jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
S. 291 ACL ACDE 8 946 ACDEFGIJKL ABCDEFIKL (1) P. S. 285. ACDL ACDE 35 013 ACDEL ABCDEFIKL (1) L'antisérum GJ manquait. 4° Résultats. — En comparant les résultats obtenus en 1948 et en 1951 on peut conclure, d'une façon générale, à l'apparition des facteurs D et E dans les souches où ils étaient absents et la disparition complète (à part deux exceptions) du facteur L. 5° Agglutination microscopique. — La possibilité d'une agglutination microscopique a été d'abord examinée avec la souche 8 946 qui donna en agglutination macroscopique un taux élevé avec tous les sérums spécifiques. En principe, une
taux élevé avec tous les sérums spécifiques. En principe, une dilution du sérum au quarantième donna un résultat positif indiquant la présence des facteurs majeurs et mineurs. Il est à remarquer aussi que l'agglutination A, B, C, D et E fut instantanée ou du moins rapide ; celle des autres fut lente. TABLEAU II. — Agglutination sur lame de la souche 8 946 par sérums spécifiques dilués. SÉRUM PUR 1/10 1/20 1/40 1/80 1/160 REMARQUES A + + + + + + Rapide. B -j+ + + + + Rapide. G -f+ + + + + Rapide. D + +
G -f+ + + + + Rapide. D + + + + + + Rapide. E + + + + + + Rapide. F + + + + + + Lente. IK. + -4 + + Lente. HM L. + + + + + + Lente. L'agglutination sur lame doit se faire avec une culture sur gélose âgée de préférence de moins de vingt-quatre heures. Les formules antigéniques ainsi déterminées correspondent exactement aux formules trouvées par la méthode macroscopique. 60 La particularité du facteur C. La disparition du facteur C dans les cultures sur gélose gardées quelques jours à la
dans les cultures sur gélose gardées quelques jours à la glacière a déjà été remarquée par nous en collaboration avec Spaun. Poursuivant les expériences en cette direction, l'examen de cultures âgées de 20 jours gardées à la température du Laboratoire révéla l'absence de l'antigène C par agglutination microscopique et un taux très réduit par agglutination macroscopique. Les autres facteurs ne sont pas affectés (tableau IV). En comparant des cultures bouillies et formolées, l'absence de l'antigène C est aussi remarquée dans la suspension formolée. Ceci démontre l'importance de l'usage d'une culture vivante et fraîche pour toute agglutination macroscopique ou microscopique. TABLEAU
vivante et fraîche pour toute agglutination macroscopique ou microscopique. TABLEAU III. — Taux d'agglutination de l'antisérum C utilisant des suspensions formolées et bouillies. SOUCHE SUSPENSION FORMOLÉE SUSPENSION BOUILLIE Nil 100 1 000 Suelem. 500 m 1 TABLEAU IV. — Comparaison d'agglutinations microscopiques de souches fraîches âgées de 20 jours et suspensions bouillies. cf] W cf] K M B S cf] W cf] = 0 = B S j s = s < 0 u 0 u 0 ë=~5~So=~o :: <N<;:¡;;¡;;¡¡¡ :::;r:;¡ i2': N j=--=MMr-r-rr.<N <I:I r.<N <I:I a: a: a: i p GPG2Ï5,AS3^-'T0?®!O?SGSSGS :.=:c r. ""-<!,..;t.WWWlf.Jww..¿".<.< ..:.: <N <N:> .:<>
i p GPG2Ï5,AS3^-'T0?®!O?SGSSGS :.=:c r. ""-<!,..;t.WWWlf.Jww..¿".<.< ..:.: <N <N:> .:<> ¡::..; 0.; 0.. 0.; 0.; < 0 < 0 W G (A > > > A +-(+ + + + + + + + + 4+ + + + + + + + + B ---------------++++++ C +-++-++-++-++-++-++-+ D + + ++ + + + + + + + + + + + + + + + + + E +++++++++++++++++++++ F ---------+++------+++ IK + + + HM L ------------------+++ 70 Effet de nombreux repiquages. — Comme Sokhey et Habbu [6] ont suggéré que les nombreux repiquages pourraient effectuer un
