2005R1003 — FR — 01.08.2006 — 001.001

Ce document constitue un outil de documentation et n’engage pas la responsabilité des institutions

►B RÈGLEMENT (CE) No 1003/2005 DE LA COMMISSION du 30 juin 2005 portant application du règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil en ce qui concerne la fixation d’un objectif communautaire de réduction de la prévalence de certains sérotypes de salmonelles dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus et portant modification du règlement (CE) no 2160/2003 (Texte présentant de l'intérêt pour l'EEE) (JO L 170, 1.7.2005, p.12)

Modifié par:









▼B

RÈGLEMENT (CE) No 1003/2005 DE LA COMMISSION

du 30 juin 2005

portant application du règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil en ce qui concerne la fixation d’un objectif communautaire de réduction de la prévalence de certains sérotypes de salmonelles dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus et portant modification du règlement (CE) no 2160/2003

(Texte présentant de l'intérêt pour l'EEE)







LA COMMISSION DES COMMUNAUTÉS EUROPÉENNES, vu le traité instituant la Communauté européenne, vu le règlement (CE) no 2160/2003 du Parlement européen et du Conseil du 17 novembre 2003 sur le contrôle des salmonelles et d’autres agents zoonotiques spécifiques présents dans la chaîne alimentaire ( 1 ), et notamment son article 4, paragraphe 1, et son article 13, considérant ce qui suit: (1) L’objectif du règlement (CE) no 2160/2003 est de faire en sorte que soient prises des mesures adaptées et efficaces pour détecter et contrôler les salmonelles et d’autres agents zoonotiques à tous les stades pertinents de la production, de la transformation et de la distribution, en particulier au niveau de la production primaire, de manière à réduire leur prévalence et le risque qu’ils représentent pour la santé publique. (2) Ledit règlement dispose qu’un objectif communautaire doit être établi pour la réduction de la prévalence de tous les sérotypes de salmonelles présentant un intérêt du point de vue de la santé publique dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus au niveau de la production primaire. (3) Conformément au règlement (CE) no 2160/2003, cet objectif communautaire doit contenir l’expression numérique du pourcentage maximal d’unités épidémiologiques restant positives et/ou du pourcentage minimal de la réduction dans le nombre d’unités épidémiologiques restant positives, le délai maximal dans lequel l’objectif doit être atteint et la définition des programmes de tests nécessaires pour vérifier la réalisation de l’objectif. Il doit également inclure, le cas échéant, la définition des sérotypes qui présentent un intérêt du point de vue de la santé publique. (4) Ledit règlement dispose également que, pendant une période transitoire de trois ans, l’objectif communautaire fixé pour les cheptels reproducteurs de Gallus gallus doit couvrir les cinq sérotypes de salmonelles les plus fréquents dans la salmonellose humaine, qui doivent être identifiés sur la base des données recueillies par le biais des systèmes communautaires de surveillance. (5) Les données issues des systèmes communautaires de surveillance indiquent que les cinq sérotypes de salmonelles les plus fréquents dans la salmonellose humaine sont Salmonella enteritidis, Salmonella hadar, Salmonella infantis, Salmonella typhimurium et Salmonella virchow. Par conséquent, l’objectif communautaire établi par le présent règlement doit couvrir ces sérotypes. (6) Afin d’établir l’objectif communautaire, il convient de disposer de données comparables relatives à la prévalence des sérotypes de salmonelles visés dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus dans les États membres. Les exigences minimales applicables au contrôle des salmonelles conformément à la directive 92/117/CEE du Conseil ( 2 ) servent de base à la collecte des données pertinentes relatives à la prévalence dans les États membres. De telles données ont été collectées pendant une durée appropriée dans tous les États membres en 2004. (7) Afin de vérifier si l’objectif est atteint et compte tenu de la prévalence relativement faible des sérotypes de salmonelles visés dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus dans la Communauté, il est nécessaire de procéder à des prélèvements répétés d’échantillons dans un nombre représentatif de cheptels d’une taille suffisante, c’est-à-dire comptant au moins 250 têtes, comme l’exigeait la directive 92/117/CEE. (8) Le programme de tests nécessaire pour vérifier si l’objectif communautaire est atteint diffère largement de celui qui était utilisé pour collecter des données comparables dans les États membres conformément à la directive 92/117/CEE et sera probablement plus sensible. Dès lors, il est nécessaire de prévoir un réexamen de l’objectif communautaire au plus tard un an après le début de l’application des programmes de contrôle nationaux correspondants. (9) En raison de la période nécessaire à la collecte des informations, des données comparables n’étaient pas disponibles en temps voulu pour la fixation de l’objectif communautaire dans les délais établis à l’annexe I du règlement (CE) no 2160/2003 concernant les cheptels reproducteurs de Gallus gallus. Dès lors, il convient de prolonger le délai prévu pour la fixation de cet objectif de six mois et de modifier le règlement (CE) no 2160/2003 en conséquence. (10) Les mesures prévues à l’article 4, paragraphe 5, du règlement (CE) no 2160/2003 en ce qui concerne la fixation de l’objectif communautaire pour les cheptels reproducteurs de Gallus gallus au cours de la période transitoire sont basées sur la méthode déjà établie pour le contrôle des salmonelles conformément à la directive 92/117/CEE, ainsi que sur la gestion des risques. Les mesures prévues au présent règlement ont été élaborées au sein d’un groupe de travail, avec la participation de l’Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA). Sans préjudice de l’obligation, inscrite à l’article 15 du règlement (CE) no 2160/2003, de consulter l’EFSA sur toute question qui pourrait avoir un effet important sur la santé publique, une consultation formelle de l’EFSA n’est pas nécessaire à ce stade. (11) Les mesures prévues au présent règlement sont conformes à l’avis du comité permanent de la chaîne alimentaire et de la santé animale, considérant ce qui suit: A ARRÊTÉ LE PRÉSENT RÈGLEMENT:







Article premier

Objectif communautaire

1. L’objectif communautaire de réduction de Salmonella enteritidis, Salmonella hadar, Salmonella infantis, Salmonella typhimurium et Salmonella virchow dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus est le suivant: le pourcentage maximal de cheptels d’animaux adultes de reproduction comptant au moins 250 têtes restant positifs doit être réduit à une valeur inférieure ou égale à 1 % d’ici au 31 décembre 2009.

Toutefois, dans les États membres comptant moins de 100 cheptels reproducteurs, un seul cheptel d’animaux adultes de reproduction peut, au maximum, rester positif.

2. Le programme de tests visant à vérifier si l’objectif communautaire est atteint est décrit à l’annexe.

Article 2

Réexamen

La Commission réexamine l’objectif communautaire fixé à l’article 1er à la lumière des résultats de la première année d’application des programmes de contrôle nationaux approuvés conformément à l’article 6 du règlement (CE) no 2160/2003.

Article 3

Modification du règlement (CE) no 2160/2003

À l’annexe I du règlement (CE) no 2160/2003, la mention figurant à la première ligne, quatrième colonne, est remplacée par le texte suivant:

«18 mois après la date d’entrée en vigueur du présent règlement».

Article 4

Entrée en vigueur

Le présent règlement entre en vigueur le jour de sa publication au Journal officiel de l’Union européenne.

Il est applicable à partir du 1er juillet 2005.

Le présent règlement est obligatoire dans tous ses éléments et directement applicable dans tout État membre.









ANNEXE

Programme de tests nécessaire pour vérifier la réalisation de l’objectif communautaire de réduction de Salmonella enteritidis, Salmonella hadar, Salmonella infantis, Salmonella typhimurium et Salmonella virchow dans les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus

1. Base d’échantillonnage

La base d’échantillonnage englobe tous les cheptels d’animaux adultes de reproduction de l’espèce Gallus gallus comptant au moins 250 têtes (ci-après, «cheptels reproducteurs»).

2. Surveillance des cheptels reproducteurs

2.1. Lieu, fréquence et statut de l’échantillonnage

Aux fins du présent règlement, des échantillons sont prélevés dans les cheptels reproducteurs à l’initiative des exploitants et dans le cadre de contrôles officiels.

2.1.1. Prélèvement d’échantillons à l’initiative de l’exploitant

Des échantillons sont prélevés toutes les deux semaines, au lieu choisi par l’autorité compétente parmi les deux possibilités suivantes:

a) dans le couvoir, ou

b) dans l’exploitation.

