jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
M. T. COLEMAN et H. S. RAYE, Post. Med. J., 49, 1973, p. 159. A. R. NELKA, F. L. RUBEN, B. A. RUBIN, R. W. HARTZELL et S. WONG, Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 138, 1971, p. 47. F. L. RUBEN et G. G. JACKSON, J. Infect. Dis., 125, 1972, p. 656. F. L. RUBEN et G. G. JACKSON, Post. Med. J., 49, 1973, p. 185. F. L. RUBEN, L. W. AKERS, E. D. STANLEY et G. G. JACKSON, Arch. Intern. Med., 132, 1973, p. 568. M. I. BRADY, I. G. S. FURMINGER et P. B. STONES, Post. Med. J.,
G. S. FURMINGER et P. B. STONES, Post. Med. J., 52, 1976, p. 368. H. F. MASSAB, T. FRANCIS, F. M. DAVENPORT, A. V. HENNESSY, E. MINUSE et G. ANDERSON, Bull. W.H.O., 41, 1969, p. 589. R. M. CHANOCK, Science, 169, 1970, p. 248. G. M. SCHIFF, C. C. LINNEMAN, L. SHEA, B. LANGE et T. ROTTE, Infect. Immun., 11, 1975, p. 754. R. H. WALDMAN, J. O. BOND, L. P. LEVITT, E. C. HARTWIG, E. C. PRATHER, R. L. BARATTA, J. S. NEILL et P. A. SMALL, Bull. W.H.O., 41, 1969, p. 543. R. H. WALDMAN et W. J.
41, 1969, p. 543. R. H. WALDMAN et W. J. COGGINS, J. Infect. Dis., 126, 1972, p. 242. C. BOTTEX, A. FORICHON, P. ABADIE, G. CHATOT et R. FONTANGES, Comptes rendus, 278, série D, 1974, p. 1975. H. W. YOUNG, E. W. LARSON et J. W. DOMINIK, Appl. Microbiol., 28, 1974, p. 929. G. H. SCOTT et R. L. SYDISKIS, Infect. Immun., 13, 1976, p. 696. C. BOTTEX, G. CHATOT et R. FONTANGES, C.R. Soc. Biol., 12, 1973, p. 1837. C. BOTTEX, P. LHOSTE, G. CHATOT et R. FONTANGES, Comptes rendus, 280, série D, 1975, p. 2161. C. BOTTEX, G.
rendus, 280, série D, 1975, p. 2161. C. BOTTEX, G. CHATOT et R. FONTANGES, Arch. Virology, 48, 1975, p. 9. C. BOTTEX et R. FONTANGES, Lyon Pharmaceutique, 27, 1976, p. 327. R. JENNINGS, C. W. POTTER, C. MACLAREN et M. I. BRADY, J. Hyg., 75, 1975, p. 341. R. B. COUCH, J. A. KASEL, J. L. GÉRIN, J. L. SCHULMAN et E. D. KILBOURNE, J. Infect. Dis., 129, 1974, p. 411. C. W. POTTER, R. JENNINGS, C. MACLAREN, D. EDEY, C. H. STUART-HARRIS et M. BRADY, J. Hyg., 75, 1975, p. 353. F. L. RUBEN, F. JOHNSTON et E. J.
