Pemanfaatan Rhizobakteri dari Gulma di UB Forest sebagai Agen Antagonis Penyakit Layu Bakteri pada Kentang
Junda Fauzul Izza 1) , Luqman Qurata Aini 2) , Restu Rizkyta Kusuma 3)
1,2,3) Jurusan Hama dan Penyakit Tumbuhan, Fakultas Pertanian, Universitas Brawijaya
1) Alamat korespondensi: jundafizza@gmail.com

## ABSTRAK
Penyakit  layu  bakteri  yang  diakibatkan  oleh  patogen Ralstonia  solanacearum merupakan  kendala yang sering terjadi pada budidaya tanaman kentang. Penelitian bertujuan untuk mendapatkan rhizobakteri yang efektif mengendalikan penyakit layu bakteri dan  meningkatkan pertumbuhan pada tanaman kentang. Penelitian  dilaksanakan  di  Laboratorium  Penyakit  Tumbuhan  Fakultas  Pertanian  Universitas  Brawijaya, UB Forest, dan  Desa  Tulungrejo  Kecamatan  Bumiaji,  Kota  Batu.  Rhizobakteri  diisolasi    dari    perakaran gulma  di  UB  Forest  kemudian  dilakukan  pengujian  aktivitas  sebagai  pemicu  pertumbuhan.  Rhizobakteri yang  terpilih  dilakukan  pengujian  sifat  antagonis  terhadap R.  solanacearum secara in  vitro dan  penekanan terhadap angka kejadian penyakit serta pertumbuhan tanaman kentang. Identifikasi isolat dilakukan secara fisiologi, biokimia dan molekuler. Hasil eksplorasi didapatkan 20 isolat rhizobakteri yang bersifat antagonis terhadap R.  solanacearum .  Isolat  AGR  2  memiliki  diameter  penghambatan  yang  sama  dengan  bakterisida secara in  vitro .  Secara in  vivo isolat  bakteri  AGR  1,  AGR  2  dan  EPT  9  dapat  meningkatkan  rerata  jumlah daun  lebih  tinggi  dibandingkan  dengan  bakterisida  pada  1  dan  2  MSA  (minggu  setelah  aplikasi).  EPT  9 mampu menekan angka kejadian penyakit layu bakteri 55,6 % setelah 5 MSA dan meningkatkan berat umbi sebesar 59,3 % lebih tinggi dari perlakuan kontrol. Isolat  AGR 2 diketahui sebagai Pseudomonas aeruginosa dan EPT 9 merupakan Bacillus cereus .
Kata Kunci: Bacillus, kentang, layu bakteri , Pseudomonas , 16s rRNA,

## Utilization Rhizobacteria on Weeds in UB Forest as Antagonistic Agents to Bacterial Wilt in Potato
Junda Fauzul Izza 1)* , Luqman Qurata Aini 2) , Restu Rizkyta Kusuma 3)
Jurusan Hama dan Penyakit Tumbuhan, Fakultas Pertanian, Universitas Brawijaya
*)Email: jundafizza@gmail.com

## ABSTRACT
Bacterial wilt disease caused by  pathogen Ralstonia solanacearum has created severe problem  mainly on  potato.  The  aim  of  this  research  was  to  obtain  rhizobacteria  isolates,  which  were  effective  to  control bacterial  wilt  disease  and  promote  plant  growth  in  potato.  Research  was  conducted  in  Plant  Disease Laboratory, UB Forest and Tulungrejo, Bumiaji, Malang. Rhizosphere soils were derived from plant roots in UB  Forest  and  the  isolated  bacteria  were  tested  for  their  plant  growth  promotion  attributes.  Selected rhizobacteria  then  tested  to  against R.  solanacearum in  vitro test , suppressing  disease  incident  and  for  their abilities  in  plant  growth  on  potato  performance.  Isolated  bacteria  were  identified  based  on  physiology, biochemistry  and  molecular.  The  results  showed  that  20  rhizobacteria  isolates  were  antagonistic  to R. solanacearum .  AGR  2  has  inhibition  zone  similar  to  bactericide  in  vitro  trials.  AGR  1,  AGR  2  and  EPT  9 isolates  increased  leaves  amount  higher  than  bactericide  at  1  to  2  MSA.  EPT  9  suppressed  bacterial  wilt disease  55.6%  after  five  weeks  of  application  and  tuber  production  was  increased  by  59,3%  compared  to control. AGR 2 was identified as Pseudomonas aeruginosa and EPT 9 was Bacillus cereus.