[6] ont suggéré que les nombreux repiquages pourraient effectuer un changement de structure antigénique, deux souches furent choisies : l'une d'une courte formule, Nil, et l'autre d'une longue formule, 8 946. Après 10 repiquages dans le courant d'une semaine, il n'y eut aucun changement dans le taux de l'agglutination macroscopique des différents facteurs. Il est plus probable que l'effet produit par le milieu de culture artificiel au premier repiquage après l'isolement ainsi que la façon dont la souche est conservée, sont des facteurs importants dans la détermination de la formule antigénique. RÉSUMÉ ET CONCLUSIONS. 1° Les facteurs antigéniques du vibrion
antigénique. RÉSUMÉ ET CONCLUSIONS. 1° Les facteurs antigéniques du vibrion cholérique de Burrows et Gallut sont aussi bien démontrés par agglutination microscopique que par agglutination macroscopique. L'agglutination microscopique peut être adoptée comme routine, étant beaucoup plus simple. 2° La formule antigénique n'est pas complètement stable. L'âge de la culture peut affecter surtout les facteurs D, E et L. Le facteur C disparaît rapidement par vieillissement de la culture vivante ou par traitement par le formol. Les cultures bouillies se conservent plus longtemps. 3° Les facteurs majeurs et mineurs sont entièrement différents en ce qui concerne le temps d'agglutination. 4° Une
différents en ce qui concerne le temps d'agglutination. 4° Une culture vivante, âgée de moins de vingt-quatre heures, doit être employée pour toute agglutination. 5° Les divers points ainsi établis dans ce travail peuvent suffire à expliquer les divergences d'opinion de certains auteurs sur l'existence réelle des facteurs antigéniques thermostables mineurs du vibrion cholérique, en raison des différences des techniques qu'ils ont utilisées. BIBLIOGRAPHIE [1] W. BURROWS, A. N. MATHER, V. G. Mc GANN et S. M. WAGNER. J. infect. Dis., 1946, 79, 168. [2] J. GALLUT. Ces Annales, 1949, 76, 122. [3] F. KAUFFMANN. Acta path., 1950, 27, 283.
76, 122. [3] F. KAUFFMANN. Acta path., 1950, 27, 283. [4] GURKIPAL SINGH et M. L. AHUJA. Ind. J. Med. Res., 1950, 38, 317. [5] A. D. GARDNER et K. V. VENKATRAMAN. J. Hyg., 1935, 35, 262. [6] S. S. SOKHEY et M. K. HABBU. Bull. O. M. S., 1950, 3, 55. [7] J. SPAUN et A. WAHBA. Travail non encore publié. ÉTUDE BIOCHIMIQUE DU RENDEMENT MATÉRIEL DE CROISSANCE D'UNE BACTÉRIE AÉROBIE : BACILLUS MEGATHERIUM par J.-P. AUBERT. (Institut Pasteur. Service des Fermentations.) I. — Etude des constituants cellulaires. Par définition, le rendement matériel d'un organisme en croissance exprime le
définition, le rendement matériel d'un organisme en croissance exprime le rapport du poids de matière vivante formée au poids de matière organique consommée. Pour cette question qui, jusqu'à ce jour, a fait l'objet de différents travaux, une bibliographie complète se trouve dans le livre de Monod : Recherches sur la croissance des cultures bactériennes [12] à côté des études personnelles de l'auteur. La constance du rendement au cours de la croissance, signalée en premier lieu par Terroine et Wurmser [15], est un fait bien établi dont Monod a précisé la signification en travaillant dans des conditions expérimentales parfaitement définies :
signification en travaillant dans des conditions expérimentales parfaitement définies : le microbe en croissance utilise toujours une égale quantité d'aliment carboné pour produire un individu qui lui est semblable, et le même phénomène se poursuivrait indéfiniment identique à soi sans l'intervention de facteurs limitants. Sans entrer pour l'instant dans le détail de conclusions que nous aurons l'occasion d'examiner par la suite, nous remarquerons que pour les auteurs cités et d'autres, le rendement est un moyen formel de caractériser la croissance, c'est l'expression mathématique d'un ensemble de phénomènes sur la nature et l'importance desquels le chiffre qui traduit la valeur du