p. 353. F. L. RUBEN, F. JOHNSTON et E. J. STREIFF, J. Am. Med. Ass., 230, 1974, p. 863. B. A. RUBIN et H. TINT, Progr. Med. Virol., 21, 1975, p. 144. R. H. WALDMAN et R. GANGULY, J. Infect. Dis., 130, 1974, p. 419. Division de Microbiologie du Centre de Recherches du Service de Santé des Armées, 108, boulevard Pinel, 69272 Lyon Cedex 1. Virologie. — Une mosaïque de l'Igname (Dioscorea cayenensis) causée par un virus filamenteux en Côte-d'Ivoire. Note de Jean-Claude Thouvenel et Claude Fauquet, présentée par M. Roger Gautheret. Un virus filamenteux est à l'origine d'une mosaïque
Roger Gautheret. Un virus filamenteux est à l'origine d'une mosaïque de l'Igname qui affecte la presque totalité des Dioscorea cayenensis en Côte-d'Ivoire. Ce virus n'a pu être transmis qu'à des Dioscoreacées. La présente Note rapporte les propriétés biologiques de ce virus, les essais de purification, les observations en microscopie électronique de l'agent causal, ainsi que la transmission par aphides. Ce virus semble être un nouveau virus. A filamentous virus causes a yam mosaic that attacks almost all Dioscorea cayenensis in Ivory Coast. It was possible to transmit this virus only to Dioscoreaceae. This paper reports the biological properties of the
to Dioscoreaceae. This paper reports the biological properties of the virus, the clarification and purification tests, the electron microscope observations and the aphid transmission. This virus seems to be a new virus. INTRODUCTION. — L'Igname est une plante vivrière largement cultivée dans toute la Côte-d'Ivoire. Depuis très longtemps, plusieurs types de symptômes attribués à des viroses y avaient été signalés. L'espèce la plus atteinte est Dioscorea cayenensis dont certaines variétés sont en voie de disparition totale, les pieds atteints ne produisant plus que de petits tubercules inutilisables pour la multiplication. Suivant la localisation géographique, l'espèce, la variété et l'état physiologique
Suivant la localisation géographique, l'espèce, la variété et l'état physiologique des Ignames malades, les symptômes sont extrêmement variables : éclaircissement le long des nervures, cloques, mosaïque ou tacheture, déformation des feuilles et parfois rabougrissement de la plante (fig. 1). Nous avons cherché à déterminer la nature de l'agent pathogène. L'ensemble des observations et des faits suggère que ce dernier pourrait être un virus. Nous apportons la preuve dans cette Note que c'est bien le cas. MÉTHODES. — Toutes les expériences sont effectuées à partir de feuilles de D. cayenensis présentant des symptômes et prélevées sur des plantes cultivées dans la
des symptômes et prélevées sur des plantes cultivées dans la basse Côte-d'Ivoire. Les expériences de transmission sont réalisées sur des plantules de Dioscorea sp. âgées de 6 semaines obtenues à partir de graines et cultivées en serre à l'abri des Insectes (température moyenne 28°C et humidité moyenne 90 %). 1° Transmission végétative. (a) Transmission par le tubercule: les tubercules, provenant de 50 plants d'Igname inoculés mécaniquement et ayant montré les symptômes caractéristiques, sont plantés en terre stérile et conservés en serre, à l'abri des Insectes. (b) Transmission par la graine: les graines, prélevées en champ sur des D. cayenensis malades,
les graines, prélevées en champ sur des D. cayenensis malades, sont mises à germer dans de la terre stérile, en serre. 2° Transmission par les Insectes. Les expériences de transmission ont été réalisées avec plusieurs espèces d'Insectes, de plantule malade à plantules saines, suivant la méthode de Swenson (1). Les plantules sont ensuite isolées sous des cages pour éviter toute contamination ultérieure. 3° Transmission mécanique. Le broyat de feuilles de D. cayenensis malades dans du tampon phosphate de potassium 0,1 M: pH 7,1 contenant 0,01 M de chlorhydrate de cystéine, 0,5 % de charbon actif et 0,25 % de bentonite
