jeanflop/post-ocr-correction huggingface dataset:
d'irradiation en minutes sont respectivement 0., 15 +, 30 O. 60 tL et 120 A Les cultures sont effectuées en milieu 63 B,, glucose 0,2 %, casamino-acides 0,4 % à 37°C. Fig. 2. — Spectres d'absorption des ARN, extraits de la souche AB 1157 (courbe supérieure) et du mutant Nop (courbe inférieure). Les 2 solutions ont la même densité optique — 45 unités — à 260 nm. Dans 2 expériences indépendantes effectuées avec 2 souches distinctes de E. coli K 12, C 600 et AB 1157, nous avons pu à partir du 8e cycle de sélection, isoler des mutants (8
partir du 8e cycle de sélection, isoler des mutants (8 dans la première expérience, 5 dans la seconde) dont la phase de latence était réduite et qui, tous, ont présenté une déficience (moins de 50 %) dans le contenu en 4-thiouridine de leurs ARN, (6). L'un de ces mutants dénommé Nop s'est révélé particulièrement intéressant : son temps de génération est égal à celui du type parental AB 1157, mais sa croissance devient pratiquement insensible à l'illumination (fig. 1 ). Les ARN, extraits de cette souche ne contiennent plus de 4-thiouridine détectable par spectroscopie d'absorption (fig. 2). Leur illumination à
4-thiouridine détectable par spectroscopie d'absorption (fig. 2). Leur illumination à 365 nm n'entraîne aucune formation du lien covalent 8-13. Enfin l'acylation par la phénylalanine de ces ARN, devient insensible à l'illumination (tableau). Un mutant récemment isolé à partir de la souche E. coli B/r (1) paraît avoir des caractères analogues au mutant Nop. Notons que dans nos conditions de culture le mutant Nop se développe normalement, ce qui indique que le 8-thiouracile ne joue pas de rôle essentiel dans ces conditions. Notre méthode a permis d'isoler 13 mutants déficients en 4-thiouridine, qui, tous, présentent une phase de latence réduite après
4-thiouridine, qui, tous, présentent une phase de latence réduite après illumination. Cette dernière est pratiquement abolie dans le mutant Nop qui ne contient plus de 4-thiouridine. Ces résultats, ainsi que les données biochimiques précédemment accumulées [(4), (5)] établissent définitivement que la 4-thiouridine est le chromophore responsable de cette latence. (*) Séance du 17 janvier 1977. (1) A. FAVRE, M. YANIV et A. M. MICHELSON, Biochem. Biophys. Res. Commun., 37, 1969, p. 266. (2) A. FAVRE, R. BUCKINGHAM et G. THOMAS, Nucl. Ac. Res., 2, 1975, p. 1421. (3) D. S. CARRE, G. THOMAS et A. FAVRE, Biochimie, 56, 1974, p.
CARRE, G. THOMAS et A. FAVRE, Biochimie, 56, 1974, p. 1089. (4) G. THOMAS et A. FAVRE, Biochem. Biophys. Res. Commun., 66, 1975, p. 1454. (5) T. V. RAMABHADRAN et J. JAGGER. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.. 73. 1976. D. 59. (6) G. THOMAS et A. FAVRE, VIIth International Congress on Photobiology, 1976, p. 140 (abstracts). (7) T. V. RAMABHADRAN, T. FOSSUM et J. JAGGER, J. Bac., 128, 1976, p. 671. Service de Biochimie du Développement, Institut de Recherche en Biologie moléculaire, du C.N.R.S. et de l'Université Paris VII, 2, place Jussieu, 75221 Paris Cedex 05. BIOCHIMIE. — Effets de
place Jussieu, 75221 Paris Cedex 05. BIOCHIMIE. — Effets de quatre détergents sur la respiration de mitochondries isolées du foie de Rat. Note (*) de Jean-Paul Carreau et Paul Mazliak, présentée par M. Jean Roche. Aux faibles concentrations et en absence d'ADP exogène, les détergents ioniques et non-ioniques provoquent une augmentation de 3 à 400 % de l'intensité respiratoire. En présence d'ADP exogène, les détergents ioniques diminuent les intensités respiratoires; les détergents non-ioniques les augmentent. Aux plus fortes concentrations, les quatre détergents inhibent les oxydations dans l'ordre « Triton X 100 » > DOC > cholate > « Tween 80
