UJI  LC 50 EKSTRAK  AKAR  TUBA  DAN  PENGARUHNYA  TERHADAP STATUS KESEHATAN IKAN NILA ( Oreochromis niloticus )
LC 50 Tuba Root Extract Test and Its Effect on Nile Tilapia ( Oreochromis niloticus ) Health Status
Tanbiyaskur 1 *, Yulisman 1 dan Danang Yonarta 1
1 Program Studi Budidaya Perairan, Fakultas Pertanian, Universitas Sriwijaya, Indralaya *qurhadi30@gmail.com

## Abstrak
Bahan  kimia  yang  digunakan  sebagai  bahan  anestesi  ikan  dan  senyawa  anti  mikroba  sudah  harus diminimalisir untuk keamanan pangan. Tujuan dari penelitian ini adalah untuk mengetahui nilai LC 50 96 jam pada ekstrak akar tuba pada ikan nila dan pengaruh yang ditimbulkan oleh penggunaan ekstrak akar tuba terhadap status kesehatan ikan nila. Konsentrasi perlakuan ekstrak akar tuba yang digunakan pada pengujian toksisitas letal adalah 0 ml/l, 0,001 ml/l, 0,002 ml/l, 0,003 ml/l, 0,004 ml/l pada pengujian toksisitas subletal untuk mendapatkan nilai LC 50 96 Jam. Hasil pengujian darah ikan nila pada uji toksisitas subletal berturut-turut yaitu jumlah total eritrosit PO : 11,3 x 10 5 sel/mm 3 , P1 : 2,4 x 10 5 sel/mm 3 , P3 : 2,2 x 10 5 sel/mm 3 , P4 : 1,7 x 10 5 sel/mm 3 , P5 :1,9 x 10 5 sel/mm 3 . Kadar Hematokrit PO : 25%,  P1 : 23%, P2 : 19 %, P3 : 15%, P4 :17%. Kadar Hemoglobin PO : 10,13 g/dl,    P1  :  7,7  g/dl,    P2  :  6,4  g/dl,    P3  :  5,0  g/dl,  P4  :  5,7  g/dl  .  Hasil  pengujian  pada  uji  toksisitas  subletal menunjukkan angka mortalitas ikan nila yaitu PO : 0%,  P1 : 6,27%,  P2 : 13,77%,  P3 : 14,17%, P4 : 37,10%, P5 : 77,10%. Hasil Pengujian toksisitas subletal menunjukkan bahwa LC 50 -96 jam ekstrak akar tuba diperoleh nilai sebesar 0,003 ml/l.
Kata kunci: Ikan Nila, Ekstrak Akar Tuba, Derris elleptica

## Abstract
Chemicals used as fish anesthetics and antimicrobial compounds must be minimized for food safety. The purpose of this study was to determine the LC50 value of 96 hours on tuba root extract in tilapia and the effect caused by the use of tuba root extract on the health status of tilapia. This study used a Completely Randomized Design (CRD) which consisted of 5 treatments in a lethal toxicity test and 6 treatments in a sublethal toxicity test with each treatment performed 3 replications. The concentration of the tuba root extract treatment used in lethal toxicity testing was 0 ml/l, 0.001 ml/l, 0.002 ml/l, 0.003 ml/l, 0.004 ml/l. The results of lethal toxicity testing were used in sublethal toxicity testing to obtain an LC50 value of 96 hours. Tilapia blood test results in successive sublethal toxicity tests are the total number of erythrocytes PO: 11.3 x 105 cells/mm3, P1: 2.4 x 105 cells/mm3, P3: 2.2 x 105 cells/mm3, P4 : 1.7 x 105 cells/mm3, P5: 1.9 x 105 cells/mm3. Hematocrit levels PO: 25%, P1: 23%, P2: 19%, P3: 15%, P4: 17%. Hemoglobin levels PO: 10.13 g/dl, P1: 7.7 g/dl, P2: 6.4 g/dl, P3: 5.0 g/dl, P4: 5.7 g/dl. The results of tests on the sublethal toxicity test showed mortality of tilapia namely PO: 0%, P1: 6.27%, P2: 13.77%, P3: 14.17%, P4: 37.10%, P5: 77.10 %. The results of sublethal toxicity testing showed that LC50-96 hours of tuba root extract obtained a value of 0.003 ml/l.
Keywords : Tilapia, Tuba Root Extract, Derris elleptica