Keywords: Bacillus, bacterial wilt, potato, Pseudomonas , 16s rRNA

## PENDAHULUAN
Kentang termasuk komoditas
hortikultura  yang  memiliki  rerata  produksi cukup  besar  dibandingkan  dengan  komoditas lainnya  [1].  Produksi  tanaman  kentang melebihi  350  juta  ton  pertahun  [2].  Namun produksi  kentang  dalam  negeri  hanya  mampu memenuhi 25% dari kebutuhan domestik [3].
Salah  satu  kendala  dalam  produksi tanaman  kentang  yaitu  penyakit  layu  yang diakibatkan oleh patogen Ralstonia solanacearum .  Serangan R.  solanacearum menyebabkan  daun-daun  muda  layu  yang diikuti  dengan  layu  pada  seluruh  bagian tanaman. Dewasa ini, teknologi yang dikembangkan  untuk  mengendalikan  penyakit layu  bakteri  pada  kentang  didasarkan  kepada konsep  pengendalian  hama  terpadu  (PHT). Pengendalian  menggunakan  agens  hayati merupakan  metode  alternatif  untuk  mengatasi beberapa hambatan tersebut.
Rhizobakteri  merupakan  bakteri  yang berkolonisasi di daerah perakaran dan membentuk  hubungan  simbiotik  terhadap tanaman.  Rhizobakteri  seringkali  disebut sebagai plant  growth  promoting  rhizobacteria (PGPR)  untuk  memicu  pertumbuhan  tanaman. Rhizobakteri  dapat  dimanfaatkan  sebagai agens hayati. Penggunaan PGPR sebagai agens hayati  patogen tular tanah merupakan strategi alternatif dari pengendalian penyakit [4].
UB Forest merupakan  kawasan  hutan pendidikan  yang  terletak  di  kawasan  gunung Arjuna, Malang. Hutan ini merupakan kawasan hutan tropis yang memiliki sumber keragaman yang  tinggi.  Oleh  karena  itu,  komunitas mikroba  tanah  yang  ditemukan  seperti  pada rhizosfer, diharapkan cenderung lebih komplek daripada di lokasi lain.
Keragaman  flora  seperti  tumbuhan merupakan  salah  satu  karakteristik  dari  hutan tropis.  Ketersediaan  tumbuhan  khususnya  dari Famili Asteraceae seperti Ageratum conzoides, Eupatorium  odoratum, dan  Famili  Solanaceae yaitu Brugmansia sp.  tumbuh  melimpah  di kawasan UB Forest .
Sampel  tanah  dalam  penelitian  ini  akan diisolasi  dari  sekitar  perakaran  gulma  family Asteraceae  dan  Solanaceae.  Gulma  tersebut merupakan salah satu inang dari R. solanacearum namun,  gejala  serangan  yang diakibatkan  tidak  berpengaruh  diduga  karena adanya aktivitas antimikroba. Penelitian bertujuan  untuk  mendapatkan  rhizobakteri
yang  efektif  mengendalikan  penyakit  layu  bakteri dan meningkatkan pertumbuhan kentang.

## METODE PENELITIAN
Penelitian dilaksanakan pada bulan Laboratorium  Penyakit  Tumbuhan,  Desember 2017  hingga  Mei  2018  di  Fakultas  Pertanian, Universitas  Brawijaya,  Malang  dan  di  Desa Tulungrejo, Bumiaji, Malang.

## Pengambilan  sampel  tanah  rhizosfer.
Pengambilan  sampel  tanah  dilakukan  di  UB Forest. Tanah  diambil  pada  beberapa  titik representatif  di  sekitar  perakaran  gulma A. conyzoides,  Brugmansia sp.,  dan E.  Odoratum dengan kedalaman 10 cm. Masing-masing sampel tanah  disimpan  dalam  wadah  plastik  kemudian dibawa ke laboratorium untuk perlakuan berikutnya.
