DÉCISION DE LA COMMISSION

du 20 décembre 2007

concernant une participation financière de la Communauté à la réalisation d’une étude sur la prévalence de Salmonella spp. et de Staphylococcus aureus résistant à la méticilline dans les exploitations de porcs reproducteurs des États membres

[notifiée sous le numéro C(2007) 6579]

(2008/55/CE)

LA COMMISSION DES COMMUNAUTÉS EUROPÉENNES,

vu le traité instituant la Communauté européenne,

vu la décision 90/424/CEE du Conseil du 26 juin 1990 relative à certaines dépenses dans le domaine vétérinaire (1), et notamment son article 20,

considérant ce qui suit:

Conformément à l’article 4 et à l’annexe I du règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil du 17 novembre 2003 sur le contrôle des salmonelles et d’autres agents zoonotiques spécifiques présents dans la chaîne alimentaire (2) , un objectif communautaire doit être fixé pour la réduction de la prévalence des salmonelles dans les populations de porcs reproducteurs.

Afin de définir l’objectif communautaire visant à réduire la prévalence des zoonoses et des agents zoonotiques comme prévu à l’article 4 du règlement (CE) no 2160/2003 et d’examiner la meilleure manière d’évaluer la réalisation de cet objectif à l’avenir, il est nécessaire de disposer de données comparables sur le pourcentage d’exploitations de porcs reproducteurs infectées par des salmonelles dans les États membres. Ces informations n’étant pas disponibles, il convient de réaliser une étude spécifiquement consacrée à l’observation de la prévalence de Salmonella chez les porcs reproducteurs pendant une période suffisante pour que les variations saisonnières éventuelles puissent être prises en compte. Cette étude devra être fondée sur le rapport Salmonella.

Les infections par Staphylococcus aureus résistant à la méticilline (SARM) sont reconnues depuis des décennies comme un risque important en milieu hospitalier. Le SARM est résistant aux antibiotiques les plus communément utilisés et il est particulièrement dangereux pour les patients dont l’immunité est affaiblie. Au Royaume-Uni, le nombre de décès attribués au SARM est estimé à quelque 3 000 par an. Le coût estimé du traitement est de 12 000 à 15 000 EUR par patient. Des dépenses additionnelles pour des programmes d’hygiène et de contrôle visant à prévenir ou à limiter les infections en milieu hospitalier viennent s’y ajouter.

Afin de renforcer la sensibilisation et d’évaluer s’il est nécessaire de prendre des mesures pour la détection et le contrôle du SARM afin de réduire sa prévalence et le risque qu’il représente pour la santé publique, il est nécessaire de disposer de données comparables sur le pourcentage d’exploitations de porcs reproducteurs infectées par le SARM (ST398) dans les États membres. Ces informations n’étant pas disponibles, il convient de réaliser une étude spécifiquement consacrée à l’observation de la prévalence de SARM chez les porcs reproducteurs pendant une période suffisante pour que les variations saisonnières éventuelles puissent être prises en compte.

Conformément à la décision 2007/636/CE de la Commission du 28 septembre 2007 concernant une participation financière de la Communauté à la réalisation d’une étude sur la prévalence de Salmonella spp. dans les exploitations de porcs reproducteurs des États membres (5) , les États membres doivent réaliser une étude dans les exploitations de porcs reproducteurs, du 1er janvier au 31 décembre 2008, dans le but d’évaluer la prévalence de Salmonella spp. Compte tenu de la signification de SARM pour la santé publique, du risque émergent représenté par les porcs en tant que source d’infection pour l’homme et du manque d’informations comparables sur la prévalence de SARM dans les exploitations de porcs reproducteurs des différents États membres, un échantillonnage additionnel au cours de l’étude prévue par la décision 2007/636/CE constitue le moyen le plus rapide et le plus économique d’évaluer la présence de SARM dans les exploitations de porcs reproducteurs de la Communauté.

L’étude doit, le cas échéant, fournir les informations techniques nécessaires au développement de la législation vétérinaire communautaire. Eu égard à l’importance de la collecte de données comparables sur la prévalence de SARM chez les porcs reproducteurs dans les États membres, il convient que ces derniers reçoivent une participation financière de la Communauté pour se conformer aux modalités de réalisation de l’étude. Il y a lieu de rembourser la totalité des coûts pour l’achat de chiffonnettes et la réalisation des examens de laboratoire, jusqu’à concurrence d’un montant maximal. Les autres coûts, liés par exemple au prélèvement d’échantillons, aux déplacements et à l’administration, ne peuvent faire l’objet d’aucune participation financière communautaire.

Pour des raisons d’efficacité administrative, toutes les dépenses présentées en vue de l’obtention d’une participation financière de la Communauté doivent être libellées en euros. Conformément au règlement (CE) no 1290/2005 du Conseil du 21 juin 2005 relatif au financement de la politique agricole commune (6) , le taux de conversion à appliquer aux dépenses effectuées dans une monnaie autre que l’euro est le dernier taux établi par la Banque centrale européenne avant le premier jour du mois au cours duquel la demande est introduite par l’État membre concerné. Dans un souci de clarté et de transparence, il convient d’abroger la décision 2007/636/CE et de fixer la participation financière de la Communauté aux études sur la prévalence de Salmonella et de SARM par la présente décision unique.

