jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
occupe naturellement un certain nombre de sites. Cependant, il apparaît clairement que les récepteurs de la BAP existent aussi dans des tissus dépourvus de cytokinines endogènes (comme les récepteurs du testostérone chez les Mammifères). Le fait que les bourgeons S manquant de cytokinines soient équipés en leurs récepteurs explique qu'ils se féminisent en réponse à l'apport exogène des cytokinines. Les Kd obtenus sont aussi différents, ce qui induirait que les récepteurs soient différents. Pour confirmer ces résultats leur isolement paraît nécessaire ainsi que l'emploi d'autres cytokinines synthétiques ou naturelles. Quoiqu'il en soit, les résultats obtenus dans la présente Note montrent
en soit, les résultats obtenus dans la présente Note montrent combien est encore complexe et loin d'être élucidé le mode d'action des cytokinines au niveau cellulaire. (*) Séance du 31 janvier 1977. (1) R. HERTEL, K. THOMPSON et V. Russo, Planta, 107, 1972, p. 325. (2) G. NORMAND, M. HARTMANN, F. SCHUBER et P. BENVENISTE, Physiol. vég., 13, 1975, p. 743. (3) M. BERRIDGE, R. RALPH et D. LETHAM, Biochem. J., 119, 1970, p. 75. (4) J. Fox et J. ERION, Biochem. Biophys. Res. Commun., 64, 1975, p. 694. (5) G. GARDNER, M. SUSSMAN et H. KENDE, Collected Abst., The
G. GARDNER, M. SUSSMAN et H. KENDE, Collected Abst., The 9th Intern. Conf. Plant Growth Subst., Lausanne, 1976, p. 103. G. KAHLEM, A. CHAMPAULT, J. P. Louis, M. BAZIN, A. CHABIN, M. DELAIGUE, B. DAUPHIN et R. et B. DURAND, Physiol. vég., 13, 1975, p. 763. J. FLORINI et C. BREUER, Biochemistry, 5, 1966, p. 1870. M. PETERMANN, The Physical and Chemical Properties of Ribosomes, Elsevier, 1964. A. BRAY, Anal. Biochem., 1, 1960, p. 279. S. OHNO, Cell., 7, 1976, p. 315. Laboratoire de Botanique et Biologie végétale, U.E.R. Sciences, Université d'Orléans, 45045 Orléans Cedex. et Faculté de Sciences pharmaceutiques,
Université d'Orléans, 45045 Orléans Cedex. et Faculté de Sciences pharmaceutiques, Université Yeungnam, Gyeongsan, Taegu, Corée du Sud. HISTOCHIMIE. — Localisation histologique et ultrastructurale des xylanes dans les parois primaires des tissus d'Arundo donax. Note f) de Katia Ruel, Jean Comtat et Fernand Barnoud, transmise par M. Paul Ozenda. Par l'emploi d'une endoxylanase, il a été possible de montrer que des xylanes sont présents dans l'ensemble des parois primaires des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax. Leur distribution varie selon les types cellulaires et elle n'est pas uniforme dans une même paroi. La lyse de la matrice xylanique provoque une séparation des
La lyse de la matrice xylanique provoque une séparation des éléments fibrillaires, fait qui souligne le rôle de cohésion des xylanes dans la paroi en croissance. By the use of an endoxylanase, it is possible to show that xylans are present in all the primary walls of the immature internodes of Arundo donax. Their distribution varies according to the cell types and is not uniform in a given wall. Fibrillar elements are separated during the lysis of the xylan matrix thereby pointing out the cementing role of the xylans in the growing wall. INTRODUCTION. — Les parois primaires des tissus
the growing wall. INTRODUCTION. — Les parois primaires des tissus des très jeunes entre-nœuds d'Arundo donax renferment des xylanes dont les caractéristiques moléculaires sont identiques à celles des parois des tissus secondarisés, la longueur moyenne de la chaîne étant toutefois plus faible (DP, 60 au lieu de 150) [1, 2]. L'intérêt de l'emploi d'une xylanase pour l'étude de leur localisation a été souligné à plusieurs reprises [3, 4]. Nous présentons ici les principaux résultats obtenus par l'emploi d'une endoxylanase sur les parois d'un entre-nœud de 2 cm en phase d'élongation active, prélevé près du méristème apical. L'enzyme a été préparée