Isolasi  rhizobakteri  dari  UB Forest. Metode  isolasi  dilakukan  dengan  menggunakan metode  pengenceran.  Satu  gram  sampel  tanah dimasukkan  kedalam  9  mL  akuades  steril  dan dihomogenkan. Selanjutnya dilakukan pengenceran  berseri  dengan  memindahkan  1  mL suspensi sampel  ke  dalam  9  mL  akuades  steril. Langkah  ini  dilanjutkan  hingga  pengenceran  10 9 . Suspensi  bakteri  hasil  pengenceran  diambil sebanyak  0,1  mL  dan  diinokulasikan  ke  media nutrient  agar (NA)  dengan  metode spread  plate . Medium terinokulasi diinkubasi selama 24-48 jam pada  suhu  ruangan.  Koloni  yang  tumbuh dimurnikan  dengan  metode  streak  plate  hingga mendapatkan  isolat  murni.  Kemurnian  isolat dikonfirmasi dengan pengamatan secara morfologi dengan mikroskop [5].
Uji Patogenisitas. Uji patogenisitas dilakukan  untuk  mengetahui  virulensi  bakteri patogen.  Bakteri  patogen R.  solanacearum diperoleh  dari  koleksi  Laboratorium  Penyakit Tumbuhan, Fakultas Pertanian Universitas Brawijaya.  Uji  patogenisitas  dilakukan  pada  bibit kentang  varietas  Granuola  berumur  1  bulan menggunakan  biakan  murni  bakteri  patogen R. solanacearum berumur  24  jam.  Biakan  murni dibuat  suspensi  dengan  melarutkan  beberapa  ose bakteri dalam 10 mL akuades steril. Kemudian 10 mL  suspensi  bakteri R.  solanacearum 10 9 cfu/ml disiram  ke  akar  bibit  kentang  yang  telah  dilukai akarnya  menggunakan  skalpel  [6].  Gejala  yang timbul pada tanaman sehat setelah inokulasi harus
sama dengan gejala serangan R. solanacearum di alam .
Seleksi isolat bakteri antagonis. Bakteri rhizosfer yang telah diisolasi selanjutnya diuji sifat antagonis yang mengacu pada  metode  yang  dilakukan  Kawaguchi  [7]. Kertas  saring  steril  berdiameter  5  mm dicelupkan  dalam  suspensi  bakteri  selama  1 menit  dan  ditiriskan  selama  2  jam.  Kertas tersebut  diletakkan  pada  media  NA  kemudian diinkubasi selama 24 jam pada suhu 27-30 ℃ . Setelah  inkubasi,  isolat  bakteri  dimatikan dengan  menambahkan  kloroform  1  mL  pada tutup  cawan  Petri  dalam    keadaan  dibalik  dan didiamkan  selama  2  jam  hingga  menguap. Setelah  itu,  biakan  dikabutkan  ( spray )  dengan suspensi  bakteri  patogen R.  solanacearum . Setelah inkubasi 24-48 jam, diamati pembentukan  zona  bening  di  sekitar  kertas saring.  Pada  isolat  yang  terdapat  zona  bening akan digunakan untuk pengujian selanjutnya.
Pengujian  aktivitas plant  growth promoting (PGP). Isolat  yang  mempunyai kemampuan antagonis kemudian diuji perannya sebagai pemicu pertumbuhan tanaman sebagai berikut [8]:
Aktivitas  pelarut  fosfat. Aktivitas pelarutan  fosfat  dapat  diketahui  dengan mengukur halozone atau zona bening akan terbentuk disekitar koloni yang ditumbuhkan  dengan  streak  plate  dalam suhu  ruangan  di  media  Pikovskaya. Medium agar Pikovskaya tersusun dari 1 liter akuades,  ekstrak  ragi  0,5  g,  dextrose  10  g, Ca 3 (PO 4 ) 2 5,0 g, (NH 4 ) 2 SO 4 0,50 g, KCl 0,2 g, MgSO 4 0,10  g,  MnSO 4 0,0001  g,  FeSO 4 0,0001 g, agar 15 g.
