jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
of forces between large molecules of biological interest., Nature 161: 707-9. 2. Lerner R. A., Benkovic S. J., Schultz P. G. 1991. At the crossroads of chemistry and immunology: catalytic antibodies. Science 252: 659-67. 3. Li Y. K., Kuliopulos A., Mildwan A. S., Talalay P. 1993. Environment and mechanism roles of the tyrosine residues of A5-3-ketosteroid isomerase. Biochemistry 32: 1816-24 and références citées. 4. Viger A., Coustal S., Marquet A. 1981. A reinvestigation of the mechanism of Pseudomonas testosteroni A5-3-ketosteroid isomerase. J. Am. Chem. Soc, 103: 451-8. 5. Ushida S. et al. Results to be published. 6. Viger A., Coustal
et al. Results to be published. 6. Viger A., Coustal S., Marquet A. 1978. Synthèse des 4a, 4p-déuterio3p, 17p-dihydroxy androsta-5-ene. Tetrahedron 34: 3285-90. 7. Erlanger B. F., Borek F., Bliser S. M., Lieberman S. 1957. Steroid-protein conjugates. 1. Preparation and characterization of conjugates of bovine serum albumin with testosterone and with cortisone. J. Biol. Chem., 228: 713-27. 8. de tauzon S., Desfosses B., Moreau M. F., Le Trang N., Rajkowski K., Cittanova N. 1990. Comparison of monoclonal antibodies to estradiol obtained from structurally different immunogens. Hybridoma 9: 481-91. 9. Iverson B. L, Cameron K. E., Jahangiri G. K., Pasternak D.
B. L, Cameron K. E., Jahangiri G. K., Pasternak D. S. 1990. Selective cleavage of trityl protecting groups catalyzed by an antibody. J. Am. Chem. Soc. 112: 5320-3. 10. Wolfenden R. 1977. Transition state analogs as potential affinity labeling reagents. Meth. Enzymol. 46: 15-28. 11. Tawfik D. S., Green B. S., Ehrenberg Z. 1992. Detection of catalytic monoclonal antibodies. Anal. Biochem. 202: 35-9. 12. Benkovic S. J., Napper A. D., Lerner R. A. 1988. Catalysis of a stereospecific bimolecular amide synthesis by an antibody. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85: 5355-8. Amplification de la myoadenylate désaminase au cours de l'évolution.
5355-8. Amplification de la myoadenylate désaminase au cours de l'évolution. Une approche comparative JEAN-PAUL RAFFIN, MARIE-THÉRÈSE THÉBAULT CNRS-UPR 4601, Laboratoire de Physiologie Cellulaire, UFR Sciences et Techniques, BP 452, 29275 Brest Cedex, France. Collège de France, Laboratoire de Biologie Marine, BP 225, 29182 Concarneau Cedex, France. Tirés à part : J.-P. Raffin RÉSUMÉ L'activité de la myoadenylate désaminase a été déterminée, par une technique de mesure spécifique, sur un large éventail d'espèces animales incluant des invertébrés, un cyclostome, 13 chondrostéens, un téléostéen et un mammifère. Les résultats sont discutés en considérant les modifications génétiques ayant conduit à l'apparition de la
considérant les modifications génétiques ayant conduit à l'apparition de la forme enzymatique musculaire chez les vertébrés supérieurs. Il est proposé qu'au cours des duplications génétiques, qui sont intervenues au moment de l'apparition des vertébrés une modification génétique de l'AMP désaminase a eu lieu au moins dans deux branches : celle qui a évolué vers les poissons élamobranches rajiformes et celle qui a conduit aux vertébrés supérieurs. Mots clés : myoadenylate désaminase, évolution, forme musculaire, forme ancestrale. ABSTRACT Myoadenylate deaminase activity was measured, by using a spécifique assay technique, in a wide range of animal species, including four invertebrates, one cyclostome,
wide range of animal species, including four invertebrates, one cyclostome, 13 chondrosteans, one teleost and one mammal. The results are discussed considering the known genetic events that have led to the appearance of the higher vertebrates myoadenylate deaminase molecular form. It is proposed that, during the extensive gène duplication that occurred in the beginning of vertebrate évolution, genetic modification of the myoadenylate deaminase-molécule took place in at least two différent taxa : the one that evolved to rajiform elasmobranch fishes and the other to the land vertebrates. Key words : myoadenylate deaminase, évolution, muscular form, ancestral form. Voir Version abrégée