active, prélevé près du méristème apical. L'enzyme a été préparée selon Comtat et Barnoud [5]. Son mécanisme d'action a été étudié sur xylanes extraites [6]. L'attaque enzymatique est réalisée sur des coupes de tissus frais faites à main levée; l'incubation dure 96 h en tampon acétate (0,1 M, pH 5,0 + NaN3 0,005 M). L'action de l'enzyme sur les parois a été décrite précédemment [7]. Pour l'étude en microscopie électronique, les coupes sont fixées au glutaraldéhyde puis postosmiées. L'inclusion est réalisée dans "Épon 812" selon Luft [8] pour les coupes destinées à être contrastées sur grilles, ou dans le méthyle-butyle
destinées à être contrastées sur grilles, ou dans le méthyle-butyle méthacrylate pour les coupes destinées à être ombrées au tungstène ou observées en diffraction électronique. Pour visualiser les polysaccharides, nous avons utilisé la technique à l'acide périodique-thiocarbohydrazide protéinate d'argent (PAT-Ag) selon Thiery [9, 10], la méthode de coloration au rouge de ruthénium selon Gustafson et Pihl [11] et la méthode à l'uranyle-plomb selon le processus proposé par Cox et Juniper [12]. Certaines préparations ont été ombrées après élimination du méthacrylate. RÉSULTATS ET INTERPRÉTATION. — L'étude au niveau ultrastructural de tissus soumis à l'action de la xylanase montre que les xylanes
soumis à l'action de la xylanase montre que les xylanes accessibles à l'enzyme sont présents dans les parois de tous les types tissulaires. L'examen après coloration par le PAT-Ag des figures de lyse met en évidence des parois particulièrement sensibles à la xylanase et d'autres beaucoup moins sensibles. Les premières sont celles des fibres, des vaisseaux, du parenchyme fondamental et du métaphloème. Dans une même paroi, la dégradation n'est cependant pas uniforme : on observe des territoires où l'action hydrolytique de l'enzyme est forte et d'autres où elle est faible ou nulle. La dégradation est forte dans l'ensemble de la
ou nulle. La dégradation est forte dans l'ensemble de la paroi au niveau des cellules contiguës et dans la région pariétale interne au niveau des jonctions pluricellulaires (fig. 1 à 10). Le démasquage de la trame fibrillaire est important. On peut ainsi observer que les microfibrilles contrastées par l'argent montrent une disposition essentiellement horizontale (perpendiculaire à l'axe d'élongation) (fig. 2, 4, 6, 8 et 10). EXPLICATION DES PLANCHES Fig. 1 à 10, 13 à 18, 20 et 21. — Double fixation; inclusion "Épon". Fig. 11, 12, 17, 19, 22, 23. — Fixation glutaraldéhyde; inclusion méthylebutyle méthacrylate. Les coupes sont transversales
— Fixation glutaraldéhyde; inclusion méthylebutyle méthacrylate. Les coupes sont transversales et contrastées par le PAT-Ag sauf indication contraire. Cc, cellule compagne; Cj, cellule juxtaposée au vaisseau; Cp, cellule du parenchyme fondamental; Cr, cellule criblée (ou cellule conductrice); f, polysaccharide fibrillaire; F, fibre; Lb, lamelle bordante; Lm, lamelle mitoyenne; Mt, méat; P, paroi primaire; V, gros vaisseau du métaxylème; Va, vaisseau annelé; T, témoin; E, échantillon traité par la xylanase. Planche I Fig. 1. — Fibres. T (G x 26 000). Fig. 2. — Fibres. E, lyse importante des parois contiguës (flèche) et de la zone mitoyenne (tête de flèche) (G
(flèche) et de la zone mitoyenne (tête de flèche) (G x 24 000). Fig. 3. — Jonction interfibres. T (G x 30 000). Fig. 4. — Jonction interfibres. E, départ important de xylanes dans les parois et au centre du triangle de jonction (G x 27 000). Fig. 5. — Parenchyme fondamental. T (G x 28 000). Fig. 6. — Parenchyme fondamental. E, lyse inégale de la paroi. La zone mitoyenne est éclaircie (têtes de flèches) (G x 22 500). Planche II Fig. 7. — Métaphloème. T (G x 37 000). Fig. 8. — Métaphloème. E, départ important de xylanes
000). Fig. 8. — Métaphloème. E, départ important de xylanes dans les parois et la zone mitoyenne (G x 44 000). Fig. 9. — Gros vaisseau du métaphloème et cellules juxtaposées. T (G x 30 000). Fig. 10. — Même région que sur la figure 9. E, dégradation importante. — Pas de zone "résistante" dans la paroi du vaisseau. Lamelle moyenne inégalement dégradée (tête de flèche) (G x 30 000). Fig. 11. — Fibres. E, rouge de ruthénium (G x 76 000). Fig. 12. Même région que sur la figure 9. E, ombrage au tungstène (G x 30 000). Fig.
