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comparativement, en milieu artificiel et en milieu naturel, la structure du Champignon, en prenant comme point de départ la conidie germante. Cette germination s’obtient facilement sur une couche mince d’agar de malt, étalée sur lame; on peut y suivre l'allongement des tubes germinatifs; leur croissance s’arrête, lorsqu’il y a contamination par des germes étrangers. Ce fait explique l’échec de mes premières tentatives de culture. Au contraire, quand on ensemence les conidies formées en milieu de culture, on obtient un mycélium vigoureux, constitué de filaments variqueux, transparents à l’état jeune (fig. 17, en haut), brunis à l’état adulte (fig. 17, en
17, en haut), brunis à l’état adulte (fig. 17, en bas). Le mycélium maintient ses caractères sur les autres milieux, par exemple à l’intérieur des feuilles d’olivier. Dans la fig. 18, on observe ainsi, entre les cellules palissadiques collabescentes, des hyphes ne différant guère de celles cultivées sur lames. Dans tous ces milieux, les anastomoses entre les filaments sont fréquentes. Ces dernières prennent une importance toute particulière, lorsque le mycélium se loge à l’intérieur des cellules épidermiques : les hyphes abandonnent alors leur individualité et constituent un tissu plectenchymateux qui remplit finalement toute la lumière cellulaire (fig. 19, pl. II).
remplit finalement toute la lumière cellulaire (fig. 19, pl. II). Sur feuilles adultes, le développement du Champignon est donc typiquement intramatrical. Tout autrement, lorsqu’on l’inocule dans une feuille jeune, ici, le mycélium ne pénètre pas du tout dans les tissus, collabés par la stérilisation, mais reste en surface. Il produit, au-dessus de l’épiderme, des bourrelets plectenchymateux bruns (fig. 20). Ceux-ci constituent, dans leur ensemble, les tracés noirs, sclérotiques. Ces mêmes tracés, d’ailleurs, ont été trouvés dans la nature (page 78). Ce sont eux qui nous révèlent, dès les premières pluies d’automne, la présence du saprophyte. Ces sclérotes n’évoluent pas ultérieurement,
d’automne, la présence du saprophyte. Ces sclérotes n’évoluent pas ultérieurement, tout autrement les véritables carpophores. Leur origine est toujours intramatriciale. Ces organes résultent de l’enchevêtrement plectenchymateux des filaments mycéliens à un endroit quelconque du tissu foliaire. Ils constituent, dans leur ensemble, une ébauche en forme de dôme (fig. 21). Une première différenciation vient s’établir par la coloration brune des assises corticales. Cette différenciation de l’écorce est plus précoce, lorsque le carpophore se développe en profondeur, à l’intérieur de la gélose, où sa croissance est plus ou moins entravée (fig. 22). J'ai d’ailleurs retrouvé, dans la nature, exactement les mêmes ébauches
J'ai d’ailleurs retrouvé, dans la nature, exactement les mêmes ébauches : celles-ci s’étaient formées en profondeur, dans les tissus des feuilles envahies. D’autres analogies se présentent, lorsqu’on compare les carpophores adultes à ces mêmes organes cultivés. Seules, leurs parties apicales présentent la structure primitive de l’ébauche : Sur une coupe médiane, on voit les hyphes, à course longitudinale, très régulièrement disposées en éventail (fig. 23, pl. 11). On peut les suivre jusque dans la région basilaire, où elles maintiennent leur direction longitudinale ; elles s’élargissent considérablement, en particulier aux parois transversales, percées de canaux protoplasmiques ; en outre, elles constituent
