Jurnal Pendidikan, Matematika dan Sains
http://ejournal.uki.ac.id/index.php/edumatsains

## PENGARUH ASAM SALISILAT TERHADAP KANDUNGAN FLAVONOID PADA KULTUR KALUS GINSENG JAWA (Talinum paniculatum (Jacq.) Gaertn.)
Matthew Linardi 1* , Ratih Restiani 2 , Dwi Aditiyarini 3
1,2,3 Program Studi Biologi, Fakultas Bioteknologi, Universitas Kristen Duta Wacana
Diterima: 02 September 2021     Direvisi: 25 Januari 2022     Diterbitkan : 31 Januari 2022

## ABSTRACT
Javanese ginseng (Talinum paniculatum) is a plant that is used as raw material in traditional medicine because it contains  flavonoid  as  one  of  it’s  secondary  metabolites.  Flavonoids  are  useful  as  antioxidants,  antibacterial, antiviral,  and  anti-inflammatory.  Increasing  the  flavonoid  content  in  Talinum  paniculatum  can  be  done  by applying elicitation to in vitro culture. Salicylic acid is an abiotic elicitor that is often used in elicitation because it  can  increase  the  production  of  secondary  metabolites.  The  aim  of  this  study  was  to  determine  the  effect  of salicylic acid concentration and elicitation time on callus biomass and flavonoid content in Talinum paniculatum callus culture. Talinum paniculatum callus production was carried out on MS medium with a combination of 2 mg/L 2-4,D and 3 mg/L kinetin. Elicitation was carried out on callus that had entered the stationary phase on the interaction of variations in the concentration of salicylic acid concentrations of 5 ppm, 10 ppm, 15 ppm, and 20 ppm  and  elicitation  times  were  2  days,  4  days,  and  6  days.  Each  variations  were  replicated  three  times.  The callus  was dried and extracted and then the flavonoids  were identified and measured semi-quantitatively using thin layer chromatography (TLC). The callus biomass elicited by varying the concentration of salicylic acid and elicitation  time  (0.052  –  0.067)  was  not  significantly  different  from  the  control  (0.067).  The  most  optimal concentration and elicitation time were found at 20 ppm salicylic acid concentration and 2 days elicitation time with the largest flavonoid stain area (1.570 cm2), color intensity 3, and Rf value similar to control (0.5).
Keywords: salicylic acid, elicitation, flavonoids, javanese ginseng, talinum paniculatum

## PENDAHULUAN
Indonesia  merupakan  negara  dengan biodiversitas yang tinggi. Salah satu biodiversitas  yang  ada  adalah  tanaman ginseng  jawa  ( Talinum  paniculatum )  yang sering dimanfaatkan sebagai obat tradisional. Ginseng  jawa  memiliki  manfaat  untuk peningkatan  nafsu  makan,  pelancar  ASI, penyegar  tubuh,  pencegaham  iritasi/radang, keracunan  makan,  dan  anemia.  Pemanfaatan ginseng  jawa  tersebut  berkaitan  dengan
metabolit  sekunder  yang  terkandung  di dalamnya. Ginseng jawa mengandung beberapa  metabolit  sekunder  diantaranya alkaloid, flavnoid, kuinon, polifenol, minyak atsiri,  saponin,  steroid,  dan  tanin  (Setyani, 2016).
Flavonoid merupakan salah satu metabolit sekunder yang sering dimanfaatkan  dari  ginseng  jawa.  Flavonoid memiliki manfaat sebagai antioksidan, antibakteri,  antiinflamasi,  dan  antivirus
(Robinson,  1995).  Flavonoid  dihasilkan secara  alami  oleh  ginseng  jawa  dalam  skala kecil  dan  dipengaruhi  oleh  faktor  iklim, sehingga  tidak  dapat  memenuhi  kebutuhan pemakaian manusia. Diperlukan suatu metode untuk meningkatkan produksi flavonoid  pada  ginseng  jawa.  Salah  satu metode  yang  dapat  diterapkan  ialah  dengan elisitasi pada kultur in vitro .
Kultur in  vitro didefinisikan  sebagai teknik perbanyakan tanaman dengan menumbuhkan  jaringan  dari  organ  tanaman yang  dilakukan  secara  aseptis  (Akula  & Ravinshankar, 2011). Metode kultur in vitro saja kurang  optimal  dalam  meningkatkan kandungan  metabolit  sekunder  sehingga dapat  ditambahkan  prekursor  atau  elisitor (Anand, 2010). Penambahan elisitor merupakan  proses  elisitasi  yang  dilakukan untuk memberi cekaman pada tanaman yang akan  menstimulasi  pertahanan  diri  tanaman dan meningkatkan produksi metabolit sekunder  (Anand,  2010).  Elisitor  yang dimanfaatkan  pada  penelitian  ini  adalah asam salisilat yang merupakan elisitor biotik.
Shafiri et  al. (2019)  mengaplikasikan elisitor  asam  salisilat  dengan  konsentrasi  0; 0,5; dan 1 mg/g pada kultur kalus sodab iran ( Ruta graveolens ). Hasil terbaik ditunjukkan pada konsentrasi 1 mg/mL dengan peningkatan  kandungan  flavonoid  sebesar 29,41 mg/g. Penelitian tersebut membuktikan bahwa pemberian asam
salisilat dengan konsentrasi yang tepat dapat meningkatkan  kandungan  flavonoid.  Asam salisilat  terbukti  dapat  menjadi  elisitor  yang baik  untuk  beberapa  tanaman  tetapi  belum diaplikasikan  pada Talinum  paniculatum. Selain  itu,  penelitian  sebelumnya  tidak menggunakan  perlakuan  waktu  elisitasi, sehingga  pada  penelitian  ini  ditambahkan perlakuan  waktu  elisitasi  untuk  melihat pengaruhnya  terhadap  kandungan  flavonoid. Tujuan  dari  penelitian  ini  adalah  untuk mengetahui  pengaruh  konsentrasi  asam salisilat dan waktu elisitasi terhadap kandungan  flavonoid  pada  kultur  kalus Talinum paniculatum .