A ARRÊTÉ LA PRÉSENTE DÉCISION:

Article premier

Objet et champ d’application

La présente décision établit les règles relatives à la participation financière de la Communauté à la réalisation, dans les États membres, d’études de référence visant à évaluer la prévalence, dans l’ensemble de la Communauté, de Salmonella spp. («l’étude Salmonella») et de Staphylococcus aureus résistant à la méticilline (SARM) («l’étude SARM») chez des porcs reproducteurs échantillonnés au niveau des exploitations.

Article 2

Définition

Aux fins de la présente décision, on entend par «autorité compétente» l’autorité ou les autorités d’un État membre au sens de l’article 3 du règlement (CE) no 2160/2003.

Article 3

Objet des études

1. Les États membres réalisent l’étude Salmonella conformément aux parties A et B de l’annexe I d’ici au 31 décembre 2008.

2. Les États membres réalisent l’étude SARM conformément aux parties A et C de l’annexe I d’ici au 31 décembre 2008.

Article 4

Réalisation de l’échantillonnage et des analyses

L’échantillonnage et l’analyse sont réalisés par l’autorité compétente ou sous son contrôle, conformément aux spécifications techniques figurant à l’annexe I.

Article 5

Conditions d’octroi d’une participation financière de la Communauté

1. La participation financière de la Communauté aux frais d’analyse conformes à la présente décision est accordée aux États membres à concurrence du montant total maximal de cofinancement fixé à l’annexe II de la présente décision pour la durée de l’étude prévue par la présente décision.

2. La participation financière de la Communauté prévue au paragraphe 1 est accordée aux États membres à condition que les études Salmonella et SARM soit accomplies dans le respect des dispositions applicables du droit communautaire, y compris en matière de concurrence et de passation de marchés publics, et sous réserve du respect des conditions énoncées ci-après:

les dispositions législatives, réglementaires et administratives nationales requises pour l’accomplissement des études doivent entrer en vigueur au plus tard à la date d’application de la présente décision;

un rapport intermédiaire contenant les informations énumérées au point D de l’annexe I et portant sur les trois premiers mois des études doit être présenté à la Commission le 31 mai 2008 au plus tard;

Les justificatifs des dépenses engagées, visés au paragraphe 2, point c), contiennent au moins les informations prévues à l’annexe III.

3. Si le rapport final visé au paragraphe 2, point c), est soumis après le 31 mars 2009 mais avant le 30 avril 2009, la participation financière de la Communauté est réduite de 25 %.

Si le rapport final est soumis après le 30 avril 2009 mais avant le 31 mai 2009, la participation financière est réduite de 50 %.

Aucune participation financière n’est versée si le rapport final est soumis après le 31 mai 2009.

Article 6

Montants maximaux remboursables

1. Les montants maximaux de la participation financière de la Communauté aux frais d’analyse liés à l’étude Salmonella qui font l’objet d’un remboursement aux États membres n’excèdent pas:

2. Les montants maximaux de la participation financière de la Communauté aux frais d’analyse liés à l’étude SARM qui font l’objet d’un remboursement aux États membres n’excèdent pas:

Article 7

Collecte des données, évaluation et rapports

1. L’autorité compétente chargée d’élaborer le rapport national annuel en application de l’article 9, paragraphe 1, de la directive 2003/99/CE du Parlement européen et du Conseil (7) collecte et évalue les résultats des études et les transmet à la Commission.

2. La Commission transmet les données nationales et l’évaluation visées au paragraphe 1 à l’Autorité européenne de sécurité des aliments, qui les examine.

3. Les données et résultats nationaux sont rendus publics sous une forme garantissant la confidentialité.

Article 8

Taux de conversion applicable aux dépenses

Les dépenses libellées dans une monnaie autre que l’euro sont converties en euros par l’État membre concerné sur la base du dernier taux de change établi par la Banque centrale européenne avant le premier jour du mois au cours duquel la demande de participation financière de la Communauté est présentée par cet État membre.

Article 9

Abrogation de la décision 2007/636/CE

La décision 2007/636/CE est abrogée.

Article 10

Application

La présente décision s’applique à partir du 1er janvier 2008.

Article 11

Destinataires

Les États membres sont destinataires de la présente décision.

(1) JO L 224 du 18.8.1990, p. 19. Décision modifiée en dernier lieu par le règlement (CE) no 1791/2006 (JO L 363 du 20.12.2006, p. 1).

(2) JO L 325 du 12.12.2003, p. 1. Règlement modifié en dernier lieu par le règlement (CE) no 1237/2007 de la Commission (JO L 280 du 24.10.2007, p. 5).

(3) The EFSA Journal (2007) 99, p. 1-28.

(4) The EFSA Journal (2007) 129, p. 1-14.

(5) JO L 257 du 3.10.2007, p. 30.

(6) JO L 209 du 11.8.2005, p. 1. Règlement modifié en dernier lieu par le règlement (CE) no 1437/2007 (JO L 322 du 7.12.2007, p. 1).

(7) JO L 325 du 12.12.2003, p. 31. Directive modifiée par la directive 2006/104/CE du Conseil (JO L 363 du 20.12.2006, p. 352).

