## PENGARUH PLANT GROWTH PROMOTING RHIZOBACTERIA TERHADAP BIOLOGI  DAN STATISTIK DEMOGRAFI Thrips parvispinus (THYSANOPTERA:

## THRIPIDAE) PADA CABAI
Rudi Tomson Hutasoit * , Kamsia Dorliana Sitanggang
Program Studi Agroteknologi Sekolah Tinggi Ilmu Pertanian Labuhanbatu Jln. SM. Raja No 126 A Aek Tapa Labuhanbatu Sumatera Utara
Email: untukpetani@gmail.com

## ABSTRACT
Plant Growth Promoting Rhizobacteria (PGPR) is a group of bacteria that have been used as a bio-fertilizer to promote the nutrient plants supply and strengthen against plant pests and diseases.  The  aim  of  this  study  is  knowing  PGPR  effect  on  long  bean  toward  biology  and demographic  statistic  Thrips  parvispinus.  The  study  was  conducted  by  observing  the development  of  the  Thrips  parvispinusfrom  eggs  to  adulton  chili  pepper  leaves  with  PGPR application  or  non-PGPR  (control).  The  collected  data  were  used  to  obtain  information about  the  biology  of  the  pest  such  as  the  stadia  of  each  instar,  preoviposition  period,  life cycle,  adult  longevity  and  fecundity.  The  data  were  also  used  to  construct  life  tables  for demographic  statistic  analysis  using  of  the  Jackknife  method.  PGPR  usage  have  impact  on thebiology  of  T.  parvispinus  such  aslife  cycle,  longevity  and  fecundity.  Gross  reproduction rate (GRR), net reproductive rate (Ro), and intrinsic rate of increase (r)  T. parvispinus with PGPR  aplications  lower  than  controls.  PGPR  can  inhibit  a  doubling  time  (DT)  T. parvispinus becomes longer than controls.
Keywords: demographic statistics, life cycle, T. parvispinus

