GENETIC SEQUENCES, TYPE I INTERFERON PEPTIDE CODED BY THEM, AND THESE ORGANISMS PRODUCING THE SAME

Abstract: The type I interferon peptides encoded by the genetic DNA sequences are called omega-interferons and are produced using appropriate expression vehicles and organisms.

Description: Neue genetische Sequenzen, die durch sie codierten Interferon-Peptide vom Typ I und diese sie produzierende Orga nismen Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind neue Interferone vom Typ 1 sowie rekombinante DNA-Verfahren zur Herstellung dieser Peptide und Produkte, die bei diesen Verfahren benötigt werden, beispielsweise Gensequenzen, rekombinante DNA Moleküle, Expressionsvehikel und Organismen. Interferon ist ein Begriff, der geprägt wurde, um eine Auswahl von Proteinen zu beschreiben, die endogen zu menschlichen Zellen sind und dadurch gekennzeichnet sind, dass sie teilweise überlappende und teilweise divergierende biologische Aktivitäten aufweisen. Diese Proteine modifizieren die körpereigene Immunantwort und man nimmt an, dass sie zu einem wirksamen Schutz gegen Viruserkrankungen beitragen. Die Interferone wurden beispielsweise in drei Klassen eingeteilt, nämlich -in a ss- und y-Interferon. Von ss- und y-Interferon ist in menschlichem Organismus nur jeweils ein Subtyp bekannt (z.B. S. Ohno et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 78, 5305-5309 (1981); Gray et al., Nature 295, 503-508 (1982); Taya et al., EMBO Journal 1/8, 953-958 (1982)). Demgegenüber werden vom a-Interferon verschiedene Subtypen beschrieben (z.B. Phil. Trans. R. Soc. Lond. 299, 7-28 (1982)). Die reifen a-Interferone unterscheiden sich hierbei untereinander durch maximal 23 % Divergenz und sind ca. 166 Aminosäuren lang. Bemerkenswert ist ferner ein Bericht über ein a-Interferon, das ein überraschend hohes Molekulargewicht (26 000, bestimmt durch SDS Polyacrylamid/ Gelelektophorese) aufweist (Goren, P. et al. Virology 130, 273-280 (1983)). Dieses Interferon wird IFN-a 26K genannt. Von ihm wurde festgestellt, dass es die bisher höchste spezifische antivirale und antizelluläre Aktivität aufweist. Die bekannten Interferone scheinen bei verschiedenen Krankheiten wirksam zu sein, zeigen aber eine geringe oder überhaupt keine Wirkung bei vielen anderen Krankheiten (z.B. Powledge, Bio/Technology, March 1984, 215-228 "Interferon On Trial"). Interferone weisen zudem Nebenwirkungen auf. Beispielsweise wurde bei Prüfungen der Anticancer-Wirkung von rekombinantem a-Interferon festgestellt, dass Dosen von etwa 50 Millionen Einheiten, die nach den Ergebnissen der Phase I Prüfungen für sicher galten, akute Verwirrungszustände, bis zur Arbeitsunfähigkeit führende Gelenkschmerzen, sehr starke Ermüdung, Appetitlosigkeit, Verlust der Orientierungsmöglichkeit, epileptische Anfälle und Lebertoxizität hervorriefen. 1982 verbot die französische Regierung Prüfungen mit IFN-a, nachdem Krebspatienten, die damit behandelt worden waren, tödliche Herzanfälle erlitten. Über mindestens zwei cardiale Todesfälle wurde auch bei kürzlich durchgeführten Prüfungen in Amerika berichtet. Es ist zunehmend deutlich geworden, dass zumindest ein Teil der Nebenwirkungen, wie Fieber und Unpässlichkeit, in unmittelbarem Zusammenhang mit dem Interferonmolekül selbst steht und nicht auf Verunreinigungen zurückzuführen sind. Aufgrund der grossen Hoffnungen, die durch Interferon geweckt worden waren, und angeregt durch den Wunsch, neue Inter feron-ähnliche Moleküle mit verminderten Nebenwirkungen zu finden, war es Aufgabe der vorliegenden Erfindung solche neuen Substanzen aufzufinden und herzustellen. Die vorliegende Erfindung betrifft daher bestimmte neue Interferone vom Typ 1, welche ein Leader-Peptid enthalten können, und ihre N-glykosylierten Derivate (hier als omega Interferon oder IFN-omega bezeichnet), die 168 bis 174, vorzugsweise 172 Aminosäuren enthalten, und die eine Divergenz von 30 bis 50 %, vorzugsweise von 40-48 %, gegenüber den bisher bekannten Subtypen des a-Interferons und eine Divergenz von ungefähr 70% gegenüber ss-Interferon aufweisen und einerseits ähnliche Wirkungen wie a-Interferone zeigen, andererseits viele therapeutische Nachteile dieser bekannten Substanzen nicht besitzen. Gegenstand der Erfindung sind somit neue Interferone in vollständig reiner Form, ihre nicht glykosylierten und glykosylierten Formen, die hierfür codierenden Gensequenzen ebenso wie rekombinante Moleküle, die diese Sequenzen enthalten. Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Expressions-Vehikel wie Plasmide, die besagte Gensequenzen enthalten, ebenso verschiedene Wirtsorganismen wie Mikroorganismen oder Gewebskulturen, die die Herstellung des neuen Interferons durch Fermentation oder Gewebskulturenmethode ermöglichen. Ein bevorzugter Gegenstand der Erfindung sind omega-Interferone ebenso wie die entsprechenden Gensequenzen der nachstehenden Formel: 5 10 15 Cys Asp Leu Pro Gln Asn His Gly Leu Leu Ser Arg Asn Thr Leu TGT GAT CTG CCT CAG AAC CAT GGC CTA CTT AGC AGG AAC ACC TTG 20 25 30 Val Leu Leu His Gln Met Arg Arg Ile Ser Pro Phe Leu Cys Leu GTG CTT CTG CAC CAA ATG AGG AGA ATC TCC CCT TTC TTG TGT CTC 35 40 45 Lys Asp Arg Arg Asp Phe Arg Phe Pro Gln Glu Met Val Lys Gly AAG GAC AGA AGA GAC TTC AGG TTC CCC CAG GAG ATG GTA AAA GGG 50 55 60 Ser Gln Leu Gln Lys Ala His Val Met Ser Val Leu His Glu Met AGC CAG TTG CAG AAG GCC CAT GTC ATG TCT GTC CTC CAT GAG ATG 65 70 75 Leu Gln Gln Ile Phe Ser Leu Phe His Thr Glu Arg Ser Ser Ala CTG CAG CAG ATC TTC AGC CTC TTC CAC ACA GAG CGC TCC TCT GCT 80 85 90 Ala Trp Asn Met Thr Leu Leu Asp Gln Leu His Thr Gly Leu His GCC TGG AAC ATG ACC CTC CTA GAC CAA CTC CAC ACT GGA CTT CAT 95 100 105 Gln Gln Leu Gln His Leu Glu Thr Cys Leu Leu Gln Val Val Gly CAG CAA CTG CAA CAC CTG GAG ACC TGC TTG CTG CAG GTA GTG GGA 110 115 120 Glu Gly Glu Ser Ala Gly Ala Ile Ser Ser Pro Ala Leu Thr Leu GAA GGA GAA TCT GCT GGG GCA ATT AGC AGC CCT GCA CTG ACC TTG 125 130 135 Arg Arg Tyr Phe Gln Gly Ile Arg Val Tyr Leu Lys Glu Lys Lys AGG AGG TAC TTC CAG GGA ATC CGT GTC TAC CTG AAA GAG AAG AAA 140 145 150 Tyr Ser Asp Cys Ala Trp Glu Val Val Arg Met Glu Ile Met Lys TAC AGC GAC TGT GCC TGG GAA GTT GTC AG ATG GAA ATC ATG AAA 155 160 165 Ser Leu Phe Leu Ser Thr Asn Met Gln Glu Arg Leu Arg Ser Lys TCC TTG TTC TTA TCA ACA AAC ATG CAA GAA AGA CTG AGA AGT AAA 170 Asp Arg Asp Leu Gly Ser Ser GAT AGA GAC CTG GGC TCA TCT In Position 111 kann die Sequenz GGG (codierend für Gly) durch GAG (codierend für Glu) ersetzt werden. Die bevorzugten Moleküle beinhalten ebenfalls Derivate, die an der Aminosäureposition 78 N-glykosyliert sind. Beispielsweise können die beiden vorstehend erwähnten omega-Interferone das Leader-Peptid der Formel Met Ala Leu Leu Phe Pro Leu Leu Ala Ala Leu Val Met Thr Ser Tyr Ser Pro Val Gly Ser Leu Gly enthalten. Legende zu den Zeichnungen: Abbildung 1: Restriktionskarte des Klons E76E9 Abbildung 2: Restriktionskarte des Klons P9A2 Abbildung 3: DNA-Seouenz des Klons P9A2 Abbildung 4: DNA-Sequenz des Klons E76E9 Abbildung 5: Genomische Southern Blot Analyse unter Verwen dung der DNA des Klons P9A2 als Probe Abbildung 6: Konstruktion des Expressionsklons pRV12 Abbildung 7: Aminosäure- und Nukleotiddifferenzen zwischen Typ I-Interferonen Abbildung 8a: Auflistung singulärer Nukleotidpositionen des IFN-aA Gens Abbildung 8b: Auflistung singulärer Nukleotidpositionen des IFN-omegal Gens Abbildung 8c: Auflistung singulärer Nukleotidpositionen des IFN-aD Gens Abbildung 9: Schematische Darstellung der Synthese Inter feron-Subtyp spezifischer Proben Abbildung 10: Nachweis Interferon-Subtyp spezifischer mRNA's Abbildung 11: DNA-Sequenz des IFN-omegal Gens Abbildung 12: DNA-Sequenz des IFN-pseudo-omega2 Gens Abbildung 13: DNA-Sequenz des IFN-pseudo-omega3 Gens Abbildung 14: DNA-Sequenz des IFN-pseudo-omega4 Gens Abbildung 15: Korrigierte Auflistung der IFN-omega Gen Sequenzen Abbildung 16: Homologien der Signalsequenzen Abbildung 17: Homologien der "reifen" Proteinsequenzen Abbildung 18: Homologien der 4 DNA-Sequenzen zueinander Erfindungsgemäss erhält man die neuen omega-Interferone und die hierfür codierenden DNA-Sequenzen wie folgt: Eine humane B-Lymphom-Zellinie, z.B. Namalwa-Zellen (siehe G. Klein et al., Int. J. Cancer 10, 44 (1972)), kann durch Behandlung mit einem Virus, z.B. Sendai Virus, zur gleichzeitigen Produktion von a- und ss-Interferon angeregt werden. Wird hierbei die aus stimulierten Namalwa-Zellen gebildete mRNA isoliert, so kann diese als Template zur cDNA-Synthese dienen. Um die Ausbeute an Interferon-spezifischen Sequenzen beim Kloniervorgang zu erhöhen, wird die mRNA-Präparation übet einen Zuckerdichtegradienten entsprechend der verschiedenen Länge der individuellen mENA-Moleküle aufgetrennt. Vorteilhafterweise wird die mRNA in dem Bereich um 12S (ungefähr 800 bis 1000 Basen Länge der mRNA) gesammelt. In diesem Bereich sedimentiert die für a- und ss-Interferone spezifische mRNA. Die mRNA aus diesem Gradientenbereich wird durch Präzipitation und Auflösen in Wasser konzentriert. Die Erstellung einer cDNA Bibliothek folgt im wesentlichen literaturbekannten Methoden (siehe z.B. E. Dworkin-Rastl, M.B. Dworkin und P. Swetly, Journal of Interferon Research 2/4, 575-585 (1982)). Die mRNA wird durch Zusatz von oligo-dT geprimt. Anschliessend wird durch Zusatz der vier Desoxynukleosidtriphosphate (dATP, dGTP, dCTP, dTTP) und dem Enzym Reverse Transkriptase in einer entsprechend gepufferten Lösung die cDNA 1 Stunde bei 450C synthetisiert. Durch Chloroformextraktion und Chromatographie über eine Gelsäule, z.B. über Sephadex G50, wird das cDNA/mRNA-Hybrid gereinigt. Die RNA wird durch Alkalibehandlung (0,3 Mol NaOH bei 500C, 1 Stunde) hydrolysiert, und die cDNA nach Neutralisieren mit saurer Natriumazetatlösung mit Äthanol präzipitiert. Nach Zusatz der vier Desoxynukleosidtriphosphate und E.coli DNA-Polymerase I in entsprechender Lösung wird die Doppelstrangsynthese ausgeführt, wobei die cDNA zugleich als Template und als Primer durch Haarnadelstrukturbildung an ihrem 3'-Ende fungiert (6 Stunden bei 150C) (siehe A. Eftratiadis et al., Cell 7, 279 (1976)). Nach Phenolextraktion, Sephadex G50 Chromatographie und Äthanolpräzipitation wird die DNA in geeigneter Lösung einer Behandlung mit der Einzelstrangspezifischen Endonuklease S1 unterzogen. Dabei werden die Haarnadelstruktur, sowie nicht in Doppelstrang umgesetzte cDNA abgebaut. Nach Chloroformextraktion und Präzipitation mit Äthanol wird die Doppelstrang-DNA (dsDNA) auf einem Zuckerdichtegradienten der Grösse nach aufgetrennt. Für die folgenden Schritte des Klonierens wird bevorzugt nur dsDNA der Grösse 600 bp und mehr verwendet, um die Wahr scheinlichkeit zu steigern, dass nur Klone erhalten werden, welche die komplette codierende Sequenz für die neuen Interferone enthalten. dsDNA von mehr als 600 bp Länge wird aus dem Gradienten durch Präzipitation mit Äthanol und Auflösen in Wasser konzentriert. Um die entstandenen dsDNA-Moleküle zu vermehren, müssen diese zunächst in einem entsprechenden Vektor und anschliessend in das Bakterium E.coli eingebracht werden. Der verwendete Vektor ist vorzugsweise das Plasmid pBR322 (F. Bolivar et al., Gene 2, 95 (1977)). Dieses Plasmid besteht im wesentlichen aus einem Replikon und zwei Selektionsmarkern. Diese verleihen dem Wirt Resistenz gegen die Antibiotika Ampicillin und Tetracyclin (Ap , Tcr). Das Gen für die ss-Lactamase (Apr) enthält die Erkennungssequenz für die Restriktionsendonuklease Pstl. pBR322 kann mit PstI geschnitten werden. Die überhängenden 3'-Enden werden mit dem Enzym terminale Desoxynukleotid-Transferase (TdT) unter Vorlage von dGTP in entsprechend gepufferter Lösung verlängert. Gleichzeitig wird die dsDNA ebenfalls mit dem Enzym TdT unter Verwendung von dCTP an den 3'-Enden verlängert. Die Homopolymerenden von Plasmid und dsDNA sind komplementär und hybridisieren, wenn Plasmid DNA und dsDNA im entsprechenden Konzentrationsverhältnis und unter geeigneten Salz-, Pufferund Temperaturbedingungen gemischt werden (T. Nelson et al., Methods in Enzymology 68, 41-50 (1980)). E. coli vom Stamm"HB 101 (Genotyp F-, hsdS20 (r-B, m-B) recA13, ara-14, proA2, lacYl, galK2, rpsL20 (Smr), xyl-5, mtl-l, supE44, lambda-) wird zur Aufnahme der rekombinanten Vektor-dsDNA-Moleküle durch Waschen mit einer CaC12-Lösung vorbereitet. Kompetente E.coli HB 101 werden mit der DNA gemischt, und nach Inkubation bei 0 C wird die so erhaltene Plasmid-DNA durch Hitzeschock bei 420C für 2 Minuten transformiert (M. Dagert et al., Gene 6, 23-28 (1979)). An schliessend werden die transformierten Bakterien auf Tetracyclin-haltigen Agarplatten (10 pg pro ml) plattiert. Auf diesem Agar können nur E.coli HB 101 wachsen, die ein Vektor- oder rekombinantes Vektormolekül aufgenommen haben (Tcr). Rekombinante Vektor-dsDNA Moleküle vermitteln dem Wirt den Genotyp ApSTcr, da durch das Einbringen der dsDNA in das ss-Lactamasegen die Information für die ss-Lactamase zerstört worden ist. Die Klone werden auf Agarplatten übertragen, die 50 pg/ml Ainpicillin enthalten. Nur etwa 3 % wuchsen an, was bedeutet, dass 97 % der Klone die Insertion eines dsDNA Moleküls enthielten. Ausgehend von 0,5 ug dsDNA wurden mehr als 30000 Klone erhalten. 