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constante. Celle-ci peut atteindre 18°-20°, étant donné la rapidité de la réaction. Si la température s’élevait au-dessus de ces valeurs, on observerait un fléchissement de la courbe dû à l’altération du pigment sanguin entré en solution. Signalons enfin que l’ordre de résistance globulaire à l’hypotonie est bien différent de l’ordre de résistance à l’action photosensibilisatrice de l'hématoporphyrine, ce qui fait apparaître la diversité des modes d’hémolyse. Ordre de résistance globulaire à l’hypotonie : mouton, rat, porc, cheval, bœuf, chien, lapin, cobaye. Ordre de résistance à l’action photosensibilisatrice de l’hématoporphyrine : cheval, lapin, bœuf, rat, mouton, porc, chien, cobaye. L’étude de
cheval, lapin, bœuf, rat, mouton, porc, chien, cobaye. L’étude de l’action photosensibilisatrice de l’hématoporphyrine nous fixe donc sur un certain nombre de faits importants, tels que l’influence des radiations convenablement sélectionnées sur la marche du phénomène, et, d’autre part, sur les facteurs intervenant dans ce cas pour faire varier la résistance à l’hémolyse des hématies, dans les diverses espèces animales. III. — ÉTUDE DE L’HÉMOLYSE PAR LA DIGITONINE L’action des saponines, et de la digitonine en particulier, sur les globules rouges est bien connue. L’addition d’une solution même diluée de digitonine à une suspension d’hématies provoque une hémolyse très rapide.
digitonine à une suspension d’hématies provoque une hémolyse très rapide. D’autre part, la digitonine possède la propriété de donner avec la cholestérine une combinaison insoluble, utilisée par Windaus pour doser ce lipoïde dans les liquides de l’organisme. Il paraissait donc logique d’étudier l’action hémolytique de la digitonine, à la suite des résultats que nous avions obtenus au cours d’expériences précédemment relatées. Si l’on observe précisément l’action de cette substance en solution convenablement diluée sur les hématies d’animaux différemment riches en cholestérine, on constate une hémolyse beaucoup plus rapide dans les cas du lapin que dans celui du cobaye et surtout
cas du lapin que dans celui du cobaye et surtout du chien. Plus l’hématie est riche en cholestérine, plus elle est résistante à l’hémolyse. Si l’on fait agir sur 100 centimètres cubes d’une suspension globulaire à 3 p. 100, dans chaque cas, 3 centimètres cubes d’une solution de digitonine à 1 p. 2.000, soit 1 mg. 5 de digitonine, on peut noter les résultats suivants : TAUX DE CHOLESTÉRINE pour 100 de la suspension globulaire (1) TEMPS de l’hémolyse en minutes Lapin 0.16 10 Cobaye 0.24 35 Chien 0.30 120 Dans un autre essai, pour lequel le taux de cholestérine
Dans un autre essai, pour lequel le taux de cholestérine était de 0,28 p. 100 pour le lapin, et 0,42 pour le chien, l’hémolyse s’est produite respectivement en quinze minutes et en trois heures et demie. Si l’on opère en solutions très légèrement plus concentrées en digitonine, en faisant agir par exemple 2 milligrammes de ce composé sur la suspension globulaire à 3 p. 100, l’hémolyse est immédiate. Par contre, avec 1 milligramme de digitonine, le phénomène ne se déclanche que fort lentement. Il importait donc de fixer la concentration en substance hémolysante, de façon à pouvoir étudier le phénomène
en substance hémolysante, de façon à pouvoir étudier le phénomène avec assez de précision et, en particulier, à tracer avec certitude la courbe représentant la marche de l’hémolyse. Ainsi qu’il est facile d’en juger sur la figure ci-dessous, (fig. 2) l’hémolyse ne se déclanche réellement qu’au bout d’un certain temps de contact de la digitonine et de la suspension globulaire. Par exemple, dans le cas où, avec les hématies de chien, l’hémolyse a été complète au bout de deux heures, c’est seulement après quatre-vingt minutes que la courbe devient plus inclinée. Tout se passe comme s’il fallait attendre une altération