0,5 % de charbon actif et 0,25 % de bentonite (10 ml de tampon par gramme de feuilles), est inoculé sur de jeunes feuilles de plantules d'Igname préalablement saupoudrées de carborundum. 4° Propriétés biologiques des extraits infectieux. Elles sont déterminées sur plantule d'Igname obtenue à partir de graine et âgée de 6 semaines. Le point de dilution limite a été effectué en diluant l'extrait brut dans le tampon utilisé pour les inoculations. Le point de thermo-inactivation a été déterminé en éprouvant le pouvoir infectieux de 2 ml de l'extrait brut utilisé pour les inoculations, après chauffage pendant 10 min à
utilisé pour les inoculations, après chauffage pendant 10 min à différentes températures. La conservation du pouvoir infectieux in vitro a été déterminée en éprouvant périodiquement l'infectivité de l'extrait brut conservé dans différentes conditions; à la température ambiante (25°C), au réfrigérateur (4°C), au congélateur ( — 20°C). 5° Purification partielle. Les feuilles d'Igname malade sont congelées et broyées dans du tampon phosphate 0,1 M; pH 7,1 contenant 0,01 M de chlorhydrate de cystéine, 0,5 % de charbon actif, 0,25 % de bentonite et 1 % d'ovalbumine. Le broyage se fait à raison de 20 ml de tampon pour 1 g de
raison de 20 ml de tampon pour 1 g de feuilles. Après passage sur étamine, l'extrait est centrifugé 10 min à 3 000 g. Le surnageant est additionné d'un volume de chloroforme, et, après agitation, l'émulsion est centrifugée 10 min à 3 000 g. 6° Microscopie électronique. Des grilles de microscopie électronique sont préparées avec de l'extrait purifié, colorées négativement avec de l'acétate d'uranyle 0,5 % tamponné à pH 7, et observées à l'aide d'un microscope « Siemens Elmiskop 101 ». 7° Sérologie. L'extrait clarifié a été éprouvé contre certains antisérum suivant la méthode de Van Slogteren (4), utilisant la
antisérum suivant la méthode de Van Slogteren (4), utilisant la microprécipitation sous huile de paraffine. RÉSULTATS. — (a) Transmission mécanique: la transmission a été effectuée avec succès vers différentes variétés de D. cayenensis (Krengle, Sopelé, B 8, A 11, B 6, B 6 HT, Bondoukou, 149 ex Dschang 106) ainsi que vers D. preussii et D. liebrechtsiana. Elle n'a pu être effectuée vers D. bulbifera, D. composita et D. floribunda. Elle a également échoué vers les plantes d'autres familles que les Dioscoréacées. Les symptômes qui apparaissent sur les plantes inoculées mécaniquement sont extrêmement variés sur une même plante, forte mosaïque,
mécaniquement sont extrêmement variés sur une même plante, forte mosaïque, taches vertes, cloques, boursouflures et panachures (fig. 2). (b) Transmission par le tubercule: les 50 tubercules provenant de plants malades ont tous produit des plantules malades présentant les symptômes caractéristiques de la virose. (c) Transmission par la graine: aucune des 2 700 plantules produites à partir des graines mises à germer dans les conditions décrites ci-dessus, n'a montré de symptôme. (d) Transmission par Insectes: aucune transmission n'a pu être obtenue avec les Thrips ou les Cochenilles trouvés parfois en colonies sur les Ignames en champs. Les essais effectués avec des
sur les Ignames en champs. Les essais effectués avec des Aphides ont été, par contre, positifs. Une durée de 5 min est suffisante pour le repas d'acquisition et le Puceron est aussitôt apte à transmettre la maladie. Aphis gossypii, Toxoptera citricidus et Rhopalosiphum maidis se sont révélés vecteurs. (e) Propriétés de l'extrait brut: l'extrait brut de feuilles de D. cayenensis n'est pas infectieux, aussi toutes les propriétés biologiques ont elles été étudiées sur un extrait brut dilué 10 fois avec du tampon d'inoculation. La dilution 10 -1 est infectieuse alors que la dilution 10 -3 ne l'est pas. La température
