## Identifikasi Aktinomiset Selulolitik dan Xilanolitik Indigenous
( Identification of Cellulolytic and Xylanolytic Indigenous Actinomycetes )
Esti Utarti 1,2 , Antonius Suwanto 3 ,  Maggy T. Suhartono 4 dan Anja Meryandini 3
1 Program Studi Mikrobiologi, Departemen Biologi FMIPA IPB
2 Jurusan Biologi FMIPA Universitas Jember
3 Departemen Biologi FMIPA IPB
4 Departemen Teknologi Pangan Fateta IPB E-mail : ameryandini@apps.ipb.ac.id

## Abstrak
Lignoselulosa merupakan penyusun utama dinding sel tumbuhan, sehingga keberadaannya berlimpah di alam. Aktinomiset indigenous yang memiliki aktivitas selulolitik dan xilanolitik  ekstraseluler berpeluang  sebagai agens biokonversi limbah berlignoselulosa   menjadi   produk   bermanfaat.   Penelitian   ini   bertujuan   untuk   mendapatkan   aktinomiset  potensial   yang memiliki aktivitas selulolitik dan xilanolitik. Penelitian ini diawali dari isolasi dan pemurnian aktinomiset indigenous asal lahan perkebunan kelapa sawit dan Taman Nasional Bukit Duabelas Jambi.Tahapan selanjutnya adalah penapisan aktivitas selulolitik   dan   xilanolitik  dari  aktinomiset,   uji   pertumbuhan   aktinomiset   pada   mikrokristalin   selulosa,   dan   identifikasi aktinomiset   potensial   berdasarkan   karakter   morfologi,   fisiologi   dan   biokimia.  Hasil   penelitian   menunjukkan   bahwa aktinomiset isolat S2 yang diisolasi dari lahan perkebunan kelapa sawit mempunyai aktivitas selulolitik dan xilanolitik lebih baik dari keempat isolat lain.  Aktinomiset isolat S2 juga  mampu  tumbuh  secara  lebih baik pada mikrokristalin selulosa. Aktivitas   selulolitik,   xilanolitik   dan   kemampuan  tumbuh   pada   mikrokristalin   selulosa   dari   aktinomiset   isolat   S2 menunjukkan potensinya sebagai agens pendegradasi material belignoselulosa.  Berdasarkan identifikasi morfologi, fisiologi dan biokimia, aktinomiset isolat S2 tergolong dalam genus Streptomyces .
Kata Kunci: Aktinomiset Indigenous , Selulolitik, Xilanolitik, Streptomyces.

## Abstract
Lignocellulose is the major component of plant cell walls therefore its  existence is abundant  in nature. The  indigenous actinomycetes   that   has   cellulolytic   and   xylanolytic   activities   has   a  great   possibility  as  the  agent   in   bioconversion   of lignocellulosic waste into the useful products. The aim of the study was to obtain the actinomycetes with the cellulolytic and xylanolytic activities. This research began with the isolation and purification of the indigenous actinomycetes from oil palm plantations   and   Bukit   Duabelas   National   Park   Jambi.   Furthermore,  screening   for   cellulolytic   and   xylanolytic  from actinomycetes was conducted followed by the growth capability test of actinomycetes on microcrystalline cellulose, and the identification of potential actinomycetes with morphological, physiological and biochemical characters. The results showed that based on enzyme activity index, actinomycetes isolate S2 that was isolated from oil palm plantations had cellulolytic and xylanolytic activities higher than the other four isolates. Interestingly, the actinomycetes isolate S2 is also able to grow better   on   microcrystalline   cellulose.  Along   with   the  cellulolytic,   xylanolytic   activities   and  the  growth   ability   on microcrystalline cellulose, the actinomycetes isolate S2 shows its potential agent for degrading the lignocellulosic materials. On the basis of morphology, physiology and biochemistry characters indicated that the actinomycetes isolate S2 belongs to the genus Streptomyces.
