jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
is distributed on several fragments of various sizes. Nous avons récemment démontré que la structure antigénique de l'arginine kinase de homard, enzyme monomérique de 38 000 daltons dépourvu de ponts disulfures, est caractérisée par la nature séquentielle de ses déterminants, dont certains ont été localisés à proximité du site catalytique. Dans le présent travail, nous nous sommes intéressés au nombre de sites qui définissent l'activité antigénique de l'enzyme, ainsi qu'à leur répartition sur la chaîne polypeptidique. MÉTHODES. L'arginine kinase a été extraite du muscle de homard (Homarus vulgaris). Ses anticorps spécifiques ont été induits chez la chèvre et purifiés sur
spécifiques ont été induits chez la chèvre et purifiés sur immunoadsorbant. Les fragments monovalents Fab anti-arginine kinase ont été préparés par hydrolyse enzymatique des anticorps de chèvre, puis isolés sur immunoadsorbant et purifiés par tamisage moléculaire sur « Sephadex G 100 ». Les concentrations de l'arginine kinase et des anticorps de chèvre ont été déterminées par spectrophotométrie à 280 nm. Les fragments BC1, BC2, BC3-BC5, BC6 et BC7 (respectivement 1 224, 2 050, 10 000, 9 104 et 11 352 daltons) ont été isolés après coupure de l'arginine kinase S-carboxyméthylée par le bromure de cyanogène. Les techniques immunologiques de précipitation
par le bromure de cyanogène. Les techniques immunologiques de précipitation quantitative et d'inhibition de précipitation ont été décrites précédemment. La faible solubilité de l'arginine kinase S-carboxyméthylée et de ses fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 a nécessité la présence de 0,01 % de dodécylsulfate de sodium ; cette concentration n'affecte pas les propriétés immunoprécipitantes de l'arginine kinase. RÉSULTATS. — Étude des complexes arginine kinase-anticorps spécifiques. L'étude de la courbe de précipitation du système arginine kinase-anticorps anti-arginine kinase (fig. 1) montre qu'à l'équivalence plus de 90 % des anticorps sont précipités dans un rapport molaire anticorps/antigène d'environ 2 ; le calcul du
un rapport molaire anticorps/antigène d'environ 2 ; le calcul du rapport initial de complexation, basé sur un poids moléculaire de 144 000 pour les IgG de chèvre et de 38 000 pour l'arginine kinase, montre que ce rapport tend vers 7 dans la zone d'extrême excès d'anticorps. D'autre part, l'analyse du diagramme d'élution sur tamis moléculaire des complexes arginine kinase-fragments Fab anti-arginine kinase (fig. 2) met en évidence, à côté d'un pic de poids moléculaire 49 000 (pic D) correspondant à l'élution de l'excès de fragments Fab, un pic A de poids moléculaire 370 000 ; celui-ci correspond aux complexes
de poids moléculaire 370 000 ; celui-ci correspond aux complexes élués les plus lourds et indique, compte tenu du poids moléculaire de l'arginine kinase, que 7 fragments Fab environ se complexent avec une molécule d'enzyme. La présence de deux épaulements B et C montre que, dans nos conditions expérimentales, divers complexes intermédiaires ont été formés. Étude de la répartition des déterminants antigéniques de l'arginine kinase. — Les courbes d'immunoprécipitation (fig. 3) montrent que l'enzyme S-carboxyméthylée est susceptible de précipiter 98 % des anticorps dirigés contre l'enzyme native, tandis que les fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 en précipitent respectivement 29 %,
fragments BC3-BC5, BC6 et BC7 en précipitent respectivement 29 %, 20 % et 35 %, alors que les peptides BC1 et BC2 ne sont pas immunoprécipitants, mais le peptide BC2 utilisé en large excès est capable d'inhiber la précipitation de l'arginine kinase d'environ 16 à 18 % (fig. 4). Fig. 3. — Propriétés immunoprécipitantes de l'arginine kinase S-carboxyméthylée et de ses fragments : l'arginine kinase native (■) et S-carboxyméthylée (O), ainsi que les fragments BC1 (□), BC2 (▵), BC3-BC5 (▲), BC6 (▲) et BC7 ( + ). Fig. 4. — Inhibition de la précipitation de l'arginine kinase native par le
Inhibition de la précipitation de l'arginine kinase native par le fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de
#action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation
= 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation
de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur
de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum
de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum
précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration
précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P).
sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ;
optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action
optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F =
concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de
(O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de
; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de
de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. #action de la concentration en BC2 sur la précipitation de l'enzyme (F = 1 - (O.P)/P). P : optimum de la précipitation en l'absence de fragment BC2 ; O.P : optimum de la précipitation en présence de fragment BC2. # ont été incubés en présence de 200 IU d'anticorps anti-arginine kinase; les complexes précipités ont été recueillis et dosés. Fig. 4. Tests d'inhibition de précipitation les fragments BCI (0) et BC2 (3) ont été incubés en présence de 200 IU d'anticorps anti-arginine kinase: l'immunoprécipitation a
en présence de 200 IU d'anticorps anti-arginine kinase: l'immunoprécipitation a été ensuite induite par addition de 50 ng d'arginine kinase native et le pourcentage d'inhibition de précipitation a été déterminé. DISCUSSION. — Nous avons montré au cours de cette étude que l'arginine kinase de homard (38 000 daltons) possède 7 sites antigéniques simultanément réactifs. Cette valeur de 7 est en bon accord avec l'hypothèse que, pour les protéines globulaires, il existe approximativement 1 déterminant antigénique pour 5 000 de poids moléculaire. Il semble toutefois, en évaluant à 9 000-10 000 Å2 la surface accessible de l'arginine kinase à partir de
Å2 la surface accessible de l'arginine kinase à partir de ses paramètres hydrodynamiques et en attribuant aux fragments Fab une surface d'interaction stérique de 1 300 à 1 400 Å2, que ce nombre de 7 corresponde à la limite stérique de réactivité antigénique de la protéine native et représente donc une valeur minimale. De fait, l'étude des fragments obtenus par hydrolyse chimique de l'enzyme montre que, sur 5 peptides étudiés et qui équivalent à environ 90 % de la chaîne polypeptidique, 4 sont antigéniques; ceci suppose, si l'on admet qu'au moins 3 déterminants antigéniques sont nécessaires pour induire le phénomène
moins 3 déterminants antigéniques sont nécessaires pour induire le phénomène d'immunoprécipitation et un déterminant pour provoquer l'inhibition de précipitation, qu'un minimum de 10 déterminants sont accessibles après coupure de l'arginine kinase par le bromure de cyanogène. Il ressort également de ce travail que la réactivité antigénique de l'arginine kinase de homard paraît distribuée essentiellement sur les 3 principaux fragments BC3-BC5, BC6 et BC7, d'environ 10 000 daltons chacun. Ce résultat, rapproché de celui d'une étude antérieure établissant que les hydrolysats trypsiques de l'arginine kinase conservent une activité antigénique importante, permet d'avancer que la structure antigénique de l'enzyme ne se limite
d'avancer que la structure antigénique de l'enzyme ne se limite pas à une portion restreinte de sa chaîne polypeptidique. (*) Séance du 14 mars 1977. F. REGNOUF, R. KASSAB et A. FATTOUM, Eur. J. Biochem., 44, 1974, p. 67-79. Y. BENYAMIN, Y. GUILLOU, J.-P. DESORMEAU-BEDOT et Y. ROBIN, Eur. J. Biochem., 68, 1976, p. 489-496. Y. BENYAMIN, Y. ROBIN et N. v. THOAI, Eur. J. Biochem., 37, 1973, p. 459-466. Y. BENYAMIN et Y. ROBIN, Biochimie, 57, 1975, p. 1215-1219. Y. BENYAMIN et Y. ROBIN, Eur. J. Biochem., 62, 1976, p. 15-19. L.-A. PRADEL et R. KASSAB, Comptes rendus, 276,
p. 15-19. L.-A. PRADEL et R. KASSAB, Comptes rendus, 276, série D, 1973, p. 2843-2846. R. R. PORTER, Biochem. J., 73, 1959, p. 119-126. E. MARLER, C. A. NELSON et C. TANFORD, Biochemistry, 3, 1964, p. 279-284. D. GIVOL et E. HURWITZ, Biochem. J., 115, 1969, p. 371-375. Y. ROBIN, Y. BENYAMIN et N. v. THOAI, FEBS Lett., 63, 1976, p. 174-177. C. A. WILLIAMS et M. W. CHASE, in Methods in Immunology and Immunochemistry, 3, Acad. Press, New York, 1971, p. 49. R. W. NOBLE, M. REICHLIN et R. D. SCHREIBER, Biochemistry, 11, 1972, p. 3326-3332. M. J. CRUMPTON,
