Abstrak —Fosfat merupakan unsur  kedua yang penting setelah nitrogen.  Ketersediaan  fosfat  anorganik  dalam  tanah  rendah, karena  berikatan  dengan  Fe,  Al  dan  Ca  membentuk  senyawa organik,  sehingga  fosfat  tidak  dapat  diserap  oleh  tanaman. Rhizobakteria  merupakan  bakteri  yang  hidup  di  daerah rhizosfer  tanah.  Beberapa  anggota  rhizobakteria  memiliki kemampuan  untuk  melarutkan  fosfat.  Tujuan  dari  penelitian ini  adalah  untuk  mendapatkan  bakteri  rhizosfer  yang  mampu melarutkan  fosfat  dengan  menggunakan  metode  deteksi kualitatif.  Pada  penelitian  ini  didapatkan  isolat  murni  yang telah  dipurifikasi  dari  hasil  isolasi  tanah  rhizosfer.  Terdapat lima isolat yang mampu hidup bersinergis dan isolat P1, P2, P8 dan P9 berpotensi sebagai pelarut fosfat.
Kata Kunci —Asam Organik, Fosfat, Rhizobakteria, Sinergi.

## I. PENDAHULUAN
OSFAT adalah nutrisi tanaman terpenting kedua setelah nitrogen.  Fosfat  tersedia  di  alam  dalam  bentuk  organik dan  anorganik.  Ketersediaan  P  rendah  dalam  tanah  karena berikatan dengan besi, aluminium dan kalsium sebagai fosfat yang  tidak  larut.  Karena  kekurangan  fosfat  adalah  faktor kimia  terpenting  yang  membatasi  pertumbuhan  tanaman, pupuk  fosfat  kimia  banyak  digunakan  untuk  mencapainya hasil optimal. Bentuk larut dari pupuk fosfat yang digunakan dengan  mudah  diendapkan  sebagai  bentuk  yang  tidak  larut [1].
Bakteri pelarut fosfat merupakan bakteri tanah yang dapat melarutkan  fosfat  sehingga  dapat  diserap  oleh  tanaman. Selain meningkatkan fosfat dalam tanah juga dapat berperan pada  metabolisme  vitamin  D  memperbaiki  pertumbuhan akar  tanaman  dan  meningkatkan  serapan  hara  [2].  Fosfat secara  biologis  berfungsi  sebagai  elemen  struktural  asam nukleat dan fosfolipid, sedangkan dalam metabolisme untuk menghasilkan energi dan dalam aktivasi zat antara metabolik sebagai  komponen  dalam  kaskade  transduksi  sinyal,  serta regulasi enzim [3].
Bakteri  pelarut  fosfat  adalah  bakteri  yang  mampu menghasilkan  asam-asam  organik  dan  berfungsi  untuk mengelat  kation  (Al,  Fe,  Ca)  melalui  gugus  hidroksil  dan karboksilnya  yang  terikat  pada  fosfat,  kemudian  diubah menjadi  bentuk  fosfat  terlarut.  Anion  karboksilat  yang diproduksi  oleh  bakteri  pelarut  fosfat  (BPF)  memiliki afinitas  tinggi  terhadap  kalsium  dalam  melarutkan  fosfat. Hasil  pelepasan  kalium  fosfat  (Ca-P)  pada  tanah  basa  dan aluminium  fosfat  (Al-P)  atau  besi  fosfat  (Fe-P)  pada  tanah asam  dihasilkan  dari  efek  gabungan  penurunan  pH  dan sintesis  asam  karboksilat,  namun  pelepasan  proton  tidak dapat menjadi mekanisme tunggal [4].
Rhizobakteria merupakan kelompok bakteri tanah yang berkoloni  di  daerah  rhizosfer  (perakaran  tanaman)  dan mampu  mendukung  pertumbuhan  tanaman,  hal  tersebut disebabkan  pada  daerah  rhizosfer  banyak  mengandung nutrisi yang merupakan berbagai jenis eksudat dari tanaman,
seperti  asam  amino,  gula,  menyediakan  sumber energi yang kaya  dan  nutrisi  bagi  bakteri.  Populasi  BPF  di  daerah rhizosfer  mencapai  10-100  kali  lebih  banyak  dibandingkan daerah  non  rhizosfer  karena  rhizosfer  mengekskresikan bahan  organik  yang  dapat  mencukupi  dan  merangsang pertumbuhan bakteri [5][6].
Sinergisme  antarbakteri  dapat  memberikan  keuntungan untuk  kedua  populasi,  walaupun  dua  populasi  yang  sinergis mendapat manfaat dari hasil interaksinya, akan tetapi mereka mampu  hidup  tanpa  bergantung  satu  sama  lain  [7]. Penggunaan  dua  atau  lebih  bakteri  atau  disebut  konsorsium lebih  efektif  penggunaannya  dalam  mendegradasi  senyawa kimia  dibandingkan  dengan  isolat  tunggal  [8].  Keuntungan timbal  balik  pada  suatu  konsorsium  sangat  penting  bagi banyak  interaksi  organisme.  Interaksi  ini  dapat  didasarkan pada  transfer  material  yang  berkaitan  dengan  energetika, komunikasi sel ke sel atau perlindungan fisik [9].
Tujuan  dari  penelitian  ini  adalah  untuk  mendapatkan bakteri rhizosfer yang mampu melarutkan fosfat dan mampu hidup bersinergi.