9. E, ombrage au tungstène (G x 30 000). Fig. 13. — Fibres. E, uranyle-plomb (G x 53 000). Planche III Fig. 14. — Protophloème. T. répartition en strates concentriques des polysaccharides fibrillaires (G x 28 000). Fig. 15. — Protophloème. T, Uranyle-plomb (G x 26 500). Fig. 16 et 17. — Protophloème. E, les strates sont séparées et les microfibrilles fasciées (flèches). Net éclaircissement de la zone mitoyenne (G x 28 000). Fig. 17. — Après ombrage (G x 31 500). Fig. 18. — Protophloème. Un élément fibrillaire très long (diamètre 50 à 70 Å) s'est détaché d'une strate
long (diamètre 50 à 70 Å) s'est détaché d'une strate (G x 14 000). Fig. 19. — Protophloème. E, diffraction électronique. Image faite en faible éclairement sans coloration (cliché H. Chanzy). Le cliché de diffraction correspond à la zone cerclée (G x 15 000). PLANCHE I KATIA RUEL PLANCHE II PLANCHE III PLANCHE IV Planche IV. Fig. 20. Entre-nœud plus âgé. Vaisseau annelé et cellules juxtaposées. T, (G x 40 000). Fig. 21. — Même région. E, lyse importante dans la paroi des cellules juxtaposées, partielle dans celle du vaisseau annelé (G x 40 000). Fig. 22. Parenchyme. E, coupe
annelé (G x 40 000). Fig. 22. Parenchyme. E, coupe longitudinale épaisse observée en faible éclairement sans coloration (cliché H. Chanzy) (G x 21 700). Fig. 23. — Fibres. E, mêmes conditions d'observation que sur la figure 22. Le départ des xylanes dégage plusieurs plans microfibrillaires (flèches) (G x 9 000). Entre-nœud, elles paraissent courtes et se présentent obliquement; elles forment un feuillet qui est souvent détaché après la solubilisation des xylanes (fig. 2). Il faut noter que, visualisée par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 2 et 13), la trame fibrillaire se présente sous forme d'un réseau ténu de filaments de
se présente sous forme d'un réseau ténu de filaments de faible diamètre (50 à 70 Å). Ces derniers sont peu réactifs au PAS-Ag; il a été nécessaire de prolonger le temps d'action de l'acide périodique. Par contre on constate, après ombrage au tungstène, une abondance de structures fibrillaires (fig. 12). L'aspect dilaté des parois lysées (fig. 2 et 10) nous paraît avoir une signification particulière. Il souligne que la matrice de xylanes, qui est ici quantitativement importante, joue un rôle dans la cohésion de la paroi. Au niveau des jonctions cellulaires, on remarque des zones où l'action lytique de la
cellulaires, on remarque des zones où l'action lytique de la xylanase est apparemment nulle. Ces zones bordent les triangles de jonctions interfibres, les méats et les jonctions cellules adjacentes-gros vaisseaux (fig. 2, 4, 6, et 10). On ne les trouve ni dans le métaphloème, ni dans la paroi des gros vaisseaux métaxylémiens (fig. 8 et 10). Ces différenciations pariétales ou « zones bordantes » selon Roland (15) sont fortement contrastées par l'argent (fig. 4, 6 et 10). Elles fixent le rouge de ruthénium mais non l'uranyle-plomb (fig. 11 et 13). Nous pensons que ces territoires riches en polysaccharides pectiques acides
Nous pensons que ces territoires riches en polysaccharides pectiques acides contiennent peu de xylanes. Les cellules conductrices du protophloème réagissent différemment à la xylanase. Leurs parois épaisses (1.5 µm) montrent déjà sur les témoins une répartition régulière en strates concentriques de polysaccharides fibrillaires contrastés par l'argent ou l'uranyle-plomb (fig. 14 et 15). Après action de l'enzyme, on observe qu'il y a fasciation des microfibrilles (fig. 16 et 17). L'observation en diffraction électronique sur coupes épaisses (1 000 Å) confirme leur nature cellulosique en même temps que leur orientation transversale (fig. 19). Le cliché de diffraction obtenu est identique à celui