## METODE PENELITIAN
Penelitian  dilakukan  di  Laboratorium Biologi  Dasar  II  Fakultas  Bioteknologi Universitas  Kristen  Duta  Wacana  (UKDW), Yogyakarta.  Penelitian  dilakukan  secara eksperimental dengan desain rancangan acak lengkap  faktorial  untuk  pengujian  interaksi perlakuan  konsentrasi  asam  salisilat  dan waktu  elisitasi  terhadap  pertumbuhan  dan produksi  flavonoid  pada  kultur  kalus Talinum paniculatum .

## Alat dan Bahan
Alat  yang  digunakan  dalam  penelitian ini  adalah  autoklaf,  oven  (Memmert),  botol kultur, Laminar air  flow , timbangan analitik (AND), scalpel  handle , scalpel ,  gelas  ukur (Herma), pH meter (Hanna), gelas
Erlenmeyer  (Iwaki),  gelas  beker  (Iwaki), cawan  petri  (Iwaki),  batang  pengaduk, mikropipet  (Serana),  pipet  tetes,  pipet  ukur (Iwaki),  bunsen,  korek  api,  karet,  kompor, corong  kaca, alumunium  foil ,  kertas  tisu, kertas  perkamen,  kertas  label,  kertas  saring (Whatman),  pinset, mortar ,  alu, waterbath (Memmert), tabung reaksi (Iwaki), plat silica gel  GF254  (Merck).  Eksplan  daun T . paniculatum berumur  3–4  minggu  (diambil daun dari ujung tangkai  hingga urutan ke-3) dengan kondisi segar dan terbebas dari hama dan penyakit yang dibudidayakan di Laboratorium Biologi Dasar Fakultas Bioteknologi UKDW, Media MS
( Murashige dan Skoog ),  kinetin  (Sigma- Aldrich)  dan  2,4-D  (BDH),  tween  (Merck), sabun  cair,  aquades  steril,  ekstrak  yeast (Oxoid), etanol absolute, 2-Propanol (Merck), dan anisaldehid-H 2 SO 4 .
Pembuatan  Media  Indukasi  kalus  dan Media perlakuan
Pembuatan  1  L  media  induksi  kalus dilakukan  dengan  mencampurkan  10  mL stok makronutrien, 1 mL mikronutrien, 5 mL stok iron ,  dan  4  mL  stok  vitamin  ke  dalam elenmeyer.  Kemudian  ditambahkan  30  g sukrosa,  0,1  mg  myo-inositol,  hormon auksin  2,4-D,  dan  kinetin  yang  lalu dihomogenisasi dengan magnetic stir. Selanjutnya  diukur  pH  media  sehingga didapatkan  sekitar  5,7  –  5,8,  bila  pH  terlalu asam  ditambahkan  NaOH  0,1%  dan  jika
terlalu  basah  ditambahkan  HCl  0,1%.  Jika pH  sudah  tepat  larutan  dipanaskan  serta ditambahkan  agar/agen  pemadat  sambil diaduk. Larutan dipanaskan hingga mendidih dan  dituangkan  sebanyak  kira-kira  20  mL dalam  setiap  botol  kultur.  Botol  kemudian ditutup  dengan  alumunium foil, perkamen, diikat  dengan  karet,  dan  diberi  keterangan dengan  label.  Langkah  terakhir  adalah disterilisasi  menggunakan  autoklaf  dengan tekanan  1  atm  pada  suhu  121 o C  selama  15 menit. Tiga botol dari media diambil sebagai tiga  replikasi  kontrol.  Media  perlakuan dibuat dengan cara dan formulasi yang sama dengan media induksi kalus namun ditambahkan asam salisilat sesuai konsentasi yang  telah  ditentukan  (5  ppm,  10  ppm,  15 ppm, dan 20 ppm).

## Inokulasi Eksplan
Sebelum  dilakukan  inokulasi,  alat, bahan,  dan  ruang  LAF  disterilisasi  terlebih dahulu. Pra-sterilisasi eksplan daun dilakukan  dengan  membilasnya  dengan  air mengalir.  Kemudian,  daun  direndam  ke dalam  larutan  akuades  27  mL,  sabun  cair  3 mL, dan 3 tetes tween 80 dan digojok selama 45  detik  dan  dibilas  dengan  akuades  steril. Sterilisasi  eksplan  daun  dilakukan  dengan merendam  dalam  larutan  alkohol  50% selama  3  menit  dan  dibilas  dengan  akuades steril.  Eksplan  daun  yang  sudah  steril diambil  dengan  pinset  steril  dan  diletakan dalam  cawan  petri  steril.  Daun  steril
dipotong dengan skalpel dengan ukuran 1 cm ×  1  cm.  Sebanyak  dua  potong  eksplan  daun diinokulasi  ke dalam  setiap botol  yang telah berisi media induksi kalus.
Pengamatan
Pertumbuhan dan Perkembangan Kalus
Pengamatan pertumbuhan dan perkembangan  kalus  diamati  sejak  hari-0. Beberapa  parameter  yang  diamati  adalah waktu inisiasi kalus, persentase terbentuknya kalus,  dan  morfologi  kalus  berupa  tekstur dan warna kalus.