Aktivitas  penambat  Nitrogen. Uji penambatan  Nitrogen  dilakukan  pada  media Burk.  Komposisi  media  Burk  adalah  garam Burk 1,3 g, agar 15 g, Fe-Mo 1 mL, sukrosa 20 g  dan  akuades  1  L.  Garam  Burk  tersusun  dari MgSO 4 20  g,  K 2 HPO 4 80  g,  KH 2 PO 4 20  g, CaSO 4 13  g,  sedangkan  Fe-Mo  terdiri  dari FeCl 3 1,45 g, NaMoO 4 (0,253 g, akuades 1 L.
Isolat  yang  mampu  tumbuh  pada  media tersebut  menunjukkan  bahwa  isolat  mampu menambat Nitrogen.
Uji Hipersensitif. Uji hipersensitif dilakukan  dengan  melukai  permukaan  daun tembakau  dengan  memasukkan  5  mL  suspensi bakteri  menggunakan  jarum  suntik.  Jika  pada bagian inokulasi terjadi nekrosis setelah 24 hingga 72  jam,  maka  isolat  tergolong  bakteri  patogen terhadap tumbuhan.
Uji  Antagonis  terhadap Pertumbuhan R. solanacearum secara In  Vitro . Pemilihan  isolat didasarkan atas sifat PGP dan sifat antagonis yang besar terhadap patogen pada pengujian sebelumnya.  Uji  antagonis  secara in  vitro menggunakan  rancangan  acak  kelompok  (RAK) terdiri  dari  6  perlakuan  yaitu  1  kontrol  positif menggunakan  bakterisida  streptomysin  sulfat  dan 5 isolat bakteri terpilih dengan 4 ulangan. Variabel pengamatan  pada  pengujian  ini  yaitu  persentase tingkat penghambatan pertumbuhan R. solanacearum oleh  bakteri  antagonis  yang diisolasi  dari  UB Forest .  Rumus  yang  digunakan yaitu:
DP = DH+DV 2 Keterangan: DH = diameter daya hambat (cm) DH = diameter horizontal (cm) DV = diameter vertikal (cm)
Uji  Penekanan  Penyakit  Layu  Bakteri secara In  Vivo. Pelaksanaan  uji  secara in  vivo dilakukan  di  lahan  Desa  Tulungrejo,  Bumiaji, Malang.  Lokasi  tersebut  merupakan  daerah endemis R. solanacearum pada kentang, sehingga inokulasi  patogen  tidak  dilakukan.  Bibit  tanaman kentang  yang  digunakan  yaitu  varietas  Granuola. Pengujian  antagonis  di  lapang  menggunakan suspensi  isolat  bakteri  rhizosfer  pada  konsentrasi 10 8 cfu/ml yang diaplikasikan ke media tanam [9].
Percobaan dilakukan di lahan menggunakan RAK sebanyak 7 perlakuan dan 4 ulangan (5 perlakuan rhizobakteri, 1 kontrol menggunakan akuades dan 1 menggunakan bakterisida).
Aplikasi  rhizobakteri  dilakukan  dengan menyiramkan  suspensi  pada  tanaman  kentang yang  berumur  4  minggu  setelah  tanam  [10]. Suspensi  rhizobakter  diberikan  ke  masing-masing tanaman  sebanyak  50  ml.  Inokulasi  rhizobakteri dilakukan  pada  tanaman  berumur  1  bulan
kemudian  aplikasi  kedua  dilakukan  2  minggu setelah aplikasi pertama.
Variabel pengamatan. Pengamatan dilakukan  sekali  dalam  seminggu  setelah aplikasi sampai  masuk fase generatif. Variabel yang  diamati  yaitu  tinggi  tanaman,  jumlah daun,  berat  umbi  dan  persentase  kejadian penyakit.  Kejadian  penyakit  dihitung  dengan menggunakan rumus:
Persentase kejadian penyakit IP = x 100 (%)
Keterangan IP =  Intensitas serangan penyakit a = Jumlah tanaman sakit b =  Jumlah tanaman sehat

## Identifikasi  Bakteri  Hasil  Seleksi.
Identifikasi bakteri dilakukan dengan pedoman buku  Bergey’s  Determinative  Bacteriology [11][12] dan identifikasi molekuler berdasarkan  hasil  sekuensing  gen  16S  rRNA. Primer yang digunakan adalah primer uinF (5’-
AGAGTTTGATCATGGGTCAG-3’)
dan uinR  (5’-  TACGGCTACCTTGTTACGA-3’) yang  merupakan  primer  universal  untuk berbagai strain bakteri. produk PCR kemudian disekuensing untuk mendapatkan susunan basa DNA.  Sekuens  basa  DNA  tersebut  kemudian dibandingkan  dengan  sekuens  DNA  yang terdapat  pada  gen  bank  NCBI  untuk  mencari kemiripan  dengan  spesies  bakteri  tertentu, dengan  menggunakan  program  BLAST  dari NCBI.