transversales, percées de canaux protoplasmiques ; en outre, elles constituent entre elles des fusions latérales. Vers la surface du carpophore, le diamètre de ces filaments va en diminuant. Enfin, la couche corticale est formée d’éléments étroits, à parois brunies (fig. 24, Pl. III). Des modifications se présentent d’une part dans la région subterminale, où naissent les conidies : Sur le cortex brun régénère une assise hyméniale de cellules à parois minces et à gros noyaux. Celles-ci s’allongent perpendiculairement à la surface du carpophore et donnent à leur sommet, par étranglement, des conidies globuleuses (fig. 25). D’autres modifications se manifestent dans
des conidies globuleuses (fig. 25). D’autres modifications se manifestent dans les organes âgés ou étiolés : Il y a formation de larges cavités médullaires. En ce qui concerne les carpophores cultivés, ils se comportent de la même façon que les carpophores sauvages, auxquels s’applique la présente description. Les différences anatomiques sont insignifiantes, en principe. Dans une de mes cultures, renfermant 0,1 % de glucose et 1 % de KNO3, j’ai observé le fait suivant : Les carpophores produisaient plus tôt leurs lacunes médullaires et épaississaient considérablement leur cortex (fig. 26). Il me reste à décrire la structure de ces organes,
Il me reste à décrire la structure de ces organes, lors de la fructification ascosporée ; celle-ci, on le sait, est précédée par un renflement apical. Dans les capitules ainsi constitués naissent tout d’abord des ascogones, disposés plus ou moins régulièrement en dessous de la surface brunie (fig. 27). Le renflement s’accentue davantage avec la maturation des loges ascifères. Celles-ci font finalement saillie à la surface, constituant des verrucosités, visibles à la loupe. Si, en général, l’allongement du capitule s’arrête avec la fructification, il n’en est pas toujours ainsi. Tel est le cas du carpophore sauvage que représente la figure
est le cas du carpophore sauvage que représente la figure 28. Ici, la pointe effilée maintient ses tissus à l’état embryonnaire. Comme je l’ai signalé à plusieurs reprises, la maturité complète des carpophores ascosporés n’a jamais été atteinte dans mes cultures. Fréquemment, les capitules demeurent entièrement stériles ou bien, tout au plus, ils produisent des ascogones normales. La fig. 29 en fournit un témoignage ; elle représente une coupe longitudinale médiane du carpophore cultivé, illustré par la fig. 15 ; les ascogones sont relativement puissants, comparés à ceux des carpophores sauvages. Le mamelonnement irrégulier de la surface prélude aux saillies
sauvages. Le mamelonnement irrégulier de la surface prélude aux saillies des futurs ostioles. Mais leur développement s’arrête, dès à présent. Conclusions Parmi les recherches expérimentales faites sur le genre Xylaria, je cite les publications de Brefeld, Guéguen et Bronsart. Ces auteurs ont été les premiers à étudier ses réactions en cultures artificielles. Ils ont choisi comme matériel d’étude les quatre espèces les plus fréquentes : Xylaria hypoxylon, polymorpha, digitata et arbuscula. Leurs résultats présentent de nombreuses analogies avec les miens. Les espèces européennes, de même que le Xylaria sicula, donnent, en culture, un mycélium d’aspect très varié : il est
en culture, un mycélium d’aspect très varié : il est cotonneux et grisâtre, ou bien stromatique et noir, suivant les conditions nutritives du milieu. Ce mycélium donne, à sa surface, chez le Xylaria polymorpha, hypoxylon et sicula, une fructification conidienne primitive qui manque ailleurs. Par contre, dans la plupart des espèces, il y a formation, au contact du verre, de stromes rudimentaires, pareils à ceux du Xylaria sicula. En outre on assiste au développement des carpophores. Tant que jeunes, ils sont roses et tomenteux ; ils restent ainsi, quand la nutrition ou l’aération est mauvaise ; placés dans un milieu