100 » > DOC > cholate > « Tween 80 ». The effects of these four detergents (two non-ionic: Triton X 100 and Tween 80, two ionic: sodium cholate and sodium deoxycholate) upon the respiratory intensities of mitochondria and upon the ADP/O and respiratory control ratios were observed. At low concentrations and in the absence of exogenous ADP, non ionic as well as ionic detergents provoked a threefold (or fourfold) increase of the respiratory intensities of mitochondria. At higher concentrations, the four detergents were inhibitory for mitochondrial oxidations in the order: Triton X 100 > DOC > cholate > Tween
order: Triton X 100 > DOC > cholate > Tween 80. At increasing doses, the four detergents progressively decreased the phosphorylating capacities of mitochondria. Les détergents sont des substances qui modifient ou désagrègent les membranes biologiques en se substituant aux lipides des structures [e]. On pouvait donc prévoir, a priori, des modifications des capacités oxydatives et phosphorylantes de mitochondries isolées, placées en présence de diverses concentrations et de divers types de détergents, ioniques et non-ioniques. Ce sont ces modifications que nous étudions dans ce travail. Fig. 1. — Effets des détergents non ioniques sur l'intensité respiratoire des mitochondries de foie
détergents non ioniques sur l'intensité respiratoire des mitochondries de foie de Rat. En abscisse concentration de détergent (mg/ml). En ordonnée intensités respiratoires (en milimoles O2.mn '.mg -'). (a) Effets du « Tween 80 » sur la respiration ■■ en absence d'ADP exogène; ▲▲ en présence d'ADP exogène. (b) Effets du « Triton X 100 » sur la respiration ■■ en absence d'ADP exogène; ▲▲ en présence d'ADP exogène. TECHNIQUES EXPÉRIMENTALES. — Nous avons utilisé des Rats mâles adultes de la souche Sherman (ét. Janvier), nourris aux galettes UAR. Après décapitation, le foie est homogénéisé dans 4 volumes d'une solution de
le foie est homogénéisé dans 4 volumes d'une solution de saccharose 0,25 M, Tris-HCl 2 mM (pH 7,4). Une première centrifugation est réalisée à 1 000 x g pendant 10 mn. Le surnageant est centrifugé à 8 700 x g pendant 10 mn. Le culot mitochondrial remis en suspension dans la solution de saccharose a) Effet du déoxycholate de sodium sur la respiration en absence d'ADP exogène; et en présence d'ADP exogène. b) Effet du cholate de sodium sur la respiration en absence d'ADP exogène; et en présence d'ADP exogène. Fig. 3. — Effets des détergents non ioniques sur les
Fig. 3. — Effets des détergents non ioniques sur les capacités phosphorylantes (ADP/O et contrôles respiratoires) de mitochondries isolées de foie de Rat. Fig. 4. — Effets des détergents ioniques sur les capacités phosphorylantes de mitochondries de foie de Rat. (a) Effet du cholate de sodium. ADP/O; contrôles respiratoires (CR). (b) Effet du déoxycholate de sodium ADP O; contrôles respiratoires (CR). (a) Effets du « Tween 80 » ADP/O; contrôles respiratoires (CR). (b) Effets du « Triton X 100 » ADP/O; contrôles respiratoires (CR). est centrifugé une nouvelle fois à 7 700 x g pendant 10 mn. Les protéines mitochondriales
7 700 x g pendant 10 mn. Les protéines mitochondriales sont dosées par la méthode de Lowry et coll. Les mesures ampérométriques des activités respiratoires sont faites à 30° avec un oxygraphe muni d'une électrode de Clark (appareil « Gilson »). Le milieu de respiration est composé de saccharose 0,25 M, MgCl2 5 mM, EDTA 0,5 mM, phosphate mono-potassique 10 mM, Tampon Tris-HCl 10 mM (pH 7,4) et 0,75 mg de sérum albumine de bœuf (fraction IV) par millilitre de solution. L'alinéa de suspension mitochondriale utilisée au cours de ces mesures contient 1.9 mg de protéines. Le substrat utilisé est