## II. METODOLOGI

## A. Waktu dan Tempat Penelitian
Penelitian  dilakukan  sejak  bulan  Maret  sampai  dengan Juli  2018.  Tempat  penelitian  di  laboratorium  Mikrobiologi dan  Bioteknologi  departemen  Biologi  Institut  Teknologi Sepuluh Nopember Surabaya.

## B. Isolasi Bakteri Rhizosfer Tebu
Sebanyak  1  gram  tanah  yang  dimasukkan  ke  dalam erlenmeyer, kemudian ditambahkan akuades steril sampai 10 mL dan dihomogenkan. Selanjutnya larutan tersebut disebut larutan  stok.  Sebanyak  1  mL  dari  larutan  stok  dimasukkan dalam  tabung  reaksi  berisi  9  mL  akuades  steril,  kemudian dikocok  hingga  homogen  dan  1  mL  dipindahkan  ke  tabung berikutnya, begitu seterusnya hingga terjadi seri pengenceran  10 -1 -10 -10 .  Sebanyak  0,1  mL  larutan  dari  seri pengenceran  10 -3 ,  10 -4 ,  10 -5 ,10 -6 dan  10 -7 dimasukkan  ke dalam    medium  selektif Pikovskaya ,  kemudian  di  ratakan menggunakan spreader. Selanjutnya  diinkubasi  selama  4 hari pada suhu ruang. Koloni dari cawan petri yang memiliki zona bening yang paling besar diantara yang lainnya  dipilih dan  dipurifikasi  dalam media Nutrient Agar dengan metode gores enam belas.

## C. Uji Potensi Melarutkan Fosfat Secara Kualitatif
Isolat  murni  diambil  satu  ose,  kemudian  diinokulasikan pada  medium Nutrient  Broth (10  gr petone ;  5  gr sodium chloride ;  10  gr beef  extract ;  dilarutkan  dalam  1  liter  H 2 O, pH=  7)  lalu  dinkubasi  selama  24  jam.  Selanjutnya,  kertas cakram  steril  dicelupkan  ke  dalam  kultur  tersebut  dan

## Potensi Rhizobakteri Sebagai Pelarut Fosfat
S. K. Sugianto, M. Shovitri dan A. Hidayat
Departemen Biologi, Fakultas Ilmu Alam, Institut Teknologi Sepuluh Nopember (ITS) Surabaya e-mail : maya@bio.its.ac.id
F
diletakkan di atas medium Pikovskaya padat (5 g  Ca 3 (PO 4 ) 2 ; 10  g  glukosa;  0,2  g  NaCl;  0,2  g  KCl;  0,1  g  MgSO 4 .7H 2 O; 0,5  g  NH 4 SO 4 ;  0,5  g yeast  extract ;  0,0001  g  MnSO 4 dan 0,0001  g  FeSO 4 dilarutkan  dalam  1  liter  H 2 O,  pH=  7) menggunakan  kertas  cakram  dan  dilakukan  seperti  pada Gambar  1.  Hal  tersebut  dilakukan  sebanyak  tiga  kali pengulangan. Kemudian diinkubasi selama 4 hari pada suhu ruang.  Bakteri  yang  mampu  melarutkan  fosfat  ditandai dengan  membentuk  zona  bening  disekitar  isolat.  Nilai kelarutan fosfat dihitung menggunakan perhitungan menurut [10]: Phosphate Solubilization Index :
Gambar 1. Uji bakteri Pelarut Fosfat Menggunakan Metode Cakram.