Analisis Data. Hasil pengamatan dianalisis secara statistik menggunakan analisis ragam ANOVA dan apabila terdapat perbedaan  nyata  akan  diuji  lanjut  dengan  uji Duncan (DMRT) pada taraf kesalahan 5%.

## HASIL DAN PEMBAHASAN

## Eksplorasi  dan  Isolasi  Rhizobakteri.
Telah diperoleh 38 isolat dari eksplorasi pada 3 jenis gulma. Sebanyak 14 isolat bakteri berasal dari  gulma A.  conyzoides dan  diberi  kode AGR,  sedangkan  dari  gulma E.  odoratum (kode  EPT)  dan Brugmansia sp.  (kode  BR) diperoleh 9 dan 15 isolat secara berturut-turut.
Uji  Patogenisitas. Gejala  penyakit  layu bakteri yang disebabkan patogen R.
solanacearum muncul  2  minggu  setelah  aplikasi. Gejala awal menunjukkan daun nekrotik kemudian  menjadi  layu  dan  batang  bawah mengalami  perubahan  warna  menjadi  coklat setelah  2  minggu  aplikasi.  Gejala  yang  muncul menunjukkan  gejala  yang  sama  dengan  yang ditemukan di alam [13].
Pengujian  Aktivitas  PGP. Isolat  bakteri yang mempunyai potensi melarutkan fosfat terdiri dari 3 isolat yang diisolasi dari rhizosfer tumbuhan A. conyzoides, 1 isolat dari tumbuhan E. odoratum dan  3  isolat  dari Brugmansia sp.  Potensi  tersebut ditandai  dengan  terbentuknya  zona  bening  pada medium  agar  Pikovskaya.  Zona  bening  yang terbentuk  di  sekitar  koloni  bakteri  tersebut dikarenakan  adanya  produksi  enzim  fosfatase untuk melarutkan fosfat [14].
Berdasarkan  hasil  pengujian  didapatkan  16 isolat  bakteri  yang  mampu  tumbuh  pada  media Burk.  Bakteri  tersebut  merupakan  bakteri  yang dapat  menambat  nitrogen  karena  memiliki  enzim nitrogenase  yang  akan  membantu  mengikat  N 2 bebas di udara [15].
Gambar 1 .  Hasil seleksi isolat bakteri. (a) Pelarut fosfat  pada  media  Pikovskaya,  (b) Penambat nitrogen pada media Burk
Hasil Pengujian Hipersensitif.
Berdasarkan  hasil  uji  hipersensitif  isolat  bakteri menimbulkan reaksi negatif yaitu tidak menimbulkan  gejala  nekrotik  di  sekitar  area injeksi.  Tidak  munculnya  gejala  nekrotik  pada daun tembakau menunjukkan bahwa isolat bakteri tersebut  diduga  tidak  bersifat  patogenik  terhadap tanaman,  sedangkan  daun  yang  menunjukkan perubahan  warna  (nekrotik)  di  daerah  inokulasi diduga bersifat patogenik terhadap tanaman [16].