mesures contient 1.9 mg de protéines. Le substrat utilisé est le succinate de sodium. Les détergents utilisés au cours de cette expérience sont le cholate et le déoxycholate (DOC) de sodium (détergents ioniques); le « Tween 80 » et le « Triton X 100 » (détergents non ioniques). RÉSULTATS. — Les mitochondries de foie de Rat que nous avons préparées présentent in vitro des caractéristiques comparables à celles trouvées par d'autres auteurs. Les figures 1 et 2 résument l'évolution, en fonction de la concentration des divers détergents, des intensités respiratoires. Les figures 3 et 4 résument l'évolution, en fonction de
Les figures 3 et 4 résument l'évolution, en fonction de la concentration des divers détergents, des valeurs des rapports ADP/O et des coefficients de contrôle respiratoire. DISCUSSION. — Les détergents se révèlent actifs sur la respiration à des doses bien inférieures aux doses nécessaires pour solubiliser totalement les lipides membranaires. Les mitochondries de foie de Rat contiennent en moyenne 0,41 mg de lipides par milligramme de protéines (8). Nous utilisons 1,9 mg de protéines mitochondriales par essai, ce qui correspond à 0,78 mg de lipides. Selon Helenius et Simons (1975), le rapport moyen détergent/lipides nécessaire pour obtenir la solubilisation complète
le rapport moyen détergent/lipides nécessaire pour obtenir la solubilisation complète des lipides est de 1,9 + 0,9 pour le « Triton X 100 » ou de 1,6 + 1,3 pour le DOC. Il faut donc en moyenne 1,9 x 0,78 = 1,48 mg (+ 0,7 mg) de « Triton X 100 » ou 1,6 x 0,78 = 1,25 mg (± 1 mg) de DOC dans la cuve respiratoire pour solubiliser totalement les lipides des mitochondries que nous y avons placées. Si les plus fortes quantités de détergents introduites dans la cuve (5 mg pour le « Triton X 100 »
cuve (5 mg pour le « Triton X 100 » et 2 mg pour le DOC) sont suffisantes pour retirer les lipides des membranes mitochondriales, on note que les concentrations plus faibles que nous avons utilisées, de l'ordre de 0,1 mg/ml ou moins (correspondant à des quantités totales de détergent de l'ordre de 0,165 mg dans la cuve) sont très inférieures aux doses exigées pour la solubilisation des lipides. Pourtant des phénomènes très intéressants sont observés à ces faibles doses. Les détergents non ioniques (Tween 80 et Triton X 100), à faibles concentrations (< 0,1 mg/ml), exaltent considérablement les intensités
à faibles concentrations (< 0,1 mg/ml), exaltent considérablement les intensités respiratoires des mitochondries, aussi bien en présence qu'en absence d'ADP. Les détergents ioniques (DOC et cholate) ont des effets quelque peu différents de ceux observés avec les détergents non ioniques. Les mitochondries ne réagissent pas de la même façon selon qu'il y a (ou qu'il n'y a pas) d'ADP exogène dans le milieu. En absence d'ADP, les détergents ioniques (comme les détergents non ioniques) exaltent considérablement les intensités respiratoires (fig. 2). En revanche, les détergents ioniques (même à faible concentration) provoquent une chute importante des intensités respiratoires lorsque les mitochondries
provoquent une chute importante des intensités respiratoires lorsque les mitochondries sont placées en présence d'ADP. On peut penser que les détergents ioniques se lient, dans les membranes, préférentiellement à une catégorie particulière de lipides, tandis que les détergents non ioniques se lieraient indifféremment à tous. De la sorte, des effets différents peuvent être attendus lorsque les mitochondries respirent en présence de l'une ou l'autre sorte de détergents. CONCLUSIONS. — On peut suggérer une explication globale aux phénomènes que nous avons observés. Les détergents ont la propriété de pénétrer à l'intérieur de la membrane en se glissant entre les molécules lipidiques
de la membrane en se glissant entre les molécules lipidiques et de se substituer aux lipides. Pour des concentrations progressivement croissantes, il y aurait d'abord modification de la structure membranaire par perturbation de la phase lipidique puis, dans un deuxième temps, solubilisation des lipides membranaires par formation de micelles. Les faibles doses de détergent démasqueraient dans un premier stade, les sites actifs des enzymes de la chaîne respiratoire et les rendraient plus accessibles aux substrats. Les transporteurs d'électrons pourraient aussi devenir plus mobiles dans les membranes. Ces changements expliqueraient les activations observées. Les plus fortes concentrations de détergents provoqueraient la
