jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
( 120 Å) et de longueur très variable; ces filaments qui sont eux-mêmes séparés les uns des autres par des espaces clairs dont l'épaisseur est variable, présentent une course des plus irrégulières; s'ils restent en général parallèles les uns aux autres pour constituer l'inclusion, sur leur parcours ils sont parfois des plus flexueux. Des coupes sériées nous permettent de dire que ces filaments correspondent à des sections transversales ou obliques de lamelles qui sont en fait empilées les unes au-dessus des autres; ce sont donc des paracristaux. Après incubation de 24 à 48 h des coupes ultrafines sur une solution
24 à 48 h des coupes ultrafines sur une solution de pronase, les structures paracristallines présentent des zones claires aux électrons qui apparaissent (fig. 7 et 8) sous forme de boutonnières situées soit entre les lamelles soit à la périphérie de l'inclusion intranucléaire. Après des temps d'incubation de 72 ou 96 h, on observe (fig. 9, 10 et 11) que les zones claires aux électrons sont de plus en plus importantes en fonction du temps d'action de l'enzyme et même occupent presque toute la surface du paracristal; elles sont parfois parcourues par des restes de lamelles; les coupes témoins observées
parcourues par des restes de lamelles; les coupes témoins observées après incubation sur le milieu dépourvu d'enzyme ne présentent pas de plages claires et l'on retrouve intact le paracristal (fig. 12); ces observations nous permettent d'admettre que les formations intranucléaires sont essentiellement de nature protéique et précisent les résultats obtenus en microscopie photonique avec le réactif de Mazia. EXPLICATION DES PLANCHES Planche I Fig. 1. — Paracristal intranucléaire (flèche) observé en microscopie photonique après coloration par le réactif de Mazia (G x 1 600). Fig. 2 et 4. — Dans le nucléoplasme, le paracristal (pc) est situé (flèche) au contact
le nucléoplasme, le paracristal (pc) est situé (flèche) au contact du nucléole (n). V, vacuole (G x 9 000 et 8 500). Fig. 3. — Le noyau renferme un volumineux paracristal (pc) occupant presque tout le nucléoplasme. v, vacuole (G x 8 000). Fig. 5. — Noyau témoin sans inclusion (G x 8 500). Fig. 6. — Le paracristal apparaît constitué de filaments presque parallèles; les flèches montrent que ces filaments sont en fait des coupes transversales de lamelles (G x 36 000). PLANCHE I SERGE RENAUDIN PLANCHE II Planche II Fig. 7. — Après un traitement de 24 h
II Fig. 7. — Après un traitement de 24 h à la pronase, on observe un début d'extension des plages claires aux électrons (flèches) au sein du paracristal (pc). N, noyau; v, vacuole (G x 9 000). Fig. 8. — Après une incubation des coupes de 48 h sur la pronase, les plages claires aux électrons, correspondant à une partie de cristal digéré, ont augmenté de surface, n, nucléole; v, vacuole (G x 9 500). Fig. 9. — Le traitement des noyaux (N) par la pronase pendant 96 h provoque la disparition presque complète de l'inclusion nucléaire; on observe sur
la disparition presque complète de l'inclusion nucléaire; on observe sur son emplacement quelques filaments (flèches), restes des lamelles qui constituaient l'inclusion (G x 9 000). Fig. 10 et 11. — Après un traitement de 72 h par l'enzyme protéolytique, le noyau (N) présente à l'emplacement du paracristal une zone claire aux électrons qui renferme encore une partie de l'inclusion (flèches) non digérée (G x 7 500). Fig. 12. — Noyau témoin incubé 96 h sur le milieu dépourvu d'enzyme; on n'observe aucune modification de l'inclusion nucléaire (pc) (G x 8 000). DISCUSSION. — Des inclusions nucléaires ont été signalées en
000). DISCUSSION. — Des inclusions nucléaires ont été signalées en microscopie photonique depuis très longtemps puisque dès 1859 Radlkofer décrivait dans des cellules végétales et animales; elles ont été retrouvées en microscopie électronique dans les noyaux de nombreuses espèces végétales et au niveau de divers organites cellulaires : protéoplastes, réticulum endoplasmique. Les inclusions nucléaires présentent une ultrastructure très variée qui peut correspondre à l'association d'unités tubulaires, d'unités fibrillaires, à l'empilement de lamelles ou encore qui peut résulter de l'arrangement régulier de granules denses. Certains auteurs ont même observé que ces formations ont une structure amorphe et pensé que la structure