## PENDAHULUAN

## 1.1  Latar Belakang
Beragam  mikroba  non  patogenik diketahui  berpotensi  sebagai  penginduksi ketahanan  tanaman  pada  jaringan  secara sistemik  yang  disebut  dengan  mekanisme ISR ( Induced Systemic Resistance ). Namun, hanya dua kelompok bakteri yang paling  banyak  diteliti  karena  mempunyai potensi  lebih  baik,  yaitu Bacillus spp.  dan Pseudomonas (Pineda et  al., 2010). Mekanisme  induksi  ketahanan  umumnya dapat  dicirikan  dengan  meningkatnya pembentukan senyawa penginduksi seperti asam salisilat, siderofor dan lipopolisakarida  oleh  tanaman  (Bakker et al .,  2007).Penelitian  mengenai  pengaruh PGPR  terhadap  ketahanan  tanaman  pada serangan  hama  sudah  banyak  dilakukan. Senthilraja et  al. (2013)  menyebutkan
bahwa  bioformulasi P.  fluorescens dan Beauveria  bassiana dapat  meningkatkan ketahanan  tanaman  kacang  tanah  terhadap serangan  hama Aproarema  modicella . Lebih  lanjut  dijelaskan  oleh  Pineda et  al.
(2010)  yang  menyatakan  bahwa  bakteri menguntungkan  di  dalam  perakaran  tanah dapat  menginduksi  ketahanan  ketahanan tanaman  terhadap  serangga  herbivor  serta secara  bersamaan  dapat  meningkatkan pertumbuhan dan kesuburan tanaman.
Kemampuan B.  polymyxa dalam meningkatkan pertumbuhan tanaman dilaporkan  karena  memproduksi  hormon auksin  dan  sitokinin  disamping  dapat memfiksasi nitrogen dan melarutkan fosfat (Timmusk, 2003). Hasil penelitian
Rukmowati dan Estiyanti (2009)
menunjukkan  bahwa  pemupukan  P  dapat menekan  populasi Aphis sp.  dengan memperpanjang trikomata dan mempertebal  kutikula  daun  kedelai  yang dapat  menghambat  proses  penghisapan cairan tanaman. Hal tersebut akan berkolerasi dengan terhambatnya penyerapan  nutrisi  bagi A.  glycines .Hasil penelitian Herman et al. (2008) menyatakan  bahwa,  penggunaan  PGPR dengan  memanfaatkan  isolat Bacillus dapat bermanfaat dalam mengelola populasi M.  persicae pada  tanaman  lada. Hasil  penelitian  Van  Oosten et  al. (2008) menunjukkan bahwa, perlakuan
Rhizobacteria–induced systemic resistance (ISR)  dan  pathogen-induced  systemic acquired resistance (SAR) secara signifikan  dapat  mengurangi  pertumbuhan dan perkembangan S.exigua .
Perlakuan  benih  dengan  PGPR menyebabkan
modifikasi struktural dinding sel dan
perubahan biokimia/fisiologis  yang  mengarah  pada sintesis  protein  dan  bahan  kimia  yang terlibat  dalam  mekanisme  pertahanan tanaman.  Lipopolisakarida,  siderophore, dan  asam  salisilat  merupakan  penentu utama PGPR dalam menghasilkkan ketahanan melalui mekanisme ISR. Perlakuan  dengan  PGPR  menunjukkan keberhasilan  tanaman  melawan  patogen tertentu,  serangga  hama,  dan  nematoda  di bawah  kondisi  tertentu  (Ramamoorthy et al., 2001).PGPR  sebagai  pengendalian hayati  dapat  menekan  populasi  hama dengan menginduksi resistensi pada tanaman  (Soesanto,  2008).  Resistensi adalah  sifat  ketahanan  tanaman  yang memberikan  pengaruh  buruk  terhadap hama.  Ketahanan  terinduksi  pada  jaringan vegetatif tanaman sehingga dapat
mengganggu proses makan dan kehidupan hama.  Proses  makan  yang  terganggu  akan memberikan  dampak  negatif  terhadap pertumbuhan, perkembangan dan reproduksi hama. Hal ini merupakan salah satu faktor pembatas perkembangan populasi hama.
Sampai  saat  ini  belum  ada  laporan mengenai pengaruh PGPR terhadap serangga trips. Trips merupakan salah satu hama  utama  dari  14  jenis  hama  penting yang dilaporkan menyerang tanaman cabai di  lapangan (Sumarni  &  Muharam,  2005). Vos et  al . (1991) menyatakan bahwa, dari hasil  survei  Vierbergen  tentang  hama- hama  tanaman  cabai  di  Jawa  pada  tahun 1988,  spesies Thrips  parvispinus Karny ditemukan paling dominan pada pertanaman  cabai.  Sebagian  besar  spesies trips  berperan  sebagai  hama  dan  vektor penyakit pada tanaman hortikultura terutama  sayuran,  sehigga  menimbulkan kerugian yang lebih besar (Alston & Drost, 2008;  Riley et  al., 2011).  Berdasarkan  hal di  atas  perlu  dirancang  sebuah  neraca kehidupan  ( life  table )  untuk  melihat pengaruh aplikasi PGPR terhadap pertumbuhan, perkembangan dan
reproduksi T.  parvispinus pada  tanaman cabai.

## 1.2  Tujuan Penelitian
Penelitian  ini  bertujuan  untuk mengetahui  pengaruh  aplikasi  PGPR terhadap  biologi  dan  statistik  demografi trips sebagai hama utama pada pertanaman cabai.

## 1.3  Manfaat Penelitian
Hasil  penelitian  ini  diharapkan dapat  memberikan  informasi  mengenai potensi  PGPR  sebagai  agen  pengendali hama  trips  pada  pertanaman  cabai  secara hayati  dan  sebagai  bahan  informasi  untuk penelitian lebih lanjut dalam pengembangan  mikroorganisme  perakaran yang  bermanfaat  sebagai  agen  pengendali organisme  pengganggu  tanaman  (OPT) pada pertanaman cabai.

## METODOLOGI PENELITIAN

## 2.1 Tempat dan Waktu Penelitian
Pembuatan suspensi bakteri (PGPR), pengamatan kohort, dan identifikasi trips dilaksanakan di
Laboratorium  Terpadu  Sekolah  Tinggi
Ilmu Pertanian Labuhanbatu. Pemeliharaan tanaman  inang  dilaksanakan  di  Lahan Percobaan  Sekolah  Tinggi  Ilmu  Pertanian Labuhanbatu. Pelaksanaan penelitian dilakukan  dari  Juni  2017  sampai  Juni 2018.

## 2.2  Bahan dan Alat
Bahan  yang  digunakan  dalam penelitian  ini  adalah  benih  cabai,  trips, acid  fuchsin , canada  balsam ,  NaOH  5%, minyak  cengkeh,  gliserol,  akuades,  dan alkohol bertingkat (50%, 60%, 70%, 80%, 95%,  100%).  Alat  yang  digunakan  adalah kurungan serangga  yang terbuat dari gelas plastik,  kain  kasa,  lem  aibon, polybag, nampan  semai  ( tray ),  kuas,  mikropipet, mikroskop stereo, thermohigrometer , gunting, pisau, dan alat tulis.