28600 Klone davon wurden individuell in die Näpfe von Mikrotiterplatten übertragen, die Nährmedium, 10 Rg/ml Tetracyclin und Glyzerin enthielten. Nachdem die Klone darin angewachsen waren, werden die Platten zur Aufbewahrung bei -700C gehalten (cDNA-Bibliothek). Zum Durchsuchen der cDNA-Bibliothek auf neue Interferon-Gene enthaltende Klone werden die Klone nach dem Auftauen auf Nitrozellulosefilter übertragen. Diese Filter liegen auf Tetracyclin-haltigem Nähragar. Nach dem Anwachsen der Bakterienkolonien wird die DNA der Bakterien auf dem Filter fixiert. Als Probe dient vorteilhafterweise das Insert des Klons pER33 (E. Rastl et al., Gene 21, 237-248 (1983) - siehe auch EP-A-0.115.613), das das Gen für IFN-a2-Arg enthält. Durch Nicktranslation wird dieses Stück DNA radioaktiv markiert, wobei DNA-Polymerase I, dATP, dGTP, dTTP und a-32P-dCTP verwendet wird. Die Nitrozellulosefilter werden unter geeigneten, nicht stringenten Hybridisierbedingungen ohne Zugabe der radioaktiven Probe zunächst vorbehandelt und danach ca. 16 Stunden unter Zusatz der radioaktiven Probe hybridisiert. Danach werden die Filter ebenfalls unter nicht stringenten Bedingungen gewaschen. Durch die niedrige Stringenz der Hybridisierung und Waschung werden nicht nur Interferona2-Arg-haltige Klone-erfasst, sondern auch andere Interferon-haltige Klone, deren Sequenzen beträchtlich von der der bisher bekannten Interferon-a abweichen können. Nach dem Trocknen werden die Filter auf einen Röntgenfilm exponiert. Eine Schwärzung, die deutlich über dem Niveau des Hintergrundes liegt, zeigt das Vorhandensein eines Klons mit Interferon-spezifischen Sequenzen an. Da die Radioaktivitätssignale unterschiedlicher Güte sind, werden die positiven Klone bzw. die positiv-verdächtig reagierenden Klone im Kleinmassstab angezüchtet. Die Plasmid DNA-Moleküle werden isoliert, mit der Restriktionsendonuklease PstI verdaut und auf einem Agarosegel elekrophoretisch der Grösse nach aufgetrennt (Birnboim et al., Nucl. Acid. Res. 7, 1513 (1979)). Die DNA im Agarosegel wird nach der Methode von Southern (E.M. Southern, J. Mol. Biol. 98, 503-517 (1975)) auf ein Nitrozellulosefilter übertragen. Die DNA dieses Filters wird mit der radioaktiven, IFN-Gen-haltigen, denaturierten Probe hybridisiert. Als positive Kontrolle dient das Plasmid 1F7 (hinterlegt bei der DSM unter der DSM-Nummer 2362), das das Gen für Interferon-a2-Arg enthält. Das Autoradiogramm macht deutlich, dass der Klon E76E9 und der Klon P9A2 eine Sequenz enthalten, welche unter nicht stringenten Bedingungen mit dem Gen des Interferonsa2-Arg hybridisiert. Um die dsDNA Inserts der Klone E76E9 und P9A2 näher zu charakterisieren, werden die Plasmide dieser Klone in grösserem Massstab hergestellt. Die DNA wird mit verschiedenen Restriktionsendonukleasen verdaut, so z.B. mit AluI, Sau3A, BglII, HinfI, PstI und HaeIII. Die entstehenden Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Durch Vergleich mit entsprechenden Grössenmarkern, so z.B. den Fragmenten, die durch Verdauung von pBR322 mit der Restriktionsendonuklease HinfI bzw. HaeIII entstehen, werden die Grössen der Fragmente bestimmt. Durch Kartieren nach Smith und Birnstiel (H.O. Smith et al. Nucl. Acid. Res. 3, 2387-2398 (1967)) wird die Reihenfolge dieser Fragmente bestimmt. Aus den so ermittelten Restriktionsenzymkarten (Abbildung 1 und 2) lässt sich überraschenderweise ableiten, dass es sich bei den Inserts der Klone E76E9 und P9A2 um bisher unbekannte Interferongene, nämlich um jene der omega-Interferone, handelt. Diese Information über die omega-Interferone wird benutzt, um das cDNA-Insert mit geeigneten Restriktionsendonukleasen zu verdauen. Die entstehenden Fragmente werden in die dsDNA-Form (replikative Form) des Bakteriophagen M13 mp9 ligiert (J. Messing et al., Gene 19, 269-276 (1982)) und mit der Sanger'schen Dideoxymethode sequenziert (F. Sanger et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 74, 5463-5467 (1977)). Die Einzelstrang-DNA der rekombinanten Phagen wird isoliert. Nach dem Binden eines synthetischen Oligomers werden in vier separaten Ansätzen Zweitstrangsynthesen unter Verwendung des grossen Fragments der DNA-Polymerase I aus E. coli (Klenow Fragment) durchgeführt. Zu jeder der vier Teilreaktionen wird eines der vier Didesoxynukleosidtriphosphate (ddATP, ddGTP, ddCTP, ddTTP) zugegeben. Das führt zu statistisch verteilten Kettenabbrüchen an jenen Stellen, an denen sich in der Template-DNA die zu dem jeweiligen Didesoxynukleosidtriphosphat komplementäre Base befindet. Ausserdem wird zu sätzlich radioaktiv markiertes dATP verwendet. Nach Beendigung der Synthesereaktionen werden die Produkte denaturiert, und die Einzelstrang-DNA-Fragmente der Grösse nach in einem denaturierenden Polyacrylamidgel getrennt (F. Sanger et al., FEBS Letters 87, 107-111 (1978)). Danach wird das Gel auf einen Röntgenfilm exponiert. Aus dem Autoradiogramm lässt sich die DNA-Sequenz des rekombinanten M13 Phagen ablesen. Die Sequenzen der Inserts der verschiedenen rekombinanten Phagen werden mittels geeigneter Computerprogramme verarbeitet (R. Staden, Nucl. Acid. Res. 10, 4731-4751 (1982)). Abbildung 1 und 2 zeigen die Strategie des Sequenzierens. Abbildung 3 zeigt die DNA-Seuenz des Inserts des Klons P9A2, Abbildung 4 die des Klons E76E9. Der nicht kodierende DNA-Strang ist in 5'- > 3' Richtung gezeigt, zusammen mit der daraus abzuleitenden Aminosäuresequenz. Die isolierte cDNA des Klons E76E9 für omega(Glu)-Interferon ist 858 Basenpaare lang und besitzt eine 3' nicht translatierte Region. Die Region, die für reifes omega(Glu)-Interferon kodiert, reicht von dem Nukleotid 9 bis zum Nukleotid 524. Die isolierte cDNA des Klons P9A2 für omega(Gly)-Interferon ist 877 Basenpaare lang, wobei die für reifes omega Interferon kodierende Sequenz von dem Nukleotid 8 bis zum Nukleotid 523 reicht. Die 3' nicht translatierte Region reicht im Fall des P9A2 bis zum poly-A-Abschnitt. Die für reifes omega-Interferon kodierenden DNA-Sequenzen sind in den Klonen E76E9 und P9A2 komplett enthalten. Sie beginnen am N-terminalen Ende mit den Aminosäuren Cystein Asparaginsäure-Leucin. Überraschenderweise sind die beiden reifen omega-Interferone 172 Aminosäuren lang, was deutlich von der Länge von den bisher bekannten Interferonen, z.B. 166 (bzw. 165) Aminosäuren bei a-Interferonen abweicht. Überraschenderweise besitzen die beiden omega-Interferone eine potentielle N-Glykosylierungsstelle an der Aminosäureposition 78 (Asparagin-Methionin-Threonin). Ein Vergleich der DNA der Klone E76E9 und P9A2 zeigt einen Unterschied. Das für die Aminosäure 111 kodierende Triplett im Klon E76E9 ist GAG und kodiert für Glutaminsäure, während dieses Triplett im Klon P9A2 GGG ist, und für Glycin kodiert. Die beiden omega-Interferon-Proteine unterscheiden sich daher in einer Aminosäure und werden mit omega (Glu) - Interferon (E76E9) und omega(Gly)-Interferon (P9A2) bezeichnet. Der Vergleich der beiden omega-Interferone mit den bisher bekannten menschlichen a-Interferon Subtypen ergibt folgendes Bild: EMI13.1 <tb> <SEP> omega <SEP> alpha <tb> <SEP> Länge <SEP> des <SEP> Proteins <tb> <SEP> in <SEP> Aminosäuren <SEP> I <SEP> 172 <SEP> 166 <tb> <SEP> potentielle <SEP> N-Glyko <tb> <SEP> sylierungssstelle <SEP> an <tb> Position <SEP> 78 <SEP> j <SEP> <SEP> - <SEP> (++) <tb> +) Interferon alpha A besitzt nur 165 Aminosäuren ++) Interferon alpha H besitzt eine potentielle N-Glykosy lierungsstelle an Position 75 (D. Goeddel et al., Nature 290, 20-26 (1981)). E. coli HB 101 mit dem Plasmid E76E9 und E. coli 101 mit dem Plasmid P9A2 sind bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen (DSM Göttigen) unter der Nummer DSM 3003 respektive DSM 3004 am 3. Juli 1984 hinterlegt worden. Zum Beleg, dass die neu aufgefundenen Klone eine Interferon-ähnliche-Aktivität produzieren, wird beispielsweise der Klon E76E9 kultiviert und das Lysat des Bakteriums nach dessen Wachstum in einem Plaque-Reduktions-Test überprüft. Das Bakterium produzierte erwartungsgemäss Interferon-ähnliche Aktivität (siehe Beispiel 3). Ferner wurde zum Beleg, dass es sich bei den beiden neuaufgefundenen Interferonen um Mitglieder einer neuen Interferonfamilie handelt, die gesamte DNA aus Namalwa-Zellen isoliert und mit verschiedenen Restrictionsendonucleasen verdaut. Hierdurch kann die Anzahl der Gene, welche durch die cDNA's der Klone P9A2 und E76E9 codiert werden, abgeschätzt werden. Hierzu werden die erhaltenen DNA-Fragmente an Agarosegel nach der Methode von Southern (E.M. Southern et al., J. Mol. Biol. 98, 503-517 (1975)) aufgetrennt, auf Nitrocellulose Filter gebracht und unter relativ strengen Bedingungen mit radioaktiv markierter spezifischer DNA des Klons P9A2 hybridisiert. Die nach der Hybridisierung mit DNA's aus dem Plasmid P9A2 und pER33 erhaltenen Ergebnisse werden in Abbildung 5a dargestellt: Hierbei sind die einzelnen Spuren mit Buchstaben gekennzeichnet, die die verschieden verdauten DNA-Proben anzeigen (E =EcoRI, H=HindIII, B=BamHI, S=SphI, P=PstI, C=ClaI). Die linke Hälfte des Filters wurde mit der Interferon-a-Gen Probe t"A") und die rechte Hälfte mit dem cDNA-Insert des Klons P9A2 (wo") hybridisiert. Der Satz der Banden, die entweder mit der a-Interferon-Gen-Probe oder mit der neuen Interferon-Gen-Probe hybridisieren, ist verschieden. Bei den zwei verschiedenen Proben konnte keine Kreuzhybridisierung festgestellt werden, wenn man die entsprechenden Spuren beurteilt. In Abbildung 5b ist die cDNA des Klons P9A2 und das für die Hybridisierung benützte Fragment abgebildet. Die Schnittstellen einiger Restrictions-Enzyme sind dargestellt (P=PstI, S=Sau3A, A=AluI). Die Probe umfasst nur zwei der möglichen drei PstI-Fragmente. Das Hybridisierungsmuster zeigt nur ein hybridisierendes Fragment mit ungefähr 1300 Basenpaaren (bp), welches zu dem homologen Gen gehört. Das kleinere 120 bp lange Fragment war vom Gel ausgelaufen. Die dem 5'-Teil des Gens zugehörige Bande kann nicht entdeckt werden, da die Probe diese Region nicht enthält. Mindestens 6 verschiedene Banden können in dieser PstI-Spur entdeckt werden. Dies bedeutet, dass einige andere Gene, die mit den neuen Sequenzen verwandt sind, in dem menschlichen Genom vorhanden sein müssen. Sollten in diesen Genen eine oder mehrere PstI-Schnittstellen vorhanden sein, so kann erwartet werden, dass noch mindestens 3 zusätzliche Gene isoliert werden können. Diese Gene können vorzugsweise mittels Hybridisierung aus einer menschlichen Gen-Bibliothek, die in einem Plasmid-Vektor, Phagen-Vektor oder Cosmid-Vektor enthalten sind, isoliert werden (siehe Beispiel 4e). An dieser Stelle sei erwähnt, dass es sich bei den erfindungsgemässen omega-Interferonen nicht nur um die zwei reifen Interferone, die im einzelnen beschrieben sind, handelt, sondern ebenfalls um jedwede Modifikation dieser Polypeptide, die die IFN-omega-Aktivität unbeeinflusst lässt. Diese Modifikationen beinhalten z.B. Verkürzung des Moleküls am N- oder C-terminalen Ende, Austausch von Aminosäuren durch andere Reste, wodurch die Aktivität nicht wesentlich verändert wird, chemische oder biochemische Bindungen des Moleküls an andere Moleküle, die inert oder aktiv sind. Bei den letztgenannten Modifikationen kann es sich beispielsweise um Hybridmoleküle aus einem oder mehreren omega-Interferonen und/oder bekannten a- oder ss-Interferonen handeln. Um die Unterschiede der Aminosäure- und Nukleotidsequenzen der neuen Interferone, insbesondere des omega(Gly)- und des omega(Gly)-Interferons, im Vergleich zu den bereits für die a-Interferone und für das ss-Interferon publizierten Aminosäure- und Nukleotidsequenzen (C. Weissmann et al., Phil. Trans. R. Soc. London 299, 7-28 (1982); A. Ullrich et al., J. Molec. Biol. 156, 467-486 (1982);, T.Taniguchi et al., Proc. Nat. Acad. Sci. 77, 4003-4006 (1980); K. Tokodoro et al., EMBO J. 3, 669-670 (1984)) vergleichen zu können, werden die entsprechenden Sequenzen paarweise angeordnet und die Unterschiede an einzelnen Positionen gezählt. Aus den in der Abbildung 7 dargestellten Ergebnissen geht hervor, dass die DNA-Sequenzen der Klone P9A2 und E76E9 verwandt sind mit den Sequenzen der Typ I Interferone (z.B. a- und ss-Interferone). Andererseits wird dargestellt, dass die Unterschiede der Aminosäuresequenzen zwischen den einzelnen a-Interferonen und den neuen Sequenzen grösser als 41,6 % und kleiner als 47,0 % sind. Die Unterschiede zwischen den neuen Sequenzen sowie denen der einzelnen a-Interferone und der des ss-Interferons liegt in der Grössenordnung von ungefähr 70 %. Unter Berücksichtigung der Ergebnisse des Beispiels 4, in welchem die Existenz eines ganzen Satzes verwandter Gene belegt wird, und unter Berücksichtigung der vorgeschlagenen Nomenklatur für die Interferone (J. Vilceck et al., J. Gen. Virol. 65, 669-670 (1984)) wird angenommen, dass die cDNA-Inserte der Klone P9A2 und E76E9 für eine neue Klasse der Typ I-Interferon codieren, welche als Interferon-omega bezeichnet werden. Desweiteren wird belegt, dass die omega-Interferon-Gen Expression analog der von einem Interferon-TypI-Gen erfolgt. Hierzu wird die Transkription der einzelnen Mitglieder der Multigenfamilien der a- und omega-Interferone basierend auf der S1-Mapping-Methode (A.J. Berk et al., Cell 12, 721 (1977)) untersucht (siehe Beispiel 7) und gezeigt, dass die Expression omega-l-mRNA virusinduzierbar ist. Da sich die Transkripte einer solchen Genfamilie nur durch einige wenige Basen von ungefähr 1000 unterscheiden, ist die Hybridisierung allein kein genug empfindliches Unterscheidungsmerkmal, um die verschiedenen IFN mRNA's zu unterscheiden. Hierzu werden die mRNA-Sequenzen von 9 a-Interferonen, von Interferon-omega-l und von ss-Interferon dargestellt. Mit Grossbuchstaben sind hierbei diejenigen Basen gekennzeichnet, welche für die oberste Sequenz spezifisch sind. Solche spezifischen Stellen können leicht durch ein triviales Computer-Programm gefunden werden. Eine Hybridisierungsprobe, welche von einer spezifischen Stelle ausgeht, kann nur mit der mRNA eines bestimmten Subtyps perfekt hybridisieren. Alle übrigen mRNA's können nicht an der spezifischen Stelle des Subtyps hybridisieren. Wenn die Hybridisierungsprobe an ihrem spezifischen 5'-Ende radioaktiv markiert ist, sind nur jene radioaktiven Markierungen gegen Verdauungen mit einer Einzelstrang-spezifischen Nuclease (vorzugsweise Sl-Nuclease) geschützt, welche mit der Interferon-Subtyp-mRNA, für welche die Probe konstruiert worden war, hybridisiert haben. Dieses Prinzip ist nicht auf Interferon beschränkt, dieses kann vielmehr auf jede Gruppe bekannter Sequenzen, die die in Abbildung 8 beschriebenen spezifischen Stellen aufweisen, angewendet werden. Die oben erwähnten spezifischen Stellen der Subtypen sind in den meisten Fällen keine Restriction-Stellen, so dass das Schneiden der cDNA's mit Restrictions-Endonucleasen nicht dazu geeignet ist, Subtyp-spezifische Hybridisierungsproben herzustellen. Die in diesem Beispiel benutzten Proben sind daher durch Erweiterung eines am 5'-Ende radioaktiv markierten Oligonucleotids, welches complementär zu der mRNA von Interferon-omegal oberhalb der spezifischen Stelle ist, hergestellt worden. Aus Abbildung 10 geht hervor, dass erwartungsgemäss omega-lmRNA in Namalwa- und NC37-Zellen induzierbar ist. Gegenstand der Erfindung sind daher nicht nur Gen-Sequenzen, die spezifisch für die angegebenen omega-Interferone codie- ren, sondern ebenfalls Modifikationen, die leicht und routinemässig durch Mutation, Abbau, Transposition oder Addition erhalten werden können. Jede Sequenz, die für die beschriebenen humanen omega-Interferone codiert (d.h. die das biologische Aktivitätsspektrum aufweist, das hier beschrieben ist) und im Vergleich mit den gezeigten degeneriert ist, ist ebenfalls eingeschlossen; Fachleute auf diesem Gebiet sind in der Lage, DNA-Sequenzen der codierenden Regionen zu degenerieren. Ebenso ist jede Sequenz, die für ein Polypeptid mit dem Aktivitätsspektrum des IFN-omega codiert, und die mit den gezeigten Sequenzen (oder Teilen davon) unter stringenten Bedingungen hybridisiert (beispielsweise Bedingungen, die für mehr als 85 %, bevorzugt mehr als 90 % Homologie selektieren) beinhaltet. Die Hybridisierungen werden in 6 x SSC/5 x Denhardt's Lösung/0,l % SDS bei 650C durchgeführt. -Der Grad der Stringenz wird im Waschschritt festgelegt. So sind für eine Selektionierung auf DNA-Sequenzen mit ca. 85 % oder mehr Homologie die Bedingungen 0,2 x SSC/0,01 %, SDS/650C und für eine Selektionierung auf DNA-Sequenzen mit ca. 90 % oder mehr Homologie die Bedingungen 0,1 x SSC/0,01 % SDS/650C geeignet. Beim Durchsuchen einer Cosmid-Bibliothek unter diesen Bedingungen (0.2 x SSC) erhält man einige mit einer IFN-omegal Probe hybridisierende Cosmide. Die Sequenzanalyse von daraus isolierten Restriktionsenzymfragmenten ergibt das authentische IFN-omegal Gen (siehe Abbildung 11), sowie drei weitere, dazu verwandte Gene, die als