et l'importance desquels le chiffre qui traduit la valeur du rendement ne renseigne pas. Cette notion, bien que complexe, est cependant la seule qui permette d'étudier quantitativement les phénomènes de synthèse. Mais il est nécessaire, pour traiter l'étude du rendement de cette manière, de connaître, au moins dans leur ensemble, les facteurs qui influent sur le rendement. Ces facteurs sont de deux sortes, les uns liés à l'identité de l'organisme, les constituants cellulaires, les autres au métabolisme de formation de ces corps et à la physiologie microbienne dans les conditions expérimentales réalisées. Le problème au départ est donc de travailler
expérimentales réalisées. Le problème au départ est donc de travailler avec des bactéries dont la nature et le taux des principaux constituants cellulaires soient connus et contrôlables, et dont le métabolisme n'interdise pas une analyse précise de l'ensemble des échanges matériels au cours de la croissance. Les conclusions, à quoi semblable étude doit conduire, concerneront soit la physiologie générale, soit la synthèse d'un constituant à partir d'un substrat, résultat qui expliquera le. En relation avec la valeur du rendement d'un organisme à cet organisme lui-même. La bactérie choisie, Bacillus megatherium, se trouve à l'état naturel dans le sol ; elle
se trouve à l'état naturel dans le sol ; elle se développe bien dans le milieu synthétique proposé par Grelet, que nous désignerons dans ce travail sous le terme de milieu S : H2PO4H2K 5 g NO3K. 10 g SO4Mg, 7H2O 0,150 g SO4Mn, 4H2O 0,030 g SO4 7H2O 0,030 g Eau de source. O. S. 11 Aliment carboné, par exemple, glucose. 10 g Nos principales connaissances sur le métabolisme de cet organisme ont été établies par Lemoigne et ses collaborateurs. 1° Métabolisme carboné. — Lemoigne a montré qu'au cours du développement de B. megatherium il s'accumule à l'intérieur des
du développement de B. megatherium il s'accumule à l'intérieur des cellules une substance polymère de l'acide β-hydroxybutyrique, de formule brute (C4H9O2)n, désignée sous le terme de lipide (β-hydroxybutyrique et dont le taux atteint couramment 30 p. 100 de la matière sèche microbienne [7]. Par différentes méthodes d'extraction, Lemoigne et coll. [10] ont décrit 4 corps dont les points de fusion s'étendent entre 115° et 157°, possédant tous la même formule brute et se différenciant seulement par leur degré de polymérisation. Une méthode a été donnée pour le dosage de ce lipide β-hydroxybutyrique [11]. 2° Métabolisme azoté. — Quand on cultive
lipide β-hydroxybutyrique [11]. 2° Métabolisme azoté. — Quand on cultive B. megatherium sur un milieu synthétique contenant du nitrate de sodium ou de potassium comme aliment azoté, il ne se forme dans le milieu ni nitrites, ni sels d'ammonium. Cette bactérie attaque la quantité de nitrate juste nécessaire à la synthèse de ses protéines [8]. L'étude du rendement telle que nous avions l'intention de la traiter n'était pas possible sans la connaissance des principaux constituants cellulaires ; cette question fera l'objet du présent mémoire. Il importait de répartir les constituants cellulaires dans les trois grands groupes classiques : glucides, lipides,
cellulaires dans les trois grands groupes classiques : glucides, lipides, protides, d'en connaître le taux et, si possible, la nature, tout au moins pour les constituants glucidiques et lipidiques. A. — ETAT ACTUEL DE LA QUESTION. 1° Glucides. Aucun renseignement précis n'est donné ; les quelques rares indications bibliographiques seront exposées plus loin. 2° Lipides. La formation du lipide β-hydroxybutyrique englobe pratiquement la totalité du métabolisme lipidique. 3° Protides. Le calcul du taux des protides est obtenu en multipliant le taux de l'azote par le coefficient 6,25. Wheeler [16] indique 8,3 p. 100 d'azote, soit 52 p. 100 de protides.