ANNEXE I

SPÉCIFICATIONS TECHNIQUES VISÉES À L’ARTICLE 3, À L’ARTICLE 4 ET À L’ARTICLE 5, PARAGRAPHE 2, POINT b)

Partie A: schéma et base d’échantillonnage de l’étude

1. Schéma de l’étude

L’étude doit être accomplie conformément au schéma de la figure 1.

Figure 1

Schéma de l’étude

2. Base d’échantillonnage

2.1. Délimitation de la population

Les exploitations concernées par l’étude doivent héberger ensemble 80 % au moins de la population de porcs reproducteurs d’un État membre. L’échantillonnage doit porter de préférence sur des exploitations ayant cinquante porcs reproducteurs au moins. Toutefois, si ces exploitations d’au moins cinquante porcs reproducteurs n’hébergent pas ensemble 80 % au minimum du cheptel national de porcs reproducteurs, l’échantillonnage est étendu aux exploitations détenant moins de cinquante porcs reproducteurs.

Les exploitations détenant des porcs reproducteurs doivent être classées soit parmi les «exploitations de reproduction», soit parmi les «exploitations de production». Les exploitations de reproduction vendent des cochettes et/ou des verrats destinés à la reproduction. Généralement, 40 % au moins des cochettes qui y sont élevées sont vendues pour la reproduction, les autres étant vendues pour être abattues. En revanche, les exploitations de production vendent surtout des porcs d’engraissement ou d’abattage.

La prévalence de Salmonella et de SARM doit être mesurée de manière distincte dans les exploitations de reproduction (partie 1 des études Salmonella et SARM) et dans les exploitations de production (partie 2 de ces études), de manière à ce que les exploitations soient représentées comme indiqué dans la figure 2, à l’exclusion des exploitations de type postsevreur-engraisseur.

Figure 2

Description générale des exploitations

2.2. Échantillon et stratégie d’échantillonnage

Les deux parties des études Salmonella et SARM doivent avoir un plan d’échantillonnage similaire en deux étapes. Au cours de la première étape, un échantillon aléatoire d’exploitations est sélectionné dans chaque État membre parmi les exploitations de reproduction et un second échantillon aléatoire d’exploitations est sélectionné parmi les exploitations de production. La question du nombre d’exploitations requis est examinée au point 2.3. Au cours de la seconde étape, un certain nombre de salles est sélectionné en vue de l’échantillonnage au sein de chaque exploitation sélectionnée (voir point 2.2.2).

2.2.1. Première étape: sélection des exploitations

Chaque État membre doit créer deux bases d’échantillonnage. La première énumère l’ensemble des exploitations de reproduction entrant en considération (normalement, les exploitations détenant au moins cinquante porcs reproducteurs — voir point 2.1) et la seconde énumère l’ensemble des exploitations de production entrant en considération. Le nombre d’exploitations requis pour chaque partie des études Salmonella et SARM est ensuite sélectionné aléatoirement à partir de chaque liste. L’échantillon aléatoire doit garantir que les études portent sur des exploitations qui ont des troupeaux de tailles différentes et sont établies dans toutes les régions d’un État membre où l’élevage de porcs est pratiqué. Il est avéré que certains États membres peuvent avoir peu d’exploitations (par exemple, moins de 10 % des exploitations entrant en considération) ayant un troupeau de très grande taille. Il se peut dès lors qu’aucun de ces troupeaux de très grande taille ne soit choisi lors de la sélection aléatoire. Un État membre peut utiliser un critère de stratification avant de sélectionner les exploitations (il peut, par exemple, définir une strate contenant les 10 % de troupeaux les plus grands et sélectionner 10 % de l’échantillon requis à partir de cette strate). De la même manière, un État membre peut stratifier les échantillons de ses différentes régions administratives en tenant compte de la proportion que représentent les troupeaux entrant en considération dans chaque région. Toute stratification envisagée doit être décrite dans le rapport que l’État membre présente à la Commission conformément à la partie D (1).

Si une exploitation sélectionnée ne peut être échantillonnée (parce que, par exemple, elle n’existe plus au moment de l’échantillonnage), une autre exploitation est sélectionnée aléatoirement à partir de la même base d’échantillonnage. Si un critère de stratification a été appliqué lors de la sélection (par exemple: taille du troupeau ou région), la nouvelle exploitation doit être sélectionnée dans la même strate que la première.

La taille de l’échantillon primaire (nombre d’exploitations à échantillonner) doit être plus ou moins constante tout au long de l’année pour couvrir, dans la mesure du possible, les différentes saisons. Des échantillons sont prélevés sur environ un douzième du nombre d’exploitations chaque mois.

L’étude doit également porter sur des exploitations en plein air, mais il n’est pas prévu de stratification obligatoire pour ce type de production.

2.2.2. Seconde étape: échantillonnage dans l’exploitation

Dans chaque exploitation de reproduction et de production, les salles, enclos ou groupes de porcs reproducteurs âgés de plus de six mois à échantillonner sont sélectionnés aléatoirement.

Le nombre de salles, d’enclos ou de groupes à échantillonner doit être ventilé proportionnellement au nombre de porcs reproducteurs se trouvant aux différents stades de production (truies gravides et non gravides et autres catégories de porcs reproducteurs). Il n’y a pas de prescriptions concernant les classes d’âge exactes à échantillonner, mais les informations y afférentes doivent être collectées au cours de l’échantillonnage.