Uji Antagonisme Bakteri Rhizosfer terhadap Pertumbuhan Patogen R. Solanacearum secara In Vitr. Pengujian antagonisme  dilakukan  terhadap  5  isolat  terpilih. Diameter penghambatan bakteri antagonis terhadap pertumbuhan bakteri patogen R. solanacearum ditampilkan pada Tabel 1.
a b
Tabel  1. Diameter  penghambatan  bakteri
antagonis Perlakuan Diameter hambat (cm) ± SD P1 (bakterisida streptomisin sulfat) 3,08 ± 0,12 b P2 (isolat AGR1) 2,83 ± 0,68 b P3 (isolat AGR 2) 3,28 ± 0,24 b P4 (isolat EPT 8) 2,85 ± 0,67 b P5 (isolat EPT 9) 2,20 ± 0,17 a P6 (isolat AGR 9) 1,90 ± 0,27 a
Keterangan:  Angka  yang  diikuti  dengan huruf  yang  sama  dalam  satu kolom  menunjukkan  hasil  yang tidak  berbeda  nyata  berdasarkan uji DMRT pada taraf 5 %.
Berdasarkan  hasil  pengujian,  diketahui bahwa isolat AGR 1, AGR 2, EPT 8 memiliki diameter  penghambatan  yang  mirip  dengan bakterisida  streptomysin  sulfat.  Diameter penghambatan berupa zona bening menunjukkan terhambatnya pathogen R. solanacearum  akibat  senyawa  antibiotik  yang dikeluarkan  oleh  bakteri.  Senyawa  antibiotik tersebut  dapat  berupa  siderofor,  enzim  litik, enzim  detoksifikasi  maupun  senyawa  kimia (alelokimia)  yang  dapat  merusak  virulensi patogen [17].
Gambar 2 . Zona  bening  yang  dihasilkan  oleh setiap  perlakuan  setelah  24  jam inkubasi  pada  media  NA.  (a) bakterisida  streptomisin  sulfat,  (b) isolat AGR 1, (c) Isolat AGR 2, (d) EPT 8, (e) EPT 9, (f) AGR 9
Uji  Penekanan  Penyakit  Layu  Bakteri secara In  Viv. Aplikasi  rhizobakteri  mampu menekan  kejadian  penyakit  pada  1  dan  2  MSA. Aplikasi  rhizobakteri  berpengaruh  nyata  terhadap persentase  kejadian  penyakit  pada  3  hingga  5 MSA  (Tabel  2).  Isolat  EPT  9  mampu  menekan kejadian  penyakit  layu  bakteri  paling  baik dibandingkan dengan isolat lainnya pada 5 MSA.
Kemampuan  tersebut  diduga  karena  isolat EPT  9  mampu  berkolonisasi  di  sekitar  akar tanaman dan mampu berkompetisi dengan bakteri rhizosfer  di  sekitar  perakaran  tanaman.  Bakteri antagonis  yang  mampu  bertahan  pada  kondisi lapang merupakan bakteri yang mampu beradaptasi  maupun  berkompetisi  dengan  bakteri rhizosfer  di  lingkungan  tersebut  [18].  Selain  itu, isolat EPT 9 juga memiliki kemampuan PGP yang dapat  meningkatkan  induksi  ketahanan  sistemik terhadap  patogen.  Bakteri  yang  dapat  menekan kejadian  penyakit  juga  menghasilkan  senyawa berupa  lipopolisakarida,  siderofor  dan  asam salisilat  untuk  menginduksi  ketahanan  sistemik menghambat pertumbuhan penyakit [19].
