## IDENTIFIKASI Myxobolus sp. PADA FAMILI CYPRINIDAE DENGAN METODE MOLOKULER DI PROVINSI JAWA TIMUR DAN JAWA TENGAH
Ayuda Dyah Nurekawati* 1 , Gunanti Mahasri 1 , Muchammad Yunus 2
1 Prodi S2 Bioteknologi Perikanan dan Kelautan, Sekolah Pascasarjana Universitas Airlangga
2 Fakultas Kedokteran Hewan Universitas Airlangga Kampus C Mulyosari – Surabaya, 60115 Telp. 031-5992785
e-mail: * 1 ayudadyah@gmail.com

## Abstrak
Myxobolus sp  menginfeksi  insang  dari  ikan common  carp dan golfish ,  parasit  ini membentuk  kista  pada  lembar  insang  ikan,  sehingga  akan  menghalangi  proses  penyerapan oksigen. Diagnosa infeksi Myxobolus sp berdasarkan identifikasi myxospora yang terbentuk pada insang famili Cyprinidae, menggunakan teknik wet mount dan teknik polymerase chain reaction pada 18S rDNA sebagai identifikasi spesies myxospora yang lebih cepat. Data morfometri yang digunakan untuk mengidentifikasi Myxobolus sp  pada  famili cyprinidae yang berasal dari Jawa Timur dan Jawa Tengah  yang  menunjukkan adanya varian perbedaan bentuk dan ukuran spora. Secara  morfometri  ukuran Myxobolus sp  yang  ditemukan  menginfeksi  Ikan  Komet (Carassius auratus) pada  umumnya  spora  lebih  panjang  1-2  µm,  namun  secara  keseluruhan  tidak menunjukan  perbedaan  yang  signifikan.  Primer  yang  digunakan  untuk  amplifikasi  merupakan primer  spesifik  pada  18S  region  untuk  mendeteksi Myxobolus sp  dengan  menggunkan  Primer ERIB1 dan ERIB10 (Barta  et  al.,1997). Berdasarkan hasil pemeriksaan PCR diperoleh fragmen DNA di 2034 bp, sehingga secara Molekuler semua organ sampel yang digunakan pada penelitian ini menunjukkan positif terinfeksi Myxobolus sp
Kata kunci : Identifikasi Myxobolus sp pada famili Cyprinidae

## Abstract
Myxobolus sp    infect common  carp and goldfish gill,  this  parasite  forming  cyst  on  gill sheet  and  inhibity  protected  the  absorbing  process  of  oxygen. Myxobolus sp  infected  can  be diagnosed  quickly  by  identification  of myxospora that  is  formed  on  gill,  by  using wet  mount technic  and polymerase  chain  reaction at  18s  rDNA  as  identification myxospora species.Used morfometri  data  to  identify Myxobolus sp  at  Family  Cyprinidae  from  east  java  and  center  java which  seen  that  shown  there  were  various  differences  at  shape  and  size  of  spora.  By  using morfometri  size  of  Myxobolus  sp  were  found  to  infect  comet  fish (Carassius  auratus) were generally longger 1-2 µm, spore than over all koi fish did not show a significantly difference.We
used specific amplification primer 18s region to detect myxobolus by using ERIB1 and ERIB10 (Barta  et  al.,1997).  Based  on  the  results  obtained  PCR  fragment  DNA  at  2034  bp,  all  organ samples in this study were positively infected by Myxobolus sp.
Keywords: Identification Myxobolus sp on family Cyprinidae

## 1. PENDAHULUAN
Indonesia  memiliki  perairan  tawar yang  sangat  luas  dan  berpotensi  besar  untuk usaha budidaya berbagai macam jenis ikan air tawar.  Secara  ekonomis,  usaha  budidaya  ikan air  tawar  sangat  menguntungkan  karena  ikan ini  memilki  nilai  ekonomi  yang  tinggi  serta sangat  mendukung  bagi  pemenuhan  gizi masyarakat  dan  iklim  memungkinkan  ikan hias  tersebut  dapat  bereproduksi  sepanjang tahun.. Selain itu, serapan pasar ikan air tawar tidak  hanya  terbatas  di  dalam  negeri, melainkan hingga pasar Internasional (Cahyono 2000).
Famili  Cyprinidae  merupakan  famili ikan  dengan  genus  terbesar  yang  sebanyak 210  genus  dan  2010  spesies  (Nelson,  1994). Meyden  (1991)  menyatakan  bahwa  distribusi famili  Cyprinidae  sangat  luas,  yaitu  hampir diseluruh  dunia.  Ikan  dari  famili  Cyprinidae dapat  dijadikan  ikan  hias  dan  sebagian  lagi dijadikan  ikan  konsumsi,  terutama  ikan  yang berukuran besar. Famili Cyprinidae yang biasa di  konsumsi  antara  lain  ikan  mas  ( Cyprinus carpio ),  ikan  wader  ( Puntius  binotatus ),  ikan nilem  ( Osteochilus  hasseltii ),  ikan  koan    atau grasscarp ( Ctenopharyngodon  idella )  dan ikan tawes ( Barbonymus gonionotus ). Sedangkan  famili  Cyprinidae  yang  dijadikan sebagai  ikan  hias  antara  lain  :  ikan  maskoki, ikan  koi,  ikan  komet  ( Carassius  auratus )  dan ikan botia ( Chromobotia macracanthus ).
Salah  satu  peluang  ekspor  perikanan adalah ikan hias yang cukup diminati di pasar nasional  maupun  pasar  internasional.  Nilai ekspor  ikan  hias  pada  tahun  2010  naik  10% dari  US$  10  juta  tahun  2009,  menjadi  sekitar US$  11  juta  ditahun  2010.  Kenaikan  itu menyebabkan  peluang  pasar  ikan  hias  seperti ikan  koi  mengalami  peningkatan  permintaan (Wijaya 2011).
Tingginya
permintaan pasar menyebabkan meningkatnya budidaya ikan air tawar.  Keberhasilan  dalam  kegiatan  budidaya ikan  air  tawar  untuk  menghasilkan  ikan  yang mempunyai  daya  jual  yang  tinggi  masih sangat  rendah.  Hal  ini  disebabkan  kurang tersedianya  benih  ikan  yang  memadai  baik secara  kualitas  maupun  kuantitas.    Ikan  yang baik  secara  kualitas  adalah  yang  tahan terhadap serangan penyakit dan tahan terhadap perubahan  kualitas  air.  Pada  umumnya,  para pembudidaya  ikan  di  Indonesia  dalam kegiatan budidaya hanya berdasarkan pengalaman  dan  ketekunan.  Untuk  memenuhi kebutuhan  pasar  maka  perlu  dikembangkan upaya yang tepat sehingga dapat menghasilkan ikan air tawar yang baik secara kualitas  maupun  kuantitas.  Salah  satu  upaya mendapatkan  benih  ikan  yang  baik  yaitu dengan  menjaga  kualitas  air  dalam  media pemeliharaan.  Penurunan  kualitas  air  dapat diakibatkan  oleh  beberapa  faktor  antara  lain mengendapnya sisa pakan dan sisa metabolisme  di  dasar  perairan,  jika  dibiarkan terlalu  lama  akan  berubah  menjadi  amonia yang  bersifat  toksik  bagi  ikan  yang  ada  di perairan tersebut (Alifuddin dkk., 2003).