myoadenylate deaminase, évolution, muscular form, ancestral form. Voir Version abrégée (p. 389) ML MP deaminase (AMP aminohydrolase, EC 3.5.4.6), œuvre catalysant la réversible déamination de l'AMP en IMP est connue être très active dans le muscle squeletique rapide [1]. Chez les vertébrés supérieurs, cette enzyme a été montrée être l'origine de la production d'ammoniac pendant l'exercice d'intensité élevée [2, 3], mais espèces présentant une activité très faible de l'AMP désaminase ont un pattern différent de dégradation des adényles [4, 5]. L'évolution génétique de l'AMP désaminase comprend une importante augmentation de son activité dans le squelette muscle, modification de ses propriétés
son activité dans le squelette muscle, modification de ses propriétés régulatrices, et l'apparition d'isoenzymes tissu spécifiques. Les formes spécifiques chez les vertébrés supérieurs [6-8] sont les produits de au moins trois gènes transcriptionnellement actifs [9-11], seulement le gène ampdl (muscle squeletique) étant corrélé avec une augmentation de l'activité de l'AMP désaminase. Ces gènes ont été supposés être issus d'une duplication d'un ancien gène commun [9]. Des études comparatives sur l'activité de l'AMP désaminase dans différents tissus et/ou espèces animales [12-15] n'ont pas été exhaustives quant au range d'espèces animales et diffèrentes dans les conditions d'assay. Nous rapportons ici une étude
diffèrentes dans les conditions d'assay. Nous rapportons ici une étude exhaustive sur l'activité musculaire de l'AMP désaminase, avec une technique d'assay spécifique, sur un vaste éventail d'espèces animales, de invertébrés à vertébrés supérieurs. Le but de l'étude était d'évaluer où, pendant l'évolution, la forme moléculaire ampdl est apparue et qu'une augmentation significative de l'enzyme activité a eu lieu. Note présentée par Jean-Marie Peres. Note remise le 13 décembre 1993, acceptée après révision le 28 mars 1994. 386 Amplification de la myoadenylate désaminase pendant l'évolution Méthodes et matériaux Tous les invertébrés ont été pêchés dans la baie de Concarneau. Les cyclostomes
ont été pêchés dans la baie de Concarneau. Les cyclostomes ont été obtenus d'une pêcherie locale dans la Gironde. Les traïtres ont été obtenus d'un élevage local près de Concarneau. Les rats (Wistar) ont été achetés au Centre d'Élevage Janvier (Le Genest St-Isle, France). Tous les poissons chondrostéens ont été pêchés par chalut dans le golfe de Gascogne en Mai-Juin 1988, pendant un mois de campagne IFREMER (EVHOE882). Les échantillons de muscles ont été pris immédiatement, congelés en nitrogène liquide, et conservés à -80°C jusqu'à l'assay de l'AMP désaminase. Le tissusampling Les échantillons de muscles utilisés sont les suivants. Sipunculus
tissusampling Les échantillons de muscles utilisés sont les suivants. Sipunculus : muscle de la paroi corporelle et muscle retracteur; Arenicola : muscle de la paroi corporelle; Mytilus : muscle de la patte; Palaemon : muscle abdominal; rat : gastrocnémien; tous les poissons : muscle blanc axial de l'avant du corps. Préparation de l'extrait de muscle Le échantillon de muscle a été haché et un 10 % (w/v) suspension a été faite dans 0.089 M phosphate (pH 6.5), 0.18 M KCl, 0.1 mM Dithiothreitol. Le tissu a été homogénéisé dans un Ultra-Turrax homogueuriseur pendant 2 x 20 s, avec refroidissement intermédiaire
Ultra-Turrax homogueuriseur pendant 2 x 20 s, avec refroidissement intermédiaire au froid. L'extrait a été ensuite dilué dans le même volume de buffer de homogénéisation, mis en déshydration pendant 1 h à température ambiante, et utilisé pour déterminer l'enzyme activité sans centrifugation. Assay de l'activité de l'AMP désaminase L'activité de l'enzyme a été déterminée par l'estimation de l'IMP produit à partir de l'AMP par la technique chromatographique de Raffin et Thébault [16]. Le buffer cacodylate (50 mM, pH 6.5) a été fabriqué comme précédemment décrit [17]. La concentration de l'AMP était de 10 mM. La température d'incubation était de 25