inclinée. Tout se passe comme s’il fallait attendre une altération suffisante de certains constituants des globules rouges, avant que le phénomène ne devienne important. Le cas de cette hémolyse par la digitonine est particulièrement intéressant, car, en même temps que l’on assiste à la destruction globulaire, on voit apparaître un précipité incolore. Celui-ci, isolé par centrifugation, lavé et desséché, abandonne au benzène bouillant de la cholestérine facile à identifier. C’est là une réaction caractéristique du complexe digitonine-saponine. Celui-ci se produit en même temps que l’hémolyse et sa formation montre le rôle important de la cholestérine dans ce phénomène. IV. —
rôle important de la cholestérine dans ce phénomène. IV. — ÉTUDE DE L'HÉMOLYSE PAR LA QUININE Des courbes similaires sont obtenues lorsqu’on suit l’action hémolytique des sels de quinine. Par exemple, si l’on ajoute 0 gr. 50 de chlorhydrate basique de quinine à 100 centimètres cubes de suspension au centième de globules du chien, on observe encore le déclenchement de l’hémolyse après un certain temps de contact. L’établissement de la répartition de la quinine entre les globules rouges et le plasma est susceptible de fournir un renseignement intéressant au point de vue du mécanisme du phénomène. En fait, l’expérience a
de vue du mécanisme du phénomène. En fait, l’expérience a d’abord été effectuée in vitro de la façon suivante : 50 centimètres cubes de sang de chien rendu incoagulable par addition de citrate ont été additionnés d’une solution aqueuse contenant 0 gr. 30 de chlorhydrate de quinine (soit 0 gr. 245 de quinine) ; après vingt minutes de contact, les hématies et le plasma ont été séparés par centrifugation. L’extraction des alcaloïdes a été effectuée par la méthode de Stass-Otto dans les deux parties. De 22 centimètres cubes d’hématies, il a été isolé 0 gr. 175, et de 28 centimètres
a été isolé 0 gr. 175, et de 28 centimètres cubes de plasma, 0 gr. 063 d’alcaloïdes. Le rapport : Alcaloïdes des hématies 0.175 Alcaloïdes du plasma 0.065 2.77 D’autre part, si l’on injecte alors 1 gramme de chlorhydrate basique de quinine à ce même chien et si l’on fait le prélèvement de 46 centimètres cubes de sang, deux heures et demie après l’injection, on retrouve dans 22 centimètres cubes de globules : 0 gr. 007 de quinine, et dans 24 centimètres cubes de plasma, 0 gr. 004. Le rapport de répartition est alors de : 0,007 0.004 = 1.75
de répartition est alors de : 0,007 0.004 = 1.75 Ces expériences prouvent qu’aussi bien in vitro que in vivo, il y a fixation élective de la quinine sur les hématies. Cette observation est importante pour le physiologiste aussi bien que pour le thérapeute. V. — ÉTUDE DE L’HÉMOLYSE PAR HYPOTONIE À côté de ces hémolyses sous l’action d’agents chimiques se traduisant par des courbes d’allures similaires et pouvant être expliquées par action élective sur un constituant de l’hématie, il était intéressant d’envisager l’hémolyse par hypotonie. Ce cas est réalisé par action sur les globules rouges de un sérum salé
par action sur les globules rouges de un sérum salé isotonique dilué convenablement. À la dilution de 63 p. 100 %, le phénomène est assez lent, à la température constante de 10°-12° pour permettre l’établissement de la courbe d’hémolyse. Si on laisse la température s’élever, comme l’expérience se prolonge plusieurs heures, on peut avoir à redouter une altération de l’oxyhémoglobine solubilisée. Au contraire, à 10°-12° des essais spectrophotométriques sur des solutions témoins convenablement diluées d’oxyhémoglobine nous ont prouvé l’inaltérabilité du pigment pendant la durée de l’essai. Dans le cas envisagé, la courbe d’hémolyse se traduit par une droite faiblement inclinée
la courbe d’hémolyse se traduit par une droite faiblement inclinée sur l’axe des abcisses, et dont l’inclinaison s’atténue à la fin de la réaction, ce qui indique un léger ralentissement. Si les mesures sont faites pour des dilutions du sérum isotonique un peu plus fortes, la droite est plus inclinée, car l’action hémolytique est plus rapide. Rappelons enfin que la détermination de la résistance globulaire donne, dans la série animale, un ordre d’hémolyse tout différent de celui observé dans l’étude des divers agents chimiques hémolytiques étudiés. La résistance globulaire à l’hypotonie des hématies de lapin contraste avec leur grande labilité