formations ont une structure amorphe et pensé que la structure de ces inclusions est susceptible de varier en fonction du degré de différenciation des cristaux. Les observations que nous avons réalisées permettent de ranger les inclusions des noyaux de Tozzia parmi celles qui présentent une structure lamellaire. Un fait cependant attire notre attention; il semble que les inclusions situées dans les noyaux des différentes Scrophulariaceae étudiées, se présentent toutes selon le type lamellaire. Un tel fait plaiderait alors en faveur d'une constante métabolique caractéristique du noyau des Scrophulariaceae. La composition chimique de ces inclusions a été l'objet de peu de
chimique de ces inclusions a été l'objet de peu de travaux; cependant dans l'ensemble les auteurs, aboutissent aux mêmes conclusions : ces formations sont de nature protéique. L'emploi du réactif de Mazia puis l'utilisation d'une enzyme protéolytique non spécifique nous permettent d'admettre que les inclusions des noyaux de Tozzia sont aussi, au moins en grande partie, de nature protéique. La nature chimique de ces inclusions pose le problème de leur signification physiologique. Saurer montre que l'apparition des cristaux est concomitante d'un apport protéique à la cellule et Vintejoux pense que les inclusions nucléaires constituent une forme d'accumulation des protéines; pour
les inclusions nucléaires constituent une forme d'accumulation des protéines; pour Arsanto, ces inclusions seraient une forme de mise en réserve d'un surplus protéique synthétisé au niveau des nucléoles. En ce qui concerne les cellules de Tozzia alpina, les structures paracristallines que nous avons observées pourraient correspondre aussi à des réserves protéiques que la plante parasite accumule dans les noyaux des cellules du mésophylle de l'épacée, réserves provenant peut-être du fonctionnement de l'appareil nucléolaire; une étude expérimentale utilisant les radio-éléments nous permettra ultérieurement de préciser cette hypothèse et plus particulièrement de rechercher les relations existant entre ces paracristaux et la nutrition
rechercher les relations existant entre ces paracristaux et la nutrition azotée de la plante parasite. (*) Séance du 14 février 1977. (1) K. GOEBEL, Flora. 83, 1897, p. 444-453. (2) E. HEINRICH, Jahrh. Wiss. Bot., 1901, p. 677-752. (3) S. RENAUDIN et M. CAPDEPON, Bull. Soc. Bot. Fr., 124, 1977 (sous presse). (4) L. RADLKOFER, Uber Krystalle proteinartiger Korper. Pfanzlichen und tierischen Ursprungs, Leipzig, 1859 (W. Engelman). (5) E. SCHNEPF, Z. Naturf., 19 6, 1964, p. 344-345. (6) E. SCHNEPF, Protoplasma, 73, 1971, p. 67-72. (7) L. GENEVÈS et C. VINTEJOUX, Comptes rendus, 264, série D, 1967, p. 2750. (8)
VINTEJOUX, Comptes rendus, 264, série D, 1967, p. 2750. (8) F. AMELUNXEN et T. GIELE, Z. Pflanzenphysiol., 58, 1968, p. 457-460. (9) D. PERRIN, Protoplasma, 70, 1970, p. 131-134. (10) W. P. WERGIN, P. J. GRUBER et E. H. NEWCOMB, J. Ultrastr. Research. 30, 1970, p. 533-557. (11) G. HEINRICH, Planta, 105, 1972, p. 174-180. (12) A. SMAOUI, Comptes rendus, 275, série D, 1972. (13) J. P. ARSANTO, Comptes rendus, 276, série D, 1973, p. 1153. (14) M. HESSE, Protoplasma, 81, 1974, p. 393-397. (15) R. BUVAT, Comptes rendus, 249, 1959, p. 289. (16) A. LANCE-NOUGARÈDE, Comptes rendus, 26, 1965,
1959, p. 289. (16) A. LANCE-NOUGARÈDE, Comptes rendus, 26, 1965, n. 3451. (17) F. R. RICKSON, J. Cell. Biol, 38, 1968, p. 471-474. (18) N. Poux, J. Microscopie, 2, 1963, p. 643-648. (19) J. P. ARSANTO, Comptes rendus, 276, série D, 1973, p. 1345. (20) W. SAURER, dans FREY-WYSSLING and MUHLETHALER, Ultrastructural Plant cytology, Elsevier, London, 1965, p. 190-191. (21) C. VINTEJOUX, Comptes rendus, 270, Série D, 1970, p. 2438. S. R. Groupe de Zoologie et Phytopathologie, Laboratoire de Cytologie structurale appliquée à la Phytopathologie, U.E.R., des Sciences de la Nature, 38, boulevard Michelet, 44037 Nantes Cedex et M. C.