8,3 p. 100 d'azote, soit 52 p. 100 de protides. 4° Cendres. Wheeler [16] indique 10,2 p. 100. B. — RECHERCHES PERSONNELLES. 1° DOSAGES DES CONSTITUANTS CONNUS. — La souche utilisée a été isolée de la terre et conservée sporulée sur bouillon de haricots gélosé, saccharose. Dans les expériences, les bactéries, sauf indications particulières, ont toujours été cultivées sur le milieu S glucosé. Nous reviendrons dans la prochaine note sur les conditions pratiques de culture et les raisons qui les justifient. Les dosages suivants portent sur des microbes « normaux », c'est-à-dire pris dans la phase exponentielle de croissance, lorsque
», c'est-à-dire pris dans la phase exponentielle de croissance, lorsque le développement n'est entravé par aucun facteur limitant. a) Dosage du lipide. — 28 à 30 p. 100 de la matière sèche. b) Dosage de l'azote. — La micro-méthode de Kjeldahl indique en moyenne 6,2 p. 100 d'azote, soit environ 39 p. 100 de protéines. c) Dosage des cendres. — Plusieurs analyses indiquent la valeur de 8 p. 100 qui a été calculée une fois pour toutes. La somme des taux de ces trois constituants laisse, par rapport au poids de la matière sèche totale, un déficit constant de l'ordre
de la matière sèche totale, un déficit constant de l'ordre de 24 p. 100, sans doute explicable par l'existence d'un ou de plusieurs corps inconnus de nature glucidique. 2° RECHERCHE DE L'EXISTENCE D'UNE SUBSTANCE SACCHARIFIABLE. — L'existence d'une telle substance dans les corps microbiens doit être mise en évidence par l'apparition de sucres réducteurs après hydrolyse acide des bactéries. Pratiquement, les microbes centrifugés sont lavés deux fois à l'eau distillée, remis en suspension en milieu acide et portés au bain-marie bouillant. Des prélèvements permettent de suivre le cours de l'hydrolyse et les analyses sont conduites de la manière suivante :
et les analyses sont conduites de la manière suivante : la prise d'essai est neutralisée avec une solution de NaOH N, et précipitée à l'hydrate cadmique ; après centrifugation et lavage du précipité, le liquide est amené à volume connu et les corps réducteurs sont dosés sur une partie aliquote par la méthode de Schaffer-Hartmann. On objectera qu'il n'est pas certain que les substances réductrices ainsi dosées appartiennent toutes au groupe des glucides. Cette objection a été réfutée dans une publication récente par des auteurs [3] qui, travaillant sur le polyoside de E. coli, ont employé la même technique que
polyoside de E. coli, ont employé la même technique que nous, après avoir montré que la méthode de Somogyi, très voisine de celle de Schaffer-Hartmann, est tout à fait convenable. Un autre argument en faveur de la validité de cette technique sera donné ultérieurement. Les courbes d'hydrolyse obtenues sont des courbes classiques ; avec H2SO4H2O, le taux maximum de sucres réducteurs exprimés en glucose est de 21,2 p. 100 de la matière sèche microbienne, avec H2SO4H2O, il est de 20,8 p. 100. Le chiffre moyen de 21 p. 100 correspond au déficit de 24 p. 100 mentionné précédemment. Ce résultat
au déficit de 24 p. 100 mentionné précédemment. Ce résultat nous a poussé à rechercher quelles étaient les substances responsables de la libération des sucres réducteurs, à en connaître le nombre et la nature. Extraction et étude chimique d'un premier polyoside. I. — GÉNÉRALITÉS. Après avoir essayé différents modes d'extraction, nous avons choisi finalement le traitement à l'eau bouillante. A. INFLUENCE DE LA DURÉE DE L'ÉBULLITION. — Les bactéries lavées sont mises en suspension dans l'eau et le liquide est porté à l'ébullition sous réfrigérant ascendant. Toutes les heures, des parties aliquotes sont prélevées et centrifugées. Le liquide surnageant et
parties aliquotes sont prélevées et centrifugées. Le liquide surnageant et les microbes sont hydrolysés séparément avec H2SO4H2O pendant cinq heures et le taux de polyoside de chaque fraction est exprimé en p. 100 du poids de matière sèche microbienne au départ. Le tableau 1 exprime les résultats. TABLEAU I. POLYOSIDE (exprimé en glucose) TEMPS dans le liquide dans les bactéries total 1 heure 6,1 14,7 20.8 2 heures 1,5 13.8 21,3 3 heures 7,7 13.8 21.5 4 heures. 7,6 13,1 20,7 5 heures. 7,6 13,5 21,1 Après deux heures et demie d'ébullition, on n'extrait plus de polyoside. B. INFLUENCE DU
demie d'ébullition, on n'extrait plus de polyoside. B. INFLUENCE DU VOLUME D'EAU. — Pour des raisons d'ordre pratique, il est difficile de travailler avec des suspensions où la concentration microbienne est supérieure à 10 p. 100. Si les concentrations sont plus faibles, le volume d'eau utilisé ne joue aucun rôle : un plus grand volume d'eau pour une quantité donnée de microbes ne permet pas d'extraire plus de polyoside. Il existe donc au moins deux types de polyoside : l'un extrait à l'eau bouillante (polyoside I), l'autre non (polyoside II). II. — PRÉPARATION DU POLYOSIDE I. A. CULTURE ET RÉCOLTE
II. — PRÉPARATION DU POLYOSIDE I. A. CULTURE ET RÉCOLTE DES BACTÉRIES. — Les microbes sont cultivés dans une cuve contenant 60 l de milieu S glucose à 3 p. 100. La concentration en glucose, l'aération et l'agitation sont suffisantes pour assurer un bon développement jusqu'à trente heures de culture. Après vingt-quatre heures les bactéries sont centrifugées dans une supercentrifugeuse « Sharples ». La durée totale de la centrifugation est d'environ six heures ; aussi, pour éviter une altération imprévisible du polyoside chez les bactéries déjà centrifugées, avons-nous mis, à mesure de leur récolte, les bactéries en suspension dans l'acétone.