était de 10 mM. La température d'incubation était de 25 °C pour tous les poikilothermes et de 37 °C pour le rat, et une Unité d'AMP désaminase activité est définie comme l'amount d'enzyme déaminant 1 p, mole de substrat/min dans nos conditions expérimentales. Résultats et discussion Choix de l'échantillon de muscle Un effort a été fait de prendre des échantillons de muscles qui étaient structuralement relatifs aux fibres rapides du squelette des vertébrés supérieurs. Les fibres rapides diffèrent dans l'animal le plus grand, en many respects, tels que le pattern de distribution des myofibrilles et des mitochondres, ou le système
de distribution des myofibrilles et des mitochondres, ou le système tubulaire. Cependant, les fibres qui remplissent la même fonction sont remarquablement similaires chez tous les kinds de poissons, y compris les cyclostomes [18], et chez les mollusques [19] et crustacés [20, 21]. En revanche, chez d'autres invertébrés, tels que les Sipunculidae et Annelidae, les structures musculaires sont moins similaires [22, 23]. Dans les poissons et décapodes crustacés, les échantillons comprenaient une composition de fibres rapides presque 100 %, alors que chez le rat le muscle présente une structure plus hétérogène. Choix de la procédure d'extraction L'AMP désaminase est connue être
Choix de la procédure d'extraction L'AMP désaminase est connue être liée, chez les vertébrés supérieurs, aux protéines myofibrillaires [24, 25]. Ce liant peut être réversé dans le buffer phosphate par un mélanger gentil de l'extrait [26]. However, there is no evidence that myoadenylate deaminase is bound to myofibrillar proteins in all animal species, and that this binding can be dissociated by applying the same protocol than in higher vertebrates. Indeed, a very strong binding of the enzyme to muscle proteins was demonstrated in crustacean abdominal musculature [27]. Therefore, in order to avoid any loss of enzymatic activity in centrifugation pellets,
to avoid any loss of enzymatic activity in centrifugation pellets, the centrifugation procedure was omitted during preparation of the crude extracts. Choice of the AMP deaminase assay conditions The conventionally used ammonia assay or spectrophotometric method [28] are prone to possible overestimation of enzyme activity, because of the combined action of nucleotide phosphatases and adenosine deaminase [16]. These contaminations should be negligible in vertebrate muscle, but not obviously in species displaying very low AMP deaminase activity. In this study, the AMP deaminase activity was determined by using the most specific method, namely the determination of the IMP produced from AMP
method, namely the determination of the IMP produced from AMP [16]. Myoadenylate deaminase activity in different animal species Less than one percent activity, as compared to the rat muscle extract, was found in Sipunculus as well as in the mollusc and annelid (Table I). The slightly higher activity found in crustaceans, which was correlated with a more complex muscular structure, was not enough to cause any significant IMP production during heavy exercise [5]. Low AMP deaminase has been found in all invertebrates studied until now [14, 15], except in the foot muscle of the snail [15]. A significant activation of
foot muscle of the snail [15]. A significant activation of the enzyme was probably correlated with the appearance of vertebrates since higher AMP deaminase activities were detected in all fish samples (Table I): from the data of Table I, a steady activity difference of about 3 to 4 fold can be measured between some chondrosteans (Rajidae, Chimeridae, Torpedinidae, Squalidae) and cyclostoms, Hexanchidae, or Scyliorhinidae. The level of activity in teleost fish was similar to mammals. In the foot muscle of the snail [29], as well as in decapod crustacean abdominal muscle [27], the presence of an ancestral form of the