L’autorité compétente applique l’une des deux possibilités susmentionnées à l’ensemble du programme de tests et établit une procédure garantissant que la détection de sérotypes de salmonelles visés à l’article 1er, paragraphe 1 (ci-après, «salmonelles visées»), dans le cadre du prélèvement d’échantillons réalisé à l’initiative de l’exploitant soit notifiée sans délai à l’autorité compétente par l’exploitant, l’échantillonneur ou le laboratoire chargé des analyses.

2.1.2. Prélèvement d’échantillons dans le cadre de contrôles officiels

Sans préjudice de l’annexe II, partie C, point 2, du règlement (CE) no 2160/2003, l’échantillonnage officiel prend la forme suivante:

2.1.2.1. si les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant le sont dans le couvoir: a) un échantillonnage de routine est effectué toutes les seize semaines dans le couvoir et remplace à cette occasion l’échantillonnage correspondant réalisé à l’initiative de l’exploitant; b) un échantillonnage de routine est effectué dans l’exploitation à deux reprises au cours du cycle de production, à savoir une première fois dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte et une seconde fois vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production; c) un échantillonnage de confirmation est effectué dans l’exploitation lorsque des salmonelles visées ont été détectées dans les échantillons prélevés dans le couvoir;

2.1.2.2. si les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant le sont dans l’exploitation, un échantillonnage de routine est effectué à trois reprises au cours du cycle de production: a) dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte; b) vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production; c) au cours de la production, à un moment suffisamment éloigné des prélèvements visés aux points a) et b).

2.2. Protocole d’échantillonnage

2.2.1. Prélèvement d’échantillons dans le couvoir

Pour chaque cheptel reproducteur, l’échantillon se compose d’au moins un échantillon composite de garnitures de paniers d’éclosoirs souillées de manière visible, prélevées au hasard dans 5 paniers d’éclosoirs distincts ou en 5 endroits différents du couvoir pour atteindre une superficie totale d’au moins 1 m2. Si les œufs à couver d’un cheptel reproducteur occupent plus d’un incubateur, un tel échantillon composite est prélevé dans chaque incubateur.

Lorsque l’exploitant n’utilise pas de garnitures de paniers d’éclosoirs, il convient de prélever 10 g de coquilles d’œufs brisées dans 25 paniers d’éclosoirs distincts, de les broyer, de les mélanger et de prélever un sous-échantillon de 25 g de ce mélange.

Cette procédure s’applique à l’échantillonnage réalisé à l’initiative de l’exploitant et à l’échantillonnage officiel.

2.2.2. Prélèvement d’échantillons dans l’exploitation

2.2.2.1. Échantillonnage de routine à l’initiative de l’exploitant Le prélèvement concerne principalement des échantillons de matières fécales. Le but est de déceler une prévalence d’1 % au sein du cheptel avec une limite de confiance de 95 %. À cette fin, les échantillons prennent l’une des formes suivantes: a) échantillons composites de matières fécales, chacun étant composé d’échantillons distincts de matières fécales fraîches pesant chacun au moins 1 g prélevés au hasard en un certain nombre de points du bâtiment dans lequel les oiseaux sont gardés ou, lorsque ceux-ci ont libre accès à plus d’un bâtiment d’une exploitation déterminée, dans chaque groupe de bâtiments de l’exploitation dans lesquels les oiseaux sont gardés. Aux fins de l’analyse, les matières fécales doivent être regroupées en un minimum de deux échantillons composites. Le tableau ci-dessous indique le nombre de points où effectuer des prélèvements distincts de matières fécales pour constituer un échantillon composite.