IFN-pseudo-omega2 IFN-pseudo-omega3 und IFN-pseudo-omega4 (siehe Abbildungen 12-14) bezeichnet wurden. Diese sind ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung sowie die durch sie codierten Peptide. Dieser Gegenstand wird in den Ansprüchen 43 bis 52 gekennzeichnet. Die DNA-Vergleiche ergeben eine rund 85%ige Homoogie der Pseudogene zum IFN-omegal-Gen (Interferon-omega-eins-Gen). Desweiteren zeigt das IFN-omegal Gen, dass bei der Transkription die' mRNA die Information für ein funktionelles Interferonprotein beinhaltet, d.h., es wird ein 23 Aminosäure langes Signalpeptid der Formel Met Ala Leu Leu Phe Pro Leu Leu Ala Ala Leu Val Met Thr Ser Tyr Ser Pro Val Gly Ser Leu Gly codiert, das vom reifen 172 Aminosäuren langen IFN-omegal gefolgt wird. Interferon-omega-Gene können unter Bedingungen in jeden Organismus eingebracht werden, die zu hohen Ausbeuten führen. Geeignete Wirte und Vektoren sind dem Fachmann bestens bekannt; als Beispiel sei auf die EP-A-0.093.619 hingewiesen. Insbesondere sind Prokaryoten für die Expression bevorzugt. Beispielsweise ist E. coli K 12, Stamm 294 (ATCC No. 31 446) geeignet. Andere Stämme, die geeignet sind, beinhalten E. coli X1776 (ATCC Nr. 31.537). Ebenso wie die vorerwähnten Stamme können auch E. coli W 3110 (F , Lambda , Prototroph, ATCC Nr. 27325), Bazillen wie Bacillus subtilis, und andere Enterobacteriaceae, wie Salmonella typhimurium oder Serratia marcensens und verschiedene Pseudomonaden verwendet werden. Im allgemeinen können Plasmid-Vektoren, die Replikon und Kontrollsequenzen, die aus Spezies stammen, die kompatibel mit den Wirtszellen sind, enthalten, in Verbindung mit diesen Wirten verwendet werden. Der Vektor trägt üblicherweise neben einer Replikationsstelle Erkennungssequenzen, die es ermöglichen, die transformierten Zellen phenotypisch zu selektieren. Zum Beispiel wird E. coli üblicherweise mit pBR322 transformiert, ein Plasmid, das aus E. coli Spezies stammt (Bolivar, et al., Gene 2, 95 (1977)). pBR322 enthält Gene für Ampicillin- und Tetracyclin-Resistenz und liefert damit einfache Mittel, transformierte Zellen zu identifizieren. Das pBR322-Plasmid oder auch andere Plasmide müssen ausserdem von sich aus Promotoren enthalten oder müssen dahingehend so modifiziert sein, dass sie Promotoren enthalten, die vom mikrobiellen Organismus zur Expression ihrer eigenen Proteine verwendet werden können. Die Promotoren, die am häufigsten bei der Herstellung rekombinanter DNA verwendet werden, beinhalten die Beta-Lactamase (Penicillinase) und Lactose-Promotor-Systeme (Chang et al., Nature 275, 615 (1978); Itakura et al., Science 198, 1056 (1977); Goeddel et al., Nature 281, 544 (1979)) und Tryptophan(trp) Promotor Systeme (Goeddel et al., Nucleic Acids Res. 8, 4057 (1980); EP-A-0.036.776). Während die erwähnten die gebräuchlichsten Promotoren sind, sind darüber hinaus auch andere mikrobielle Promotoren entwickelt und benutz worden. Die Gen-Sequenz für IFN-omega kann beispielsweise unter der Kontrolle des Leftward-Promotors des Bakteriophagen Lambda (PL) eingesetzt werden. Dieser Promotor ist einer der als besonders stark bekannten Promotoren, der steuerbar ist. Die Steuerung wird möglich durch den Lambda-Repressor, von dem benachbarte Restriktionsschnittstellen bekannt sind. Ein temperaturempfindliches Allel dieses Repressor-Gens kann in einem Vektor, der eine vollständige IFN-omega-Sequenz enthält, eingefügt werden. Wird die Temperatur auf 420C erhöht, wird der Repressor inaktiviert und der Promotor bis zu seiner maximalen Konzentration exprimiert. Die Summe der mRNA, die unter diesen Bedingungen produziert wird, sollte ausreichend sein, um eine Zelle zu erhalten, die unter ihren neuen synthetischen Ribonukleinsäuren ungefähr 10 % enthält, die von dem PL-Promotor stammt. Auf diese Weise ist es möglich, eine Clon-Bank zu etablieren, in der eine funktionelle IFN-omega-Sequenz in Nachbarschaft zu einer Ribosom Bindungsstelle plaziert wird in variierenden Abständen zu dem Lambda-PL-Promotor. Diese Klone können dann überprüft und der mit der höchsten Ausbeute selektiert werden. Die Expression und Translation einer IFN-omega-Sequenz kann auch unter Kontrolle anderer Regulationssysteme, die als "homolog" zu dem Organismus in seiner untransformierten Form gelten können, ablaufen. So enthält z.B. chromosomale DNA von einem Lactose-abhängigen E. coli ein Lactose oder Lac-Operon, der durch Ausschüttung des Enzyms Beta-Galactosidase den Lactose-Abbau ermöglicht. Die Lac-Kontrollelemente können aus dem Bacteriophagen Lambda-plac5, der infektös für E. coli ist, erhalten werden. Das Lac-Operon des Phagen kann durch Transduktion aus derselben Bakterien-Spezies stammen. Regulationssysteme, die bei dem erfindungsgemässen Verfahren Verwendung finden können, können aus plasmidischer DNA stammen, die dem Organismus eigen ist. Das Lac-Promotor-Operator-System kann durch IPTG induziert werden. Andere Promotor-Operator-Systeme oder Teile hiervon können genausogut verwendet werden: beispielsweise Arabinose-Operator, Colicine E1-Operator, Galactose-Operator, alkalischer Phosphatase-Operator, trp-Operator, Xylose-A-Operator, tac Promotor u.ä.. Zusätzlich zu Prokaryoten können auch eukaryotische Mikroorganismen, wie Hefekulturen verwendet werden Saccharomyces cerevisiae ist die am meisten verwendete unter den eukaryotischen Mikroorganismen, obwohl eine Anzahl anderer Spezies allgemein erhältlich ist. Zur Expression in Saccharomyces wird beispielsweise das Plasmid YRp7 (Stinchcomb et al. Natur 282, 39 (1979); Kingsman et al., Gene 7, 141 (1979); Tschumper et al., Gene 10, 157 (1980)) und das Plasmid YEp 13 (Bwach et al., Gene 8, 121-133 (1979)) üblicherweise verwendet. Das Plasmid YRp7 enthält das TRPl-Gen, das eine Selektionierungsmarkierung für eine Hefemutante, die unfähig ist, in trypthophanhaltigem Medium zu wachsen, bereitstelt; beispielsweise ATCC Nr. 44076. Das Vorhandensein des TRP1 Schadens als Charakteristikum des Hefe-Wirts Genoms stellt dann ein wirksames Hilfsmittel dar, um die Transformation nachzuweisen, indem ohne Tryptophan kultiviert wird. Ganz ähnlich verhält es sich bei dem Plasmid YEpl3, das das Hefe-Gen LEU 2, das zur Ergänzung einer LEU-2-minus-Mutante verwendet werden kann, enthält. Geeignete Promotor-Sequenzen für Hefe Vektoren beinhalten die 5'-flankierende Region der Gene des ADH I (Ammerer G., Methods of Enzymology 101, 192-201 (1983)), 3-Phosphoglycerate-Kinase (Hitzeman et al., J. Biol. Chem. 255, 2073 (1980)) oder andere glykolytische Enzyme (Kawaski und Fraenkel, BBRC 108, 1107-1112 (1982)) wie Enolase, Glyceraldehyd-3-phosphat, Dehydrogenase, Hexokinase, Pyruvat, Decarboxylase, Phosphofructokinase, Glucose-6-Phosphat Isomerase, Phosphoglucose-Isomerase und -Glucokinase. Bei der Konzentration geeigneter Expres- sions Plasmide können die mit diesen Genen assoziierten Terminationssequenzen ebenfalls in den Expressions-Vektor am 3'-Ende der zu exprimierenden Sequenz eingesetzt werden, um Polyadenylierung und Termination der mRNA vorzusehen. Andere Promotoren, die zudem noch den Vorteil der durch Wachstumsbedingungen kontrollierten Transkription besitzen, sind die Promotor-Regionen der Gene für Alkohol-Dehydrogenase-2, Isocytochrom C, Saure-Phosphatase abbauende Enzyme, die mit dem Stickstoff-Metabolismus gekoppelt sind, die oben erwähnte Glyceraldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase und Enzyme, die für die Verarbeitung von Maltose und Galaktose verantwortlich sind. Promotoren, die durch den Hefe Mating Typ Locus reguliert werden, beispielsweise Promotoren der Gene BARI, MFal, STE2, STE3, STES können bei temperaturregulierten Systemen durch die Verwendung von temperaturabhängigen siv Mutationen eingesetzt werden. (Rhine PH.D. in Thesis, University of Oregon, Eugene, Oregon (1979), Herskowitz and Oshima, The Molecular Biology of the Yeast Saccharomyces, part I, 181-209 (1981), Cold Spring Harbor Laboratory). Diese Mutationen beeinflussen die Expression der ruhenden Mating Typ Kassetten von Hefen und dadurch indirekt die Mating Typ abhängigen Promotoren. Generell ist jedoch jeder Plasmid Vektor, der einen Hefe-kompatiblen Promotor, originäre Replikations- und Terminationssequenzen enthält, geeignet. Zusätzlich zu Mikroorganismen sind Kulturen multizellulärer Organismen ebenfalls geeignete Wirtsorganismen. Im Prinzip ist jede dieser Kulturen einsetzbar, ob von Wirbeltier- oder wirbellosen Tierkulturen. Grösstes Interesse besteht jedoch an Wirbeltier-Zellen, so dass die Vermehrung von Wirbeltierzellen in Kultur (Gewebe-Kultur) in den letzten Jahren zu einer routinemässigen Methode wurde (Tissue, Culture, Academic Press, Kruse and Patterson, Editors (1973)). Beispiele solcher nützlichen Wirtszellinien sind VERO- und HeLa-Zellen, Goldhamster-Eierstock (CHO)-Zellen und W138, BHK, COS-7 und MDCK-Zellinien. Expressionsvektoren für diese Zellen enthalten üblicherweise (wenn nötig) eine Replikationsstelle, einen Promotor, der vor dem zu exprimierenden Gen lokalisiert ist, gemeinsam mit jeder notwendigen Ribosomenbindungsstelle, RNA-Splicing-Stelle, Polyadenylierungsstelle und transkriptionelle Terminations-Sequenzen. Bei der Verwendung in Säugetier zellen werden die Kontrollfunktionen auf den Expressions-Vektoren oftmals aus viralem Material vorgesehen. Beispielsweise stammen die üblicherweise verwendeten Promotoren aus Polyoma Adenovirus 2, und besonders häufig aus Simian Virus 40 (SV 40). Die frühen und späten Endpromotoren des SV 40 sind besonders nützlich, da beide leicht aus dem Virus als Fragment zu erhalten sind, das auch noch die virale Replikationsstelle des SV 40 enthält. (Fiers et al., Nature 273, 113 (1978)). Auch können kleinere oder grössere Fragmente des SV 40 verwendet werden, vorausgesetzt, sie enthalten die annähernd 250 bp lange Sequenz, die von der HindIII Schnittstelle bis zur Bgl 1 Schnittstelle in der viralen Replikationsstelle reicht. Ausserdem ist es ebenfalls möglich und oft empfehlenswert, Promotor- oder Kontroll-Sequenzen zu verwenden, die normalerweise mit den gewünschten Gensequenzen verknüpft sind, vorausgesetzt, diese Kontroll-Sequenzen sind kompatibel zu den Wirtszellsystemen. Eine Replikationsstelle kdnn entweder durch entsprechende Vektorkonstruktion vorgesehen werden, um eine exogene Stelle einzubauen, beispielsweise aus SV 40 oder anderen viralen Quellen (z.B. Polyoma, Adeno, VSV, PBV, etc.) oder kann durch die chromosomalen Replikationsmechanismen der Wirtszelle vorgesehen werden. Wird der Vektor in das Wirtszellenchromosom integriert, reicht die zuletztgenannte Massnahme meistens aus. Die Gene können jedoch vorzugsweise in einem Expressions Plasmid pER103 (E. Rastl-Dworkin et al., Gene 21, 237-248 (1983) und EP-A-0.115-613 - hinterlegt bei der DSM unter der Nummer DSM 2773 am 20. Dezember 1983) exprimiert werden, da dieser Vektor alle Regulationselemente enthält, die zu einer hohen Expressionsrate der klonierten Gene führen. Erfindungsgemäss wurde also in dem Plasmid pBR322 das plasmideigene kürzere EcoRI/BamHI-Fragment durch die DNA- Sequenz der Formel EcoRI Sau3A gaattcacgctGATCGCTAAAACATTGTGCAAAAAGAGGGTTGACTTTGCCTTCGCGA 59 mRNA-Start Met ACCAGTTAAC TAGTAC AC AAGTTCAC GGCAACGGTAAGGAGGTTTAAGCTTAAAG ATG 116 RBS HindIII Cys Asp EMI24.1 ersetzt. Um das erfindungsgemässe Ziel zu erreichen, wird gemäss Abbildung 6 beispielsweise wie folgt verfahren: I. Herstellung der hierfür erforderlichen einzelnen DNA Fragmente: Fragment a Zur Herstellung des Fragments a) wird ein Plasmid, das ein Gen für IFN-omega enthält, z.B. das Plasmid P9A2, mit der Restrictionsendonuclease AvaII verdaut. Nach Chromatographie und Reinigung des erhaltenen cDNA-Inserts wird dieses mit den Restrictionsendonucleasen NcoI und AluI zweifach weiterverdaut und anschliessend mittels Chromatographie und Elektroelution isoliert. Dieses Fragment enthält den grössten Teil des entsprechenden omega-Interferon-Gens. So weist beispielsweise das omega(Gly)-Interferon-Gen des Klons P9A2 folgende Struktur auf: EMI25.1 20 25 30 Val Leu Leu His Gln Met Arg Arg Ile Ser Pro Phe Leu Cys Leu GTG CTT CTG CAC CAA ATG AGG AGA ATC TCC CCT TTC TTG TGT CTC 73 35 40 45 Lys Asp Arg Arg Asp Phe Arg Phe Pro Gln Glu Met Val Lys Gly AAG GAC AGA AGA GAC TTC AGG TTC CCC CAG GAG ATG GTA AAA GGG 118 50 55 60 Ser Gln Leu Gln Lys Ala His Val Met Ser Val Leu His Glu Met AGC CAG TTG CAG AAG GCC CAT GTC ATG TCT GTC CTC CAT GAG ATG 163 65 70 - 75 Leu Gln Gln Ile Phe Ser Leu Phe His Thr Glu Arg Ser Ser Ala CTG CAG CAG ATC TTC AGC CTC TTC CAC ACA GAG CGC TCC TCT GCT 208 80 85 90 Ala Trp Asn Met Thr Leu Leu Asp Gln Leu His Thr Gly Leu His GCC TGG AAC ATG ACC CTC CTA GAC CAA CTC CAC ACT GGA CTT CAT 253 95 100 105 Gln Gln Leu Gln His Leu Glu Thr Cys Leu Leu Gln Val Val Gly CAG CAA CTG CAA CAC CTG GAG ACC TGC TTG CTG CAG GTA GTG GGA 298 110 115 120 Glu Gly Glu Ser Ala Gly Ala Ile Ser Ser Pro Ala Leu Thr Leu GAA GGA.GAA TCT GCT GGG GCA ATT AGC AGC CCT GCA CTG ACC TTG 343 125 130 135 Arg Arg Tyr Phe Gln Gly Ile Arg Val Tyr Leu Lys Glu Lys Lys AGG AGG TAC TTC CAG GGA ATC CGT GTC TAC CTG AAA GAG AAG AAA 388 140 145 150 Tyr Ser Asp Cys Ala Trp Glu Val Val Arg Met Glu Ile Met Lys TAC AGC GAC TGT GCC TGG GAA GTT GTC AGA ATG GAA ATC ATG AAA 433 155 160 165 Ser Leu Phe Leu Ser Thr Asn Met Gln Glu Arg Leu Arg Ser Lys TCC TTG TTC TTA TCA ACA AAC ATG CAA GAA AGA CTG AGA AGT AAA 478 170 Asp Arg Asp Leu Gly Ser Ser GAT AGA GAC CTG GGC TCA TCT TGAAATGATTCTCATTGATTAATTTGCCATA 530 TAAC AC TTGCACATGTGAC TCTGGTCAATTCAAAAGAC TCTTATTTCGGC TTTAATCAC 589 AGAATTGACTGAATTAGTTCTGCAAATACTTTGTCGGTATATTAAGCCAGTATATGTTA 648 <RTI ID=26.4> AAAAGACTTAGGTTCAGGGGCATCAGTCCCTAAGATGTTATTTATTTTTACTCATTTAT 707 TTATTCTTACATTTTATCATATTTATACTATTTATATTCTTATATAACAAATGTTTGCC 766 TTTACATTGTATTAAGATAACAAAACATGTTCAG°t 802 AluI Fragment b: Zur Herstellung des Fragments b) wird das Plasmid P9A2 mit der Restrictionsendonuclease AvaII verdaut. Nach Chromatographie und Reinigung des erhaltenen cDNA-Inserts wird dieses mit der Restrictionsendonuclease Sau3A weiterverdaut und das gewünschte 189bp lange Fragment mittels Chromatographie und Elektroelution isoliert. Dieses waist folgende Struktur auf: EMI27.1 20 25 30 Val Leu Leu His Gln Met Arg Arg Ile Ser Pro Phe Leu Cys Leu GTG CTT CTG CAC CAA ATG AGG AGA ATC TCC CCT TTC TTG TGT CTC 87 35 40 45 Lys Asp Arg Arg Asp Phe Arg Phe Pro Gln Glu Met Val Lys Gly AAG GAC AGA AGA GAC TTC AGG TTC CCC CAG GAG ATG GTA AAA GGG 132 50 55 60 Ser Gln Leu Gln Lys Ala His Val Met Ser Val Leu His Glu Met ACG CAG TTG CAG AAG GGC CAT GTC ATG TCT GTC CTC CAT GAG ATG 177 EMI27.2 Fragment c Zur Herstellung des Fragments c) wird das Plasmid pER33 (siehe E. Rastl-Dworkin et al., Gene 21, 237-248 (1983) und EP-A-0.115.613) mit den Restrictionsenzymen EcoRI und PvuII zweifach verdaut. Das nach Agarosegel-Fraktionierung und Reinigung erhaltene 389bp lange Fragment, welches den Trp Promotor, die ribosomale Bindungsstelle und das Startcodon enthält, wird anschliessend mit Sau3A verdaut. Das gewünschte 108bp lange Fragment erhält man durch Agarosegel-Elektrophorese, Elektroelution und