## 2.4  Prosedur Penelitian

## 2.4.1 Perlakuan Benih
Suspensi PGPR dibuat dengan cara mencampurkan  50  g  PGPR  dengan kandungan  bakteri Rhizobium sp, P. fluorescens dan B.  polymixa kerapatan sekitar10 7 CFU/ml  ke  dalam  5  l  aquades. Benih yang akan digunakan untuk perlakuan  terlebih  dahulu  dicuci  dengan air  steril.  Benih  direndam  di  dalam suspensi PGPR selama kurang lebih 2 jam, untuk kontrol benih direndam menggunakan  air  steril.  Benih  kemudian dikeringanginkan  di  atas  kertas  steril selama 15 menit.

## 2.4.2 Persiapan Tanaman Inang
Benih  cabai  kontrol  dan  perlakuan PGPR  hasil  perendaman  ditanam  pada nampan  semai  dengan  menggunakan media  tanam  berupa  tanah  kompos  dan sekam  bakar  dengan  perbandingan  1:1. Sebelum  benih  ditutupi  dengan  media semai  terlebih  dahulu  benih  tersebut ditetesi  dengan  suspensi  PGPR  sebanyak 100  µl/benih,  sedangkan  pada  kontrol ditetesi  dengan  air  steril.  Penyiraman tanaman  dengan  suspensi  PGPR  sebanyak 100  ml/ polybag juga  dilakukan  pada  saat tanaman  berumur  2  minggu  setelah  tanam
(MST).  Pemeliharaan  tanaman  dilakukan dalam kurungan kain kasa kedap serangga.Bibit  cabai  yang  telah  berumur 21  hari  setelah  semai  (HSS)  segera dipindahkan  ke  dalam polybag ukuran  30 cm  x  30  cm  dengan  media  tanam  berupa tanah dan pupuk kandang dengan perbandingan 2:1. Setiap polybag ditanami 1 bibit tanaman cabai. Tanaman yang telah berumur 2 MST digunakan untuk pengamatan kohort trips.

## 2.4.3 Koleksi dan Identifikasi Serangga Uji
Trips dikumpulkan dari
pertanaman  cabai  di  lapangan.  Trips dimasukkan  ke  dalam  suatu  wadah, kemudian dibawa ke laboratorium. Identifikasi trips dilakukan untuk memastikan  spesies  trips  yang  akan  diuji. Identifikasi  dilakukan  berdasarkan  kunci identifikasi dari Sartiami &Mound (2013).

## 2.4.4 Pembuatan Kurungan Serangga
Kurungan  serangga  terbuat  dari gelas plastik (diameter = 6 cm dan tinggi = 8  cm).  Permukaan  bagian  atas  dibuat lubang ventilasi dilapisi kain kasa organdi. Bagian  bawah  kurungan  dilapisi  tisu  yang telah dibasahi.

## 2.4.5 Perbanyakan Serangga Uji
Tripsyang digunakan sebagai populasi awal dikumpulkan dari pertanaman  cabai  di  lapangan.  Sebanyak 30  individu  imago  betina  dan  jantan  hasil koleksi dari lapangan dipelihara pada daun cabai  dengan  aplikasi  PGPR  dan  kontrol umur  30  HST  dalam  kurungan  gelas plastik.  Setiap  kurungan  diinfestasikan satu  individu  imago  betina  dan  jantan. Imago  dikeluarkan  dan  dipindahkan  pada daun  dan  kurungan  baru  setelah  24  jam. Perbanyakan terus dilakukan hingga jumlah  serangga  yang  dibutuhkan  cukup untuk pengujian.