## Elisitasi dan Penentuan Biomassa Kalus
Elisitasi  dilakukan  dengan  subkultur kalus  yang  berusia  58  hari  dan  dilakukan pemindahaan  eksplan  kalus  dari  media  MS ke  media  perlakuan  yaitu  media  MS  yang sudah  ditambahkan  asam  salisilat  dengan konsentrasi 5 ppm, 10 ppm, 15 ppm, dan 20 ppm.  Waktu  elisitasi  dilakukan  pada    2,  4, dan  6  hari  setelah  subkultur.  Pengukuran biomassa kalus dilakukan dengan pengeringan kalus menggunakan oven selama  24  jam  pada  suhu  50 o C  sampai beratnya  konstan.  Berat  kering  kalus ditimbang  menggunakan timbangan analitik. Data  biomassa  kalus  dianalisis  secara statistik  dengan  uji  ANOVA  taraf  5% menggunakan  program IBM  SPSS  Statistics V21  x86 .    Jika  nilai  signifikansi  kurang  dari 5%, menunjukkan bahwa hasil signifikan. Ekstraksi Kalus
Ekstraksi  kalus Talinum  paniculatum dilakukan  dengan  cara  kalus  dikeringkan menggunakan  oven  selama  24  jam  dengan suhu  40 o C.  Kalus  yang  sudah  dikeringkan ditumbuk  dengan  mortar  dan  alu  hingga halus.  Selanjutnya  sebanyak  0,1  g  dari  hasil tumbuk  diekstraksi  dengan  penambahan  1 mL  metanol  96%  dan  didiamkan  selama  12 jam.  Ekstrak  kemudian  divorteks  selama  5 menit  dan  didiamkan  kembali  selama  24 jam.  Kemudian  ekstrak  disaring  dengan kertas  saring.  Sisa  pelarut  diuapkan  dengan cara  dipanaskan  dalam waterbath dengan suhu 60 o C hingga volume akhir sebanyak 0,1 mL.
Identifikasi Flavonoid dengan

## Kromatografi Lapis Tipis (KLT)
Plat  silika  gel  disterilkan  dalam  oven dengan suhu 100 o C selama 1 jam. Kemudian ekstrak  diambil  sebanyak  3µL  dengan mikropipet  dan  diteteskan  di  atas  plat  silika gel.  Lalu,  plat  KLT  dielusi  dengan  pelarut metanol  dan  air  (7:3)  dan  dikeringkan. Selanjutnya  plat  disemprot  dengan  reagen anisaldehid  dan  dipanaskan  di  oven  selama 10  menit  dengan  suhu  105 o C  lalu  diamati dengan sinar UV 254 nm. Selanjutnya dihitung nilai retention  factor (Rf)  dan    luas  noda flavonoid.  Identifikasi  flavonoid  dihitung Rf dan  luas  noda  flavonoid  hasil  uji  KLT. Untuk kuantitas flavonoid dihitung menggunakan  metode  uji  semi-kuantitatif
dengan  cara  menilai  intensitas  warna  noda yang dihasilkan.

## HASIL DAN PEMBAHASAN Pertumbuhan dan Perkembangan Kalus
Pada  penelitian  ini  eksplan  daun Talinum paniculatum diinokulasi pada media induksi kalus dengan kombinasi zat pengatur tumbuh (ZPT) auksin jenis 2,4-D sebanyak 2
mg/L  dan  kinetin  sebanyak  3  mg/L. Kombinasi  ZPT  ini  merupakan  kombinasi terbaik  untuk  menginduksi  kalus Talinum paniculatum menurut Herman (2019) karena menunjukkan  pertumbuhan  kalus  dengan persentase sebesar 100%. Pertumbuhan kalus diamati setiap 2 hari sekali. Hasil pengamatan pertumbuhan kalus dapat dilihat pada Gambar 1 dan Tabel 1.
Gambar 1. Pertumbuhan dan Perkembangan Kalus Talinum paniculatum . Keterangan: a) hari ke-0, b) hari ke-4. C) hari ke-8. D) hari ke-18, e) hari ke-22, f) hari ke-30, g) hari ke-38,
h) hari ke-48, i) hari ke-58
Berdasarkan hasil pengamatan (Gambar 1 a), eksplan  daun  yang  diinokulasikan  ke  dalam media  MS  memiliki  permukaan  yang  datar dan  berwarna  hijau  terang.  Pada  hari  ke-4 warna  eksplan  masih  sama  tetapi  bagian tengah  tampak  terangkat  menyebabkan
eksplan  melengkung.  Hal  ini  terjadi  karena eksplan  daun  mengalami  pembengkakan disebabkan  oleh  penyerapan  cairan  dan nutrisi  dari  media  (Gambar  1  b).  Inisiasi kalus  mulai  terlihat  pada  hari  ke-8  tampak
muncul  bagian  tebal  berwarna  putih  pada bagian irisan daun (Gambar 1 c).
Inisiasi kalus mulai terjadi di setiap sisi eksplan  terlihat  dengan  penebalan  berwarna putih  (Gambar  1  d).  Faktor-faktor  yang mempengaruhi  induksi  kalus  antara  lain lingkungan  seperti  suhu  dan  pH,  media tumbuh,  serta  ZPT  (Yelnititis,  2012). Berdasarkan  penelitian  Herman  (2019), media  MS  merupakan  media  kultur  yang optimal  dalam  menginisiasi  kalus  pada eksplan  daun Talinum  paniculatum .  Hal  ini disebabkan  kandungan  unsur  makronutrien dan  mikronutiren  yang  dibutuhkan  dalam pertumbuhan eksplan.
Selain  itu,  ZPT  juga  memiliki  peran penting dalam pertumbuhan eksplan terutama  dalam  menginisiasi  pembentukan organ  baru.  Jenis  dan  konsentrasi  ZPT  yang tepat  membantu  proses  pembentukan  kalus. Pada  penelitian  ini  digunakan  auksin  2,4-D sebanyak  2  mg/L  dan  sitokinin  kinetin sebanyak 3 mg/L. Auksin memacu pemanjangan  dan  pembelahan  sel  di  dalam jaringan  kambium  sehingga  dibutuhkan untuk  pembentukan  kalus  (Gunawan,  1992).