Lingkungan  air  yang  mengalami penurunan  kualitas  akan  mengakibatkan aktifitas  agen  penyebab  penyakit  meningkat sehingga  ikan  mudah  terserang  penyakit. Penyakit  menyebabkan  penurunan  kualitas dan  kuantitas  produk  yang  berdampak  pada kerugian  ekonomi  bagi  pembudidaya.  Di antara  agen  infeksi  yang  merugikan  adalah myxosporea dari genus Myxobolus. Myxobolus terdiri  dari  beberapa  spesies  dan merupakan  parasit  umum  pada  berbagai  jenis ikan  air  tawar  dengan  penyebaran  hampir  di seluruh dunia (Alifuddin dkk., 2003).
Menurut  Kepmen.  No.  26/KEPMEN- KP/2013  bahwa Myxobolus  cerebralis dan
Myxobolus  koi masuk  dalam  daftar  Hama Penyakit  Ikan  Karantina  (HPIK)  golongan  I. Jenis  ikan  yang  sering  terinfeksi  Myxosporea di Indonesia antara lain benih ikan mas, tawes, sepat.  gurami  dan  tambakan,  inang  umumnya dari  jenis  famili Cyprinidae,  Labirinth dan Salmonidae.
Hobir  (2006)  menemukan Myxobolus cyprinii,  Myxobolus  koi dan Myxobolus  artus di  Magelang  Jawa  Tengah,  pada  insang  ikan koi ( Cyprinus carpio ) berdasarkan bentuk dan ukuran spora. Myxobolus sp juga ditemukan di daerah  Ngrajek  kabupaten  Magelang  pada tahun 2006 dengan prevalensi mencapai 91%, (Obing,  2006). Myxobolus  koi di  Magelang Jawa  Tengah  sering  menyerang  pada  benih ikan,  sehingga  hal  tersebut  menyebabkan benih  lebih  rentan  terinfeksi Myxobolus  koi daripada  ikan  dewasa.  Infeksi Myxobolus  koi dapat menyebabkan kematian sekitar 50% dari populasi (Mulyana et. al. 1990).
Rukyani (1990) melaporkan di
Indonesia Myxobolus koi menyebabkan masalah  serius  pada  budidaya  ikan  koi ( Cyprinus  carpio )  dengan  tingkat  mortalitas sebesar  60-90%.  Menurut  laporan  petani  ikan koi  di  Blitar,  wabah  penyakit  ini  dari  tahun 2009  sampai  dengan  2012  masih  menyerang benih  ikan  mas  berukuran  3-5  cm  dengan tingkat  kematian  90%  (Lu’lu’in et  al., 2012). Berdasarkan  wilayah  Pemantauan  Daerah Sebar  Hama  Penyakit  Ikan  (HPI)/Hama Penyakit  Ikan  Karantina  (HPIK)  di  Balai Karantina  Ikan,  Pengendalian  Mutu  dan Keamanan Hasil Perikanan Kelas I Surabaya I serangan Myxobolus mulai tahun 2012 sampai dengan  2014  dilaporkan Myxobolus  koi menginfeksi benih ikan koi dengan ukuran 3– 16  cm,  yang  berlokasi  di  Desa  Kemloko, Kecamatan Nglegok, Kabupaten Blitar, dengan kematian mencapai 90%. Selain dapat menyebabkan kematian, parasit myxozoa juga dapat  menurunkan  nilai  ekonomis  dari  ikan hias  air  tawar.  Penyebaran  parasit  ini  terjadi karena  perpindahan  parasit  dari  ikan  yang terinfeksi  ke  ikan  sehat,  baik  secara  langsung maupun  melalui  inang  antara  pada  fase tertentu dari siklus hidup parasit tersebut.
Myxobolus  koi menginfeksi  insang dari  ikan common  carp dan golfish dengan
ciri-ciri  terdapat  nodul  putih  atau  agak kemerahan atau bahkan berwarna merah pada jaringan  insang.  Parasit  ini  membentuk  kista pada  lembar  insang  ikan,  sehingga  akan menghalangi  proses  penyerapan  oksigen (Paperna, 1992 and Egusa, 1992). Myxosporea yang menyerang insang ikan mas antara  lain Myxobolus  koi,  M.  toyamai, Thelohanellus caliporis,
sedangkan
Myxosporea  yang  menyerang  daging  ikan adalah Myxobolus  artus (Dana  and  Maskur 1991).
Genus Myxobolus memiliki  jumlah spesies  yang  banyak,  sekitar  500  spesies Myxobolus yang  menginfeksi  ikan,  dimana 444  diantaranya  telah  berhasil  dicatat  Lom dan  Dykova  (1992).  Diagnosis  penyakit  ini dapat  dilakukan  dengan  melihat  gejala  klinis, namun  identifikasi Myxobolus sampai  ke tingkat  spesies  tidak  mudah.  Klasifikasi Myxobolus didasarkan pada bentuk spora yang merupakan struktur yang paling jelas. Tahapan  vegetatif  menunjukkan  beberapa karakteristik penting untuk klasifikasi, meskipun analisis sekuensing 18S rDNA atau daerah  gen  lain  direkomendasikan  untuk identifikasi sampai tingkat spesies (Camus and Griffin, 2010).
Parasit
Myxobolus sp yang berkembang dengan cepat dapat
mengakibatkan  terjadinya  perubahan  genetika yang  berpengaruh  terhadap  terjadinya  mutasi terhadap sistem kekebalan tubuh inang. Faktor kemungkinan perubahan tersebut bisa disebabkan  karena  lingkungan,  kualitas  air, distribusi  dan  manajemen  budidaya.  Tingkat mutasi  yang  tinggi  menghasilkan  keragaman genetik  yang  tinggi  pula.  Sebagian  besar mutasi  bersifat  merusak  dan  menyebabkan kerugian (Mahy dan Marc, 2010).
Berdasarkan  uraian  di  atas  perlu dilakukan  penelitian  untuk  membuktikan Myxobolus sp pada famili cyprinidae yang ada di  provinsi  Jawa  Timur  dan  Jawa  Tengah.