Nature, 38, boulevard Michelet, 44037 Nantes Cedex et M. C. Laboratoire de Botanique et de Biologie végétale, Domaine universitaire de Grenoble, 38400 Saint-Martin-d'Hères. CYTOLOGIE. — Analyse de la croissance in vitro des tubes polliniques du Juniperus communis L. (Cupressaceae), avec l'aide d'un marqueur fluorescent. Note de Émile Duhoux, présentée par M. Lucien Plantefol. La localisation de la croissance du tube pollinique du J. colonisation a été étudiée avec le « Calcofluor White M2R New », fluorochrome pariétal, utilisé en conditions vitales. La technique décrite, simple, rapide et précise, a permis de situer la zone de croissance des tubes polliniques dans
de situer la zone de croissance des tubes polliniques dans la région apicale pour les jeunes tubes et, sous-apicale, pour les tubes plus âgés. The mechanism of pollen tube growth in J. communis was studied using "Calcofluor White M2R New" as a vital fluorescent cell wall stain. This method has proved to be easy, rapid and precise. Growth zone is found to be apical in young tubes and behind the apex in older ones. L'élongation de la paroi des tubes polliniques d'Angiospermes est réalisée dans la région apicale, la zone de croissance étant limitée aux 3 à 7 premiers microns
de croissance étant limitée aux 3 à 7 premiers microns de l'apex. Cette localisation a été mise en évidence en histoautoradiographie, après l'incorporation de précurseurs pariétaux radioactifs dans la paroi des tubes polliniques. Moins étudiée que chez les Angiospermes, la croissance in vitro du tube pollinique des Gymnospermes n'a pas encore donné lieu à des analyses permettant de situer avec précision la zone de croissance du tube pollinique. Pour définir les modalités de cette croissance, depuis la germination du pollen jusqu'à l'arrêt du développement du tube, nous avons utilisé, en conditions vitales, un marqueur fluorescent : le Calcofluor. Ce fluorochrome
conditions vitales, un marqueur fluorescent : le Calcofluor. Ce fluorochrome permet de déceler la cellulose sur laquelle il se fixe, mais sa spécificité n'est pas définie avec précision. Il a déjà permis de marquer des parois de natures diverses, des hyphes mycéliens, des tubes polliniques développés dans le style, des parois en cours de régénération autour des protoplastes. Le principe du marquage est le suivant : les tubes polliniques isolés des parois polliniques au cours de leur germination, sont prélevés dans leur milieu de culture et mis en contact quelques minutes avec une solution de Calcofluor, puis lavés et replacés
minutes avec une solution de Calcofluor, puis lavés et replacés dans leur milieu primitif. La paroi des tubes vivants peut, quelques jours après le marquage, être observée en microscopie à fluorescence. L'absence de toute croissance se traduira par une fluorescence de l'ensemble du tube pollinique. Par contre, tout phénomène de croissance se manifestera par l'absence de fluorescence au niveau d'une zone de croissance, si la croissance de la paroi est en effet localisée. MÉTÉOROLOGIE ET TECHNIQUES. — 1. Cultures. — Aussitôt après leur récolte, les cônes mûrs mais non déhiscents, sont soigneusement lavés à l'aide d'eau additionnée d'un agent mouillant,
sont soigneusement lavés à l'aide d'eau additionnée d'un agent mouillant, puis désinfectés par un passage rapide dans l'éthanol à 70°, et par un bain de 20 mn dans une solution filtrée d'hypochlorite de calcium à 8 %. Après 2 rinçages à l'eau distillée stérile, les cônes sont écrasés mécaniquement à l'aide d'un pilon dans quelques millilitres d'eau distillée stérile; ils libèrent ainsi le pollen qui est ensuite ensemencé dans des boîtes de Petri stériles, suivant les techniques décrites pour le pollen du Datura ou du Tabac : milieu de culture liquide, eau distillée additionnée de saccharose (15 g/1), stérilisation après