Elutip-Säulenreinigung. Dieses weist folgende Struktur auf: EMI28.1 smRNA-Start Met ACCAGTTAACTAGTACACAAGTTCACGGCAACGGTAAGGAGGTTTAAGCTTAAAG ATG 116 RBS HindIII Cys Asp TGT gat c 123 Sau3A Ligierung der Fragmente b und c: Die Fragmente b und c werden mit T4-Ligase ligiert und nach Zerstörung des Enzyms mit HindIII geschnitten. Dieses ligierte Fragment weist folgende Struktur auf: HindIII Sau3A NcoI EMI28.2 ACACCTTGGT GCTTCTGCAC CAAATGAGGA GAATCTCCCC TTTCTTGTGT 100 CTCAAGGACA GAAGAGACTT CAGGTTCCCC CAGGAGATGG TAAAAGGGAG 150 CCAGTTGCAG AAGGCCCATG TCATGTCTGT CCTCCATGAG ATGCTGCAGC 200 EMI28.3 Alternativ kann dieses für die Herstellung des Plasmids pRHW10 notwendige DNA-Fragment auch durch die Verwendung von zwei synthetisch hergestellten Oligonukleotiden erzeugt werden: Das Oligonukleotid der Formel 5' -AGCTTAAAGATGTGT-3' bleibt an seinem 5'-Ende dephosphoryliert. Das Oligonukleotid der Formel 5'-GATCACACATCTTTA-3' wird mittels der T4-Polynukleotidkinase und ATP am 5'-Ende kinasiert. Beim Hybridisieren beider Oligonukleotide erhält man folgendes kurzes DNA-Fragment: 5'-AGCTTAAAGATGTGT 3' 3'- ATTTCTACACACTAGp 5' Es entsteht dadurch an einem Ende der für HindIII typische 5'-Überhang und am anderen Ende der für Sau3A typische 5'-Überhang. Das Fragment b) wird unter Verwendung von Kalbsdarmphosphatase dephosphoryliert. Fragment b) und das oben beschriebene Fragment werden zusammengebracht und mittels T4-Ligase miteinander verbunden. Da die Ligase mindestens ein 5'-Phosphat-hältiges Ende benötigt, können nur das synthetische DNA-Stück mit Fragment b) oder aber 2 synthetische Fragmente an ihren Sau3A-Enden verknüpft werden. Da sich die beiden resultierenden Fragmente in ihrer Länge unterscheiden, können sie durch selektive Isopropanolfällung getrennt werden. Das so gereinigte Fragment wird mittels T4-Polynukleotidkinase und ATP phosphoryliert. II. Herstellung der Expressionsplasmide a) Herstellung des Plasmids pRHW10: Man linearisiert das Expressionsplasmid pER103 (E. Rastl Dworkin et al., Gene 21, 237-284 (1983) und EP-A-0.115.613 hinterlegt bei der DSM unter der DSM-Nummer 2773) mit Hindill und behandelt anschliessend mit Kalbsdarmphosphatase. Nach Isolierung und Reinigung der so erhaltenen DNA wird diese dephosphoryliert und anschliessend mit ligierten Fragmenten b und c (nach deren HindIII-Verdauung) ligiert. Anschliessend wird E. coli HB 101 mit der erhaltenen Ligierungsmischung transformiert und auf LB-Agar plus 50 pg/ml Ampicillin kultiviert. Das die gewünschte Struktur aufweisende Plasmid erhielt die Bezeichnung pRBW 10 (siehe Abbildung 6), welches nach seiner Replication als Zwischenprodukt zur Herstellung von weiteren Plasmiden diente. b) Herstellung des Plasmids pRHW12: Zu dem mit BamHI geschnittenem Plasmid pRHR10 gibt man das Klenow-Fragment der DNA-Polymerase I und die 4 Deoxynucleosidtriphosphate. Das nach Inkubation erhaltene linearisierte, mit stumpfen Enden versehene Plasmid wird gereinigt und anschliessend mit NcoI geschnitten. Das grössere Fragment, welches mittels Agarosegel-Elektrophorese, Elektroelution und Elutip-Reinigung gewonnen wird, wird mit dem Fragment a li- giert. Anschliessend wird die Ligierungsmischung mit E. coli HB 101 transformiert und auf LB-Agar plus 50 pg/ml Ampicillin kultiviert. Das die gewünschte Struktur aufweisende Plasmid erhielt die Bezeichnung pRlMl2 (siehe Abbildung 6), welches das gewünschte omega(Gly)-Interferon exprimiert. Beispielsweise enthält 1 1 der so erhaltenen Bakterienkultur (optische Dichte: 0,6 bei 600 nm) 1 x 106 Internationale Einheiten an Interferon. c) Herstellung des Plasmids pRHWll: Zu dem mit BamHI geschnittenem Plasmid pRHW10 gibt man das Klenow-Fragment der DNA-Polymerase I und die 4 Desoxynucleosidtriphosphate. Das nach Inkubation erhaltene linearisierte, mit geraden Enden versehene Plasmid wird gereinigt und anschliessend mit NcoI geschnitten. Das grössere Fragment, welches mittels Agarosegel-Elektrophorese, Elektroelution und Elutip-Reinigung gewonnen wird, wird mit dem aus dem Plasmid E79E9 analog gewonnenem Fragment a, in welchem lediglich das für die 111. Aminosäure(Gly) codierende GGG-Codon durch das GAG-Codon (Glu) ersetzt ist, ligiert. Anschliessend wird die erhaltene Ligierungsmischung mit E. coli HB 101 transformiert und auf LB-Agar kultiviert. Das die gewünschte Struktur aufweisende Plasmid erhielt die Bezeichnung pRHW1l (siehe analog Abbildung 6), welches das gewünschte omega(Glu)-Interferon exprimiert. Transformation der Zellen mit den Vehikeln kann durch eine Vielzahl an Verfahren erreicht werden. Beispielsweise kann sie durch Kalzium erfolgen, wobei entweder die Zellen in Magnesium gewaschen und die DNA den in Kalzium suspendierten Zellen zugegeben oder die Zellen einem Kopräzipitat von DNA und Kalziumphosphat ausgesetzt werden. Bei nachfolgender Genexpression werden die Zellen auf Medien übertragen, die für transformierte Zellen selektieren. Nach erfolgter Transformation des Wirtes, Expression des Gens und Fermentation oder Zellkultivierung unter Bedingungen, bei denen IFN-omega exprimiert wird, kann das Produkt üblicherweise durch bekannte chromatographische Trennmethoden extrahiert werden, um so ein Material zu erhalten, das IFN-omega mit oder ohne Leader und Tailing-Sequenzen enthält. IFN-omega kann mit einer Leader-Sequenz am N-Terminus exprimiert werden (Pre-IFN-omega), die von einigen Wirts zellen entfernt werden kann. Wenn nicht, so ist eine Abspaltung des Leader-Polypeptids (wenn vorhanden) erforderlich, um reifes IFN-omega zu erhalten. Alternativ kann der IFNomega Klon so modifiziert werden, dass das reife Protein im Mikroorganismus direkt statt des Pre-IFN-omega produziert wird. Für diesen Fall kann die Precursor-Sequenz des Hefe Mating-Pheromons MF-alpha-l verwendet werden, um eine korrekte "Reifung" des fusionierten Proteins und die Ausscheidung der Produkte in das Wachstumsmedium oder den periplasmischen Raum zu gewährleisten. Die DNA-Sequenz für funktionelles oder reifes IFN-omega kann mit MF-alpha-l an der vermuteten Kathepsin-ähnlichen Schnittstelle (nach Lys-Arg) an Position 256 vom Initiationscodon ATG aus (Kurjan, Herskowitz, Cell 30, 933-943 (1982)) verbunden sein. Basierend auf ihrem biologischen Wirkungsspektrum sind die neuen, erfindungsgemässen Interferone verwendbar für jede Art der Behandlung für die auch die bekannten Interferone eingesetzt werden. Diese beinhalten beispielsweise Herpes, Rhinovirus, opportunistische AIDS-Infektionen, verschiedene Krebsarten und ähnliches. Die neuen Interferone können alleine oder in Kombination mit anderen bekannten Interferonen oder biologisch aktiven Produkten eingesetzt werden, beispielsweise mit IFN-alpha, IL-2, anderen Immun-Modulatoren und ähnlichen. IFN-omega kann parenteral verabreicht werden in Fällen, in denen Antitumor oder antivirale Behandlung erforderlich ist und in Fällen, in denen sich immunosuppressive Eigenschaften zeigen. Dosierung und Dosierungsrate können ähnlich denen sein, die zur Zeit bei klinischen Untersuchungen für IFN-&alpha;-Materialien gelten z.B. ca. (1-10) x 106 Einheiten täglich und bei Präparaten, die zu mehr als 1 % rein sind, bis zu beispielsweise 5 x 107Einheiten täglich. Beispielsweise können für eine zweckmässige Dosierungsform bei einem im wesentlichen homogenen, bakteriell produzierten IFN-omega, bei parenteraler Verwendung 3 mg IFN-omega in 25 ml 5%igem menschlichem Serum Albumin gelöst werden. Diese Lösung wird dann durch ein bakteriologisches Filter gegeben und die gefilterte Lösung aseptisch auf 100 Fläschchen verteilt, von jedes 6 x 106 Einheiten reines IFN-omega zur parenteralen Applikation geeignet, enthält. Die Gläschen werden vor Verwendung vorzugsweise in der Kälte (-200C) aufbewahrt. Die erfindungsgemässen Substanzen können in bekannter Weise formuliert werden, um pharmazeutisch verwendbare Mittel zu erhalten, wobei das erfindungsgemässe Polypeptid mit einer pharmazeutischen, akzeptablen Trägersubstanz vermischt wird. Gebräuchliche Trägerstoffe und ihre Formulierung sind bei E.W. Martin in Remingtom's Pharmaceutical Sciences beschrieben, worauf ausdrücklich Bezug genommen wird. IFN-omega wird mit einer angemessenen Menge des Trägerstoffes vermischt, um geeignete pharmazeutische Mittel zu schaffen, die für eine effektive Anwendung beim Empfänger (Patienten) geeignet sind. Bevorzugt wird eine parenterale Applikation vorgenommen. Die folgenden Beispiele, die die Erfindung nicht eingrenzen sollen, beschreiben die Erfindung im Detail. Beispiel 1 Auffinden IFN-Sequenz-spezifischer Klone a) Herstellung der cDNA-Bibliothek mRNA aus Sendai-Virus-stimulierten Zellen wird als Ausgangsmaterial zur Herstellung einer cDNA-Bibliothek nach literaturbekannten Methoden verwendet (E. Dworkin-Rastl et al., Journal of Interferon Research Vol 2/4, 575-585 (1982)). Die angefallenen 30.000 Klone werden individuell in die Näpfe von Mikrotiterplatten übertragen. Folgendes Medium wird zum Wachstum und Einfrieren der Kolonien verwendet: 10 g Trypton 5 g Yeast Extract 5 g NaCl 0,51 g Na-Citrat x 2 H2O 7,5 g K2HPO4 x 2 H2O 1,8 g KH2P04 0,09 g MgSO4 x 7 H20 0,9 g (NH4)2SO4 44 g Glyzerin 0,01 g Tetracyclin x HC1 ad 1 1 H2O Die Mikrotiterplatten mit den individuellen Klonen werden über Nacht bei 370C inkubiert und danach bei -700C aufbewahrt. b) Hybridisierungsprobe Als Ausgangsmaterial für die Hybridisierungsprobe dient das rekombinante Plasmid pER33 (E. Dworkin-Rastl et al., Gene 21, 237-248 tal983)). Dieses Plasmid enthält die kodierende Region für das reife Interferon IFN-a2arg plus 190 Basen der 3' nichttranslatierten Region. 20 Ag pER33 werden mit 30 Einheiten HindIII Restriktionsendonuklease in 200 ul Reaktionslösung (10 mM Tris-HCl pH-7,5, 10 mM MgC12, 1 mM Dithiotreitol (DTT), 50 mM NaCl) 1 Stunde bei 370C inkubiert. Die Reaktion wird durch Zusatz von 1/25 vol 0,5 M Äthylendinitrilotetraessigsäure (EDTA) und Erhitzen auf 700C für 10 Minuten beendet. Nach Zusatz von 1/4 vol 5 x Puffer (80 % Glyzerin, 40 mM Tris-Essigsäure pH=7,8, 50 mM EDTA, 0,05 % Natriumdodecylsulfat (SDS), 0,1 % Bromphenolblau) werden die entstandenen Fragmente der Grösse nach elektrophoretisch in einem 1 % Agarosegel getrennt [Gel- und Laufpuffer (TBE): 10,8 g/l Trishydroxymethylaminomethan (TrisBase), 5,5 g/l Borsäure, 0,93 g/l EDTA]. Nach Inkubation des Gels in einer 0,5 Wg/ml Ethidiumbromidlösung werden die DNA-Banden im W-Licht sichtbar gemacht, und der Gelbereich, der das IFN-Gen-hältige DNA Stück (ca. 800 bp lang) enthält, ausgeschnitten. Durch Anlegen einer Spannung wird die DNA in 1/10 x TBE-Puffer elektroeluiert. Die DNA Lösung wird einmal mit Phenol und viermal mit Äther extrahiert und die DNA durch Zusatz von 1/10 vol 3 M Natriumacetat (NaAc) pH-5,8 und 2,5 vol EtOH aus der wässrigen Lösung bei -200C präzipitiert. Nach dem Abzentrifugieren wird die DNA einmal mit 70 % Äthanol gewaschen und 5 Minuten im Vakuum getrocknet. Die DNA wird in 50 ul Wasser aufgenommen (ca. 50ug/ul). Diese DNA wird durch Nicktranslation (modifiziert nach T. Maniatis et al., Molecular Cloning, ed. CSH) radioaktiv markiert. 50 ul Inkubationslösung enthalten: 50 mM Tris pH=7,8, 5 mM MgC12, 10 mM Mercaptoäthanol, 100 ng Insert-DNA von pER33, 16 pg DNaseI, 25 uMol dATP, 25 pMol dGTP, 25 pMol dTTP, 20 uCi a32P-dCTP ( > 3000 Ci/mMol) sowie 3 units DNA-Polymerase I (E.coli). Die Inkubation erfolgte bei 140C für 45 Minuten. Die Reaktion wird durch Zusatz von 1 vol 50 mM EDTA, 2 % SDS, 10 mM Tris pH=7,6 Lösung und Erhitzen auf 700C für 10 Minuten beendet. Die DNA wird durch Chromatogra-, phie über Sephadex G-100 in TE-puffer (10 mM Tris pH=8,0, 1 mM EDTA) von nicht eingebauter Radioaktivität getrennt. Die radioaktiv markierte Probe weist eine spezifische Aktivität von ca. 4 x 107 cpm/ g auf. c) Screening der Klone auf IFN-Gen-haltige Inserts Die in den Mikrotiterplatten eingefrorenen Bakterienkulturen werden aufgetaut (a). Ein Stück Nitrozellulosefilter der entsprechenden Grösse (Schleicher und Schull, BA 85, 0,45 um Porengrösse) wird auf LB-Agar aufgelegt (LB-Agar: 10 g/l Trypton, 5 g/l Yeast Extrakt, 5 g/l NaCl, 15 g/l Bacto Agar, 20 mg/l Tetracyclin-HCl). Mit einem den Mikrotiterplatten angepassten Stempel werden die individuellen Klone auf das Nitrozellulosefilter übertragen. Die Bakterien wachsen über Nacht bei 370C zu etwa 5 mm Durchmesser grossen Kolonien. Zum Zerstören der Bakterien'und Denaturieren der DNA werden die Nitrozellulosefilter der Reihe nach auf einen Stapel mit folgenden Lösungen getränkte Whatman 3MM Filter gelegt: 1) 8 Minuten auf 0,5 M NaOH, 2) 2 Minuten 1 M Tris pH=7,4, 3) 2 Minuten 1 M Tris pH=7,4 und 4) 4 Minuten 1,5 M NaCl, 0,5 M Tris pH=7,4. Die Filter werden luftgetrocknet und dann 2 Stunden bei 800C gehalten. Die Vorbehandlung der Filter erfolgte 4 Stunden bei 650C in der Hybridisierlösung, bestehend aus 6 x SSC (1 x SSC entspricht 0,15 M NaCl; 0,015 M Trinatriumcitrat; pH=7,0), 5 x Denhardt's Lösung (lx Denhardt's Lösung entspricht 0,02 % PVP (Polyvinylpyrrolidon); 0,02 % Ficoll (MG: 40.000 D); 0,02 % BSM (Bovine Serum Albumine) und 0,1 % SDS (Sodium dodecylsulfate). Ca 1 x 106 cpm pro Filter der in b) hergestellten Probe werden durch Kochen denaturiert und der Hybridisierlösung zugesetzt. Hybridisierung erfolgt 16 Stunden bei 650C. Das Waschen der Filter erfolgt bei 650C viermal 1 Stunde mit 3 x SSC/0,1 % SDS. Die Filter werden luftgetrocknet, mit Saran Wrap bedeckt und auf Kodak X-OmatS Film exponiert. Beispiel 2 Southern Transfer zur Bestätigung von IFN-Gen-haltigen rekombinanten Plasmiden Von den positiv oder positiv verdächtig reagierenden Kolonien werden 5 ml Kulturen in L-Broth (10 g/l Trypton, 5 g/l Yeast Extract, 5 g/l NaCl, 20 mg/l Tetracyclin x HC1) über Nacht bei 370C gezüchtet. Die Plasmid-DNA wird modifiziert nach Birnboim und Doly (Nucl. Acid Res. 7, 1513, (1979)) isoliert. Die Zellen von 1,5 ml Suspension werden abzentrifugiert (Eppendorf Zentrifuge) und bei OOC in 100 ul Lysozymlösung bestehend aus 50 mM Glucose, 10 mM EDTA, 25 mM Tris-HCl pH=8,0 und 4 mg/ml Lysozym resuspendiert. Nach 5 Minuten Inkubation bei Raumtemperatur werden 2 Volumteile eiskalter 0,2 M NaOH, 1 % SDS Lösung zugegeben und weitere 5 Minuten inkubiert. Dann werden 150 ul eiskalte Kaliumacetatlösung pH= 4,8 zugesetzt und 5 Minuten inku bier. Die ausgefallenen Zellbestandteile werden abzentrifugiert. Die DNA-Lösung wird mit 1 Volumteil Phenol/CHC13 (1:1) extrahiert und die DNA durch Zugabe von 2 Volumteilen Äthanol ausgefällt. Nach dem Abzentrifuieren wird das Pellet einmal mit 70 % Ethanol gewaschen und 5 Minuten im Vakuum getrocknet. Die DNA wird in 50 u1 (TE)-Puffer gelöst. 