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II Nicht veröffentlichungsbedürftige Rechtsakte

Kommission

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ENTSCHEIDUNG DER KOMMISSION

vom 4. August 2006

über die Genehmigung eines Handbuchs zur Diagnose der Aviären Influenza gemäß der Richtlinie 2005/94/EG des Rates

(Bekannt gegeben unter Aktenzeichen K(2006) 3477)

(Text von Bedeutung für den EWR)

(2006/437/EG)

DIE KOMMISSION DER EUROPÄISCHEN GEMEINSCHAFTEN —

gestützt auf die Richtlinie 2005/94/EG des Rates vom 20. Dezember 2005 mit Gemeinschaftsmaßnahmen zur Bekämpfung der Aviären Influenza und zur Aufhebung der Richtlinie 92/40/EWG (1), insbesondere auf Artikel 50 Absatz 1 Unterabsatz 2,

in Erwägung nachstehender Gründe:

HAT FOLGENDE ENTSCHEIDUNG ERLASSEN:

Artikel 1

Das in der Richtlinie 2005/94/EG vorgesehene und im Anhang zu dieser Entscheidung beschriebene Diagnosehandbuch wird genehmigt.

Artikel 2

Die Mitgliedstaaten verwenden das Diagnosehandbuch ab dem Zeitpunkt der Umsetzung der Richtlinie 2005/94/EG in innerstaatliches Recht oder ab dem 1. Juli 2007; maßgebend ist das frühere Datum.

Artikel 3

Diese Entscheidung ist an die Mitgliedstaaten gerichtet.

Brüssel, den 4. August 2006

Für die Kommission

Markos KYPRIANOU

Mitglied der Kommission

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(1)ABl. L 10 vom 14.1.2006, S. 16.

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ANHANG

HANDBUCH ZUR DIAGNOSE DER AVIÄREN INFLUENZA

KAPITEL I

Einführung, Ziele und Definitionen

KAPITEL II

Beschreibung der Aviären Influenza mit Schwerpunkt auf der Differenzialdiagnose

1.   Ätiologie und Virulenz

Bei der Aviären Influenza handelt es sich um eine hoch ansteckende Vireninfektionskrankheit, die durch Viren der Familie Orthomyxoviridae, Gattung Influenzavirus A, verursacht wird. Influenza-A-Viren sind die einzigen Orthomyxoviren, die bekanntermaßen Vögel infizieren können. Zahlreiche Vogelarten sind nachweislich anfällig für Influenza-A-Viren. Ein bedeutendes Reservoir für solche Viren bilden Wasservögel, doch die überwältigende Mehrheit der nachgewiesenen Isolate war niedrig pathogen und wurde bei Hühnern und Truthühnern festgestellt, denen unter den Vögeln, die durch die Seuche gefährdet sind, die wirtschaftlich größte Relevanz zukommt.

Influenza-A-Viren weisen antigenetisch verwandte Nukleoproteine und antigenetisch verwandte Matrixproteine auf, werden jedoch aufgrund der antigenetischen Verwandtschaft der Oberflächenglykoproteine Hämagglutinin (HA) und Neuraminidase (NA) in Subtypen eingeteilt. Zurzeit sind 16 HA-Subtypen (H1 — H16) und 9 NA-Subtypen (N1 — N9) identifiziert. Jedes Influenza-A-Virus besitzt ein HA- und ein NA-Antigen, und zwar anscheinend in beliebiger Kombination.

Influenza-A-Viren werden anhand ihrer Fähigkeit, die Krankheit in anfälligem Geflügel auszulösen, wie folgt in zwei Gruppen unterteilt:

Wildvögel, vor allem Wasserzugvögel, spielen als Reservoirs für das Influenza-A-Virus eine wichtige Rolle, wie durch die Isolation nahezu aller möglichen Kombinationen von HA- und NA-Subtypen aus Wildvögeln nachgewiesen wurde. Generell werden in Wildvögeln, außer im Fall eines Übergreifens von HPAI von infiziertem Geflügel, ausschließlich NPAI-Viren festgestellt.

Die primäre Einschleppung aviärer Influenzaviren in Geflügelbetriebe ist aller Wahrscheinlichkeit nach auf mittelbaren oder unmittelbaren Kontakt mit Wildvögeln zurückzuführen.

Es besteht die Möglichkeit, dass sich solche von einem Wildwirt übertragenen NPAI-Viren bei Hausgeflügel unentdeckt verbreiten, da entsprechende klinische Symptome häufig harmlos sind oder gänzlich fehlen.

Nach dem Übergreifen auf Geflügel können NPAI-Virenstämme der Subtypen H5 und H7 zu HPAI-Stämmen mutieren. Bislang wurden ausschließlich Viren der Subtypen H5 und H7 als Auslöser von HPAI nachgewiesen.

Es scheint zwar, dass mehrere Mechanismen für die Mutation des NPAI-Virus zum HPAI-Virus verantwortlich sein können, doch die Faktoren, die diese Mutation bewirken, sind nicht bekannt. In einigen Fällen hat die Mutation anscheinend am ersten Ort des Auftretens nach dem Übergreifen von Wildvögeln innerhalb kurzer Zeit stattgefunden, wohingegen sich in anderen Fällen das NPAI-Virus über Monate hinweg in Geflügel weiterverbreitet hat, bevor es dann mutierte. Deshalb ist es unmöglich, vorherzusagen, ob und — wenn ja — wann eine solche Mutation stattfindet. Allerdings besteht Grund zu der Annahme, dass die Wahrscheinlichkeit einer Mutation zum HPAI-Virus umso größer ist, je weiter NPAI-Viren in Geflügel verbreitet sind.

Die Inkubationszeit ist schwierig zu bestimmen und variiert wahrscheinlich je nach Virenstamm und Wirt; in der Regel wird sie mit fünf bis sechs Tagen angegeben, doch für einzelne Vögel liegt sie vermutlich zwischen einigen Stunden und etwa sieben Tagen.

2.   Klinische Symptome bei Vögeln, die mit dem HPAI-Virus infiziert sind

Die klinischen Symptome variieren erheblich und werden von verschiedenen Faktoren beeinflusst, wie zum Beispiel Virulenz des betreffenden Virus, betroffene Spezies, Alter, Geschlecht, gleichzeitig vorhandene Krankheiten und Umgebung.

Zu den frühzeitigen Symptomen können eine verringerte Futter- und/oder Wasseraufnahme sowie eine relativ niedrige Sterblichkeit gehören. Andererseits kann die Krankheit jedoch auch ganz plötzlich in einem Bestand auftreten, wobei unter Umständen zahlreiche Vögel ohne vorherige Krankheitssymptome oder mit nur minimalen Anzeichen in Form von reduzierter Aktivität, verringerter Futteraufnahme, zerrupften Federn und Fieber verenden. Generell sind die klinischen Symptome umso ausgeprägter, je länger die Vögel überleben. Die Dauer der Entwicklung von Symptomen ist abhängig vom Virus, vom Wirt und von der ursprünglichen Infektionsdosis in Verbindung mit dem Haltungssystem. Das Virus breitet sich unter Vögeln in Käfig- oder Freilandhaltung langsamer aus als in Mastgeflügelställen.