## 2.4.6 PengamatanBiologidanStatistik
Demografi T. parvispinus
Sebanyak  30  telur  dengan  umur kohort hasil dari perbanyakan sebelumnya, masing-masing  dipelihara  secara  terpisah pada  daun  cabai  dengan  perlakuan rizobakteri  dan  kontrol  dalam  kurungan gelas plastik. Kohort merupakan kelompok individu  yang  lahir  dalam  interval  waktu yang  hampir  sama  (Begon et  al .,  2006).
Setiap  satu  helai  daun  dalam  kurungan diinfestasikan satu individu nimfa instar-1. Daun  cabai  sebagai  inang  diganti  setiap harinya.  Jumlah  nimfa  yang  hidup,  mati, dan  ganti  kulit  diamati  dan  dicatat perkembangannya  setiap  hari  hingga imago.  Pergantian  instar  ditandai  dengan adanya eksuvia. Jenis kelamin imago yang muncul dicatat.
Pengamatan  lama  hidup  imago jantan  dan  betina  dilakukan  secara terpisah. Lama hidup imago jantan diamati dengan menginfestasikan imago pada daun cabai  dalam  kurungan  serangga.  Setiap satu helai daun dalam kurungan diinfestasikan  satu  individu  imago  jantan. Pengamatan  dilakukan  setiap  hari  hingga imago  jantan  terakhir  mati.  Pengamatan stadium  praoviposisi,  stadium  oviposisi, siklus  hidup,  fekunditas,  dan  lama  hidup imago betina dilakukan dengan menginfestasikan  imago  betina  pada  daun cabai  dalam  kurungan  serangga.  Setiap satu helai daun dalam kurungan diinfestasikan  satu  individu  imago  betina. Setiap hari, imago betina dipindahkan pada daun  cabai  yang  baru  di  dalam  kurungan baru  hingga  imago  betina  terakhir  mati. Daun  cabai  yang  telah  diinfestasikan imago  betina  pada  hari  sebelumnya, kemudian  diamati  setiap  hari  hingga muncul nimfa instar-1. Mound &Masumoto  (2005)  melaporkan  inkubasi telur  dapat  berlangsung  selama  3–7  hari. Berdasarkan  hal  tersebut  pengamatan dilakukan setiap hari selama tujuh hari.

## 2.4.7 Parameter dan Analisis Statistik
Demografi
Peubah biologi yang diamati meliputi:  1)  lama  waktu  perkembangan sejak  telur  di  letakkan  oleh  imago  hingga menetas menjadi nimfa instar satu; 2) lama waktu  perkembangan  nimfa  instar  satu hingga pupa; 3) lama waktu perkembangan pupa hingga menjadi imago; 4) lama hidup imago sejak keluar dari pupa sampai mati; 5)  masa  sebelum  peletakkan  telur  hingga meletakkan telur; dan 6) jumlah telur yang diletakkan.  Siklus  hidup,  lama  hidup,  dan keperidian T.  parvispinus pada  tanaman kontrol  dan  aplikasi  PGPR  pada  tanaman cabai dianalisis secara statistik menggunakan  uji  t  (α  =  5%)  dengan program SPSS 16.0.
Data hasil pengamatan trips dengan umur  kohort  selama  satu  generasi  disusun dalam  bentuk  neraca  kehidupan.  Neraca kehidupan dengan umur kohort merupakan neraca kehidupan yang mengikuti perkembangan  serangga  dengan  umur kohort  dimulai  dari  kemunculan  individu pertama sampai kematian individu terakhir yang  bertahan  hidup  (Begon et  al .,  2006). Data-data  yang  dibutuhkan  yaitu: x adalah kelas umur (hari), lx adalah peluang hidup setiap  individu  pada  umur  x, mx adalah fekunditas  per  individu  pada  umur  x,  dan lxmx adalah  banyaknya  keturunan  yang dilahirkan pada kelas umur x. Penghitungan dilanjutkan dengan menggunakan  metode Jackknife. Metode Jackknife digunakan  sebagai  pendekatan umum  untuk  melakukan  uji  hipotesis  dan menghitung  selang  kepercayaan.  Adapun parameter yang diamati yaitu:
1. Laju reproduksi kotor (GRR) = Σ mx
2. Laju reproduksi bersih (Ro) = Σ lxmx
3. Laju pertambahan intrinsik (r) = ln (Ro) / T
4. Rataan masa generasi (T) = Σ xlxmx / Σ lxmx
5. Populasi berlipat ganda (DT) = ln (2) / r