19). Le cliché de diffraction obtenu est identique à celui donné par la cellulose des parois primaires du poil de coton tel que l'ont établi Chanzy et Imada (6). Les zones mitoyennes présentent elles aussi des régions sensibles à l'enzyme. Entre les parois des cellules contiguës (fig. 2, 6 et 10) on peut observer des plages éclaircies. Le centre des triangles de jonction interfibres est fortement dégradé; il reste en place un réseau lâche, contrasté par l'argent, le rouge de ruthénium et l'uranyle-plomb (fig. 2, 4, 11 et 13). Au niveau des cellules parenchymateuses, les angles de jonctions ont été
niveau des cellules parenchymateuses, les angles de jonctions ont été éclaircis de manière homogène; bordant les méats, il subsiste un fin réseau de nature pectique acide (fig. 6). On voit ainsi que l'action de la xylanase démasque le réseau pectique constitutif des zones mitoyennes. Notons enfin que l'action lytique de l'enzyme est également forte sur les parois qui évoluent vers le stade secondaire, le seul obstacle à la xylanase étant le début de la lignification (fig. 21). Sur des coupes longitudinales, il est possible de bien mettre en évidence les feuillets de fibrilles dont la nature cellulosique est établie par
feuillets de fibrilles dont la nature cellulosique est établie par les clichés de diffraction (fig. 22 et 23). En résumé, par l'emploi d'une endoxylanase, nous avons pu établir la présence de xylanes dans l'ensemble des parois primaires d'un entre-nœud en croissance d'Arundo donax. La répartition des xylanes accessibles à l'enzyme varie selon les types cellulaires. La mise en évidence de zones de réactivité très différente au niveau d'une même paroi montre que la distribution des xylanes n'est pas uniforme. La trame fibrillaire cellulosique est dégagée de sa matrice xylanique par l'action de l'enzyme. Dans les territoires de jonctions intercellulaires, la
l'action de l'enzyme. Dans les territoires de jonctions intercellulaires, la xylanase révèle la présence de xylanes mêlées aux polysaccharides pectiques acides. Il serait d'un grand intérêt de pouvoir préciser davantage au niveau ultrastructural les interrelations entre les xylanes et la cellulose d'une part, et entre les xylanes, la protéine de structure et les polysaccharides pectiques d'autre part pour une meilleure compréhension d'ensemble de l'extension cellulaire. Séance du 24 janvier 1977. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 13, 1974, p. 1155. J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Phytochem., 14, 1975, p. 71. J. BOUTELJE, K. E. ERIKSSON et B. H. HOLLMARK, Svensk
J. BOUTELJE, K. E. ERIKSSON et B. H. HOLLMARK, Svensk Papperstidning, 74, 1971, p. 32. M. SINNER, N. PARAMESWARAN, H. H. DIETRICHS et W. LIESE, Holzforschung, 27, 1973, p. 36. J. COMTAT, K. RUEL, J.-P. JOSELEAU et F. BARNOUD, Symposium on Enzymatic Hydrolysis of Cellulose, M. BAILEY, T. M. ENARI et M. LINKO éd., Helsinki, Finlande, 1975, p. 351. K. RUEL, J. P. JOSELEAU, J. COMTAT et F. BARNOUD, J. Appl. Polymer Sci., n° 28, 1976, p. 971. K. RUEL, Thèse Doct. Spec., Univ., Grenoble, 1976, 87 p., 48 pl. J. COMTAT et F. BARNOUD, Comptes rendus, 277, série D,
J. COMTAT et F. BARNOUD, Comptes rendus, 277, série D, 1973, p. 61. J. COMTAT, J. P. JOSELEAU, C. Bosso et F. BARNOUD, Carbohydr. Res., 38, 1974, p. 217. J. H. LUFT, J. Biophys. Biochem. Cytol., 9, 1961, p. 409. J.-P. THIERY, J. Microscopie, 6, 1967, p. 987. J.-P. THIERY, Proc. Roy. Microsc. Soc., 4, 1969, p. 119. G. T. GUSTAFSON et E. PUHL, Nature, 216, 1967, p. 697. G. Cox et B. JUNIPER, J. Microsc., 97, 1973, p. 343. D. REIS et J.-C. ROLAND, J. Microsc., 20, 1974, p. 271. H. CHANZY, K. IMADA et R. VUONG, Protopl., 1977
271. H. CHANZY, K. IMADA et R. VUONG, Protopl., 1977 (sous presse). Groupe « Biochimie des Polysaccharides » Centre de Recherches sur les Macromolécules végétales, C.N.R.S., Domaine Universitaire, 38041 Grenoble. CYTOLOGIE ANIMALE. — Action comparée de trois inhibiteurs du fuseau sur les mitoses de segmentation (glutaraldéhyde, colchicine et phényluréthane), Ultrastructure des mitoses anormales obtenues. Note de Yadigar Atès et Paul Sentein, transmise par M. Roger Buvat. Les altérations de l'ultrastructure des pôles et des kinétochores par l'action de chacun des trois inhibiteurs du fuseau montrent d'importantes différences qualitatives dans leur mode d'action. The alterations of the ultrastructure of poles and