Mit dem HPAI-Virus infizierte Hennen legen möglicherweise zunächst weichschalige Eier und stellen dann die Legetätigkeit gänzlich ein. Erkrankte Vögel sitzen oder stehen häufig in halbkomatösem Zustand, wobei ihr Kopf den Boden berührt. Kämme und Kehllappen sind zyanotisch und ödematös und können an den Spitzen petechiale Blutungen oder ecchymatöse Hämorrhagien aufweisen. Häufig haben die Vögel starke, wässrige Diarrhö und sind übermäßig durstig. Die Atmung kann angestrengt und der Tränenfluss übermäßig sein. Unbefederte Hautareale können Hämorrhagien aufweisen. Die Bestandssterblichkeit variiert von 50 bis 100 %.

In Mastgeflügel sind die HPAI-Symptome häufig weniger offensichtlich als in anderem Geflügel, wobei es sich in der Regel um auffällige Inaktivität und verringerte Futteraufnahme handelt; die erste festzustellende Abnormität kann ein starker Anstieg der Sterblichkeit sein. Außerdem können sich Ödeme an Kopf und Hals sowie neurologische Symptome wie Torticollis und Ataxie zeigen.

Die Symptome von HPAI sind bei Truthühnern ähnlich wie bei Hausgeflügel, doch scheinen einige HPAI-Viren bei Truthühnern virulenter, andere hingegen weniger virulent zu sein.

Bei mit dem HPAI-Virus infizierten Gänsen sind die Symptome in Form von Inaktivität, mangelnder Futteraufnahme und Diarrhö ähnlich denen bei Gänsen in Legebeständen, allerdings häufig in Verbindung mit geschwollenen Sinus. Bei jüngeren Vögeln können auch neurologische Symptome auftreten.

Mit dem HPAI-Virus infizierte Enten zeigen unter Umständen keinerlei klinische Symptome, doch wurde gemeldet, dass einige Virenstämme ähnliche Symptome wie bei Gänsen verursachen, verbunden mit einer gewissen Sterblichkeit.

Bei HPAI- und NPAI-Infektionen von Straußenvögeln sind unter Umständen keine klinischen Symptome erkennbar. Bei Ausbrüchen von HPAI, wie beispielsweise 1999/2000 in Italien, wurde festgestellt, dass Perlhühner und japanische Wachteln eine Infektionsanfälligkeit zeigten, wobei Symptome und Sterblichkeit ähnlich seien wie beim Auftreten der Krankheit bei Hühnern oder Truthühnern. Einigen experimentellen Untersuchungen zufolge sind jedoch Wachteln gegen bestimmte HPAI-Virenstämme resistent. Für alle Vögel gilt: Die Präsenz von Antikörpern gegen denselben H-Subtyp — unabhängig davon, ob durch Impfung oder eine natürliche Infektion hervorgerufen — kann dazu führen, dass bei einer Infektion mit dem HPAI-Virus keine erkennbaren klinischen Symptome auftreten.

3.   Sektionsbefunde bei Vögeln, die mit dem HPAI-Virus infiziert waren

Vögel, die perakut verenden, weisen möglicherweise nur geringfügige makroskopische Läsionen in Form von Dehydratation und verlegten Eingeweiden und Muskeln auf.

Bei Vögeln, die nach langem klinischem Verlauf verenden, sind Petechien und ecchymatöse Hämorrhagien am ganzen Körper nachweisbar, insbesondere an Larynx, Luftröhre, Drüsenmagen und epikardialem Fettgewebe sowie den Teilen der Serosa, die neben dem Brustbein liegen. Es finden sich großflächige subkutane Ödeme, hauptsächlich um den Kopf und an den Läufen. Der Tierkörper kann dehydriert sein. Milz, Leber, Nieren und Lungen können gelbe oder graue nekrotische Herde aufweisen. Die Luftsäcke können ein Exsudat enthalten. Die Milz kann vergrößert und hämorrhagisch sein.

Histologisch charakterisiert wird die Aviäre Influenza durch Blutgefäßstörungen, die Ödeme, Hämorrhagien und perivaskuläre Entzündungen hervorrufen, vor allem in Herzmuskel, Milz, Lungen, Gehirn, Bauchspeicheldrüse und Kehllappen. Lungen, Leber und Nieren weisen nekrotische Herde auf. Im Gehirn können Gliose, vaskuläre Proliferation und neurale Degeneration auftreten.

4.   Differenzialdiagnose

Bei der Differenzialdiagnose von HPAI sind insbesondere folgende Krankheiten zu berücksichtigen:

5.   Klinische Symptome bei Vögeln, die mit dem NPAI-Virus infiziert sind

Die Schwere der von NPAI-Viren verursachten Krankheit wird größtenteils durch folgende Faktoren beeinflusst:

Im einen Extremfall können die klinischen Krankheitssymptome nicht sichtbar oder geringfügig sein, in Form von harmlosen Atemproblemen oder Problemen bei der Legetätigkeit. Im anderen Extremfall können Infektionen mit dem NPAI-Virus mit gravierenden klinischen Krankheitssymptomen einhergehen, insbesondere bei Truthühnern; dabei handelt es sich in der Regel um rasselnde Atmung, Husten, Anschwellen des infraorbitalen Sinus und Fieber in Verbindung mit reduzierter Futteraufnahme und hoher Sterblichkeit.

NPAI kann mit zahlreichen Krankheiten, bei denen sich respiratorische oder enterale Symptome zeigen, verwechselt oder durch diese kompliziert werden. Bei jedem Krankheitsausbruch unter Geflügel, der trotz Anwendung präventiver und therapeutischer Maßnahmen gegen andere Krankheiten andauert, muss von Aviärer Influenza ausgegangen werden.

6.   Klinische Symptome bei Vögeln, die in Gefangenschaft gehalten werden

Das Spektrum der klinischen Symptome kann sehr breit sein und wie bei Geflügel von nicht erkennbaren bis hin zu gravierenden Krankheitsanzeichen mit hoher Sterblichkeit variieren.

Generell breitet sich die Infektion in einem Bestand in Gefangenschaft gehaltener Vögel langsamer aus; zurückzuführen ist dies auf die Vielzahl der gehaltenen Spezies mit unterschiedlicher Anfälligkeit, die ungleichmäßige Ausscheidung des Virus und eine häufig relativ langsame Übertragung infolge geringer Kontaktraten und verhältnismäßig geringer Bestandsdichten.

KAPITEL III

Leitlinien für den Fall eines Verdachts auf Aviäre Influenza in einem Betrieb

Die Variabilität der klinischen Symptome von HPAI und NPAI hat zur Folge, dass keine klaren Leitlinien für den Fall des Verdachts auf einen Ausbruch gegeben werden können. Bei einer plötzlich auftretenden hohen Sterblichkeit in Geflügelbeständen mit oder ohne die in Kapitel II beschriebenen klinischen Symptome sind Proben einzureichen und im Labor zu untersuchen; liegt jedoch keine hohe Sterblichkeitsrate vor, so ist es schwieriger, den Verdacht auf Aviäre Influenza zu bestätigen oder zu entkräften.