Nombre d’oiseaux dans le bâtiment Nombre d’échantillons de matières fécales à prélever dans le bâtiment ou le groupe de bâtiments de l’exploitation 250-349 200 350-449 220 450-799 250 800-999 260 1 000 ou plus 300 b) cinq paires de pédisacs. Les pédisacs utilisés doivent être suffisamment absorbants pour absorber l’humidité. Des «socquettes» constituées d’un tube de gaze peuvent également être utilisées. La surface du pédisac est humidifiée à l’aide d’un diluant approprié (de l’eau stérile ou 0,8 % de chlorure de sodium et 0,1 % de peptone dans de l’eau déionisée stérile, par exemple). Il convient de se déplacer de manière à couvrir de façon représentative toutes les parties du secteur, y compris les zones couvertes de litière et les zones à claire-voie, lorsqu’il n’y a pas de danger à marcher sur les lattes. L’échantillonnage couvre tous les parquets de chaque poulailler. Une fois l’échantillonnage terminé dans le secteur choisi, les pédisacs sont enlevés avec précaution afin que les matières adhérentes n’en tombent pas. Aux fins de l’analyse, les pédisacs doivent être regroupés en un minimum de deux échantillons composites; c) lorsque les cheptels reproducteurs sont gardés dans des cages, on peut prélever des échantillons de matières fécales mélangées naturellement sur les tapis à déjections, sur les racloirs ou dans les fosses, selon le type de poulailler. Deux échantillons d’au moins 150 g sont collectés en vue d’être soumis à des tests séparément: i) tapis à déjections situés sous chaque niveau de cages qui sont mis en marche régulièrement et se déchargent dans un système de transporteur à vis sans fin ou de convoyeur; ii) système de fosse à déjections dans lequel des déflecteurs situés sous les cages sont raclés dans une fosse située sous le poulailler; iii) système de fosse à déjections dans un poulailler où les cages sont disposées en escalier et où les matières fécales tombent directement dans la fosse. Il y a normalement plusieurs rangées de cages dans un poulailler. L’échantillon composite global contient des matières fécales mélangées provenant de chaque rangée. Deux échantillons composites sont prélevés dans chaque cheptel de la manière décrite ci-dessous. Dans les systèmes comportant des tapis ou des racloirs, il convient de les faire fonctionner le jour de l’échantillonnage avant que celui-ci soit effectué. Dans les systèmes comportant des déflecteurs sous les cages et des racloirs, il convient de collecter les matières fécales mélangées qui se sont déposées sur le racloir après que celui-ci a fonctionné. Dans les systèmes de cages disposées en escalier ne comportant ni tapis ni racloirs, il est nécessaire de collecter des matières fécales mélangées dans la fosse. Dans les systèmes de tapis à déjections, il convient de collecter les matières fécales mélangées à l’extrémité des tapis où celles-ci sont évacuées.

2.2.2.2. Échantillonnage officiel a) L’échantillonnage de routine est réalisé de la manière décrite au point 2.2.2.1. b) L’échantillonnage de confirmation qui fait suite à la détection de salmonelles visées dans les échantillons prélevés dans le couvoir est réalisé de la manière indiquée ci-après. Outre les échantillons décrits au point 2.2.2.1, on peut prélever un échantillon d’oiseaux choisis au hasard dans chaque poulailler de l’exploitation. Normalement, cette opération se limite à 5 oiseaux par poulailler au maximum, à moins que l’autorité ne juge nécessaire d’en prélever un nombre plus élevé. Les tests effectués visent à détecter la présence d’agents antimicrobiens ou d’un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne dans les échantillons. Les résultats du test sont considérés comme insatisfaisants lorsque l’un des oiseaux se révèle positif. Si l’on ne détecte pas la présence de salmonelles visées, mais bien celle d’agents antimicrobiens ou d’un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne, l’échantillonnage du cheptel en vue de détecter les salmonelles visées ou un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne est répété jusqu’à ce qu’aucun effet de ce type ne soit décelé ou jusqu’à la destruction du cheptel reproducteur. Dans ce dernier cas, le cheptel reproducteur est considéré comme infecté aux fins de l’objectif communautaire. c) Cas suspects Dans les cas exceptionnels où l’autorité compétente a des raison de soupçonner de faux résultats négatifs lors du premier échantillonnage réalisé dans l’exploitation, on peut procéder à un deuxième échantillonnage officiel pour confirmation, portant sur les matières fécales ou les oiseaux (pour rechercher la présence de salmonelles dans les organes). Dans les cas exceptionnels où l’autorité compétente a des raisons de soupçonner de faux résultats positifs lors d’un échantillonnage réalisé à l’initiative de l’exploitant dans l’exploitation, on peut procéder à un échantillonnage officiel de suivi.