## HASIL DAN PEMBAHASAN

## 3.1 Pengaruh PGPR Terhadap Biologi

## T.parvispinus
Perlakuan  PGPR  pada  tanaman cabai memberikan pengaruh nyata terhadap  siklus  hidup,  lama  hidup,  dan keperidian T.  parvispinus (p>0.05)(Tabel 1). Lama hidup T. parvispinus dipengaruhi oleh  banyaknya  nutrisi  yang  diperoleh untuk  kelangsungan  hidupnya.  Ketahanan tanaman  yang  meningkat  pada  perlakuan PGPR  menyebabkan T.  parvispinus sulit mendapatkan  nutrisi,  sehingga  mortalitas T.  parvispinus lebih  tinggi  dibandingkan kontrol.
Lama  hidup T.  parvispinus yang singkat akan berpengaruh terhadap keperidian.  Perlakuan  PGPR  berpengaruh secara  signifikan  terhadap  keperidian T.
parvispinus .  Keperidian T.  parvispinus pada  perlakuan  PGPR  jumlahnya  lebih sedikit  dibandingkan  kontrol  (Tabel  1). Berdasarkan penelitian sebelumnya, PGPR memberikan pengaruh terhadap keperidian tungau betina ( Tetranychus urticae ), keperidian  tungau  pada  tanaman  ketimun dengan  perlakuan  PGPR  lebih  rendah dibandingkan  kontrol  (Tomczyk,  2006). Reproduksi  serangga  dipengaruhi  oleh kandungan protein yang diperolehnya. Hal ini  diduga  protein  yang  diserap  oleh T. parvispinus setelah perlakuan PGPR belum mampu  memenuhi  kebutuhan  nutrisinya. Menurut  Syahputra et  al .  (2002)  protein yang diserap oleh Croccidolomia pavonana dalam  jumlah  yang  rendah mampu menurunkan
keperidian, mempersingkat lama hidup dan memperpanjang praoviposisi.
Tabel 1. Siklus hidup, lama hidup, dan keperidian T. parvispinus pada tanaman cabai aplikasi PGPR dan kontrol Parameter populasi Kontrol PGPR Nilai p Siklus hidup (hari) ± SE 15.70 ± 0.15 16.12 ± 0.09 0.03 Lama hidup (hari) ± SE 10.00 ± 0.96 6.75 ± 0.51 0.08 Keperidian (telur) ± SE 21.00 ± 3.58 11.00 ± 1.22 0.02 SE = Standar Erorr Aplikasi PGPR
memberikan pengaruh  terhadap  lama  stadia  nimfa instar-1,  nimfa  instar-2,  prapupa,  dan imago (Tabel 2). Lama stadia nimfa instar- 1,  nimfa  instar-2,  prapupa,  dan  imago T. parvispinus dengan  aplikasi  PGPR  lebih panjang dibandingkan dengan tanpa aplikasi  PGPR.  Hal  ini  sejalan  dengan penelitian  Wirianti  (2006),  bahwa  PGPR dengan  kandungan B.  polymyxa dan P. fluorescens mampu menghambat perkembangan  nimfa B.  tabaci .  Menurut Jones et  al. (2012),  pengaruh  tidak langsung  aplikasi  PGPR  terhadap  aphid menyebabkan lama stadia menjadi panjang.  Pemberian  perlakuan  PGPR  juga
memberikan  pengaruh  terhadap  mortalitas nimfa  instar-1,  instar-2,  prapupa,  dan imago T. parvispinus (Tabel 2). Mortalitas T.  parvispinus pada  tanaman  kontrol  dan aplikasi  PGPR  tertinggi  terjadi  pada  fase nimfa  instar-2  berturut-turut  sebesar  26 dan  30%(Tabel  2).  Menurut  Agustini (2013)  aphid  instar-1  berada  dalam  tahap pencarian  tempat  tinggal  dan  belum  aktif mencari  makanan  karena  nutrisi  yang diperoleh  dari  induknya  masih  mampu mencukupi  kebutuhan  hidupnya  selama instar-1,  sedangkan  aphid  instar-2,  berada dalam  masa  adaptasi  penghisapan  cairan tanaman sehingga perlakuan PGPR berpengaruh nyata.
Tabel 2. Kemampuan lama hidup (lx) dan keperidian (mx) T. parvispinus pada tanaman cabai aplikasi PGPR dan kontrol
Kontrol PGPR Stadia n hari lx Mx n Hari Lx mx Telur 30 0-7 1 30 0-7 1 Instar-1 30 5-9 1 30 5-11 1 Instar-2 25 8-13 0.83 23 9-14 0.77 Prapupa 17 12-15 0.57 14 11-16 0.47 Pupa 15 13-17 0.50 12 13-17 0.40 Imago 13 15-29 0.43 4.22 11 15-25 0.37 3.70
Peluang  hidup T . parvispinus dengan dan  tanpa  perlakuan  PGPR  digambarkan dalam  kurva  sintasan  ( lx ),  sedangkan natalitas digambarkan dalam kurva keperidian  ( mx ).  Sintasan  atau  peluang hidup T.  parvispinus diperoleh  dari pengamatan  harian  mulai  dari  fase  nimfa instar-1  hingga  menjadi  imago.  Kurva sintasan T.  parvispinus menggambarkan bahwa  peluang  hidup  pada  tanaman kontrol sampai pada hari ke-29, sedangkan pada  tanaman  dengan  aplikasi  PGPR sampai hari ke-25 (Gambar 1) .  Pada  kurva keperidian  (mx),  terlihat  bahwa  peletakan telur dimulai pada hari ke-16 sampai hari ke- 29pada  tanaman  kontrol,  sedangkan  pada tanaman  aplikasi  PGPR  pada  hari  ke-16 sampai  hari  ke-25.  Hal  tersebut  dipengaruhi peluang  hidup T.  parvispinus pada  tanaman kontrol  lebih  lama  dibandingkan  dengan perlakuan  PGPR.  Hal  ini  diduga  karena PGPR  menginduksi  ketahanan  tanaman sehingga mempercepat mortalitas T. parvispinus .
Tipe bertahan hidup T.
parvispinus menunjukkan kurva tipe 2 pada tanaman  kontrol  dan  kurva  tipe  3  untuk perlakuan  PGPR.  Menurut  Price  (1984) kurva  tipe  1  adalah  kematian  populasi organisme  yang  rendah  pada  umur  muda dan  dalam  jumlah  besar  pada  umur  tua, tipe  2  adalah  kematian  populasi  suatu individu  yang  konstan,  dan  tipe  3  adalah tingginya kematian populasi suatu individu yang  terjadi  saat  umur  muda.Rataan jumlah  telur  yang  dihasilkan  oleh  setiap imago T.  parvispinus setiap  harinya  pada tanaman  perlakuan  PGPR  berbeda  dengan kontrol  (Gambar  1).  Keperidian  harian tertinggi  pada  tanaman  kontrol  dapat mencapai  4.22  telur,  sedangkan  perlakuan PGPR 3.70 telur. Bentuk kurva keperidian T.  parvispinus pada  tanaman  perlakuan PGPR  menggambarkan  keperidian  yang rendah  dibandingkan  tanaman  kontrol. Perlakuan PGPR dapat menurunkan keperidian  harian T.  parvispinus sehingga tanaman  dapat  menghasilkan  produksi secara optimal.
A
B
Gambar 1. Kurva sintasan (lx) (  ) dan keperidian (mx) () T.parvispinus pada tanaman kontrol (A) dan dengan aplikasi PGPR (B)