## PENDAHULUAN
Permintaan  komoditas  perikanan  di pasar domestik maupun internasional terus mengalami  perubahan  mulai  dari  produk dalam bentuk baku ke bentuk segar ataupun dalam  bentuk  hidup.  Beberapa  komoditas perikanan  yang  memiliki  nilai  ekonomis tinggi  dan  banyak  diperdagangkan  dalam keadaan hidup antara lain ikan nila, udang, lobster  dan  beberapa  jenis  ikan  laut (Junianto, 2003).
Permintaan konsumen terhadap komoditas hidup perikanan adalah keinginan  konsumen  untuk  memperoleh kepuasan cita rasa dan tekstur daging yang lebih  baik.  Konsumen  bersedia  membayar lebih  tinggi  untuk  memperoleh  produk hidup  demi  mendapatkan  cita  rasa  dan tekstur daging yang lebih baik.
Ikan nila ( Oreochromis sp.) merupakan  salah  satu  jenis  komoditas perikanan  air  tawar  yang  potensial.  Ikan nila  sudah  mulai  dibudidayakan  hampir  di
seluruh  wilayah  Indonesia.  Permintaan terhadap  jenis  ikan  nila  dalam  keadaan hidup  akan  terus  meningkat  di  pasaran (Suryaningrum et al. , 2005).
Suryaningrum et al . (2005) menyatakan dukungan teknologi penanganan  dibutuhkan  dalam  memenuhi permintaan  pangsa  pasar  yang  terus meningkat  terhadap  ikan  hidup.  Upaya mempertahankan kondisi ikan hidup dapat dilakukan  dengan  berbagai  cara,  misalnya teknologi  modifikasi  media  pembawa  dan bahan  yang  dapat  menurunkan  aktivitas metabolisme  ikan  (bahan  anestesi)  pada proses pengiriman ikan. Salah satu metode yang  dapat  dilakukan  dalam  upaya menurunkan  aktivitas  metabolisme  ikan selama pengiriman adalah dengan pembiusan.
Sebagai  tindak  lanjut  kampanye keamanan  pangan  ( food  safety )  produk akuakultur,  maka  upaya  penggunaan berbagai  bahan  kimia  mulai  dialihkan kepada  paradigma  bahan  nabati.  Sifatnya yang organik, bahan nabati mudah terurai di alam dan daya racunnya akan hilang dalam beberapa hari (Hamzah, 2019).
Namun demikian, kemampuan beberapa bahan alami yang ditemukan yang masih  rendah  dalam  menganestesi  ikan menyebabkan  penggunaan  bahan  tersebut kurang diminati di kalangan pembudidaya. Untuk  itu,  perlu  kajian  lebih  jauh  tentang berbagai  jenis  bahan  nabati  yang diharapkan dapat mengimbangi daya racun bahan  anorganik,  tetapi  tetap  ramah lingkungan  dan  menjamin  keamanan pangan.  Salah  satu  bahan  nabati  yang memiliki  potensi  untuk  digunakan  sebagai bahan penurun metabolisme ikan (anestesi) adalah  ekstrak  akar  tuba  (Rusdiansyah,
2004).
Menurut Hien et al . (2003), akar tuba
( Derris  elliptica )  merupakan  tumbuhan perdu  yang  memiliki  kandungan  aktif dominan  berupa  rotenon.  Senyawa  ini merupakan  senyawa  isoflavon  yang memiliki  kadar  toksisitas  rendah  terhadap mamalia,  termasuk  terhadap  manusia.
Namun kadar toksisitas akar tuba terhadap ikan masih belum banyak dikaji.
Oleh karena itu, perlu dilakukan suatu penelitian tentang uji toksisitas ekstrak akar tuba  pada  ikan  nila,  serta  mengkaji pengaruhnya terhadap status kesehatan ikan nila  untuk  melihat  potensinya  sebagai bahan anestesi pada ikan.

## METODOLOGI Waktu dan Tempat
Penelitian  dilaksanakan  di  kolam percobaan  Program  Studi  Budidaya Perairan  Fakultas  Pertanian  Universitas Sriwijaya.

## Materi Penelitian
Benih  Ikan  nila  ditebar  dalam akuarium  berukuran  60  x  40  x  40  cm. Akuarium diisi air dengan volume 60 liter dan  ditebar  benih  ikan  nila  sebanyak  1 ekor/2  liter.  Ikan  diadaptasikan  selama  3 hari  kemudian  dipuasakan  selama  24  jam. Setelah  pemuasaan,  kemudian  dilakukan pengujian konsentrasi letal sesuai perlakukan  pada  benih  ikan  nila.  Pada  air pemeliharaan  benih  ikan  nila  yang  telah disiapkan  diberi  ekstrak  akar  tuba  sesuai dosis perlakuan.
Pengamatan  terhadap  ikan  uji dilakukan  selama  96  jam  untuk  melihat respons  ikan  yang  terpapar  ekstrak  akar tuba. Parameter pengamatan pada penelitian ini yaitu kelangsungan hidup dan gambaran darah ikan.

