jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
à la fois dans PI et PIp. C’est la première fois, à notre connaissance, que les espèces moléculaires du PIp sont analysées (dans un tissu animal ou végétal). Les compositions semblables, en espèces moléculaires, de PI et de PIp nous invitent à conclure que la Pl-kinase qui transforme PI en PIp n’est pas sélective vis-à-vis des espèces moléculaires de PI et que, donc, toutes ces espèces pourraient participer au cycle des polyphospho-inositides. Il faut cependant faire une réserve : pour marquer de façon significative le PIp, nous avons dû faire des incubations de 24 h; il se pourrait que la
des incubations de 24 h; il se pourrait que la Pl-kinase utilise, dans les temps courts, préférentiellement certaines espèces moléculaires de PI. Des difficultés techniques, pour le moment non surmontées, nous interdisent d'analyser le PIp marqué au 14C après des temps très courts. Le marquage au 32P ne nous donnerait pas le moyen d'analyser les espèces moléculaires de PIp, puisque nous devons traiter préalablement ce lipide par une phosphatase acide pour étudier ses espèces moléculaires. Enfin, la radioactivité extrêmement faible du Plp2, même après 24 h de marquage à l’acétate-14C, laisse pour le moment sans réponse la question de l’éventuelle
laisse pour le moment sans réponse la question de l’éventuelle sélectivité de la Plp-kinase. ABRIDGED VERSION Most of the intermediates of the signal transduction cycle integrating polyphosphoinositides have been evidenced in plants. However, these intermediates are present only in trace amounts and the question of their effective implication in cell reactions to signals coming from the environment is still a matter of debate. We have recently shown that PI was synthesized mainly (or perhaps exclusively) in the endoplasmic reticulum and that this lipid had to be transported to the plasma membrane of cells to allow the signal transduction to proceed.
membrane of cells to allow the signal transduction to proceed. However, the question remained: do the Pl-kinase and Plp-kinase, which initiate the phosphoinositide cycle in plasma membranes, discriminate between the PI molecular species? To address this question, we have labelled the inositol phospholipids of maize germinations by incubating coleoptiles and primary leaves fragments, for 1 to 24 h, in myo-inositol or acetate solutions. In both cases, more than 90 % of total radioactivity was recovered in PI, 5 to 7 % in PIp and about 1 % in PIp2. By combination of radio-HPLC and radio gas-chromatography of labelled fatty acid
combination of radio-HPLC and radio gas-chromatography of labelled fatty acid methyl esters, we could directly analyse the molecular species of PI and (after a treatment by an acid phosphatase) the molecular species of PIp. We have found that 16:0/18:2-PI and 16:0/18:2-PIp were both predominant, containing 60 % of total radioactivity after labelling from acetate. When labelled with myo-inositol, the 16:0/18:2 species of PI and PIp represented 75 and 79 mol % respectively. Five other molecular species, less abundant in mass, have been found, in similar amounts, in both PI and PIp; these are 16:0/18:3, 18:2/18:2, 18:1/18:2, 18:0/18:2 and 16:0/18:1. Those
PIp; these are 16:0/18:3, 18:2/18:2, 18:1/18:2, 18:0/18:2 and 16:0/18:1. Those results suggest that, at least after long incubation periods, there is no apparent discrimination of Pl-kinase between the molecular species of PI present in maize tissues. Due to insufficient labelling, it has not yet been possible to examine whether such an absence of discrimination is also valid during very short incubation periods, or for the labelling of PIp2. REFERENCES 1. Berridge M. J., Irvine R. F. 1989. Inositol phosphate and cell signalling. Nature 341: 197-205. 2. Michell R. H. 1992. Inositol lipids in cellular signalling mechanisms. Trends Biochem. Sci. 17:
Inositol lipids in cellular signalling mechanisms. Trends Biochem. Sci. 17: 274-6. 3. Einsphar K. J., Thompson G. A. 1990. Transmembrane signalling via phosphatidylinositol 4,5-biphosphate hydrolysis in plants. Plant Physiol. 93: 361-6. 4. Hetherington A. M., Drobak B. K. 1992. Inositol-containing lipids in higher plants. Prog. Lipid Res. 31: 53-63. 5. Cho M. H., Shears S. B., Boss W. F. 1993. Changes in phosphatidylinositol metabolism in response to hyperosmotic stress in Daucus carota L. cells grown in suspension culture. Plant Physiol. 103: 637-47. 6. Ettlinger C, Lehle L. 1988. Auxin induces rapid changes in phosphatidylinositol metabolites. Nature 331: 176-8. 7. Morse
rapid changes in phosphatidylinositol metabolites. Nature 331: 176-8. 7. Morse M. J., Crain R. C, Satter R. L. 1987. Light-stimulated inositol phospholipid turnover in Samanea saman. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84: 7075-8. 8. Ha K. S., Thompson G. A. 1991. Diacylglycerol metabolism in the green alga Dunaliella salina under osmotic stress. Plant Physiol. 97: 921-7. 9. Chicha A., Justin A. M., Jolliot A., Demandre C, Mazliak P. 1993. Biosynthesis of the molecular species of phosphatidylinositol found in microsomes and plasma membranes from etiolated maize coléoptiles. Plant Physiol. Biochem. 31: 507-13. 10. Kader J. C. 1985. Lipid binding protein in
507-13. 10. Kader J. C. 1985. Lipid binding protein in plants. Chem. Phys. Lipids 38: 51-62. 11. Sommarin M., Sandelius A. S. 1988. Phosphatidylinositol and phosphatidylinositol kinases in plant plasma membranes. Biochim. Biophys. Acta 958: 268-78. 12. Sandelius A. S., Sommarin M. 1986. Phosphorylation of phosphatidylinositols in isolated plant membranes. FFBS Lett. 201: 282-7. 13. Justin A. M., Demandré C, Mazliak P. 1989. Molecular species synthesized by phosphatidylinositol synthase from potato tuber, pea leaf and soya bean. Biochim. Biophys. Acta 1005: 51-5. 14. Wheeler J. J., Boss W. F. 1990. Inositol lysophospholipids. In: Moire D. J., Boss W. F., Loewus
Inositol lysophospholipids. In: Moire D. J., Boss W. F., Loewus F. A., eds. Inositol metabolism in plants, Wiley-Liss, New York, 163-72. C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317: 419-23 423 C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 424-9 Biologie et pathologie végétale/Plant biology and pathology Sélection clonale d'iris à parfum HUGUETTE JEHAN (1), DIDIER COURTOIS (1), CHARLES EHRET (2), KONRAD LERCH (2), VINCENT PETIARD (1) ^ Francereco SA 101, avenue Gustave-Eiffel, 37390 Notre-Dame-d’Oë, France. ^ Givaudan-Roure Research Ltd, CH-8600 Dubendorf, Suisse Tirés à part : H. Jehan RÉSUMÉ Les
Dubendorf, Suisse Tirés à part : H. Jehan RÉSUMÉ Les irones sont les composés aromatiques principaux extraits des rhizomes de certaines espèces d'iris (principalement Iris pallida et Iris germanica) et sont utilisés pour leur odeur de violette. Afin d'améliorer la qualité et la productivité de la matière première, une sélection au champ a été effectuée à partir d'une collection de clones d'iris, avec 5 répétitions, et 2 lieux pour certains clones. Un traitement microbiologique a été utilisé pour produire les irones à partir de leurs précurseurs. Dans un premier temps la stabilité intraclonale a été étudiée chez Iris pallida et
la stabilité intraclonale a été étudiée chez Iris pallida et Iris germanica. Dans un deuxième temps la sélection de clones à Iris pallida selon leur croissance, leur teneur en irones ou bien leur rendement en irones a été mise en évidence. Mots clés : Iris pallida Lam., Iris germanica L., cis-iso-irone, sélection clonale. ABSTRACT Irones are the major essential aromatic principles extracted from the rhizomes of the iris species (mainly Iris pallida and Iris germanica) and are used in fragrances for their scent of violets. With a view to improving productivity and the quality of rhizomes, a selection work in
productivity and the quality of rhizomes, a selection work in the field, from an established collection of iris clones, has been performed with 5 replications and in 2 locations for several of them. For the evaluation of the potential irone content a microbiological treatment has been used in order to release them from their precursors. In a first step, the intraclonal stability was studied on Iris pallida and Iris germanica. In a second step the possibility to select some clones of Iris pallida with regard to their growth, irone content and irone yield, was demonstrated. Key words : Iris pallida