## D. Uji Sinergisme Antarisolat
Satu  ose  kultur  murni  isolat  A  diinokulasikan  di  tengah medium Nutrient Agar (NA) plate secara vertikal . Kemudian isolat  lainnya  diinokulasikan  secara  horizontal  dengan melewati goresan isolat pertama, seperti pada Gambar 2 dan diinkubasi  selama  24  jam  pada  suhu  ruang.  Selanjutnya diamati pertumbuhannya antarisolat. Hasil positif ditunjukkan  dengan  tidak  terbentukknya  zona  hambat antarisolat.  Hasil  positif  mengindikasikan  bahwa  isolat tersebut berpotensi sebagai konsorsium.
Gambar  2.  Uji  Sinergisme  dengan  Metode Streak  Line .  Huruf  A-G menunjukkan isolat yang dikombinasikan untuk uji sinergisme.

## III. HASIL DAN PEMBAHASAN

## A. Isolasi Bakteri Rhizosfer
Isolasi  bakteri  rhizosfer  dari  lahan  tebu  milik  PTPN  X menghasilkan  dua  puluh  tujuh  isolat  yang  yang  memiliki kemampuan melarutkan fosfat yang diskrining menggunakan medium  selektif Pikovskaya (Gambar  3).  Penggunaan medium  selektif  untuk  menyeleksi  secara  langsung  bakteri target.  Hal  tersebut  karena  kelimpahan  bakteri  tanah  sangat tinggi,  jika  dikulturkan  pada  medium  pengaya,  seperti Nutrient  Agar (NA)  dan Potato  Dextrose  Agar (PDA) .
Menurut  [11],  melaporkan  bahwa  kelimpahan  bakteri  tanah tersebut bisa mencapai 3.0 x 10 6 – 5.0 x 10 8 CFU per gram tanah  pada  medium  NA.  Menurut  [6],  melaporkan  bahwa jumlah bakteri pelarut fosfat di daerah rhizosfer rata-rata 10 6 -  10 7 sel/gr  tanah,  sedangkan  di  luar  daerah  rhizosfer  10 5 sel/g  tanah.  Hal  ini  karena  daerah  rhizosfer  merupakan daerah  yang  kaya  akan  komponen  karbon  (C)  yang  dapat digunakan  sebagai  sumber  energi  untuk  pertumbuhan mikroba  tanah  dan  salah  satunya  adalah  bakteri  pelarut fosfat.
Gambar 3. Koloni Tunggal pada Medium Selektif Pikovskaya Pengenceran 10 5 Setelah Masa Inkubasi 4 Hari.
Ada empat belas koloni tunggal pada medium Pikovskaya yg  membentuk  zona  bening  (Gambar  3).  Zona  bening  yang terbentuk  menunjukkan  bahwa  bakteri  tersebut  mampu melarutkan fosfat [12].  Selanjutnya, koloni tunggal tersebut dipurifikasi pada medium Nutrient Agar (NA) menggunakan metode enam belas gores (Gambar 4).
Gambar  4. Purifikasi  Isolat  P1  Menggunakan  Metode  Enam  Belas  Gores pada Medium NA dengan Masa Inkubasi 24 Jam.
Berdasarkan  pertumbuhannya,  dari  empat  belas  isolat bakteri  pelarut  fosfat  hanya  empat  isolat  yang  mampu tumbuh  dengan  cepat  dalam  waktu  24  jam.  Sedangkan sepuluh isolat lainnya membutuhkan waktu yang lebih lama untuk tumbuh, yakni lebih dari 48 jam (Tabel 1).