nutrition ou l’aération est mauvaise ; placés dans un milieu favorable, ils s’allongent et prennent une teinte plus foncée. La maturation des carpophores, chez les diverses espèces, se prête également à la comparaison. En atmosphère confinée, leur développement demeure incomplet chez le Xylaria polymorpha comme chez le Xylaria sicula. Lorsque l’aération est meilleure, ces deux espèces donnent des conidies. Pour le Xylaria hypoxylon, Guéguen a obtenu la maturation des ascogones. Mais cette espèce ne lui a pas non plus donné de périthèces, exactement comme je l’ai constaté dans mes cultures du Xylaria sicula. Les analogies se poursuivent pour les caractères
du Xylaria sicula. Les analogies se poursuivent pour les caractères physiologiques des carpophores; grâce au phototropisme, en particulier de leur partie subterminale, ceux-ci s’orientent toujours dans la direction des rayons lumineux. Sensibles au contact, ils s’aplatissent contre les parois du verre et régénèrent un nouveau mycélium. Cette faculté de régénérescence que les carpophores partagent avec les sclérotes non différenciés, se maintient chez toutes les espèces, même après un séjour, souvent prolongé, en milieu complètement sec. Il est un autre fait important, qui démontre la parenté physiologique des espèces considérées : Le Xylaria sicula, de même que le X. hypoxylon, manifeste
Le Xylaria sicula, de même que le X. hypoxylon, manifeste une grande sensibilité envers l’action nocive des sels d’ammonium ; ces deux espèces diffèrent par là du X. arbuscula, moins sensible à tous les points de vue (Bronsart). Les uns et les autres, xylophages ou non, ne présentent pas de prédilection spéciale pour le xylose (Molliard). Bien de particulier à signaler quant à la structure anatomique des carpophores ; les différences entre les espèces sont plus quantitatives que qualitatives. Des ressemblances frappantes se présentent ensuite quant à la structure des carpophores anormaux, résultant des conditions défavorables. Plusieurs auteurs ont observé,
carpophores anormaux, résultant des conditions défavorables. Plusieurs auteurs ont observé, en culture et dans la nature, de pareils carpophores, plus ou moins ramifiés ou aplatis. Selon Guéguen, ces anomalies résultent plutôt des conditions atmosphériques particulières que d’une défectuosité du substratum. Ainsi la saturation d’humidité de l’air provoque la formation de carpophores tomenteux ; ce fait a également été observé dans mes cultures. A côté de tous ces caractères qu’on peut considérer comme génériques, le Xylaria sicula en possède encore d’autres qui lui sont spécifiques. Je signale en premier lieu son développement rapide. Cette espèce m’a donné des carpophores, dès la
développement rapide. Cette espèce m’a donné des carpophores, dès la deuxième semaine, alors que d’autres ne fructifient qu’après plusieurs semaines et même des mois. Cette particularité me semble être en rapport avec la brièveté de son existence ; le Champignon, comme je l’ai dit, est réduit à vivre, pendant la saison pluvieuse, sur un substratum relativement fragile. Ce même fait pourrait expliquer pourquoi notre espèce est moins soumise, en culture, aux influences saisonnières que les espèces européennes. Ces dernières, en effet, fructifient moins bien à certaines époques, alors que le Xylaria sicula donne toujours des carpophores, lorsque les conditions extrinsèques
Xylaria sicula donne toujours des carpophores, lorsque les conditions extrinsèques sont réalisées. Un autre caractère différentiel réside dans l’indépendance de ses carpophores vis-à-vis de l’influence formatrice de la lumière. Chez toutes les autres espèces, la lumière est nécessaire pour le développement des carpophores et, seul l’allongement peut s’effectuer à l’obscurité. Ce caractère spécifique du Xylaria sicula pourrait représenter une adaptation à son habitat dans les couches profondes des feuilles entassées. Laboratoire de Botanique à Alger. Janvier 1929. EXPLICATION DES PLANCHES PLANCHE I, Fig. 1. — Culture sur agar à base de décoction de malt et de carrottes (gr. nat.). 2