muscle [27], the presence of an ancestral form of the enzyme was suggested by the regulatory and physicochemical properties. Detailed enzymatic studies on Scyliorhinus canicula and Raja clavata showed that the enzyme activity difference found between the two species was correlated with the appearance, in Rajidae, of an enzymatic form very close to the AMPD gene product of higher vertebrates [17]. The enzymatic form in heart was similar to the ancestral form. Thus, in this animal group, the AMP deaminase activity difference of 3-4 fold could indicate a genetic modification of the AMP deaminase molecule. In Salmonids, the occurrence of
of the AMP deaminase molecule. In Salmonids, the occurrence of an ancestral myoadenylate form in muscle was suggested by similar regulatory properties of the heart and muscular enzymes [30], suggesting that amplification of muscular AMP deaminase activity and evolution from the ancestral to the AMPD gene seem not to be correlated phenomena. On these assumptions, modification of AMP deaminase could have occurred in three taxa during evolution (Fig. 1): C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 386-91 Table I Determination of AMP deaminase activity in rapid muscle of different animal species Species Number Sex
in rapid muscle of different animal species Species Number Sex Depth Body Body U/g FW Relative of range length weight activity specimen (m) (cm) (g) Sipunculidae Sipunculus nudus+ 6 n.d. int. layer n.d. n.d. 0.12±0.04(0.05-0.17) 0.001 Sipunculus nudus+ 5 n.d. int. layer n.d. n.d. 0.03 ±0.01 (0.02-0.04) <0.001 Annelida Arenicola marina 6 n.d. int. layer n.d. n.d. 0.87 ±0.88 (0.16-2.63) 0.006 Mollusca Mytilus edulis 6 n.d. int. layer n.d. n.d. 0.85 ±0.24(0.55-1.28) 0.006 Crustacea Palaemon serratus 6 n.d. int. layer 2-3 n.d. 2.73 ±0.70(1.46-3.79) 0.018 Cyclostoms Petromyzon marinus 6 n.d. n.d. 1500 44.14± 13.98(21.92-65.65) 0.289 Chondrosteans Chimeridae Chimaera monstrosa 4
n.d. 1500 44.14± 13.98(21.92-65.65) 0.289 Chondrosteans Chimeridae Chimaera monstrosa 4 15,35 298-600 n.d. 920-1250 201.84±162.14(45.87-428.20) 1.317 Hexanchidae Hexanchus griseus 1 15 108 162 28050 40.60 0.265 Rajidae Raja circularis 6 5 5, 1 5 136-480 65(38-108) 2 967(650-9 000) 259.09 ±133.81 (73.30-434.22) 1.690 Raja clavata 6 25,45 48-141 68(29-91) 3 235(150-6650) 258.31 ±114.90(114.66-481.21) 1.685 Raja fullonica 4 3 d, 1 5 132-600 79(46-105) 3 200(450-6 700) 288.07 ±54.85 (218.99-372.19) 1.879 Raja montagui 6 2 d, 4 5 27-116 ... n.d. 817(400-1850) 322.69±88.61 (180.45-439.86) 2.105 Raja naevus 6 3 5,35 157-238 36(35-38) 358(200-600) 172.78 ±78.62 (80.83-320.50) 1.127 Scyliorhinidae Scyliorhinus canicula 5
36(35-38) 358(200-600) 172.78 ±78.62 (80.83-320.50) 1.127 Scyliorhinidae Scyliorhinus canicula 5 15,45 42-79 51(44-55) 553(350-672) 19.65±8.76(11.24-32.55) 0.128 Galeus melastomus 6 3 5,35 485-760 n.d. 587(533-641) 72.61 ±29.92(37.22-106.58) 0.474 Squalidae Etmopterus spinax 6 2 5,45 187-760 n.d. 189(50-267) 107.86±31.24(56.77-154.35) 0.704 Squalus acanthias 6 15,55 157-480 80(71-89) 2400(1 550-3300) 177.27±69.81 (103.95-318.43) 1.156 Torpedinidae Torpedo marmorata 5 n.d. n.d. 35 1000 163.35 ±32.66(106.39-204.92) 1.066 Triakidae Galeorhinus galeus 5 5 5 131-133 136(124-151) 10820 116.24 ±58.86 (43.60-223.32) 0.758 (8200-17 350) Salmonid Oncorhynchus mykiss 5 n.d. n.d. 200 138.72 ±10.42 (126.21-156.50) 0.905 Mammal Rat (Wistar) 6 65 n.d. 50 153.29±46.61 (70.02-209.53) 1.000 For experimental protocols see
65 n.d. 50 153.29±46.61 (70.02-209.53) 1.000 For experimental protocols see Materials and methods. AMP deaminase activity is expressed as Units/g of Fresh Weight. n.d. : not determined. + : body wall muscle. ++ : retractor muscle. Amplification of myoadenylate deaminase during evolution Figure 1. Interrelationship of the studied fish groups with respect to putative (?) or known (*) modifications of the molecular structure of myoadenylate deaminase. (After Nelson [35] and Nelson [36].) in the taxon leading to tetrapoda and land vertebrates, in the taxon leading to holocephales and in the taxon leading to the rajiforms. A true genetic modification of