3. Examen des échantillons

3.1. Préparation des échantillons

3.1.1. Garnitures de paniers d’éclosoirs

a) les placer dans un litre d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante et mélanger doucement;

b) continuer la culture de l’échantillon en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

3.1.2. Pédisacs

a) déballer la paire de pédisacs (ou «socquettes») avec précaution pour que les matières fécales adhérentes n’en tombent pas et les placer dans 225 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante;

b) lorsque 2 échantillons composites sont formés à partir de 5 paires de pédisacs, placer 5 échantillons individuels dans au moins 225 ml d’eau peptonée tamponnée et veiller à ce qu’ils soient tous entièrement immergés dans l’eau;

c) faire tourbillonner pour saturer complètement l’échantillon et continuer la culture en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

3.1.3. Autres échantillons de matières fécales

a) au laboratoire, placer chaque échantillon (ou échantillon composite, selon le cas) dans un poids égal d’eau peptonée tamponnée et mélanger doucement;

b) laisser l’échantillon se ramollir pendant dix à quinze minutes, puis mélanger doucement;

c) immédiatement après avoir mélangé, retirer 50 g du mélange et les ajouter à 200 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante;

d) continuer la culture de l’échantillon en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

3.2. Méthode de détection

Il convient d’utiliser la méthode recommandée par le laboratoire communautaire de référence pour les salmonelles situé à Bilthoven, aux Pays-Bas. Cette méthode est une modification de la norme ISO 6579 (2002). Un milieu semi-solide (MSRV) est utilisé comme milieu d’enrichissement sélectif unique. Ce milieu semi-solide doit être incubé à 41,5 +/– 1 °C pendant 2 × (24 +/– 3) heures.

En ce qui concerne les échantillons de pédisacs et les autres échantillons de matières fécales visés au point 3.1, il est possible de regrouper les bouillons d’enrichissement d’eau peptonée tamponnée incubés afin de continuer la culture. Pour ce faire, incuber les deux échantillons dans de l’eau peptonée tamponnée selon la procédure normale. Prélever 1 ml de bouillon incubé de chaque échantillon et bien mélanger. Prélever ensuite 0,1 ml du mélange et l’inoculer sur les boîtes de gélose MSRV selon la méthode habituelle.

3.3. Sérotypage

Au moins un isolat de chaque échantillon positif doit être typé, selon la classification de Kaufmann-White.

▼M1

3.4. Autres méthodes

En ce qui concerne les échantillons prélevés à l’initiative de l’exploitant, les méthodes d’analyse prévues à l’article 11 du règlement (CE) no 882/2004 du Parlement européen et du Conseil ( 3 ) peuvent remplacer les méthodes de préparation des échantillons, les méthodes de détection et le sérotypage prévus au point 3 de la présente annexe, si elles sont validées conformément à la norme EN/ISO 16140/2003.

3.5. Stockage des souches

Tout au moins les souches isolées dans le cadre des contrôles officiels sont stockées en vue d’une lysotypie ultérieure ou d’un test de sensibilité aux agents antimicrobiens, suivant les méthodes normales de collection de cultures, lesquelles doivent garantir l’intégrité des souches pour une période minimale de deux ans.

▼B

4. Résultats et transmission des informations

Un cheptel reproducteur est considéré comme positif aux fins de la vérification de la réalisation de l’objectif communautaire lorsque la présence de salmonelles visées (hors souches vaccinales) est détectée dans un ou plusieurs échantillons de matières fécales prélevés dans l’exploitation (ou, en cas de deuxième échantillonnage officiel pour confirmation dans l’État membre, dans les échantillons de matières fécales ou d’organes d’oiseaux concernés). Cela ne s’applique pas aux cas exceptionnels dans lesquels la détection suspecte de salmonelles lors du prélèvement d’échantillons réalisé dans l’exploitation à l’initiative de l’exploitant n’est pas confirmée par l’échantillonnage officiel.

Il convient de tenir compte des résultats cumulatifs des échantillonnages et des tests réalisés dans les cheptels reproducteurs au niveau des exploitations: chaque cheptel reproducteur n’est compté qu’une seule fois, indépendamment du nombre d’échantillonnages et des tests. Les cheptels reproducteurs positifs ne sont comptés qu’une seule fois, indépendamment du nombre d’échantillonnages et de tests.

Les informations à communiquer sont les suivantes:

a) une description détaillée des possibilités choisies pour le programme d’échantillonnage et du type d’échantillons prélevés, le cas échéant;

b) le nombre de cheptels reproducteurs existants et le nombre de cheptels ayant fait l’objet de tests;

c) les résultats des tests;

d) des explications concernant les résultats, notamment pour ce qui est des cas exceptionnels.