## 3.2 Pengaruh Aplikasi PGPR Terhadap
Statistik Demografi T. parvispinus Nilai  GRR T.  parvispinus pada tanaman  kontrol  lebih  besar  dibandingkan dengan  aplikasi PGPR  berturut-turut sebesar  23.05  dan  14.13  individu/generasi (Tabel  3).  Jumlah  individu  betina  yang dihasilkan oleh setiap imago betina (Ro) T. parvispinus menurun  setelah  perlakuan PGPR.  Nilai  Ro  pada  tanaman  kontrol menunjukkan  bahwa  generasi  berikutnya
T.  parvispinus akan  meningkat  sebanyak
7.48  kali  dari  generasi  sebelumnya, sedangkan  pada  tanaman  perlakuan  PGPR hanya meningkat sebanyak 4.17 kali. Nilai GRR  dan  Ro  yang  tinggi  pada  tanaman kontrol memperlihatkan tingkat kesesuaian hidup T.  parvispinus terhadap  tanaman inang.  Perlakuan  PGPR  memberikan dampak  negatif  terhadap T.  parvispinus karena  menurunkan  laju  reproduksinya. Penurunan laju reproduksi dapat menyebabkan populasi serangga berkurang pada generasi berikutnya.
Tabel 3. Parameter demografi T. parvispinus pada tanaman cabai aplikasi PGPR dan kontrol
Parameter Kontrol PGPR Keterangan Laju reproduksi kotor (GRR) 23,05 14,13 Individu/generasi Laju reproduksi bersih ( Ro ) 7,48 4,17 Individu/induk/generasi Laju pertambahan intrinsik ( r) 0,10 0,07 Individu/induk/hari Lama generasi ( T ) 18,56 18,07 Hari Waktu berlipat ganda ( DT ) 6,40 8,79 Hari
Nilai  r  ditentukan  dari  siklus  hidup, kelahiran,  dan  kematian T.  parvispinus . Siklus  hidup  yang  panjang  pada  tanaman perlakuan PGPR menyebabkan laju pertambahan  intrinsiknya  menjadi  rendah (Tabel  3).  Laju  pertambahan  intrinsik dapat digunakan untuk memprediksi pertumbuhan  populasi  serangga  dalam jangka  waktu  yang  panjang.  Nilai  r T. parvispinus pada  tanaman  aplikasi  PGPR lebih rendah dibandingkan kontrol.  Nilai r pada  tanaman  kontrol  berkisar  antara  0.10 telur  per  hari,  sedangkan  pada  tanaman perlakuan PGPR berkisar antara 0.07 telur per  hari.  Laju  pertambahan  intrinsik  yang rendah  dapat  diartikan  bahwa  populasi suatu organisme memiliki sedikit kemungkinan  untuk  terus  tumbuh.  Hal  ini berkorelasi  positif  dengan  penelitian  yang dilakukan  oleh  Pineda et  al .  (2012) menyatakan bahwa perlakuan PGPR dapat menurunkan  laju  pertambahan  intrinsik Myzus  persicae karena  meningkatnya induksi ketahanan tanaman.
Waktu yang dibutuhkan T. parvispinus untuk  berlipat  ganda  (DT) selama  6.40  hari  pada  tanaman  kontrol, sedangkan  pada  tanaman  aplikasi  PGPR selama  8.49  hari.  Nilai  DT  yang  rendah dapat  meningkatkan  laju  reproduksi  kotor (GRR)  dan  laju  reproduksi  bersih  (Ro) dalam waktu tertentu. Penurunan keperidian T.  parvispinus berpengaruh pada  waktu  yang  lama  untuk  melipat gandakan  populasi  dan  penurunan  laju pertambahan intrinsik. Berdasarkan penelitian  Herman et  al .  (2008)  populasi M.  persicae pada  tanaman  lada  setelah aplikasi Bacillus spp.  lebih  rendah dibandingkan tanaman kontrol.