10 ul davon werden in 50 ul Reaktionslösung (10 mM Tris-HCl pH=7,5, 10 mM Mg12, 50 mM NaCl, 1 mM DTT) mit 10 Einheiten PstI-Restriktionsendonuklease 1 Stunde bei 370C verdaut. Nach Zusatz von 1/25 Volumteilen 0,5 M EDTA sowie 1/4 Volumteilen 5 x Puffer (siehe Beispiel lb)) wird 10 Minuten bei 700C erhitzt und die DNA anschliessend in einem 1 % Agarosegel (TBE-puffer) elektrophoretisch aufgetrennt. Die DNA im Agarosegel wird nach der Methode von Southern (E.M. Southern, J. Mol. Biol. 98, 503-517 (1975)) auf ein Nitrozellulosefilter übertragen. Die DNA im Gel wird durch einstündige Inkubation des Gels mit einer 1,5 M NaCl/0,5 M NaOH Lösung denaturiert. Anschliessend wird 1 Stunde mit einer 1 M Tris x HC1 pH=8/1,5 M NaCL Lösung neutralisiert. Die DNA wird mit 10 x SSC (1,5 M NaCl, 0,15 M Natriumcitrat, pH=7,0) auf das Nitrozellulosefilter übertragen. Nach vollendetem Transfer (ca. 16 Stunden) wird das Filter kurz in 6 x SSC Puffer gespült, dann luftgetrocknet und abschliessend 2 Stunden bei 800C gebacken. Das Filter wird 4 Stunden mit einer 6 x SSC/5 x Denhardt's Lösung/0,1 % SDS (siehe Beispiel lc) bei 650C vorbehandelt. Ca. 2 x 106 cpm der Hybridisierungsprobe (siehe Beispiel lb) werden durch Erhitzen auf 1000C denaturiert und anschliessend in die Hybridisierlösung eingebracht. Die Hybridisierdauer beträgt 16 Stunden bei 650C. Anschliessend wird das Filter 4 x 1 Stunde bei 650C mit einer 3 x SSC/0,1 % SDS-Lösung gewaschen. Nach dem Lufttrocknen wird das Filter mit Saran Wrap bedeckt und auf Kodak X-OmatS Film exponiert. Beispiel 3 Nachweis von Interferonaktivität im Klon E76E9 Eine 100 ml Kultur des Klons E76E9 wird in L-Broth (10 g/l Trypton, 5 g/l Yeast Extract, 5 g/l NaCl, 5 g/l Glucose, 20 mg Tetracyclin x HC1 pro 1) bei 37"C bis zu der optischen Dichte A600= 0,8 angezüchtet. Die Bakterien werden 10 Minuten mit 7000 rpm abzentrifugiert, einmal mit einer 50 mM Tris x HC1 pH=8,0, 30 mM NaCl Lösung gewaschen und in 1,5 ml Waschlösung resuspendiert. Nach Inkubation mit 1 mg/ml Lysozym bei OOC eine halbe Stunde lang, wird die Bakteriensuspension fünfmal gefroren und getaut. Die Zelltrümmer werden durch Zentrifugation mit 40.000 rpm eine Stunde lang pelletiert. Der Überstand wird sterilfiltriert und auf Interferonaktivität geprüft. Als Test verwendet man den Plaque Reduktionstest mit V3-Zellen und Vesicular Stomatitis Virus (G.R. Adolf et al., Arch. Virol. 72, 169-178 (1982)). Überraschenderweise produziert der Klon bis zu 9000 IU Interferon pro Liter Ausgangs kultur. Beispiel 4 Genomischer Southern Blot zur Bestimmung der Anzahl der Gene, die den neuen Sequenzen zugeordnet sind a) Isolierung der DNA aus Namalwa-Zellen 400 ml einer Namalwa-Zellkultur werden bei 1000 rpm in einer JA21-Zentrifuge zentrifugiert, um die' Zellen zu pelletieren. Die erhaltenen Pellets werden vorsichtig gewaschen, in dem diese in NP40-Puffer resuspendiert (NP40-Puffer: 140 mM NaCl, 1,5 mM MgC12, 10 mM Tris/Cl pH=7,4) und erneut bei 1000 rpm pelletiert werden. Die erhaltenen-Pellets werden erneut in 20 ml NP40-Puffer suspendiert und zur Zerstörung der Zellwände mit 1 ml einer 10%igen NP40-Lösung versetzt. Nach 5-minütigem Stehen in einem Eisbad werden die intakten Zellkerne durch Zentrifugation bei 1000 rpm pelletiert und der Über stand verworfen. Die Zellkerne werden in 10 ml einer Lösung, bestehend aus 50 mM Tris/Cl pH=8.0, 10 mM EDTA und 200 mM NaCl, resuspendiert und anschliessend mit 1 ml 20%iger SDS versetzt, um die Proteine zu entfernen. Die entstandene viskose Lösung wird zweimal mit der gleichen Menge Phenol (gesättigt mit 10 mM Tris/Cl pH=8.0) und zweimal mit Chloroform extrahiert. Die DNA wird durch Zugabe von Ethanol ausgefällt, durch Zentrifugation abgetrennt, anschliessend das erhaltene DNA-Pellet einmal mit 70%igem Äthanol gewaschen, 5 Minuten lang im Vakuum getrocknet und in 6 ml TE-Puffer (TE-Puffer: 10 mM Tris/Cl pH=8.0, 1 mM EDTA) gelöst. Die Konzentration der DNA beträgt 0,8 mg/ml. b) Restriktions-Endonuclease-Verdauung der DNA aus Namalwa Zellen Die Restriction-Endonuclease-Verdauungen werden jeweils gemäss den nach den vom Hersteller (New England Biolabs) angegebenen Bedingungen durchgeführt. 1 ug DNA wird mit 2 Einheiten der geeigneten Restriction-Endonuclease in einem Volumen von 10 ul bei 370C 2 Stunden lang oder länger verdaut. EcoRI, HindIII, BamHI, SphI, PstI und ClaI werden als Restriction-Endonucleasen verwendet. 20 ug DNA werden bei jeder Verdauung eingesetzt. Um die Vollständigkeit der Verdauung zu kontrolleren werden jeweils beim Start der Reaktion 10 ul (aliquote Teile) abgetrennt und mit 0,4 ug Lambda Phagen-DNA versetzt. Nach 2-stündiger Inkubation werden diese aliquoten Teile mittels Agarose-Gel-Elektrophorese kontrolliert und die Vollständigkeit der Verdauung wird mit Hilfe eines Musters der gefärbten Lambda Phagen-DNA-Fragmente beurteilt. Nach Durchführung dieser Kontrolle werden die Reaktionen durch Zugabe von EDTA bis zu einer Endkonzentration von 20 mM und 10-minütiges Erhitzen der Lösung auf 700C gestoppt. Die DNA wird durch Zugabe von 0.3 M NaAc pH=5.6 und 2.5 Volumteilen Äthanol gefällt. Nach 30-minütiger Inkubation bei -700C wird die DNA in einer Eppendorf-Zentrifuge pelletiert, einmal mit 70%igem Äthanol gewaschen und getrocknet. Die erhaltene DNA wird in 30 ul TE-Puffer aufgenommen. c) Gel Elektrophorese und Southern Transfer Die verdauten DNA-Proben werden entsprechend ihrer Grösse in einem 0,8%igem Agarose-Gel in TBE-Puffer (10,8 g/l Tris Base, 5,5 g/l Borsäure, 0,93 g/l EDTA) fraktioniert. Hierzu werden 15 ul der DNA-Probe mit 4 ul Beladungs-Puffer (0,02 % SDS, 5 x TBE-Puffer, 50 mM EDTA, 50 % Glycerin, 0,1 % Bromphenolblau) vermischt, kurz auf 700C erhitzt und in die vorgesehenen Tröge des Gels aufgetragen. Lambda-DNA, welche mit EcoRI und HindIII geschnitten wurde; wird in einem entsprechenden Trog aufgetragen und dient als Marker für die Grösse der DNA. Die Gel-Electrophorese wird 24 Stunden lang bei ungefähr 1 V/cm durchgeführt. Anschliessend wird die DNA nach der Methode von Southern auf ein Nitrocellulose-Filter (Schleicher und Schuell, BA85) gebracht, hierbei wird als Transfer-Puffer 10 x SSC (1 x SSC: 150 mM Trinatriumcitrat, 15 mM NaCl, pH=7,0) verwendet. Nach dem Trocknen des Filters bei Raumtemperatur wird dieses 2 Stunden lang auf 800C erhitzt, um die DNA an dieses zu binden. d) Hybridisierungsprobe 20 ug des Plasmids P9A2 werden mit AvaII geschnitten, wobei ein ungefähr 1100 bp langes Fragment freigesetzt wird, welches das ganze cDNA-Insert enthält. Dieses DNA-Stück wird erneut mit Sau3A und AluI geschnitten und das grösste DNA Stück nach Agarose-Gel-Elektrophorese (siehe Abbildung 5b), mittels Elektroelution und Elutip-Säulenchromatographie isoliert. Die so erhaltene DNA (1,5 pg) wird in 15 ul Wasser gelöst. 20 ug des Plasmids pER33 werden mit HindIII geschnitten, wobei dieses Expressionsplasmid für IFN-a2-Arg (E. Rastl. Dworkin et al. Gene 21, 237-248 (1983)) zweimal geschnitten wird. Das kleinere DNA-Fragment enthält das Gen für Interferon-a2-Arg und wird auf die gleiche Weise wie bei dem Plasmid P9A2 isoliert. Beide DNA's werden nach der von P.W.J. Rigby et al. (J. Mol. Biol. 113, 237-251 (1977)) vorgeschlagenen Methode nicktranslatiert. Die Nick-Translation wird jeweils mit 0,2 ug DNA in einer Lösung von 50 ul, bestehend aus 1 x Nick-Puffer (1 x Nick-Puffer: 50 mM Tris/Cl pH=7,2, 10 mM MgS04, 0,1 mM DTT, 50 ug/ml BSA), je 100 uMol dATP, dGTP und dTTP, 150 uCi a-32P-dCTP (Amersham, 3 000 Ci/mMol) und 5 Einheiten DNA-Polymerase I (Boehringer-Mannheim, Nick-Translation Qualität) durchgeführt. Nach 2 Stunden bei 140C wird die Reaktion durch Zugabe der gleichen Menge einer EDTA Lösung (40 mMol) gestoppt und das nicht umgesetzte radioaktive Material mittels G50-Säulenchromatographie in TE-Puffer abgetrennt. Die verbleibende spezifische Radioaktivität beträgt ungefähr 100 x 106 cpm/ > g DNA. e) Hybridisierung und Autoradiography Das Nitrocellulosefilter wird in zwei Hälften geschnitten. Jede Hälfte enthält einen identischen Satz von Spuren mit Namalwa-DNA, welche mit den Restrictions-Enzymen, die in Beispiel 4a erwähnt sind, behandelt worden sind. Die Filter werden in einer Lösung enthaltend 6 x SSC, 5 x Denhardt's (1 x Denhardt's: 0,02 % Rinderserum Albumin (BSA), 0,02 % Polyvinylpyrrolidon (PVP), 0,02 % Ficoll 400), 0,5 % SDS, 0,1 mg/ml denaturierte Kalbsthymus-DNA und 10 mM EDTA 2 Stunden lang bei 650C vorhybridisiert. Die Hybridisierung wird in einer Lösung enthaltend 6 x SSC, 5 x Denhardt's, 10 mM EDTA, 0,5 % SDS und ungefähr 10 x 106cpm nicktranslatierter DNA während 16 Stunden bei 650C durchgeführt. Die eine Hälfte des Filters wird mit Interferon-a2-Arg-DNA und die andere Hälfte mit Interferon-DNA, die aus dem Plasmid P9A2 isoliert wurde, hybridisiert. Nach der Hybridisierung werden beide Filter bei Raumtemperatur viermal mit einer Lösung bestehend aus 2 x SSC und 0,1 % SDS und dann zweimal bei 650C 45 Minuten lang mit einer Lösung bestehend aus 0,2 x SSC und 0,01 % SDS gewaschen. Anschliessend werden die Filter getrocknet und einem Kodak X-Omat S Film exponiert. Beispiel 5 Herstellung der Expressionsplasmide pRHW 12 und pRHW 11 Vorbemerkung: Die Herstellung der Expressionsplasmide wird in Abbildung 6 dargestellt (nicht massstabgerecht), ferner werden alle Restrictionsenzymverdauungen nach den Angaben der Enzymhersteller durchgeführt. a) Herstellung des Plasmids pRHW 10 100 ug des Plasmids P9A2 werden mit 100 Einheiten der Restriction-Endonuclease AvaII (New Englands Biolabs) verdaut. Nach der Verdauung wird das Enzym durch Erhitzen auf 700C inaktiviert und die erhaltenen Fragmente an einem 1,4%igen Agarose Gel mit TBE-Puffer (TBE-Puffer: 10,8 g/l Tris-Base, 5,5 g/l Borsäure, 0,93 g/l EDTA) entsprechend ihrer Grösse fraktioniert. Die Bande, welche das ganze cDNA-Insert enthält, wird elektroeluiert und an einer Elutip-Säule (Schleicher & Schuell) gereinigt. Von den erhaltenen 20 ug werden 6 ug mit der Restriction-Endonuclease Sau3a (20 Einheiten in insgesamt 100 ul Lösung) weiter verdaut. Die Fragmente trennt man mittels 2%igen Agarose Gel in TBE-Puffer. Nach Färben mit Ethidium Bromid (EtBr) wird' das 189 bp lange DNA-Stück elektroeluiert und wie oben beschrieben gereinigt (=Fragment b in Abbildung 6). Um das Interferongen mit einem Promotor, einer ribosomalen Bindungsstelle und einem Startcodon zu verknüpfen, wird das entsprechende DNA-Stück aus dem Expressionsplasmid pER 33 (E.Rastl-Dworkin et al., Gene 21, 237-248 (1983)) isoliert. Hierzu werden 50 ug pER 33 mit den Restrictionenzymen EcoRI und PvuII zweifach verdaut und die erhaltenen Fragmente entsprechend ihrer Grösse an einem 1,4%igen Agarose-Gel in TBE Puffer fraktioniert. Das 389 bp lange DNA-Stück, welches den Trp-Promotor, die ribosomale Bindungsstelle und das Startcodon enthält, wird elektroeluiert und über eine Elutip Säule gereinigt. Das so erhaltene Fragment wird anschliessend mit Sau3A verdaut, und das gewünschte 108 bp lange Fragment erhält man mittels Agarose-Gel-Elektrophorese, Elektro-elution und Elutip-Säulenreinigung in einer Ausbeute von unge fähr 100 ng (= Fragmente c in Abbildung 6). 20 ng des Fragmentes b werden mit 20 ng des Fragmentes c in einem Volumen von 40 ul unter Verwendung von 10 Einheiten T4-Ligase in einer Lösung, welche 50 mM Tris/Cl pH=7,5, 10 mM MgC12, 1 mM DTT und 1 mM ATP enthält, bei 140C 18 Stunden lang ligiert. Anschliessend wird das Enzym durch Erhitzen auf 700C zerstört und die erhaltene DNA mit HindIII in einem Gesamtvolumen von 50 u1 geschnitten. 10 pg des Expressionsplasmids pER 103 (E. Rastl-Dworkin et al., Gene 21, 237-248 (1983)) linearisiert man mit HindIII in einem Gesamtvolumen von 100 ul. Nach 2 Stunden bei 370C wird 1 Volumen 2 x Phosphatase Puffer (20 mM Tris/Cl pH=9,2, 0,2 mM EDTA) zusammen mit einer Einheit Kalbsdarmphosphatase (CIP) hinzugegeben. Nach 30 Minuten bei 45"C gibt man eine weitere Einheit CIP zu und inkubiert nochmals 30 Minuten lang. Die so erhaltene DNA wird durch zweimalige Phenolextraktion, einmalige Chloroformextraktion und durch Fällung mittels Zugabe von 0,3 M Natriumacetat (pH=5,5) und 2,5 Vol Äthanol gereinigt. Anschliessend wird dephosphoryliert, um beim nächsten Ligierungsschritt die Religierung des Vektors zu verhindern. 100 ng des linearisierten pER 103 und die ligierten Fragmente b und c (nach der HindIII-Verdauung) werden in eine Lösung von 100 ul, welche Ligase Puffer enthält, eingetragen und bei 140C 18 Stunden lang mit T4-DNA-Ligase ligiert. 200 ul kompetente E. coli HB 101 (E. Dworkin et al., Dev. Biol. 76, 435-448 (1980)) werden mit 20 ul der Ligierungs Mischung vermischt und 45 Minuten lang auf Eis inkubiert. Danach wird die DNA-Aufnahme durch einen Hitzeschock von 2 Minuten bei 420C vollendet. Die Zellsuspension wird weitere 10 Minuten auf Eis inkubiert und schliesslich auf LB-Agar (10 g/l Trypton, 5 g/l Hefeextrakt, 5 g/l NaCl, 1,5 % Agar), welcher 50 mg/l Ampicillin enthält, aufgebracht. Die Plasmide, die in den erhaltenen 24 Kolonien enthalten sind, werden nach der Methode von Birnboim und Doly (siehe Nucl. Acid. Res. 7, 1513-1523 (1979)) isoliert. Nach der Verdauung mit verschiedenen Restrictionsenzymen weist ein Plasmid die gewünschte Struktur auf. Dieses erhielt die Bezeichnung pRHW 10 (siehe Abbildung 6). b) Herstellung des Plasmids pRHW 12 Ca. 10 pg des Plasmids pRHW 10 werden mit BamHI geschnitten. Anschliessend wird das Klenow-Fragment der DNA-Polymerase I und die 4 Deoxynucleosid-triphosphate zugegeben und 20 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Das erhaltene linearisierte und mit geraden Enden versehene Plasmid wird durch Phenolextraktion und durch Fällung gereinigt und anschliessend mit der Restrictions-Endonuclease NcoI in einem Volumen von 100 ul geschnitten. Das grössere Fragment wird mittels Agarose-Gel-Elektrophorese, Elektroelution und Elutip-Reinigung gewonnen. Das Fragment a) (siehe Abbildung 6)+ erhält man durch Verdauung von 4 pg AvaII-Fragment, welches das P9A2-cDNA-Insert enthält (siehe oben) mit NcoI und AluI, wobei man ungefähr 2 ug an Fragment a) erhält. Im letzten Ligierungsschritt wird das Fragment a) und das hinzugegebene mit BamHI/NcoI zweifach verdaute pRHW 10 in einem Volumen von 10 ul ligiert, wobei je DNA jeweils 10 ng eingesetzt werden. Die Ligierung einer aufgefüllten BamHI Schnitt stelle an eine durch AluI geschnittene DNA ergibt wieder eine BamHI-Schnittstelle. Die erhaltene Ligierungsmischung wird mit kompetenten E.coli HB 101 wie oben beschrieben transformiert. Von den erhaltenen 40 Kolonien wählt man eine aus, diese erhält die Bezeichnung pRHW 12. Das Plasmid wird isoliert und das EcoRI/BamHI-Insert nach der Methode von Sanger (F. Sanger et al., Proc. Nat. Acad. Sci 74, 5463-5467 (1979)) seguenziert. Dieses weist die erwartete Sequenz auf. c) Herstellung des Plasmids pRHW 11 Diese erfolgt analog Beispiel 5b. 1 ug des Plasmids pRHW 10 wird mit BamHI verdaut. Die klebrigen (sticky) Enden der erhaltenen DNA werden mittels des Klenow-Fragments der DNA Polymerase I und der 4 Deoxynucleosid-triphosphate stumpf gemacht, anschliessend wird die linearisierte DNA mit NcoI geschnitten. Das grössere Fragment wird mittels Agarose-Gel Elektrophorese, Elektroelution und Elutip-Säulenchromatographie gewonnen. Das NcoI-AluI-Fragment isoliert man aus dem Klon E76E9 analog Beispiel 5b. Anschliessend ligiert man 10 ng des Vektor Teils mit 10 ng des cDNA-Teils in einem Volumen von 10 ul unter geeigneten Bedingungen und unter Verwendung von 1 Einheit T4-Ligase. Nach Transformation der erhaltenen DNA Mischung in E. coli