Da bei HPAI oder NPAI aufgrund einer Infektion mit den Subtypen H5 und H7 eine schnelle Diagnose äußerst wichtig ist, um die frühzeitige Bekämpfung und Tilgung der Krankheit zu ermöglichen, muss Aviäre Influenza bei der Differenzialdiagnose von Atemproblemen oder Problemen bei der Legetätigkeit sowie von erhöhter Sterblichkeit in Geflügelbeständen stets in Betracht gezogen werden, und entsprechende Proben für Laboruntersuchungen sind einzureichen.

Abbildung

Schematischer Überblick über die Diagnoseschritte zur Bestätigung von Aviärer Influenza

KAPITEL IV

Allgemeine Verfahren für die Entnahme und Beförderung von Proben

1.   Richtlinie 2005/94/EG und Diagnosehandbuch

Sofern die Richtlinie 2005/94/EG auf das Diagnosehandbuch verweist, sind die in diesem Kapitel des Diagnosehandbuchs beschriebenen Untersuchungen, Probenahmen und Überwachungsverfahren obligatorisch.

2.   Anzuwendende Verfahren im Fall eines Verdachts auf Aviäre Influenza

Wenn der amtliche Tierarzt einen klinischen Verdacht auf Aviäre Influenza hat oder aber die Ergebnisse einer einschlägigen Laboruntersuchung nicht negativ sind, hat die zuständige Behörde sicherzustellen, dass im Einklang mit Artikel 7 der Richtlinie 2005/94/EG vor einem Ausschluss dieser Krankheit eine Untersuchung nach Maßgabe dieses Kapitels des Diagnosehandbuchs durchgeführt und mit zufrieden stellendem Ergebnis abgeschlossen wird.

3.   Interpretation der virologischen Untersuchung

Die zuständige Behörde kann einen Ausbruch der Aviären Influenza ausschließen, wenn eine aussagekräftige Zahl der erkrankten oder toten Vögel und Luftröhren-/Oropharynxabstriche oder Kloakenabstriche nach Maßgabe dieses Kapitels zur Untersuchung auf dieses Virus oder sein Genom übersandt wurden und die Untersuchung mittels eines der in Kapitel V oder VI genannten oder von der zuständigen Behörde nach Kapitel I Nummer 6 Buchstabe b zugelassenen spezifischen Virusnachweisverfahrens negative Befunde erbracht hat.

4.   Standardsatz an Proben für virologische oder serologische Laboruntersuchungen

Die Untersuchung eines Betriebs, bei dem der Verdacht auf Aviäre Influenza besteht, hat in der Form zu erfolgen, dass der Standardsatz an Proben für die virologische oder serologische Untersuchung gemäß a und b („Standardproben“) genommen und direkt für die virologischen und serologischen Laboruntersuchungen übersandt wird.

5.   Beförderung der Proben

Bei der Lagerung von Proben und deren Beförderung ins Testlabor ist besondere Sorgfalt geboten.

Die Abstriche müssen sofort auf Eis oder mit Gefriergelpackungen gekühlt und schnellstmöglich in das Labor gebracht werden. Falls nicht unbedingt erforderlich, sollten die Proben nicht eingefroren werden. Ist nicht gewährleistet, dass die Beförderung ins Labor innerhalb von 24 Stunden erfolgt, müssen die Proben sofort eingefroren, gelagert und dann auf Trockeneis befördert werden.

Zusätzlich — und nicht alternativ zur Kühlung — sind die Abstriche in ein antibiotisches oder spezifisches Virustransportmedium mit einer Temperatur von 4 °C zu geben, so dass sie von diesem vollständig bedeckt sind. Ist kein solches Medium vorhanden, müssen die Abstriche wieder in ihr Behältnis gegeben und in trockenem Zustand an das Labor zur Untersuchung übersandt werden.

Die Lagerung und die Beförderung von Proben können durch eine Vielzahl von Faktoren beeinflusst werden, weshalb eine zweckgeeignete Beförderungsmethode zu wählen ist.

6.   Antibiotisches Medium

Das antibiotische Medium, auf das in Nummer 5 Bezug genommen wird, muss auf einer phosphatgepufferten Salzlösung mit einem pH-Wert von 7,0 bis 7,4 (gemessen nach der Antibiotikazugabe) basieren.

Medien auf Proteinbasis, zum Beispiel Herz-Hirn-Nährboden oder Tris-gepufferter Tryptose-Agar, können dem Virus, insbesondere während der Beförderung, zusätzliche Stabilität verleihen. Die eingesetzten Antibiotika und ihre Konzentrate können, je nach lokalen Faktoren und Verfügbarkeit, variieren.

Für Fäkalproben können sehr hohe Dosen Antibiotika erforderlich sein; geeignet sind 10 000 IE/ml Penicillin, 10 mg/ml Streptomycin, 0,25 mg/ml Gentamycin und 5 000 IE/ml Nystatin. Für Gewebe und Luftröhrenabstriche können diese Mengen bis auf ein Fünftel verringert werden.

Soll auch eine Kontrolle auf Chlamydophila vorgenommen werden, sind 0,05—0,1 mg/ml Oxytetracyclin beizufügen.

7.   Medium auf der Basis eines Herz-Hirn-Nährbodens

Es ist eine wässrige Lösung mit 15 Vol.- % Herz-Hirn-Nährbodenpulver — vor dem Sterilisieren — herzustellen (durch Autoklavieren bei 121 °C/15 min).

Die nachstehenden Sterilisationsantibiotika sind wie folgt beizugeben: 10 000 IE/ml Penicillin G, 20 μg Amphotericin B und 1 000 μg/ml Gentamycin. Die Medien können bei einer Temperatur von 4 °C bis zu zwei Monate lang gelagert werden.

8.   Gemäß den einschlägigen Bestimmungen der Richtlinie 2005/94/EG anzuwendende Verfahren

8.A.   Verdacht auf Seuchenausbruch

8.1.   Artikel 7 Absatz 1 — Maßnahmen in Betrieben mit Seuchenverdacht

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen seuchenverdächtigen Betrieb, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.2.   Artikel 10 Absatz 3 — Zusätzliche Maßnahmen infolge einer epidemiologischen Untersuchung

In jeder Produktionseinheit sind Standardproben aus getötetem Geflügel oder getöteten in Gefangenschaft gehaltenen Vögeln anderer Spezies zu entnehmen.