liquide, eau distillée additionnée de saccharose (15 g/1), stérilisation après ajustement du pH à 5,5. Le matériel est ensuite placé dans une salle de culture à 25° ± 1°C, à l'obscurité. 2. Le marquage. — Nous avons marqué les tubes polliniques en les immergeant pendant 4 à 5 mn dans le « Calcofluor White M2R New » à 0,07 % stérilisé par filtration sur Millipore. Les tubes polliniques sont ensuite lavés plusieurs fois avec le milieu de culture et replacés dans un milieu neuf. 3. Observation. — Les tubes polliniques sont observés en lumière ultraviolette avec un microscope Standard Universel
sont observés en lumière ultraviolette avec un microscope Standard Universel « Zeiss Model II FI Vertical Illuminator », équipé d'une lampe à vapeur de mercure HBO 200 W et du filtre d'excitation n° IV, du filtre interférentiel FL 400 et, enfin, du filtre d'arrêt 67. RÉSULTATS. — 1. Au cours de l'hydratation du pollen, le fluorochrome émet, dans nos conditions expérimentales, une fluorescence bleu pétrole au niveau de l'intine interne seulement (fig. 1 et 2). Les enveloppes qui se sont détachées, exine (Ex., fig. 2) et intine externe (Ie., fig. 2), ne retiennent pas le fluorochrome. Après leur hydratation, les
2), ne retiennent pas le fluorochrome. Après leur hydratation, les grains de pollen germent et donnent naissance à des tubes polliniques qui sont libérés. Aussitôt après le marquage, la totalité de leur paroi est fluorescente. Notons toutefois que, chez certains d'entre eux, la zone prothallienne est beaucoup moins marquée (z.p., fig. 3). 2. Des grains de pollen ovoïdes âgés de 3 jours, placés 5 mn au contact du fluorochrome puis cultivés pendant 3 jours, donnent naissance à de jeunes tubes (fig. 4), dont la partie apicale n'est pas fluorescente. Cette partie est donc néoformée. 3. Après un marquage effectué le
partie est donc néoformée. 3. Après un marquage effectué le 6e jour, les tubes polliniques montrent 6 jours plus tard, une fluorescence inégalement répartie sur la longueur du tube (fig. 5, 6, 7). Dans tous les tubes la zone apicale est marquée; mais, par contre, la zone sous-apicale est obscure. La longueur de cette dernière varie en fonction de la vitesse d'allongement des différents tubes. La zone sous-apicale est donc, pour ce stade, la zone d'allongement du tube. Elle présente cependant une faible fluorescence. Par ailleurs, la fluorescence de la région du tube qui ne s'est pas allongée est devenue
région du tube qui ne s'est pas allongée est devenue moins intense et, en particulier, la zone prothallienne devient parfois complètement obscure (z.p., fig. 6). Dans ces régions, la fixation du fluorochrome semble réduite à la suite, sans doute, d'un remaniement pariétal biochimique important. EXPLICATION DE LA PLANCHE Montages de grains de pollen et de tubes polliniques dans le Calcofluor. Observations en fond clair (fig. 1), et en fluorescence (fig. 2 à 8). a. apex; aa. ampoule apicale; Ex, exine; le, intine externe; Ii, intine interne; z.p., zone prothallienne. Fig. 1, 2. — La même préparation de pollen hydraté, observations
1, 2. — La même préparation de pollen hydraté, observations immédiates après le marquage (G x 750). Fig. 3. — Tube pollinique. observation immédiate après le marquage (G x 300). Fig. 4. — Tubes polliniques de 6 jours. Le marquage a eu lieu le 3e jour. Noter (flèches) les régions néoformées marquées par un ponctué blanc sur l'un des tubes. (G x 300). Fig. 5, 6, 7. — Tubes polliniques de 12 jours. Le marquage a eu lieu le 6e jour. L'apex est fluorescent (flèche) et la zone d'allongement (trait) bien visible sur les figures 5 et 6. Figure 5
bien visible sur les figures 5 et 6. Figure 5 (G x 300), figure 6 (G x 600), figure 7 (G x 750). Fig. 8. — Tube pollinique de 17 jours. Le marquage a eu lieu le 14e jour (G x 750). PLANCHE 1 ÉMILE DUHOUX 4. 15 jours après l'ensemencement du pollen, les tubes marqués par le fluorochrome, puis replacés dans leur milieu de culture, conservent, 2, 3 et 4 jours plus tard, une paroi totalement fluorescente : il n'y a donc plus de croissance. Leur apex est alors dilaté en forme d'ampoule au contenu fortement vacuolisé (a.a., fig.