Penelitian ini bertujuan untuk mengidentifikasi perbedaan spesies Myxobolus pada famili Cyprinidae
berdasarkan analisa secara molekuler, sehingga  dapat  dijadikan  dasar  menetapkan kebijakan untuk menurunkan resiko
terjangkitnya Myxobolus pada  budidaya  ikan di Indonesia.

## 2. METODE PENELITIAN
Kegiatan  penelitian  ini  dilakukan  di Balai  Karantina  Ikan  Pengendalian  Mutu  dan Keamanan  Hasil  Perikanan  Kelas  I  Surabaya I,  selama  3  bulan  dimulai  dari  bulan  Maret 2016  sampai  Mei  2016.  Pengambilan  sampel ikan  cyprinid  yang  terserang Myxobolus dilakukan  di  wilayah  Jawa  Timur  (Blitar, Kediri,  Tulungagung),  dan  di  wilayah  Jawa Tengah (Magelang dan Semarang).
Bahan  yang  digunakan  PCR  antara lain  :  Silica  Extraction  Kit  (GeneReach
Biotechnology Corp), Master Mix (KAPABiosytems, KK5103), ddH2O/Nuclease  Free  water (PCR Grade Water )  (Ambion,AM9937), Agarose  gel (1% Gel  O-Shooter)  (LE  Agarose,  R9012LE- 500gr), DEPC H 2 O (GeneReach Biotechnology  Corp),  GT Buffer  (GeneReach Biotechnology  Corp),  Etanol  70%,  TAE Buffer,
Ethidium bromide (Maestro, MR031203),  Marker  (Molecular  Weight Ladder)  (KAPA,  KK6302), template DNA, primer Forward  ERIB1 dan Reverse ERIB10,
Barta et  al., 1997 (Gene).
Bahan yang digunakan sebagai pengawet  spora Myxobolus  koi antara  lain  : aquadest,  entellan  (Merck),  etanol  absolut (Merck),  lugol  solution  (UPT  BPPTK  LIPI), Giemsa (Merck) dan minyak emersi (Merck).
Peralatan  yang  digunakan  dalam  uji coba ini adalah gunting, botol sampel, skalpel, pinset,  beker  gelas,  cawan  petri,  gelas  objek, cover  slip,  nampan  plastik,  mikroskop, timbangan  analitik, microtube ,  mikropipet eppendorf  (10  µl,  200  µl,1000  µl),  tip mikropipet, vortex, tabung eppendorf (0,2 ml, 0,5 ml, 1,5 ml), timbangan analitik, hot plate , minispin,  thermal  cycler  T100  (Bio-Rad), tabung  erlenmayer  (Iwaki  Pyrex), pellet pastle,  microcentrifuge  tube , mikropippet , vortex,  UV  doc  (Alpha  innotech),  polaroid camera,  frizer  lemari  es  dan  inkubator,  Dry Block  Thermostat  (Biosan),  DNA/RNA  UV- Cleaner Box (Biosan).
Jumlah sampel yang diambil berdasarkan  Cannon  (2001)  sebanyak  150 ekor pada ukuran benih dengan ukuran ± 3-10 cm  dan  penentuan  besaran  contoh  uji  pada suatu  populasi  semua  sampel  diambil  secara acak.  Ikan  koi  yang  mempunyai  gejala  klinis insang  membengkak  dan  operkulum  tidak dapat menutup sempurna dengan jumlah nodul terbanyak  akan  dipilih  sebagai  kolam  sampel. Sampel  yang  terinfeksi  Myxobolus  diberi  es batu  untuk  sesegera  mungkin  di  simpan  di dalam  freezer  atau  direndam  etanol  95% (Senapin, et.al . 2007)
Identifikasi  pengamatan  morfologi Myxobolus dilakukan  dengan  memeriksa adanya spora yang memiliki polar kapsul pada spesimen  segar.  Nodul  yang  berwarna  putih pada  tubuh  ikan  disayat  dan  isinya  dibuat smear  pada  gelas  obyek  lalu  dikering anginkan, selanjutnya diwarnai dengan larutan Giemsa/Lugol’s iodine solution 10 – 15 menit. Kemudian  dibilas  dengan  air  dan  dikeringkan diudara.  Setelah  kering,  spesimen  di mount dengan menggunakan entelan yang sebelumnya  telah  ditetesi  dengan  xylol  yang berfungsi  sebagai clearing agar  spesimen terlihat jernih saat diamati dibawah mikroskop (Lom  dan  Dykova,  1992).  Identifikasi dilakukan  dengan  mikroskop  Olympus  CX31 Binokuler  Tri  Coumpound  perbesaran  lensa 400x  dan  1000x.  Pengamatan  ini  dilakukan untuk  menentukan  bentuk  spora  dengan pengukuran  morfologi  spora  seperti  panjang, lebar  dan  ketebalan  spora  serta  panjang  dan lebar polar kapsul (Handajani dan Samsundari, 2005).
Pemeriksaan  dengan  Metode  PCR ( Polymerase Chain Reaction), saat ini deteksi parasit telah berkembang menggunakan material  DNA/RNA  yaitu  PCR  ( Polymerase Chain  Reaction ).  Keunggulan  PCR  terletak pada  kecepatan,  spesivitas  dan  sensivitasnya dalam  mendeteksi  mikroorganisme  patogen, menjadikan  teknik  ini  sebagai  pilhan  untuk deteksi  ataupun  diagnose  penyakit.  PCR merupakan teknik cepat untuk mengamplifikasi  fragmen  DNA  spesifik secara in vitro dengan menggunakan 2 primer untai tunggal pendek. Penelitian ini menggunakan Primer untuk amplifikasi
© (2016) Sekolah Pascasarjana Universitas Airlangga, Indonesia
JBP Vol. 18, No. 2, Agustus 2016— Ayuda Dyah Nurekawati
merupakan  primer  spesifik  pada  18S  region untuk  mendeteksi Myxobolus sp  dengan menggunkan  Forward    ERIB1  5’  –
ACCTGGTTGATCCTGCCAG  –  3’  dan Reverse ERIB10 5’ – CCTCCGCAGGTTCACCTACGG – 3’
(Barta et  al., 1997).  Adapun  tahapan  PCR adalah:
2.1. Ekstraksi DNA . DNA diekstraksi dengan menggunakan Silica  Extraction  Kit (Gene) dari  jaringan  yang  diawetkan  dalam  larutan etanol absolut. Masing-masing sampel jaringan insang yang teridentifikasi Myxobolus dimasukkan  ke  dalam  mikrotube
1,5  ml,  tambahkan  dengan  900  ul  GT  Buffer,
haluskan dengan menggunakan pastle penggerus, sentrifugasi pada kecepatan 12000 rpm  selama  3  menit.  Larutan  lapisan  diambil 600 ul dipindahkan ke dalam dalam mikrotube 1,5  ml  yang  baru,  masukkan  silica  40  ul, vortex  agar  homogen  dan  disentrifugasi  pada kecepatan  12000  rpm  selama  15  detik  (tidak boleh  lebih  dari  20  detik).  Setelah  di sentrifugasi  buang  larutannya,  cuci pellet silica dengan 500 ul GT Buffer, vortex sampai pellet silica membentuk suspensi, di sentrifugasi pada kecepatan 12000 rpm selama 15  detik  (tidak  boleh  lebih  dari  20  detik), buang  larutannya,  tambahkan  1  ml  ethanol 70%  untuk  mencuci pellet  silica dan  vortex sampai pellet  silica membentuk  suspensi. Sentrifugasi  pada  kecepatan  12000  rpm selama  15  detik  (tidak  boleh  lebih  dari  20 detik),  buang  etanol,  gunakan  mikropippet untuk  mengambil  ethanol  yang  masih  tersisa, tambahkan 1 ml ddH 2 O untuk meresuspensikan pellet  silica ,  vortex  sampai pellet  silica membentuk  suspense.  Inkubasi pada suhu 55°C selama 10 menit, homogenkan  dengan  di  vortex  selanjutnya disentrifugasi  pada  kecepatan  12000  rpm selama  2  menit,  kemudian  pindahkan  500  ul dari larutan atas ke dalam mikrotube baru dan siap digunakan. 2.2. Amplifikasi .