Sitokinin lebih berpengaruh dalam metabolisme sel dan merangsang terbentuknya  tunas,  apabila  dikombinasikan dengan auksin dapat mendorong pembelahan sel (Karjadi dan Buchori, 2008).
Dari  Gambar  1  e  hingga  1  i menunjukkan  pertumbuhan  kalus  semakin besar  dan  terjadi  perubahan  warna  serta tekstur.  Pada  hari  ke-22  kalus  sudah  terlihat tumbuh seutuhnya karena keseluruhan eksplan  sudah  berwarna  putih  dengan pembengkakan pada seluruh bagian eksplan. Perubahan  selanjutnya  terjadi  pada  hari  ke- 30 bagian tengah kalus  mulai muncul warna kecoklatan.  Hari  ke-38  hingga  hari  ke-58 menunjukkan  penambahan  ukuran  kalus semakin  besar  dan  melebihi  ukuran  eksplan saat diinokulasi.
Menurut  Wijaya  (2020)  kalus  pada hari ke-58 sudah siap untuk dielisitasi karena kalus sudah mencapai fase stasioner.  Hal ini dapat  dilihat  dari  warna  kalus  yang  lebih gelap  disebabkan  penyerapan  nutrisi  sudah tidak  maksimal.  Perubahan  tekstur  dan warna  dapat  dilihat  pada  Tabel  1  berserta dengan presentase pertumbuhannya.
Tabel 1. Pertumbuhan Kalus Talinum paniculatum
Minggu ke- Parameter Persentase tumbuh (%) Tekstur Warna 0 0 Kompak - 1 50 Kompak Putih 2 75 Kompak Putih 3 100 Remah Hijau kekuningan, putih
4 100 Remah Hijau  kekuningan,  putih kecoklatan 5 100 Remah Hijau  kekuningan,  putih kecoklatan 6 100 Remah Hijau  kekuningan,  sedikit kecoklatan 7 100 Remah Hijau kekuningan, kecoklatan 8 100 Remah Hijau  kekuningan,  coklat tua
Dari  Tabel  1  menunjukkan  perubahan tekstur  dan  warna  kalus.  Kalus  dari  minggu ke-0  hingga  minggu  ke-2  memiliki  tekstur kompak, yang ditunjukkan oleh terbentuknya tonjolam  padat  pada  kalus  dan  susunan  sel yang  rapat  (Santoso  dan  Nursandi,  2003). Pada  saat  kalus  sudah  terbentuk  100%  dari minggu  ke-3  hingga  minggu  ke-8  tekstur kalus menjadi remah, yang ditunjukkan oleh bentuk  kalus  yang  mudah  rapuh  dan  sel-sel yang  renggang  (Santoso  dan  Nursandi, 2003). Perbedaan tekstur kalus yang beragam  disebabkan  oleh  komposisi  media, ZPT,  dan  bagian  tanaman  sumber  eksplan yang  berbeda  (Sugiyarto  dan  Kuswandi, 2014).
Perubahan  warna  yang  terjadi  pada kalus  disebabkan  oleh  pengaruh  lingkungan kalus  seperti  pigmen,  nutrisi  media,  dan intensitas cahaya (Lutifana, 2013). Tanaman yang  semula  bersifat  autotrof  berubah menjadi  heterotrof  saat  menjadi  kalus,  oleh karena itu warna yang dihasilkan kalus tidak terkondisikan.  Warna  eksplan  pada  minggu
ke-0  hingga  minggu  ke-2  masih  hijau  dan diikuti  dengan  warna  putih  dari  inisiasi kalus. Eksplan yang masih hijau menunjukkan bahwa sel pada  eksplan masih mengandung  klorofil  dan  masih  aktif membelah  (Fatmawati,  2008).  Warna  hijau dari kalus pada minggu ke-3 mulai memudar dan  menjadi  kekuningan  dan  masih  terlihat ada  putih  di  bagian  tepi-tepi  eksplan. Penelitian oleh Rahayu dkk. (2003) menunjukkan  bahwa  kalus  yang  berwarna kekuningan disebabkan tingginya konsentrasi  2,4-D  sehingga  pigmen  klorofil sulit  berkembang.  Pada  minggu  ke-4  warna kalus  mulai  mengalami  perubahan  berupa munculnya warna kecoklatan yang menandakan  adanya  metabolisme  senyawa fenol  dan  merupakan  gejala  kemunduran fisiologis  eksplan,  hal  ini  berlanjut  hingga minggu ke-7 (Andryani, 2010). Pada minggu terakhir  yaitu  minggu  ke-8  terjadi  penuaan pada  warna  coklat  kalus  yang  menandakan kalus  mencapai  fase  stasioner  karena penyerapan  nutrisi  dari  media  sudah  tidak
maksimal.    Pertumbuhan  dan  perubahan tekstur serta warna ini sesuai pada penelitian Wijaya  (2020)  dimana  eksplan  mulai  remah dan kekuningan pada minggu ke-4. Pengaruh Asam Salisilat Terhadap

## Biomassa Kalus
Pengaruh  elisitasi  asam  salisilat  dan waktu  elisitasi  terhadap  biomassa  kalus Talinum  paniculatum didapatkan  dengan
cara  mengukur  berat  kering  kalus.  Berat kering  kalus  didapatkan  dari  mengeringkan kalus untuk mengurangi kadar air. Kandungan  air  yang  terlalu  tinggi  dalam berat  basah  kalus  menjadikan  data  tersebut tidak  akurat.  Hasil  pengukuran  biomassa untuk  mengetahui  pengaruh  asam  salisilat terhadap biomassa kalus Talinum paniculatum dapat dilihat pada Gambar 2.