## Rancangan Penelitian
Pada  penelitian  ini  digunakan Rancangan  Acak  Lengkap  (RAL)  dimana digunakan  5  perlakuan  pada  uji  toksisitas letal  dan  6  perlakuan  pada  uji  toksisitas subletal  dengan  masing-masing  perlakuan dilakukan 3 kali ulangan.
Konsentrasi  perlakuan  ekstrak  akar tuba  yang  digunakan  pada  pengujian toksisitas  letal  adalah  0  ml/l,  0,001  ml/l, 0,002  ml/l,  0,003  ml/l,  0,004  ml/l.  Hasil pengujian  toksisitas  letal  digunakan  pada pengujian toksisitas subletal untuk mendapatkan nilai LC 50 96 jam. Ikan yang
digunakan  dalam  penelitian  adalah  benih ikan nila dengan berat 15 + 1 g.
Prosedur Kerja
Penelitian ini terdiri dari 2 tahap yaitu pembuatan  ekstrak  akar  tuba  dan  uji toksisitas  letal  (LC 50 96  Jam).  Tahapan Pembuatan ekstrak akar tuba disajikan pada Gambar 1 berikut.
Gambar 1.  Pembuatan ekstrak akar tuba.
Proses  ekstraksi  diawali  dengan pembersihan  akar  tuba  dari  sisa-sisa  tanah yang  masih  menempel.  Pembersihan dilakukan segera setelah akar tuba dipanen, dan  dilakukan  dengan  hati-hati  untuk mengurangi  terjadinya  proses  lisis  dari kandungan  aktif  rotenon  yang  terdapat dalam  akar  tuba.  Akar  yang  telah  bersih kemudian dihaluskan dengan menggunakan parutan.  Akar  yang  telah  halus  atau terpotong  lebih  kecil  ditimbang  dengan menggunakan neraca analitik. Sebanyak 10 gram  akar  tuba  halus  ditimbang  dan direndam dalam 500 ml larutan etanol 96% selama  48  jam  secara  berulang  hingga bahan  pelarut  (etanol)  tidak  mengalami perubahan  warna  saat  ditambah  dengan parutan  akar  tuba.  Proses  perendaman dihentikan  hingga  pelarut  yang  digunakan mencapai 1000 ml.
Hasil  ekstraksi  etanol  selanjutnya dipekatkan  dengan  menggunakan vacuum rotary evaporator (Nasution, 2012).
Penentuan Dosis (LC 50 ) Penentuan  dosis  toksisitas  yaitu dengan  menentukan  ambang  atas  dan ambang  bawah.  Langkah  kerja  dimulai dengan  alat  dan  bahan  uji  ambang  atas dipersiapkan  dan  berbagai  konsentrasi perlakuan  ekstrak  akar  tuba  diteteskan  ke dalam  akuarium.  Setelah  itu  diamati  ikan yang mati sampai mendapatkan konsentrasi ambang batas atas yaitu dimana konsentrasi yang diberikan mampu membunuh populasi ikan 100% dan ambang batas bawah dimana kematian  ikan  0%,  dengan  tujuan  untuk menentukan nilai konsentrasi LC 50 .
Uji LC 50 96 Jam Uji  toksisitas  merupakan  uji  hayati yang  berguna  untuk  menentukan  tingkat
Membersihkan akar tuba
Tahap penghalusan akar tuba menggunakan willey mill
Penimbangan akar tuba
sebanyak 10 gr
Direndam larutan 500 ml etanol 96% selama 48 jam
Ekstrak akar tuba dipekatkan menggunakan Vacuum rotary
evaporator
Ekstrak akar tuba siap digunakan
toksisitas  dari  suatu  zat  atau  bahan pencemar  dan  digunakan  juga  untuk pemantauan  rutin  suatu  limbah.  LC 50 ( Median  Lethal  Concentration )  yaitu konsentrasi  yang  menyebabkan  kematian sebanyak  50%  dari  organisme  uji  yang dapat  diestimasi  dengan  grafik  dan perhitungan pada suatu waktu pengamatan tertentu, misalnya LC 50 48 jam, LC 50 96 jam sampai  waktu  hidup  hewan  uji  (Rudiyanti dan Dana, 2009).
Dosis LC 50 diperoleh dari uji ambang batas  atas  dan  bawah.  Nilai  ambang  batas berfungsi  untuk  menentukan  konsentrasi perlakuan  pada  uji  toksisitas  subletal. Pengujian  toksisitas  subletal  dilakukan dengan  menggunakan  Rancangan  Acak Lengkap  (RAL)  yang  terdiri  dari  6 perlakuan dengan masing-masing perlakuan  dilakukan  3  kali  pengulangan. Konsentrasi perlakuan uji toksisitas subletal ditentukan
dengan menggunakan perhitungan  Busvine  (1971),  sebagai berikut :
Log  % & ' ( = K log ( - ' ) ......(1)
- ' = / - = 0 / = 1 0 = 2 1 = 3 2 ......(2)
Keterangan : N = Konsentrasi ambang atas (mL.L -1 ) n  = Konsentrasi ambang bawah (mL.L -1 )
K = Jumlah interval konsentrasi
a, b, c, d, e, f adalah konsentrasi yang diuji dengan a sebagai konsentrasi terkecil dengan  menggunakan  rumus  (1)  dan  (2). Maka  didapat  nilai  uji  toksisitas  sub  letal (LC 50 96 jam) sebagai berikut :
P0 =  Tanpa  Penambahan  Ekstrak  Akar Tuba (0 mL/L)
P1 =  Konsentrasi Ekstrak Akar Tuba a P2 =  Konsentrasi Ekstrak Akar Tuba b P3 =  Konsentrasi Ekstrak Akar Tuba c P4 =  Konsentrasi Ekstrak Akar Tuba d P5 =    Konsentrasi Ekstrak Akar Tuba e