Keywords: Indigenous Actinomycetes, Cellulolytic, Xylanolytic, Streptomyces.

## PENDAHULUAN
Lignoselulosa   merupakan   komponen   utama   penyusun dinding   sel   tumbuhan,   sehingga   keberadaannya   sangat berlimpah di alam. Lignoselulosa tersusun atas tiga polimer utama yakni selulosa (35-50%), hemiselulosa (20-35%) dan lignin (10-25%) [1].  Selulosa sebagai  komponen terbesar dari   lignoselulosa,   merupakan   polimer   yang   mempunyai struktur   linier   homogen   dari   unit   glukosil   melalui   ikatan β(1→4) yang membentuk mikrofibril berstruktur kristalin dan amorf [2]. Pada lignoselulosa, rantai linier dari ikatan β-1,4 unit glukosa saling berikatan melalui ikatan hidrogen secara   intramolekuler   dan   intermolekuler   antara   gugus hidroksil   dan   atom   oksigen   yang   membentuk   struktur kompak yakni mikrofibril selulosa kristalin [3]. Kompleks
matriks   selulosa   fibril   tertanam   dalam   hemiselulosa   dan lignin,   sehingga   mengurangi   akses   selulase   dan hemiselulase untuk berikatan dengan substratnya sehingga mengurangi aktivitas degradasi biomassa tumbuhan [4].
Selulosa   sebagai   komponen   utama   lignoselulosa berperan sebagai bahan baku dalam industri kertas, tekstil, biofuel , makanan, obat-obatan, dan sebagai bahan dasar dan agens   penstabil   produk   makanan.   Hemiselulosa   dapat dimanfaatkan   dalam   produksi dietary   fiber,   biofuel, gula rendah kalori, sebagai pelapis dan agens penstabil produk makanan, sedangkan lignin sebagai sumber fenol dan bahan baku   pembuatan   plastik   yang   dapat   didegradasi.   Sebagai komponen   utama   lignoselulosa,   enzim   pendegradasi selulosa dan hemiselulosa menjadi hal yang masih menarik untuk   dikaji. Enzim   pendegradasi   lignoselulosa   sangat
berperan   penting   bagi   industri   seperti   pada   proses pembuatan jus buah, peningkatan daya cerna pakan ternak ruminansia,   dan   pemutihan   kertas.   Selulase   dapat dimanfaatkan   dalam   produksi   bioetanol   dan   biometan, industri tekstil, industri pulp dan kertas, industri pembuatan deterjen, industri makanan dan pakan ternak. Hemiselulase dapat dimanfaatkan dalam proses biobleaching, pemutihan kertas, penghilangan tinta pada limbah kertas, pencerahan jus   buah   dan   pembuatan   gula   xylitol   [5].   Xilanase merupakan   salah   satu   hemiselulase   yang   berperan   dalam proses   produksi   xilitol,   etanol,   xilooligosakarida,   pada industri makanan dan pakan ternak, pengolahan pulp dan pemutihan kertas [6].
Pemanfaatan   lignoselulosa   melibatkan   proses biokonversi yang dapat dilakukan oleh aktinomiset melalui produksi   enzim   lignoselulase   ektraseluler.   Aktinomiset merupakan   salah   satu   mikroba   penghasil   selulase   yang terlibat   dalam   degradasi   utama   material   berlignoselulosa [7].   Aktinomiset   merupakan   bakteri   Gram   positif berfilamen.   Struktur   filamen   aktinomiset   tersebut   dapat mempermudah   mikrob   ini   dalam   menembus   jaringan tumbuhan   sehingga   meningkatkan   efisiensi   dalam   proses degradasi biopolimer alami [8].