Tabel 2 . Persentase kejadian penyakit layu bakteri Kode Perlakuan Persentase kejadian penyakit (MSA) ± SD 1 2 3 4 5 P1 (akuades)  5,00 ± 5,77  10,00 ± 8,16  17,50 ± 5,00 b 30,00 ± 0,00 b 45,00 ±12,91 f P2 (bakterisida) 2,50 ± 5,00  5,00 ± 5,77 5,00 ± 5,77 a 15,00 ± 10,0 a 30,00 ± 8,16 d P3 (isolat AGR 1) 0,00 ± 0,00  0,00 ± 5,00 7,50 ± 5,00 a 17,50 ± 5,00 a 25,00 ± 12,91 b P4 (isolat AGR 2) 0,00 ± 0,00  2,50 ± 5,00 7,50 ± 5,00 a 15,00 ± 10,00 a 27,50 ± 12,58 c P5 (isolat EPT 8) 0,00 ± 0,00  2,50 ± 5,00 7,50 ± 5,00 a 12,50 ± 5,00 a 30,00 ± 8,16 d P6 (isolat 0,00 ± 0,00  5,00 ± 5,77 5,00 ± 5,77 a 10,00 ± 8,20 a 20,00 ± 18,26 a
a b c
d e f
EPT 9) P7 (isolat AGR 9) 0,00 ± 0,00  2,50 ± 5,00 12,5 ± 5,00 ab 17,5 ± 5,00 a 32,50 ± 9,57 e Keterangan: Angka  yang  diikuti  dengan  huruf  yang  sama  dalam  satu  kolom menunjukkan  hasil  yang    tidak  berbeda  nyata  berdasarkan  uji  DMRT pada taraf 5 %, SD= Standar Deviasi Aplikasi bakteri rhizosfer meningkatkan rerata tinggi tanaman kentang pada 1 MSA (Gambar 1).  Isolat  AGR  1,  AGR  2,  EPT  8  dan  EPT  9 mampu  meningkatkan  tinggi  tanaman  yang sama dari bakterisida pada 1 MSA. Peningkatan pertumbuhan tinggi tanaman oleh bakteri  rhizosfer  dapat  dikarenakan  isolat tersebut  memiliki  sifat  sebagai  biostimulator atau  pemicu  pertumbuhan  tanaman.  Bakteri memiliki  kemampuan  meningkatkan  dalam pertumbuhan dan produksinya tanaman karena memproduksi  hormon  IAA  serta  membantu secara bertahap dalam mengembalikan kesuburan tanah [20].
Jumlah  Daun. Berdasarkan  diagram (Gambar  2)  menunjukkan  isolat  EPT  9  dapat menghasilkan  jumlah  daun  lebih  banyak dibandingkan  bakterisida.  Isolat  EPT  9 meningkatkan  jumlah  daun  hingga  19,6  %
pada  1  MSA  dan  20,4  %  pada  saat  2  MSA daripada  bakterisida. Peningkatan  jumlah  daun tersebut menunjukkan bahwa, penggunaan bakteri rhizosfer  berdampak  positif  pada  pertumbuhan tanaman  karena  meningkatkan  populasi  bakteri sebagai biofertilizer dalam tanah [20].
Tinggi  tanaman. Tinggi  tanaman  pada pengamatan  5  MSA  mengalami  penurunan pertumbuhan  yang  dipengaruhi  oleh  intensitas penyakit yang tinggi. Keberadaan bakteri patogen dalam tanaman kentang mengakibatkan pertumbuhan  tunas  tanaman  kentang  terhambat. Patogen tersebut dapat menghambat aliran air dan nutrisi  yang  masuk  ke  dalam  jaringan  tanaman. Patogen  mengkolonisasi  dalam  jaringan  tanaman untuk  memperoleh  nutrisi  dari  tanaman.  Nutrisi yang  diperoleh  bakteri  patogen  berupa  polimer pektin  sehingga,  populasi  patogen  meningkat dengan cepat [21].
Gambar 3. Rerata jumlah daun tanaman kentang
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00 25.00 30.00 35.00 40.00 Aquades Bakterisida Isolat AGR 1 Isolat AGR 2 Isolat EPT 8 Isolat EPT 9 Isolat AGR 9
1 MSA 2 MSA 3 MSA 4 MSA 5 MSA
Gambar 4 . Rerata tinggi tanaman
Berat  Umbi. Aplikasi  bakteri  rhizosfer mampu  meningkatkan  berat  umbi  kentang dibandingkan dengan perlakuan kontrol akuades. Rerata umbi kentang pada isolat AGR 2,  EPT  8,  EPT  9  lebih  tinggi  dibandingkan dengan perlakuan bakterisida (Tabel 3).
Tabel 3 . Rerata berat umbi kentang
Kode perlakuan Rerata berat umbi kentang (gram) ± SD P1 (akuades) 141,05 ± 75,20 a P2 (bakterisida) 238,51 ± 104,1 ab P3 (isolat AGR 1) 203,60 ± 58,90 ab P4 (isolat AGR 2) 328,70 ± 117,9 b P5 (isolat EPT 8) 320,65 ± 122,6 b P6 (isolat EPT 9) 346,75 ± 37,30 b P7 (isolat AGR 9) 253,70 ± 83,40 ab
Keterangan:  Angka  yang  diikuti  dengan  huruf yang  sama  menunjukkan  hasil yang    tidak  berbeda  nyata berdasarkan uji DMRT pada taraf 5 %.