## Data Mortalitas
Pengamatan  mortalitas  dilakukan pada jam ke- 12, 24, 36, 48, 60, 72, 84 dan 96. Penentuan mortalitas dilakukan dengan jumlah  ikan  pada  awal  dikurang  jumlah
ikan  pada  akhir  pemeliharaan  kemudian dibandingkan  dengan  jumlah  ikan  pada awal pemeliharaan (Effendie, 1997) :
M = &45&6
&4 x 100%
Keterangan : M  = Mortalitas % Nt  = Jumlah ikan pada akhir pemeliharaan (ekor) No = Jumlah ikan pada awal pemeliharaan (ekor)

## Gambaran Darah
Pengamatan yang dilakukan terhadap gambaran  darah  ikan  yaitu  total  eritrosit, hemoglobin  dan  hematokrit.  Pengambilan darah ikan dilakukan pada uji subletal yaitu 24  jam  setelah  ikan  terpapar  ekstrak  akar tuba.
Jumlah  eritrosit  dihitung  menurut Blaxhall  dan  Daisley  (1973).  Perhitungan eritrosit  dengan  cara  sampel  darah  dihisap dengan  pipet  yang  berisi  bulir  pengaduk warna  merah  sampai  skala  1,  kemudian ditambahkan larutan Hayem’s sampai skala 101, digoyang atau diayunkan membentuk angka  delapan  selama  3-5  menit  agar bercampur  homogen.  Tetesan  pertama dibuang,  berikutnya  diteteskan  ke  dalam hemositometer  dan  ditutup  dengan  kaca penutup,  diamati  di  bawah  mikroskop. Perhitungan  dilakukan  pada  kotak  kecil hemositometer, Σ eritrosit  = Σ sel  eritrosit terhitung x pengencer/volume.
Pengukuran kadar hemoglobin dilakukan  dengan  metode  Sahli  dengan salinometer  (Wedemeyer  dan  Yasutake, 1977).  Kadar  Hb  diukur  dengan  cara mengonversikan  darah  ke  dalam  bentuk asam  hematin  setelah  darah  ditambah dengan  HCl    0,1  N.  Prosedur  perhitungan dilakukan  dengan  cara  :  darah  dihisap dengan  pipet  Sahli  sampai  skala  20  mm 3
atau  skala  0,2  ml,  lalu  ujung  pipet dibersihkan dengan kertas tisu.
Setelah  itu  darah  dalam  pipet dipindahkan  dalam  tabung  Hb-meter  yang telah  diisi  HCl  0,1  N  sampai  skala  10 (merah), aduk dan biarkan selama 3 sampai 5 menit. Tambahkan akuades sampai warna darah  dan  HCl  tersebut  seperti  warna larutan  standar  yang  ada  dalam  Hb  meter tersebut.  Kemudian  skala  dibaca  yaitu
dengan  melihat    permukaan  cairan  dan dicocokkan dengan skala tabung Sahli yang dilihat pada skala jalur g % (kuning) yang berarti banyaknya hemoglobin dalam gram per 100 ml darah.
Kadar  hematokrit  (He)  diukur menurut  Anderson  dan  Siwicki  (1995). Kadar  He  ditentukan  dengan  cara:  sampel darah  dimasukkan  dalam  tabung  mikro hematokrit  sampai  kira-kira  3/4  bagian tabung,  kemudian  ujungnya  disumbat dengan crytoseal sedalam 1 mm. Setelah itu disentrifus  dengan  kecepatan  5000  rpm selama  5  menit.  Setelah  itu  dilakukan pengukuran panjang darah yang mengendap (a)  serta  panjang  total  volume  darah  yang terdapat  di  dalam  tabung  (b).  Kadar  He dinyatakan  sebagai % volume padatan sel
darah  dan  dihitung  dengan  cara  =  (a/b)  x 100%.

## Pengamatan Kelangsungan Hidup (SR)
Pengamatan  kelangsungan  hidup dilakukan setiap hari dari awal sampai akhir penelitian. Perhitungan kelangsungan hidup dilakukan  sesuai  pernyataan  Effendie (1997) sebagai berikut :
SR  = Nt &4 x 100%
Keterangan : SR  = Kelangsungan hidup (%) Nt   = Jumlah ikan pada akhir pemeliharaan (ekor) No = Jumlah ikan pada awal pemeliharaan (ekor)

## Pengukuran Kualitas Air
Parameter  pengukuran  kualitas  air yang diuji disajkan pada Tabel 1 berikut :
Tabel 1.   Parameter, alat ukur dan frekuensi pengukuran pada uji toksisitas letal. Parameter Alat Frekuensi pengukuran Acuan Suhu ( o C) Termometer Awal dan akhir APHA (2005) Ph pH meter 12 jam sekali APHA (2005) Oksigen Terlarut (mg/ L) DO meter Awal dan akhir APHA (2005) Amonia (mg/ L) Spektrofotometer Awal dan akhir APHA (2005) Prosedur pengujian amonia adalah air sampel diambil sebanyak 50 mL kemudian disaring  menggunakan  kertas  saring Whatman No.  24.  Selanjutnya,  diambil sebanyak  10  mL  setelah  itu  ditambahkan dengan 1 tetes MnSO 4 , 0,5 mL chlorox dan 0,6 mL phenate.  Diamkan selama 15 menit sampai pembentukan warna stabil kemudian diukur menggunakan spektrofotometer dengan panjang
gelombang  630  mm  dan  catat  absorbansi yang terbaca.  Selanjutnya, masukkan hasil pembacaan  absorbansi  sampel  ke  dalam kurva kalibrasi standar (APHA, 2005).