de décoction de malt et de carrottes (gr. nat.). 2 — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et KNO3 à 1 % (gr. nat.). 3. Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 4. — Culture sur agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 0,1 % (gr. nat.). 5. — Carpophore développé sur feuille d’iris albius incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 2 % (gr. 8). 6-7. Carpophores développés sur feuille d’Eriobotrya
2 % (gr. 8). 6-7. Carpophores développés sur feuille d’Eriobotrya japonica incorporée à de l’agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 1 % (gross. 8). — Carpophore développé sur une branche d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du (NH4)2SO4 à 2 % (gross. 8). Carpophore développé sur feuille d’Eriobotrya japonica incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du (NH4)2SO4 à 1 % (gross. 8). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et de l’asparagine
synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. nat.). — Culture sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % + asparagine à 1 % (gr. nat.). — Carpophores de la culture fig. 10, vus au gross. de 6. — Carpophores de la culture fig. 11, vus au gross. de 6. — Carpophore ascosporé développé sur feuille verte d’olivier incorporée à de l’agar synthétique, renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 % (gross. 3). — Carpophore ascosporé, développé sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar
Carpophore ascosporé, développé sur feuille d’olivier incorporée à de l’agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et du KNO3 à 0,1 % (gross. 10). — Conidies âgées de 2 jours germant sur agar de malt (gr. 620). — Mycélium cultivé sur lame avec agar d’olivier (gr. 750). — Mycélium développé en culture à l’intérieur d’une feuille adulte d’olivier (gr. 1.000). Mycélium développé à l’intérieur d’une cellule épidermique d’une feuille adulte d’olivier (gr. 750). — Mycélium développé à la surface d’une feuille jeune d’olivier (gr. 360). — Carpophore sur agar synthétique renfermant du glucose à 1 % et de l’asparagine
synthétique renfermant du glucose à 1 % et de l’asparagine à 1 % (gr. 475). — Pointe d’un carpophore c. long. (gr. 750). Base d’un carpophore sauvage, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore sauvage avec conidies c. long. (gr. 750). — Base d’un carpophore développé sur agar synthétique renfermant du glucose à 0,1 % et du KNO3 à 1 %, c. long. (gr. 340). — Pointe d’un carpophore ascosporé sauvage, c. long (gr. 220). — Carpophore ascosporé, sauvage, c. long (gr. 40). — Carpophore ascosporé de la figure 15, c. long (gr. 30). Note sur le Clitocybe ectypa
15, c. long (gr. 30). Note sur le Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Par M. et Mme FERNAND MOREAU Nous avons rencontré dans les tourbières des Monts Dore un Clitocybe aux caractères suivants : Chapeau de 4-5 cm. de diamètre, mince, hygrophane, jaune de miel pâle, pâlissant en séchant, à bords ondulés, légèrement déprimé au centre, qui présente de petites écailles plus foncées que le chapeau. Lames espacées, inégales, les plus courtes attachées au bord du chapeau, faiblement décurrentes, blanches, lavées de rose dans le jeune âge, rosées et couvertes d’une farine blanche de spores dans la vieillesse. Pied grêle,
d’une farine blanche de spores dans la vieillesse. Pied grêle, renflé en bas, 5 à 6 cm. de long sur 6 mm. de large, fibrilleux, concolore au chapeau, plus pâle au sommet, plus foncé et même noircissant à la base, creux à l’état adulte. Chair mince, blanche, à odeur agréable de mousseron. Spores blanches en masse, ovales, apiculées, lisses, uniguttulées, de 8 à 9 µ sur 5 à 6 µ. Basides cylindriques de 28 à 40 µ et même 45 µ de long (longueur moyenne, 36 µ) et de 5 µ de largeur moyenne (extrême 4 et 7 µ). Hab.