Lambatnya  pertumbuhan  isolat  bakteri , diduga  karena bakteri  tersebut  kurang  optimal  dalam  memanfaatkan sumber  karbon  yang  terdapat  dalam  medium  NA. Sebaliknya,  pertumbuhan  bakteri  yang  cepat  diduga  karena bakteri  secara  optimal  memanfaatkan  sumber  karbon  pada medium NA. Menurut [13], melaporkan bahwa tidak semua bakteri  tanah,  khususnya  bakteri  dari  filum  Proteobacteria yang  berasosiasi  dengan  rhizosfer  tanaman  memiliki  respon yang  stabil  terhadap  sumber  karbon. Pemilihan  bakteri dengan  pertumbuhan  yang  cepat  dibutuhkan  untuk diaplikasikan  sebagai  agen biofertilizer . Hal  tersebut dikarenakan  bakteri  akan  lebih  cepat  mencapai  fase eksponensial,  dimana  pada  fase  ini  sel  bakteri  secara biokimia dan fisiologis telah siap untuk diberi perlakuan dan digunakan sebagai kultur starter [9].
Kertas cakram
24 jam ≥ 48 jam 1. P1 Pelarut Fosfat √ - √√ 2. P2 Pelarut Fosfat √ - √√ 3. P3 Pelarut Fosfat - √ x 4. P4 Pelarut Fosfat - - x 5. P5 Pelarut Fosfat √ √√ 6. P6 Pelarut Fosfat - - x 7. P7 Pelarut Fosfat - √ x 8. P8 Pelarut Fosfat √ - √√ 9. P9 Pelarut Fosfat √ - √√ 10. P10 Pelarut Fosfat - √ x 11. P11 Pelarut Fosfat - √ x 12. P12 Pelarut Fosfat - √ x 13. P13 Pelarut Fosfat - √ x 14. P14
Pelarut Fosfat - √
x No. Isolat Potensi Bakteri
Waktu Tumbuh Keterangan
Koloni Zona bening P1 6 6 200 P2 7 14 300 P5 - - - P8 6 7 216,7
P9 8 7 187,5 Isolat Diameter (mm) PSI
P1
P2 P8 P9 N1 N6 Warna Koloni Putih Putih Kekuningan Putih Putih Putih Putih Kekuningan Ukuran Koloni Small Small Small Small Punctiform Punctiform Margin Entire Entire Entire Entire Entire Entire Elevasi Convex Convex Convex Convex Convex Convex Bentuk Koloni Circular Circular Circular Circular Circular Circular Mikroskopis Bentuk Bakteri Rod Rod Rod Rod Rod Rod Bakteri Gram Gram Positif Gram Negatif Gram Negatif Gram Negatif Gram Negatif Gram Negatif Pewarnaan Endospora Positif Negatif Negatif Negatif Negatif Negatif Motilitas Positif Positif Positif Positif Positif Positif Kebutuhan Oksigen Anaerob fakultatif Anaerob fakultatif Anaerob fakultatif Anaerob fakultatif Aerob obligat Aerob obligat Enzim Katalase √√√ √√√ √√ √√ √ √ Uji Oksidase + + + + + + Fermentasi Glukosa + + + + - -
Parameter
Makroskopis
Karakter Biokimia
Tabel 1.
Pertumbuhan Bakteri pada Medium Nutrient Agar (NA)
Keterangan:
√ : isolat mampu tumbuh;
- : isolat tidak mampu tumbuh;
√√ : isolat dipilih untuk perlakuan selanjutnya; x : isolat tidak dipilih untuk perlakuan selanjutnya.