## Analisis Data
Data  kumulatif  mortalitas  ikan  nila pada  uji  letal  dianalisis  menggunakan
analisis probit dengan bantuan tabel probit untuk mengetahui nilai Lc 50 96 jam. Untuk mengetahui  pengaruh  dari  pemberian ekstrak akar tuba pada berbagai konsentrasi terhadap kelangsungan hidup pada ikan nila dilakukan  dengan  menggunakan  analisis sidik  ragam  (ANSIRA).  Apabila  terdapat pengaruh  yang  nyata  maka  dilakukan  uji lanjut BNT dengan taraf kepercayaan 99%.

## HASIL DAN PEMBAHASAN Mortalitas Ikan pada Uji Letal
Pemberian berbagai konsentrasi ekstrak  akar  tuba  pada  pengujian  ini dilakukan  untuk  menentukan  nilai  atau konsentrasi  ekstrak  akar  tuba  pada  uji  sub letal. Adapun data mortalitas pada uji letal ini disajikan pada Tabel 2 berikut :
Tabel 2.   Mortalitas ikan nila dengan paparan ekstrak akar tuba pada uji letal.
Waktu pengamatan (jam) Mortalitas (%) 0 ml/l 0,001 ml/l  0,002 ml/l 0,003 ml/l  0,004 ml/l 24 0 0 20 20 70 26 0 0 20 50 100 48 0 0 20 50 100 Hasil  uji  toksisitas  letal  diperoleh bahwasanya  pada  konsentrasi  0,004  ml/l akar tuba dapat membunuh ikan uji dalam kurun  waktu  36  jam,  sedangkan  pada konsentrasi  0,001  ml/l  akar  tuba  tidak menyebabkan kematian ikan uji selama 48 jam  perendaman.  Dosis  konsentrasi suspensi akar tuba adalah antara nilai 0,001 ml/l sampai 0,004 ml/l dengan nilai ambang atas (N) 0,004 ml/l dan 0,001  ml/l sebagai ambang bawah (n).

## Uji Toksisitas Sub Letal
Hasil  uji  kisaran  kritis  pada  uji toksisitas letal, maka penentuan konsentrasi setiap  perlakuan  untuk  uji  lanjutan kemudian  dihitung  dengan  menggunakan rumus Busvine (1971), dimana diperoleh 6 rentang  konsentrasi  untuk  mendapatkan konsentrasi  nilai  tengah  perlakuan  atau konsentrasi  mematikan  50  %  ikan  nila dalam waktu 96 jam (LC 50 -96 jam), yakni : PO  sebagai  kontrol  (0  ml/l),  P1  (0,0013 ml/l), P2 (0,0017 ml/l), P3 (0,0022 ml/l), P4 (0,0028  ml/l),  dan  P5  (0,0036  ml/l).  Data mortalitas ikan nila pada pengujian LC 50 96
jam disajikan pada Gambar 2 berikut :
Gambar 2.  Grafik mortalitas ikan nila.
Grafik  di  atas  menunjukkan  bahwa tingkat  kematian  ikan  selama  96  jam pengujian  searah  dengan  level  konsentrasi akar  tuba  yang  dipaparkan.  Dimana semakin  tinggi  konsentrasi  ekstrak  akar tuba  semakin  banyak  ikan  uji  yang  mati dengan  kematian  hingga  (77,1  %)  sudah dapat  dicapai  pada  konsentrasi  perlakuan P5 0,0036 ml/l dan kematian terendah (6,27 %) terjadi pada perlakuan P1 (0,0013 ml/l) sedangkan pada perlakuan kontrol (0 ml/l) tidak terjadi kematian.
Analisa  sidik  ragam  terhadap  nilai mortalitas  ikan  nila,  diketahui  pemberian dosis  ekstrak  akar  tuba  memberikan pengaruh  nyata  terhadap  nilai  mortalitas ikan  nila.  Hasil  uji  lanjut  terhadap  nilai mortalitas,  menunjukkan  bahwa  pada perlakuan P4 dan P5 berbeda nyata dengan perlakuan  lainnya.  Sedangkan  perlakuan P0, P1, P2 dan P3 nilai mortalitasnya tidak berbeda nyata.
Ikan nila yang terpapar suspensi akar tuba  pada  60  menit  pertama  memberikan respons yang berbeda pada masing-masing
0 6,27 13,77 14,17 37,10 77,10 0 20 40 60 80 100 P0 P1 P2 P3 P4 P5 Mo rt al it as 9 6 (%) Perlakuan Mortalitas (%)
konsentrasi  perlakuan.  Pada  perlakuan  P5 respons  mulai  terjadi  dalam  30  menit berupa  pergerakan  ikan  yang  tidak terkontrol ( parkinson syndrome ), berenang berputar  ( swirling) dan  merengap  ke permukaan air dan kehilangan keseimbangan,  bukaan  operkulum  sangat cepat,  kemudian  tenggelam  di  dasar  dan mulai  mati  pada  menit  ke-50  sampai  satu jam  setelah  perendaman  suspensi  ekstrak akar tuba.
Jumlah kematian ikan banyak terjadi pada  24  jam  pertama  perendaman. Kematian ikan juga terjadi ketika memasuki jam ke-96 setelah perendaman. Kondisi ini lebih disebabkan oleh efek kronis sehingga kematian  ikan  uji  memungkinkan  terjadi pada ikan yang tidak dapat pulih selama 96 jam. Hal ini sesuai dengan pendapat Smart
(1976)  bahwa  daya  racun  akar  tuba  dapat terjadi  pada  konsentrasi  rendah  walaupun tidak mematikan toksisitas dapat mengakibatkan  efek  subletal  berupa kerusakan insang hingga kematian ikan.
Untuk  mengetahui  konsentrasi  yang mematikan 50 % hewan uji selama 96 jam pengujian (LC 50 -96 jam) atau lethal median concentration , maka dilakukan pengolahan data  dengan  analisis  regresi  probit.  Hasil yang  diperoleh  dari  perhitungan  tersebut untuk  LC 50 -96  jam  diperoleh  nilai  sebesar 0,003 ml/l.