8.B.   Hoch pathogene Aviäre Influenza (HPAI)

8.3.   Artikel 11 Absatz 4 — Maßnahmen in Bezug auf Geflügel aus Eiern, die aus Betrieben abgeholt wurden, für die der Seuchenverdacht bestätigt wurde

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb mit Geflügel aus Eiern, die während der Inkubationszeit aus einem Betrieb abgeholt wurden, für den der Verdacht auf HPAI bestätigt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.4.   Artikel 13 Absatz 2 Buchstabe b — Ausnahmen für bestimmte Betriebe

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, dem eine Ausnahme von den Maßnahmen gemäß Artikel 11 Absatz 2 Unterabsatz 1 der Richtlinie 2005/94/EG gewährt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.5.   Artikel 15 Absätze 1 und 3 — Maßnahmen in Kontaktbetrieben

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Kontaktbetrieb, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.6.   Artikel 18 Buchstaben b und c — Zählung, Betriebsbesichtigungen durch den amtlichen Tierarzt und Überwachung in Betrieben innerhalb der Schutzzone

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt eine gewerbliche Haltung, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.7.   Artikel 19 Buchstabe f — Maßnahmen in Betrieben innerhalb von Schutzzonen

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, der einen Anstieg der Morbiditäts- und/oder Mortalitätsrate oder Veränderungen bei der Produktion gemeldet hat, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.8.   Artikel 23 Buchstabe b — Ausnahmen für Direktbeförderungen von Geflügel zur unverzüglichen Schlachtung

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, dem eine Ausnahme von den Maßnahmen gemäß Artikel 22 der Richtlinie 2005/94/EG gewährt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.9.   Artikel 25 Buchstabe b — Ausnahmen für Direktbeförderungen von Junglegehennen

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, dem eine Ausnahme von den Maßnahmen gemäß Artikel 22 vor der Direktbeförderung von Junglegehennen gewährt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.10.   Artikel 26 Absatz 1 Buchstabe a — Ausnahmen für Direktbeförderungen von Brut- und Konsumeiern

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt eine Elterntierhaltung, der eine Ausnahme von den Maßnahmen gemäß Artikel 22 vor der Direktbeförderung von Bruteiern gewährt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.11.   Artikel 29 Absatz 1 — Dauer der Maßnahmen

Die gemäß Kapitel IV Abschnitt 3 der Richtlinie 2005/94/EG für die Schutzzone vorgesehenen Maßnahmen sind frühestens 21 Tage nach dem Zeitpunkt des Abschlusses der Grobreinigung und der ersten Desinfektion des Seuchenbetriebs aufzuheben, vorausgesetzt dass

8.12.   Artikel 30 Buchstabe g — Maßnahmen in Überwachungszonen

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, der einen Anstieg der Morbiditäts- und/oder Mortalitätsrate oder Veränderungen bei der Produktion gemeldet hat, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.13.   Artikel 35 — Untersuchung von HPAI-Verdachtsfällen in Schlachthöfen und Transportmitteln

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Herkunftsbetrieb von Vögeln aufgrund eines Verdachts in Schlachthöfen oder Transportmitteln, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.14.   Artikel 36 Absatz 1 — Maßnahmen in Schlachthöfen

Nach Abschluss der Untersuchungen gemäß Nummer 8.13 und unter der Voraussetzung, dass die Laborunteruntersuchungen Negativbefunde ergeben haben und kein klinischer Verdacht auf HPAI im Herkunftsbetrieb und im Schlachthof besteht, kann die amtliche Überwachung aufgehoben werden.

8.15.   Artikel 37 Absätze 1 und 2 — Maßnahmen in Grenzkontrollstellen oder Transportmitteln

8.C.   Niedrig pathogene Aviäre Influenza (NPAI)

8.16.   Artikel 39 Absatz 6 Buchstaben b und h) — In Betrieben mit bestätigtem Ausbruch von NPAI durchzuführende Maßnahmen

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, bevor von dort Geflügel in einen Schlachthof befördert werden soll, oder einen Betrieb mit Geflügel aus Eiern, die bereits während der Inkubationszeit aus dem Betrieb abgeholt wurden, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.17.   Artikel 40 Absatz 2 Buchstabe b — Ausnahmen für bestimmte Betriebe von den bei bestätigtem Seuchenausbruch vorgeschriebenen Maßnahmen

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Betrieb, dem eine Ausnahme von den Maßnahmen gemäß Artikel 39 Absatz 2 und Absatz 5 Buchstabe b der Richtlinie 2005/94/EG gewährt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.18.   Artikel 42 Absätze 1 und 3 — Maßnahmen in Kontaktbetrieben

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Kontaktbetrieb, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.19.   Artikel 44 Absatz 1 Buchstabe b — Maßnahmen für das Restriktionsgebiet

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt eine gewerbliche Haltung in einem Restriktionsgebiet, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.20.   Artikel 45 Buchstaben a und b — Dauer der Maßnahmen

Die nach Kapitel V Abschnitt 3 der Richtlinie 2005/94/EG geltenden Maßnahmen für das Restriktionsgebiet sind frühestens 21 Tage nach dem Zeitpunkt des Abschlusses der Grobreinigung und der ersten Desinfektion des Seuchenbetriebs im Anschluss an die Räumung des Betriebs oder frühestens 42 Tage nach dem Zeitpunkt der Bestätigung des Ausbruchs von NPAI aufzuheben, vorausgesetzt dass

8.D.   Maßnahmen zur Verhütung der Übertragung von Viren der Aviären Influenza auf andere Spezies

8.21.   Artikel 47 Absätze 1 und 6 — Laboranalysen und andere Maßnahmen betreffend Schweine und andere Tiere

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt einen Schweinehaltungsbetrieb nach der Bestätigung des Verdachts auf Aviäre Influenza, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.E.   Wiederbelegung

8.22.   Artikel 49 Absatz 3 Buchstaben b und c — Wiederbelegung von Betrieben

Inspiziert ein amtlicher Tierarzt eine gewerbliche Haltung, die wiederbelegt wurde, so sind folgende Maßnahmen durchzuführen:

8.F.   Impfung

8.23.   Artikel 56 Absatz 2 Buchstabe i — Präventive Impfung von Geflügel oder in Gefangenschaft gehaltenen Vögeln anderer Spezies

Das geimpfte Geflügel oder die geimpften in Gefangenschaft gehaltenen Vögel anderer Spezies sind Laboruntersuchungen gemäß Kapitel IX der Richtlinie 2005/94/EG zu unterziehen, wobei die zugelassenen DIVA-Verfahren anzuwenden sind, sofern das Feldvirus bekannt ist.

Werden Sentineltiere verwendet, so müssen diese in jedem geimpften Bestand eingesetzt, klinisch inspiziert und einem Hämagglutinationshemmungstest (HI-Test) unterzogen werden. Zu diesem Zweck sind den nicht geimpften Sentineltieren in jedem geimpften Betrieb mindestens alle 60 Tage 20 Blutproben zu entnehmen.

8.24.   Anhang IX — Vorschriften für die Verbringung von Geflügel oder in Gefangenschaft gehaltenen Vögeln anderer Spezies und Geflügelerzeugnissen im Falle der Notimpfung

Bei der Beförderung von lebendem Geflügel oder lebenden in Gefangenschaft gehaltenen Vögeln anderer Spezies sowie deren Eiern sind strikte Überwachungsmaßnahmen anzuwenden, um das Risiko einer Weiterverbreitung der Aviären Influenza zu minimieren.

Zu Beginn einer Notimpfkampagne müssen bei der Beförderung von lebendem Geflügel oder lebenden in Gefangenschaft gehaltenen Vögeln anderer Spezies sowie deren Eiern dieselben Überwachungsmaßnahmen angewandt werden, um das Risiko einer Weiterverbreitung der Aviären Influenza inner- und außerhalb des Impfgebietes zu minimieren.