Les porcs reproducteurs qui ont rejoint récemment l’exploitation et sont maintenus en quarantaine ne sont pas concernés par les études Salmonella et SARM.

2.3. Calcul de la taille de l’échantillon

2.3.1. Taille de l’échantillon primaire (taille de l’échantillon lors de la première étape)

Il est procédé au calcul de la taille d’un échantillon primaire régulier pour les exploitations de reproduction et de la taille d’un second échantillon primaire régulier pour les exploitations de production. La taille de l’échantillon primaire équivaut au nombre d’exploitations de reproduction à échantillonner et au nombre d’exploitations de production à échantillonner dans chaque État membre et elle est déterminée, dans l’hypothèse d’un échantillonnage aléatoire simple, compte tenu des critères suivants:

a) le nombre total d’exploitations de reproduction (exploitations de reproduction, partie 1 des études Salmonella et SARM);

b) le nombre total d’exploitations de production (exploitations de production, partie 2 des études Salmonella et SARM);

c) la prévalence annuelle supposée (p): 50 %;

d) le niveau de confiance souhaité (Z): 95 %, correspondant à une valeur Ζα de 1,96;

e) la précision (L): 7,5 %;

f) ces valeurs sont utilisées dans la formule suivante:

Le calcul est effectué premièrement pour les exploitations de reproduction et deuxièmement pour les exploitations de production. Dans les deux cas, les hypothèses des points c) à e) ci-dessus sont identiques.

Pour des raisons pratiques, si la base d’échantillonnage des exploitations de reproduction ou des exploitations de production compte 100 000 exploitations ou plus, cette population peut être considérée comme infinie, et le nombre d’exploitations à sélectionner aléatoirement dans cette base d’échantillonnage est fixé à 171 (voir tableau 1). Lorsque le nombre d’exploitations de reproduction ou d’exploitations de production est inférieur à 100 000, un facteur de correction en population finie est appliqué et un nombre inférieur d’exploitations doit être échantillonné (voir tableau 1).

À titre d’exemple, si un État membre compte 1 000 exploitations dans le groupe des exploitations de production et 250 exploitations dans le groupe des exploitations de reproduction, 147 exploitations doivent être échantillonnées dans le groupe des exploitations de production et 102 dans le groupe des exploitations de reproduction.

Tableau 1

Nombre d’exploitations détenant des porcs reproducteurs à échantillonner dans l’une ou l’autre partie des études Salmonella et SARM en fonction de la taille de la population finie (nombre total d’exploitations détenant des porcs reproducteurs dans l’État membre)

Nombre d’exploitations détenant des porcs reproducteurs (N) Taille de l’échantillon (n) pour une population finie, 7,5 % de précision 100 000 171 10 000 169 5 000 166 2 000 158 1 000 147 500 128 250 102 150 80 125 73 100 64 90 59 80 55 70 50 60 45 50 39 40 33 30 26 20 18 10 10

Il convient d’anticiper le défaut de réponse, par exemple en augmentant de 10 % la taille de l’échantillon dans chaque groupe. Toute exploitation ne convenant pas doit être remplacée dans le processus de réalisation des études Salmonella et SARM (voir point 2.2.1).

S’il est impossible d’estimer le nombre d’«exploitations de reproduction» avant le début de l’étude, le nombre d’exploitations à sélectionner en vue de l’échantillonnage conformément au tableau 1 doit être déterminé en fonction du nombre total d’exploitations détenant des truies (X exploitations). Le nombre d’exploitations à échantillonner doit être augmenté d’au moins 30 % [(X + 30 %) exploitations]. Avant l’étude, l’autorité compétente identifie un nombre d’exploitations de reproduction au moins égal à ce pourcentage de 30 % additionnel. Lors de la visite des exploitations, chacune de celles-ci est classée parmi les exploitations de reproduction ou de production conformément aux définitions données ci-avant.

2.3.2. Taille de l’échantillon secondaire (taille de l’échantillon lors de la seconde étape)

Des échantillons sont prélevés dans dix salles, enclos ou groupes de porcs reproducteurs choisis aléatoirement dans chaque exploitation sélectionnée. Si nécessaire (par exemple, dans les installations de naissage ou lorsque les truies sont hébergées en petits groupes de moins de dix individus), un groupe peut être composé de plus d’une salle. Chaque échantillon de routine de Salmonella devrait provenir d’au moins dix porcs reproducteurs différents.

Toutefois, si, dans de petites exploitations ou dans des exploitations ayant un grand nombre de porcs reproducteurs détenus dans des parcs extérieurs, le nombre de salles, d’enclos ou de groupes est inférieur à dix, il est nécessaire d’échantillonner la même salle, le même enclos ou le même groupe de manière à parvenir à un total de dix échantillons de routine de Salmonella.

Partie B: collecte et analyse des échantillons pour l’étude Salmonella

1. Prélèvement d’échantillons dans les exploitations

1.1. Type et caractéristiques de l’échantillon de routine

Le matériel prélevé pour l’analyse bactériologique consiste en matières fécales récemment exonérées représentatives de l’ensemble de l’exploitation, qui est l’unité ciblée. Chaque exploitation étant unique, il convient de déterminer, avant d’entamer l’échantillonnage, quelles salles, quels enclos ou quels groupes doivent être échantillonnés dans l’exploitation. L’échantillon prélevé est placé dans un récipient distinct qui empêche toute contamination croisée et envoyé au laboratoire.