## Gambaran Darah Ikan
Hasil  pengukuran  total  eritrosit, hemoglobin  dan  hematokrit  ikan  nila selama  penelitian  disajikan  pada  Tabel  3 berikut :
Tabel 3.   Hasil pengujian gambaran darah ikan nila setelah paparan ekstrak akar tuba.
Perlakuan Parameter Gambaran Darah Eritrosit (sel/mm 3 ) Hemoglobin (g/dl) Hematokrit (%) P0 (0) 11,3 x 10 5 10,13 25 P1 (0,001 ml/l) 2,4 x 10 5 7,7 23 P2 (0,002 ml/l) 2,2 x 10 5 6,4 19 P3 (0,003 ml/l) 1,7 x 10 5 5,0 15 P4 (0,004 ml/l) 1,9 x 10 5 5,7 17
Jumlah total eritrosit benih ikan nila, berdasarkan  hasil  pengujian  pada  tabel  di atas  terlihat  terjadi  penurunan  dengan semakin  tingginya  dosis  ekstrak  akar  tuba yang  diberikan  ke  benih  ikan  nila.  Hal  ini terjadi  diduga  karena    ikan  mengalami gangguan sebagai akibat masuknya senyawa  yang  mengganggu  kinerja  ginjal dan fungsi jantung ikan.
Wedemeyer  dan  Yasutake  (1977) menyatakan  penurunan  jumlah  eritrosit menunjukkan  terjadinya  gangguan  ginjal, serta rendahnya nilai eritrosit menandakan ikan menderita anemia. Sedangkan tingginya  jumlah  eritrosit  (di  atas  normal) menandakan  ikan  dalam  keadaan  stres. Terjadinya  gangguan  fungsi  ginjal  dan jantung  diduga  akibat  senyawa  rotenon yang terdapat pada ekstrak akar tuba.
Awal ikan terpapar, terjadi peningkatan  bukaan  operkulum  ikan.  Hal
ini juga menandakan ikan mulai mengalami gangguan  pernapasan.  Sebagai  respons stres akibat ekstrak akar tuba, metabolisme dalam tubuh ikan meningkat sehingga ikan berusaha mengatasi perubahan yang terjadi pada  jaringan  tubuh  dan  membutuhkan oksigen  lebih  tinggi  dari  kondisi  normal. Hal  tersebut  berkaitan  dengan  kadar hemoglobin di dalam darah.
Nilai  hemoglobin  yang  berada  pada kisaran  normal  mengindikasikan  bahwa terdapat cukup oksigen yang terikat dalam darah sehingga menggambarkan kesehatan ikan  berada  pada  kondisi  yang  baik  pula. Namun  sebaliknya,  nilai  Hb  dalam  darah yang  rendah  mengindikasikan  terjadinya gangguan  pada  komposisi  sel  darah  ikan dan  menggambarkan  kesehatan  ikan  tidak berada  dalam  kondisi  yang  baik.  Hasil pengamatan  menunjukkan  bahwa  nilai kadar  hemoglobin  selama  penelitian
berkorelasi  positif  dengan  nilai  total eritrosit.
Pada  Tabel  3,  terlihat  bahwa  nilai kadar Hb cukup jauh di bawah nilai kisaran normal. Pada perlakuan PO kadar HB ikan masih  berada  pada  kisaran  normal.  Hardi (2011),  menyatakan  ikan  nila  normal umumnya  memiliki  kadar  Hb  sebesar  10- 11,1  (g%).  Namun  pada  perlakuan  P1 sampai  P4  dimana  ikan  diberikan  paparan ekstrak  akar  tuba  terjadi  penurunan  kadar Hb yang cukup signifikan.
Penelitian  ini  ikan  masih  hidup  di bawah  24  jam  pertama  namun  setelah  24 jam  ikan  yang  terpapar  ekstrak  akar  tuba mulai mengalami menunjukkan gejala tidak sadar seperti mulai berenang berputar-putar dan  kemudian  pingsan.  Pada  konsentrasi 0,003  ml/l,  50  %  ikan  mulai  mengalami kehilangan kesadaran setelah 36 jam.
Pada penelitian ini ikan tidak diangkat dan disadarkan pada media air tanpa ekstrak akar  tuba,  karena  penelitian  merupakan pengujian  konsentrasi  subletal  untuk melihat  konsentrasi  ekstrak  akar  tuba sampai  menyebabkan  kematian.  Kematian ikan nila dengan paparan ekstrak akar tuba menunjukkan  ikan  tidak  mampu  lagi menoleransi  racun  dari  ekstrak  akar  tuba. Sehingga  ikan  kehilangan  kemampuan untuk mengikat oksigen dalam darah karena Hb darah yang terus menurun.
Hal  tersebut  terjadi  diduga  karena terjadi  kerusakan  organ  sehingga  tidak mampu  lagi  memproduksi  sel  darah. Semakin  rendah  jumlah  sel-sel  darah merah,  maka  semakin  rendah  pula kandungan  hemoglobin  dalam  darah. Benih ikan nila yang terpapar ekstrak akar tuba  mengalami  gangguan  pada  fungsi organ  ginjal  sehingga  ikan  mempengaruhi kestabilan Hb.
Ikan  nila  yang  mengalami  anemia tidak mampu menyerap besi dalam jumlah yang cukup untuk membentuk hemoglobin. Pada  kondisi  ini  maka  akan  terbentuk  sel darah merah yang mengandung hemoglobin dalam jumlah yang sedikit. Sehingga dalam kurun  waktu  lama  ikan  mengalami kematian.
Persentase hematokrit berguna untuk melihat  kondisi  kesehatan  ikan  yaitu dengan  melihat  persentase  nilai  volume eritrosit.  Pola  kadar  He  selama  penelitian hampir  sama  dengan  jumlah  eritrosit  dan kadar  Hb,  karena  terdapat  korelasi  yang kuat dari ketiga komponen penyusun darah ini.  Selama  penelitian  nilai  kadar  He menurun  dengan  semakin  tingginya konsentrasi ekstrak akar tuba, namun pada kondisi tertentu tingginya dosis menyebabkan  kadar  HE  tinggi  sebelum ikan mengalami kematian. Blaxhall dan Daisley (1972) mengatakan  bahwa  kadar  hematokrit merupakan indikator bahwa ikan mendapat gangguan  fungsi  organ  dan  jaringan, rendahnya  kandungan  protein  pakan  dan defisiensi  vitamin.  Sedangkan  kadar  He terlalu  tinggi  (di  atas  batas  normal) menunjukkan ikan ada dalam keadaan stres. Hasil pengujian pada perlakuan P4 dengan konsentrasi  0,004  ml/l,  kadar  eritrosit, hemoglobin dan hematokrit ikan mengalami  peningkatan  namun  setelah  12 jam kemudian ikan mengalami kematian.