and irone yield, was demonstrated. Key words : Iris pallida Lam., Iris germanica L., cis-iso-irone, clonal selection. See Abbreviated version (p. 428) Depuis l'Antiquité, des iris sont cultivés afin de récolter les rhizomes contenant des irones, composés cétoniques à odeur de violette, très appréciés des parfumeurs. Ces composés, qui sont les constituants olfactifs majeurs du beurre d'iris, existent sous 4 formes isomériques [1, 2] n'ayant pas les mêmes qualités olfactives: cis-iso-irone, trans-iso-irone, cis-iso-irone et trans-irone; leurs teneurs sont variables selon l'espèce considérée. Les espèces actuellement cultivées sont l'Iris pallida Lam., à fleurs bleu pâle, riche en cis-7-irone et l'Iris germanica
à fleurs bleu pâle, riche en cis-7-irone et l'Iris germanica L., à fleurs violet foncé, riche en cis-iso-irone. L'Iris pallida Lam. est originaire du sud du Tyrol, de l'Istrie et de la Dalmatie [3]. Quant à l'Iris germanica L., il est considéré comme un hybride ancien, d'origine indéterminée [3]. Les régions de production sont principalement la Toscane (Italie) pour l'Iris pallida Lam. et le Haut-Atlas (Maroc) pour l'Iris germanica L. Les beurres extraits sont de qualité différente : ceux extraits des iris italiens sont riches en [+]cis-iso-irone et ceux extraits des iris marocains riches en [-]cis-iso-irone [4]. Les irones dextrogyres
des iris marocains riches en [-]cis-iso-irone [4]. Les irones dextrogyres sont estimées supérieures aux lévogyres par les parfumeurs [5]. La culture reste encore très archaïque et nécessite beaucoup de main-d'œuvre pour les différentes opérations de préparation des rhizomes. La récolte et la plantation s'effectuent traditionnellement au mois d'août, car les rhizomes se pèlent facilement à cette période et l'ensoleillement est maximal pour le séchage [6]. Les plantes croissent pendant 3 ans, puis sont arrachées manuellement, afin de ne pas blesser les rhizomes ; les extrémités, portant les bourgeons terminaux, sont conservées pour être replantées. Le rhizome restant peut être traité
conservées pour être replantées. Le rhizome restant peut être traité de deux façons : soit tronqué et séché au soleil, soit pelé au couteau pour enlever l'écorce et mettre à nu l'endoderme, puis lavé et séché au soleil [7]. Les rhizomes ainsi traités sont ensuite stockés pendant 3 années, afin que les irones se développent [8], car un rhizome frais ou fraîchement séché au soleil contient très peu d'irones; cela nécessite donc une immobilisation coûteuse des produits récoltés. Devant ce faible rapport, la culture d'iris tend à disparaître. De nombreuses recherches ont été engagées pour réduire les opérations de traitement
recherches ont été engagées pour réduire les opérations de traitement après récolte. Un procédé de vieillissement accéléré des rhizomes par maturation bactérienne a notamment été récemment mis au point [9]. Les rhizomes frais, non pelés, sont broyés et cocultivés pendant quelques jours avec des entérobactéries, développées dans un milieu de culture pour cellules végétales. Les irones sont ensuite extraites de façon traditionnelle. Ainsi il est possible de gagner 3 ans, en supprimant le temps de stockage et il n'est plus nécessaire de décortiquer les rhizomes. Mais surtout il est alors possible, pour la première fois, d'étudier sur du matériel fraîchement
possible, pour la première fois, d'étudier sur du matériel fraîchement récolté l'accumulation d'irones par les rhizomes durant le cycle végétatif et d'entreprendre la sélection d'iris à parfum pour leur productivité en irones, sujet du présent rapport. Matériel et méthodes Collection Soixante et seize clones d'iris de 29 origines (France et Italie) ont été collectés. Ces plantes appartiennent aux espèces suivantes : Iris pallida Lam. (153 clones, 21 origines) et Iris germanica L. (23 clones, 8 origines). Ces espèces du genre Iris (famille des Iridaceae, tribu des Irideae) font partie du sous-genre Pogoniris, section Pogoniris et de la série Elatae [10].