µ de largeur moyenne (extrême 4 et 7 µ). Hab. : parmi les Sphaignes, tourbières de Bourdouze et des Esclauzes, dans la partie méridionale des Monts Dore. Ces caractères permettent de rattacher notre Champignon à Clitocybe ectypa Fr. non Bres. Il convient de distinguer l’espèce de Fries, dont la diagnose correspond sensiblement à nos exemplaires, sauf toutefois par l’odeur, que Fries dit « primo gratus, aniseus, demum feptens », et qui, ici, demeure agréable, et l’espèce que Bresadola a désignée du même nom. Nous avons étudié les caractères histologiques et cytologiques de ce Champignon. Dans les coupes, la chair du
cytologiques de ce Champignon. Dans les coupes, la chair du chapeau, peu épaisse, se montre formée par un plectenchyme aux cellules sensiblement isodiamétriques, au protoplasme pariétal, et binucléées ; les parois de ce parenchyme sont minces ; les cellules adjacentes laissent parfois entre elles des méats rectangulaires ou étoilés, que les membranes localement épaissies peuvent remplir. La surface du chapeau est occupée par les mêmes cellules, désorganisées. Dans l'épaisseur de la chair, les espaces intercellulaires se font ça et là plus grands et dépassent très largement l'étendue d'une des cellules avoisinantes. Cette même structure se prolonge dans l'axe des lamelles
avoisinantes. Cette même structure se prolonge dans l'axe des lamelles ; mais les éléments se montrent assez souvent allongés parallèlement à la surface de la lamelle et deviennent plus petits ; vers le bord libre de la lamelle, des éléments filamenteux isolés constituent seuls le médiostrate. De part et d'autre de ce dernier, s'étend un sous-hyménium dont les éléments enchevêtrés se montrent en coupe transversale isodiamétriques. L'hyménium est constitué par des basides cylindriques au sommet arrondi et productrices de quatre spores. L'arête des lamelles est homomorphe. Nous avons trouvé une fois une baside pourvue d'un septum transversal ; il s'agissait
fois une baside pourvue d'un septum transversal ; il s'agissait d'une baside âgée, dont le protoplasme, après la formation des spores, s'était rassemblé au sommet et avait sécrété à sa surface libre une membrane simulant une cloison, et qui peut être signalée comme exemple de membrane née à la surface d'un protoplasme nu. Les basides du Clitocybe ectypa nous ont montré de nombreuses boucles à leur base. Ce caractère, qui est de nature à diminuer la distance qu'on admet entre les Ascomycètes et les Basidiomycètes, si on reconnaît l'homologie des crochets d'Angédis et des anses pleurogènes, n'a été observé chez
crochets d'Angédis et des anses pleurogènes, n'a été observé chez les Agaricinées qu'un petit nombre de fois, en particulier par Küitner et par notre élève Morin. Il est sans doute d'une assez grande généralité ; il est avantageux, pour l'observer, d'étudier des coupes faites à la main, bien plus favorables pour cette recherche que les coupes plus minces faites avec l'aide du microtome. Les spores du Clitocybe ectypa demeurent longtemps uninucléées, et leur noyau, central, correspond sans doute à la guttule qu'elles montrent dans un examen sur le frais. Enfin, le pied de Clitocybe ectypa est formé d'éléments allongés parallèlement
le pied de Clitocybe ectypa est formé d'éléments allongés parallèlement à son axe, plus serrés à la périphérie, laissant des vides entre eux vers la cavité axiale du pied. Ils contiennent un protoplasma pauvre ; leurs cellules, binucléées, renferment des cristalloïdes de forme générale octaédrique, et les septums qui séparent les cellules d'une même file présentent les boutons chromatiques fréquents chez les Basidiomycètes. Contribution à l'étude des Russules de la région de Besse (Puy-de-Dôme), Par M. et Mme FERNAND MOREAU La sécheresse très générale qui a sévi sur notre pays pendant l'été 1928 nous a néanmoins permis d'observer, dans la
pendant l'été 1928 nous a néanmoins permis d'observer, dans la région méridionale des Monts-Dore, quelques Russules dont nous avons pu commencer l'étude. L'étude des Russules, malgré les progrès réalisés dans ces dernières années, demeure entourée de nombreuses difficultés. Le premier devoir du mycologue qui s'y livre est de reconnaître dans la région qu'il explore les espèces qui s'y trouvent. C'est une tâche ardue, en raison du polymorphisme de beaucoup d'entre elles. On s'expose en effet à répartir entre des espèces différentes des échantillons d'une même espèce, faute d'avoir su reconnaître l'étendue des variations de cette dernière. Inversement, on confondra sous