0,067
0,057 0,053 0,054 0,052 0,059 0,058 0,056 0,056 0,061 0,056 0,055 B io m ass a (g )
Gambar 2. Pengaruh Perlakuan Elisitasi Asam Salisilat dan Waktu Elisitasi terhadap Biomassa Kalus Talinum paniculatum . Keterangan: Kontrol = SA 0 H 0 , Konsentrasi Asam Salisilat: AS 5 = 5 ppm, AS 10 = 10 ppm, AS 15 = 15 ppm, AS 20 = 20 ppm, Waktu Elisitasi: H 2 = 2 hari, H 4 = 4 hari, H 6 = 6 hari
Dari  Gambar  2  menunjukkan  bahwa biomassa  perlakuan  elisitasi  lebih  rendah jika  dibandingkan  dengan  kontrol.  Hal  ini menunjukkan bahwa pemberian asam salisilat  dengan  konsentrasi  serta  perlakuan waktu  elisitasi  yang  berbeda  memberi dampak  penurunan  biomassa  pada  kalus. Penurunan  biomassa  terjadi  disebabkan  efek stres  yang  ditimbulkan  oleh  elisitor  asam
salisilat.  Hasil  ini  sesuai  dengan  penelitian Permanasari  (2015)  yang  menunjukkan terjadinya penurunan biomassa kultur suspesi  sel M.  oleifera setelah  dielisitasi asam  salisilat  dengan  konsentrasi  0,5  –  1,5 ppm dibandingkan dengan kontrol.
Hasil  pengukuran  biomassa  kemudian dianalisis dengan uji statistik ANOVA (taraf 5%). Hasil analisis menunjukkan bahwa nilai
signifikansi interaksi perlakuan elisitasi asam salisilat  dan  waktu  elisitasi  sebesar  20%. Nilai  ini  menunjukkan  bahwa  pemberian perlakuan tidak signifikan terhadap biomassa kalus Talinum  paniculatum karena  nilai signifikansi lebih besar dari 5%.
Penurunan  biomassa  terjadi  karena ketika  tumbuhan  dalam  kondisi  tercekam akan muncul respon untuk proses pertahanan diri,  sehingga  pertumbuhanan  menurun  dan metabolit  sekunder  yang  dihasilkan  lebih banyak.  Hal  ini  sesuai  dengan  Dong  dkk. (2010)  yang  menyatakan  bahwa  senyawa golongan  fenol  seperti  flavonoid  merupakan salah  satu  senyawa  yang  berperan  dalam mekanisme pertahanan tumbuhan.
Peningkatan  senyawa  golongan  fenol  terjadi karena  adanya  peningkatan  ROS  ( Reactive Oxygen  Species )  yang  merupakan  respon
awal  dari  pemberian  elisitor  berupa  asam salisilat.  Penurunan  pertumbuhan  sel  terjadi karena  adanya  peningkatan  ROS  yang sejalan dengan peningkatan konsentrasi asam salisilat.  Menurut  Van  Loon  dan  Van  Strien (1999),  penyebab  produksi  ROS  adalah karena pemberian elisitor akan mengaktifkan jalur transduksi sinyal umum.
Pengaruh Asam Salisilat terhadap Kandungan  Flavonoid  dalam  Kultur Kalus
Pengaruh asam salisilat terhadap kandungan  flavonoid  dianalisis  secara  semi- kuantitatif  berdasarkan  luas  noda  yang terbentuk  dan  intensitas  warna  noda  ekstrak kalus Talinum  paniculatum (Alwiyah  dkk., 2015). Hasil identifikasi flavonoid menggunakan  KLT  dapat  dilihat  pada Gambar 3 dan Tabel 2.
Gambar 3. Hasil Uji Flavonoid Kromatografi Lapis Tipis (KLT). Keterangan: a)
Pengamatan di bawah sinar tampak, b) Pengamatan pada UV 254 nm, Kontrol = SA 0 H 0 , Konsentrasi Asam Salisilat: AS 5 = 5 ppm, AS 10 = 10 ppm, AS 15 = 15 ppm, AS 20 = 20 ppm, Waktu Elisitasi: H 2 = 2 hari, H 4 = 4 hari, H 6 = 6 hari
Tabel 2. Data Pengamatan Sampel Kromatografi Lapis Tipis
Sampel Rf Luas Noda (cm 2 ) Warna Kontrol 0,50 0,769 1 AS 5 H 2 0,75 0,942 2 AS 5 H 4 0,69 1,319 2 AS 5 H 6 0,67 0,510 2 AS 10 H 2 0,56 1,209 2 AS 10 H 4 0,49 1,429 3 AS 10 H 6 0,51 0,754 3 AS 15 H 2 0,64 1,021 3 AS 15 H 4 0,60 0,612 3 AS 15 H 6 0,60 0,769 3 AS 20 H 2 0,55 1,570 3 AS 20 H 4 0,57 0,989 3 AS 20 H 6 0,76 1,036 3
Gambar  3  a  menunjukkan  noda berwarna  kuning  kecoklatan  dengan  bentuk dan  luas  yang  beragam.  Gambar  3  b menunjukkan  noda  berwarna  biru.  Menurut Marliana  (2005),  noda  menunjukkan  adanya kandungan  flavonoid  apabila  terbentuk  noda berwarna kuning kecoklatan pada pengamatan  dengan  sinar  tampak  dan  noda berwarna  biru  pada  UV  254  nm.  Untuk membandingkan  nilai  Rf,  luas  noda,  dan intensitas warna maka hasil pengamatan telah dirangkum dalam Tabel 2.