mesure de leur récolte, les bactéries en suspension dans l'acétone. Quand la récolte est terminée, la suspension acétonique est filtrée sur Büchner, les microbes sont lavés à l'acétone anhydre, puis séchés sous vide. Une cuve donne en moyenne 500 g de microbes secs à l'état de poudre, qui se conservent sans inconvénient plusieurs jours avant d'être extraits. Cette technique n'altère nullement le polyoside. B. EXTRACTION DU POLYOSIDE. — Les bactéries sont remises en suspension dans l'eau distillée, à raison de 100 g de poudre pour 1,5 l d'eau. La suspension est portée à l'ébullition sous réfrigérant ascendant pendant deux heures
est portée à l'ébullition sous réfrigérant ascendant pendant deux heures et demie. Après refroidissement, on centrifuge à nouveau à la « Sharples ». Les résidus microbiens sont séchés à l'acétone et conservés pour des extractions ultérieures. Le liquide contenant le polyoside dissous est additionné de terre d'infusoires et filtré sur Büchner. On obtient 6 à 7 l d'un liquide jaune opalescent absolument limpide. C. PRÉCIPITATION DU POLYOSIDE. — Par précipitation directe à l'alcool on risque d'entraîner, en même temps que le polyoside, une importante quantité de phosphates. Si, comme le recommande Heidelberger [6], on dissout par litre de solution 100
recommande Heidelberger [6], on dissout par litre de solution 100 g d'acétate de sodium, il suffit d'ajouter 1 250 ml d'alcool absolu pour obtenir un abondant précipité de polyoside et éviter d'entraîner la majeure partie des phosphates qui demeurent solubles. Après quelques minutes, on centrifuge. Le précipité est lavé à l'alcool et à l'éther, puis séché sous vide. On obtient 12 à 13 g d'un produit brut qui se présente sous l'aspect d'une poudre légèrement grisâtre. D. PURIFICATION DU POLYOSIDE. — Les protéines sont éliminées par la méthode de Sevag [14] et les sels par dialyse. Lorsqu'il est en solution
[14] et les sels par dialyse. Lorsqu'il est en solution diluée privée d'ions, le polyoside ne précipite plus à l'alcool. Le liquide provenant de la dialyse doit être concentré sous vide à 35°. On ajoute quelques gouttes d'acide acétique et on précipite par 3 à 4 volumes d'alcool. Le précipité obtenu est lavé à l'alcool à 90°, à l'alcool absolu, et à l'éther, puis desséché sous vide à 40° jusqu'à poids constant. Le polyoside, parfaitement blanc, se présente sous l'aspect de longues fibres très légères, semblables à des fibres d'amiante ; 2 g de produit brut donnent environ 1 g
; 2 g de produit brut donnent environ 1 g de cette substance purifiée. III. — ETUDE CHIMIQUE DU POLYOSIDE. A. GÉNÉRALITÉS. — 1° Réactions colorées. — Les réactions de Molisch et de Bial sont positives, celles de Seliwanoff, du biuret et de la ninhydrine négatives. Le polyoside ne présente aucune coloration caractéristique avec l'iode. Dosages. — Le polyoside contient 7,2 p. 100 de cendres, 5,1 p. 100 d'azote et 3,1 p. 100 de phosphore organique. Dans l'acide sulfurique normal, l'hydrolyse au bain-marie bouillant est terminée après cinq heures. Le polyoside ne contient que 0,6 p. 100 de sucres réducteurs
polyoside ne contient que 0,6 p. 100 de sucres réducteurs exprimés en glucose, il ne possède aucun pouvoir réducteur décelable avant hydrolyse. Pour tous les essais ultérieurs, les hydrolyses seront faites dans les conditions ainsi définies : concentration en polyoside 0,5 p. 100 dans H2SO4 n ; temps d'hydrolyse, cinq heures. B. ETUDE DES CONSTITUANTS. — 1° Chromatographie sur papier. Nous avons travaillé en chromatographie descendante avec du papier Whatmann n° 1. Les solvants sont soit le phénol saturé d'eau, soit le mélange n butanol-acide acétique-eau, et le révélateur le phtalate acide d'aniline qui fait apparaître les pentoses en rouge,