KAPITEL V

Diagnostische virologische Tests und Ergebnisbewertung

2.   Behandlung von Probenmaterial

„Trocken“ eingereichte Abstriche sind so in ein antibiotisches Medium einzutauchen, dass sie von diesem vollständig bedeckt werden. Proben können in Chargen zu jeweils fünf Stück gepoolt werden, sofern sie von derselben Spezies und derselben epidemiologischen Einheit stammen sowie zum selben Zeitpunkt entnommen wurden.

Die an das Labor übersandten Tierkörper sind einer Schlachtkörperuntersuchung zu unterziehen, wobei Proben aus folgenden Organen entnommen werden müssen: Fäzes oder Darminhalt, Hirngewebe, Luftröhre, Lungen, Leber, Milz oder andere eindeutig infizierte Organe. Diese Organe und Gewebe können gepoolt werden, doch Fäkalmaterial ist unbedingt gesondert zu behandeln.

Fäkalproben und Organe müssen in antibiotischem Medium (im geschlossenen Blender oder unter Verwendung von Stößel und Mörser und sterilem Sand) homogenisiert und zu 10 bis 20 Vol.- % suspendiert werden.

Die eingetauchten Abstriche und Suspensionen sind für rund 2 Stunden bei Umgebungstemperatur (bei 4 °C entsprechend länger) stehen zu lassen und danach durch Zentrifugieren zu klären (z. B. 800-1 000 g 10 Minuten lang).

3.   Virusisolierung in embryonierten Hühnereiern

Die Allantoishöhlen von mindestens vier embryonierten Eiern, die neun bis elf Tage vorbebrütet wurden, werden mit 0,1-0,2 ml des geklärten flüssigen Überstands beimpft. Im Idealfall sollten diese Eier aus einer spezifiziert pathogenfreien Herde stammen; ansonsten können auch Eier aus einem Bestand verwendet werden, der nachweislich frei von Antikörpern gegen Aviäre Influenza (negativer Test auf Serumantikörper — SAN) ist.

Die beimpften Eier sind bei 37 aufzubewahren und täglich zu durchleuchten. Eier mit toten bzw. absterbenden Embryonen sowie alle anderen Eier sind sechs Tage nach der Beimpfung auf 4 abzukühlen und die Allantois-/Amnionflüssigkeiten auf Hämagglutination zu untersuchen. Lässt sich keine Hämagglutination feststellen, muss dieses Verfahren mit unverdünnter Allantois-/Amnionflüssigkeit als Inokulum wiederholt werden. Wird Hämagglutination festgestellt, so ist im Kulturverfahren zu prüfen, ob eine Bakterienkontamination vorliegt. Sind Bakterien vorhanden, so können die Flüssigkeiten durch einen 450-nm-Membranfilter passiert und nach Zugabe weiterer Antibiotika in embryonierte Eier — wie oben beschrieben — inokuliert werden.

Um die Diagnose zu beschleunigen, haben einige Laboratorien zwei 3-Tages-Passagen oder 2-Tages- und 4-Tages-Passagen verwendet und mitgeteilt, dass die erzielten Ergebnisse mit zwei 6-Tages-Passagen vergleichbar seien, doch hierfür liegt noch keine umfassende Bewertung vor.

Positive Flüssigkeiten müssen auf Bakterienfreiheit getestet werden. Sind Bakterien vorhanden, können die Flüssigkeiten zur Entfernung der Bakterien durch einen 450-nm-Membranfilter passiert oder zentrifugiert und nach Zugabe weiterer Antibiotika wieder in Eiern passagiert werden.

4.   Differenzialdiagnose

KAPITEL VI

Molekulartests und Ergebnisbewertung

Die derzeitige Definition von HPAI gestattet die molekulare Identifizierung von Virulenzfaktoren und bestätigt die Anwendung von Molekulartechniken bei der Diagnose der Aviären Influenza. In jüngster Zeit gab es Entwicklungen bei deren Einsatz zur Feststellung und Charakterisierung des Influenza-A-Virus unmittelbar aus klinischen Proben infizierter Vögel. Bei klinischen Proben könnten konventionelle RT-PCR-Methoden mit den richtig definierten Primern eine schnelle Feststellung und Identifizierung des Subtyps (zumindest H5 und H7) ermöglichen, in Verbindung mit einem PCR-Fragment, das bei der Nukleotid-Sequenzanalyse eingesetzt werden könnte; diese haben nachweislich große Bedeutung für die rasche Ermittlung von weiteren Ausbrüchen nach erfolgter Ermittlung des Betriebs, in dem die Primärinfektion stattfand, und Charakterisierung des Virus. „Echtzeit“-Einzelschritt-RT-PCR-Methoden, bei denen Primer/Fluorogensondensysteme (rRT-PCR) eingesetzt werden, erlauben sogar eine noch schnellere und genauere Diagnose und somit den Nachweis von AI-Viren und die Bestimmung des Subtyps H5 oder H7 in klinischen Proben.

Bei den RT-PCR- und rRT-PCR-Systemen stellt sich das Problem, dass verschiedene Labore bislang verschiedene Systeme entwickelt haben, die zwar durchaus zulässig sind, die jedoch noch nicht validiert oder in verschiedenen Laboren an einer großen Zahl von Proben getestet worden sind. Das Gemeinschaftliche Referenzlabor und bestimmte nationale Referenzlaboratorien haben sich im Rahmen eines von der Gemeinschaft finanzierten Projekts (EU AVIFLU) darum bemüht, ratifizierte Protokolle für konventionelle RT-PCR und rRT-PCR zu erstellen, die von anderen nationalen Referenzlaboratorien übernommen werden könnten. Wenn Testparameter wie Zyklus- und Anlaufzeiten von den Empfehlungen der spezifischen Protokolle abweichen, so muss ihre Eignung gemäß Kapitel I Nummer 6 dieses Diagnosehandbuchs nachgewiesen werden.

Die vom Gemeinschaftlichen Referenzlabor angewandten Standardprotokolle für diese molekularen Tests und deren Evaluierung sind auf folgender Website zu finden:

http://www.defra.gov.uk/corporate/vla/science/science-viral-ai-reflab.htm

KAPITEL VII

In-vivo-Pathogenitätstest und Ergebnisbewertung

Die Virulenz der aus Vögeln isolierten Influenza-A-Viren für Hühner muss anhand des intravenösen Pathogenitätstests beurteilt werden, der wie folgt zu erstellen ist:

Das nachstehende Beispiel beschreibt eine einfache Methode zur Protokollierung und Berechnung der Indizes:

Anmerkung:

10 Vögel 10 Tage lang untersucht = 100 Untersuchungen.

Index = Durchschnittswert je Tier und Prüfung = 246/100 = 2,46.

Jedes Influenza-A-Virus, gleich welchen Subtyps, mit einem intravenösen Pathogenitätsindex von über 1,2 ist als HPAI-Virus einzustufen.

KAPITEL VIII

Serologische Untersuchung und Ergebnisbewertung

Das Influenza-A-Virus wird vorzugsweise anhand der Nukleoprotein- oder Matrix-Antigene nachgewiesen, die allen Influenza-A-Viren gemeinsam sind.