Pada  Tabel  2  dapat  dilihat  bahwa  Rf, intensitas  warna,  dan  luas  noda  masih beragam.  Intensitas  warna  yang  terbentuk mengindikasi kuantitas flavonoid yang dihasilkan. Nilai intensitas warna ditunjukkan  dengan  angka  1  sampai  dengan 5.  Angka  1  menunjukkan  intensitas  warna
yang pudar, sedangkan angka 5 menunjukkan kepekatan  warna.  Intensitas  warna  yang dihasilkan  setiap  sampel  lebih  terang daripada  kontrol  (1)  yaitu  sekitar  2  –  3.  Hal ini menandakan bahwa  kandungan flavonoid pada sampel perlakuan lebih banyak daripada kontrol. Akan tetapi tidak ada sampel dengan intensitas  cahaya  mencapai  angka  4  atau  5, menunjukkan  bahwa  tidak  ada  perbedaan yang signifikan antara kontrol dengan sampel terelisitasi lainnya.
Pada luas noda didapatkan ada yang di bawah kontrol tetapi  ada juga  yang melebihi kontrol.  Nilai  Rf  yang  mendekati  nilai  Rf kontrol  (0,5)  yang  diduga  mengandung flavonoid  adalah  perlakuan  elisitasi  asam salisilat  10  ppm  dan  waktu  elisitasi  4  hari sebesar  0,49;  asam  salisilat  10  ppm  dan waktu elisitasi 6 hari sebesar 0,51; dan asam
salisilat  20  ppm  dan  waktu  elisitasi  2  hari sebesar  0,55.  Hal  ini  menunjukkan  bahwa kontrol  dan  ketiga  ekstrak  dengan  perlakuan tersebut  menghasilkan  senyawa  yang  sama yaitu flavonoid.
Luas noda digunakan untuk menentukan kuantitas flavonoid yang dihasilkan.  Semakin  besar  luas  noda  maka semakin  banyak  jumlah  senyawa  yang dihasilkan. Tabel 2 menunjukkan bahwa luas noda  kontrol  sebesar  0,769  cm 2 .  Luas  noda yang  dihasilkan  beragam,  dimana  beberapa lebih  kecil  daripada  kontrol  dan  beberapa juga  lebih  besar  dari  kontrol.  Hal  ini menunjukkan  bahwa  perlakuan  konsentrasi dan waktu elisitasi yang berbeda memengaruhi  kandungan  flavonoid  baik penurunan ataupun peningkatan.
Luas  noda  terbesar  didapatkan  juga pada perlakuan elisitasi asam salisilat 20 ppm dan  waktu  elisitasi  2  hari  dengan  ukuran seluas 1,570 cm 2 . Luas noda yang dihasilkan lebih  besar  daripada  kontrol  sehingga  dapat dikatakan  bahwa  perlakuan  tersebut  optimal untuk  meningkatkan  kandungan  flavonoid. Menurut  Mendoza  dkk.  (2018),  peningkatan metabolit sekunder oleh elisitor terjadi akibat adanya  elisitor  seperti  asam  salisilat  yang terikat dengan membran plasma dan mengaktifkan jalur sinyal kekebalan tanaman.  Sinyal  tersebut  akan  mengaktifkan faktor  transkripsi  dan  ekspresi  gen  dari metabolit sekunder.

## KESIMPULAN
Berdasarkan  hasil  penelitian  pengaruh  asam salisilat  terhadap  kandungan  flavonoid  pada kultur kalus Ginseng Jawa ( Talinum paniculatum ),  dapat  disimpulkan  bahwa pemberian  konsentrasi  dan  waktu  elisitasi tidak berpengaruh secara signifikan terhadap pertumbuhan kultur kalus Talinum paniculatum .  Hal  ini  ditunjukkan  oleh biomassa  kontrol  sebesar  0,067  g/g  lebih tinggi  daripada  biomassa  perlakuan  elisitasi asam  salisilat  dan  waktu  elisitasi  dengan biomassa  sekitar  0,052  –  0,067  g/g.  Selain itu,  kombinasi  variasi  konsentrasi  asam salisilat  dan  waktu  elisitasi  berpengaruh terhadap  kandungan  flavonoid  pada  kultur kalus Talinum paniculatum . Hal ini ditunjukkan oleh perbedaan luas dan intensitas  warna  noda  flavonoid  pada  KLT dibandingkan  dengan  kontrol.  Konsentrasi elisitor  asam  salisilat  dan  waktu  elisitasi paling  optimal  adalah  pada  konsentrasi  20 ppm dan waktu elisitasi selama 2 hari. Hal ini ditunjukkan  oleh  luas  noda  yang  dihasilkan sebesar  1,570  cm 2 ,  intensitas  warna  3,  dan nilai  Rf  serupa  dengan  kontrol  (0,5).  Untuk pengembangan penelitian, disarankan menggunakan konsentrasi asam salisilat yang lebih  tinggi  dan  waktu  elisitasi  yang  lebih lama.  Selain  itu,  disarankan  melakukan  uji
yang  dapat  menentukan  secara  akurat kuantitas kandungan flavonoid seperti densitometer  dan  atau High  Performance Liqiud  Chromatography (HPLC).

## DAFTAR PUSTAKA
Akula,  R  &  Ravishankar  G.  A..  (2011).
Influence  of  abiotic  stress  signals  on secondary  metabolites  in  plants. Plant Signal and Behaviour 6:1720–1731.
Ali, M., Abbasi, B. H., Ahmad, N., Ali, S. S., Ali,  S.,  Ali,  G.  S..  (2016).  Sucrose- enhanced  biosynthesis  of  medicinally important antioxidant secondary metabolites  in  cell  suspension  cultures of Artemisia absinthium L..