D. SCHREIBER, Biochemistry, 11, 1972, p. 3326-3332. M. J. CRUMPTON, in The Antigens (M. Sela, ed.), 2, Acad. Press, New York, 1974, p. 1-78. M.-F. LANDON et C. ORIOL, Biochim. Biophys. Acta, 278, 1972, p. 227-232. I. PILZ, G. PUCHWEIN, O. KRATKY, M. HERBST, O. HAAGER, W. E. GALL et G. M. EDELMAN, Biochemistry, 9, 1970, 211-218. M. REICHLIN, Advances in Immunol., 20, 1975, p. 85. Laboratoire de Biochimie marine, École Pratique des Hautes-Études, Collège de France, 11, place Marcelin-Berthelot, 75005 Paris. CANCÉROLOGIE. — Action combinée du sulfate de nickel et du rayonnement X sur des cellules lymphoblastoïdes humaines d'origine
et du rayonnement X sur des cellules lymphoblastoïdes humaines d'origine leucémique. Note de Jacques Bensimon, présentée par M. André Thomas. Deux groupes d'expériences montrent que l'effet toxique du sulfate de nickel qui apparaît comme une fonction croissante de la concentration et de la durée d'action peut être accéléré et amplifié par le rayonnement X. Dans une première expérience, les cellules sont cultivées dans des milieux supplémentés par du sulfate de nickel, irradiées dans les mêmes milieux et cultivées dans les mêmes milieux après l'irradiation. Dans une seconde expérience, les cellules sont cultivées pendant 18 hrs. dans des milieux supplémentés par
sont cultivées pendant 18 hrs. dans des milieux supplémentés par du sulfate de nickel, et sont ensuite lavées et cultivées dans du RPMI 1640 additionné de 10 % de sérum de Veau fœtal, irradiées 2 h après cette remise en culture normale et maintenues dans leur nouveau milieu. Le sulfate de nickel toxique apparaît comme une fonction croissante de la concentration en nickel sulphate et de la durée d'action. La toxicité du nickel sulphate est amplifiée par les Rayons X. Cette amplification est une fonction du temps qui dépend de la dose aux Rayons X, de la concentration en nickel
la dose aux Rayons X, de la concentration en nickel sulphate et du temps qui sépare l'ouverture de la culture et de l'irradiation. Les cellules utilisées appartiennent à la lignée humaine REH (1) établie à partir d'une leucémie lymphoïde aiguë. Afin de poursuivre l'étude (2) de la toxicité du sulfate de nickel et du rayonnement X sur ces cellules, 2 groupes d'expériences ont porté principalement sur l'influence de la durée d'action du sulfate de nickel et de l'intervalle de temps séparant l'irradiation de la mise en culture. MÉTODE. — Les différents milieux de culture, obtenus à partir du RPMI 1640,
différents milieux de culture, obtenus à partir du RPMI 1640, se distinguent seulement par la concentration en sulfate de nickel, 10-2, 10-1, 5 10-1, 5 10-5 Molaire. 3 doses d'irradiation, 25, 50 et 100 R, sont produites par un tube à rayons X. Le pourcentage de cellules vivantes est évalué par des tests au bleu trypan 24 et 48 h après l'irradiation. Dans le premier groupe d'expériences, les cellules sont irradiées dans leur milieu enrichi en sulfate de nickel 18 ou 30 h après la mise en culture et sont maintenues dans ce milieu. Dans le second groupe, les cellules
maintenues dans ce milieu. Dans le second groupe, les cellules sont cultivées 18 h dans leur milieu enrichi, puis sont centrifugées, lavées au RPMI 1640, remises en culture dans du RPMI 1640 additionné de 10 % de sérum de Veau fœtal, irradiées 2 h après cette remise en culture normale et maintenues dans leur nouveau milieu. RÉSULTATS. 1. Relatifs au premier groupe d'expériences. — La figure 1 est relative à l'ensemble E de cellules irradiées 18 h après la mise en culture et la figure 2 à l'ensemble F irradié 30 h après la mise en culture. Une diminution importante
30 h après la mise en culture. Une diminution importante du pourcentage de cellules vivantes est observée, par rapport aux cultures témoins pour les ensembles E et F, après 48 h de culture dans un milieu enrichi à 5x10-3 M en sulfate de nickel et après 24 ou 48 h dans un milieu enrichi à 10-3 M. La toxicité du sulfate de nickel est donc proportionnelle à une fonction de la concentration et de la durée d'action. À une concentration de 10-3 M, la toxicité du rayonnement X est nettement mise en évidence pour l'ensemble E, alors qu'elle ne l'est
mise en évidence pour l'ensemble E, alors qu'elle ne l'est pas pour l'ensemble F. Ceci laisse supposer que les modes d'action du sulfate de nickel et du rayonnement X pourraient être compétitifs, un intervalle de temps trop grand entre la mise en culture et l'irradiation entraînant une action non appréciable du rayonnement X. À 24 h et toujours sous une concentration de 10-3 M, la décroissance importante du pourcentage de cellules vivantes (fig. 1 a), en fonction de la dose de rayonnement X, conduit à penser que le sulfate de nickel agit beaucoup plus rapidement après l'action du rayonnement X