phtalate acide d'aniline qui fait apparaître les pentoses en rouge, les aldohexoses et les acides uroniques en brun [13]. Cette méthode révèle l'existence de trois constituants osidiques : le glucose, le galactose et le ribose. 2° Méthode chimique. — Le glucose est caractérisé par la formation de la phénylglucosazone (p. f. 219°) et du saccharate acide de potassium ; le galactose par la formation d'acide mucique (p. f. 2130), et le ribose par la formation de la phénylribosazone (ou phénylarabinosazone) (p. f. 161°) et celle de la parabromophénylhydrazone (p. f. 167°). Les tests chimiques confirment les résultats de la chromatographie
167°). Les tests chimiques confirment les résultats de la chromatographie sur papier ; le polyoside tel qu'il a été extrait contient du glucose, du galactose et du ribose. IV. — ETUDES ULTÉRIEURES. Il nous a paru étonnant de trouver du ribose dans un polyoside bactérien. La présence de cet ose, la forte teneur en phosphore et en azote du produit qui, d'ailleurs, ne donne aucune réaction positive avec les réactifs habituels des protéines, nous a poussé à rechercher s'il ne contenait pas une fraction nucléique. Au spectrophotomètre de Beckman, une solution au 1/35 000 du polyoside I présente un maximum
solution au 1/35 000 du polyoside I présente un maximum d'absorption à 260 mµ, caractéristique des acides nucléiques. Cette expérience explique du même coup la présence du phosphore, de l'azote et du ribose. L'important pour nous était, non pas tellement de savoir si la fraction nucléique correspondait à un produit pur ou dégradé, mais si elle était ou non liée au polyoside. A. FRACTIONNEMENT DU POLYOSIDE. Nous avons réussi à fractionner le polysaccharide en employant l'acétate de plomb dans certaines conditions. Le schéma ci-dessous résume les différentes étapes. B. ÉTUDE DES DIFFÉRENTS PRÉCIPITÉS. — Le tableau II résume les résultats
DES DIFFÉRENTS PRÉCIPITÉS. — Le tableau II résume les résultats des différentes analyses. TABLEAU II. p N CONSTITUANTS OSCILÉS 1 l FRACTIONS P. 100 P. 100 (par chromatographie p. 1, ou f p. 1, ou sur papier) Produit initial. 3,1 5,1 Glucose, galactose, ribose. Précipité 1 5,8 1, 5 Ribose. Précipité II. 2,5 4,9 Glucose, galactose, ribose. Précipité III. 0,1 0,2 Glucose, galactose. Ces analyses montrent que le précipité 1 correspond à la fraction nucléique pure, le précipité III au polysaccharide pur, le précipité II à un produit très voisin du polysaccharide initial. Ce précipité II, traité comme le produit
du polysaccharide initial. Ce précipité II, traité comme le produit initial, fournit trois précipités analogues aux précédents en proportion et composition. Il n'a pas été possible de reprendre à nouveau la fraction intermédiaire par suite de la trop faible quantité de produit obtenu. La fraction nucléique n'est donc pas, tout au moins en grande partie, liée au polysaccharide, cependant il est impossible de débarrasser complètement le précipité III de ses dernières traces de phosphore et d'azote par d'autres purifications semblables. C. ÉTUDE RÉCAPITULATIVE DU POLYSACCHARIDE PURIFIÉ. — Le précipité III qui représente le polysaccharide pur libère, après cinq heures d'hydrolyse,
qui représente le polysaccharide pur libère, après cinq heures d'hydrolyse, 91 p. 100 de sucres réducteurs exprimés en glucose. En exprimant le pourcentage total des sucres réducteurs en glucose, l'erreur par rapport au pourcentage réel glucose + galactose est assez faible. Il est ainsi possible de calculer, d'après le pouvoir rotatoire de la solution d'hydrolyse, la proportion approximative des deux constituants. Pour le d-glucose a* = + 52,5°, pour le d-galactose + 80,3°. La remarque précédente étant faite, l'a* = + 60°. Si x est la concentration en glucose et y celle en galactose, 52,5 x + 80,3 y =