sous-genre Pogoniris, section Pogoniris et de la série Elatae [10]. Multiplication des clones La multiplication est effectuée par fragmentation des rhizomes au cours de deux cycles de croissance par an : un éclatement à l'automne, suivi d'une croissance en serre, en pot, à 24 °C, avec complément d'éclairage durant 16 h ou 24 h (lampes MAZDA MMF 500 W) et un second éclatement au printemps avant plantation en champ. Ce cycle de croissance en serre a donc permis un cycle de multiplication supplémentaire par année. Les pousses feuillées sont séparées par cassure manuelle ou à la serpette selon la place
par cassure manuelle ou à la serpette selon la place qu'elles occupent sur le rhizome. Les plantes, ainsi obtenues, sont immergées pendant 45 min dans un bain d'oxyquinoline pour désinfection, puis mises à sécher pendant 15 h et enfin rempotées ou plantées en pleine terre. Dispositif expérimental Dans un premier temps, seuls les clones pour lesquels un nombre suffisant de plantes est disponible sont placés en essai. Les clones ont été plantés dans 2 lieux géographiques de climats différents : à Notre-Dame-d'Oë (France; climat océanique 19 clones) et à Allemagne-en-Provence (France; climat méditerranéen 6 clones). Dans chaque site, la plantation
(France; climat méditerranéen 6 clones). Dans chaque site, la plantation est effectuée en 5 répétitions de 3 plantes, soit 15 plantes par clone. La place des plantes dans l'essai est déterminée de façon aléatoire. Culture Les plantes sont espacées d'un mètre sur ligne et entre les lignes pour permettre l'entretien de la culture et isoler les clones entre eux. Récolte et analyse Les plantes restent en place durant un cycle de croissance et sont arrachées à l'automne pour être analysées. Les racines sont éliminées et les pousses feuillées rempotées; les rhizomes sont coupés, lavés, pesés et conservés à -20°C. Pour
rhizomes sont coupés, lavés, pesés et conservés à -20°C. Pour chaque clone, les 3 rhizomes d'une même répétition sont pesés, conservés, broyés et analysés ensemble. La croissance est évaluée sur la matière fraîche totale après récolte et la matière sèche déterminée à partir d'un échantillon de rhizome broyé, desséché au four à 110°C pendant 24 h. Les irones sont obtenues par vieillissement accéléré d'échantillons de 10 g de rhizome frais selon le protocole de Belcourt et al. [9, 11]. Le milieu de maturation est le milieu de Murashige et Skoog [12] modifié selon Belcourt et al. [9, 11] et les
[12] modifié selon Belcourt et al. [9, 11] et les bactéries appartiennent à l'espèce Serratia liquefaciens (Enterobacteriaceae). Les maturations sont réalisées en flacon d'Erlenmeyer de 250 ml, pendant 8 jours, à 24 °C, sous agitation de 100 rpm; elles sont répétées trois fois pour chaque répétition de chaque clone. Les irones sont ensuite extraites des rhizomes au chloroforme (CH2Cl2) dans un extracteur de Likens-Nickerson [13]. Le beurre d'iris obtenu est solubilisé dans 0,5 ml de CH2Cl2 auquel est ajouté un étalon interne (anethol). Les échantillons sont analysés en chromatographie en phase gazeuse sur colonne capillaire CP-WAX-52CB (25 m x 0,32
phase gazeuse sur colonne capillaire CP-WAX-52CB (25 m x 0,32 mm, WCOT), avec l'hélium comme gaz vecteur (débit de 1 ml/min), en progression de température de 110 à 180°C à raison de 2°C/min. L'injecteur est à une température de 300 °C et le détecteur FID à 310°C. Contrôles physiologiques La stabilité intra-clone des teneurs en précurseurs d'irones est vérifiée sur 2 clones, l'un d'Iris pallida Lam. et l'autre d'Iris germanica L. Dix et 7 rhizomes sont respectivement analysés, trois fois chacun, selon le protocole exposé ci-dessus. La période d'arrachage et d'analyse des différents clones mis en culture est déterminée à