que la dilution 10 -3 ne l'est pas. La température d'inactivation est comprise entre 55 et 60°C. Le pouvoir infectieux se conserve plus de 150 jours à 20°C, 40 jours à 4°C et moins de 24 h à 25°C. Purification partielle: l'extrait clarifié est infectieux, mais le virus ne peut être obtenu purifié, par la suite, en raison de la présence de muco-polysaccharides qui semblent difficiles à éliminer. g) Microscopie électronique : l'observation des grilles réalisées à partir d'extrait clarifié infectieux a mis en évidence la présence de particules filamenteuses (fig. 3). Les mesures effectuées ont montré que la majorité
(fig. 3). Les mesures effectuées ont montré que la majorité de ces particules avaient une longueur comprise entre 750 et 800 nm. (h) Sérologie : le virus a été éprouvé contre les antisérums suivants : Potato Virus X (titre 1/512), Cactus Virus X (titre 1/1 024), Clover Yellow Mosaic Virus (titre 1/1 024), White Clover Mosaic Virus (titre 1/256), Narcissus Mosaic Virus (titre 1/1 024), Papaya Mosaic Virus (titre 1/512), tous ces antisérums étant fournis par le Dr R. Koenig. Il a également été éprouvé contre l'antisérum préparé avec le Dioscorea Latent Virus (titre 1/8 000) fourni par le Dr
Dioscorea Latent Virus (titre 1/8 000) fourni par le Dr H. E. Waterworth. Aucune relation n'a été trouvée avec ces antisérums. CONCLUSION. — Un virus filamenteux de 750 à 800 nm de longueur est à l'origine d'une mosaïque de l'Igname qui affecte la presque totalité des D. cayenensis en Côte-d'Ivoire. Ce virus ne se transmet qu'à des Dioscoréacées et il est transmis par Aphides sur le mode non persistant. Parmi tous les virus signalés comme affectant l'Igname, le seul comparable est le Dioscorea Green-Banding Virus (DGBV) découvert sur D.floribunda à Porto-Rico e). Le DGBV est transmissible à Crotalaria striata et
Porto-Rico e). Le DGBV est transmissible à Crotalaria striata et à Nicotiana glutinosa, alors que le virus de Côte-d'Ivoire ne se transmet pas à d'autres familles que les Dioscoréacées. De plus nous n'avons pas réussi à infecter D. composita et D. floribunda qui sont les hôtes naturels du DGBV. Par conséquent il est vraisemblable que le virus filamenteux isolé de D. cayenensis est un nouveau virus. (*) Séance du 28 février 1977. e) J. MIEGE. J. Agric. trop., et Botan. appl., IV, n° 7-8, 1957, p. 315. a) A. W. WAITT, Field Crop Abstracts, 16, 1953, p. 145. b) K.
WAITT, Field Crop Abstracts, 16, 1953, p. 145. b) K. G. SWENSON, in Methods in Virology, K. Maramorosch et H. Koprowsky, Academic press, New York et Londres, 1, 1967, p. 286. c) D. H. M. VAN SLOGTEREN. Proc. of the second conference on Potato virus diseases, Lisse, Wageningen, June 1954. d) E. G. RUPPEL, H. DELPIN et F. W. MARTIN, J. Agric. Univ. Puerto Rico, 50, 1966, p. 151. Laboratoire de Virologie, Centre O.R.S.T.O.M. d'Adiopodoumé, B. P. V 51, Abidjan, Côte-d'Ivoire. VIROLOGIE. — Caractérisation biochimique de la sous-unité protéique du virus de la rhizomanie de la Betterave. (Beet necrotic yellow
virus de la rhizomanie de la Betterave. (Beet necrotic yellow vein virus). Note (*) de Charles Putz, Daniel Collot et Rémy Peter, présentée par M. Roger Gautheret. Par la technique des gels de polyacrylamide, le poids moléculaire de la sous-unité protéique du virus de la rhizomanie de la Betterave (Beet necrotic yellow vein virus) a été estimé à 21 000. Cette sous-unité est formée de 197 acides aminés dont la composition globale est donnée. Il apparaît que l'acide aminé N-terminal est probablement lié à un groupement acétyle. La connaissance des caractéristiques de la sous-unité protéique permettra de mieux préciser la
caractéristiques de la sous-unité protéique permettra de mieux préciser la structure du virus. By polyacrylamide gel electrophoresis it was possible to estimate the apparent molecular weight of the protein of the French BNYVV isolate to 21.000 ± 1.000 daltons. This protein, whose composition is distinctly marked by the absence of cysteine, contains about 197 amino-acid residues. The N-terminal extremity of the protein chain seems to be acetylated. These results will allow the further study of the BNYVV structure. Dès 1966, il est apparu que la rhizomanie de la Betterave, en Italie, était due à l'action d'un virus transmis par un