l’hypotonie des hématies de lapin contraste avec leur grande labilité du fait de la digitonine ou de l’action photosensibilisatrice de l’hématoporphyrine. En conclusion, il semble que les actions hémolytiques dont nous avons tenté d’élucider le mécanisme permettent de faire apparaître certains facteurs importants de l’hémolyse. À côté de la concentration moléculaire et de la tension osmotique qui en est la conséquence, la faculté d’imbibition des colloïdes, qui entrent dans la composition des hématies, possède une importance capitale dans certains cas envisagés. Les variations de ce facteur d’imbibition, si bien mises en évidence par les travaux de Mayer et Schaeffer, se
en évidence par les travaux de Mayer et Schaeffer, se traduisent par une différence de résistance à l’hémolyse et l’on est en droit de se demander s’il n’existe pas de rapport entre cette résistance et une modification des constituants lipoïdiques de l’hématie. Les déterminations physiques ont été effectuées au laboratoire de l’Identité judiciaire de Paris. Nous sommes heureux d’assurer notre ami M. Bayle, directeur de ce laboratoire, de notre vive gratitude. Hydratation et respiration des graines Par Raymond JACQUOT et André MAYER (Travail du Laboratoire d’Histoire naturelle des Corps organisés. Collège de France.) Une graine sèche — c’est une notion
Collège de France.) Une graine sèche — c’est une notion classique — est un organisme en état « de vie latente » qui ne peut passer à l’état de « vie manifestée » que si elle reprend de l’eau. Sans cette hydratation initiale, « la graine ne peut ni respirer ni mettre en œuvre les matériaux qu’elle contient. » (R. Dubois.) La graine est donc, comme les plantes reviviscentes, un être chez lequel on peut faire varier la proportion d’un constituant cellulaire — l’eau ; et chez lequel cette variation détermine des modifications des « manifestations de la vie ».
détermine des modifications des « manifestations de la vie ». Elle influe notamment sur les oxydations. Mayer et Plantefol ont étudié comment l’hydratation et la respiration sont liées chez les Mousses. Il nous a semblé utile de poursuivre des recherches de même type sur le passage de la vie ralentie à la vie active qui est le premier terme de la germination. Les objets d’étude sont ici d’autant plus intéressants que nous pouvons expérimenter sur des graines de diverses compositions et voir comment varie l’influence de l’eau quand elle s’exerce sur des cellules dont les constituants diffèrent. Une étude de
sur des cellules dont les constituants diffèrent. Une étude de l’hydratation des graines sur le type de celle que Mayer et Plantefol ont poursuivie sur la Mousse est à faire : en particulier, il y a lieu de voir si à une hydratation donnée des graines correspond une tension de vapeur définie de l’atmosphère en équilibre avec elles, et comment varie la tension de vapeur quand on passe d’une espèce de graines à une autre. Il y a lieu de voir aussi dans quelle mesure l’hydratation correspond à un processus d’imbibition. Nous laisserons de côté, dans ce mémoire, l’étude de
d’imbibition. Nous laisserons de côté, dans ce mémoire, l’étude de ces questions, nous bornant à admettre par hypothèse que le cas des graines est comparable, en ce qui concerne l’hydratation, à celui des Mousses. Nous allons seulement examiner, pour ce qui est des graines, les rapports de la respiration et de l’hydratation. Nos expériences ont porté sur trois espèces de graines : la Fève, l’Arachide, le Maïs, choisies pour représenter les trois types de graines riches en réserves de protides, de lipides et de glucides. CONDITIONS EXPÉRIMENTALES 1° Hydratation des graines. — Pour étudier l’influence de la variation de l’eau
