivo et in vitro (expérience III). — Nous avons recherché, en prélevant des ovocytes ovariens de 2 à 12 h après l'injection de HCG, à partir de quel moment ils devenaient fécondables. Ces ovocytes ont
cytoplasmique de l'ovocyte de Mammifère, précédant l'ovulation : l'acquisition par l'ovocyte soit de l'aptitude à être pénétré par le spermatozoïde, soit de la sensibilité de sa pellucide aux enzymes acrosomiques. TABLEAU II Temps écoulé Durée après l'injection de culture Réaction Nombre Ovocytes de HCG complémentaire des cellules Nombre d'ovocytes fécondés (h) (h) folliculaires d'ovocytes fécondés (%) 2 10 — 90 0 4 8 — 63 50 6 6 + 8 6 75 8-10 4-2 + 8 4 50 12 (*) 0 + 7 6 86 14 à 17 (*) 100 + 77 60 80 (%) Ovocytes prélevés dans l'ovaire. (%) Ovocytes prélevés dans les trompes. 3. Fécondation in vitro des ovocytes après maturation mixte in vivo et in vitro (expérience III). — Nous avons recherché, en prélevant des ovocytes ovariens de 2 à 12 h après l'injection de HCG, à partir de quel moment ils devenaient fécondables. Ces ovocytes ont subi une culture complémentaire afin de maintenir constant à 12 h, le temps de maturation précédant les essais de fécondation. Ce n'est que 4 à 6 h après l'injection de HCG que les ovocytes ont acquis leur fécondabilité à l'intérieur de leur follicule (tableau II). Cette maturation est donc acquise dans les délais comparables à ceux permettant l'acquisition du MPGF (Male Pronucleus Growth Factor) dans l'ovocyte de Lapine et dans l'ovocyte de Hamster ainsi que l'ont montré Usui et Yanagimachi. Le Pr Thibault nous a guidé au cours de cette étude; l'I.N.R.A. et Mme Gérard en particulier, en ont facilité la réalisation: le Pr Jutisz, au laboratoire des hormones polypeptidiques de Gif-sur-Yvette, nous a fourni la FSH et la LH ovine. Séance du 20 septembre 1976. C. THIBAULT, in Oogenesis, J. D. BIGGERS et A. W. SCHUETZ, éd., Univ. park Press, Baltimore, 1972, p. 397-411. A. B. MUKHERJEE, Nature, 237, 1972, p. 397-398. P. SOUPART, in Biology of Spermatozoa, I.N.S.E.R.M., Paris, 1973, 26, p. 407-434. J. MOTLIK et J. FULKA, J. Reprod. Fert., 36, 1974, p. 235-237. R. H. F. HUNTER, R. A. S. LAWSON et L. E. A. Rowson, J. Reprod. Fert., 30, 1972, p. 325-328. C. THIBAULT, M.
dans les délais comparables à ceux permettant l'acquisition du MPGF (Male Pronucleus Growth Factor) dans l'ovocyte de Lapine et dans l'ovocyte de Hamster ainsi que l'ont montré Usui et Yanagimachi. Le Pr Thibault nous a guidé au cours de cette étude; l'I.N.R.A. et Mme Gérard en particulier, en ont facilité la réalisation: le Pr Jutisz, au laboratoire des hormones polypeptidiques de Gif-sur-Yvette, nous a fourni la FSH et la LH ovine. Séance du 20 septembre 1976. C. THIBAULT, in Oogenesis, J. D. BIGGERS et A. W. SCHUETZ, éd., Univ. park Press, Baltimore, 1972, p. 397-411. A. B. MUKHERJEE, Nature, 237, 1972, p. 397-398. P. SOUPART, in Biology of Spermatozoa, I.N.S.E.R.M., Paris, 1973, 26, p. 407-434. J. MOTLIK et J. FULKA, J. Reprod. Fert., 36, 1974, p. 235-237. R. H. F. HUNTER, R. A. S. LAWSON et L. E. A. Rowson, J. Reprod. Fert., 30, 1972, p. 325-328. C. THIBAULT, M. GÉRARD et Y. MENEZO, J. Reprod. Fert., 45, 1975, p. 605-610. R. M. MOORE et A. O. TROUNSON, J.R.F., 1977 (sous presse). (8) R. YANAGIMACHI, J. Reprod. Fert., 38, 1974, p. 485-488. (9) D. G. WHITTINGHAM et B. D. BAVISTER, J.R.F., 38, 1974, p. 489-492. (10) A. A. HAIDRI et R. B. L. GWATKIN, J. Reprod. Fert., 35. 1973, p. 173-176. (11) R. B. L. GWATKIN et A. A. HAIDRI, Exp. Cell. Res., 76, 1973, p. 1-7. (12) T. IWAMATSU et R. YANAGIMACHI, J. Reprod. Fert., 45, 1975, p. 83-90. (13) K. NIWA et M. C. CHANG, J. Reprod. Fert., 43, 1975, p. 435-451. (14) N. Usui et R. YANAGIMACHI, 10th Int. Cong. Anat., Tokyo, 1975, p. 442. J. M. Service d'Endocrinologie et de Gynécologie médicale, (Pr Mauvais-Jarvis), Hôpital Necker, 149, rue de Sèvres, 75730 Paris Cedex 15; M. P. : Laboratoire du Dr de Grouchy, Hôpital Necker, 149, rue de Sèvres, 75730 Paris Cedex 15. PHYSIOLOGIE DES INVERTÉBRÉS. — L'information thermopériodique et l'induction de la diapause chez Pieris brassicae L. Note (*) de Bernard Dumortier et Jeannine Brunnarius ('), présentée par M. Constantin Vago. Appliqué durant toute la vie larvaire, un cycle thermopériodique à l'obscurité permanente conduit, chez Pieris