Italie, était due à l'action d'un virus transmis par un champignon Polymyxa betae (1). Ce virus a ensuite été décrit au Japon (17) sous le nom de « Beet necrotic yellow vein » (BNYVV), puis en Italie (3) et en France (2). Les travaux effectués en microscopie électronique par ces divers auteurs ont montré que le BNYVV est en forme de bâtonnets cylindriques, d'un diamètre de 20 nm et de différentes longueurs dont trois à quatre sont plus fréquentes, à savoir 85, 100, 265 et 390 nm. Les isolats japonais, italiens, allemands et français de BNYVV ont une grande affinité
italiens, allemands et français de BNYVV ont une grande affinité sérologique (2) et il nous a semblé qu'il serait intéressant de déterminer le poids moléculaire et la composition en acides aminés de la souche française. MATÉRIEL ET MÉTHODES. — Obtention du virus. — La souche de BNYVV utilisée est une souche isolée de Betterave en Alsace et clonée sur Chenopodium quinoa. Les suspensions de ce virus sont obtenues par une technique de purification voisine de celle de Tamada et Baba (7). La protéine est obtenue par dissociation du virus par l'acide acétique (4) pour l'étude de la composition en acides
l'acide acétique (4) pour l'étude de la composition en acides aminés ou par dissociation à 100°C pendant 2 mn, dans un tampon phosphate de Na 0,01 M, pH 7,1 contenant 1 /„ de SDS et 1 °() de 2-mercaptoethanol lors de l'étude par électrophorèse. 1. Détermination du poids moléculaire par électrophorèse en gel de polyacrylamide. — Des séries de gels dont les concentrations en acrylamide sont de 5, 10 et 15 % sont préparées selon la méthode de Weber et Osborn (6). Sur chaque gel sont déposés 10-20 ng de protéine ainsi qu'une microgoutte de bleu de bromophénol. L'électrophorèse est
protéine ainsi qu'une microgoutte de bleu de bromophénol. L'électrophorèse est effectuée à une intensité de 6 mA/tube et elle est arrêtée lorsque le colorant atteint le bac inférieur. Les gels sont colorés au bleu de Coomassie et la migration des bandes est mesurée à l'aide du lecteur de gel adaptable au spectrophomètre « Beckman Acta 3 ». Les marqueurs suivants ont été utilisés : Bovine serum albumine (Sigma p.m. = 68 000), ovalbumine (Calbiochem, 45 000), anhydrase carbonique (Calbiochem, 29 000), oc-chymotrypsinogène (Calbiochem, 25 700), protéine du virus de la mosaïque du Tabac (17 500) et ribonucléase (Calbiochem, 13 700).
mosaïque du Tabac (17 500) et ribonucléase (Calbiochem, 13 700). 2. Détermination de la composition en acides aminés. — La composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV a été déterminée après hydrolyse totale d'échantillons de protéine de 0.5 mg par HCI 6 M à 108°C en tubes scellés sous vide pendant des temps variables : 24, 48 et 72 h. Les acides aminés libérés sont dosés automatiquement par un analyseur « Technicon ». Le tryptophane a été déterminé par la méthode spectrophotocolorimétrique de Porter et Høgl C°). Le nombre de résidus de chaque acide aminé par
C°). Le nombre de résidus de chaque acide aminé par sous-unité protéique est calculé en utilisant le poids moléculaire obtenu par électrophorèse en gel de polyacrylamide. 3. Détermination de l’extrémité N-terminale de la protéine. — L’essai de détermination de la nature de l’acide aminé N-terminal a été effectué selon une méthode de dansylation, modifiée par Stehelin et Duranton C6). TABLEAU 1 Variation du poids moléculaire apparent (p.m.a.) de la sous-unité protéique du virus de la rhizomanie de la Betterave en fonction de la concentration du gel en polyacrylamide (références ribonucléase 13 700 et anhydrase carbonique 29 000) Gels à 5
13 700 et anhydrase carbonique 29 000) Gels à 5 % de PA Gels à 10 % Gels à 15 % Gel P.m.a. Gel P.m.a. Gel P.m.a. 1 19 950 1 21 900 1 23 200 2 19 650 2 22 150 2 22 900 3 20 050 3 20 900 3 22 900 4 19 700 4 21 700 4 22 550 5 20 200 5 21 150 5 21 900 6 19 300 6 21 400 6 22 050 7 19 700 7 22 200 7 22 500 8 19 650 8 22 400 8 22 150 9