Rantai   selulosa   beragregasi   membentuk   mikrofibril melalui   ikatan   hidrogen   dan   interaksi   van   der   wals. Mikrofibril   ini   merupakan   struktur   kristalin,   yang menghalangi aktivitas enzim-enzim hidrolitik pendegradasi lignoselulosa   untuk   mencapai   substratnya.   Aktinomiset dengan   kemampuan   menghidrolisis   selulosa   kristalin diperlukan untuk meningkatkan efisiensi dalam biokonversi material   berlignoselulosa.   Oleh   karena   itu,   penelitian   ini bertujuan   untuk   mendapatkan   dan   mengidentifikasi aktinomiset   yang   memiliki   aktivitas   selulolitik   dan xilanolitik.

## METODE PENELITIAN

## Isolasi dan Pemurnian Aktinomiset
Sampel   tanah   diambil   dari   daerah   lahan   perkebunan kelapa sawit dan Taman Nasional Bukit Duabelas Jambi. Aktinomiset diisolasi   dengan   membuat   suspensi   sampel tanah   yang   telah   diberi   perlakuan   awal,   yaitu   dengan pengeringan pada suhu 60 °C selama 2 jam. Pengeringan ini bertujuan untuk mengeliminasi keberadaan cendawan dan bakteri  lain terutama  bakteri  Gram  negatif [9]. Sebanyak 1 g sampel tanah disuspensikan pada 10 mL larutan garam fisiologis   (NaCl   0.85%)   steril   dan   diinkubasi   dengan inkubator bergoyang pada kecepatan 120 rpm dalam suhu ruang selama 2 jam.
Pengenceran terhadap suspensi tanah dilakukan secara bertingkat   hingga   pengenceran   10 -6 dalam   duplikat. Sebanyak   100   µL   suspensi   tanah   dari   hasil   setiap pengenceran berseri diinokulasikan pada media humic acid vitamin agar (HV agar) yang mengandung humic acid (40 mL L -1 ), CaCO 3 (0.02 g L -1 ), FeSO 4 (0.01 g L -1 ), KCl (1.71 g L -1 ), MgSO 4 (0.05 g L -1 ), Na 2 HPO 4 (0.5 g L -1 ) dan bacto agar (18 g L -1 ) yang diperkaya dengan vitamin B kompleks (5 ml L -1 ) dan penambahan antibiotik nalidixic acid (20 mg L -1 ), dan cycloheximide (0.05 g L -1 ), dan diinkubasi dalam suhu ruang selama satu minggu. Isolat yang menunjukkan karakter morfologi koloni berbeda, dimurnikan pada media
ISP-2 (0.4 g ekstrak  khamir,  1 g malt  extract , 0.4 g D- glukosa   dan   2   g agar dalam   100   mL   akuades)   dengan penambahan nalidixic acid dan cycloheximide.
Penapisan   Aktivitas   Selulase   (CMCase)   dan   Xilanase dari Isolat Aktinomiset
Pada   penapisan   aktivitas   CMCase   dan   xilanase, sebanyak 1 corckborer masing-masing isolat aktinomiset, yang telah diremajakan pada media ISP-2 selama 7 hari, diinokulasikan   pada   media   padat   CMC   ( carboxymethyl cellulase )   dan   xilan beechwood. Media   padat   CMC   dan xilan masing-masing mengandung  0.5 g CMC  atau xilan beechwood , 0.5 g ekstrak khamir , 0.5 g bacto pepton , 0.02g MgSO 4 .7H 2 O,   0.1   g   K 2 HPO 4 .3H 2 O   dan   2   g bacto   agar dalam   100   mL   akuades.   Kultur   isolat   aktinomiset diinkubasi pada suhu ruang selama 4 hari. Penentuan indeks aktivitas   enzim   dilakukan   melalui   uji Gram   iod [10] Analisis   dilakukan   dengan   menggenangi   kultur   isolat aktinomiset   menggunakan   larutan Gram   iod selama   5 menit. Selulosa dan xilan yang telah terhidrolisis terlihat jernih pada pewarnaan Gram iod (terbentuk zona bening), sedangkan   yang   belum   terhidrolisis   berwarna   biru kehitaman.   Indeks   aktivitas   enzim   (IAE)   CMCase   dan xilanase dihitung berdasarkan formulasi sebagai berikut:
(diameter zona bening - diameter koloni) IAE = diameter koloni

## Uji   Kemampuan   Tumbuh   Aktinomiset   Pada   Selulosa Kristalin
Uji   kemampuan   tumbuh   aktinomiset   pada   selulosa kristalin   dilakukan   dengan   menguji   kemampuan   tumbuh isolat aktinomiset pada media avicel yang masing-masing mengandung 0.5 g avicel, 0.5 g ekstrak khamir , 0.5 g bacto pepton , 0.02 g MgSO 4 .7H 2 O, 0.1 g K 2 HPO 4 .3H 2 O dan 2 g bacto agar dalam 100 mL akuades. Masing-masing isolat aktinomiset   yang   telah   diremajakan   pada   media   ISP-2 selama 7 hari, diinokulasikan ke dalam media avicel dengan metode cawan gores dan diinkubasi pada suhu ruang selama 4   hari.   Kemampuan   tumbuh   pada   media   avicel menunjukkan   kemampuan   aktinomiset   mendegradasi selulosa kristalin.

## Identifikasi Morfologi Aktinomiset
Identifikasi   karakter   morfologi   aktinomiset   terpilih, dengan   kemampuan   selulolitik   dan   xilanolitik   terbaik, dilakukan   dengan   menginokulasikan   isolat   aktinomiset terpilih pada 4 media standar [11]. Empat media standar tersebut  adalah yeast  malt   extract   agar (ISP-2) ,  oatmeal agar (ISP-3) ,   inorganic   salts-starch   agar (ISP-4)   dan glycerol-asparagine   agar (ISP-5).   Kultur   aktinomiset terpilih diinkubasi pada suhu ruang selama 7 hari.

## Identifikasi Fisiologi dan Biokimia Aktinomiset
Identifikasi karakter fisiologi dan biokimia aktinomiset yang dilakukan meliputi pengamatan pembentukan pigmen, pertumbuhan   pada   berbagai   pH   dan   per tumbuhan   pada berbagai sumber karbon. Pembentukan pigmen ditentukan dengan   menginokulasikan   isolat   aktinomiset terpilih masing-masing   pada   media pepton-yeast   extract   agar, tyrosine  agar, dan  tryptone-yeast  extract   broth . Karakter fisiologi   aktinomiset   juga   diamati   dengan   pertumbuhan
pada media ISP-2 dalam berbagai pH (4-8). Pertumbuhan pada   berbagai   sumber   karbon   dilakukan   dengan menginokulasikan   aktinomiset   pada   beberapa   sumber karbon   (D-glukosa   sebagai   kontrol   positif,   L-arabinosa, sukrosa,   D-xilosa,   inositol,   D-manitol,   D-fruktosa, rhamnosa   dan   rafinosa)   dalam   basal   mineral.  Kultur diinkubasi pada suhu ruang selama 7 hari.

## HASIL DAN PEMBAHASAN

## Aktinomiset Terpilih
Sebanyak   5   isolat   aktinomiset   berhasil   diisolasi   dari lahan perkebunan kelapa sawit dan Taman Nasional Bukit Dua Belas, Jambi. Kelima isolat tersebut terdiri atas 2 isolat dari lahan perkebunan kelapa sawit (S2 dan S8) dan 3 isolat dari   Taman   Nasional   Bukit   Duabelas   (T2,   T4   dan   T5). Kelima isolat tersebut memiliki karakteristik yang beragam pada   beberapa   karakter   morfologi,   diantaranya   miselium substrat,   miselium   udara,   bentuk   koloni   dan   morfologi spora.   Pada   media   ISP-2,   kelima   isolat   menunjukkan konsistensi koloni yang padat, dimana koloni T2 dan T4 bersifat kering seperti bubuk. Permukaan koloni isolat S2, T2, T4 dan T5 berkerut sedangkan isolat S8 rata. Miselium substrat yang dihasilkan pada media ISP-2 oleh isolat S8 dan T2 berwarna coklat, isolat S2 dan T5 berwarna  krem, sedangkan   isolat   T4   kuning.   Empat   isolat   membentuk miselium udara yaitu S2 ( beige ), S8 (abu-abu), T2 (coklat tua) dan T5 (putih), sedangkan isolat T5 tidak membentuk miselium udara sehingga diduga merupakan kelompok rare actinomycetes.