nickel agit beaucoup plus rapidement après l'action du rayonnement X que seul. Fig. 1 et 2. — Pourcentage (P) de cellules vivantes en fonction de la dose (R) de rayonnement X en roentgen 24 h après l'irradiation (fig. 1 a) et 48 h après l'irradiation (fig. 1 b) avec pour paramètre la concentration en sulfate de nickel, 10-1 M ; 5x10-4 M + + + + ; 10-4 M — — 5x10-5 M ; témoin. La figure 1 est relative à l'ensemble E de cellules et la figure 2 à l'ensemble F. 2. Relatifs au deuxième groupe d'expériences. — Le
l'ensemble F. 2. Relatifs au deuxième groupe d'expériences. — Le rayonnement X provoque sur les cultures témoins, non enrichies en sulfate de nickel, une décroissance du pourcentage de cellules vivantes quasi linéaire ayant des pentes très peu différentes à 24 et 48 h (fig. 3 a et 3 b). Par contre, sur les cultures enrichies à 10-3 M, la pente plus importante à 48 h fait penser à une amplification de la toxicité. Le second groupe d'expériences (fig. 3) laisse également apparaître, directement ou par comparaison avec le premier groupe, le rôle important joué par la concentration et la durée
le rôle important joué par la concentration et la durée d'action du sulfate de nickel. Il montre de plus que l'effet toxique du sulfate de nickel progresse après retrait des cellules du milieu enrichi. En effet, après 18 h de culture dans un milieu à 10-2 M il reste 25 % de cellules vivantes et 24 h après lavage et remise en culture dans un milieu normal le pourcentage de cellules vivantes est voisin de zéro. DISCUSSION. — L'action toxique combinée du sulfate de nickel et du rayonnement X semble être fonction de 4 paramètres : concentration et durée d'action
être fonction de 4 paramètres : concentration et durée d'action du sulfate de nickel, dose de rayonnement X et intervalle de temps séparant l'irradiation de la mise en culture. Dans ces expériences, cette action combinée peut accélérer ou amplifier les effets toxiques isolés du sulfate de nickel ou du rayonnement X. Au stade actuel de nos travaux, dans le but de faciliter l'interprétation cinétique des résultats expérimentaux, il est envisagé un modèle de travail simplifié (fig. 4) se limitant à quelques équilibres de principe. Il ne sera pas discuté ici des réactions les plus probables relatives aux ions métalliques et
des réactions les plus probables relatives aux ions métalliques et au rayonnement X pouvant agir par formation d'ions ou de radicaux libres [(6), (7), (8)]. Dans notre modèle de travail, le sulfate de nickel est supposé agir sur les composés A1, A2, ..., Ap, ..., faisant partie de la cellule, pour former des composés intermédiaires Kp qui peuvent conduire après une suite d'équilibres à la mort cellulaire par action du rayonnement X ou du sulfate de nickel. De même, le rayonnement X est supposé agir sur des composés Bp, constituants de la cellule, pour donner des composés intermédiaires Cp pouvant
de la cellule, pour donner des composés intermédiaires Cp pouvant conduire à la mort cellulaire dans des conditions analogues à celles des composés Kp. Cependant le premier groupe d'expériences a montré (fig. 2) que le rayonnement X est sans action appréciable sur les cellules de l'ensemble F. Il est possible alors d'admettre que le sulfate de nickel a réagi, avant l'irradiation, sur tous les composés Ap pour conduire Fig. 4. — Schéma représentant un modèle de travail simplifié à 4 voies d'équilibres (I), (II), (I + III), (II + IV) relatifs à l'action du sulfate de nickel et du rayonnement
relatifs à l'action du sulfate de nickel et du rayonnement X sur des cellules REH. à la mort cellulaire sans que les composés intermédiaires Kp puissent subir directement ou indirectement l'influence du rayonnement X. Il faut de plus supposer que, dans ces expériences, les composés Bp sites cellulaires sensibles directement ou indirectement au rayonnement X sont liés à la formation des composés Ap, sont les composés Ap eux-mêmes ou sont situés sur une chaîne d'équilibres déjà atteinte par le sulfate de nickel. En effet, si le rayonnement X pouvait agir sur des composés Bp indépendants des composés Ap, il y