taxon leading to the rajiforms. A true genetic modification of AMP deaminase was demonstrated in the taxon leading to vertebrates, where the mutation seems to have occurred about 150 million years ago [9], and in rajiforms [17]. However, no evidence exists up to now that the enzyme activation measured in holocephales represents a true genetic modification of the AMP deaminase molecule. Interestingly, no enzyme activation was demonstrated in cyclostoms (Table I). Now, comparative studies on myoadenylate deaminase activity show no correlation between the enzymatic pattern and either the locomotor activity of the species, their living conditions, or the function of
of the species, their living conditions, or the function of the muscle. Indeed, the abdominal musculature of decapod crustaceans fulfils very similar functions to the higher vertebrates fast-twitch muscle, in spite of a much lower AMP deaminase activity. Metabolic studies on crustacean abdominal muscle reveal that the cytosolic ATP/ADP ratio can be stabilized, during maximal exercise, only by the dynamic equilibria between free and bound nucleotide species. Activation of AMP deaminase could be related to the extensive events simultaneous to the gene duplication that occurred at the very beginning of vertebrate evolution. Genetic modification of the myoadenylate deaminase molecule may
vertebrate evolution. Genetic modification of the myoadenylate deaminase molecule may be correlated with factors of an evolutionary character concerning the muscle structure, and especially the fiber type distribution within the myotome. Indeed, histological studies on Rajidae reveal the rudiments of a mosaic-type fiber distribution as known in higher vertebrates. This suggests a structural relationship between the AMPD gene and one or more genes coding for muscle structure. Indeed, in chinese hamster fibroblasts that overproduce AMP deaminase, several other genes were amplified in parallel. In conclusion, this study shows that genetic modifications of the AMP deaminase have occurred in at least
modifications of the AMP deaminase have occurred in at least two taxa. An important point is that AMP deaminase activation and appearance of a molecular form similar to the mammalian myoadenylate deaminase occurred within the phylogenetic evolution of the major fish groups. More work has now to be done to assess more definitively the process of genetic enzymatic modification, especially within the taxon leading to higher vertebrates. Then, genetic studies can be performed to assess definitively the type of enzymatic modification. Acknowledgements: the authors are grateful to IFREMER, and particularly to Dr J. C. Poulard, for the opportunity to get
to Dr J. C. Poulard, for the opportunity to get a wide range of chondrostean fishes. Mr Pouget is also acknowledged for the provision of live cyclostomes. The authors would like to thank Donal O'Croinin for kindly bringing some elegance in the English of the manuscript. VERSION ABRÉGÉE L'AMP désaminase, qui catalyse la désamination irréversible de l'AMP en IMP, est très active dans le muscle squelettique rapide. Elle a subi une activation importante de son activité au cours de l'évolution, accompagnée de l'apparition d'isoenzymes tissulaires, produits de la transcription de trois gènes, issus probablement de la duplication d'un gène ancestral
trois gènes, issus probablement de la duplication d'un gène ancestral commun. L'objet de l'étude est de comprendre où s'est effectuée l'apparition de la forme musculaire de l'AMP désaminase au cours de l'évolution. L'étude a été effectuée sur des invertébrés prélevés dans la baie de Concarneau, des cyclostomes pêchés dans la Gironde, des truites obtenues à partir d'une pisciculture locale et des rats de race Wistar. De plus, 13 espèces de chondrostéens pêchés au cours de la campagne IFREMER EVHOE882, en mai-juin 1988, ont été rajoutées à l'étude. Les échantillons musculaires ont été congelés dans l'azote liquide, après prélèvement, puis homogénéisés