activations observées. Les plus fortes concentrations de détergents provoqueraient la solubilisation progressive des lipides membranaires d'où des changements de conformation des protéines et la chute des capacités respiratoires. Les quatre détergents étudiés présentent en définitive une toxicité décroissante pour les mitochondries dans l'ordre suivant : « Triton X 100 » > DOC > cholate > « Tween 80 ». Séance du 17 janvier 1977. Y. KAGAWA. Biochim. Biophys. Acta, 265, 1972, p. 297-338. R. COLEMAN. Biochim. Biophys. Acta, 300, 1973, p. 1-30. O. H. LOWRY, N. J. ROSEBROGH, A. L. FARR, et R. J. RANDALL. J. Biol. Chem., 193, 1951,
FARR, et R. J. RANDALL. J. Biol. Chem., 193, 1951, p. 265-275. A. HELINUS et K. SIMONS. Biochim. Biophys. Acta, 415, 1975, p. 1-27. E. KLUCIS, D., LL. OYED et G. L. ROACH, Biotechnol. and Bioeng., 10, 1968, p. 321-330. F. CARVALHO GUERRA, A. A. ALBUQUERQUE, J. M. SANTOS MOTA et L. M. G. VANGOLDE, Biochim. Biophys. Acta, 234, 1971, p. 222-225. B. CHANCE et G. R. WILLIAMS, J. Biol. Chem., 217, 1955, p. 383-393. G. S. GETZ, W. BARTLEY, F. STIRPE, B. M. NOTTON et A. RENSHAW, Biochem. J., 83, 1962, p. 181-191. Laboratoire de Physiologie cellulaire, 12, rue
83, 1962, p. 181-191. Laboratoire de Physiologie cellulaire, 12, rue Cuvier, 75005 Paris. BIOCHIMIE. — Solubilisation et purification de l'ATPase (Na+-K+) de la membrane des erythrocytes humains sous l'action du déoxycholate de sodium. Note de Josette Chuijon, Monique Thuet et Marie-Hélène Authier, présentée par M. Jean Roche. Une préparation ATPasique (Na+-K+) de la membrane du globule rouge humain est purifiée par traitement avec le déoxycholate de sodium à force ionique élevée. Après purification, 60 % de l'activité ATPasique liée aux membranes natives est retrouvée. The (Na+-K+)-dependent ATPase prepared from human erythrocyte ghosts has been purified with sodium deoxycholate in a
erythrocyte ghosts has been purified with sodium deoxycholate in a high ionic medium. After the purification, 60 % of the native activity bound to the membranes was recovered. OBJET DU TRAVAIL. — Nous nous proposons d'essayer d'obtenir, grâce à l'action solubilisante du déoxycholate de sodium sur les membranes de globules rouges, une préparation ATPasique lipoprotéinique purifiée. Cela, en vue ultérieurement, de dissocier le complexe lipoprotéinique et de tenter les expériences de recombinaison sélective avec les phospholipides et le cholestérol. MÉTHODES ET RÉSULTATS. — A. Préparation des membranes. — Les globules rouges humains sont recueillis sur citrate. La préparation de membranes
rouges humains sont recueillis sur citrate. La préparation de membranes s'effectue selon la méthode de Post, en présence de 1 mM d'EDTA. Les protéines de ces préparations sont déterminées d'après la technique de Lowry. La mesure des phospholipides est effectuée selon la méthode de Bartlett, après l'extraction par le chloroforme-méthanol et la minéralisation réalisées selon la méthode de Bradford. Le rapport môle de phospholipides/mg de protéines = 0,77 ± 0,08, sert de contrôle de préparation. Ces préparations sont lyophilisées et conservées à −20°C. B. Extraction et purification des préparations ATPasiques. — Les membranes sont remises en suspension dans du tampon
— Les membranes sont remises en suspension dans du tampon histidine-imidazole 0,02 M (pH = 7,1) : le taux de protéines de la suspension est d'environ 5 mg/ml. La solubilisation par le déoxycholate est réalisée selon la méthode d'Ottolenghi, de façon à obtenir trois concentrations en DOCA 1,5, 2, 3 mg/ml. Après addition de glycérol et de KCl (ou NaCl), on obtient des mélanges ayant une concentration finale de 25 % (v/v) en glycérol et de 0,2 M en ions monovalents. Après centrifugation à 5 000 x g pendant 20 min à 4°C, on détermine sur le culot et le