## KESIMPULAN
PGPR  yang terdiri dari Rhizobium ,
B.  Polymyxa ,  dan P.  fluorescens yang diaplikasikan  pada  pertanaman  cabai berpengaruh  nyata  terhadap  biologi  dan statistik demografi T. parvispinus .
Perlakuan  PGPR  dapat  memperlambat
siklus  hidup,  memperpendek  lama  hidup dan menurunkan
keperidian T. parvispinus .  Perlakuan  PGPR  juga  dapat menurunkan  laju  reproduksi  kotor  (GRR), laju reproduksi bersih (Ro), laju pertambahan intrinsik (r) dan memperlambat  waktu  berlipat  ganda  (DT) T. parvispinus .

## UCAPAN TERIMA KASIH
Penulis  mengucapkan  terimakasih kepada  DRPM  Ristek  Dikti  karena  telah membiayai penelitian ini.

## DAFTAR PUSTAKA
Agustini A. 2013. Pengaruh Plant Growth Promoting  Rhizobacteria Terhadap Biologi  dan  Statistik  Demografi
Aphis glycines (Hemiptera: Aphididae)  Pada  Tanaman  Kedelai [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Alston  DG,  Drost  D.  2008.  Onion  Thrips ( Thrips  tabaci )  [internet].  Logan, Utah  (US):  Utah  State  University Extension  and  Utah  Plant  Pest Diagnostic Laboratory;  [diunduh pada  2018  Mei  10].  Tersedia  pada: www.extension.usu.edu/files/publica tions/factsheet/ENT-117
08PR.pdf.Bakker  PAHM,  Pieterse CMJ,  van  Loon  LC.  2007.  Induced systemic  resistance  by  fluorescent Pseudomonas spp. Phytopathology . 97:239-243.
Begon M, Townsend CR, Harper JL. 2006.
Ecology: From Individuals to Ecosystems.  4th  Edition.  Oxford (GB): Blackwell Publishing.
Herman  MAB,  Nault  BA,  Smart  CD. 2008. Effects  of  Plant  Growth- Promoting  Rhizobacteria  on  Bell Pepper Production and Green Peach Aphid  Infestations  in  New  York. Crop Protection. 27: 996-102.
Jones CT, Kertesz MA, Preziosi RF. 2012.
Identification  of  Plant  Quantitative Trait Loci Modulating a Rhizobacteria-Aphid Indirect
Effect. Plos One. 7(7):1-7. doi:
10.1371/journal.pone.0041524.
Mound  LA,  Masumoto  M.  2005. The genus thrips
(Thysanoptera,
Thripidae) in Australia, New Caledonia and New Zealand. Zootaxa 1020:1-64. Pineda A, Zheng SJ, Van loon JJ, Pieterse CM, Dicke M. 2010. Helping Plants to  Deal  With  Insects:  The  Role  of Beneficial Soil-Borne Microbes . Trends  in  Plant  Science.5(9):  507-
514.
Pineda  A,  Roxina  S,  Berhane  TW,  Mpoki MS,  Joop  JAVL,  Marcel  D.  2012.
Non Pathogenic Rhizobacteria Interfere  With  The  Attraction  of Parasitoids  to  Aphid  Induced  Plant Volatiles Via Jasmonic Acid Signaling. Plant Cell and
Environment.  36(2):393-404).  doi:
10.1111/j.1365-3040. 2012.02581.x.
Price  PW.  1984.  Insect  Ecology  (2 nd ed).
New York: John Wiley. Ramamoorthy V, Viswanathan R, Raguchander T, Prakasam V,