graines. — Pour étudier l’influence de la variation de l’eau et de cette variation seule sur la respiration de la graine, il fallait que l’hydratation se produisît sans que la composition de la graine variât — sans qu’elle pût abandonner au milieu quelques-uns de ses éléments. Pour cela, nous avons d’abord cherché à imbiber les graines par la vapeur d’eau. Imbibition des graines par la vapeur d'eau. — Dans une enceinte fermée d’environ 100 centimètres cubes, maintenue à 20°, les graines sont placées côte à côte sur une toile métallique, 5 centimètres environ au-dessus d’un cristallisoir contenant de l’eau. Ce
5 centimètres environ au-dessus d’un cristallisoir contenant de l’eau. Ce n’est qu’au bout d’un temps assez long, huit heures environ, que l’hydratation devient sensible. Ce temps représente, sans doute, la durée nécessaire au mouillage et à la perméabilisation des téguments externes. Puis l’hydratation augmente progressivement et atteint enfin un maximum qu’il est impossible de dépasser. Le tableau I indique la marche de l’imbibition. La teneur en eau est appréciée par la différence entre le poids final du lot de graines et le poids du même lot laissé à l’étuve à 110° jusqu’à ce qu’après dessèchement il demeure sensiblement constant. Tableau
110° jusqu’à ce qu’après dessèchement il demeure sensiblement constant. Tableau I. — Imbibition des graines par la vapeur d’eau (La teneur en eau des graines que nous étudions, prises dans le commerce, est de : arachide, 5 p. 100 ; maïs, 13 p. 100 ; fève, 13 p. 100 environ.) NATURE des graines DURÉE de l'imbibition (en heures) POIDS initial (en gr.) POIDS final (en gr.) POIDS SEC (en gr.) TENEUR en eau (en gr.) Quantité d’eau (en grammes) ajoutée à 100 gr. secs (imbibition) Fèves ... 8 12 12 15 à 50 53 26.070 26.055 19.600 53 27.475 27.405
15 à 50 53 26.070 26.055 19.600 53 27.475 27.405 21.825 46.01 22.68 22.675 17.06 6.99 4.795 4.73 4.76 14.9 21 20.5 27.9 1. 7 35.762 35.762 33.974 1.788 5.3 Arachides. 14 17.430 18.389 16.559 1.83 11 15 à 34 17.141 18.095 16.237 1.858 11.5 7 22.520 22.520 19.593 2.927 15 Maïs .... 10 23.235 25.710 21.955 3.755 17.6 20 23.650 25.768 20.576 5.192 28.2 J 75 15.555 18.921 13.544 3.366 28.2 L’examen de ce tableau montre qu’en laissant les graines s’imbiber dans la vapeur d’eau, pendant deux ou trois jours, il est impossible d’obtenir des teneurs en eau supérieures
jours, il est impossible d’obtenir des teneurs en eau supérieures à 20 p. 100. Nous avons alors pensé, pour rendre l’hydratation plus rapide, à imbiber les graines en les plongeant directement dans l’eau. Imbibition des graines par l'eau. — Mais alors la question se pose de savoir dans quelle mesure, en la plongeant dans l’eau, on fait varier la composition de la graine, dans quelle mesure la graine abandonne à l’eau des constituants solubles. On sait qu’en ce qui concerne la perméabilité à l’eau, les différentes graines présentent des différences considérables. Certaines graines, comme celles étudiées par Denny (1917) —
considérables. Certaines graines, comme celles étudiées par Denny (1917) — graines de potiron, d’amande, de pois — sont peu perméables. D’autres le sont beaucoup plus. Mais — et c’est ici le point qui nous intéresse — certaines d’entre elles sont très perméables à l’eau et très peu perméables aux substances dissoutes. Pratiquement, elles se comportent comme si leurs parois étaient hémiperméables. Le premier exemple en a été donné par Gola (1905) et par Brown (1907) : c’est celui des graines d’Orge : ces graines absorbent l’eau dans les solutions aqueuses d’acide sulfurique ou chlorhydrique, de sulfate de cuivre, de sulfate
d’acide sulfurique ou chlorhydrique, de sulfate de cuivre, de sulfate de fer, de chromate de potassium, de nitrate d’argent, de ferrocyanure de potassium et l’analyse chimique montre qu’aucun de ces corps n’est absorbé par elles. Brown a étudié cette curieuse propriété en 1909 ; il a retrouvé une semi-perméabilité du même genre dans l’avoine, le seigle et le blé. Ce dernier cas a été étudié par Schröder en 1911. D’autres exemples ont été découverts par Shull (1913) et Gassner (1915), graines de poire, de pomme, de Vicia faba, Helianthus annuus, etc. ; par Tjebbes (1912); graine de Betterave; par Rippel