Amplifikasi
bertujuan untuk memperbanyak  DNA  dari  template.  Primer yang  digunakan  dalam  uji  PCR  antara  lain: primer Forward ERIB1 5’ –
ACCTGGTTGATCCTGCCAG  –  3’  (2  –  20) dan Reverse ERIB10 5’ – CCTCCGCAGGTTCACCTACGG – 3’ (2079
–  2059),  Barta et  al., 1997.  Total  volume campuran  reaksi  PCR  sebanyak  25  µI,  yang terdiri  dari Master  Mix (KAPABiosytems, KK510).  Primer  Forward  2    µI,  Primer Reverse 2  µI, Template DNA  2  µI, Nuclease free  water  19  µI.  Amplifikasi  dilakukan dengan setting suhu Predenaturasi pada 94 ºC selama  2  menit,  dilanjutkan denaturasi 94  ºC selama  1  menit, annealing 58ºC  selama  1 menit, extension 72ºC selama 1 menit 30 detik sebanyak  35  siklus  dan  ditambah final elongation 72°C  selama  5  menit.  c). Elektroforesis.
2.3. Elektroforesis .
Hasil  amplifikasi  DNA  diperiksa menggunakan  1,5  %  gel  agarose  direndam menggunakan  TAE  buffer  1X.    Lubang  pada gel  diisi  secara  berurutan  dengan  marker,  10 µl hasil amplifikasi dan blanko kontrol. Proses elektroforesis  dilakukan  selama  45  menit dengan  voltase 100  volt.  Gel  direndam  dalam buffer yang ditambahkan SyBr save (Invitrogen)  selama  15  menit.  Gel  diletakkan pada gel  documentation ,  diamati  di  bawah sinar UV dan didokumentasikan.

## 2.4. Analisis data
Hasil konvensional (morfologi),
molekuler Polymerase Chain Reaction (PCR).
JBP Vol. 18, No. 2, Agustus 2016— Ayuda Dyah Nurekawati

## 3. HASIL DAN PEMBAHASAN
Hasil  pemeriksaan Myxobolus dilakukan secara  mikroskopis  dan  molokuler  terhadap spora yang terdapat pada nodul di insang ikan cyprinid  yang  diambil  dari  beberapa  sentra budidaya  yang  ada  di  Jawa  Timur  yaitu wilayah  Blitar,  Kediri  dan  Tulungagung, sedangkan  di  Jawa  Tengah  wilayah  sentra budidayanya  yaitu  Semarang  dan  Magelang. Beberapa sampel ikan yang terinfeksi Myxobolus sp  yang  diperoleh  dari  wilayah Jawa  Timur  dan  Jawa  Tengah  yang  diambil sebagai isolat yaitu  Blitar  (ikan koi 4 isolat); Kediri (ikan komet 2 isolat, ikan koi 2 isolat); Tulungagung  (ikan  koi  4  isolat);  Semarang (ikan  komet  2  isolat,  ikan  koi  2  isolat); Magelang  (ikan  mas  2  isolat,  ikan  koi  2 isolat).  Adapun  contoh  gambar  ikan  yg terinfeksi  Myxobolus  sp  di  Jawa  Timur  dan Jawa  Tengah  dapat  dilihat  gambar  1  dan gambar 2 dibawah ini:
Gambar  1.  Gejala  klinis  ikan  Cyprinid yang  terinfeksi Myxobolus sp.  pada  insang  di wilayah  Jawa  Timur.  A.  Ikan  koi  ( Cyprinus carpio )  Blitar;  B.  Ikan  koi  ( Cyprinus  carpio )
Tulungagung;  C.  Ikan  komet  ( Carassius auratus )  Kediri  dan  D.  Ikan  koi  ( Cyprinus carpio ) Kediri.
Gambar  2.  Gejala  klinis  ikan  Cyprinid yang  terinfeksi Myxobolus sp.  pada  insang  di wilayah  Jawa  Tengah.  A.  Ikan  koi  ( Cyprinus carpio )  Semarang;  B.  Ikan  komet  ( Carassius auratus )  Semarang;  C.  Ikan  mas  ( Cyprinus carpio )  Magelang  dan  D.  Ikan  koi  ( Cyprinus carpio ) Magelang.
Parasit Myxobolus sp  yang  ditemukan pada bagian insang ikan Cyprinid yang ada di wilayah Jatim dan Jateng memiliki perbedaan karakteristik, bentuk dan ukuran spora. Bentuk spora  pyriform,  pipih  pada  anterior  dan melebar  pada  bagian  posterior.  Filamen  polar melingkar,  pada  suatu  garis  lurus  yang memanjang  yang  berporos  pada  polar  kapsul. Pada  bagian  posterior  dari  spora  mempunyai karakteristik  dan  bentuk  yang  sama  yaitu adanya  vakuola iodinophilous. Identifikasi secara mikroskopik hasil pewarnaan menggunakan  mikroskop  Olympus  CX31 Binokuler  Tri  Coumpound  perbesaran  lensa 1000x. Pewarnaan Giemsa pada spora Myxobolus sp    dari  ikan  Cyprinid  di  Jatim dapat  dilihat  pada  Gambar  3,  sedangkan pewarnaan Lugol iodine pada spora
Myxobolus sp    wilayah  Jateng  dapat  dilihat pada Gambar 4.