Chaque échantillon groupé doit avoir un poids total d’au moins 25 g, et deux méthodes de prélèvement de ces échantillons collectifs de matières fécales peuvent être utilisées:

1. En cas d’accumulation de matières fécales mélangées dans une zone d’une salle ou d’un enclos, une chiffonnette (par exemple de 20 cm × 20 cm) peut être passée dans la masse fécale de manière à ce qu’au moins 25 grammes de matières mélangées soient prélevés. À cet effet, la chiffonnette peut, par exemple, être déplacée en zigzag sur une distance de deux mètres de manière à ce qu’elle soit bien imprégnée de matières fécales. Au besoin, par exemple par temps chaud ou sur caillebotis, la chiffonnette peut être humidifiée au moyen d’un liquide approprié comme de l’eau potable.

2. En l’absence d’une telle accumulation de matières fécales, par exemple dans une prairie, dans un grand enclos, un centre de naissage, des salles ou d’autres installations hébergeant de petits groupes de porcs, des pincées individuelles sont prélevées des masses fécales individuelles fraîches ou des lieux de défécation individuels de manière à ce que dix porcs au minimum contribuent à un échantillon pesant au total 25 g au moins. Les endroits de prélèvement de ces pincées doivent être répartis de manière représentative de la zone concernée.

La première méthode doit être privilégiée lorsqu’elle peut être pratiquée. Cette méthode suppose que dix porcs au moins contribuent à chaque échantillon prélevé, sinon la deuxième méthode est appliquée.

1.2. Échantillonnage supplémentaire pour l’étude sur la prévalence à l’intérieur des exploitations

Dix exploitations choisies aléatoirement dans l’échantillon général d’exploitations de reproduction et d’exploitations de production sont soumises à un échantillonnage plus intensif. Dans ces exploitations, dix échantillons de routine doivent être prélevés comme indiqué ci-avant (point 2.1 de la partie A). En outre, dix échantillons individuels d’au moins 30 g doivent être prélevés dans chaque salle sélectionnée et doivent être identifiés de manière à pouvoir être associés à l’échantillon de routine provenant de la même salle. Au total, dix échantillons de routine et cent (10 × 10) échantillons individuels doivent donc être prélevés dans chacune de ces dix exploitations. Le traitement de ces échantillons est décrit au point 2.3.1.

Cet échantillonnage doit être pratiqué en République tchèque, au Danemark, en Roumanie, en Slovénie, en Suède et au Royaume-Uni.

1.3. Informations sur les échantillons

Toutes les informations utiles concernant l’échantillon doivent être consignées sur un formulaire d’échantillonnage fourni par l’autorité compétente afin que soient respectées les obligations en matière de communication de données énoncées dans la partie D.

Tout échantillon et son formulaire d’accompagnement doivent être munis d’une étiquette portant un numéro unique à utiliser de l’échantillonnage à l’analyse ainsi que le code de la salle. L’autorité compétente doit veiller à la mise en place et à l’utilisation d’un système de numérotation unique.

1.4. Transport des échantillons

Durant le transport, les échantillons sont conservés de préférence à une température comprise entre + 2 °C et + 8 °C et à l’abri de toute contamination extérieure. Les échantillons sont envoyés au laboratoire dès que possible, sans dépasser un délai de 36 heures à compter du prélèvement, par courrier prioritaire ou service de messagerie, et doivent parvenir au laboratoire au plus tard 72 heures après le prélèvement.

2. Méthodes d’analyse des laboratoires

2.1. Laboratoires

L’analyse et le sérotypage sont effectués par le laboratoire national de référence (LNR). Si le LNR n’a pas la capacité de réaliser toutes les analyses ou n’est pas le laboratoire qui effectue habituellement la détection, les autorités compétentes peuvent décider de désigner un nombre limité d’autres laboratoires participant au contrôle officiel de Salmonella pour effectuer les analyses. Ces laboratoires doivent justifier d’une expérience dans l’utilisation de la méthode de détection requise, appliquer un système d’assurance qualité conforme à ISO 17025 et être soumis à la supervision du LNR.

2.2. Réception des échantillons

Au laboratoire, les échantillons sont maintenus réfrigérés jusqu’au moment de l’examen bactériologique, qui doit être effectué de préférence dans les 24 heures suivant leur réception et, en tout cas, au plus tard 96 heures après leur prélèvement.

2.3. Analyse des échantillons

Les États membres doivent garantir que toutes les parties concernées ont suivi une formation suffisante pour effectuer les analyses.

2.3.1. Préparation

Au laboratoire, les échantillons sont mélangés minutieusement, ensuite 25 g sont prélevés aux fins de l’analyse.