Hasil   uji   aktivitas   selulase   pada   media   CMC   padat menunjukkan bahwa dari 5 isolat, terdapat 4 isolat, yaitu 2 isolat dari lahan perkebunan kelapa sawit (S2 dan S8) dan 2 isolat dari Taman Nasional Bukit Duabelas (T4 dan T5), yang   mempunyai   aktivitas   selulolitik   (CMC-ase), sedangkan   satu   isolat   (T2)   tidak   menunjukkan   aktivitas selulolitik.   Hasil   uji   aktivitas   xilanase   terhadap   isolat aktinomiset   yang   diinokulasikan   pada   media beechwood xylan padat, diketahui bahwa dari kelima isolat aktinomiset mempunyai aktivitas xilanolitik (Tabel 1).
Tabel 1. Indeks aktivitas CMCase dan Xilanase
Kode isolate Indeks aktivitas CMCase Indeks aktivitas xylanase S2 2.6 3.87 S8 1.7 1.67 T2 - 0.70 T4 1.0 1.89 T5 2.5 3.57 Keterangan: (-) tidak memiliki aktivitas CMCase
Hasil uji aktivitas selulolitik (CMCase) dan xilanolitik menunjukkan   bahwa   aktinomiset   isolat   S2   mempunyai aktivitas   selulolitik   (indeks   aktivitas   enzim   2.6)     dan aktivitas xilanolitik  (indeks aktivitas enzim 3.87) lebih baik daripada keempat isolat lainnya. Indeks aktivitas selulolitik
dan   xilanolitik   aktinomiset   isolat   S2   ditunjukkan   pada Gambar 1.
Gambar 1.  Indeks aktivitas selulolitik (a) dan xilanolitik (b) aktinomiset   isolat   S2   masing-masing   pada media CMC dan xilan beechwood agar.
Hasil penapisan terhadap aktivitas avicelase berdasarkan kemampuan   pertumbuhan   menunjukkan   bahwa   5   isolat aktinomiset mampu tumbuh pada media pertumbuhan yang mengandung   avicel   sebagai   satu-satunya   sumber   karbon (Tabel   2).   Avicel   merupakan   selulosa   mikrokristalin, sehingga   kemampuan   pertumbuhan   isolat   pada   avicel menunjukkan   kemampuan   isolat   tersebut   mendegradasi selulosa   kristalin.  Terbukanya   struktur   kristalin   akan mempermudah   selulase   dan   hemiselulase   dalam   proses biodegradasi lignoselulosa.
Tabel  2.   Pertumbuhan lima isolat aktinomiset pada media avicel
Kode isolat Pertumbuhan pada media avicel S2 +++ S8 + T2 + T4 ++ T5
++
Keterangan: + = tumbuh jarang, ++ = tumbuh sedang, +++ = tumbuh baik

## Karakter Morfologi, Fisiologi dan Biokimia Aktinomiset Isolat S2
Aktinomiset isolat S2 selanjutnya diidentifikasi karakter morfologi,   fisiologi   dan   biokimia.   Identifikasi   karakter morfologi,  fisiologi  dan   biokimia  diperlukan   karena   sulit untuk   menentukan   karakter   fenotip   meskipun   dilakukan analisis   total   genom   [12].   Hasil   yang   diperoleh menunjukkan bahwa koloni  aktinomiset  isolat S2 tumbuh dengan baik pada media ISP-2, ISP-4 dan ISP-3 (Gambar 2),   namun   tidak   tumbuh   pada   media   ISP-5.   Bentuk permukaan   aktinomiset   isolat   S2   bulat   dengan   elevasi berbukit,   hifa   vegetatif   bercabang,  miselium  udara berwarna beige dan bentuk spora closed     spiral . Miselium substrat   berwarna  krem   jika   diinokulasikan   pada   media ISP-2,   namun   berwarna beige jika   diinokulasikan   pada media   ISP-4   dan   ISP-3.  Miselium  udara  berwarna beige pada media ISP-2, light beige pada media ISP-3 dan ISP-4.