l'étendue des variations de cette dernière. Inversement, on confondra sous un même nom des échantillons appartenant à des espèces différentes si on a négligé d'apporter une attention suffisante aux caractères différentiels les plus constants. Il convient donc, pour chaque espèce, de reconnaître quels caractères sont variables et de déterminer l'amplitude permise à leurs variations, de savoir quels autres caractères sont stables et méritent par leur constance la confiance du mycologue. Il se trouve que, chez beaucoup de Russules, ce sont des caractères faciles à voir, comme la couleur, qui sont variables, et que des caractères moins évidents, dans une observation
variables, et que des caractères moins évidents, dans une observation rapide, se montrent d'une plus grande fidélité : la couleur des spores, les ornements de leur membrane, les réactions chimiques de la chair, par exemple. Pour rendre plus aisée la séparation des espèces, nous prenons généralement la précaution de recueillir à part les échantillons qui, lors de la récolte, paraissent former une colonie, semblent appartenir à un même mycélium, et nous établissons de chaque lot une diagnose étendue. Nous comparons les uns aux autres ces lots ou les diagnoses qui leur correspondent, et nous groupons les formes qui nous paraissent
leur correspondent, et nous groupons les formes qui nous paraissent très voisines ou que des intermédiaires paraissent réunir. Ces groupes de formes sont nos espèces. Ce sont, on le voit, des espèces conjecturales, mais les mycologues devront se résoudre à distinguer des espèces de ce type, tant qu'ils ignoreront, dans leurs cultures de Champignons supérieurs, le déterminisme de la formation des carpophores. Les espèces ayant été ainsi reconnues et séparées, et chacune ayant été affectée d'une diagnose qui permette de la distinguer des voisines, elles doivent être comparées pour identification aux espèces décrites par les auteurs. C'est là pour le
aux espèces décrites par les auteurs. C'est là pour le mycologue une nouvelle tâche au moins aussi ardue que la précédente. Malgré ses difficultés, il conviendra de ne recourir à la création d'espèces nouvelles qu'après avoir épuisé tous les espoirs d'identification de nos espèces avec celles que nous ont léguées nos devanciers. D'ailleurs, ce qui importe, c'est moins le nom qu'on adopte pour désigner une espèce que l'exactitude de la description qu'on lui fait correspondre. Conformément au plan de travail que nous venons d'exposer, nous avons cherché à distinguer les uns des autres un certain nombre d'espèces de Russules de
uns des autres un certain nombre d'espèces de Russules de la région de Besse ; nous avons fait correspondre à chacune d'elles une diagnose, que nous reproduisons ici, lorsqu'il y a lieu de le faire, et nous l'identifions aux espèces déjà décrites et nommées, lorsque cela paraît possible. Nous traiterons d’abord des espèces à spores blanches en masse, puis des espèces à spores colorées, et, dans chaque groupe, nous parlerons successivement des espèces à spores cristulées, cristulées anastomosées ou réticulées et des espèces à spores verruqueuses, aculéolées ou échinulées. Russula lepida Fries. — Les spores de nos échantillons, originaires de
lepida Fries. — Les spores de nos échantillons, originaires de la Hêtraie de Compains, à Valbeleix, sont blanc pur en masse et non blanc-crème, comme celles rapportées par Quélet, Singer, Maublanc, Melzer et Zvara ; elles ne sont point échinulées, comme celles qu’ont décrites quelques auteurs : Ricken, Maublanc ; Melzer les dit réticulées dans ses exemplaires, mais les nôtres se montrent aux spores plutôt finement cristulées-anastomosées. Elles sont globuleuses ou à peine elliptiques ; leur diamètre est d’environ 9 pi. Russula cyanoxantha Fr. ex Schäffer. — Les spores de cette Russule, rencontrée, comme la précédente, dans la Hêtraie de