Dazu können Immundoppeldiffusions-Tests durchgeführt werden, die entweder konzentrierte Viruspräparate oder Extrakte von infizierter Chorioallantoismembran (CAM) voraussetzen.

Zur serologischen Untersuchung auf Antikörper gegen das aviäre Influenzavirus werden vorzugsweise der Hämagglutinationstest (HA-Test) und der Hämagglutinationshemmungstest (HI-Test) eingesetzt.

Kapitel 2.7.12 des Handbuchs mit Normenempfehlungen zu Diagnosemethoden und Vakzinen für Landtiere („Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals“) des Internationalen Tierseuchenamtes enthält ausführliche Informationen über Labortechniken und die Ergebnisbewertung.

Die Standardprotokolle für die serologische Untersuchung und die Vorgehensweise des Gemeinschaftlichen Referenzlabors bei der Bewertung der Ergebnisse finden sich auf folgender Website:

http://www.defra.gov.uk/corporate/vla/science/science-viral-ai-reflab.htm

KAPITEL IX

Überwachungssysteme in Verbindung mit der Impfung

1.   Richtlinie 2005/94/EG und Diagnosehandbuch

Nach der Richtlinie 2005/94/EG Kapitel IX Abschnitte 2 und 3 (Diagnosehandbuch) dürfen unter bestimmten Voraussetzungen Notimpfungen und präventive Impfungen durchgeführt werden. Zu diesen Voraussetzungen gehört unter anderem, dass eine DIVA-Strategie (Differenzierung zwischen infizierten und geimpften Tieren) angewandt wird.

Die Impfung muss darauf abzielen, die Infektion und eine anschließende Ausbreitung des Virus zwischen einzelnen Beständen zu verhindern. Es ist zweifelsfrei nachgewiesen, dass durch Impfungen die Virenmenge, deren es für eine Infektion der Vögel bedarf, erhöht und die Menge der ausgeschiedenen Viren reduziert wird. Allerdings können geimpfte Vögel, obwohl sie keine klinischen Symptome mehr entwickeln, das Virus dennoch weiterverbreiten. Somit könnten sich HPAI-Viren des Subtyps H5 und H7 über einen gewissen Zeitraum unbemerkt innerhalb eines Bestands mit suboptimaler Immunität in der gleichen Weise verbreiten, wie dies bei NPAI-Viren in einem nicht geimpften Bestand der Fall ist. Aus diesem Grund muss es möglich sein, viruspositive geimpfte Bestände, die sich mit dem Feldvirus infiziert haben, zu identifizieren, damit andere Bekämpfungsmaßnahmen, zum Beispiel Keulung, ergriffen werden können.

2.   Verwendung von Sentineltieren zur Überwachung der Infektion

Eine einfache Methode auf Bestandsebene ist die regelmäßige Überwachung nicht geimpfter Sentineltiere, die in jedem geimpften Bestand belassen werden, doch dieser Ansatz birgt einige praktische Probleme, so vor allem die Identifizierung der Sentineltiere in großen Beständen. Außerdem muss der Kontakt zwischen den Sentineltieren und den geimpften Vögeln gewährleistet sein.

3.   DIVA-Laboruntersuchung zur Überwachung der Infektion

Alternativ oder zusätzlich können auch die geimpften Vögel selbst Expositionsversuchen in Form von DIVA-Laboruntersuchungen unterzogen werden. In den letzten Jahren wurden mehrere Testsysteme entwickelt, anhand deren auch der Grad der Gefährdung geimpfter Vögel festgestellt werden kann. Eine Methode, die sich als praktikabel erwiesen hat, ist die Verwendung eines Impfstoffs mit einem Virus, das denselben Hämagglutinin-Subtyp wie das betreffende Feldvirus, aber einen anderen Neuraminidase-Subtyp als dieses aufweist. Die Antikörper gegen die Neraminidase (N) des Feldvirus agieren als natürliche Infektionsmarker.

Das System wurde in Italien nach dem erneuten Auftreten des LPAI-H7N1-Virus im Jahr 2000 verwendet. Zur Ergänzung unmittelbarer Kontrollmaßnahmen wurde eine DIVA-Strategie umgesetzt, und zwar unter Verwendung eines Impfstoffs, der H7N3 enthielt, um so eine H7N1-Feldinfektion zu bekämpfen. Geimpfte und feldvirusexponierte Vögel wurden im Rahmen eines serologischen Tests differenziert, um spezifische Anti-N1-Antikörper nachzuweisen. Dieselbe Strategie wurde im Zeitraum 2002–2003 in Italien bei der Kontrolle der durch H7N3 ausgelösten LPAI eingesetzt, in diesem Fall mit einem H7N1-Impfstoff und einem serologischen Test zum Nachweis spezieller Antikörper gegen N3. In beiden Fällen konnte das Feldvirus durch Impfung bei gleichzeitiger Keulung im Rahmen dieser DIVA-Strategie ausgerottet werden.

Probleme stellen sich bei diesem System dann, wenn ein Feldvirus auftaucht, das dasselbe N-Antigen besitzt wie das vorhandene Feldvirus, jedoch zu einem anderen H-Subtyp als H5 oder H7 gehört, oder wenn Subtypen mit demselben N-Antigen bereits im Feld zirkulieren. Besonders Enten sind als Träger von mehr als einem Subtyp bekannt. Ferner musste ein geeigneter Test für die Routineüberwachung der Bestände im Hinblick auf Anti-Neuraminidase-Antikörper entwickelt werden. In Italien wurde ein serologischer „Ad-hoc“-Test entwickelt und eingesetzt, der auf einem indirekten Immunofluoreszenztest basiert, wobei als Antigen aus Baculovirus-Rekombinanten gewonnene N-Proteine verwendet wurden. Diese Methode könnte nach Entwicklung eines ELISA-Tests öfter und leichter angewandt werden.

Die Verwendung von Impfstoffen, die nur HA enthalten — wie rekombinante Vektorimpfstoffe — ermöglicht klassische AGID-Tests oder ELISA-Tests, die auf Kerneiweiß, Nichtstrukturprotein oder Matrixproteinen basieren, zum Nachweis von Infektionen bei geimpften Vögeln.

Für inaktivierte Impfstoffe wurde ein Test zum Nachweis von Antikörpern gegen die Nichtstruktur-Virusproteine beschrieben, die nur während einer natürlichen Infektion entstehen. Ein solches System muss noch im Feld validiert werden, sein Nutzen ist jedoch dadurch eingeschränkt, dass jede natürliche Infektion eines Bestands mit einem Influenza-Virus unabhängig vom Subtyp zur Produktion von Antikörpern gegen das Nichtstrukturprotein führt.

Im Fall der Entwicklung schneller und empfindlicher Methoden zum Nachweis des Virus, insbesondere von automatisierbaren Methoden wie Echtzeit-RT-PCR, könnten diese für einfache, umfangreiche und regelmäßige Tests geimpfter Vögel auf die Präsenz eines Feldvirus genutzt werden. Der Nachweis von Erregern wird jedoch auf ein kurzes Zeitfenster in der akuten Infektionsphase beschränkt sein und lässt nicht den Schluss zu, dass ein Bestand in der Vergangenheit nicht mit dem Virus in Berührung gekommen ist. Dieser Ansatz eignet sich am besten dafür, geimpfte Vögel vor einer Verbringung zu testen und so die Abwesenheit einer aktiven Infektion nachzuweisen.