8 19 650 8 22 400 8 22 150 9 21 900 9 22 650 Moyenne 19 775 Moyenne 21 745 Moyenne 22 535 RÉSULTATS. — 1. Détermination du poids moléculaire de la protéine du BNYVV. — Les électrophorèses en gels de polyacrylamide ayant des concentrations finales en acrylamide de 5, 10 et 15 % nous ont conduit à donner les poids moléculaires apparents figurant dans le tableau I. Il apparaît que la variation de l’estimation du poids moléculaire apparent en fonction de la concentration du gel en acrylamide est relativement faible. Un poids moléculaire de 21 000 ± 1
relativement faible. Un poids moléculaire de 21 000 ± 1 000 peut donc être retenu pour cette sous-unité protéique. 2. Détermination de la composition en acides aminés. — Les résultats obtenus pour des temps d’hydrolyse de 24, 48 et 72 h sont présentés dans le tableau II. En définitive, nous avons retenu comme nombre de résidus celui donné par le temps d’hydrolyse le plus favorable, arrondi à l’entier le plus proche. En effet les liaisons où interviennent la valine, la leucine et l’isoleucine résistantes à l’hydrolyse, nécessitent un temps plus long pour leur rupture. D’autre part la thréonine, la sérine,
long pour leur rupture. D’autre part la thréonine, la sérine, la méthionine et la cystéine subissent une destruction partielle en fonction du temps. Cette composition qui se caractérise par l’absence de résidus de cystéine est la suivante : Asp 24, Thr 15, Ser 18, Glu 14, Pro 10, Gly 14, Ala 19, Val 14, Met 7, Ile 5, Leu 19, Tyr 4, Phe 6, Lys 12, His 2, Arg 10, Trp 4. 3. Détermination de l’extrémité N-terminale de la protéine. — Cet essai de détermination n’a pas permis de mettre en évidence la présence d’un dérivé dansylé d’acide aminé. L’extrémité
en évidence la présence d’un dérivé dansylé d’acide aminé. L’extrémité N-terminale doit donc être masquée par un groupement acétyle, ceci par analogie avec d’autres protéines virales présentant un tel blocage : virus de la mosaïque du Tabac (1), virus de la mosaïque jaune du Navet (6), virus de la mosaïque de la Luzerne (1), et du virus de la mosaïque de l’Aubergine (15). TABLEAU II Composition globale en acides aminés de la sous-unité protéique du BNYVV Hydrolyse acide de - Valeurs 24 h 48 h 72 h retenues Asp 25.8 24,2 23,9 24 Thr 15,0 13,2 13,3 15 Ser 18,0
24,2 23,9 24 Thr 15,0 13,2 13,3 15 Ser 18,0 15,7 13,6 18 Glu 13,7 13.5 13,9 14 Pro 9,5 8,5 10,9 10 Gly 13,7 16,0 13,9 14 Ala 19,2 19,7 18,7 19 Val 12,1 12,7 14,0 14 Met 4,7 7,2 7,5 7 Ile 3,3 3,8 4,3 5 Leu 19,3 19,5 18,9 19 Tyr 3,8 4,2 4,3 4 Phe 5,6 5,8 6,0 6 Lys 11,7 11,9 11,6 12 His 1,9 2,1 2,0 2 Arg 9,5 10,6 10,5 10 Trp 4 TOTAL 197 CONCLUSION. — Le virus de la rhizomanie de la Betterave (Beet necrotic yellow vein virus) fait partie d’un
la Betterave (Beet necrotic yellow vein virus) fait partie d’un ensemble de virus en bâtonnets, transmis par des Champignons du sol, dont la composition et la structure sont encore peu connues. Cependant nous pouvons affirmer que le poids moléculaire de la sous-unité protéique du BNYVV (21 000) est très proche de ceux du virus du mop-top de la Pomme de terre (19 800) et du virus de la mosaïque du Nicotinia vellitina (21 400) (14). Il est par contre différent de celui du virus de la mosaïque du Blé transmis par le sol (17 500) (") et aussi de celui
par le sol (17 500) (") et aussi de celui du virus de la mosaïque du Tabac (17 500). virus de référence du groupe des tobamovirus. Une meilleure connaissance de la sous-unité protéique permettra de mieux comprendre les effets des interactions sur la stabilité du virus et de définir sa structure. Séance du 28 février 1977. A. CANOVA, Annali Accademia Nazionale, Bologna, LXXVIII, 1966, p. 37-46. D. COLLOT, R. PETER, B. H. DAS, B. WOLFF, et H. DURANTON, Virology, 74, 1976, p. 236-238. G. FACCIOLI et L. GIUNCHEDI, Phytopathol. Mediterranea 13, 1974, p. 28-35. H. FRAENKEL-CONRAT, Virology, 4, 1957, p.