JBP Vol. 18, No. 2, Agustus 2016— Ayuda Dyah Nurekawati
Gambar  3.  Pewarnaan Myxobolus sp. dengan  Giemsa  perbesaran  1000x  pada insang.  A.  Ikan  koi  ( Cyprinus  carpio )  Blitar;
B.  Ikan  koi  ( Cyprinus  carpio )  Tulungagung; C. Ikan komet ( Carassius auratus ) Kediri dan D. Ikan koi ( Cyprinus carpio ) Kediri.
Gambar  4.  Pewarnaan Myxobolus sp. dengan  Lugol  iodine  perbesaran  100x  pada insang.  A.  Ikan  koi  ( Cyprinus  carpio ) Semarang; B. Ikan komet ( Carassius auratus )
Semarang;  C.  Ikan  mas  ( Cyprinus  carpio ) Magelang  dan  D.  Ikan  koi  ( Cyprinus  carpio ) Magelang.
Myxobolus sp.  yang  morfologinya mirip  dengan Myxobolus  toyami,  Myxobolus longisporus dan Myxobolus  koi ,  diisolasi  dari insang  ikan  koi  ( Cyprinus  carpio ),  sering dijumpai  pada  kolam  ikan  hias.  Plasmodia yang  besar  ditemukan  diantara  lamella,  yang menyebabkan kerusakan parah dan menyebabkan gangguan pernafasan. Beberapa kunci  karakteristik  lebih  mendekati  dengan
Myxobolus  koi .  Jika  dilihat  dari  bagian katubnya,  spora  tampak  memanjang  dan bentuknya  pyriformis  dengan  posterior  yang bulat, panjang 15.4 (14.5 – 16.5) µm dan lebar 8.3  (7.1-  9.0)  µm.  Polar  kapsul  berbentuk pyriformis  dan  panjang  10.1  (9.0  -10.9)  µm dan  lebar  3.1  (2.5  –  3.5)  µm.  Polar  filament membentuk 10 kumparan tegak lurus kebawah sepanjang  sumbu  dari  bentuk  spora  (Alvin et al .,  2010).  Adapun  contoh  pengukuran  spora Myxobolus sp  berdasarkan  hasil  pewarnaan dengan  lugol  iodine  dibandingkan  dengan literatur dapat dilihat pada gambar 5.
Gambar 5. A. Pengukuran spora Myxobolus sp berdasarkan pewarnaan menggunakan  Lugol  iodine;  B.  Pengukuran spora Myxobolus sp  berdasarkan  literatur  a. panjang spora, b.lebar spora, c. tebal spora, d. panjang  polar  kapsul,  e.  lebar  polar  kapsul. Sumber (Kabata, 1985).
Identifikasi Myxobolus sp. yang menginfeksi insang famili Cyprinidae di Jatim dan Jateng pada spora Myxobolus sp. memiliki sedikit  perbedaan  karakteristik,  bentuk  dan ukuran. Secara mikroskopik ukuran spora dari famili  Cyprinidae  di  Jatim  dapat  dilihat  pada Tabel 1.
Tabel  1.  Hasil  identifikasi  spora Myxobolus sp.  pada  organ  insang  ikan  koi  ( Cyprinus carpio )  Blitar;  ikan  koi  ( Cyprinus  carpio ) Tulungagung; ikan komet ( Carassius auratus )
Kediri  dan  ikan  koi  ( Cyprinus  carpio )  Kediri Jawa Timur.
Sedangkan secara mikroskopik ukuran spora  dari  famili  Cyprinidae  di  Jawa  Tengah dapat dilihat pada Tabel 2.
Tabel 2. Hasil identifikasi spora Myxobolus sp pada organ insang ikan koi  ( Cyprinus carpio ) Semarang;  ikan  komet  ( Carassius  auratus ) Semarang;  ikan  mas  ( Cyprinus  carpio ) Magelang  dan  ikan  koi  ( Cyprinus  carpio ) Magelang Jawa Tengah.
Data  morfometri  yang  digunakan untuk  mengidentifikasi Myxobolus sp    pada ikan  cyprinid  yang  berasal  dari  Jawa  Timur dan Jawa Tengah  menunjukkan adanya varian perbedaan bentuk dan ukuran spora, sedangkan  pada    jumlah  coil  filament  belum dapat ditentukan dengan pasti. Namun apabila diamati  menggunakan  fase  kontras  dapat diperkirakan  jumlah  coil  filament  sekitar  7  – 9.    Secara  morfometri  ukuran Myxobolus sp yang  ditemukan  menginfeksi  Ikan  Komet ( Carassius  auratus ) pada  umumnya  lebih panjang  1-2  µm,  namun  secara  keseluruhan tidak menunjukan perbedaan yang signifikan.
Kista Myxobolus sp  yang  ditemukan tidak  terlihat  jelas  secara  kasat  mata menginfeksi  insang  cyprinid  hanya  terlihat bercak halus titik-titik putih, namun dari hasil konvensional  insang  cyprinid  ditemukan bentukan plasmodium menyerupai nodul yang didalamnya terdapat sekumpulan spora Myxobolus sp.    Bentuk  nodul  umumnya membulat hingga sedikit membentuk elips. Organ  sampel  dari  insang  Ikan
Cyprinid  yang  terinfeksi Myxobolus sp. diekstraksi,  menggunakan Silica  Extraction
Kit (Gene)  untuk  memperoleh  DNA  target, kemudian dilakukan amplifikasi menggunakan primer  ERIB1  dan  ERB10  pada  proses  suhu yang sama dengan beberapa tahapan annealing
yang  berbeda  menggunakan  suhu  Gradient untuk  mendapatkan  pita  DNA  tunggal  pada tamplate  yang  akan  diuji,  sehingga  anneling yang didapat berkisar 55ºC dan 59ºC.
Selanjutnya divisualisasi melalui proses  elektroforesis.  Hasil  elektroforesis  dari suhu  Gradient  pada  anneling  56,2  (G),  57,3 (F),  58,7  (E),  59,8  (D)  dapat  dilihat  pada Gambar 5.
Hasil  ekstraksi  dilanjutkan  dengan amplifikasi  menggunakan  suhu annealing 55ºC  diperoleh  pita  DNA    tunggal  (single band)  produk  PCR  pada  sampel  5,  6,  19,  20 Gambar 6. Elektroforesis produk PCR dengan annealing 59ºC,  menunjukkan  bahwa  pita DNA   tunggal (single band) nomor sampel 1, 2, 3, 4, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14  (Gambar 7) dan 15, 16, 17, 18  (Gambar 8).
