2010R0200 — FR — 29.05.2011 — 001.003

Ce document constitue un outil de documentation et n’engage pas la responsabilité des institutions

►B RÈGLEMENT (UE) No 200/2010 DE LA COMMISSION du 10 mars 2010 portant application du règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil en ce qui concerne la fixation de l’objectif de l’Union en matière de réduction de la prévalence de sérotypes de salmonelles dans les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus (Texte présentant de l'intérêt pour l'EEE) (JO L 061 du 11.3.2010, p. 1)

Modifié par:





Rectifié par:









▼B

RÈGLEMENT (UE) No 200/2010 DE LA COMMISSION

du 10 mars 2010

portant application du règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil en ce qui concerne la fixation de l’objectif de l’Union en matière de réduction de la prévalence de sérotypes de salmonelles dans les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus

(Texte présentant de l'intérêt pour l'EEE)







LA COMMISSION EUROPÉENNE, vu le traité sur le fonctionnement de l’Union européenne, vu le règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil du 17 novembre 2003 sur le contrôle des salmonelles et d’autres agents zoonotiques spécifiques présents dans la chaîne alimentaire ( 1 ), et notamment son article 4, paragraphe 1, deuxième alinéa, et son article 13, considérant ce qui suit: (1) L’objectif du règlement (CE) no 2160/2003 est de faire en sorte que soient prises des mesures pour détecter et contrôler les salmonelles et d’autres agents zoonotiques à tous les stades pertinents de la production, de la transformation et de la distribution, en particulier au niveau de la production primaire, de manière à réduire leur prévalence et le risque qu’ils représentent pour la santé publique. (2) Le règlement (CE) no 2160/2003 prévoit la fixation d’objectifs de l’Union en vue de réduire la prévalence des zoonoses et des agents zoonotiques énumérés à son annexe I chez les populations animales qui y sont recensées. Il définit également certaines exigences à respecter pour fixer ces objectifs. (3) L’annexe I du règlement (CE) no 2160/2003 vise tous les sérotypes de salmonelles présentant un intérêt du point de vue de la santé publique dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus. Ces cheptels reproducteurs risquent de transmettre une infection provoquée par des salmonelles à leur descendance, notamment aux cheptels de poules pondeuses et de poulets de chair. En conséquence, réduire la prévalence des salmonelles dans les cheptels reproducteurs contribue à la lutte contre cet agent zoonotique dans les œufs et la viande issus de la descendance, lequel présente un risque important pour la santé publique. (4) Le règlement (CE) no 1003/2005 de la Commission du 30 juin 2005 portant application du règlement (CE) no 2160/2003 en ce qui concerne la fixation d’un objectif communautaire de réduction de la prévalence de certains sérotypes de salmonelles dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus ( 2 ) fixe, pour une période transitoire qui expire le 31 décembre 2009, un objectif communautaire en vue de réduire la prévalence de certains sérotypes de salmonelles dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus. D’ici à cette date, le pourcentage maximal de cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus restant positifs au regard de Salmonella enteritidis, de Salmonella infantis, de Salmonella hadar, de Salmonella typhimurium et de Salmonella virchow («les Salmonella spp. visés») doit être inférieur ou égal à 1 %. Il est donc nécessaire de fixer, à l’échelle de l’Union, un objectif permanent, applicable à l’expiration de cette période, en vue de réduire la prévalence des Salmonella spp. visés. (5) Le règlement (CE) no 2160/2003 dispose que, pour fixer l’objectif de l’Union, il est tenu compte de l’expérience acquise dans le cadre des mesures nationales et des informations transmises à la Commission ou à l’Autorité européenne de sécurité des aliments («l’EFSA») conformément aux exigences existantes de l’Union et, notamment, dans le cadre des informations obtenues en application de la directive 2003/99/CE du Parlement européen et du Conseil du 17 novembre 2003 sur la surveillance des zoonoses et des agents zoonotiques ( 3 ), en particulier son article 5. (6) Conformément aux exigences du règlement (CE) no 2160/2003, l’EFSA a été consultée à propos de la fixation, à l’échelle de l’Union, d’un objectif permanent relatif aux cheptels reproducteurs de Gallus gallus. En conséquence, le 26 mars 2009, le groupe scientifique sur les risques biologiques a adopté, à la demande de la Commission européenne, un avis scientifique sur l’évaluation quantitative des répercussions de la fixation d’un nouvel objectif en vue de réduire la prévalence des salmonelles chez les poules reproductrices de l’espèce Gallus gallus ( 4 ). Il est arrivé à la conclusion que Salmonella enteritidis et Salmonella typhimurium sont les sérotypes de salmonelles les plus susceptibles d’être transmis des poules reproductrices à leur descendance dans les chaînes de la viande de poulet de chair et des poules pondeuses. Il a également conclu que des mesures de contrôle de l’Union européenne (UE) concernant ces deux sérotypes chez les poules reproductrices devraient contribuer à la lutte contre les infections provoquées par des salmonelles dans les stocks de production et à la réduction des risques que présentent les volailles pour la santé humaine. Dans son avis, le groupe scientifique a indiqué également que l’avantage marginal de mesures de contrôle supplémentaires de l’UE portant sur d’autres sérotypes chez les reproducteurs était relativement faible, ces sérotypes étant moins souvent associés à des maladies humaines et moins susceptibles d’être transmis verticalement. (7) Compte tenu de l’avis scientifique de l’EFSA et du temps nécessaire pour évaluer l’évolution de la prévalence de salmonelles dans les cheptels de volaille après l’introduction des programmes de contrôle nationaux, il convient, en vue de réduire la prévalence des salmonelles dans les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus, de maintenir un objectif de l’Union analogue à celui fixé par le règlement (CE) no 1003/2005. (8) Pour s’assurer des progrès réalisés pour atteindre l’objectif de l’Union, il est nécessaire de prévoir des prélèvements répétés d’échantillons dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus. (9) Les programmes de contrôle nationaux établis pour atteindre l’objectif en 2010 ont été approuvés conformément à la décision 2009/883/CE de la Commission du 26 novembre 2009 portant approbation des programmes annuels et pluriannuels de surveillance, de lutte et d’éradication soumis par les États membres pour l’année 2010 et les années suivantes concernant certaines maladies animales et zoonoses, et de la contribution financière de la Communauté à ces programmes ( 5 ). Ces programmes étaient fondés sur les dispositions juridiques applicables au moment où ils ont été soumis. Les programmes concernant les cheptels reproducteurs de Gallus gallus ont été approuvés sur la base des dispositions du règlement (CE) no 1003/2005. Il est donc nécessaire de prévoir une mesure transitoire pour les programmes de contrôle déjà approuvés. (10) Les mesures prévues dans le présent règlement sont conformes à l’avis du comité permanent de la chaîne alimentaire et de la santé animale, considérant ce qui suit: A ADOPTÉ LE PRÉSENT RÈGLEMENT:







Article premier

Objectif de l’Union

▼M1

1. À compter du 1er janvier 2010, l’objectif de l’Union, au sens de l’article 4, paragraphe 1, du règlement (CE) no 2160/2003, fixé afin de réduire la prévalence de Salmonella spp. dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus (l’«objectif de l’Union»), est le suivant: le pourcentage maximal de cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus restant positifs à Salmonella Enteritidis, à Salmonella Infantis, à Salmonella Hadar, à Salmonella Typhimurium, y compris sa souche monophasique dont la formule antigénique est ►C1 1,4,[5],12:i:- ◄ , et à Salmonella Virchow (les «sérotypes de salmonelles visés») doit être réduit à une valeur inférieure ou égale à 1 %.

▼B

Toutefois, dans les États membres comptant moins de cent cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus, l’objectif de l’Union est, à compter du 1er janvier 2010, le suivant: le nombre maximal de cheptels de ce type pouvant rester positif au regard des sérotypes de salmonelles visés est de un.

2. Le programme de tests nécessaire pour s’assurer des progrès réalisés pour atteindre l’objectif de l’Union est exposé en annexe.

Article 2

Réexamen de l’objectif de l’Union

La Commission réexamine l’objectif de l’Union en tenant compte des informations recueillies au titre du programme de tests prévu à l’article 1er, paragraphe 2, du présent règlement et conformément aux critères énoncés à l’article 4, paragraphe 6, point c), du règlement (CE) no 2160/2003.