d'analyse des différents clones mis en culture est déterminée à partir de l'étude d'un clone d'Iris germanica L. Trois analyses sont réalisées sur trois rhizomes, à diverses périodes de l'année selon le protocole précédent. Résultats Stabilité intra-clonale Les teneurs en irones (mg/kg de matière sèche) de rhizomes issus d'un même pied-mère sont en moyenne de 1 687 mg pour le clone d'Iris pallida Lam. testé et de 1 134 mg pour celui d'Iris germanica L. avec des coefficients de variation respectivement de 8,7 % et 18,6 %, alors que l'étude de l'ensemble du protocole analytique (maturations, extractions et analyses) réalisée
de l'ensemble du protocole analytique (maturations, extractions et analyses) réalisée sur un même lot de poudre de rhizome sec a montré une variation de ± 7 %. Une analyse de variance (test de Fischer [14]) montre que les teneurs moyennes des différents rhizomes issus d'un même pied-mère sont statistiquement identiques et ce pour les deux espèces. Variations au cours du cycle végétatif Les variations au cours du cycle végétatif de la teneur en irones des rhizomes de plantes issues d'un même clone d'Iris germanica L. sont présentées par la Figure 1. Au printemps, après la floraison et pendant la croissance
1. Au printemps, après la floraison et pendant la croissance de nouveaux bourgeons axillaires, la teneur en irones diminue si elle est exprimée en fonction de la matière sèche, ou est stable si elle est exprimée en fonction de la matière fraîche. Pendant l'été la teneur en irones est stable. Pendant l'automne le rhizome ne croît plus et la teneur en irones augmente fortement par rapport à la matière sèche, mais beaucoup moins fortement par rapport à la matière fraîche. Sélection Tous les clones mis en sélection dans ce premier essai sont, d'après leurs caractères botaniques, des Iris pallida Lam.
essai sont, d'après leurs caractères botaniques, des Iris pallida Lam. Tous les clones analysés (quel que soit le site), sauf un, présentent le même chimotype : trans-a-irone : 5 % ± 0,1 ; c/s-a-irone : 34,6 % ± 0,3 ; cis-y-irone : 59,4 % ± 0,2 ; B-irone : 1 % ± 0,3. Le dernier clone a la répartition isomérique suivante : trans-a-irone 2. 2 %, c/s-a-irone 78,3 %, c/s-y-irone 17,2 % et B-irone 2.3 %. Il se distingue apparemment uniquement par cette caractéristique biochimique, rien ne paraissant le différencier sur le plan morphologique. Les valeurs moyennes, minimales et maximales
sur le plan morphologique. Les valeurs moyennes, minimales et maximales des trois paramètres observés (masse de matière fraîche, teneur en irones et rendement en irones des rhizomes) en première année de culture, en Touraine et en Provence, sont présentées dans le Tableau I. Selon les clones, la matière fraîche varie d'un facteur de 1 à 2,2 en Touraine et de 1 à 2,1 en Provence, la teneur en irones d'un facteur de 1 à 1,5 en Touraine et de 1 à 1,3 en Provence et le rendement en irones par pied varie d'un facteur de 1 à 2,1 en Touraine
pied varie d'un facteur de 1 à 2,1 en Touraine et de 1 à 2,1 en Provence. Pour la Touraine, les analyses de variance (tests de Fischer) montrent qu'il n'y a pas d'effet répétition pour chacun des paramètres observés et qu'il n'y a pas de différences significatives entre les clones pour la croissance. En revanche, il y a des différences significatives pour les teneurs (analyses de variance au seuil de 5 %) et pour les rendements en irones (analyses de variance au seuil de 10 %). Par test de Duncan (Fig. 2), il est possible de distinguer 7 classes pour
(Fig. 2), il est possible de distinguer 7 classes pour la teneur en irones et 6 classes pour le rendement en irones par plante. Il est à noter que le clone le plus performant n'est pas le même pour la teneur (P1) et le rendement (B2). Cela est dû à la différence de croissance observée entre P1 et B2. Les résultats d'analyse de variance observés sur les clones de Provence sont différents de ceux observés en Touraine et sont présentés sur la Figure 3. La croissance et le rendement entre les clones sont significativement différents à 1 % ; en