Berdasarkan beberapa tahapan annealing yang  dilakukan,sebagai  penentu dalam  penelitian  ini  diambil  suhu annealing
55ºC  pada  nomor  sampel  5,  6;  dan annealing
59ºC pada nomor sampel 1, 2, 3, 4, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16. Hasil dari elektroforesis produk PCR yang positif Myxobolus sp. Primer yang digunakan untuk amplifikasi  merupakan  primer  spesifik  pada 18S  region  untuk  mendeteksi Myxobolus sp
dengan  menggunkan  Forward    ERIB1  5’  –
ACCTGGTTGATCCTGCCAG  –  3’  dan Reverse ERIB10 5’ – CCTCCGCAGGTTCACCTACGG – 3’
(Barta et al., 1997).  Berdasarkan  hasil
elektroforesis  pemeriksaan  PCR  diperoleh fragmen  DNA  di  2000  bp,  sehingga  secara Molekuler semua organ sampel yang digunakan  pada  penelitian  ini  menunjukkan positif  terinfeksi Myxobolus sp  dapat  dilihat tabel 3.
Tabel  3.  Temperatur annealing yang optimum yang positif terinfeksi Myxobolus sp. pada  Ikan  cyprinid  di  wilayah  Jawa  Timur (Blitar,  Kediri  dan  Tulungagung)  dan  Jawa Tengah (Semarang dan Magelang).
Gambar  5.  Elektroforesis  suhu  Gradient.    M. Marker;  D.  Anneling  59,8  ºC;  E.  Anneling 58,7  ºC  ;  F.  Anneling  57,3  ºC;  G.  Anneling 56,2 ºC.
JBP Vol. 18, No. 2, Agustus 2016— Ayuda Dyah Nurekawati
Gambar  6.  Elektroforesis  produk  PCR  pada suhu annealing 55 ºC.  A. Marker; B. Sampel 5; C. Sampel 6 ; D. Sampel 19; E. Sampel 20.
Gambar  7.  Elektroforesis  produk  PCR  pada suhu  annealing  59  ºC.    A.  Sampel  1;  B. Sampel  2;  C.  Sampel  3  ;  D.  Sampel  4;  E. Sampel 7; F. Sampel 8; G. Marker; H. Sampel 9; I. Sampel 10; J. Sampel 11; K. Sampel 12; L. Sampel 13; M. Sampel 14.
Gambar  8.  Elektroforesis  produk  PCR  pada suhu annealing 59 ºC.  A. Marker; B. Sampel 15;  C.  Sampel  16  ;  D.  Sampel  17;  E.  Sampel 18.

## 4. KESIMPULAN
Pengamatan Myxobolus yang menginfeksi ikan  cyprinid,  secara  wet  mount  hanya  dapat digunakan untuk mengidentifikasi berdasarkan morfologi  dan  morfometri  hingga  tingkat genus.
Nodul Myxobolus menyebabkan  pada insang  yang  berwarna  putih  atau  kemerahan dan  memenuhi  rongga  insang  sehingga operculum  tidak  dapat  menutup  dengan sempurna,  gerakan  ikan  tidak  aktif,  sisik geripis dan warna tubuh agak pucat/gelap.
Berdasarkan  hasil  pemeriksaan  PCR diperoleh fragmen DNA di 2000 bp, sehingga secara  Molekuler  semua  organ  sampel  yang digunakan  pada  penelitian  ini  menunjukkan positif terinfeksi Myxobolus sp

## 5. SARAN
Pengamatan
Myxobolus yang menginfeksi  famili  cyprinidae,  secara  wet mount berdasarkan morfologi, morfometri dan metode  PCR  dapat  dijadikan  data  pendukung bahwa  jenis  Myxobolus  tersebut  hingga tingkat  genus,  sehingga  dengan  metode  PCR
© (2016) Sekolah Pascasarjana Universitas Airlangga, Indonesia
ini  dapat  dilakukan  dengan  uji  lanjutan  yaitu proses sekuensing hingga tingkat sepesies.

## 6. UCAPAN TERIMA KASIH
Ucapan  terima  kasih  penulis  sampaikan kepada  Fakultas  Bioteknologi  Perikanan  dan Kelautan  Universitas  Airlangga  yang  telah memberikan  dukungan  dan  arahannya  atas terselesaikannya penelitian ini.

## DAFTAR PUSTAKA
Afrianto, E dan Liviawaty, E., 1992. Pengendalian Hama dan Penyakit Ikan . Kanisius Yogyakarta : 88 hal.
Alvin C. and Matt J. Griffin, 2010. Molecular Characterization  and  Histopathology of Myxobolus ko i Infecting the Gill of a  Koi, Cyprinus  carpio, with  an Amende  Morphological  Description of  the  Agent.Journal  of  Parasitology. 96:116-124 Anonim,  2010.  Keputusan  Menteri  Kelautan dan Perikanan No: KEP.03/MEN/2010, Tentang Penetapan  Jenis-Jenis  Hama  dan Penyakit  Ikan  Karantina,  Golongan, Media Pembawa dan Sebarannya. Anonimous,  2006.  QIAGEN,  DNeasy  Blood and Tissue Handbook.
Anonimous. SNI 7547,2009. Badan
Standarisasi Nasional Jakarta.
Anshary  H,  2008.  Modul  Pembelajaran
Berbasis Student  Center  Learning
(SCL) Mata Kuliah Parasitologi Ikan. Aquavetplan. 2005. Australian Aquatic
Veterinary  Emergency  Plan.  Edition
1.0.  Primary  Industries  Ministerial Council. Canberra. Page 11. BKIPM.  2014.  Peta  Daerah  Sebar  Hama  dan Penyakit Ikan Karantina (HPIK) tahun 2014. Balai Karantina Ikan
Pengendalian  Mutu  dan  Keamanan Hasil  Perikanan  Kelas  I  Surabaya  I. Kementerian  Kelautan  dan  Perikanan Jakarta. Camus  A.C.  and  Griffin  M.J.,  2010, Molecular Characterization and Histopathology of Myxobolus koi Infecting  The  Gills  of  a  Koi, Cyprinus carpio, with an Amanded Morphological  Description  of  The Agent, J. Parasitol., 96(1): 116–124. Cannon,  R.M.  2001.  Sense  and  sensitivity- designing surveys based on an imperfect  test.  Prev  Vet  Med.  49:141- 163.
Crawshaw  M. T., and  Sweeting R.A.,. 1986, Myxobolus  koi Kudo,  1919:  A  New Record  for  Britain,  Journal  of  Fish Diseases 9: 465–467.
Dana  D.  and  Maskur,  1986,  Susceptibility  of Common Carp Fry ( Cyprinus carpio L) to  Infection  by  gill  and  Muscle Myxosporea,  Improvement  of  Inland
Aquaculture. Nodal Center for International Programme, Tokyo University of Agriculture.