Mit dem gewählten System müssen so viele Proben getestet werden, dass eine Prävalenz einer Infektion mit dem AI-Virus von über 15 % mit einem Vertrauensniveau von 95 % ausgeschlossen werden kann.

KAPITEL X

Strategien der AI-Diagnose

Gemäß Anhang IV der Richtlinie 2005/94/EG können die Entscheidungen über die Anwendung von Maßnahmen in bestimmten Gebieten oder Kontaktbetrieben inhaltlich und bezüglich der Strenge der Sanktionen je nach dem Ausmaß der Gefährdung sehr unterschiedlich ausfallen. Auch die erforderliche diagnostische Bestätigung des Seuchenausbruchs muss im Verhältnis zu den gegebenen Umständen, dem Ausmaß der Gefährdung und dem Risikograd stehen. Die Veterinärbehörden müssen bei ihren Entscheidungen bezüglich der Diagnosestrategie das Interesse an einer raschen Kontrolle und Ausrottung der Seuche gegen die Gefahr einer fehlerhaften Diagnose abwägen. Dabei sind viele Faktoren zu berücksichtigen, jedoch sind bestimmte Situationen vorhersehbar.

KAPITEL XI

Diagnose einer Infektion mit AI-Viren bei Schweinen und anderen Säugetieren

1.   AI bei Schweinen

Bei Schweinen kommt es leicht zu einer Infektion mit AI-Viren. Obgleich diese sich in den meisten Fällen nur eingeschränkt vermehren, besteht die Möglichkeit, dass infizierte Schweine die Seuche auf Geflügel und andere empfängliche Tiere übertragen. Bislang ist eine Übertragung von AI-Viren der Subtypen H5 und H7 durch Schweine jedoch nicht belegt.

Während des Ausbruchs im Jahr 2003 in den Niederlanden wurde festgestellt, dass H7N7-infizierte Schweine keine klinischen Symptome zeigten, die der H7N7-Infektion hätten zugeschrieben werden können. Darüber hinaus ist während des H5N1-Ausbruchs in Asien oder andernorts nichts über erkrankte Schweine bekannt geworden.

Ob Schweine infiziert sind, lässt sich deshalb nicht anhand der klinischen Symptome bestimmen, obgleich das klinische Erscheinungsbild durch eine Infektion von Schweinen mit anderen Influenzaviren aviären Ursprungs ausgelöst werden kann, wenn sich ein Virus dem Wirt angepasst hat. Die Diagnose von AI-Virus-Infektionen bei Schweinen entspricht im Wesentlichen der Diagnose bei Vögeln und beruht auf Virusisolierung, molekularen Techniken und dem Nachweis spezifischer Antikörper mit Hämagglutinationshemmungstests. Es gibt jedoch bestimmte Unterschiede, so dass keiner dieser Tests in vollem Umfang für die Verwendung bei Schweinen zur Bestätigung einer Infektion mit AI-Viren validiert ist.

2.   Proben für die Virusisolierung

AI-Virus-Infektionen sind bei Schweinen in der Regel auf die Atemwege beschränkt, so dass für Proben Gewebe aus den Atemwegen entnommen und gegebenenfalls Oropharyngeal- oder Nasenabstriche gemacht werden müssen, am besten bei Schweinen, die Symptome der Seuche aufweisen. Diese Proben und Abstriche können für die Zwecke der Virusisolierung oder des molekularen Nachweises des Virus verarbeitet werden, und zwar unter Verwendung derselben Techniken, die oben für Probenahmen bei Vögeln beschrieben wurden. Bei der Verwendung von PCR-Techniken sind jedoch angemessene Kontrollen erforderlich, damit gewährleistet ist, dass die Amplifikation nicht durch Substanzen in den Proben von Schweinen gehemmt wird.

3.   Beimpfung und Inkubation von Eiern

Zur Isolierung der Influenzaviren von Säugetieren in 9 bis 11 Tage alten embryonierten Hühnereiern wird normalerweise jedes Ei über die Allantoishöhlen in die Amnionhöhle beimpft. Bei Tests an Schweinen, die mit AI-Viren in Kontakt gekommen sind, ist jedoch zu beachten, dass in Fällen, in denen das Virus wenig Anpassungschancen hatte, eine Beimpfung der Allantoishöhlen wahrscheinlich ausreichen wird.

Entsprechend wird für die Isolierung von Säugetier-Influenza-A-Viren in der Regel eine Temperatur von 35 °C empfohlen, doch auch hier gilt bei schlecht an Schweine angepassten Viren, dass eine Temperatur von 37 °C die Virusisolierung nicht beeinträchtigt.

4.   Test auf spezifische Antikörper in HI-Tests

Die empfindlichsten Methoden für die Feststellung einer AI-Virus-Infektion bei Schweinen dürften die Virusisolierung oder der molekulare Nachweis sein. Serologische Reaktionen bei Schweinen konnten jedoch auch in Fällen festgestellt werden, in denen kein Virus isoliert oder nachgewiesen wurde. Für HI-Tests mit Schweineseren müssen die in Kapitel VIII beschriebenen Tests für Geflügelseren abgewandelt werden.

Schweineseren sind bekannt für ihre Eigenschaft der nichtspezifischen Hemmung in HI-Tests. Damit es nicht dazu kommt, muss jede Serumprobe mit einem Rezeptor behandelt werden, der Enzyme zerstört (RDE). Es ist folgende Methode anzuwenden:

Das behandelte Serum wird dann in HI-Tests verwendet, wie sie in Nummer [..] für Geflügelseren beschrieben wurden; die Anfangsverdünnung ist 1:10. Zur Beurteilung der Spezifität des HI-Tests für den zu verwendenden Virusstamm muss eine Reihe von Schweineseren mit bekanntem seronegativem Status in Bezug auf AI herangezogen werden (siehe Verwendung von aus einem Ausbruch gewonnenen Virusstämmen für serologische Untersuchungen, Kapitel VIII). Während des Ausbruchs in den Niederlanden im Jahr 2003 wurden im HI-Test mit unabhängig vom Ausbruch gesammelten Schweineseren bis zu 2,6 % nichtspezifische Reaktoren nachgewiesen.

5.   Probenahmen bei Schweinen

Besonders in Betrieben, in denen Schweine und Geflügel entweder zusammen oder in getrennten Ställen gehalten werden, besteht die Gefahr, dass sich Schweine unmittelbar oder mittelbar durch den Kontakt mit Geflügel oder Geflügelerzeugnissen mit AI infizieren. Soll eine Infektion ausgeschlossen werden, so müssen gemäß dem in Kapitel IV Nummer 8.21 beschriebenen Verfahren Oropharyngeal- oder Nasenabstriche und Blutproben entnommen werden. Die Proben sind von Schweinen zu nehmen, die klinische Symptome der Seuche zeigen. Sind jedoch keine klinischen Symptome erkennbar, so können Proben nach dem Zufallsprinzip in allen Teilen des Stalls genommen werden. Sofern dies im Labor möglich ist, sind die Abstriche schnellen molekularen Tests und/oder einer Virusisolierung zu unterziehen. Die RT-PCR muss ordnungsgemäß validiert worden sein und für Influenza-A-Viren mindestens ebenso empfindlich sein wie eine Virusisolierung in Eiern.