Samiyappan  R.  2001.  Induction  of Systemic Resistance by Plant Growth Promoting  Rhizobacteria  in  Crop Plants Against Pests and Diseases. Crop Protection. 20:1-11. Riley DG, Joseph SV, Srinivasan R, Diffie S. 2011. Thrips Vectors of Tospovirus . J Integrated Pest Management. 1(2):1 –  10.doi: 10.1603/IPM10020. Rukmowati  RR,  Estiyanti  S.  2009. Pemupukan Fosfat Untuk Meningkatkan Produksi dan Ketahanan Tanaman Kedelai Terhadap Aphis sp. Di dalam: editor. Strategi Perlindungan Tanaman
Menghadapi Perubahan
Iklim
Global  dan  sistem  Perdagangan bebas.  Prosiding  seminar  Nasional Perlindung tanaman: 2009 Aug 5-6; Bogor.  Bogor  (ID):  Pusat  Kajian Pengendalian Hama Terpadu  Institut Pertanian Bogor. hlm 63-70.
Sartiami D, Mound LA. 2013. Identification  of  The  Terebrantian Thrips (Insecta, Thysanoptera)
Associated With Cultivated Plants in Java,  Indonesia. ZooKeys  306:  1- 21.doi:10.3897/zookeys.306.5455. Senthilraja  G,  Anand  T,  Kennedy  JS, Raguchander  T,  Samiyappan  R. 2013. Plant  Growth  Promoting Rhizobacteria (PGPR) and Entomopathogenic Fungus Bioformulation Enhance The Expression  of  Defense  Enzymes  and Pathogenesis-Related Protein in Groundnut  Plant  Against  Leafminer Insect  and  Collar  Rot  Pathogen .
Physiological  and  Molecular  Plant Pathology. 82:10-19.
Soesanto L. 2008. Pengantar Pengendalian Hayati  Penyakit  Tanaman.  Jakarta (ID): PT. Rajagrafindo Persada. Sumarni  N,  Muharam  A.  2005.  Budidaya
Tanaman  Cabai  Merah.  Bandung
(ID):  Balai  Penelitian  Tanaman
Sayuran.
Syahputra E, Djoko P, Partomuan S. 2002.
Pengaruh Fraksi Aktif Kulit BatangDysoxylum acutangulum (Meliacea) TerhadapReproduksiCrocidolomia pavonana (Lepidoptera:  Pyralidae). Jurnal Hama
dan Penyakit Tumbuhan Tropika. 2(1):1-7. Timmusk  S.  2003.  Mechanism  of  Action of  The  Plant  Growth  Promoting Rhizobacterium Paenibacillus polymyxa [dissertation]. Sweden
(SD): Uppsala University.
Tomczyk  A.  2006. Increasing  Cucumber Resistance  to  Spider  Mites  by  Biotic Plant Resistance Inducers. Biological Lett. 42(2):381-387. Van Oosten VR, Bodenhausen N, Reymond P, Van Pelt JA, Van Loon VC,  Dicke  M,  Pieterse  MJ.  2008. Differential Effectiveness of Microbially Induced Resistance Against  Herbivorous  Insects  in Arabidopsis . American
Phytopathological  Society.  21(7):
919-930.  doi:10.1094/MPMI  -21-7- 0919.
Vos  JGM,  Sastrowiswojo  S,  Uhan  TS, Setiawati  W.  1991.  Thrips  on  hot peppers  in  Java,  Indonesia.  Di dalam:  Talekar NS,  editor. Thrips in Southeast  Asia.  Proc.  Regional Consultation Workshop ; 1991 March 13;  Bangkok,  Thailand.  Taiwan (TW): AVRDC. Pp. 18-28.
Wirianti  DA.  2006.  Pengaruh  Penggunaan Rhizobakteria  Pemacu  Pertumbuhan Tanaman  Terhadap  Perkembangan Populasi  Kutu  Kebul  Bemisia  tabaci (GENNADIUS)
(HEMIPTERA:
ALEYRODIDAE)  Pada  Tanaman Cabai  [skripsi].  Bogor  (ID):  Institut Pertanian Bogor.