min à 4°C, on détermine sur le culot et le surnageant l'activité ATPasique (Na+-K+) exprimée en gM de Pi libéré par heure et par milligramme de protéines [technique]. RÉSULTATS. — Activités ATPasiques : gM Pi/h/mg protéines. TABLEAU I DOCA 0 DOCA : 1,5 mg/ml DOCA 2 mg/ml DOCA 3 mg/ml Témoin 0,32 ± 0,05 0,2 ± 0,04 0,14 ± 0,02 0,1 Surnageant 0,38 + 0,016 0,54 + 0,08 0,3 Culot 0,15 ± 0,01 Pas d'activités Pas d'activités C. Essai de purification. — Le surnageant précédent ramené à 18°C est centrifugé 90 min à 100 000 x g. TABLEAU II DOCA
90 min à 100 000 x g. TABLEAU II DOCA : 1,5 mg/ml DOCA 2 mg/ml DOCA 3 mg/ml Surnageant Pas d'activités 0,88 Pas d'activités Culot 0,93 ± 0,2 Pas d'activités Pas d'activités Une activité importante est retrouvée dans le culot 100 000 x g en présence de DOCA 1,5 mg/ml. Mais, étant donné la faible quantité de protéines extraites : 7 % des protéines totales, le rendement de purification est peu important : 22 % de l'activité liée aux membranes. Élution des protéines (absorbant à 280 nm) et des phospholipides durant la chromatographie du surnageant contenant la préparation purifiée
phospholipides durant la chromatographie du surnageant contenant la préparation purifiée de l'ATPase (Na+-K+). L'élution est réalisée à 4°C en présence de tampon histidine-imidazole (pH 8,1) contenant le glycérol (25 %), le KCl (0,2 M) et le déoxycholate de Na+ (2 mg/ml). Volume des fractions 1 ml. VM, représente le volume mort de la colonne. F, volume d'élution de la ferritine; ASB, volume d'élution de l'albumine du sérum de Bœuf éluées lors de chromatographie parallèle et utilisées comme référence. D. O. — protéines absorption à 280 nm, à nM de phosphate inorganique méthode de dosage des phospholipides selon Bartlett. natives. Tandis
inorganique méthode de dosage des phospholipides selon Bartlett. natives. Tandis qu'en présence de DOCA 2 mg/ml le surnageant à 100 000 x g contient près de 60 % de l'activité ATPasique liée aux membranes natives. De plus, ce résultat est obtenu malgré l'action inhibitrice du DOCA à cette concentration. Cela est d'ailleurs prouvé par un rendement augmenté si ce sel biliaire est éliminé par dialyse. 3. CHROMATOGRAPHIE. — Essai d'interprétation. — Le surnageant 100 000 x g est chromatographié sur colonne de 35 x 1,5 cm contenant du « Sepharose 4 B » (Pharmacia). La chromatographie est réalisée à 4°C
4 B » (Pharmacia). La chromatographie est réalisée à 4°C après équilibre du gel avec la même solution utilisée pour l'élution : tampon histidine-imidazole (pH 8,1) contenant le glycérol (25 %), le KCl (0,2 M) et le déoxycholate de sodium 2 mg/ml. La chromatographie (fig.) révèle deux pics lipoprotéiques : l'un est élué dans le volume exclu, donc de poids moléculaire voisin de 107; ce qui pourrait suggérer que le DOCA agit en solubilisant des lipoprotéines qui restent en partie associées à des fragments de membrane [C), (8)]. Le glycérol formant un gradient de concentration ne permet pas la sédimentation
formant un gradient de concentration ne permet pas la sédimentation de ces complexes. Ces fractions ne contiennent pas d'activités ATPasiques (Na+-K+). Le deuxième pic est élué après la ferritine (poids moléculaire 540 000); une faible activité ATPasique (Na+-K+) est liée à ces fractions. Le document apparaît donc un excellent agent qui, en solubilisant les membranes de globules rouges, permet la purification des préparations ATPasiques et suggère quelques conclusions concernant leur structure. Séance du 17 janvier 1977. R. L. Post, C. R. Merritt, G. R. Kinsolving, et C. O. Albright, J. Biol. Chem., 235, 1960, p. 1976. O. H. Lowry, N.