etc. ; par Tjebbes (1912); graine de Betterave; par Rippel (1918); graine d’Osculus hippocastanum. Il s’agit donc d’un fait d’une grande généralité. Il est à remarquer que l’imperméabilité des graines aux substances dissoutes est plus ou moins grande. Rippel a établi un tableau de perméabilité relative allant de 95,8 p. 100 (Œsculus), 91,3 p. 100 (Vicia faba) à 56,6 p. 100 (Trifolium pratense). Quant au mécanisme de cette action, Brown, Shull (1913) l’attribuent à l’hémiperméabilité d’une couche continue. Collins (1918) a montré que, tout au moins pour l’Orge, l’eau ne peut passer que dans une petite proportion par la paroi
peut passer que dans une petite proportion par la paroi cutinisée. Elle pénètre surtout par la région du micropyle qui se trouve être le siège de l’hémiperméabilité. Pour certaines graines, on ne commet donc pas une très grande erreur, en première approximation, en admettant que l’imbibition dans l’eau ne s’accompagne pas d’une sortie considérable de substances dissoutes. C’est le cas pour la Fève et le Maïs. L’erreur est certainement plus forte pour l’Arachide. Néanmoins, nous nous sommes résolus à passer outre et à employer, comme mode d’hydratation des graines, l’imbibition par l’eau. Voici comment se poursuit la marche de l’imbibition
par l’eau. Voici comment se poursuit la marche de l’imbibition : Tableau II — Imbibition des graines par l’eau NATURE des graines DURÉE de l’imbibition (en heures) POIDS initial (en gr.) POIDS final (en gr.) POIDS sec (en gr.) TENEUR en eau (en gr.) Quantité d’eau (en grammes) ajoutée à 100 gr. secs (imbibition) Fèves 6.30 24.781 32.553 21.56 11 51.5 7 36.358 49.756 31.632 18.12 58.7 8 17.805 27.236 15.491 11.745 69.5 9 12.631 24.0 10.979 13.021 117.5 15 11.438 25.181 9.99 15.1 150 20 h. 50 15.094 36.920 13.13 23.8 177 Maïs 5 12 20.520 15.630 21.338 18.140
13.13 23.8 177 Maïs 5 12 20.520 15.630 21.338 18.140 17.853 13.700 3.485 4.440 20.5 42.8 24 h. à 3 j. 15.525 19.193 13.607 5.586 61.3 3 15.305 17.276 14.540 2.736 19 Arachides 7 31.446 36.847 29.874 6.973 23.4 12 15.817 21.190 15.027 6.163 40.8 17 à 36 14.681 22.044 13.9468 8.097 58.5 On voit donc que, au contraire de ce qui se passe dans la vapeur, les graines immergées dans l’eau, se laissent pénétrer presque immédiatement. L’eau imbibe la graine avec une vitesse pratiquement assez uniforme, caractéristique d’une espèce donnée. L’imbibition atteint au bout d’un temps déterminé un maximum
donnée. L’imbibition atteint au bout d’un temps déterminé un maximum différent pour chaque espèce. 2° Respiration des graines. Technique — Nous ne donnons ici que la marche générale des essais. Pour le détail de la technique, nous renverrons au mémoire d’ANDRÉ Mayer et Plantefol (ces Annales, t. I, p. 243). Ces auteurs ont décrit la technique qu’ils ont employée pour l’étude de la respiration des Mousses ; c’est exactement celle que nous avons employée pour l’étude de la respiration des graines. Les graines, amenées au degré d’hydratation voulue, sont soigneusement essuyées. On les place dans un flacon bouché à l’émeri,
essuyées. On les place dans un flacon bouché à l’émeri, de volume exactement jaugé (voisin de 150 cc). Ce flacon rempli d’air du laboratoire est mis dans un thermostat à l’obscurité. A la fin de l’expérience, les gaz du flacon sont extraits par déplacement au moyen du mercure et analysés. L’analyse est faite au moyen de l’appareil de Laulanié, suivant la technique indiquée par Plantefol. La différence entre les volumes de CO2 et O2 contenus dans l’air au début et à la fin de l’expérience est la quantité de O2 absorbé, de CO2 éliminé que nous prenons comme mesure de