dilaté en forme d'ampoule au contenu fortement vacuolisé (a.a., fig. 8). DISCUSSION-CONCLUSIONS. — La technique de la microscopie à fluorescence a permis de situer pour la première fois, à notre connaissance, la zone de croissance d'un tube pollinique de Gymnosperme. La localisation de cette zone diffère selon les stades du développement du tube pollinique. Pour les tubes courts, immédiatement issus de la germination du pollen, elle est située à l'apex même du tube. Par contre, pour des tubes plus âgés, en phase d'élongation active, c'est dans une zone sous-apicale, que la synthèse de matériel pariétal est la plus importante. Ainsi,
la synthèse de matériel pariétal est la plus importante. Ainsi, chez le J. communis, 2 modes de croissance de la paroi du tube pollinique se succèdent dans le temps, alors que chez les Angiospermes étudiées [(1), (2)], une seule modalité, par croissance apicale, est réalisée. Quel que soit le moment du développement pollinique considéré, la zone d'allongement n'apparaît jamais totalement « obscure » en microscopie à fluorescence. Ceci se conçoit aisément : comme dans toute élongation d'une paroi végétale, celle d'un tube pollinique associe vraisemblablement une extension de la paroi préexistante à une synthèse de composants polysaccharidiques. Cette technique de
préexistante à une synthèse de composants polysaccharidiques. Cette technique de marquage du pollen vivant par un fluorochrome est simple, rapide et précise. Elle évite avantageusement l'utilisation de radio-isotopes et l'interprétation parfois délicate des résultats obtenus avec ces marqueurs. Associée à des études ultrastructurales et cytochimiques, elle devrait permettre une meilleure compréhension de l'élongation de la paroi des tubes polliniques chez les Gymnospermes, dont on sait déjà qu'elle diffère très sensiblement de celle des Angiospermes. (*) Séance du 14 mars 1977. (1) H. LINSKENS et M. KROH, in Current Topics in Developmental Biology, 5, Academic Press, 1970. p. 89-113. (2) W.
Developmental Biology, 5, Academic Press, 1970. p. 89-113. (2) W. G. ROSEN, Ann. Rev. Plant. Physiol., 19, 1968, p. 435-462. (3) Y. IWANAMI, J. Yokohama Munic. Univ., 116, C-34. Biol. 13, 1959. D. 1-137. (4) W. G. ROSEN, Amer. J. Bot., 48, 1961, p. 889-895. (5) W. V. DASHEK, W. G. ROSEN, Protoplasma, 61, 1966, p. 192-204. (6) H. P. ROGGEN et R. G. STANLEY, Physiol. Plant., 24, 1971, p. 80-84. (7) H. MAEDA et N. ISHIDA, J. Biochem., 62, 1967, p. 276-278. (8) P. H. TSAO, Soil. Biol. Biochem., 2, 1970, p. 247-256. (9) C. J. JEFFERIES et A.
2, 1970, p. 247-256. (9) C. J. JEFFERIES et A. R. BELCHER, Stain. Technol., 49, 4, 1974, p. 199-202. (10) J. C. ROLAND et R. PRAT, Coll. Inter. C.N.R.S., 212, 1973, p. 243-271. (11) S. D. WAALAND, J. R. WAALAND, Planta, 126, 1975, p. 127-138. (12) C. NITSCH et B. NORREEL, Comptes rendus, 276, série D, 1973, p. 303. (13) C. NITSCH, Comptes rendus, 278, série D, 1974, p. 1031. (14) E. DUHOUX, Comptes rendus, 274, série D, 1972, p. 2767. (15) E. DUHOUX, Comptes rendus, 274, série D, 1972, p. 3238. (16) C. J. Jeffries et A. R. Belcher
p. 3238. (16) C. J. Jeffries et A. R. Belcher (Université de Bristol) ont fourni gracieusement un échantillon de Calcofluor M2R. Laboratoire de Biologie et de Cytologie de la Reproduction, Université de Paris VII, Tour 53-54, 2, place Jussieu, 75221 Paris Cedex 05. CYTOPHYSIOLOGIE VÉGÉTALE. — Établissement d'un modèle de la cinétique de la sécrétion lipo-polyphénolique du stigmate de Forsythia intermedia Zabel. Note de Christian Dumas, transmise par M. Robert Kühner. L'utilisation conjointe de techniques cytologique, histochimique et biochimique a permis d'établir un modèle de la cinétique d'une sécrétion lipo-polyphénolique, essentiellement eccrine, à partir du stigmate sécréteur de Forsythia intermedia