Biol. Chem., 235, 1960, p. 1976. O. H. Lowry, N. J. Rosebrough, A. L. Farr, et R. J. Randall, J. Biol. Chem., 193, 1951, p. 205. G. R. Bartlett, J. Biol. Chem., 234, 1959, p. 466. H. F. Bradford, P. D. Swanson, et D. B. Gammack, Biochem. J., 92, 1964, p. 254. P. Ottoleenghi, Biochem. J., 151, 1975, p. 61-66. J. Philippot et M. H. Authier, Biochem. Biophys. Acta, 298, 1973, p. 887-900. P. L. Jorgensen, Quart. Rev. Biophys., 7, n° 2, 1975, p. 239-274. D. W. Towle et J. H. Coppenhaver, Biochim. Biophys. Acta, 203, 1970, p. 124. Laboratoire
H. Coppenhaver, Biochim. Biophys. Acta, 203, 1970, p. 124. Laboratoire de Physique biologique, Institut de Biologie, boulevard Henri-IV, 34000 Montpellier. BIOCHIMIE. — Activité phospholipasique A spontanée de l’homogénat de pancréas de Rat. Note de Suzanne Durand, François Clemente, Jacques Lloveras, Jean-Paul Thouvenot, et Louis Douste-Blazy, présentée par M. Jean Roche. Le pancréas de Rat présente une activité phospholipasique A spontanée qui apparaît avant activation trypsique et qui a un pH optimal de 6,5. L’enzyme responsable est indépendante de la pro-phospholipase A pancréatique comme le prouvent les expériences réalisées en présence d'inhibiteurs trypsiques. Elle est d'autre part distincte de la phospholipase
d'inhibiteurs trypsiques. Elle est d'autre part distincte de la phospholipase excrétoire qui est plus active et dont le pH optimal est 8,8. La thermostabilité et l'insensibilité au DFP de la phospholipase A active spontanément la différencient respectivement de la lipase, de la carboxyl-ester-hydrolase et de la lysophospholipase. Rat pancreas presents a spontaneous phospholipase A activity which appears before trypsin activation at optimal pH 6.5. The responsible enzyme is independent of pancreatic prophospholipase A, as can be seen through experiments done in the presence of trypsin inhibitors. On the other hand, this enzyme is distinct from excretory phospholipase which is more
this enzyme is distinct from excretory phospholipase which is more active and whose optimal pH is 8.8. Thermostability and insensibility of spontaneously active phospholipase A to DFP differentiate it from lipase, carboxyl-ester-hydrolase and lysophospholipase, respectively. Les phospholipases pancréatiques sont sécrétées essentiellement sous forme de zymogènes dont la structure et les propriétés sont bien établies pour le pancréas de Bœuf. Une activité phospholipasique spontanée à pH 7,5 a été observée dans le pancréas de Cobaye. Le pancréas de Rat présenterait aussi à pH 9 une activité phospholipasique non dissociée de l’activité lipasique et pour laquelle l’intervention du zymogène n’est pas exclue.
lipasique et pour laquelle l’intervention du zymogène n’est pas exclue. Ces résultats posent le problème de la dualité des phospholipases A dans le tissu pancréatique. En déterminant le pH optimal d'action et en ajoutant différents effecteurs, nous avons cherché à distinguer, dans l’homogénat de pancréas de Rat, une phospholipase A active spontanément, de la prophospholipase et des autres estérases pancréatiques. Fig. 1. — Activités phospholipasiques A en fonction du pH. O-O-O-O — activité phospholipasique A spontanée; — activité phospholipasique A due à l’activation. Le milieu réactionnel contient pour un volume final de 1 ml 3,22 (imoles de 32P-phosphatidylcholines, 1 mg
final de 1 ml 3,22 (imoles de 32P-phosphatidylcholines, 1 mg de protéines, Désoxycholate de sodium (DOC) 6,5 mM. Tampon citrate 0.5 M pour les pH 6 et 6.5. Tampon Tris-HCl 0.5 M pour les pH 7, 7.5, 8; 8.8. Tampon glycocolle NaOH pour le pH 9,6. Activité spécifique (A.S.) nanomoles de lysophosphatidylcholines formées par minutes par milligramme de protéines. MÉTHODES. — Les animaux utilisés sont des Rats de souche Wistar mâles, pesant 200 ± 20 g. Pour chaque expérience, deux pancréas sont prélevés, homogénéisés à 0°C dans 9 fois leur poids de saccharose 0,3 M, à pH 7,3, avec ou
poids de saccharose 0,3 M, à pH 7,3, avec ou sans inhibiteurs trypsiques (benzamidine 2mM ou diisopropyl-fluorophosphate (DFP) 4 mM). Les protéines de l’homogénat, dosées par la méthode de Lowry et coll. (5) sont incubées à 37°C sous agitation en présence de 32P-phosphatidylcholines ou de phosphatidyl-14C-éthanolamines purifiées (6), ultrasonnées dans un tampon et éventuellement additionnées d’activateurs ou d’inhibiteurs. Les protocoles expérimentaux sont détaillés dans les légendes des figures. Les produits de la réaction sont séparés par chromatographie sur couche mince C) et leur radioactivité est mesurée par scintillation en milieu liquide. L’activité phospholipasique est définie en nanomoles de lysodérivés formés