Dana,  D.  &  Maskur.  1991.  Susceptibility  of Common  Carp  Fry  ( Cyprinus  carpio ,
L.)  to  Infection  by  Gill  and  Muscle Myxosporea.  Improvement  of  Inland Aquaculture. Nodai Centre of International Programme. Tokyo University of Agriculture. Darmo Handoyo dan Ari Rudiretna, 2001. Prinsip Umum dan Pelaksanaan
Polymerase Chain Reaction (PCR) Pusat Studi Bioteknologi – Universitas Surabaya. Unitas, Vol. 9, No. 1
Djajadiredja  RTH,  Panjaitan  A,  Rukyani  A, Sarono  D,  Satyani,  Supriyadi  H.  1982. Fish quarantine  and  fish  disease  in Southeast  Asia .  Report  of  a  workshop. Jakarta. 19-21pp.
Effendy,  H.  1993.  Mengenal  Beberapa  Jenis Koi. Kanisius. Jakarta.
Eiras,  J.  C.,  K.  Molnar  dan  Y.  S.  Lu.  2005. Synopsis of the Species of Myxobolus Bütschli, 1882  (Myxozoa
© (2016) Sekolah Pascasarjana Universitas Airlangga, Indonesia
JBP Vol. 18, No. 2, Agustus 2016— Ayuda Dyah Nurekawati
:  Myxosporea  :  Myxobolidae).  Syst Parasitol, 61: 1-46. El-Matbouli,  A.  and  R.W.  Hoffmann.  1989. Experimental  Transmission  of  Two Myxobolus spp.  Institu  fur  Zoologie und  Hydrobiologie  der  Universitat Munchen, Kaulbachstrasse 37. Parasitology Research. Federal Republic  of  Germany.  Developing Bisporogeny  Via  Tubificid  Worms.  1 Hal.
Eszterbauer  E,  Benko  M,  Dan  A,  Molnar  K,.
2001.  Identification  of  Fish  parasitic Myxobolus (Myxosporea) species using a combined PCR-RFLP Method,Veterinary  Medical  Research Institute Hungarian. Farmer, J. N. 1980. The Protozoa.
Introduction  to  Protozoology.  The C.V. Mosby Company, St. Louis. Glick BR dan Pasternak J.,J. 1998. Molecular biotechnology: Principles
and aplication  of  recombinant  DNA.
Second  edition.    ASM    Press, Washington.
Gul, A., M. Yilmaz, A. Kuscu and S. Benzer. 2010.  Feeding  Properties  of  Common Carp Cyprinus  carpio L.,  1758) Living in Hirfanli Dam Lake. Kastamonu Edu J, 18 (2) : 545-556.
Handajani, R. 2003. DNA Sekuensing. Kursus Biologi Molokuler. Gramik FK Unair. Surabaya, 7 Juni 2003.
Hobir Obing. 2006. Kajian morfologi Myxobolus sp. pad ikan Mas (Cyprinus carpio). Thesis of Master degree. Yogyakarta. Gadjah Mada
University. Hoffman  G.L.  and  O’Grodnick  Y.J,  1977, Control of Whirling Disease (Myxosoma  cerebralis):  Effects  of Chlorine, J. Fish Biol., 10:175-179. Hoshina T., 1952, Notes on Some Myxosporidian  Parasites  of  Fishes  of Japan,  Journal  of  Tokyo  University  of Fisheries 39: 69–89. Kallert,  D.  M.  2006.  Life  Cycle  Studies  and Transmission Mechanisms of Myxozoan Parasites. Dissertation.
Friedrich  Alexander  Universität.  p. 96-115.
Karandashova  S.,  2008,  The  Introduction  of Myxozoan  Parasites  Through  The Release  of  Feeder  Goldfish (Carassius auratus ),  Honors  Baccalaureate  Thesis of  Science  in  Microbiology,  Oregon State University.
Kent,  M.  L.  1992.  Disease  of  Seawater Netpen-Reared  Salmonid  Fishes  the Pacific  Northwest.  Department  of Fisheries  and  Oceans.  Nanaimo.  pp.
36.
Kent,  M.  L.,  Andree,  K.  B.,  Bartholomew,  J. L.,  El-Matbouli,  M.,  Desser,  S.  S., Delvin,  R.  H.,  Feist,  S.  W.,  Hedrick, R.  P.,  Hoffmann,  R.  W.,  Khattra,  J., Hallett,  S.  L.,  Lester,  R.  J.  G., Longshaw, M., Palenzula, O., Siddall, M.  E.  and  Xiao,  C.  (2001):  Recent advances  in  our  knowledge  of  the Myxozoa.  J .  Eukaryot.  Microbiol .  48, 395–413.
Kim  J.H.  2002.  Parasitic  Infections  in  Live Freshwater  Tropical  Fishes  Imported to  Korea. Dis  Aquat  Organ 22,  52, 169-73.
Kudo  R.,  1977,  Protozoology,  5th  ed., Publisher Illinois USA, p: 775 – 795.
Larkin,  M.A.,  Blackshields,  G.,  Brown,  N.P.,
Chenna,  R.,  McGettigan,  P.A., McWilliam, H., Valentin F., Wallace, I.M., Wilm, A., Lopez, R., Thompson,  J.D.,  Gibson,  T.J.  & Higgins,  D.G.  2007 .  ClustalW  and ClustalX  version  2. Bioinformatics 23, 2947-2948.
Levine N.D., Corliss J.D., Cox F.E.G., Deroux G.,  Grain  J.,  Honigberg  B.M.,  Leedale G.F.,  Loeblich  III  A.R.,  Lom  J.,  Lynn D., Menfeld E.G., Page F.C., Polyansky G.,  Vavra  V.  and  Wallace  F.G.,  1980, A Newly Revised Classification of The Protozoa, J. Protozool 27(1):37-58.
Lom  J,  Dyková  I  (1992)  Protozoan  parasites of fishes. Elsevier Science Publishers, New  York  Longshaw  M,  Feist  SW, Canning EU, Okamura.
Lowers  J.M.  and  Bartholomew  J.L.,  2006, “Detection  of  Myxozoan  Parasites  in
© (2016) Sekolah Pascasarjana Universitas Airlangga, Indonesia
Oligochaetes  Imported  as  Food  for Ornamental Fish” Journal of Parasitology pp. 84–91.
Lu’lu’in,  H.,  Devi,  N.  A.,  Mahasri,  G.  And Kusdarwati, R. (2012) The relation of Myxobolus  koi investation  degree  to the  number  of  spore  and  the destruction  degree  of  carp  ( Cyprinus carpio L.)  intestine. J  Aq.  Fish
Health . 1:2. Mahy.,  Brian,  W.J.and  Marc,  H.V  van Regenmortel. 2010. Desk Encyclopedia  of  General  Virologi. Published by Academic Press Elsevier Ltd.  Malole,  M.B.,  1988  Virology.