Alwiyah,  A.,  Manuhara,  Y.,  S.,  W.  dan Utami,  E.,  S.,  W..  (2015).  Pengaruh Intensitas  Cahaya  Terhadap  Biomassa dan  Kadar  Saponin  Kalus  Ginseng Jawa  ( Talinum  paniculatum Gaertn.)
Pada  Berbagai  Waktu  Kultur. Journal of  Biological  Science .  3  (1),  47-55. http://journal.unair.ac.id/download- fullpapers-biologi2f38c2b75dfull.pdf.
Anand,  S..  (2010).  Various  approach  for secondary metabolite production through plant tissue culture.
Pharmacia , 1(1):1-7.
Andryani,  D., P.  I. Utami,  Dan  B.A. Dhiani. 2010.  Penetapan  Kadar  Tanin  Daun Rambutan  ( Nephelium  Lappaceum L.) Secara  Spektrofotometri  Ultraviolet Visible. Pharmacy 07 (2):1-11
Cai, Li. (2014). Thin Layer Chromatography.
South Carolina
Dong,  J.,  G.  Wan,  dan  Z.  Liang.  (2010).
Accumulation of Salicylic Acid Induced  Phenolic  Compounds  and Raised Activities of Secondary Metabolic And Antioxydative Enzymes In Salvia  miltiorrhiza Cell  Culture. Journal Of Biotechnology 148: 99-104 Fatmawati,  A.  (2008).  Kajian  Konsentrasi BAP dan 2,4-D terhadap Induksi Kalus Tanaman Artemisia annua  L. secara  In vitro.  Skripsi  Fakultas  Pertanian  UNS. Surakarta.
Gondor  OK,  Janda  T,  Soos  V,  Pal  M,
Majlath  I,  Adak  MK,  Balazs  E,  Szalai G.  (2016).  Salicylic  acid  induction  of flavonoid  biosynthesis  pathways  in wheat  varies by treatment. Front  Plant Sci . 7:1447.
Hagerman,  A.E.  (2002).  Condensed  Tannin
Structural  Chemistry.  Department  of Chemistry  and  Biochemistry,  Miami University, Oxford.
Harmanto.  (2007).  Herbal  untuk  keluarga.
Jakarta: PT Elex Media Komputindo. Herman,  K.,  N.  (2019).  Optimasi  sterilisasi dan  induksi  kalus  pada  Ginseng  Jawa ( Talinum paniculatum , Gaertn.). Yogyakarta: Skripsi:
Fakultas
Bioteknologi  Universitas  Kristen  Duta Wacana
Hernández,  V.  M.,  Tierranegra-Garcia  N, Torres-Pacheco  I,  Ocampo-Velázquez
RV,  Mercado-Luna  A,  Rico-García  E, Soto-  Zarazúa  MS,  Feregrino-Pérez
AA, Herrera-Ruiz G, Guevara-
Gonzalez  RG.  (2010).  Effect  of  foliar salicylic  acid  and  methyl  jasmonate applications  on  protection  against  pill- bugs  in  lettuce  plants  ( Lactuca  sativa L.)  Phytoparasitica  (Submitted):  pp.  1- 19.
Hidayat,  S..  (2005).  Ginseng,  Multivitamin
Alami  Berkhasiat.  Jakarta:  Penebar Swadaya.
Hidayat,  S.,  Sri  Wahyuni.,  dan  Sofia Andalusia. (2008). Seri Tumbuhan obat berpotensi  hias  (1).  Jakarta:  PT.  Elex Media Komputindo.
Jain,  C.  Khatana,  S.  Dan  Vijayvergia,  R.
(2019). Bioactivity of secondary metabolites of various plants: a review.
International Journal of Pharmaceutical  Science  and Research . 10 (2): 494-504. Doi:
10.13040/IJPSR.0975-8232.10(2).494-
04
Jedinak, A., Farago, J., Psenakova, I., Maliar,
T..  (2004).  Approaches  to  flavonoid production  in  plant  tissue  cultures. Biologia, Bratislava, 59(6):697-710. Karjadi, A. K., Buchory, A. (2008). Pengaruh
Auksin dan Sitokinin terhadap Pertumbuhan dan Perkembangan Jaringan  Meristem  Kentang  Kultivar
Granola. Jurnal  Hotikultura .  Vol  18, no. 4
Kristiani,  Linda S. (2018). Morfologi,  Kadar Flavonoid Total, dan Aktivitas Antioksidan  Kecambah  Kacang  Gude ( Cajanus  cajan L. )  Terelisitasi  NaCl dengan  Variasi  Konsentrasi  Elisitor, Waktu Elisitasi, dan Waktu
Perkecambahan.  Surakarta:  Universitas Sebelas Maret.
Lee,  K.I.,  Kim,  Y.J.,  and  Lee,  C.H..  (2003).
Cocoa Has Mora Phenolic Phytochemical and Higher
Antioksidant  Capacity  than  Teas  and Red  Wine.  J.Agric.  Food  Chem..  51. 7292-7295.
Lutfiana. (2013). Uji Aktivitas Antiimflamasi Eksrtak  Daun  Kelor  ( Moringa  oleifera Lamk.)  Dengan  Metode  Stabilisasi Membrane  Sel  Darah  Merah  Dengan Metode In vitro. (Skripsi). Jakarta: UIN Syarif Hidayatullah
Markham, K. R.. (1988). Cara Mengidentifikasi Flavonoid. Terjemahan oleh Kosasih Padmawinata. Bandung: ITB.
Marliana,  S.  D.,  Suryanti,  V.,  Suyono.
(2005). Skrining Fitiokimia dan
Analisis  Kromatografi  Lapis  Tipis Komponen  Kimia  Buah  Labu  Siam ( Sechium  edule jacq.  Swartz.)  dalam Ekstrak  Etanol.  FMIPA.  Surakarta: Universitas Sebelas Maret.