HB 101 und Selection der erhaltenen 45 Kolonien auf Ampicillin enthaltenden LB-Platten wird ein Klon ausgewählt, welche die Bezeichnung pRHW 11 erhält. Nach Züchtung des entsprechenden Klons isoliert man die Plasmid DNA. Deren Struktur wird durch die Anwesenheit von mehreren spezifischen Restriction-Endonuclease-Schnittstellen (AluI, EcoRI, HindIII, NcoI, PstI) belegt. d) Expression der Interferon-Aktivität durch E. coli HB 101 enthaltend das Plasmid pRHW 12 100 ml der Bakterienkultur werden bis zu einer optischen Dichte von 0,6 bei 600 nm in M9 minimal Medium, welches alle Aminosäuren ausgenommen Trypthophan (20 pg/ml pro Aminosäure), 1 pg/ml Thiamin, 0,2 % Glucose und 20 pg/ml Indol (3)-acrylsäure (IAA), den Induktor des Tryphtophan-Operons enthält, inkubiert. Anschliessend werden die Bakterien durch Zentrifugieren (10 Minuten bei 7000 rpm) pelletiert, einmal mit 50 mM Tris/Cl pH=8, 30 mM NaCl gewaschen und schliesslich in 1,5 ml desselben Puffers suspendiert. Nach 30-minütiger Inkubation mit 1 mg/ml Lysozym auf Eis werden die Bakterien 5 x-gefroren und aufgetaut. Die Zelltrümmer entfernt man durch l-stündige Zentrifugieren bei 40 000 rpm. Der Überstand wird steril filtriert und auf Interferon-Aktivität im Plaque-Reduction-Assay unter Verwendung von menschlichen A549 Zellen und Encophalo-myocarditisvirus geprüft. Ergebnis: 1 1 der hergestellten Bakterienkultur enthält 1 x 106 Internationale Einheiten an Interferon (A. Billiau, Antiviral Res. 4, 75-98 (1984)). Beispiel 6 Zusammenstellung der Unterschiede der Aminosäure- und Nukleotid-Sequenzen von TypI-Interferonen a) Vergleich der Aminosäuresequenzen Der paarweise Vergleich der Aminosäuresequenzen erhält man durch Auflisten des ersten Cystein-Restes des reifen a-Interferons mit dem ersten Cysteinrest der Aminosäuresequenzen, welche durch die cDNA-Inserte der Plasmide P9A2 und E76E9 codiert werden. Beide Sequenzen werden in Abbildung 7 als IFN-omega dargestellt, da bei den ermittelten Werten keine Unterschiede zwischen den spezifischen Sequenzen der P9A2- oder E76E9-Klone festgestellt werden konnten. Die einzige durchgeführte Korrektur war eine Einfügung einer Lücke bei Position 45 des Interferons-aA, welche als Fehlstelle gezählt wurde. Wenn die Sequenz des omega-Interferons ein Partner ist, wurde der Vergleich unter Berücksichtigung der üblichen 166 Aminosäuren durchgeführt. Dieser Wert wird in Abbildung 7, zusammen mit den zusätzlichen 6 Aminosäuren, die durch die Klone P9A2 und E76E9 codiert werden, dargestellt. Die prozentualen Unterschiede werden durch Dividierung der ermittelten Unterschiede durch die Zahl 1.66 erhalten. Eine zusätzliche Aminosäure stellt somit die Prozentsatzzahl 0,6 dar. Das ergibt 3,6 % für die 6 zusätzlichen Aminosäuren des IFN-omega, welche bereits in der Prozentsatzzahl enthalten sind. Die Vergleiche mit dem ss-Interferon wird durch Auflisten der 3. Aminosäure des reifen ss-Interferons mit der ersten Aminosäure des reifen a-Interferons oder der ersten Aminosäure, welche durch die Plasmides P9A2 und E76E9 codiert werden, durchgeführt. Die längste Vergleichsstruktur eines a-Interferons mit ss-Interferon geht somit über 162 Aminosäuren, was 2 zusätzliche Aminosäuren jeweils für das a-Interferon und das ss-Interferon ergibt. Diese werden als Fehlstellen gezählt und werden getrennt in Abbildung 7 dargestellt, sind aber in der Prozentsatzzahl enthalten. Die Auflistung des ss-Interferons mit den Aminosäuresequenzen der Klone P9A2 oder E76E9 wird in derselben Weise durchgeführt. Dies ergibt aber insgesamt 10 zusätzliche Aminosäuren. b) Vergleich der Nucleotid-Sequenzen Die Auflistung der zu vergleichenden Sequenzen erfolgt analog Beispiel 6b. Das erste Nucleotid von der DNA des reifen a-Interferons ist das erste Nucleotid des für Cystein codierenden Tripletts des reifen a-Interferons. Das erste Nucleotid von der DNA der Plasmide P9A2 oder E7XE9 ist ebenfalls das erste Nucleotid des Codons für Cystein-l. Das erste Nucleotid von der DNA des ss-Interferons ist das erste Nucleotid des 3. Tripletts. Der Vergleich erfolgt über insgesamt 498 Nucleotide, wenn die einzelnen DNA's der a-Interferone mit der DNA des ss-Interferons verglichen werden, und über 516 Nucleotide1 wenn die DNA- Sequenzen der einzelnen a-Interferone oder des ss-Interferons mit den der Plasmide P9A2 und E76E9 verglichen werden. Die absolute Zahl der Fehlstellen wird im linken Teil der Tabelle der Abbildung 7 angegeben und dann in Klammern die entsprechenden Prozentangaben. Beispiel 7 Virusinduzierbare Expression der omega-l-mRNA und NC37-Zellen a) Synthese einer omega-Interferon spezifischen Hybridi sierungsprobe 10 pMol des Oligonucleotids d(TGCAGGGCTGCTAA) werden mit 12 pMol gamma- 32P-ATP (spezifische Aktivität: > 5000 Ci/mMol) und 10 Einheiten Polynucleotid-Kinase in einem Gesamtvolumen von 10 ul (70 mM Tris/Cl pH = 7,6, 10 mM MgC12, 50 mM DTT) vermischt und eine Stunde bei 370C stehen gelassen. Anschliessend wird die Umsetzung durch 10-minütiges Erhitzen auf 700C gestoppt. Das erhaltene radioaktiv markierte Obligonucleotid wird mit 5 pMol M13pRHR 12 ssDNA (siehe Abbildung 9) in einem Gesamtvolumen von 35 p1 (100 mM NaC1) durch einstündiges Stehen bei 50"C hybridisiert. Nach Kühlen auf Raumtemperatur wird Nick-Translation-Puffer, die 4 Deoxynucleosid-triphosphate und 10 Einheiten Klenow Polymerase bis zu einem Gesamtvolumen von 50 ul (50 mM Tris/Cl pH = 7,2, 10 mM MgC12, 50 pg/ml BSA, 1 mM pro Nucleotid) zugegeben. Die Polymerisation wird durch einstündiges Stehen bei Raumtemperatur durchgeführt, anschliessend die Umsetzung durch fünfminütiges Erhitzen auf 700C gestoppt. Bei der Umsetzung erhält man eine teilweise doppelsträngige zirculäre DNA. Diese wird anschliessend in einem Gesamtvolumen von 500 ul mit 25 Einheiten AvaII geschnitten, wobei der vom Hersteller beschriebene Puffer verwendet wird. Hierbei werden die doppelsträngigen Regionen zu einheitlichen Grössen geschnitten. Anschliessend wird die Umsetzung durch 5-minütiges Erhitzen auf 700C gestoppt. b) Herstellung der RNA aus durch Virus infizierten Zellen 100 x 106Zellen (0,5 x 106/ml) werden mit 100 pMol Dexamethason 48 bis 72 Stunden lang behandelt - die Kontrolle enthält kein Dexamethason. Zur Interferon-Induktion werden die Expression-Zellen in serumfreiem Medium in einer Konzentration von 5 x 106/ml suspendiert und mit 210Einheiten/ml Sendai Virus infiziert. Aliquote Teile der Zellkulturüberstande werden im Plaque-Reduction-Assay (Beispiel 5b) auf IFN-Aktivität geprüft. Die Zellen werden 6 Stunden nach der Virus-Infizierung mittels Zentrifugieren (1000 g, 10 Minuten) geerntet, in 50 ml NP40-Puffer (Beispiel 4a) gewaschen, in 9,5 ml eiskaltem NP40-Puffer resuspendiert und durch Zugabe von 0,5 ml 10%iger NP40 5 Minuten lang auf Eis lysiert. Nach Entfernen der Kerne durch Zentrifugieren (1000 x g, 10 Minuten) wird der Überstand mit 50 mM Tris/Cl, 0,5 % Sarkosin und 5 mM EDTA auf pH=8 eingestellt und bei -200C aufbewahrt. Zur Isolierung der gesamten RNA aus dem Überstand wird einmal mit Phenol, einmal mit Phenol/Chloroform/Isoamylalkohol und einmal mit Chloroform/Isoamylalkohol extrahiert. Die wässrige Phase wird auf einen 4 ml 5,7 molaren CsCl-Polster aufgetragen und in einem SW40-Rotor zentrifuiert (35 krpm, 20 Stunden), um den Extrakt von DNA und verbleibenden Proteinen zu befreien. Das erhaltene RNA Pellet wird in 2 ml TE pH=8,0 resuspendiert und mit Äthanol ausgefällt. Die ausgefällte RNA wird anschliessend mit einer Konzentration von 5 mg/ml in Wasser gelöst. c) Nachweis der Interferon-omega mRNA 0,2 ul der gemäss Beispiel 7b hergestellten Hybridisierungsprobe werden zusammen mit 20-50 pg der gemäss Beispiel 7c hergestellten RNA durch Zugabe von Äthanol ausgefällt. Im Kontrollexperiment wird anstatt der zellulären RNA transfer RNA (tRNA) oder RNA, welche aus mit dem Plasmid pRHW 12 (Beispiel 5) transformierten E. coli stammt, zugegeben. Die erhaltenen Pellets werden mit 70%igem Äthanol salzfrei gewaschen, getrocknet und im 25 ul 80%igem Formamid (100 mM PIPES pH=6,8, 400 mM NaCl, 10 mM EDTA) gelöst. Anschliessend werden die Proben 5 Minuten lang auf 1000C erhitzt, um die Hybridisierungsprobe zu denaturieren, unmittelbar auf 520C eingestellt und bei dieser Temperatur 24 Stunden lang inkubiert. Nach der Hybridisierung werden die Proben auf Eis gestellt und 475 ill Sl-Reaktionsmischung (4 mM Zn(Ac)2, 30 mM NaAc, 250 mM NaCl, 5 % Glycerin, 20 ug ss Kalb-Thymus-DNA, 100 Einheiten S1-Nuclease) zugegeben. Nach einstündiger Verdauung bei 370C wird die Umsetzung durch Äthanol Fällung gestoppt. Die Pellets werden in 6 u1 Formamid-Puffer gelöst und im wesentlichen wie Proben von DNA-Sequenzierungs-Reaktionen auf einem 6 % Acrylamidgel, welches 8 M Harnstoff enthält, aufgetrennt (F. Sanger et al., Proc. Nat. Acad. Sci. 74, 5463-5467 (1979)). Zur Autoradiographie wird das getrocknete Gel einem DuPont Cronex X-ray Film unter Verwendung des Kodak Lanex Regular Intensivators bei -700C ausgesetzt. Legende zur Abbildung 10 Die Spuren A bis C stellen die Kontrollen dar. Spur A: 20 ug tRNA Spur B: 10 pg RNA aus pER 33 (E. coli Expression-Stamm für Interferon-a2-Arg) Spur C: 1 ng RNA aus pRHW 12 (E. coli-Expression Stamm für Interferon-omega 1) Spur D: 50 jig RNA aus unbehandelten Namalwa Zellen Spur E: 50 ug RNA aus mit Virus infizierten Namalwa Zellen Spur F: 50 ug RNA aus mit Dexamethason vorbehan delten und mit Virus infizierten Namalwa Zellen Spur G: 20 ug RNA aus unbehandelten NC 37 Zellen. Spur H: 20 ug RNA aus mit Virus infizierten NC 37 Zellen Spur I: 20 ug RNA aus mit Dexamethason vorbehan delten und mit Virus infizierten NC 37 Zellen Spur M: Grössenmarkierung (pBR 322 geschnitten mit HinfI). Spuren B und C zeigen, dass das erwartete Signal nur dann nachgewiesen werden kann, wenn sich eine omegal-spezifische RNA unter den RNA-Molekülen befindet. Ferner wird gezeigt, dass selbst ein grosser Überschuss der falschen RNA kein Hintergrundsignal hervorruft (siehe Spur B). Ferner ergibt auch die als Hybridisierungspartner verwendete tRNA kein Signal (siehe Spur A). Die Spuren G bis I zeigen die Induktion der omegal-spezifischen RNA in mit Virus infizierten NC 37-Zellen. Die Vorbehandlung mit Dexamethason verstärkt hierbei diesen Effekt. Die Spuren D bis F zeigen grundsätzlich das gleiche Ergebnis, das mit Namalwa-Zellen erhalten wird. Die Induktion mit omegal-spezifischen RNA ist jedoch nicht so stark wie bei den NC 37-Zellen. Dieses Resultat ist parallel mit den Interferon-Titern, die im jeweiligen Zellüberstand gemessen wurden. Dieses Verhalten der Interferon-omegal-Gen Expression ist also so, wie es von einem Interferon-TypI-Gen zu erwarten war. Beispiel 8 Isolierung des Gens kodierend für IFN-omegal bzw. dazu verwandter Gene: a) Cosmid Screening Eine humane Cosmidbank (menschliche DNA (männlich) kloniert im Cosmidvektor pcos2 EMBL (A. Ponstka, H.-R. Rockwitz, A.-M. Frischauf, B. Hohn, H. Lehrach Proc. Natl. Acad. Scl. 81, 4129-4133 (1984)) mit einer Komplexität von 2 x 106) wurde nach IFN-omega- bzw. dazu verwandten Genen durchsucht. E. coli DHl (ru', mK+, rec.A; gyrA96, sup.E) wurde als Wirt Wirt verwendet. Es wurden zunächst Mg -Zellen (= "platins bacteria") hergestellt. E.coli DHl wächst über Nacht in L-Broth (10 g/l Trypton, 5 g/l Yeast-Extract, 5 g/l NaCl) supplementiert mit 0,2 % Maltose. Die Bakterien werden abzentrifugiert und in einer 10 mM MgSO4 Lösung zu einer OD600 = 2 aufgenommen. 5 ml dieser Zellsuspension werden mit 12,5 x 106 colony forming units verpackter Cosmide 20 Minuten bei 370C inkubiert. Anschliessend werden 10 vol LB zugesetzt und die Suspension 1 Stunde zwecks Expression der durch das Cosmid vermittelten Kanamycinresistenz bei 370C gehalten. Dann werden die Bakterien abzentrifugiert, in 5 ml LB resuspendiert und in 200 ul Aliqots auf Nitrozellulosefilter ausgestrichen (BA85, Schleicher und Schüll, 132 mm Durchmesser), die auf LB-Agar (1,5 % Agar in L-Broth) plus 30 Wg/ml Kanamycin aufliegen. Pro Filter wachsen ca. 10.000 bis 20.000 Kolonien an. Die Kolonien werden auf weitere Nitrozellulosefilter replika-plattiert, die bei 40C aufbewahrt werden. Ein Satz der Kolonien-Filter wird wie in Beispiel lc) beschrieben prozessiert, d.h. die Bakterien werden denaturiert, und die Einzelstrang-DNA an der Nitrozellulose fixiert. Die Filter werden 4 Stunden bei 650C in einer 50 mM Tris/HCl, pH=8,0, 1 M NaC1, 1 mM EDTA, 0,1 % SDS Lösung vorgewaschen. Anschliessend werden die Filter in einer 5 x Den hardt's (siehe Beispiel lc), 6 x SSC, 0,1 % SDS-Lösung 2 Stunden bei 650C inkubiert und mit ca. 50 x 106 cpm nicktranslatierter, denaturierter IFN-omegal DNA (HindIII-BamHI Insert des Klons pRHW12, siehe Abbildung 6) 24 Stunden bei 650C in derselben Lösung hybridisiert. Nach erfolgter Hybridisierung werden die Filter zunächst 3 x 10 Minuten bei Raumtemperatur in einer 2 x SSC, 0,01 % SDS-Lösung und anschliessend 3 x 45 Minuten bei 650C in einer 0,2 x SSC, 0,01 % SDS-Lösung gewaschen. Die Filter werden getrocknet und auf Kodak X-Omat S Film unter Verwendung einer Verstärkerfolie bei -700C exponiert. Positiv reagierende Kolonien werden auf den Replika-Filter lokalisiert, abgekratzt und in L-Broth + Kanamycin (30 pg/ml) resuspendiert. Von dieser Suspension werden einige ul auf LB-Agar + 30 pg/ml Kanamycin ausplattiert. Die resultierenden Kolonien werden auf Nitrozellulosefilter replika-plattiert. Diese Filter werden wie oben beschrieben mit 32P-markierter IFN-omegal-DNA hybridisiert. Von jeweils einer hybridisierenden Kolonie wurde mittels der von Birnboim & Doly (Nucl. Acids Res. 7, 1513 (1979)) beschriebenen Methode das Cosmid isoliert. Mit dieser Cosmid DNA Präparation wurde E. coli DHl transformiert und die Transformanten auf LB-Agar + 30 pg/ml Kanamycin selektioniert. Die Transformanten wurden wieder mit 32P-radioaktiv markierter IFN-omegal DNA auf positiv reagierende Klone geprüft. Jeweils ein Klon ausgehend vom ursprünglichen Isolat wird ausgewählt und dessen Cosmid in grösserem Massstab hergestellt (Clewell, D.B. und Helinski, D.R., Biochemistry 9, 4428 (1970)). Drei der isolierten Cosmide tragen die Namen cos9, cosl0 und cosB. b) Subklonieren hybridisierender Fragmente in PUC8 Jeweils 1 ug der Cosmide cos9, coslO und cosB wurden mit HindIII unter den vom Hersteller (New England Biolabs) empfohlenen Bedindungen geschnitten. Die Fragmente werden auf 1 % Agarosegelen in TBE-Puffer elektrophoretisch aufgetrennt und nach Southern auf Nitrozellulosefilter transferiert (Beispiel 4c). Beide Filter werden wie in Beispiel 4d) beschrieben mit nicktranslatierter omegal-DNA hybridisiert, gewaschen und exponiert. Etwa 20 ug von jedem Cosmid werden mit HindIII geschnitten, und die entstehenden Fragmente gelelektrophoretisch aufgetrennt. Die im Vorversuch mit omegal DNA hybridisierenden Fragmente werden elektroeluiert und über Elutip-Säulen (Schleicher + Schüll) gereinigt. Diese Fragmente werden mit HindIII-linearisiertem, dephosphoryliertem pUC8 (Messing, J., Vieira, J., Gene 19, 269-276 (1982)) ligiert. E. coli JM101 (supE, thi, (lac-proAB), [F', traD36, pro AB, lac q Z Ml5i (z.B. Fa. P.L. Biochemicals) wird mit der Ligasereaktionslösung transformiert. Die Bakterien werden auf LB-Agar, enthaltend 50 Vg/ml Ampicillin, 250 pg/ml 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-ss-D-galaktopyranosid (BCIG, Sigma) und 250 pg/ml Isopropyl-ss-D-thiogalakto-pyranosid (IPTG, Sigma), ausgestrichen. Eine Blaufärbung der entstehenden Kolonien zeigt das Fehlen eines Inserts in pUC8 an. Von einigen weissen Klonen wurden die Plasmid DNA's in kleinem Massstab isoliert, mit HindIII geschnitten und auf 1 % Agarosegelen aufgetrennt. Die DNA Fragmente wurden auf Nitrozellulosefilter übertragen und wie oben mit 32P-omegal-DNA hybridisiert. Ausgehend von cos9 und cosl0 wurde jeweils ein Subklon ausgewählt und mit pRHW22 bzw. pRH57 bezeichnet. Von cosB wurden zwei mit der omegal-Probe gut hybridisierende DNA Fragmente subkloniert und mit pRH51 bzw. pRH52 bezeichnet. c) Sequenzanalyse Die in pUC8 insertierte DNA wird durch Schnitte mit HindIII und anschliessende Gelelektrophorese vom Vektorteil getrennt. Diese DNA, ca. 10 jig, wird unter Verwendung von T4 DNA Ligase in 50 ul Reaktionslösung ligiert, das Volumen auf 250 ul mit Nicktranslationspuffer gebracht (Beispiel 4d) und anschliessend unter Eiskühlung mittels Ultraschall zerbrochen (MSE 100 Watt Ultrasonic Disintegrator, max. Abgabe bei 20 kHz, fünfmal 30 Sekunden). Hernach werden die Enden der Bruchstücke durch Zugabe von 1/100 vol je 0,5 mM dATP, dGTP, dCTP und dTTP sowie 10 units Klenowfragment der DNA-Polymerase I zwei Stunden bei 140C repariert. Die resultierenden, gerade Enden aufweisenden DNA-Fragmente werden ihrer Grösse nach auf einem 1 % Agarosegel aufgetrennt. Fragmente der Grössen zwischen 500 und 1000 bp wurden isoliert und in den mit SmaI geschnittenen, dephosphorylierten Phagenvektor M13 mp8 subkloniert. Die Einzelstrang DNA rekombinanter Phagen wird isoliert und nach der von Sanger entwickelten Methode (Sanger, F. et al., Proc. Natl. Acad. Sci 74, 5463-5467 (1976)) sequenziert. Das Zusammensetzen der Einzelsequenzen zu der Gesamtsequenz erfolgt mittels Computer (Staden, R., Nucl. Acids Res. 10, 4731-4751 (1982)). d) Sequenz des Subklons pRH57 (IFN-omegal) Die Sequenz ist in Abbildung 11 wiedergegeben. Dieses 1933 bp lange Fragment enthält das Gen für Interferon-omegal. Die für Protein kodierende Region umfasst die Nukleotide 576 bis 1163. Die Sequenz ist völlig identisch mit der des cDNA Klons P9A2. Der Nukleotidabschnitt 57O bis 674 kodiert für ein 23 Aminosäure langes Signalpeptid. Die TATA-Box liegt in einem für Interferon Typ I Gene charakteristischen Abstand vor dem Startcodon ATG (Positionen 476-482). Das Gen weist einige Signalsequenzen für die Polyadenylierung bei der Transkription auf (ATTAAA auf Positionen 1497-1502, bzw. 1764-1796; AATAAA auf Positionen 1729-1734 bzw. 1798-1803), deren erste im Klon P9A2 verwendet wurde. e) Sequenz des Subklons pRHW22 (IFN-pseudo-omega2) In Abbildung 12 ist die 2132 bp lange Sequenz des mit der omegal-DNA Probe hybridisierenden HindIII Fragments aus dem Cosmid cos 9 wiedergegeben. Es ergibt sich ein offener Leserahmen von Nukleotid 905 -bis zu Nukleotid 1366. Die daraus abzuleitende Aminosäuresequenz ist wiedergegeben. Die ersten 23 Aminosäuren sind denen des Signalpeptids eines typtischen Typ I Interferons ähnlich. Die nachfolgenden 131 Aminosäuren zeigen bis zur Aminosäure 65 Ähnlichkeit zum omegal-Interferon, wobei Tyrosin als erste Aminosäure des reifen Proteins bemerkenswert ist. Auf Aminosäureposition 66 folgt die Sequenz einer potentiellen N-Glykosylierungsstelle (Asn-Phe-Ser). Ab dieser Stelle wird die Aminosäuresequenz von der eines Typ 1 Interferons verschieden. Es lässt sich jedoch zeigen, dass durch geeignete Insertionen und daraus resultierendem Verschieben der Proteinleserahmen Ähnlichkeit zum IFN-omegal herstellen lässt (siehe Beispiel 9). Es handelt sich bei dem isolierten Gen daher vom Standpunkt der Typ I Interferone her gesehen um ein Pseudogen: IFN-pseudo-omega2. f) Sequenz des Subklons pRH5l (IFN-pseudo-omega3) Das eine, aus dem Cosmid B stammende, etwa 3.500 bp lange und mit der omegal-Probe hybridisierende HindIII Fragment wurde teilweise sequenziert (Abbildung 13). Es ergibt sich ein offener Leserahmen von Nukleotidposition 92 bis 394. Die ersten 23 Aminosäuren zeigen die Merkmale eines Signalpeptids. Die daran anschliessende Sequenz beginnt mit Tryptophan und zeigt Ähnlichkeit zu IFN-omegal bis Aminosäure 42. Danach wird die abgeleitete Sequenz unterschiedlich zu IFN-omegal und endet nach der Aminosäure 78. Die Sequenz lässt sich durch Insertionen so verändern, dass sie dann grosse Homologie zu IFN-omegal aufweist (Beispiel 9). Das Gen wird mit IFNpseudo-omega3 bezeichnet. g) Sequenz des Inserts von pRH52 (IFN-pseudo-omega4) Die 3659 lange, aus dem Cosmid B isolierten und mit omegal DNA hybridisierenden Sequenz des HindIII Fragments ist in Abbildung 14 dargestellt. Ein offener Leserahmen, dessen Translationsprodukt teilweise Homologie zu IFN-omegal zeigt, befindet sich zwischen Nukleotidposition 2951 und 3250. Nach einem 23 Aminosäure langen Signalpeptid beginnt die weitere Aminosäuresequenz mit Phenylalanin. Die Homologie zu IFN-1 wird bereits nach der 16. Aminosäure unterbrochen, setzt sich bei der 22. Aminosäure fort und endet mit der 41. Aminosäure. Eine eventuelle Translation wäre bis zur Aminosäure 77 möglich. Analog zu Beispiel 8f) und 8g) lässt sich auch hier eine gute Homologie zu IFN-omegal durch Einführen von Insertionen herstellen (Beispiel 9). Das hier isolierte Pseudogen wird als IFN-pseudo-omega4 bezeichnet. Beispiel 9 Auswertunq der Gene für 4 Mitglieder der IFN-omega-Familie In Abbildung 15 sind die Gene für IFN-omegal bis IFN-pseudo-omega4 untereinander zusammen mit der Aminosäureübersetzung aufgelistet. Zur besseren Übereinstimmung werden Lücken in die einzelnen Gene eingefügt, die durch Punkte dargestellt sind. Es werden keine Basen weggelassen. Die Basennummerierung schliesst die Lücken mit ein. Die Aminosäure übersetzung von IFN-omegal wird beibehalten (z.B. auf Position 352-355: "C.AC" kodiert für His). Bei den Pseudogenen erfolgt Übersetzung in eine Aminosäure nur dort, wo sie eindeutig möglich ist. Auf Grund dieser Auflistung ist sofort erkennbar, dass die 4 isolierten Gene untereinander verwandt sind. So ist z.B. die potentielle N-Glykosylierungsstelle (Nukleotidpositionen 301 bis 309) in allen 4 Genen erhalten. Ebenso findet sich ausser bei IFN-pseudo-omega4 an den Nukleotidpositionen 611 bis 614 ein Triplett, dass ein Stopcodon darstellt, und welches bei IFN-omegal ein reifes Protein der Länge von 172 Aminosäuren beendet. Allerdings existieren in dieser Anordnung bei IFN-pseudo-omega2 (Nukleotidpositionen 497 bis 499) und bei IFN-pseudo-omega4 (Nukleotidpositionen 512 bis 514) vorzeitige Stopcodons. Der Verwandtschaftsgrad zwischen den Genen bzw. den'Aminosäuretranslationen lässt sich aus der in Abbildung 15 getroffenen Anordnung berechnen. Abbildung 16 gibt die DNA Homologien zwischen den Mitgliedern der IFN-omega-Familie wieder. Dabei werden beim paarweisen Vergleich jene Positionen nicht mitgezählt, an denen einer der beiden Partner oder beide, eine Lücke aufweisen. Der Vergleich ergibt eine Homologie von rund 85 % zwischen IFN-omegal-DNA und den Sequenzen der Pseudogene. IFN-pseudo-omega2-DNA ist zu den DNA's von IFNpseudo-omega3 bzw. IFN-pseudo-omega4 zu etwa 82 % homolog. Abbildung 17 zeigt die Ergebnisse der Vergleiche der Signalsequenzen und Abbildung 18 jene der Vergleiche der "reifen" Proteine. Die letzteren bewegen sich zwischen 72 und 88 %. Diese Homologie ist jedoch wesentlich grösser als jene zwischen IFN-omegal und den IFN-a's und IFN-ss (Beispiel 6). Der Umstand, dass die einzelnen Mitglieder der IFN-omega Familie weiter voneinander entfernt sind als die der IFN-a Familie untereinander, lässt sich dadurch erklären, dass drei der vier isolierten IFN-omega-Gene Pseudogene sind und offenbar nicht mehr jenem Selektionsdruck wie funktionelle Gene unterliegen. Beispiel 10 Fermentation Stammhaltung: Eine Einzelkolonie des Stammes HB101/pRHW12 auf LB-Agar (mit 25 mg/ml Ampicillin) wird in Trypton-Soya-Broth (OXDID CM129) mit 25 mg/ml Ampicillin überimpft und bei 250 Umdrehungen pro Minute (U/min.) und 370C geschüttelt bis eine optische Dichte (546 nm) von ca. 5 erreicht ist (logarithmische Wachstumsphase). Daraufhin werden 10 Gewichtsprozent steriles Glycerin zugesetzt, die Kultur in 1,5 ml Portionen in sterile Ampullen abgefüllt und bei -700C eingefroren. Vorkultur: Das Kulturmedium enthält 15 g/l Na2HPO4 x 12H20; 0,5 g/l NaCl; 1,0 g/l NH4C1; 3,0 g/l KH2PO4; 0,25 g/l MgSO4 x 7H20; 0,011 g/l Ca12; 5 g/l Caseinhydrolysat (Merck 2238); 6,6 g/l Glucose-Monohydrat; 0,1 g/l Ampicillin; 20 mg/l Cystein und 1 mg/l Thiamin-hydrochlorid. 4 x 200 ml dieses Mediums in je einem 1000 ml Erlenmeyerkolben werden mit je 1 ml einer Stammkultur von HB101/pRBW14 beimpft und 16 bis 18 Stunden bei 370C und 250 Umdrehungen pro Minute geschüttelt. Hauptkultur: Das Medium für die Fermentation enthält 10 g/l (NH4)2HPO4; 4,6 g/l K2HPO4 x 3H2O; 0,5 g/l NaCl; 0,25 g/l MgSO4 x 7H2O; 0,011 g/l CaC12; 11 g/l Glucose-Monohydrat; 21 g/l Caseinhydrolysat (Merck 2238); 20 mg/l Cystein, 1 mg/l Thiamin-hydrochlorid und 20 mg/l 3-ss-Indolacrylsäure. 8 Liter steriles Medium in einem Fermenter mit 14 Litern Totalvolumen (Höhe: Radius = 3:1) werden mit 800 ml der Vorkultur inoculiert. Die Fermentation erfolgt bei 28"C, 1000 U/min. (Effigas-Turbine), einer Belüftungsrate von lvvm (Volume/Volume/Minute) und einem Start-pH von 6,9. Während der Fermentation sinkt der pH-Wert ab und wird dann bei 6,0 mit 3N NaOH konstant gehalten. Ist eine optische Dichte (546 nm) von 18 bis 20 erreicht (gewöhnlich nach 8,5 bis 9,5 Stunden Fermentationszeit), wird unter sonst gleichen Bedingungen auf 200C abgekühlt und anschliessend mit 6N H2S04 (ohne Belüftung) der pH-Wert auf 2,2 eingestellt und 1 Stunde bei 200C und 800 U/min. (ohne Belüftung) gerührt. Die auf diese Weise inaktivierte Biomasse wird daraufhin in einer CEPA-Laboratoriumszentrifuge Typ GLE bei 30 000 U/min. abzentrifugiert und bei -200C eingefroren und aufbewahrt. Beispiel 11 Reinigung des Interferon-omgega-Gly a) Teilweise Reinigung Alle Stufen werden bei 40C durchgeführt. 140 g Biomasse (E.coli HB101 transformiert mit dem Expressionsklon pRHW12) werden in 1150 ml 1 %iger Essigesäure (vorgekühlt auf 40C) resuspendiert und 30 Minuten gerührt. Die Suspension wird mit 5 M NaOH auf pH = 10,0 gestellt und weitere 2 Stunden gerührt. Nach dem Einstellen mit 5 M HCl auf pH = 7,5 wird weitere 15 Minuten gerührt und dann zentrifugiert (40C, 1 Stunde 10.000 U/min, J21 Zentrifuge (Beckman), JAl0-Rotor). Die klare, überstehende Lösung wird auf eine 150 ml CPG(controlled pore glass)-Säule (CPG 10-350, Mesh Size 120/200) mit 50 ml/h aufgetragen, mit 1000 ml 25 mM Tris/ 1M NaCl, pH 7,5 nachgewaschen und mit 25 mM Tris/lM KCNS/50% äthylen glykol, pH = 7,5 eluiert (50 ml/h). Der Interferonaktivität enthaltende Proteinpeak wurde gesammelt, gegen 0,1 M Na-Phosphat, pH = 6,0 und 10 % Polyäthylenglykol 40.000 über Nacht dialysiert, und das entstandene Präzipitat abzentrifugiert (40C, 1 Stunde, 10.000 U/min, J21-Zentrifuge, JA20-Rotor) (siehe Tabelle 1). b) Weitere Reinigung Das dialysierte und konzentrierte CPG-Eluat wird mit Puffer A (0,1 M Na-Phosphat pH = 6,25/25 % 1,2-Propylenglykol) 1:5 verdünnt und über ein "Superloop"-Injektionsgerät (Pharmacia) mit 0,5 ml/min auf die mit Puffer A äquilibrierte MonoS 5/5(Pharmacia, Kationenaustauscher)-Säule aufgetragen. Die Elution erfolgt durch 20 ml eines linearen Gradienten von 0 auf 1 M NaCl in Puffer A ebenfalls bei einer Flussrate von 0,5 ml/min. Der Durchlauf und die 1 ml Fraktionen wurden gesammelt und mittels eines CPE-Reduktionstests auf Interferonaktivität getestet. Die aktiven Fraktionen wurden gesammelt. Tabelle 1 EMI62.1 <tb> <SEP> Volumen <SEP> Biologischer <SEP> Test <SEP> Protein <SEP> total <SEP> U/mg <SEP> Aus <tb> <SEP> (ml) <SEP> U/ml+ <SEP> U <SEP> total <SEP> (mg/ml) <SEP> (mg) <SEP> beute <tb> <SEP> % <tb> roh <SEP> 1150 <SEP> 15000 <SEP> 17,3x106 <SEP> 3,6 <SEP> 4140 <SEP> 4180 <SEP> 100 <tb> <SEP> Dl <SEP> 2200 <SEP> < 600 <SEP> < 1,3x016 <SEP> 0,74 <SEP> 1628 <SEP> < 600 <SEP> < 5 <tb> Eluat <SEP> 124,3 <SEP> 170000 <SEP> 21,0x106 <SEP> 16,8 <SEP> 2088 <SEP> 10000 <SEP> 121 <tb> nach <SEP> 41 <SEP> 300000 <SEP> 12,3x106 <SEP> 12,6 <SEP> 516,6 <SEP> 23800 <SEP> 71 <tb> Dialyse <tb> + CPE-Reduktionstest: A549 Zellen, EMC-Virus U: Einheiten bezogen auf Interferon-a2 (siehe Beispiel 2 der EP-A-0.115.613: E. Coli HB101 transformiert mit dem Ex pressionsklon pER 33) als Standard DL: Durchlauf Beispiel 12 Charakterisierung von HuIFN-omegal A. Antivirale Aktivität auf Humanzellen B. Antivirale Aktivität auf Affenzellen C. Antiproliferative Aktivität auf humanen Burkitt's Lymphom Zellen (Zellinie Daudi) D. Antiproliferative Aktivität auf humanen Cervixcarcinom Zellen (Zellinie HeLa) E. Säurestabilität F. Serologische Charakterisierung A. Antivirale Aktivität auf Humanzellen Zellinie: Humane Lungenkarzinom-Zellinie A549 (ATCC CCL 185) Virus: Maus Encephalomyocarditis-Virus (EMCV) Testsystem: Hemmung des cytopathischen Effekts (alle Titrationen wurden vierfach durchgeführt) Ein partiell gereinigtes Präparat von HuIFN-omegal mit einem Proteingehalt von 9.4 mg/ml wurde in einer geeigneten Verdünnung im genannten Testsystem titriert. Das Präparat zeigte eine antivirale Wirkung mit einer spezifischen Aktivität von 8300 IE/mg bezogen auf den Referenzstandard Go-23-901-527. B. Antivirale Aktivität auf Affenzellen Zellinie: GL-V3 Affennierenzellen (Christofinis G.J., J. Med. Microbiol. 3, 251-258, 1970) Virus: Vesicular Stomatitis Virus (VSV) Testsystem: Plaque-Reduktions-Test (alle Titrationen vier fach) Das in Beispiel 12A beschriebene Präparat zeigte eine spezifische antivirale Aktivität von 580 E/mg im genannten Testsystem. C. Antiproliferative Aktivität auf humanen Burkitt's Lymphom-Zellen (Zellinie Daudi) Die humae Burkitt's Lymphom-Zellinie Daudl wurde in Gegenwart verschiedener Konzentrationen von HuIFN-omegal gezüchtet. Nach zwei, vier und sechs Tagen Inkubation bei 370C wurde die Zelldichte bestimmt; unbehandelte Kulturen dienten als Kontrollen. Alle Kulturen wurden dreifach parallel angesetzt. Aus der nachfolgenden Abbildung geht hervor, dass IFN-omega eine ausgeprägte Hemmung der Zellproliferation bei einer Konzentration von 100 antiviralen Einheiten (IE, siehe Beispiel 12A) pro ml zeigt; bei einer Konzentration von 10 IE/ml war eine partielle, transiente Hemmung zu beobachten (Folgende Symbole werden in der nachfolgenden Abbildung verwendet: 0 Kontrolle, c 1 IE/ml, z 10 IE/ml,V 100 IE/ml): EMI65.1 <SEP> vi <tb> i <SEP> . <SEP> 1 <SEP> !