Pusat Antar Universitas. IPB.p 113
Molnar,  K.(1994):  Comments  on  the  host, organ  and  tissue  specificity  of  fish myxosporeans  and  on  the  types  of their intrapiscine
development.
Parasit. Hung 27, 5–20.
Mulyana,  R.  I.  Riadi,  S.  L.  Angka,  dan  A. Rukhyani.  1990.  Pemakaian  Sistem Saringan  Untuk  mencegah  infeksi parasit  pada  benih  ikan  ( Cyprinus carpio    L .)  di  kolam.  Balai  Penelitian Perikanan Air Tawar, Pusat Penelitian dan  Pengembangan  Perikanan,  Badan Penelitian dan Pengembangan Pertanian. Bogor. Hal. 169-173. Newton,  C.R.  and  A.  Graham.  1994. PCR. UK: Bios Scientific Publisher. Noga,  E.  J.  2010.  Fish  Disease.  2nd  Edition.
Wiley Blackwell. USA. pp. 242.
Paperna,  I.  1992.  Diseases  Caused  by Parasites  in  The  Aquaculture  of  Warm Water  Fish.  Annual  Reviewof  Fish Diseases 1. 155-194.
Pavlovskii  F.N.,  1962,  Key  to  Parasite  of Freshwater  Fish  of  The  USSR,  Israel Programme from Scientific Translation, Yerussalem. Purwaningsih, I. 2013. Identifikasi Ektoparasit Protozoa  pada  Benih  Ikan  Mas ( Cyprinus  carpio Linnaeus,  1758)  di
Unit  Kerja  Budidaya  Air  Tawar (UKBAT)  Cangkringan Sleman  DIY.
Skripsi.  Biologi.  Fakultas  Sains  dan
Teknologi. UIN Sunan Kelijaga.Yogyakarta. 2-3 hal. Rukyani, A. 1978. Two species of myxobolidae(Myxosporidia) from fresh water fisher in Java. Pew.Lemb. Penel. Perik. Dar, 1:24-25.
Rukyani, A. 1990. Histopathological Changes in  the  Gill  of  Common  Carp ( Cyprinus carpio L.) Infected with the Myxoosporean  Parasite Myxobolus koi Kudo ,1920, Asian Fisheries Society , Manila, Philippines 337-341.
Saanin, H. 1984. Taksonomi dan Kunci Idnetifikasi I. Binacipta. Bandung. 245 Hal. Sachlan  M.  1952.  Notes  on  parasites  of freshwater fishes in Indonesia.
Contrib Intl Fish Res Stat 2:1-60.
Saitou,  N  &  M.  Nei.1987.  The  Neighbor Joining  Method:  A  New  Method  for Reconstructing  Phylogenetic  Trees. Molecular  Biology  and  Evolution.  4:
406-425.
Sambrook  J.,  Fritsch,  E.F.  and  Maniatis,  T.
1989. Molecular Cloning: a Laboratory  Manual.  2nd  ed.  N.Y., Cold  Spring  Harbor  Laboratory,  Cold spring Harbor Laboratory Press.
Schlegel M., Lom J., Stechmann A., Bernhard D.,  Leipe  D.,  DykovaÂ  I.,  Sogin  M.L.,
1996, Phylogenetic Analysis of
Complete  Small  Subunit  Ribosomal RNA  Coding  Region  of  Myxidium
Lieberkuehni:  Evidence  that  Myxozoa are  Metazoa  Related  to  the  Bilateria. Archiv Fur Protisten Kund 147:1±9. Senapin,  S.,  Phewsaiya,  K.,  Briggs,  M., Flegel,  T.W.  2007.  Outbreaks  of infectious myonecrosis virus (IMNV) in Indonesia confirmed by genome sequencing  and  use  of  an  alternative RT-PCR detection method. Aquaculture, 266:32-38.
Shukla,  S.N.  and  V.  Patel.  2013.  Studies  on
Food  and  Feeding  Behaviour  of Cyprinus carpio and Their Gastrosomatic Index from Govindgarh Lake, Rewa (M.P.), India. Online  International  Interdisciplinary
Res J. 3 : 116-122.
Shuzo  Equsa,  1992,  Infectious  Diseases  of Fish, Amerind Pub.Co.
Sulistyaningsih,  Erma.  2007.  Polymerase Chain  Reaction  (PCR):  Era  Baru Diagnosis  dan  Manajemen  Penyakit Infeksi Biomedis, Vol. 1. Supriyadi, H. 2004. Membuat Ikan Hias Tampil Sehat Dan Prima. Agro Media Pustaka. Jakarta. Susanto  dan  Rochdianto  A.  1997. Kiat Budidaya  Ikan  Mas  di  Lahan  Kritis . PT Penebar Swadaya. Depok. Susanto,  H.  2000.  Koi.  Penebar  swadaya. Jakarta. Susanto,  2007.  Kiat  Budidaya  Ikan  Mas  di Lahan  Kritis.  Penebar  Swadaya.
Jakarta.
Susanto,  H.  2008.  Panduan  Memelihara  Koi.
Penebar Swadaya. Jakarta. 107 hal. Wijaya,  T.  2011.  Nilai  Ekspor  Ikan  Hias Bakal Naik 10%. Republika Indonesia.Diunduh  pada  tanggal  30 Januari 2013 dari http://www.republikaindonesia.com .
Tamura K, Peterson D, Peterson N, Stecher G, Nei M, Kumar S (2011). MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods. Mol Biol Evol 28:2731–2739. doi :10.1093/molbev/msr121. Woo, P. T. K., D. W. Bruno, and L. H. S. Lim.
2001.  Diseases  and  Disorders  of Finfish  In  Cage  Culture.  CAB
International,  New  York  USA.  250- 251.
Yokoyama  H.,  Inoue  D.,  Kumamaru  A.  and Wakabayashi  H.,  1997, Myxobolus  koi (Myxozoa:  Myxosporea)  Forms  Large- and Small-Type ‘Cysts’ in The Gills of
Common  Carp.  Fish  Pathology  32:
211–217. Yuwono, T.2006. Teori dan Aplikasi
Polymerase  Chain  Reaction.  Andi Offset. Yogyakarta.
Zhang1,2, H Yokoyama, J G Wang, A H Li1, X  N  Gong,  A  Ryu-Hasegawa,  M Iwashita  and  K  Ogawa  (2010). Utilization  of  tissue  habitats  by Myxobolus  wulii Landsberg  &  Lom, 1991  in  different  carp  hosts  and disease  resistance  in  allogynogenetic gibel  carp:  redescription  of M.  wulii from China and Japan. Journal of Fish Diseases 33:57–68