les clones sont significativement différents à 1 % ; en revanche les teneurs en irones ne sont pas significativement différentes et il n'y a pas non plus d'effet répétition pour les trois paramètres observés. Par test de Duncan, il est possible de distinguer 2 classes pour la croissance avec un clone statistiquement inférieur aux autres et pour le rendement en irones par plante, on distingue 3 classes. L'estimation des différences entre les deux sites réalisée pour 4 clones communs est présentée par la Figure 4. La croissance et les rendements sont supérieurs en Touraine, mais les teneurs en irones sont
sont supérieurs en Touraine, mais les teneurs en irones sont plus élevées en Provence. Conclusions et discussion C'est la première fois, à notre connaissance, qu'un effet génétique sur la teneur ou le rendement en irones du rhizome est clairement mis en évidence chez les iris à parfum. Même si des facteurs extérieurs, tels que la nature du terrain et le climat ont probablement une importance pour obtenir de bons rendements en irones, il est nécessaire de cultiver des clones potentiellement riches dans la synthèse de précurseurs d'irones. La meilleure période de récolte est le début de l'automne, car la teneur
de récolte est le début de l'automne, car la teneur en matière sèche est stable et les variations de teneur en irones sont minimes. Même si cette teneur augmente de façon significative ultérieurement, il est 426 C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317 : 424-9 Sélection clonale d'iris à parfum Teneur en irones Rendement en irones des rhizomes Figure 2. Analyse de variance des variables teneur et rendement en irones des clones d'Iris pallida en première année de culture à Notre-Dame-d'Oé (MS : matière sèche). Croissance des rhizomes Rendement en irones des rhizomes Figure 3.
Croissance des rhizomes Rendement en irones des rhizomes Figure 3. Analyse de variance des variables croissance et rendement en irones des clones d'Iris pallida en première année de culture à Allemagne-en-Provence (MF : matière fraîche). C. R. Acad. Sci. Paris, Sciences de la vie/Life sciences, 1994; 317: 424-9 Figure 4. Comparaison des croissances, teneurs et rendements en irones des clones d'Iris pallida communs aux deux sites (MF : matière fraîche; MS : matière sèche). Notre-Dame-d'Oé à Allemagne-en-Provence. difficile de récolter plus tard pour des raisons d'ordre matériel. Le rhizome d'iris est probablement un lieu d'accumulation de précurseurs d'irones plutôt que
est probablement un lieu d'accumulation de précurseurs d'irones plutôt que le siège de leur synthèse [15], mais leur métabolisme ultérieur n'a jamais été élucidé autrement que comme un contenu disponible pour la biosynthèse d'irones. Il est donc difficile d'étudier leur évolution réelle au cours du cycle végétatif. Nous pouvons cependant observer que le contenu total augmente légèrement au cours du cycle végétatif, puisqu'il est constant par rapport à la matière fraîche et que celle-ci augmente; l'accumulation, pendant l'automne, n'est pas obligatoirement plus importante, car la croissance des rhizomes est fortement ralentie. Après la floraison au printemps, l'accumulation de matière sèche
ralentie. Après la floraison au printemps, l'accumulation de matière sèche due à la croissance étant très importante, la teneur en irones, exprimée par rapport à la matière sèche, semble diminuer, alors qu'elle est stable si elle est exprimée par rapport à la matière fraîche. L'accumulation des réserves doit être plus rapide que l'accumulation de précurseurs au printemps. Dans les deux sites tous les clones analysés, sauf un, présentent le même chémotype. Cela montre d'une part que cette répartition est caractéristique de l'espèce en général, mais aussi qu'elle peut éventuellement évoluer, puisqu'un clone apparaît différent. Ce dernier possède pourtant toutes les