## B. Uji Pelarutan Fosfat Secara Kualitatif
Dari  lima  isolat  yang  digunakan  dalam  penelitian  ini terdapat  empat  isolat  yang  positif  stabil  melarutkan  fosfat dalam  medium  selektif Pikovskaya, yakni  isolat  P1,  P2,  P8 dan  P9.  Kemampuan  isolat  P1,  P2,  P8  dan  P9  dalam melarutkan  fosfat  ditunjukkan  dengan  pembentukan  zona bening  disekitar  koloni  (Gambar  5).  Berdasarkan  diameter zona bening yang terbentuk dapat dilihat pada Tabel 3.
Gambar 4. Kemampuan Isolat P1, P2, P8 dan P9 Melarutkan Fosfat dengan diterbentuknya Zona Bening (zb).
Zona  bening  yang  terbentuk  di  sekeliling  koloni merupakan indikasi bahwa isolat tersebut mampu melarutkan fosfat kompleks. Zona bening pada medium Pikovskaya agar dapat  terbentuk  akibat  pelarutan  suspensi  trikalsium  fosfat (Ca 3 [PO 4 ] 2 ).  Pembentukan  zona  bening  pada  medium Pikovskaya mengindikasikan bahwa mikroorganisme tersebut dapat melarutkan fosfat [12].
Tabel 3. Lebar Zona Bening dan Phosphate Solubilization Index Setelah 4 Hari Masa Inkubasi
Pada Tabel 3 terlihat bahwa zona bening terbesar dimiliki oleh  isolat  P2  dan  zona  bening  terkecil  dimiliki  oleh  isolat P1.  Sedangkan  berdasarkan  nilai  PSI,  isolat  P2  memiliki nilai PSI tertinggi dan yang terendah dimiliki oleh isolat P9. Besarnya  lebar  zona  bening  tidak  selalu  mengindikasikan banyaknya  jumlah  konsentrasi  fosfat  yang  terlarut  [1]. Kemampuan  pelarutan  fosfat  bakteri  dapat  dilihat  dari  nilai indeks  pelarutan  fosfatnya  [14],  sehingga  berdasarkan  nilai PSI,  isolat  P2  memiliki  potensi pelarutan fosfat lebih tinggi dibanding isolat uji lainnya.
Bakteri  pelarut  fosfat  adalah  bakteri  mampu  yang menghasilkan  asam-asam  organik  yang  berfungsi  untuk mengelat  kation  (Al,  Fe,  Ca)  melalui  gugus  hidroksil  dan karboksilnya  yang  terikat  pada  fosfat,  kemudian  diubah menjadi  bentuk  fosfat  terlarut.  Kemudian  fosfat  dalam bentuk terlarut akan diabsorsi oleh tanaman melalui gradien potensial  air  pada  akar  [4].  Mikroorganisme  mampu menurunkan  pH  di  dalam  medium  tumbuhnya  melalui produksi asam organik atau proton-proton yang menyebabkan  pelarutan  kompleks  mineral-fosfat  melalui pertukaran anion PO 4 2- dengan anion asam atau pengkhelatan ion mineral yang mengikat fosfat [15].
Isolat  yang  positif  stabil  melarutkan  fosfat,  selanjutnya diidentifikasi secara makroskopis, mikroskopis dan karakter biokimianya.  Adapun  karakter  tersebut  tertera  dalam  Tabel 3.

## Tabel 3.
Identifikasi Makroskopis, Mikroskopis dan Karakter Biokimia Isolat
Sedikitnya  karakter  biokimia  yang  diuji  (Tabel  3), menyebabkan  isolat  belum  dapat  diidentifikasi    genus  dan spesiesnya.  Ada  banyak  karakter  biokimia  lain  yang  harus diketahui  seperti  uji  fermentasi  jenis-jenis  gula,  produksi H 2 S,  penghasil  Indole,  uji  MR-VP,  uji  pemanfaatan  sitrat dan  lain-lain  [16].  Ada  pula  cara  identifikasi  yang  cepat dilakukan yaitu dengan identifikasi molekuler menggunakan gen 16S rRNA. Gen 16S rRNA terdiri dari urutan nukleotida dengan daerah variabel genus atau spesies yang spesifik dan bersifat tetap ( conserved gene ) [17].
C. Sinergisme Antarisolat
Pada  pertumbuhan  isolat  P1,  P2,  P5,  P8  dan  P9  di medium Nutrient  Agar yang  bersinggungan,  menunjukkan
zb zb zb zb P2 P1 P5 P8 P9
Isolat P1 P2 P5 P8 P9 P1 + + + +
P2 +
+ + + P5 + + + + P8 +
+ + + P9 + + + +
tidak  adanya  zona  hambat  yang  terbentuk.  Sinergitas  yang terbentuk  antara  kelima  isolat  tersebut  (Tabel  4),  diduga karena adanya interaksi saling menguntungkan secara timbal balik.  Interaksi  tersebut  dapat  didasarkan  pada  transfer material  yang  berkaitan  dengan  energetika,  komunikasi  sel ke sel atau perlindungan fisik [9].