ont été congelés dans l'azote liquide, après prélèvement, puis homogénéisés au laboratoire dans du tampon phosphate de potassium 0,089 M, pH 6,5, contenant 0,18 M de KC1 et 0,1 mM de dithiothréitol. Après addition d'un volume égal de tampon et agitation à température ambiante pendant 1 h, l'extrait a été utilisé tel quel pour la détermination de l'activité AMP désaminasique: tampon cacodylate de potassium 50 mM, pH 6,5, la température d'incubation étant de 15 °C pour les ectothermes et de 37 °C pour le rat. Les échantillons de muscle ont été sélectionnés afin de pouvoir être structurellement et fonctionnellement reliés
été sélectionnés afin de pouvoir être structurellement et fonctionnellement reliés au muscle rapide des vertébrés supérieurs. La méthode d'extraction utilisée permet d'éliminer les problèmes liés à la liaison avec les myofibrilles, qui peut varier d'une espèce à l'autre. La méthode de dosage de l'AMP désaminase a été choisie pour sa spécificité. Les activités AMP désaminasiques sont en général très faibles dans le muscle des invertébrés (Tableau I), ce qui confirme les études antérieures. La caractérisation et l'étude des propriétés régulatrices de l'enzyme musculaire de deux invertébrés tendent à démontrer que, chez ceux-ci, la forme enzymatique présente est la forme ancestrale.
chez ceux-ci, la forme enzymatique présente est la forme ancestrale. Cela est également le cas, chez les poissons, de certains chondrostéens (Hexanchidés et Scyliorhinidés). Chez les salmonidés, qui présentent une activité AMP désaminasique musculaire élevée, la présence d'isoenzymes spécifiques du cœur et du muscle n'a pas été mise en évidence. Chez les autres familles de chondrostéens étudiées, la forme enzymatique présente dans le muscle est fortement activée et possède les propriétés de la forme musculaire évoluée. Les résultats montrés dans le Tableau I, comparés au travail publié sur les propriétés de l'AMP désaminase musculaire chez les élasmobranches, montrent qu'il n'existe
de l'AMP désaminase musculaire chez les élasmobranches, montrent qu'il n'existe donc pas de corrélation étroite entre l'augmentation de l'activité AMP désaminasique et l'évolution du gène ancestral vers les isoenzymes tissulaires connues chez les vertébrés supérieurs, et suggèrent qu'une modification génétique de l'AMP désaminase, avec apparition de la forme évoluée musculaire, pourrait avoir eu lieu dans au moins deux branches évolutives (Fig. 1): celle qui a conduit, dans le groupe des sélaciens, aux Rajiformes et celle qui est à l'origine des vertébrés supérieurs. Une modification analogue chez les holocephales est également envisageable. Il est maintenant nécessaire d'utiliser les techniques de la
envisageable. Il est maintenant nécessaire d'utiliser les techniques de la génétique moléculaire pour comprendre plus spécifiquement les mécanismes liés à l'apparition des formes évoluées de l'AMP désaminase et rechercher si l'augmentation de l'activité est due à une amplification génétique. REFERENCES 1. Conway E. J., Cooke R. 1939. The deaminases of adenosine and adenylic acid in blood and tissues. Biochem. J. 3: 479-92. 2. Meyer R. A., Terjung R. L. 1980. AMP deamination and IMP reamination in working skeletal muscle. Am. J. Physiol. 239: C32-8. 3. Mutch B. J., Banister E. W. 1983. Ammonia metabolism in exercise and fatigue: a review.
W. 1983. Ammonia metabolism in exercise and fatigue: a review. Med. Sci. Sports Exer. 15: 41-50. 4. Onnen T., Zebe E. 1983. Energy metabolism in the tail muscles of the shrimp Crangon crangon during work and subsequent recovery. Comp. Biochem. Physiol. 74A: 833-8. 5. Thébault M.-T., Raffin J.-P., Pichon R. 1994. Adenylate metabolism during exercise: a study of invertebrate muscle. Submitted. 6. Ogasawara N., Goto H., Watanabe T. Kawamura Y., Yoshino M. 1974. Multiple forms of AMP deaminase in various tissues. FEBS Lett. 44: 63-6. Ogasawara N., Goto H., Yamada Y., Watanabe T. 1978. Distribution of AMP-deaminase isozymes in rat