Article 3

Abrogation du règlement (CE) no 1003/2005

1. Le règlement (CE) no 1003/2005 est abrogé.

2. Les références faites au règlement abrogé s’entendent comme faites au présent règlement.

Article 4

Mesures transitoires

Les dispositions de l’annexe du règlement (CE) no 1003/2005 continuent de s’appliquer aux programmes de contrôle approuvés avant l’entrée en vigueur du présent règlement.

Article 5

Entrée en vigueur et applicabilité

Le présent règlement entre en vigueur le vingtième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel de l’Union européenne.

Il s’applique à compter du 1er janvier 2010.

Le présent règlement est obligatoire dans tous ses éléments et directement applicable dans tout État membre.









ANNEXE

Programme de tests nécessaire pour s’assurer de la réalisation de l’objectif de l’Union en matière de réduction de la prévalence des sérotypes de salmonelles visés dans les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus

1. BASE D’ÉCHANTILLONNAGE

La base d’échantillonnage pour déceler la présence de Salmonella enteritidis, de Salmonella infantis, de Salmonella hadar, de Salmonella typhimurium et de Salmonella virchow («les sérotypes de salmonelles visés») englobe tous les cheptels de poules domestiques adultes de reproduction (Gallus gallus) comptant au moins 250 têtes («les cheptels reproducteurs»), sans préjudice des dispositions du règlement (CE) no 2160/2003 et de la directive 2003/99/CE concernant les exigences en matière de surveillance chez d’autres populations animales ou d’autres sérotypes.

2. SURVEILLANCE DES CHEPTELS REPRODUCTEURS

2.1. Lieu, fréquence et statut de l’échantillonnage

Des échantillons sont prélevés dans les cheptels reproducteurs à l’initiative des exploitants du secteur alimentaire et dans le cadre de contrôles officiels.

2.1.1. Prélèvement d’échantillons à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire

Des échantillons sont prélevés toutes les deux semaines, au lieu choisi par l’autorité compétente parmi les deux possibilités suivantes:

a) dans le couvoir, ou

b) dans l’exploitation.

L’autorité compétente peut décider d’appliquer l’une des possibilités visées aux points a) et b) à l’ensemble du programme de tests pour tous les cheptels reproducteurs de poulets de chair et l’une d’elles pour les cheptels reproducteurs de pondeuses. Toutefois, les échantillons prélevés dans les cheptels reproducteurs qui pondent des œufs à couver destinés aux échanges dans l’Union doivent l’être dans l’exploitation.

Une procédure est établie pour garantir que la détection de la présence des sérotypes de salmonelles visés lors du prélèvement d’échantillons réalisé à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire est notifiée sans délai à l’autorité compétente par le laboratoire chargé des analyses. La notification en temps utile de la détection d’un des sérotypes de salmonelles visés incombe à l’exploitant du secteur alimentaire et au laboratoire chargé des analyses.

Par dérogation au premier alinéa du point 2.1.1, si l’objectif de l’Union a été atteint pendant au moins deux années calendaires consécutives sur tout le territoire de l’État membre, l’intervalle entre les prélèvements dans l’exploitation peut être porté à trois semaines, à la discrétion de l’autorité compétente. Toutefois, l’autorité compétente peut décider de garder un intervalle de deux semaines entre les tests ou d’y revenir en cas de détection de sérotypes de salmonelles visés chez un cheptel reproducteur dans l’exploitation et/ou dans tout autre cas où elle le juge utile.

2.1.2. Prélèvement d’échantillons dans le cadre de contrôles officiels

Le prélèvement d’échantillons dans le cadre de contrôles officiels prend la forme suivante:

2.1.2.1. Si les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire le sont dans le couvoir: a) un échantillonnage de routine est effectué toutes les seize semaines dans le couvoir; b) un échantillonnage de routine est effectué dans l’exploitation à deux reprises au cours du cycle de production, à savoir une première fois dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte et une seconde fois vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production; c) un échantillonnage de confirmation est effectué dans l’exploitation lorsque des sérotypes de salmonelles visés ont été détectés dans des échantillons prélevés dans le couvoir.

2.1.2.2. Si les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire le sont dans l’exploitation, un échantillonnage de routine est effectué à trois reprises au cours du cycle de production: a) dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte; b) vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production; c) au cours du cycle de production, à un moment suffisamment éloigné des prélèvements visés aux points a) et b).