## Kualitas Air
Parameter kualitas air selama percobaan,  seperti  suhu  dan  pH  masih berada  para  kriteria  yang  layak  untuk kehidupan  ikan  nila.  Data  kualitas  air, disajikan pada Tabel 4 berikut :
Tabel 4. Parameter kualitas air selama penelitian.
Perlakuan Parameter Suhu ( o C) pH P0 (Kontrol) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 P1 (0,0013 ml/l) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 P2 (0,0017 ml/l) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 P3 (0,0022 ml/l) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 P4 (0,0028 ml/l) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 P5 (0,0036 ml/l) 25 – 26 o C 6,0 – 7,0 Kisaran Toleransi 25 – 30 o C * 6,0 - 8,0 * Keterangan  : * Badan Standardisasi Nasional (2009) Suhu sangat berperan dalam mengendalikan kondisi ekosistem perairan. Perubahan  suhu  berpengaruh  terhadap proses  fisika,  kimia,  dan  biologi  suatu perairan.  Peningkatan  suhu  menyebabkan penurunan  kelarutan  gas  dalam  air. Kecepatan metabolisme dan respirasi biota air dipengaruhi oleh peningkatan suhu yang selanjutnya  akan  meningkatkan  konsumsi oksigen.  Peningkatan  suhu  ini  juga  diikuti oleh  menurunnya  kandungan  oksigen terlarut  dalam  air.  Selama  penelitian dilakukan,  suhu  berkisar  antara  25-26 o C. Kisaran  tersebut  masih  dalam  batas toleransi  untuk  pemeliharaan  benih  Ikan Nila.
Nilai pH suatu perairan berkaitan erat dengan  suhu  dan  kandungan  oksigen terlarut.  Semakin tinggi nilai pH maka akan semakin  rendah  suhu  dan  semakin  tinggi kandungan  oksigen  terlarut  (Boyd et  al. ,
1984). Saat penelitian terhadap benih ikan nila  pH  pada  media  hidup  ikan  setiap perlakuan  masih  dalam  batas  toleransi berkisar  antara  6,0  –  7,0.  Menurut  Badan Standardisasi Nasional (2009), pH air yang sesuai untuk Ikan Nila berkisar 6,0 – 8,0.