mode d'action. The alterations of the ultrastructure of poles and kinetochores by action of the three spindle inhibitors show important qualitative differences in their mode of action. L'hydrate de chloral et la quinoline sont des inhibiteurs de l'appareil achromatique qui diffèrent entre eux par leur action cytologique sur les ultrastructures. Nous étudions ici trois autres inhibiteurs à des concentrations spécialement choisies d'après les résultats obtenus en microscopie photonique, afin que l'action soit assez forte pour être caractéristique, mais assez faible pour ne pas avoir d'effet cytotoxique. En microscopie photonique nous avions étudié les premiers stades du clivage de l'œuf de
avions étudié les premiers stades du clivage de l'œuf de Triturus helveticus Raz. en utilisant les méthodes de l'un de nous. Au microscope électronique nous avons choisi un stade plus tardif (64 blastomères environ), pour éviter d'avoir à couper des mitoses de trop grande taille, tout en restant dans la période de synchronisme mitotique. Des coupes sériées ont été nécessaires. 1. ACTION DU GLUTARALDÉHYDE M/80, 6 h, SOIT 4 CYCLES. — Ce que nous appelons blocage de la centrosphère en microscopie photonique [2], se manifeste en microscopie électronique par une accumulation de « corps denses » autour du centriole (fig.
accumulation de « corps denses » autour du centriole (fig. 1 et 2). À la prophase la centrosphère (Csph) est plus grande qu'à l'état normal du fait de cette accumulation (4 à 5 μm au lieu de 2 μm de diamètre), autour d'elle de nombreuses vésicules de petite taille (2 500 Å environ), limitées par une membrane (fig. 1) expliquent la zone très claire qu'on observe en photomicroscopie [2], [4]. Les dictyosomes (fig. 1, pointes de flèches) sont nombreux autour de la centrosphère. Les corps denses (fig. 2, Cd) sont de diamètre normal, mais plus nombreux que normalement : plus
de diamètre normal, mais plus nombreux que normalement : plus de 150, au lieu de 50 environ, sur les sections ultrafines (fig. 2). Ceux qui entourent le centriole tendent à se dissocier en formant des zones finement fibrillaires. Ces centrosphères restent dans la région centrale des blastomères. Elles ne contiennent jamais de microtubules (fig. 2). À la métaphase (fig. 3 et 4) les centrosphères ont le même volume qu'à l'état normal, mais ne contiennent plus de corps denses ; elles sont plutôt homogènes et fibrillaires. Cette structure contraste avec celle des centrosphères métaphasiques dans les blastulas traitées par la quinoline
des centrosphères métaphasiques dans les blastulas traitées par la quinoline saturée (0,46 M), qui conservent leurs corps denses accumulés [3]. À leur périphérie on peut trouver quelques microtubules fragmentés (fig. 4, Mt). Les chromosomes, étalés dans le plan de l'équateur, sont souvent collés entre eux (fig. 5, flèches). On n'observe jamais de kinétochores, ni de microtubules du fuseau attachés à eux. La génération du procentriole (fig. 2) se produit dans une centrosphère qui présente l'aspect d'une prophase prolongée. Or normalement le procentriole se forme à la télo-prophase. Seule la concentration M/40 donnait des résultats semblables à ceux de la quinoline
M/40 donnait des résultats semblables à ceux de la quinoline saturée au microscope à lumière. C'est pour cela qu'avec M/80 il n'y a pas de fusion de corps denses en amas denses, et que les corps denses ne disparaissent pas à la métaphase. 2. ACTION DE LA COLCHICINE 2.10-3 M, 9 h, SOIT 6 CYCLES. — Au microscope à lumière l'action de cette concentration de colchicine dans notre matériel laisse persister des « fibres » achromatiques attachées à la région centromérique. On retrouve cette persistance dans les travaux sur l'action de la colchicine utilisant des anticorps fluorescents antitubuline [4]. À