2.1.2.3. Par dérogation aux points 2.1.2.1 et 2.1.2.2, et si l’objectif de l’Union a été atteint pendant au moins deux années calendaires consécutives sur tout le territoire de l’État membre, l’autorité compétente peut remplacer les échantillonnages de routine: a) par un échantillonnage unique effectué dans l’exploitation à n’importe quel moment du cycle de production et un échantillonnage annuel dans le couvoir, ou b) par un échantillonnage effectué à deux reprises dans l’exploitation, à des moments suffisamment éloignés l’un de l’autre au cours du cycle de production. Toutefois, l’autorité compétente peut décider de maintenir l’échantillonnage visé au point 2.1.2.1 ou 2.1.2.2 ou d’y revenir en cas de détection de sérotypes de salmonelles visés dans un cheptel reproducteur dans l’exploitation et/ou dans tout autre cas où elle le juge utile. Un prélèvement d’échantillons par l’autorité compétente peut remplacer un prélèvement d’échantillons à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire.

2.2. Protocole d’échantillonnage

2.2.1. Prélèvement d’échantillons dans le couvoir

Lors de chaque échantillonnage, au moins un échantillon doit être prélevé par cheptel reproducteur.

L’échantillonnage doit avoir lieu un jour d’éclosion où des échantillons de tous les cheptels reproducteurs sont disponibles. Si c’est impossible, il y a lieu de s’assurer que des échantillons sont prélevés dans chaque cheptel au moins selon la fréquence visée au point 2.1.

Tous les matériaux de tous les éclosoirs dont des poussins éclos sont retirés le jour de l’échantillonnage doivent être représentés de manière proportionnelle dans l’ensemble d’échantillons.

Si les éclosoirs contiennent plus de 50 000 œufs d’un cheptel reproducteur, un second échantillon dudit cheptel est prélevé.

L’échantillon comporte au moins les éléments suivants:

a) un échantillon composite de garnitures de paniers d’éclosoirs souillées de manière visible, prélevées au hasard dans cinq paniers d’éclosoirs distincts ou en cinq endroits différents de l’éclosoir, pour atteindre une superficie totale d’au moins 1 m2. Si les œufs à couver d’un cheptel reproducteur occupent plus d’un éclosoir, un tel échantillon composite est prélevé dans chacun d’eux, jusqu’à concurrence de cinq éclosoirs; ou

b) un échantillon prélevé à l’aide d’un ou de plusieurs écouvillons humides d’une surface totale d’au moins 900 cm2, immédiatement après l’enlèvement des poussins, sur la totalité du fond d’au moins cinq paniers d’éclosoirs, ou sur du duvet recueilli à cinq endroits, y compris au sol, dans tous les éclosoirs contenant des œufs éclos du cheptel, jusqu’à concurrence de cinq éclosoirs, en veillant à ce qu’au moins un échantillon soit prélevé par cheptel dont les œufs proviennent; ou

c) 10 g de coquilles d’œufs brisées prélevées dans 25 paniers d’éclosoirs distincts, soit 250 g d’échantillon initial, dans un nombre maximal de cinq éclosoirs contenant des œufs éclos du cheptel, broyées et mélangées pour former un sous-échantillon de 25 g.

La procédure décrite aux points a), b) et c) s’applique à l’échantillonnage réalisé à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire et dans le cadre de contrôles officiels. Toutefois, l’inclusion d’un éclosoir contenant des œufs de différents cheptels n’est pas obligatoire si au moins 80 % des œufs se trouvent dans d’autres éclosoirs faisant l’objet d’un échantillonnage.

2.2.2. Prélèvements d’échantillons dans l’exploitation

2.2.2.1. Échantillonnage de routine à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire

Le prélèvement concerne principalement des échantillons de matières fécales. Le but est de déceler une prévalence de 1 % au sein du cheptel avec une limite de confiance de 95 %. À cette fin, les échantillons prennent l’une des formes suivantes:

a) Échantillons composites de matières fécales, chacun étant composé d’échantillons distincts de matières fécales fraîches pesant chacun au moins 1 g prélevés au hasard en un certain nombre de points du poulailler dans lequel le cheptel reproducteur est gardé ou, lorsque celui-ci a libre accès à plus d’un poulailler d’une exploitation déterminée, dans chaque groupe de poulaillers de l’exploitation dans lesquels le cheptel reproducteur est gardé. Aux fins de l’analyse, les matières fécales peuvent être regroupées en un minimum de deux échantillons composites. Le tableau ci-après indique le nombre de points où effectuer des prélèvements distincts de matières fécales pour constituer un échantillon composite:



Nombre d’oiseaux dans le cheptel reproducteur Nombre d’échantillons de matières fécales à prélever dans le cheptel reproducteur 250 à 349 200 350 à 449 220 450 à 799 250 800 à 999 260 1 000 ou plus 300

b) Pédisacs et/ou échantillons de poussière: Toute l’humidité doit pouvoir être absorbée par les pédisacs utilisés. Des «socquettes» constituées d’un tube de gaze peuvent également être utilisées. La surface du pédisac est humidifiée à l’aide de diluants appropriés (de l’eau stérile, 0,8 % de chlorure de sodium, 0,1 % de peptone dans de l’eau déionisée stérile ou tout autre diluant approuvé par l’autorité compétente). Il convient de prélever les échantillons en se déplaçant dans le poulailler selon une trajectoire permettant de recueillir des échantillons représentatifs de toutes les parties du poulailler ou du secteur concerné, y compris des zones couvertes de litière et des zones à claire-voie lorsqu’il n’y a pas de danger à marcher sur les lattes. L’échantillonnage couvre tous les parquets de chaque poulailler. Une fois l’échantillonnage terminé dans le secteur choisi, les pédisacs sont enlevés avec précaution afin que les matières adhérentes n’en tombent pas. Les échantillons comportent: i) cinq paires de pédisacs couvrant chacun environ 20 % de la surface du poulailler; aux fins de l’analyse, les sacs peuvent être regroupés en un minimum de deux échantillons composites; ou ii) au moins une paire de pédisacs couvrant la totalité de la surface du poulailler et un échantillon de poussière additionnel prélevé en plusieurs endroits du poulailler sur des surfaces visiblement poussiéreuses. Un ou plusieurs écouvillons humides d’une surface totale d’au moins 900 cm2 doivent être utilisés pour recueillir cet échantillon de poussière;

c) lorsque les cheptels reproducteurs sont gardés dans des cages, on peut prélever des échantillons de matières fécales mélangées naturellement sur les tapis à déjections, sur les racloirs ou dans les fosses, selon le type de poulailler. Deux échantillons d’au moins 150 g sont collectés en vue d’être soumis à des tests séparément: i) tapis à déjections situés sous chaque niveau de cages qui sont mis en marche régulièrement et se déchargent dans un système de transporteur à vis sans fin ou de convoyeur; ii) système de fosse à déjections dans lequel des déflecteurs situés sous les cages raclent vers une fosse située sous le poulailler; iii) système de fosse à déjections dans un poulailler où les cages sont disposées en escalier et où les matières fécales tombent directement dans la fosse. Il y a normalement plusieurs rangées de cages dans un poulailler. L’échantillon composite global contient des matières fécales mélangées provenant de chaque rangée. Deux échantillons composites sont prélevés dans chaque cheptel reproducteur de la manière décrite dans les quatre alinéas ci-après. Dans les systèmes comportant des tapis ou des racloirs, il convient de les faire fonctionner le jour de l’échantillonnage avant que celui-ci soit effectué. Dans les systèmes comportant des déflecteurs sous les cages et des racloirs, il convient de collecter les matières fécales mélangées qui se sont déposées sur le racloir après que celui-ci a fonctionné. Dans les systèmes de cages disposées en escalier ne comportant ni tapis ni racloirs, il est nécessaire de collecter des matières fécales mélangées dans la fosse. Dans les systèmes de tapis à déjections, il convient de collecter les matières fécales mélangées à l’extrémité des tapis où celles-ci sont évacuées.

2.2.2.2. Prélèvement d’échantillons dans le cadre de contrôles officiels

a) L’échantillonnage de routine est réalisé de la manière décrite au point 2.2.2.1.