Dans le cadre de l’évaluation de la prévalence intra-exploitation conformément au point 1.2, chaque échantillon individuel prélevé (de 30 g) doit être divisé en deux. Une part, pesant au moins 25 g, est mélangée minutieusement et mise ensuite individuellement en culture. La seconde part doit servir à la préparation d’un échantillon groupé artificiellement à partir des dix échantillons individuels prélevés dans la salle, le groupe ou l’enclos sélectionné. Cette préparation consiste à prendre 2,5 g de chacun des dix échantillons individuels pour former un échantillon groupé artificiellement de 25 g. Les échantillons groupés artificiellement sont mélangés minutieusement avant d’être analysés. Au total, dix échantillons de routine, dix échantillons groupés artificiellement et cent échantillons individuels provenant de chacune des dix exploitations choisies aux fins de l’estimation de la prévalence intra-exploitation doivent être analysés.

2.3.2. Méthodes de détection et d’identification

2.3.2.1. Détection des salmonelles

Il convient d’utiliser la méthode recommandée par le laboratoire communautaire de référence (LCR) pour les salmonelles, situé à Bilthoven, aux Pays-Bas. Cette méthode est décrite à l’annexe D de la norme ISO 6579: «Recherche de Salmonella spp. dans les matières fécales des animaux et dans des échantillons au stade de la production primaire.» Il convient d’utiliser la version de l’annexe D la plus récente.

2.3.2.2. Sérotypage des salmonelles

Toutes les souches isolées et identifiées comme Salmonella spp. sont soumises à un sérotypage effectué, selon la classification de Kaufmann-White, par le LNR pour les salmonelles.

Aux fins de l’assurance qualité, seize souches typables et seize isolats non typables sont envoyés au LCR pour les salmonelles. Une partie de ces isolats doit être envoyée au LCR chaque trimestre. Si le nombre de souches isolées est moindre, toutes doivent être envoyées au laboratoire.

2.3.2.3. Lysotypage des salmonelles

Pour le lysotypage d’isolats de Salmonella Enteritidis et de Salmonella Typhimurium (analyse facultative), il convient d’utiliser les méthodes décrites par le centre de référence de l’OMS pour le lysotypage de Salmonella de l’Agence de protection sanitaire (Health Protection Agency — HPA), située à Colindale (Londres).

Partie C: collecte et analyse des échantillons pour l’étude SRMA

1. Type et caractéristiques de l’échantillon

1.1. Prélèvement des échantillons

Trois échantillons de poussière sont à prélever au moyen de 5 chiffonnettes sèches et stériles d’environ 500 cm2 chacune, dans cinq des dix enclos sélectionnés pour l’échantillonnage, mentionnés dans la partie A. Ces cinq enclos doivent être choisis de manière à inclure des porcs de reproduction se trouvant à différents stades de production. Dans chaque enclos, il convient d’essuyer les surfaces dorsales des cloisons. S’il n’y a pas suffisamment de poussière, prélever également des échantillons sur les tubes d’aération, etc. Après utilisation, la chiffonnette souillée est placée dans un sac en plastique stérile.

Il convient d’éviter qu’un aérosol se forme dans le bâtiment lors de l’échantillonnage.

1.2. Informations sur les échantillons

Chaque échantillon et son formulaire d’accompagnement doivent être munis d’une étiquette portant un numéro unique à utiliser de l’échantillonnage à l’analyse. L’autorité compétente doit veiller à la mise en place et à l’utilisation d’un système de numérotation unique.

1.3. Transport des échantillons

Durant le stockage et le transport, les échantillons sont conservés à une température constante comprise entre + 2 °C et 25 °C (température ambiante), à l’abri de toute contamination extérieure. Les échantillons sont envoyés au laboratoire dès que possible et doivent y parvenir au plus tard dix heures après le prélèvement.

2. Méthodes d’analyse des laboratoires

2.1. Laboratoires

L’analyse et le sous-typage de SARM doit se faire dans des laboratoires expérimentés. Il s’agira de préférence des laboratoires nationaux de référence (LNR) pour Staphylococcus aureus et/ou la résistance antimicrobienne dans les États membres. Si le LNR n’a pas la capacité ou l’expérience nécessaires pour réaliser toutes les analyses ou s’il n’est pas le laboratoire qui effectue habituellement la détection, les autorités compétentes désignent d’autres laboratoires expérimentés ou un LNR dans un autre État membre pour effectuer les analyses. Ces laboratoires doivent justifier d’une expérience dans l’utilisation des méthodes requises et appliquer un système d’accréditation conforme à la norme ISO 17025. La liste actualisée des laboratoires agréés peut être consultée sur le site internet du laboratoire communautaire de référence pour la résistance antimicrobienne (LCR-RA) à Copenhague, au Danemark.

2.2. Réception des échantillons

Les échantillons arrivés dix jours après l’échantillonnage sont écartés, à moins que l’examen bactériologique ne puisse débuter dans les treize jours. Au laboratoire, les échantillons sont conservés à une température constante entre 2 °C et 25 °C jusqu’à l’examen bactériologique, qui doit être effectué dans un délai de treize jours après l’échantillonnage.

2.3. Analyse des échantillons

2.3.1. Enrichissement sélectif

Au laboratoire, les cinq chiffonnettes de poussière sont groupées dans 100 ml de bouillon Mueller-Hinton en présence de 6,5 % NaCl et incubées à 37 °C pendant 16 à 20 heures. Un ml de ce milieu est ensuite inoculé dans neuf ml de bouillon Tryptone Soja + 3,5 mg/l de céfoxitine et 75 mg d’aztréonam et incubé pendant 16 à 20 h à 37 °C. Le contenu d’une anse est ensuite réparti sur une gélose sélective chromogène de SARM et incubé pendant 24 à 48 heures à 37 °C. Il convient d’utiliser la gélose spécifiquement recommandée par le LCR-AR. Celle-ci est décrite sur le site internet du LCR-RA.