-- <tb> <SEP> ',, <SEP> 1 <tb> 1.0 <SEP> - <SEP> - <SEP> j. <tb> i <SEP> 1 <tb> <SEP> -1 <SEP> s <tb> <SEP> 11' <SEP> i' <tb> :1' <SEP> - <SEP> j <SEP> <tb> <SEP> CA <SEP> I <tb> I <tb> <SEP> cit <SEP> as <SEP> : <tb> <SEP> V) <SEP> <tb> <SEP> a2 <tb> <SEP> 1: <tb> <SEP> ¯1 <SEP> - <SEP> O.f-; <SEP> i <SEP> . <SEP> -. <tb> 1: <SEP> 1 <SEP> .. <SEP> .. <SEP> . <tb> <SEP> x. <tb> <SEP> I <SEP> I <tb> <SEP> o <SEP> - <SEP> . <tb> <SEP> 0 <SEP> - <SEP> - <SEP> - <SEP> <tb> <SEP> ':i <SEP> i <SEP> <tb> <SEP> j <SEP> 1 <SEP> - <SEP> <SEP> : <SEP> I <tb> <SEP> - <SEP> - <SEP> -- <SEP> $ <tb> <SEP> 1 <SEP> I <SEP> I <tb> <SEP> - <SEP> zu1 <SEP> 0 <SEP> 1 <SEP> -2 <SEP> 4 <SEP> 6 <tb> <SEP> . <SEP> . <SEP> . <tb> <SEP> T <SEP> TÄGE <tb> D. Antiproliferative Aktivität auf humanen Cervixcarcinom Zellen (Zellinie HeLa) Die humane Cervixcarcinom-Zellinie HeLa wurde in Gegenwart folgender Proteine bzw. Proteinmischungen gezüchtet: HuIFN-omegal (siehe Beispiel 12A) 100 IE/ml HuIFN-gamma (siehe Beispiel 12A) 100 IE/ml Humaner Tumor-Nekrose-Faktor (HuIFN), > 98 % rein, hergestellt von Genentech Inc., San Franzisco, USA (siehe Pennica D. et al., Nature 312, 724-729; 1984) 100 ng/ml Alle binären Kombinationen der genannten Proteine Konzentrationen wie oben Je 2 Kulturen wurden in 3 cm-Kunststoff-Gewebekulturschalen angesetzt (50 000 Zellen/Schale) und sechs Tage bei 370C inkubiert; anschliessend wurde die Zelldichte bestimmt. Behandlung der Zellen mit HuIFN-omegal oder HuINF-gamma hatte nur geringen Einfluss auf das Zellwachstum, während HuIFN-gamma einen deutlichen cytostatischen Effekt zeigte. Kombinationen von IFN-gamma mit IFN-omegal zeigten synergistische cytostatische/cytotoxische Wirkung. Die nachfolgende Abbildung zeigt das Ergebnis des Versuchs: EMI66.1 <tb> <SEP> 1 <SEP> t <SEP> I <SEP> | <SEP> i <SEP> I <SEP> t <tb> <SEP> , <SEP> e <SEP> 1 <SEP> , <SEP> 1 <SEP> 1 <SEP> III; <tb> <SEP> ¯¯ <SEP> ' <SEP> , <SEP> ¯: <SEP> > <SEP> I <SEP> 1 <SEP> 1 <SEP> II: <SEP> 1 <SEP> r <SEP> i <tb> <SEP> I <SEP> . <SEP> : <SEP> : <SEP> 11: <SEP> : <SEP> :--. <SEP> -: <SEP> -1 <SEP> . <SEP> :1 <SEP> - <SEP> 1-. <SEP> - <SEP> - <SEP> -..i <tb> <SEP> - <SEP> . <SEP> ' <SEP> .: <SEP> .- <SEP> 5 <SEP> : <SEP> ¯ <SEP> L <SEP> - <SEP> . <SEP> <tb> <SEP> T-rrf <tb> <SEP> - <SEP> - <SEP> S <SEP> ! <SEP> i <SEP> Z <SEP> - <SEP> - <SEP> - <SEP> µ <SEP> . <SEP> t <SEP> . <SEP> ¯ <SEP> - <SEP> O <SEP> - <SEP> . <SEP> r;t <SEP> X <SEP> i <SEP> t <SEP> - <SEP> r <tb> <SEP> Lf¯fl;lll <tb> <SEP> t;rP;E <tb> <SEP> ¯¯¯';¯- <SEP> X <SEP> ;sN <SEP> - <SEP> s <SEP> = <SEP> w <SEP> = <SEP> g <SEP> ¯ <tb> <SEP> --:: <SEP> . <SEP> ;.¯ <SEP> t1,:4,=i:.I.r.::?..: <SEP> <tb> <SEP> ; <SEP> ::-'- <SEP> ---i----;--!-t--- <SEP> ;-{ <SEP> -- <SEP> -n¯- <SEP> ;;- <SEP> -;;; <SEP> :ss: <SEP> -i- <SEP> = <SEP> -- <tb> <SEP> = <SEP> t <SEP> -.-: <SEP> -iL-i=tF <SEP> :r-.--.:x:: <SEP> . <SEP> . <SEP> ;- <SEP> ; <SEP> f <SEP> r: <SEP> 7 <tb> 1=. <SEP> :r-- <SEP> .--.--i''---- <tb> <SEP> -- <SEP> = <SEP> ¯¯. <SEP> ¯ <SEP> | <SEP> . <SEP> - <SEP> . <SEP> ¯ <SEP> .¯ <SEP> --- <SEP> - <SEP> F <SEP> =¯ <SEP> 1 <SEP> .¯ <SEP> ,., <SEP> ¯ <SEP> .- <SEP> , <SEP> , <SEP> - <tb> <SEP> : <SEP> -: <SEP> ; <SEP> - <SEP> I <SEP> 1, <SEP> . <SEP> l <SEP> t <SEP> -: <SEP> :r;; <SEP> - <SEP> r <SEP> 1.- <SEP> ;- <SEP> s <SEP> -,; <SEP> ¯¯Fe <tb> ¯¯ <SEP> "-p-HnU <tb> <SEP> - <SEP> 1 <SEP> ::,,:?,j.1 <SEP> i:.I:;,I:':...i.;.. <SEP> - <SEP> 1: <SEP> <tb> ¯ <SEP> ¯¯¯¯¯ <SEP> ¯ <SEP> ,¯ <SEP> ¯ <SEP> ¯ <SEP> ¯, <SEP> ¯¯¯ <SEP> ¯1 <SEP> . <SEP> ..:::.ift'J <SEP> -:r--r- <SEP> -1. <SEP> :T-.-- <SEP> - <SEP> :;. <SEP> - <SEP> - <SEP> : <SEP> - <SEP> - <SEP> : <SEP> :1 <SEP> -- <SEP> -- <SEP> :I <SEP> 1 <SEP> - <SEP> 1 <SEP> -1 <SEP> - <SEP> .- <SEP> <tb> <SEP> ¯ <SEP> -- <SEP> 1 <SEP> ::1I:iI;':i,¸t <SEP> :-. <tb> <SEP> 1' <SEP> t.......: <tb> <SEP> H <SEP> = <SEP> ---1 <SEP> .II.'. <SEP> :.-.-. <SEP> 100 <SEP> .-- <tb> <SEP> Q <SEP> 5 <SEP> 10 <SEP> 30 <SEP> 5 <tb> 10-4 X ZELLEN/SCHhLE Folgende Symbole werden in der obigen Abbildung verwendet: C unbehandelte Kontrolle, T HuTNF, O HuIFN- omega1, G HuIFN-gamma. E. Säurestabilität Zur Untersuchung der Säurestabilität von HuIFN-omegal wurde eine Verdünnung des in Beispiel 12A genannten Präparates in Zellkulturmedium (U/min.I 1640 mit 10 % fötalem Kalbsserum) mit Hilfe von HC1 auf pH 2 eingestellt, 24 Stunden bei 40C inkubiert und anschliessend mit NaOH neutralisiert. Diese Probe wurde im antiviralen Test titriert (siehe Beispiel 12A); sie zeigte 75 % der biologischen Aktivität einer bei neutralem pH inkubierten Kontrolle. IFN-omegal ist somit als säurestabil zu bezeichnen. F. Serologische Charakterisierung Zur Bestimmung der serologischen Eigenschaften von HuIFNomegal im Vergleich zu HuIFN-a2 wurden Proben (verdünnt auf 100 IE/ml) mit gleichen Volumina von Lösungen monoklonaler Antikörper oder polyklonaler Antiseren 90 Minuten bei 37"C vorinkubiert; anschliessend wurde die antivirale Aktivität der Proben bestimmt. Die nachfolgende Tabelle zeigt, dass HuIFN-omegal nur durch ein Antiserum gegen Leukocyteninterferon in relativ hoher Konzentration neutralisiert werden kann, nicht aber durch Antikörper, die gegen HuIFN-a2 oder HuIFN-beta gerichtet sind. HuIFN-omegal ist somit weder mit HuIFN-a2 noch mit HuIFN-beta serologisch verwandt: Antiserum Verdünnung Neutralisierung von nionokl. Antikörper pg/ml HuIFN-a2 HuIFN-omegal EBI-ll) 1 + 10 100 1000 0 EBI-31) 1 10 100 1000 +++ 0 L3B72) 100 +++ O 1000 +++ 0 St-haf- anti - Leukocyten-IFN3) 1:50 000 1: 5 000 +++ 0 1: 500 +++ + 1: 50 Kaninchen-anti BuIFN-&alpha;2 1: 1 000 1: 100 +++ 0 1: 10 0 schaf-anti- BuIFN-ss4) 1: 50 - 0 1) = siehe EP-A-0.119.476 2) = A. Berthold et al. in Arzneimittelforschung 35, 364-369 (1985) 3) = Research Reference Reagent Catalog No. G -026-502-568 4) = Research Reference Reagent Catalog No. G -028-501-568 Research Resources Branch, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, Bethesda, Maryland, USA. Symbole: - nicht getestet, 0 keine Neutralisation, + partiel le Neutralisation, +++ vollständige Neutralisation

Claims: Recombinant DNA molecule containing a coding sequence for new human interferon proteins of type I, containing 168-174 amino acids, for interferon-pseudo-omega2 (see Figure 12), interferon-pseudo-omega3 (see Figure 13) or interferon-pseudo-omega4 (see Figure 14), characterised in that the coding sequence is hybridised under stringent conditions which enable a homology greater than 85% to be recognised, with the inserts in the Pst-1 cutting site a) of the plasmid E76E9 in E. coli HB 101, filed at the DSM under the number DSM 3003 or b) of the plasmid P9A2 in E. coli HB 101, filed at the DSM under the number DSM 3004. DNA molecule as claimed in claim 1, characterised in that the stringent conditions only enable a homology of more than 90% to be detected. DNA molecule as claimed in claims 1 and 2, characterised in that the coding sequence is present as an insert in the Pst-1 cutting site a) of the plasmid E76E9 in E. coli HB 101, filed at the DSM under the number DSM 3003 or b) of the plasmid P9A2 in E. coli HB 101, filed at the DSM under the number DSM 3004, or a degenerate variation of this insert. DNA molecule as claimed in claims 1 to 3, characterised in that the vehicle is a plasmid which is replicatable in procaryotes or eucaryotes. DNA molecule according to claim 4, characterised in that it is an expression vehicle which is replicatable in microorganisms or in mammalian cells. DNA molecule as claimed in claim 5, containing the sequence DNA molecule as claimed in claim 5, characterised in that the DNA molecule as claimed in claim 6 contains the nucleotide A instead of the nucleotide G in position 332. DNA molecule as claimed in claim 5, characterised in that it is a) the plasmid E76E9 in E. coli HB 101 filed at the DSM under the number DSM 3003 or b) the plasmid P9A2 in E. coli HB 101, filed at the DSM under the number DSM 3004. DNA molecule as claimed in claims 6 and 7, characterised in that it additionally contains the DNA sequence of formula ATG GCC CTC CTG TTC CCT CTA CTG GCA GCC CTA GTG ATG ACC AGC TAT AGC CCT GTT GGA TCT CTG GGC coding for the leader peptide. Interferon-omegal gene of formula Interferon-pseudo-omega2-gene of formula Interferon-pseudo-omega3-gene of formula Interferon-pseudo-omega4 gene of formula Transformed host organism which contains the genetic information as claimed in claims 1 to 10. Host organism as claimed in claim 14, characterised in that the genetic sequence is contained in a vehicle which is replicatable in the host organism. Host organism as claimed in claim 14, characterised in that it is a mammalian cell line or E. coli. Host organism as claimed in claim 14, characterised in that it is E. coli with the DSM number 3003 or E. coli with the DSM number 3004. Host organism as claimed in claim 17, characterised in that the vehicle additionally contains the replicon and control sequences required for expression. Host organism as claimed in claim 18, characterised in that the vehicle contains the replicon and control sequences of the plasmid pER103 with DSM no. 2773 (see Fig. 6) required for expression. Host organism as claimed in claim 20, transformed with an expression plasmid as claimed in claims 21, 22 or 24. Expression plasmid for interferon-omega which is a derivative of plasmid pBR 322, characterised in that instead of the shorter EcoRI/BamHI fragment inherent in the plasmid, the plasmid pBR322 contains the DNA sequence of formula Expression plasmid pRHW12 as claimed in claim 21, characterised in that the interferon-omega-gene contains the DNA sequence of formula Expression plasmid pRHW11 as claimed in claim 21, characterised in that the interferon-omega-gene contains the DNA sequence of formula Plasmid PRHW10 which is a derivative of plasmid pBR 322, characterised in that the DNA fragment of formula is inserted in the plasmid pER103, DSM no. 2773 (see Fig. 6), in the HindIII site. E. coli HB 101 transformed with a plasmid as claimed in claim 21, 22, 23 or 24. New human type I interferon proteins, characterised in that they are coded by a DNA molecule as claimed in one of claims 1 to 10. New human interferons as claimed in claim 26, characterised in that the mature interferons have a divergence of 30 to 50% compared with human α-interferons. New human interferons of type I as claimed in claim 26, characterised in that a) the mature interferons have a divergence of 30 to 50% compared with human α-interferons and a divergence of approximately 70% compared with β-interferon and b) they are 168 to 174 amino acids long, and the N-glycosylated derivatives thereof. Interferons as claimed in claim 28, characterised in that they have a divergence of from 40 to 48% compared with human α-interferons, and the N-glycosylated derivatives thereof. Interferons as claimed in claims 26 to 29, characterised in that they contain a leader peptide. Interferons as claimed in claims 26 to 29, characterised in that they contain 172 amino acids. Interferon as claimed in claim 31, characterised in that it contains the amino acid sequence and the derivatives thereof N-glycolysed in amino acid position 78. Interferon as claimed in claim 31, characterised in that the interferon as claimed in claim 32 contains in position 111 the amino acid Glu instead of Gly, and the derivatives thereof N-glycolysed in amino acid position 78. Interferons as claimed in claims 30 to 33, characterised in that they contain the leader peptide of formula Met Ala Leu Leu Phe Pro Leu Leu Ala Ala Leu Val Met Thr Ser Tyr Ser Pro Val Gly Ser Leu Gly. Process for preparing the interferon peptides as claimed in claims 26 to 34, characterised in that a suitable host organism is transformed with genetic information coding for the interferon proteins as claimed in claims 26 to 34, this information is expressed in order to produce the corresponding interferon in the host organism and the interferon peptide thus obtained is isolated from this host organism. Process as claimed in claim 35, characterised in that the information is contained in each recombinant DNA molecule as claimed in claims 1 to 10. Process as claimed in claim 36, characterised in that after transformation the host organism is defined according to one of the claims 15 to 20. Process as claimed in claim 35, characterised in that the interferon is defined according to claims 32 to 34. Process as claimed in claim 35, characterised in that E. coli HB101 is used as the host and a plasmid as claimed in claim 21, 22 or 23 is used as the plasmid. omega-interferon which can be prepared by the process as claimed in claim 35 or 39. Mixture suitable for antitumour or antiviral treatment, containing in addition to one or more inert carriers and/or diluents an effective quantity of interferon peptide as claimed in one of claims 26 to 34. Use of omega-interferon as claimed in claims 30 to 34 for preparing a mixture suitable for antitumour or antiviral treatment. Process for preparing the plasmid pRHW10, characterised in that the DNA fragment of formula is inserted into the plasmid pER103, DSM no. 2773 (Fig. 6), at the HindIII site by ligase reaction, and the resulting plasmid is transformed for replication in E. coli HB 101 and cultivated. Process for preparing the expression plasmid pRHW12, characterised in that the fragment of formula obtained by digesting the AvaII fragment of clone P9A2 (DSM no. 3004) with NcoI and AluI is inserted by ligase reaction into the larger fragment of plasmid pRHW10, which contains in the HindIII site of the plasmid pER103, DSM no. 2773, (Fig. 6), the DNA fragment of formula this larger fragment of the plasmid pRHW10 having been obtained by restriction endonuclease digestion with BamHI, filling the cutting sites with the aid of the Klenow fragment of DNA polymerase I and the 4 deoxynucleoside triphosphates and subsequent cutting with NcoI, and the resulting plasmid is transformed and cultivated in E. coli HB 101 for replication. Process for preparing the expression plasmid pHWR11, characterised in that the fragment of formula obtained by digesting the AvaII fragment of clone E76E9 (DSM no. 3003) with NcoI and AluI is inserted by ligase reaction into the larger fragment of plasmid pRHW10, which contains in the HindIII site of the plasmid pER103 (DSM no. 2773, see Fig. 6) the DNA fragment of formula this larger fragment of the plasmid pRHW10 having been obtained by restriction endonuclease digestion with BamHI, filling the cutting sites with the aid of the Klenow fragment of DNA polymerase I and the 4 deoxynucleoside triphosphates and subsequent cutting with NcoI, and the resulting plasmid is transformed and cultivated in E. coli HB 101 for replication. Synergistic mixture according to claim 41, characterised in that it additionally contains γ-interferon. Synergistic mixture according to claim 41, characterised in that it additionally contains human tumour necrosis factor.

Inventors: ADOLF, GUENTHER DR., DWORKIN-RASTL, EVA, DR., HAUEL, NORBERT, DR. DIPL.-CHEM., HAUPTMANN, RUDOLF, DR., MEINDL, PETER, DR., PIELER, CHRISTIAN, SWETLY, PETER, DR., Adolf, Günther Dr.
Applicants: BOEHRINGER INGELHEIM INTERNATIONAL GMBH
Application year: 1985
Main classification: C12N15
IPC codes: G01N33, C12N15, C12P21, C12N5, A61P31, A61P35, C07K14, C12N1, C12Q1, A61K38, C12R1