b) L’échantillonnage de confirmation qui fait suite à la détection des sérotypes de salmonelles visés dans les échantillons prélevés dans le couvoir est réalisé de la manière indiquée au point 2.2.2.1. Des échantillons additionnels peuvent être recueillis pour la détection éventuelle d’agents antimicrobiens ou d’inhibiteurs de la prolifération bactérienne selon les modalités suivantes: les oiseaux sont choisis au hasard dans chaque poulailler de l’exploitation; normalement, cette opération se limite à cinq oiseaux par poulailler, à moins que l’autorité compétente ne juge nécessaire d’en prélever un nombre plus élevé. Si la source de l’infection n’est pas confirmée, un test de résistance antimicrobienne ou un nouveau test bactériologique de dépistage des sérotypes de salmonelles visés est effectué sur le cheptel reproducteur ou sa descendance avant que les restrictions commerciales ne soient levées. Si des agents antimicrobiens ou des inhibiteurs de la prolifération bactérienne sont détectés, l’infection par des salmonelles est réputée confirmée.

c) Suspicion de faux résultats Dans les cas exceptionnels où l’autorité compétente a des raisons de mettre en doute les résultats des tests (faux positifs ou faux négatifs), elle peut décider de répéter les tests conformément au point b).

3. ANALYSE DES ÉCHANTILLONS

3.1. Transport et préparation des échantillons

3.1.1. Transport

Les échantillons sont envoyés de préférence par courrier exprès ou par coursier aux laboratoires visés aux articles 11 et 12 du règlement (CE) no 2160/2003, dans les 24 heures suivant leur prélèvement. S’ils ne sont pas envoyés dans ce délai de 24 heures, ils sont conservés réfrigérés. Les échantillons peuvent être transportés à température ambiante, pour autant que la température ne soit pas excessive (plus de 25 °C) et qu’ils ne soient pas exposés à la lumière du jour. Au laboratoire, les échantillons sont conservés réfrigérés jusqu’à leur analyse, entamée dans les 48 heures suivant leur réception et dans les 96 heures suivant leur prélèvement.

3.1.2. Garnitures de paniers d’éclosoirs

a) Placer l’échantillon dans un litre d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante et mélanger doucement.

b) Continuer la culture de l’échantillon en utilisant la méthode de détection décrite au point 3.2.

3.1.3. Pédisacs et échantillons de poussière

a) La ou les paires de pédisacs/socquettes et l’échantillon de poussière (écouvillon) sont déballés avec précaution pour que les matières fécales adhérentes ou la poussière ne s’en détachent pas, et sont placés dans 225 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante.

b) Les pédisacs/socquettes et l’écouvillon doivent être complètement immergés dans une quantité de liquide suffisante pour que les salmonelles puissent migrer librement et, par conséquent, de l’eau peptonée tamponnée peut être ajoutée au besoin. Des préparations séparées doivent être réalisées pour les pédisacs et l’écouvillon.

c) Lorsque deux échantillons composites sont formés à partir de cinq paires de pédisacs/socquettes, chaque échantillon composite doit être placé dans 225 ml d’eau peptonée tamponnée, ou davantage si nécessaire, de manière qu’il soit complètement immergé dans une quantité de liquide suffisante pour que les salmonelles puissent migrer librement.

d) Faire tourbillonner pour saturer complètement l’échantillon et continuer la culture en utilisant la méthode de détection décrite au point 3.2.

3.1.4. Autres échantillons de matières fécales

a) Les échantillons de matières fécales sont rassemblés et soigneusement mélangés, et un sous-échantillon de 25 g est prélevé en vue de la culture.

b) Le sous-échantillon de 25 g est plongé dans 225 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante.

c) La culture de l’échantillon se poursuit suivant la méthode de détection décrite au point 3.2.

Si des normes ISO pour la préparation des échantillons utilisés en vue de la détection de salmonelles sont approuvées, elles sont appliquées et remplacent les dispositions visées aux points 3.1.2, 3.1.3 et 3.1.4 relatives à la préparation des échantillons.

3.2. Méthode de détection

La détection des sérotypes de salmonelles visés est effectuée selon l’amendement 1 de la norme EN ISO 6579:2002/A1:2007 – Microbiologie des aliments – Méthode horizontale pour la recherche des Salmonella spp. – Amendement 1: annexe D: recherche de Salmonella spp. dans les matières fécales des animaux et dans des échantillons environnementaux au stade de la production primaire.

En ce qui concerne les échantillons de pédisacs, les échantillons de poussière et les autres échantillons de matières fécales visés au point 3.1, les bouillons d’enrichissement d’eau peptonée tamponnée incubés afin de continuer la culture peuvent être regroupés. Pour ce faire, incuber les deux échantillons dans de l’eau peptonée tamponnée selon la procédure prévue au point 3.1.3. Prélever 1 ml de bouillon incubé de chaque échantillon et mélanger soigneusement. Prélever ensuite 0,1 ml du mélange et l’inoculer sur les boîtes de gélose MSRV (milieu semi-solide modifié Rappaport-Vassiliadis).