13, 1974, p. 28-35. H. FRAENKEL-CONRAT, Virology, 4, 1957, p. 1-4. H. FRAENKEL-CONRAT, Virology, 4, 1957, p. 1-4. W. R. GRAY et B. S. HARTLEY, Biochem. J., 89, 1963, p. 379-380. J. L. HARRIS et J. HINDLEY, J. mol. Biol., 3, 1961, p. 117-120. B. KASSANIS, R. D. WOODS, et R. F. WHITE, J. Gen. Virol., 14, 1972, p. 123-132. K. NARITA, Biochim. Biophys. Acta, 30, 1958, p. 352-359. A. C. PEACOCK et C. W. DINGMAN, Biochemistry, 7, 1968, p. 668-674. C. PORTNER et G. HØGL, Anal. Chimica Acta, 8, 1953, p. 29-45. C. A. POWELL, Virology, 71, 1976, p.
1953, p. 29-45. C. A. POWELL, Virology, 71, 1976, p. 453-462. C. PUTZ, J. Gen. Virol. (sous presse). C. PUTZ et A. VUITTENEZ, Ann. Phytopathol., 6, 1974, p. 129-138. J. W. RANDLES, B. D. HARRISON, et I. M. ROBERTS, Ann. appl. Biol., 84, 1976, p. 193-204. M. C. . Rio, Thèse de doctorat, Université Pasteur, Strasbourg, 1975. C6) D. STEHELIN et H. DURANTON, J. Chromatog., 43, 1969, p. 93-102. (11) T. TAMADA et T. BABA, Ann. Phytopathol. Japan, 39, 1973, p. 325-332. (8) K. WEBER et M. OSBORN, J. Biol. Chem., 244, 1969, p. 4406-4412. C. P. : Station de
Chem., 244, 1969, p. 4406-4412. C. P. : Station de Pathologie végétale, I.N.R.A., Centre de Recherches d'Alsace, B.P. n° 507, 68021 Colmar; D. C. et R. P. : Laboratoire de Physiologie végétale, Université Louis-Pasteur, 67083 Strasbourg Cedex. IMMUNOCHIMIE. — Activité antigénique de l'arginine kinase de homard (Homarus vulgaris) et de ses fragments obtenus par coupure par le bromure de cyanogène. Note (*) de Yves Benyamin, Yvonne Robin et Françoise Regnouf, présentée par M. Jean Roche. La saturation antigénique de l'arginine kinase par ses anticorps a été étudiée. Il a été trouvé que sept sites antigéniques sont simultanément réactifs à la
trouvé que sept sites antigéniques sont simultanément réactifs à la surface de l'enzyme en présence d'un large excès d'anticorps. Après hydrolyse chimique de l'enzyme, l'activité antigénique se trouve répartie sur plusieurs fragments de taille variable. The antigenic saturation of lobster arginine kinase (38 000 daltons) by its specific antibodies has been studied. It was found that seven antigenic binding sites are simultaneously reactive on the surface of the enzyme in the presence of a large excess of antibodies or of their Fab fragments. After cyanogen bromide cleavage, the antigenic reactivity is distributed on several fragments of various sizes. Nous avons