Mendoza, D., Cuaspud, O., Arias, J. P., Ruiz, O.,  Arias,  M.  (2018).  Biotechnology Reports:  Effect  of  salicylic  acid  and methyl  jasmonate  in  the  production  of phenolic  compounds  in  plant  cell suspension cultures of Thevetia peruviana. Volume 19. No. e00273.
Murthy,  H.  N.,  E.-J.  Lee,  &  K.-Y.  Paek,.
(2014). Production of secondary
metabolites  from  cell  and  organ cultures:  strategies  and  approaches  for biomass  improvement  and  metabolite accumulation. Plant  Cell,  Tissue  and
Organ  Culture ,  vol.  118,  no.  1,  pp.  1– 16
Namdeo,  A.G.,  (2007).  Plant  cell  elicitation for production of secondary metabolites:  a  review. Pharmacognosy Reviews , 1(1):69-79.
Pathel,  H.  &  R.  Krishnamurthy.  (2013).
Elicitors  In  Plant  Tissue  Culture. Journal of Pharcognosy and Phytochemistry . 2(2):60-65
Pemanasari,  Yunita.  (2015).  Pengaruh  Asam Salisilat  dan  Fenilalanin  Terhadap Kandungan  Total  Asam  Fenol  Pada Kultur  Suspensi  Sel Moringa  oleifera
Lam.. Institut  Teknologi  Sepuluh Nopember.
Rahayu,  B.  Solichatun,  Anggarwulan,  E.
(2003). Pengaruh asam 2,4-
Diklorofenoksiasetat  (2,4-D)  terhadap pembentukan  dan  pertumbuhan  kalus serta kandungan flavonoid kultur kalus
Acalypha  indica  L. Biofarmasi .  1  (1): 1-6 doi:10.13057/biofar/f010101.
Rao,  S.R.,  &  Ravishankar,  G.A..  (2002).
Plant  cell  cultures:  chemical  factories of secondary metabolites.
Biotechnology Advances , 20:101-153.
Robinson,  T.  (1995).  Kandungan  Organik Tumbuhan Tinggi, terjemahan Padmawinata, K., Bandung: ITB.
Santoso,  N.  &  F.  Nursandi.  (2003)  Kultur Jaringan  Tanaman.  Malang:  UMN Press
Setyani  W.,  Setyowati,  H.,  &  Ayuningtyas,
D. (2016). Pemanfaatan Ekstrak
Terstandardisasi  Daun  Som  Jawa
( Talinum paniculatum ). Jurnal
Farmasi  Sains  Dan  Komunitas ,  13(1),
44-51.
Sharifi,  Y.,  Nematzadeh,  G.,  Omran,  V.G., Ghavami,  T.,  &  Ebrahimzadeh,  M.
(2019).  Effect  of  salicylic  acid  on phenols  and  flavonoids  content  in callus  culture  of  Iranian  sodab  (Ruta graveolens):  A  threatened  medicinal plant of north of Iran.
Sharma,  M.,  Sharma,  A.,  Kumar,  A.,  Basu,
S.K., (2011). Enhancement of secondary metabolites in cultured plant cells through stress stimulus. American Journal  of  Plant  Physiology .  6(2):50-
71.
Simpson,  M.  G..  (2006).  Plant  systematics.
Elsevier  Academic  Press  Publivation .
London.
Sugiyarto,  L.  dan  Kuswandi,  C.,  P.  (2014).
Pengaruh 2,4-Diklorofenoksiasetat (2,4-D)  dan  Benzl  Aminopurin  (BAP) terhadap  pertumbuhan  kalus  daun Binahong (Anredera cordifolia L.) serta analisis  kandungan  flavonoid  total. Jurnal Penelitian Saintek . 19 (1) 23-30. https://journal.uny.ac.id/index.php/saint ek/article/view/2322Fsu.
Taiz,  L.&  Eduardo  Ziger.  (2010).  Plant
Physiology (fifth edition).
Massachusetts: Sinauer
Tyler,  V.E,  Lynn,  R.B.,  dan  Robbers,  J.E,
(1988),  Pharmacognosy  9th  Edition, 293-  294,  ,  Philadelphia:  Lea  and Febiyer.
Van  Loon,  L.C.  &  E.A.  Van  Strien.  (1999).
The  Families  of  Pathogenesis-Related Proteins, Their Activities, and Comparative  Analysis  of  Pr-1  Type Proteins. Physiological  and  Molecular
Plant Pathology 55: 85–97.
Wijaya.  R.,  Restiani.  R.,  dan  Aditiyarini.  D.
(2020).  Pengaruh  Kitosan  terhadap
Produksi  Saponin  Kultur  Kalus  Daun Ginseng  Jawa  (Talinum  paniculatum (Jacq.)  Gaertn.). Prosiding  Seminar Nasional Biologi . 5-1
Yelnitits. (2012). Pembentukan kalus Remah dari  Eksplan  Daun  Ramin  (Gonystylus bancanus (Miq) (Kurz.). Jurnal Pemuliaan  Tanaman  Hutan.  Balai Besar  Penelitian  Bioteknologi  dan Pemuliaan Tanaman Hutan .
Zamaninejad  M,  Khorasani  S,  Moeini  M,
Heidarian A. (2013). Effect of salicylic acid  on  morphological  characteristics, yield  and  yield  components  of  corn ( Zea mays L .) under drought condition.
Eur J Exp Biol . 3(2):153–161.
Zhao, J., L. C. Davis,  R. Verpoorte. (2005).
Elicitor  signal  transduction  leading  to production of plant secondary metabolites. Biotechnology  Advances . vol. 23, no. 4, pp. 283–333.