essentiellement eccrine, à partir du stigmate sécréteur de Forsythia intermedia Zabel. Cytochemical, histochemical and biochemical techniques used together have permitted us to establish a lipo-polyphenolic secretory kinetic model, mainly eccrine, from the study of Forsythia intermedia Zabel stigma. Les mécanismes cytophysiologiques des processus sécrétoires des glandes lipophiles sont très mal connus, malgré le nombre important d'observations effectuées sur des espèces variées [C), e)]. Les difficultés liées à la nature chimique des produits lipophiles élaborés, le plus souvent sous forme de mélanges complexes, leur relative labilité et l'impossibilité d'en donner une définition chimique, rendent délicat l'emploi de tests cytochimiques (1). Cependant,
définition chimique, rendent délicat l'emploi de tests cytochimiques (1). Cependant, l'établissement d'un modèle de la cinétique de l'activité du stigmate sécréteur de Forsythia intermedia Zabel a été possible grâce à un ensemble de résultats convergents provenant de techniques variées : cytologique (4), histochimique (1) et biochimique (6). Les produits sécrétés par la zone glandulaire du stigmate sont essentiellement constitués de lipides neutres et d'aglycones flavonoïdiques lipophiles [(6), (8)]. 1. CINÉTIQUE DE LA SÉCRÉTION LIPO-POLYPHÉNOLIQUE. — A l'échelle cellulaire, les différents secteurs représentés sur le schéma de la planche 1 correspondent à des séquences du phénomène qui se succèdent dans le
à des séquences du phénomène qui se succèdent dans le sens des aiguilles d'une montre à partir du secteur 1 localisé dans le quadrant inférieur. Sur ce schéma, les signes (*), qui apparaissent en blanc sur fond noir, indiquent les sites de remaniements possibles pour une cellule considérée. Le secteur I représente la phase post-méristématique ou pré-sécrétoire et correspond aux premières manifestations visibles de l'activité glandulaire. Des profils de réticulum endoplasmique lisse (R.e.l.) à contenu légèrement opaque aux électrons donnent naissance à des phérosomes ou provacuoles sensu Jarosch (8). De fréquentes contiguïtés suggérant un transfert, s'observent entre les leucoplastes et
fréquentes contiguïtés suggérant un transfert, s'observent entre les leucoplastes et des granules osmiophiles. Le Secteur II illustre la phase d'accumulation protoplasmique ou phase de sécrétion intracellulaire. Deux séquences successives caractérisent cette phase : — une séquence réticulaire (pl. I. secteur II A) remarquable par l'intense activité du R.e.l. qui se traduit par la formation de grains de sécrétion à l'issue d'un processus de vésiculisation. Une opacification progressive du contenu du R.e.l. et des grains de sécrétion s'observe ainsi que l'agrégation de nombreuses mitochondries autour des réseaux de R.e.l.; — une séquence vacuolaire (pl. I, secteur II B) au cours de
séquence vacuolaire (pl. I, secteur II B) au cours de laquelle l'accumulation de grains vacuolaires est corrélative à la disparition des réseaux de R.e.l. Pendant cette étape, des associations temporaires R.e.l.-vacuole (centre collecteur) peuvent s'observer ainsi que l'émission de vésicules golgiennes claires aux électrons et analogues à de petites vacuoles. Les premières figures d'accumulation de grains de sécrétion se remarquent dans le périplasme ainsi que des figures d'association R.e.l.-leucoplaste. Les associations R.e.l.-vacuoles et R.e.l.-plastes suggèrent des échanges entre les compartiments cellulaires impliqués (flèches). Le Secteur III correspond à la phase d'extrusion ou phase de sécrétion extracellulaire. Une diminution et une
d'extrusion ou phase de sécrétion extracellulaire. Une diminution et une disparition progressives des accumulations vacuolaires sont corrélatives à l'apparition de corps multivésiculaires plus ou moins associés au plasmalemme et à la présence d'exsudat dans l'espace périplasmique. Cette dernière observation est l'indice d'un mode de sécrétion granulocrine pour une partie des produits excrétés. Cependant, la rareté des corps multivésiculaires observés et les mesures stéréologiques effectuées indiquent que l'essentiel du sécrétat transite sous une forme non visualisable par les techniques de microscopie électronique classique. Ce mode de transport du sécrétat correspond à une sécrétion eccrine; elle a été figurée à l'aide de