Il convient de ne pas secouer, faire tourbillonner ou agiter de quelque manière que ce soit les échantillons dans l’eau peptonée tamponnée après incubation, de manière à éviter que des particules inhibitrices soient libérées et que l’isolation ultérieure en milieu MSRV en soit affectée.

3.3. Sérotypage

Au moins un isolat de chaque échantillon positif doit être typé, selon la classification de Kaufmann-White.

3.4. Autres méthodes

Pour les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire, d’autres méthodes peuvent remplacer les méthodes de préparation des échantillons, les méthodes de détection et le sérotypage prévus aux points 3.1, 3.2 et 3.3 de la présente annexe, si elles sont validées conformément à la dernière version de la norme EN ISO 16140.

3.5. Stockage des souches

Il y a lieu de veiller à ce qu’au moins une souche des sérotypes de salmonelles visés isolée par poulailler et par an, issue du prélèvement d’échantillons dans le cadre de contrôles officiels, soit stockée en vue de la réalisation ultérieure éventuelle d’une lysotypie ou d’un antibiogramme, selon les méthodes normales de collection de cultures, lesquelles doivent garantir l’intégrité des souches pendant une période minimale de deux ans. Si l’autorité compétente le décide, les isolats issus du prélèvement d’échantillons réalisé par les exploitants du secteur alimentaire sont également stockés à cette fin.

4. RÉSULTATS ET TRANSMISSION DES INFORMATIONS

Un cheptel reproducteur est considéré comme positif aux fins de la vérification de la réalisation de l’objectif de l’Union:

— lorsque la présence des sérotypes de salmonelles visés (hors souches vaccinales) est détectée dans un ou plusieurs échantillons prélevés dans le cheptel, même si les sérotypes de salmonelles visés ne sont détectés que dans l’échantillon de poussière, ou

— lorsque l’échantillonnage de confirmation dans le cadre des contrôles officiels conformément au point 2.2.2.2 b) ne confirme pas la détection de sérotypes de salmonelles visés mais que des agents antimicrobiens ou des inhibiteurs de la prolifération bactérienne sont détectés dans le cheptel.

Cette règle ne s’applique pas aux cas exceptionnels visés au point 2.2.2.2 c), dans lesquels le résultat positif initial dans les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire n’est pas confirmé par l’échantillonnage réalisé dans le cadre des contrôles officiels.

Les cheptels reproducteurs positifs ne sont comptabilisés qu’une seule fois, quelle que soit la fréquence à laquelle les sérotypes de salmonelles visés ont été détectés dans ce cheptel au cours de la période de production, et que l’échantillonnage ait été réalisé à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire ou par l’autorité compétente. Toutefois, si l’échantillonnage au cours de la période de production est étalé sur deux années calendaires, les résultats de chaque année sont transmis séparément.

Les informations à communiquer sont les suivantes:

a) une description détaillée des possibilités choisies pour le programme d’échantillonnage et du type d’échantillons prélevés, le cas échéant;

b) le nombre total de cheptels d’animaux adultes de reproduction comptant au moins 250 têtes qui ont fait l’objet de tests au moins une fois durant l’année de référence;

c) les résultats des tests, notamment: i) le nombre total de cheptels reproducteurs dans l’État membre positifs pour des salmonelles, quelles qu’elles soient; ii) le nombre de cheptels reproducteurs positifs pour au moins l’un des sérotypes de salmonelles visés; iii) le nombre de cheptels reproducteurs positifs pour chaque sérotype de salmonelles ou pour un type de salmonelles non précisé (isolats non typables ou non sérotypés);

d) le nombre de cas d’échantillons initialement positifs issus du prélèvement réalisé à l’initiative de l’exploitant du secteur alimentaire non confirmés par l’échantillonnage réalisé dans le cadre des contrôles officiels;

e) des explications concernant les résultats, notamment pour ce qui est des cas exceptionnels.

Les résultats et toute information complémentaire pertinente sont communiqués dans le rapport sur les tendances et les sources prévu à l’article 9, paragraphe 1, de la directive 2003/99/CE.