Zwei bis vier Wochen nach der Keulung des mit AI infizierten Geflügels müssen mindestens 60 Blutproben von Schweinen genommen werden, und zwar so, dass wenigstens einige Proben aus Gruppen von Schweinen stammen, die unmittelbar Kontakt zueinander haben. Die Proben sind einem HI-Test mit Viren zu unterziehen, die aus einem Ausbruch bei Geflügel stammen. Proben aus der akuten und der Konvaleszenz-Phase sind gleichzeitig zu testen. Positive Proben können durch eine Virusneutralisierung und/oder Western-Blot-Analysen bestätigt werden.

Wird auch nur eine Probe positiv getestet, so sind alle Schweinehaltungsbetriebe, die sich innerhalb der Schutzzone befinden, einer epidemiologischen Untersuchung zu unterziehen, und zwar unabhängig davon, ob es sich um gemischte Betriebe handelt oder nicht.

6.   AI-Viren bei anderen Säugetieren als Schweinen

Auch andere für AI empfängliche Säugetiere als Schweine, darunter Katzen, müssen untersucht werden. Tests an Katzen zum Nachweis insbesondere von HPAI H5N1 sind wie folgt durchzuführen:

Erhebliche krankhafte Veränderungen infolge einer Virusvermehrung finden sich vor allem in Lunge und Leber, so dass Proben für virologische Untersuchungen vorzugsweise aus diesen Organen toter Tiere zu entnehmen sind. Bei lebenden Tieren werden für den Virusnachweis am besten Luftröhren-/Oropharyngealabstriche genommen. Zusätzlich können getrennt Kotabstriche gemacht werden.

Sollen Blutproben HI-Tests unterzogen werden, so ist eine 30-minütige Hitzebehandlung bei 56 °C erforderlich; eine RDE-Behandlung ist nicht nötig.

KAPITEL XII

Mindestsicherheitsanforderungen an den Transport von Proben

2.   Verpackung diagnostischer Proben für den Transport

Diagnostische Proben, die gemäß den IATA-Vorschriften transportiert werden, erhalten die UN-Identizierungsnummer 2814, 2900 oder 3373.

Bis der Empfänger das Paket erhält, haftet der Versender und nicht das Transportunternehmen.

3.   Erstverpackung

Der gesamte Inhalt des Primärgefäßes bildet die diagnostische Probe.

4.   Zweitverpackung

5.   Äußere Verpackung

KAPITEL XIII

Versendung von Viren und Proben an das Gemeinschaftliche Referenzlabor

2.   Versendung von Viren oder sonstigem Material an das Gemeinschaftliche Referenzlabor

KAPITEL XIV

Mindestsicherheitsanforderungen an AI-Diagnoselabore

2.   Für Labore relevante Gemeinschaftsrichtlinien

Richtlinie 89/391/EWG des Rates vom 12. Juni 1989 über die Durchführung von Maßnahmen zur Verbesserung der Sicherheit und des Gesundheitsschutzes der Arbeitnehmer bei der Arbeit (ABl. L 183 vom 29.6.1989, S. 1)

Richtlinie 90/679/EWG des Rates vom 26. November 1990 über den Schutz der Arbeitnehmer gegen Gefährdung durch biologische Arbeitsstoffe bei der Arbeit (Siebte Einzelrichtlinie im Sinne von Artikel 16 Absatz 1 der Richtlinie 89/391/EWG) (ABl. L 374 vom 31.12.1990, S. 1)

Wird bei der Diagnose auf die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) und das Klonen von PCR-Produkten in ein bakterielles Plasmid zurückgegriffen, das z. B. für die Zwecke der DNA-Sequenzierung vermehrt wird, so sind außer den beiden vorgenannten Richtlinien auch noch die folgende Richtlinie und Europäische Normen (EN) anwendbar:

Richtlinie 90/219/EWG des Rates vom 23. April 1990 über die Anwendung genetisch veränderter Mikroorganismen in geschlossenen Systemen (ABl. L 117 vom 8.5.1990, S. 1)

4.   Anforderungen an Laboratorien (Einschlussgrade 1 bis 4)

Richtlinie 2000/54/EG des Europäischen Parlaments und des Rates vom 18. September 2000 über den Schutz der Arbeitnehmer gegen Gefährdung durch biologische Arbeitsstoffe bei der Arbeit (Siebte Einzelrichtlinie im Sinne von Artikel 16 Absatz 1 der Richtlinie 89/391/EWG) (ABl. L 262 vom 17.10.2000, S. 21), Richtlinie 90/219/EWG und Europäischen Normen EN 12128, EN 12740, EN 12741.

Es gibt noch weitere Europäische Normen, die sich auf die Leitung und Organisation von Laboratorien beziehen.

Es gibt weitere nationale und internationale Regelungen und Empfehlungen, die zu beachten sind. Die WHO hat auf ihrer Website ein eigenes Handbuch zur Sicherheit von Laboratorien veröffentlicht:

http://www.who.int/csr/resources/publications/biosafety/WHO_CDS_CSR_LYO_2004_11/en/

5.   Sicherheitsmaßnahmen in Bezug auf die Tiergesundheit

Die Veterinärbehörden der Mitgliedstaaten müssen Vorschriften für die Einschließung von AI-Viren (besonders HPAI, doch auch alle sonstigen AI-Viren der Subtypen H5 und H7) erlassen. Einige Empfehlungen dazu finden sich in Kapitel 1.4.5 des Gesundheitskodex für Landtiere 2005 des Internationalen Tierseuchenamts (OIE). HPAI gilt als Erreger der OIE-Sicherheitsstufe 4.

Regelungen in Bezug auf den Umgang mit AI-Viren werden jedoch von den Veterinärbehörden der Mitgliedstaaten erlassen.

Die Mindestsicherheitsanforderungen des Gemeinschaftlichen Referenzlabors, die sich aus den nationalen Vorschriften des Vereinigten Königreichs ergeben, sind auf folgender Website nachzulesen:

http://www.defra.gov.uk/corporate/vla/science/science-viral-ai-reflab.htm

6.   Sicherheitsmaßnahmen in Bezug auf die menschliche Gesundheit

Bei der Arbeit mit AI-Viren in Laboratorien ist stets zu beachten, dass diese Viren zumindest potenziell humanpathogene Erreger sind. Der Laborbetrieb muss also so organisiert sein, dass sich das Laborpersonal nicht infizieren kann und dass keine Viren aus dem Labor entweichen können.

Leitlinien für den Umgang mit Proben, bei denen der Verdacht besteht, dass sie AI-A-Viren enthalten, finden sich auf der Website der Weltgesundheitsorganisation (WHO):

http://www.who.int/csr/disease/avian_influenza/guidelines/handlingspecimens/en/

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(1)  Hierfür sind umfassende Probenahmen erforderlich. Die Proben sollten für eine spätere Beurteilung gelagert werden.

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