## KESIMPULAN DAN SARAN Kesimpulan
Hasil  penelitian  dapat  disimpulkan bahwa LC 50 -96 jam diperoleh nilai sebesar 0,003  ml/l  yang  berada  pada  nilai  kisaran tertinggi  0,0036  ml/l  dan  kisaran  terendah 0,0013 ml/l. Konsentrasi yang aman untuk penggunaan  ekstrak  akar  tuba  pada  Ikan Nila di anjurkan di bawah nilai LC 50 96 jam sebesar 0,003 ml/l.

## Saran
Perlu dilakukan penelitian Pengujian konsentrasi  akar  tuba    sebagai  bahan anestesi pada transportasi  ikan Nila. Selain itu  perlu  dilakukan  kajian  untuk  melihat respons histopatologi
Ikan Nila
( Oreochromis sp.) akibat terpapar suspensi akar tuba ini.

## DAFTAR PUSTAKA
American  Public  Health  Association, APHA.  2005. Standard  Methods  for the  Examination  of  Water  and Wastewater.  21st  ed.  American Public Health Association, Washington DC, 1220p . Anderson,  D.P.  dan  Siwicki,  A.K.,  1995. Basic  hematology  and  serology  for fish health programs. Second Symposium  on  Diseases  in  Asian Aquaculture “ Aquatic Animal Health and  the  Evironment ”.  Phuket, Thailand. Badan  Standardisasi  Nasional,  2009. SNI 7550:2009  Produksi  ikan  nila (Oreochromis niloticus Bleeker) kelas pembesaran di kolam air tenang.
Blaxhall,  P.C.  dan  Daisley,  K.W.,  1973. Routine  haematological  methods  for use  with  fish  blood. Journal  of  fish biology , 5 (6), pp.771-781.
Boyd, C.E., Hollerman, W.D., Plumb, J.A. dan  Saeed,  M.,  1984.  Effect  of treatment with a commercial bacterial suspension  on  water  quality  in channel catfish ponds. The Progressive  Fish - Culturist , 46 (1), pp.36-40.
Busvine, J.R., 1971. A critical review of the techniques for testing insecticides. A critical  review  of  the  techniques  for testing insecticides. 2nd Edition.
Effendie,  M.  I.  1997.  Biologi  Perikanan.
Yayasan Pustaka Nusatama . Yogyakarta, 163 .
Hamzah,  A.,  2019.  Analisis  in  vitro aktivitas  antibakteri  daun  sisik  naga ( Drymoglossum pilosellaoides ) terhadap  bakteri Vibrio  harveyi dan Vibrio  parahaemolyticus . Journal  of Aquaculture  and  Fish  Health , 8 (2), pp.86-91.
Hardi,  E.H.,  2011.  Kandidat  Vaksin Streptococcus agalactiae Untuk Pencegahan Penyakit Streptococcosis pada Ikan Nila ( Oreochromis niloticus ). [disertasi]. Program Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor.
Hien, P.P., Gortnizka, H. and Kraemer, R.,
2003. Rotenone-potential
and prospect  for  sustainable  agriculture. Omonrice , 11 , pp.83-92. Junianto,  2003. Teknik  Penanganan  Ikan . Jakarta, Penebar Swadaya. Nasution.  H.  S.,  2012. Pemingsanan Lobster Air Tawar (Cherax quadricarinatus)  Dengan  Ekstrak Akar  Tuba  (Derris  elliptica  Roxb.
Benth) dan Kelulushidupan Hidupnya Selama  Penyimpanan  Dalam  Media Serbuk  Gergaji. [skripsi].  69  p. lembar. Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Institut Pertanian Bogor. Rudiyanti,  S.  dan  Dana,  A.,  2009. Pertumbuhan  dan  survival  rate  ikan mas  ( Cyprinus  carpio Linn)  pada berbagai konsentrasi pestisida regent 0,3 g. Saintek Perikanan , 5 (1), pp.49- 54. Rusdiansyah,  2004.  Toksisitas  Akut Thiodan  25  EC  terhadap  ikan  mas
( Cyprinus carpio ). Skripsi. Universitas Mulawarman. Samarinda.
Smart,  G.,  1976.  The  effect  of  ammonia exposure  on  gill  structure  of  the rainbow  trout  (Salmo  gairdneri).
Journal of Fish Biology , 8 (6), pp.471- 475.
Suryaningrum,  T.D.,  Utomo,  B.S.B.  dan
Wibowo, S., 2005. Teknologi penanganan dan transportasi
krustasea hidup . Jakarta, Pusat Riset Pengolahan  Produk  dan  Sosial Ekonomi,  Kelautan  dan  Perikanan, Badan Riset Kelautan dan Perikanan, Departemen Kelautan dan Perikanan. Wedemeyer,  G.A.  dan  Yasutake,  W.T., 1977. Clinical  methods  for  the assessment  of  the  effects  of environmental  stress  on  fish  health (No.  89).  US  Fish  and  Wildlife Service, 1-17.