## Tabel 4. Uji Sinergisme Antarisolat
Sinergitas  antara  isolat  tersebut  (Tabel  4),  menunjukkan bahwa  tidak  terdapat  aktivitas  antagonis  antara  satu  dengan yang  lainnya  dari  lingkungan  yang  sama  melalui  produksi agen antimikroba potensial. Selain itu, pertumbuhan sinergis bakteri bergantung pada kompleksitas struktural dari sumber karbon  dilingkungan  yang  sama.  Pertumbuhan  sinergis tersebut  dapat  terjadi  ketika  beberapa  spesies  menghasilkan enzim  komplementer  dan  mengambil  bagian  dalam  umpan silang  metabolit.  Umpan  silang  metabolit  memungkinkan bakteri  untuk  memanfaatkan  substrat kompleks dengan cara kooperatif [18].
Selama  akhir  masa  pertumbuhan,  biasanya  beberapa spesies  dalam  suatu  konsorsium  dapat  menghasilkan metabolit  yang  beracun  bagi  diri  mereka  sendiri  tetapi digunakan  oleh  yang  lainnya.  Sinergitas  dalam  suatu konsorsium  dapat  terjadi  karena  beberapa  bakteri  mungkin menghasilkan  enzim  secara  lebih  efektif,  sementara  yang lain dapat memproduksi eksudat stimulasi atau molekul yang mengoordinasikan interaksi antarbakteri [18].

## IV. KESIMPULAN
Pada  penelitian  ini  didapatkan  isolat  murni  hasil  isolasi dari tanah rhizosfer. Isolat murni P1, P2, P8 dan P9 mampu melarutkan fosfat secara kualitatif  yang ditunjukkan dengan pembentukan  zona  bening  pada  medium Pikovskaya .  Nilai PSI  tertinggi  dimiliki  oleh  isolat  P2  yang  berpotensi  tinggi dalam  melarutkan  fosfat  dibanding isolat  lainnya. Isolat P1, P2, P5, P8 dan P9 mampu hidup bersinergi.