absorbé, de CO2 éliminé que nous prenons comme mesure de l’intensité des oxydations, sous les réserves faites pour les Mousses (absence de O2 mis en liberté, et de CO2 retenu ?) Pour éviter les erreurs dues à la respiration des microbes et des moisissures, nous avons cherché à opérer à l’abri de toute contamination. Toute notre verrerie était flambée. Il est délicat de stériliser les graines, car les désinfectants peuvent les altérer. Nous les avons soigneusement lavées à l'eau stérilisée ; nous les avons imbibées en employant de l’eau stérile. Nous avons naturellement rejeté toutes les expériences au cours desquelles
Nous avons naturellement rejeté toutes les expériences au cours desquelles nous pouvions soupçonner un développement de moisissures. Nos flacons étant relativement petits (150 c.) et le poids de graines mises en expériences relativement grand (10 à 20 gr.) la perte d’eau que celles-ci avaient à subir pour saturer l’atmosphère était à peine sensible. Nous nous sommes donc crus en droit de considérer que l’imbibition était pratiquement la même au début et à la fin de l’expérience ; et c’est la teneur en eau des graines mesurée sur un échantillon pris au début de l’expérience, que nous avons tenue comme caractéristique
au début de l’expérience, que nous avons tenue comme caractéristique de l’expérience tout entière. Cette teneur en eau était donnée par la différence entre le poids des graines desséchées à 110° et celui des graines mises en expériences. RÉSULTATS EXPÉRIMENTAUX Les résultats expérimentaux figurent dans les tableaux III et le graphique 1, dans lesquels les oxydations sont rapportées au poids de graines, pesées humides (100 gr.). Tableau III Intensité des oxydations par heure rapportée à 100 grammes de graines pesées humides, en fonction de leur imbibition. — Température : 23-10°, NATURE des graines TENEUR EN EAU pour 100 gr. secs
NATURE des graines TENEUR EN EAU pour 100 gr. secs CO2 DÉGAGÉ par 100 grammes de graines humides par heure O2 CONSOMMÉ par 100 grammes de graines humides par heure CO2 O2 14.9 21 — — — 1 27.9 0.07 0.04 1.75 31.5 0.11 0.07 1.58 37 0.17 0.19 0.91 47.1 0.69 0.80 0.86 Fèves 49.2 1.27 1.45 0.87 1 51.5 1.48 1.70 0.87 58.7 1.69 1.78 0.95 69.5 2.33 2.21 1.09 117.5 5.11 4.59 1.09 177 8.87 7.21 1.23 15.9 20.5 0.07 0.05 1.3 133.3 1.02 0.98 1.05 Maïs 42.8 2.46 2.73 0.90 1 51.5 4.92 5.63 0.89 56.2
42.8 2.46 2.73 0.90 1 51.5 4.92 5.63 0.89 56.2 5.12 5.70 0.89 61.3 4.70 5.13 0.89 5.25 11.1 0.096 0.08 1.25 Arachides 19 1.07 0.9 1.19 23.4 2.57 2.85 0.90 40.8 5.11 5.67 0.90 58.7 4.88 4.06 1.2 Discussion des résultats I. — Anhydrobiose et hydrobiose des graines. — Lorsqu’on hydrate des graines prises sèches, à l’état de vie ralentie, elles commencent à respirer. A l’état d’anhydrobiose s’oppose un état d’hydrobiose. Ici, comme dans le cas de la Mousse, le passage d’un état à l’autre ne se manifeste pas en phénomène de tout ou rien. C’est progressivement que les
en phénomène de tout ou rien. C’est progressivement que les oxydations s’accroissent. C’est par passage insensible que se fait la transition de l’anhydrobiose à l’hydrobiose. Comme dans le cas de la Mousse, le mot anhydrobiose ne saurait être pris, lorsqu’il s’applique aux graines, dans un sens absolu. Nous voyons, en effet, que les graines peuvent contenir de 7 à 15 p. 100 d’eau sans que pour cela leur respiration soit mesurable. Il semble que, comme pour les mais, les oxydations ne commencent que lorsqu’une certaine teneur en eau est atteinte, teneur différente suivant l'espèce de graine considérée. Il y a
teneur différente suivant l'espèce de graine considérée. Il y a lieu de rechercher si cette teneur est celle à laquelle parvient la graine lorsqu’est satisfaite une certaine affinité pour l’eau, accompagnée d’un effet thermique (chaleur d’imbibition). II. — Hydratation et respiration des graines. — a) Oxydations rapportées au poids des graines. — L’augmentation progressive de l’hydratation amène ensuite une augmentation progressive des oxydations. Si l’on se borne à rapporter les échanges au poids des graines (tableau III, graphique 1), on constate que les échanges augmentent progressivement jusqu’à atteindre un certain maximum qu’ils ne dépassent plus. Ce maximum est spécifique :