Sur la base de leur morphologie et de leur couleur, jusqu’à cinq colonies évocatrices de SARM sont cultivées sur une gélose au sang. À ce stade, les Staphylococcus aureus (S. aureus) présumés sont soit conservés dans des conditions appropriées (– 80 °C) en attendant d’être identifiés ou caractérisés, soit traités immédiatement.

2.3.2. Identification de SARM

Les S. aureus présumés sont identifiés en tant que S. aureus et SARM par PCR. Cette identification est effectuée par une PCR multiplex avec identification simultanée du gène mecA, ou par deux PCR distinctes. Afin de limiter la charge de travail, seul un des cinq isolats de S. aureus présumés est identifié dans un premier temps. Si cet isolat est identifié en tant que SARM, il est conservé. Aucun autre test n’est alors nécessaire sur les quatre autres isolats, qui peuvent être éliminés. Si le premier isolat n’est pas identifié en tant que SARM, le prochain des cinq isolats initiaux est testé. Ce processus est répété jusqu’à ce qu’un SARM ait été identifié ou que les cinq isolats aient tous été testés. Il est également possible de procéder, dans un premier temps, à une analyse par PCR sur un pool des cinq colonies présumées recueillies sur un échantillon. Si la PCR est positive, l’analyse est répétée sur les colonies individuelles dans le but d’identifier une colonie positive.

À des fins d’assurance qualité, seize isolats de S. aureus présumés n’ayant pas été identifiés en tant que SARM ainsi que seize souches de SARM, recueillis tout au long de l’année 2008, sont à envoyer au LCR-RA. Une partie de ces isolats doit être envoyée au LCR-RA chaque trimestre. Si moins de seize isolats ont été identifiés en tant que SARM, tous doivent être envoyés.

2.3.3. Sous-typage pour l’établissement d’un lien éventuel avec des isolats humains

Les SARM positifs doivent être soumis à un test de détection du staphylocoque de type A (typage spa). Le typage est réalisé au LNR ou sous son contrôle, ou bien des isolats sont envoyés au LCR-RA qui procède alors au typage.

Un sous-ensemble d’isolats représentatifs (environ 2 % des échantillons groupés) est soumis à un typage génomique multilocus (MLST) par le LNR ou le LCR-RA.

2.3.4. Test de sensibilité aux antimicrobiens

Le test de sensibilité aux antimicrobiens est facultatif. S’il est réalisé, la sensibilité antimicrobienne des isolats de SARM est testée par microdilution, au moins pour les agents antimicrobiens suivants: ciprofloxacine, érythromycine, acide fusidique, gentamicine, linézolide, mupirocine, sulphamétoxazole, triméthoprime, tétracycline, chloramphénicol, vancomycine et quinupristine/dalfopristine. La sensibilité aux antimicrobiens fait l’objet de rapports établis conformément à l’article 9, paragraphe 1, de la directive 2003/99/CE.

2.4. Conservation des isolats

Les isolats sont conservés par les laboratoires nationaux de référence (LNR) conformément à la méthode de collecte des cultures des LNR garantissant la viabilité des souches et le maintien de leurs propriétés pendant une durée minimale de cinq ans, notamment afin que des tests de sensibilité antimicrobienne ou d’autres types de caractérisations puissent être réalisés ultérieurement. Les isolats envoyés au LCR-RA sont également conservés pendant une durée minimale de cinq ans. Ils sont stockés dans des conditions empêchant la modification de leurs propriétés (– 80 °C). Si le laboratoire responsable n’a pas la capacité de stockage nécessaire, les isolats sont transmis au LCR-RA qui se charge de les conserver.

3. Rapports des laboratoires

Le laboratoire envoie tous les résultats d’analyse aux autorités compétentes des États membres où les échantillons de poussière ont été recueillis, sur une base confidentielle.

Partie D: rapports des États membres

1. Description générale de la réalisation des études Salmonella et SARM

Un rapport au format texte doit comprendre au moins les informations suivantes:

a) État membre;

b) description de la population d’exploitations détenant des porcs reproducteurs 1. Exploitations de reproduction: i) nombre total d’exploitations de reproduction; ii) nombre total d’exploitations de sélection; iii) nombre total d’exploitations de multiplication; iv) nombre d’exploitations de reproduction dont l’échantillonnage avait été planifié et nombre d’exploitations de reproduction effectivement échantillonné; nombre d’exploitations dont l’échantillonnage avait été planifié et qui n’a pas été échantillonné (en préciser la raison); v) remarques sur la représentativité générale du programme d’échantillonnage des exploitations de reproduction. 2. Exploitations de production: i) nombre total d’exploitations de production; ii) nombre total d’exploitations de type naisseur/naisseur-postsevreur; iii) nombre total d’exploitations de type naisseur-engraisseur; iv) nombre d’exploitations de production dont l’échantillonnage avait été planifié et nombre d’exploitations de production effectivement échantillonné; nombre d’exploitations dont l’échantillonnage avait été planifié et qui n’a pas été échantillonné (en préciser la raison); v) remarques éventuelles sur la représentativité générale du programme d’échantillonnage des exploitations de production;