## DAFTAR PUSTAKA
[1] M.  Alam  ,  S.,  Khalil,  S.,  Ayub,  N.  and  Rashid,  “In  vitro Solubilization of Inorganic Phosphate by Phosphate Solubilizing Microorganisms  (PSM)  from  Maize  Rhizosphere,” Int.  J.  Agric. Biol. , vol. 4, no. 4, 2002.
[2] S.  Wulandari,  “Efektifitas  Bakteri  Pelarut  Fosfat  Pseudomonas
sp.  Terhadap  Pertumbuhan  Tanaman  Kedelai  (Glycine  max  L.) pada Tanah Podsolik Merah Kuning,” J.  Natur  Indones. , vol. 4, no. 1, pp. 21–25, 2005.
[3] M.  Rausch,  Christine  and  Bucher,  “Molecular  Mechanisms  of Phosphate  Transport  in  Plants,” Planta ,  vol.  216,  pp.  23–37, 2002.
[4] M.  Khan, A. A., Jilani, G, Akhtar, Mohammad S., Saqlan, Syed M.,  Naqvi,  Rashee,  “Phosphorus  Solubilizing  Bacteria: Occurrence, Mechanisms and Their Role in Crop Production,” J. Agric. Biol. Sci. , vol. 1, no. 1, pp. 48–58, 2009.
[5] R.  Prayudyaningsih,  R.,  Nursyamsi  dan  Sari,  “Mikroorganisme Tanah  Bermanfaat  pada  Rhizosfer  Tanaman  Umbi  di  bawah Tegakan Hutan Rakyat Sulawesi Selatan,” in Prosiding Seminar Nasional  Masyarakat  Biodiversitas  Indonesia ,  2015,  pp.  954– 959.
[6] S.  dan  S.  Widawati,  “Populasi  Bakteri  Pelarut  Fosfat  (BPF)  di Cikaniki,  Gunung  Botol,  dan  Ciptarasa,  serta  Kemampuannya Melarutkan P Terikat di Media Pikovskaya Padat,” Biodiversitas , vol. 7, no. 2, pp. 109–113, 2006.
[7] F.  H.  Chapelle, Ground-Water  Microbiology  and  Geochemistry Second Edition . Canada: John Wiley & Sons, 2001.
[8] E. Asri, A. C. dan Zulaika, “Sinergisme Antarisolat Azotobacter yang Dikonsorsiumkan,” J. Sains dan Seni ITS , vol. 5, no. 3, pp. 2337–3520, 2016.
[9] and W. C. J. Willey J.M., Sherwood L.M., Prescott, Harley, and Klein’s Microbiology Seventh Edition . New York: The McGraw- Hill Companies, Inc, 2008.
[10] S.  Jabin,  P.P.  N.  and  Ismail,  “Solubilization  of  Insoluble Potassium  by  Different  Microbial  Isolates  in  vitro  Condition,” Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci. , vol. 6, no. 10, pp. 3600–3607, 2017.
[11] E.  Ogunmwonyi,  I.  N.,  Igbinosa,  O.  E.,  Aiyegoro,  O.  A.  and Odjadjare, “E. Microbial Analysis of Different Top Soil Samples of Selected Site in Obafemi Awolowo University, Nigeria,” Sci. Res. Essay , vol. 3, no. 3, pp. 120–124, 2008.
[12] E.  dan  S.  Atekan,  Nuraini,  Y.,  Handayanto,  “The  Potential  of Phosphate Solubilizing Bacteria Isolated From Sugarcane Wastes for Solubilizing Phosphate,” J. Degrad. Min. Lands Manag. , vol. 1, no. 4, pp. 175–182, 2014.
[13] N. A. Youssef , H. H., Hamza, M. A., Fayez, M., Mourad, E. F., Saleh, M. Y. Sarhan, M. S., Suker, Ragab M., Eltahlawy, A. A., Nemr,  R.  A.,  El-Tahan,  M.,  Ruppelc,  S.  and  Hegazi,  “Plant- Based Culture Media: Efficiently Support Culturing Rhizobacteria  and  Correctly  Mirror  Their  In-situ  Diversity,” J. Adv. Res. , vol. 7, no. 2, pp. 305–316, 2016.
[14] A. E. H. dan H. M. Mohamed, “Molecular Genetic Identification of  Yeast  Strains  Isolated  from  Egyptian  Soils  for  Solubilization of Inorganic Phosphates and Growth Promotion of Corn Plants,” J. Microbiol. Biotechnol. , vol. 21, no. 1, pp. 55–61, 2011.
[15] L. J. P. dan P. S. P. P. Gyaneshwar, G. N. Kumar, “Role of Soil Microorganisms in Improving P Nutrition of Plants,” Plant Soil , vol. 245, pp. 83–93, 2002.
[16] J.  .  et.  al  Holt, Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology Ninth Edition . Philadelphia: A Wolters Kluw, 1994.
[17] C. C. Jenkins, C., Ling, C. L., Ciesielczuk, Holly L., Lockwood, J., Hopkins, S., McHugh, Timothy D., Gillespie, Stephen H. and Kibbler,  “Detection  and  Identification  of  Bacteria  in  Clinical Samples  by  16S  rRNA  Gene  Sequencing:  Comparison  of  Two Different  Approaches  in  Clinical  Practice,” J.  Med.  Microbiol. , vol. 61, pp. 483–488, 2016.
[18] S.  Y.  Deng,  Yi  J.  and  Wang,  “Synergistic  Growth  in  Bacteria Depends on Substrate Complexity,” J. Microbiol. , vol. 54, no. 1, pp. 23–30, 2016.