Gambar   2.     Karakter   morfologi   koloni   dari   aktinomiset isolat S2 pada media   ISP-2 (a),   ISP-4 (b), ISP-3   (c)  yang   diinkubasi   pada   suhu   ruang selama   7   hari  dan   morfologi   spora   pada perbesaran 400x.
Pada media ISP-3 dan media ISP-4, pembentukan spora oleh aktinomiset isolat S2 lebih cepat daripada media ISP-2. Media   ISP-3   dan   ISP-4  diketahui  mengandung   sumber karbon yang lebih kompleks yaitu oatmeal dan starch yang akan   mempercepat   pembentukan  miselium   udara  yang selanjutnya menghasilkan spora. Berdasarkan kenampakan morfologi   koloni   dan   bentuk   rantai   spora   yang   dimiliki, aktinomiset   isolat   S2   termasuk   ke   dalam   genus Streptomyces.
Aktinomiset   isolat   S2   kemudian   diidentifikasi   lanjut berdasarkan karakter fisiologi dan biokimia. Pembentukan pigmen   merupakan   salah   satu   karakter   aktinomiset   yang dihasilkan baik pada media alami maupun media sintesis. Pigmen   yang   dihasilkan   oleh   aktinomiset   dapat   terlarut dalam medium, sehingga menyebabkan terbentuknya warna disekitar koloni, namun beberapa aktinomiset menghasilkan pigmen yang tetap berada  dalam miselium. Pembentukan pigmen   dipengaruhi   oleh   pH   media,   aerasi,   suhu pertumbuhan, sumber karbon dan sumber nitrogen [13].
Gambar   3.    Produksi   pigmen  aktinomiset   isolat   S2  pada media tirosin agar (a), peptone - yeast extract agar (b) dan tryptone-yeast extract broth (c) yang   diinkubasi   pada   suhu   ruang   selama   7 hari.
Aktinomiset   isolat  S2   menghasilkan   pigmen   jika diinokulasikan pada media tyrosine agar dan tryptone-yeast extract  broth setelah diinkubasi  selama 7 hari pada suhu ruang (Gambar 3), namun tidak menghasilkan pigmen pada media peptone - yeast extract agar.
Pembentukan pigmen oleh  aktinomiset  isolat  S2 pada media tyrosine   agar lebih   jelas   daripada   pada   media tryptone-yeast   extract   broth. Tirosin   merupakan   asam amino   utama   sebagai   prekusor   biosintesis   pigmen (melanin), sehingga kandungan tirosin pada media tyrosine agar maupun   pada   media tryptone-yeast   extract   broth mampu   menstimuliasi   biosintesis   pigmen   [14].   Tirosin merupakan   sumber   nitrogen   utama   penghasil   pigmen melanin, diikuti oleh fenilalanin [15].
Aktinomiset   isolat.   S2   tumbuh   baik   dan   membentuk spora   pada   media   yang   mengandung   sukrosa,   inositol, manitol, fruktosa, rhamnosa, rafinosa dan selulosa sebagai satu-satunya sumber karbon pada suhu ruang dengan waktu inkubasi   7   hari   (Tabel   3).   Pada   sumber   karbon   glukosa, xilosa   dan   arabinosa,   pertumbuhan  aktinomiset   isolat  S2 ditunjukkan   dengan   pembentukan   hifa   dan   miselium substrat.   Pembentukan  miselium   udara  dan   spora   terjadi jika  aktinomiset isolat  S2 diinokulasikan pada media yang mengandung   sumber   karbon   berupa   fruktosa,   sukrosa, rhamnosa, rafinosa dan selulosa.