c) nombre d’échantillons de l’étude Salmonella obtenus et analysés: i) au départ d’exploitations de reproduction; ii) au départ d’exploitations de production; iii) au départ d’exploitations échantillonnées aux fins de l’étude sur la prévalence intra-exploitation;

d) résultats globaux de l’étude Salmonella: i) Prévalence de Salmonella et de sérotypes de Salmonella dans les exploitations de reproduction et dans les exploitations de production; ii) Résultat de l’étude sur la prévalence intra-exploitation;

e) liste des laboratoires responsables de l’étude Salmonella pour: i) la détection; ii) la sérotypage; iii) le lysotypage (si effectué);

f) nombre d’échantillons de l’étude SARM obtenus et analysés i) au départ d’exploitations de reproduction; ii) au départ d’exploitations de production;

g) résultats globaux de l’étude SARM: prévalence de SARM, sur la base d’une détection et d’une confirmation par PCR, dans les exploitations de reproduction et les exploitations de production;

h) liste des laboratoires responsables de l’étude SRAM pour: i) la détection; ii) la PCR; iii) le typage spa; iv) le typage MLST.

2. Données complètes concernant chaque exploitation échantillonnée et résultats des tests y afférents

Les États membres communiquent les résultats des études Salmonella et SARM à la Commission par voie électronique, sous forme de données brutes, en utilisant le dictionnaire de données et en appliquant les règles de collecte de données établies et communiquées par la Commission.

2.1. Informations sur l’exploitation

Pour chaque exploitation sélectionnée en vue de l’échantillonnage, les États membres recueillent les informations suivantes et les transmettent à la Commission:

a) code de l’exploitation;

b) type de production de l’exploitation: i) en bâtiments par opposition à «tout stade de la production se déroulant en plein air»; ii) sélection, multiplication, naissage, naissage-engraissement et naissage-postsevrage;

c) taille de l’exploitation: le nombre de porcs reproducteurs présents lors de l’échantillonnage (recensement des adultes);

d) stratégie de remplacement: achat de tous les porcs reproducteurs de remplacement; élevage interne d’un certain nombre de porcs reproducteurs de remplacement ou élevage interne de tous les porcs reproducteurs de remplacement;

e) (facultatif:) symptômes cliniques de diarrhée: y avait-il des symptômes de diarrhée au cours des trois mois précédant l’échantillonnage?

2.2. Informations sur tous les échantillons prélevés dans le cadre de l’étude Salmonella

Pour chaque échantillon envoyé au laboratoire, les États membres recueillent les informations suivantes dans le cadre de l’étude Salmonella:

a) code de l’échantillon;

b) code du laboratoire participant à l’analyse initiale;

c) date du prélèvement d’échantillons;

d) date du début de l’analyse en laboratoire;

e) détection des salmonelles: résultat qualitatif (positif/négatif);

f) sérotypage des salmonelles: sérotype(s) détecté(s) (il peut y en avoir plusieurs);

g) âge des porcs: toutes des cochettes par opposition à des porcs reproducteurs d’âge différent;

h) sexe: uniquement des truies; uniquement des truies et des verrats ou uniquement des verrats;

i) stade de production: maternité; saillie, gestation (autre?);

j) logement: caillebotis (complet/partiel); sol dur; paille ou autre;

k) alimentation: les porcs de cette salle, de cet enclos ou de ce groupe sont-ils nourris exclusivement avec des aliments composés?

l) complément alimentaire: une substance réduisant la prévalence de Salmonella (telle qu’un acide organique ou un probiotique) est-elle ajoutée aux aliments?

m) utilisation systématique d’antibiotiques: des antibiotiques sont-ils administrés selon un mode quelconque à tous les animaux de ce groupe?

n) date de la dernière administration d’antimicrobiens aux animaux (au cours des quatre dernières semaines).

2.3. Informations additionnelles sur les échantillons prélevés dans le cadre de l’étude Salmonella pour la prévalence à l’intérieur des exploitations

Pour chaque échantillon individuel envoyé au laboratoire aux fins de l’étude sur la prévalence intra-exploitation, les États membres recueillent les informations supplémentaires suivantes:

a) code de l’échantillon;

b) détection de Salmonella dans chaque échantillon individuel: résultat qualitatif (positif/négatif);

c) sérotypage de Salmonella dans chaque échantillon individuel: sérotype(s) détecté(s) (il peut y en avoir plusieurs).

2.4. Informations sur les échantillons prélevés dans le cadre de l’étude SARM

Pour chaque échantillon envoyé au laboratoire, les États membres recueillent les informations suivantes:

a) code de l’échantillon;

b) code/nom du laboratoire chargé de la détection;

c) date du prélèvement d’échantillons;

d) date du début de l’analyse en laboratoire;

e) résultat de la détection de SARM (positif/négatif);

f) code/nom du laboratoire chargé de la PCR;

g) résultat de la PCR;

h) code/nom du laboratoire réalisation le typage spa;

i) résultat du typage spa;

j) code/nom du laboratoire chargé du typage MLST;