de la colchicine utilisant des anticorps fluorescents antitubuline [4]. À la prophase, au microscope électronique, les centrosphères, dans les blastomères traités par la colchicine, sont plus petites qu'à l'état normal (6). Elles peuvent contenir des corps denses, mais ceux-ci sont généralement très peu nombreux (fig. 6). À la prométaphase ou à la métaphase, les centrosphères sont à peu près de même volume, elles ne contiennent pas de corps denses, mais on y trouve des microtubules (fig. 7). Bien que la formation du fuseau dans son ensemble soit inhibée, il reste des faisceaux de microtubules attachés directement au chromosome (fig. 8,
des faisceaux de microtubules attachés directement au chromosome (fig. 8, entre les flèches) et d'autres libres entre les chromosomes. La structure de ces derniers est normale. À l'insertion de ces microtubules sur le chromosome on remarque l'effacement ou la disparition totale des kinétochores; d'autre part les microtubules sont plus irréguliers que les normaux et des vésicules allongées de réticulum s'intercalent entre eux (fig. 9). En outre nous avons pu observer deux chromosomes attachés ensemble par un faisceau de microtubules, avec une structure qui rappelle vaguement un kinétochore (fig. 9, flèche). Tout ceci montre que l'appareil microtubulaire, avec cette concentration de
Tout ceci montre que l'appareil microtubulaire, avec cette concentration de colchicine, est considérablement réduit, mais n'a complètement disparu ni aux pôles, ni au voisinage des chromosomes. Corrélativement il n'y a pas d'accumulation de corps denses. La persistance des microtubules du kinétochore dans l'action de la colchicine, alors que les kinétochores eux-mêmes sont à peine reconnaissables ou absents, contraste avec l'absence de ces microtubules dans l'action de la quinoline ou du glutaraldéhyde. Cette constatation morphologique est en accord avec le fait que la colchicine disperse les chromosomes, tandis qu'ils restent à l'équateur sous l'effet de la quinoline et du glutaraldéhyde, constatation
l'équateur sous l'effet de la quinoline et du glutaraldéhyde, constatation déjà ancienne et récemment confirmée par l'un de nous. Dans les blastulas traitées par la colchicine, les centrosphères peuvent évoluer, comme elles le font normalement à la télo-prophase, et le procentriole se former, alors que les chromosomes ne se sont pas encore transformés en caryomères : la mitose bloquée en prométaphase du point de vue des chromosomes atteint donc déjà la télo-prophase suivante du point de vue de la centrosphère. Il y a donc une désynchronisation entre le cycle de la chromatine et celui de la centrosphère. EXPLICATIONS DES PLANCHES
la chromatine et celui de la centrosphère. EXPLICATIONS DES PLANCHES Planche I Fig. 1 à 5. — Action du glutaraldéhyde sur une blastula de Triturus. Planche II Fig. 6 à 9. — Action de la colchicine. Planche III Fig. 10 à 16. — Action du phényluréthane. PLANCHE I PLANCHE II PLANCHE III ACTION DU PHÉNYLURÉTHANE, SOLUTION 1/2 SATURÉE, 4 h (PLUS DE 2 CYCLES). — À l'prophase les centrosphères sont plus petites (0,5 à 1,5 µm, fig. 10) qu'à l'état normal. Elles contiennent des corps denses, les uns de taille normale, les autres hypertrophiés et fusionnés en amas (fig. 10,
normale, les autres hypertrophiés et fusionnés en amas (fig. 10, flèche). En aucun cas on n'y trouve de microtubules (fig. 10). À la métaphase elles peuvent être : (a) petites (0,5 à 1 µm de diamètre et au nombre de deux, fig. 12), légèrement éloignées l'une de l'autre (flèches), situées en dehors, mais au voisinage des chromosomes (fig. 12, Chr), ceux-ci formant un anneau plus ou moins régulier; ces centrosphères contiennent des corps denses plus petits qu'à l'état normal et des amas denses (fig. 11, Ad), mais aucun microtubule; (b) un peu plus volumineuses (1 à 2 µm de diamètre),