Ketika   spora Streptomyces berada   pada   kondisi   dan nutrisi   yang   menguntungkan,   maka   spora   akan berkecambah dan membentuk hifa yang selanjutnya tumbuh bercabang   membentuk   miselium   substrat   atau   miselium vegetatif. Namun, apabila lingkungan pertumbuhan kurang menguntungkan   atau   tumbuh   pada   nutrisi   yang   terbatas maka akan terjadi diferensiasi morfologi pada Streptomyces membentuk miselium udara atau miselium reproduktif yang selanjutnya akan menghasilkan spora [16]
Tabel 3.  Karakter morfologi, dan fisiologi dari aktinomiset isolat S2
Karakteristik Morfologi rantai spora Closed spiral Morfologi spora Hairy Penggunaan sumber karbon D-Glukosa L-Arabinosa ++ + D-Xilosa + D-Fruktosa + L-Rhamnosa +++ L-Rafinosa +++ D-Manitol ++ D-Inositol ++ Sukrosa +++ Selulosa ++
Keterangan: + = tumbuh jarang, ++ = tumbuh sedang, +++ = tumbuh baik
Aktinomiset isolat S2 mampu tumbuh pada media ISP-2 pada kisaran pH 5-8 selama waktu inkubasi 7 hari, namun pada   pH   4   dibutuhkan   waktu   lebih   lama   untuk   tumbuh, yaitu setelah 12 hari (Gambar 4). Pada media ISP-2 pH 6 tersebut,  Aktinomiset   isolat  S2   tumbuh   lebih   baik   dan menunjukkan kemampuannya menghasilkan pigmen brown
beige . Mikrob   dilaporkan   memiliki   pH   optimum   untuk pertumbuhannya,   dan   pada   pH   optimum   tertentu aktinomiset akan menghasilkan pigmen ektraseluler [13].
Gambar 4.  Pertumbuhan isolat aktinomiset isolat S2 pada media ISP-2 pH 5 (a), 6 (b), 7 (c), dan 8 (d) yang diinkubasi pada suhu ruang selama 7 hari.

## KESIMPULAN
Aktinomiset   isolat   S2   yang   diisolasi   dari   lahan perkebunan   kelapa   sawit   mempunyai   aktivitas   selulolitik dan   xilanolitik   lebih   baik   dari   keempat   isolat   yang   lain. Aktinomiset isolat S2 juga mempunyai kemampuan tumbuh lebih   baik   pada   mikrokristalin   selulosa.   Aktivitas selulolitik,   xilanolitik   dan   kemampuan   tumbuh   pada mikrokristalin   selulosa   dari   aktinomiset   isolat   S2 menunjukkan   potensinya   sebagai   agens   pendegradasi material berlignoselulosa.
Berdasarkan   identifikasi   morfologi,   fisiologi   dan biokimia,   aktinomiset   isolat   S2   tergolong   dalam   genus Streptomyces .

## UCAPAN TERIMA KASIH
Ucapan   terimakasih   disampaikan   kepada   Direktorat Jenderal Penguatan Riset dan Pengembangan Kementerian Riset, Teknologi dan Pendidikan Tinggi Republik Indonesia melalui  Program  Penelitian  Disertasi  Doktor  Sesuai   SPK No.   1278/UN25.3.1/LT/2018   dan ABS   Fund   CRC   990 Research Group B02 2017 untuk Prof Dr Anja Meryandini, MS.

## DAFTAR PUSTAKA
[1] Pradeep GC, Choi YH, Choi YS, Seong CN, Cho SS, Lee   HJ,   Yoo   JC.   2013.   A   novel   thermostable cellulase-free   xilanase   stable   in   broad   range   of   pH from Streptomyces sp. CS428. Proc Biochem . 48(8): 1188-1196.
[2] Horn   SJ,   Vaaje-Kolstad   G,   Westereng   B,   Eijsink VGH.   2012.   Novel   enzymes   for   the   degradation   of cellulose. Biotechnol Biofuels .  5(1): 1-12.
[3] Ekwe   E,   Morgenstern   I,   Tsang   A,   Storms   R, Powlowski   J.   2013.   Non-hydrolytic   cellulose   active protein: research progress and potential application in biorefineries. Ind Biotechnol. 9(3): 123-131.
[4] Dimarogona M, Topakas E, Christakopoulos P. 2013. Recalcitrant   polysaccharide   degradation   by   novel oxidative   biocatalysts. Appl   Microbiol   Biotechnol. 97(19): 8455-8465.
[5] Saini   A,   Aggarwal   K,   Sharma   A,   Yadav   A.   2015. Review   article:   Actinomycetes:   a   source   of lignocellulolytic enzymes. Enzyme Res. 2015:1-15.
[6] Patel   SJ  and  Savanth VD.  2015.  Review  on fungal xylanases   and   their   applications. Intl.   J.   of   Adv. Research. 3(3): 311-315.
[7] Prasad P, Singh T, Bedi S. 2013. Characterization of cellulytic   enzyme   produced   by Streptomyces griseorubens (Acc   No.   AB184139)   isolated   from Indian soil. J. of King Saud Univ-Sci. 25(3): 245-250.
[8] Barka   EA,  Vatsa   P,   Sanchez   L,  Gaveau-Vallant   N, Jacquard C, Klenk HP, Clement C, Ouhdouch Y, van Wezel GP. 2016. Taxonomy, physiology, and natural product   of   actinobacteria. Microbiol   Mol   Biol   Rev . 80(1): 1-44.
[9] Jeffrey   LSH.   2008.   Isolation,   characterization   and identification of actinomycetes from agriculture soils at Semongok, Serawak. Afr J Biotechnol 7(20): 3697- 3702.
[10] Kasana   RC,   Salwan   R,   Dhar   H,   Dutt   S,   Gulati   A. 2008. A rapid and easy method for the detection of microbial cellulases on agar plates using G’s iodine. Curr Microbiol. 57(5): 503-507.
[11] Shirling   EB,   Gottlieb   D.   1966.   Method   for characterization of Streptomyces species. Intl J Syst Bacteriol. 16(3): 313-340.
[12] Li Q, Chen X, Jiang Y, Jiang C. 2016. Morphological Identification of Actinobacteria. In: Dhanasekaran D and   Jiang   Y,   editor. Actinobecteria,   Basics   and Biotechnological   Applications.   Books   on   Demand Bharathidasan   University. Tiruchirappali,   India.   59- 86.
[13] Amal   AM,   Keera   AA,   Helmi   MS,   Nadia   AEH, Ahmed   KA,   El-Hennawi   HM.   2011.   Selection   of pigment   (melanin)   production   in   Streptomyces   and their   application   in   printing   and   dyeing   of   wool fabrics. Res J Chem Sci. 1(5): 22-28.
[14] Ando H, Kondoh H, Ichihashi M, Hearing VJ. 2007. Approaches   to   identify   inhibitors   of   melanin biosynthesis via  the quality control  of tyrosinase. J Invest Dermatol . 127(4): 751-761.
[15] Quadri   SR,   Agsar   D.   2012.   Detection   of   melanin producing thermo-alkaliphilic Streptomyces limestone quarries  of   the  Deccan   traps. World  J   Sci   Technol. 2(2): 8-12.
[16] Flardh   K,   Buttner   MJ.   2009. Streptomyces morphogenetics:   dissecting   differention   in   a filamentous bacterium. Nat Rev Micobiol. 7(1): 36-49.