Isolat  EPT  9  merupakan  isolat  yang memiliki  angka  kejadian  penyakit  yang  rendah dan menghasilkan jumlah daun yang lebih banyak dibandingkan  aplikasi  bakterisida.  Kemampuan isolat EPT 9 tersebut dikarenakan adanya aktivitas PGP berupa penambat nitrogen dan pelarut fosfat. Nitrogen  maupun  fosfat  merupakan  makronutrien yang dibutuhkan oleh tanaman, yang merupakankomponen esensial seperti asam amino,asam nukleat, ATP dan NADH [22].
Isolat bakteri rhizosfer mampu meningkatkan  produksi  umbi  dan  rerata  jumlah daun  tanaman  kentang  dibandingkan  perlakuan akuades.  Peningkatan  tesebut  dikarenakan  adanya kolerasi  antara  jumlah  daun  dengan  jumlah produksi  umbi  kentang.  Peningkatan  indeks  luas daun memungkinkan terjadinya proses fotosintesis yang  lebih  baik  sehingga  menghasilkan  asimilat yang  lebih  tinggi  untuk  pertumbuhan  tanaman [23].
Identifikasi Bakteri.
Berikut ini merupakan  hasil  pengujian  secara  fisiologis  pada bakteri antagonis: Tabel 4. Karakterisasi isolat bakteri rhizosfer Karakterisasi AGR 1 AGR 2 EPT 8 EPT 9 AGR 9 Pengujian KOH B B TB TB B Pengujian Gram - - + + - Pewarnaan spora TD TD + + TD Bentuk Basil Basil Basil Basil Basil Uji Oksidatif fermentatif Oksidatif Oksidatif Fermentatif  Fermentatif  Fermentatif Pertumbuhan pada media YDC - + TD TD + Pertumbuhan - + TD TD TD
0.00 10.00 20.00 30.00 40.00 50.00 60.00 Aquades Bakterisida Isolat AGR 1 Isolat AGR 2 Isolat EPT 8 Isolat EPT 9 Isolat AGR 9
1 MSA 2 MSA 3 MSA 4 MSA 5 MSA
pada media King’s B Pertumbuhan pada media YDC suhu 33 o C + TD TD TD TD Genus Xanthomonas  Pseudomonas  Bacillus Bacillus Pantoea Keterangan: (TB) tidak berlendir, (B) berlendir, (+) bakteri bereaksi positif, (-) bakteri bereaksi negatif, (TD) tidak diuji
Hasil  pengujian in  vitro didapatkan isolat  terbaik  yaitu  isolat  AGR  2  dan  isolat EPT  9  mempunyai  kejadian  penyakit  paling rendah  pada  pengujian in  vivo .  Berdasarkan hasil analisis kuantitatif DNA (Tabel 5), isolat bakteri  AGR  2  maupun  EPT  9  menunjukkan nilai  kemurnian  DNA  yang  tinggi.  Kemurnian DNA  memiliki  rasio  lebih  dari  1,8  pada panjang gelombang λ260 - λ280 nm. Selain itu, ditunjukkan  dengan  hasil  visualisasi  berupa pita  DNA  hasil  PCR  yang  tebal  dan  terang oleh sampel DNA kedua bakteri yang diisolasi (Gambar 3). Sampel DNA yang tervisualisasikan  sebagai  pita  yang  terang  dan tebal memiliki konsentrasi dan  tingkat kemurnian tinggi.
Tabel  5. Hasil  pengukuran  sampel  DNA secara kuantitatif
Nama isolat Konsentrasi (ng/µl) A260 /280 A260/2 30 Vol (µl) AGR 2 402,2 1,92 2,44 30 EPT 9 131,5 1,88 2,48 30
Pengukuran  konsentrasi  hasil  isolasi DNA  bakteri  didasarkan  pada  perbandingan relatif  dengan  konsentrasi  marker  DNA  yang digunakan. Berdasarkan hasil kemiripan sekuens pada gen bank sekuen gen 16S rRNA isolat  AGR  2  menunjukkan  99%  identik dengan Pseudomonas  aeruginosa, sedangkan isolat  EPT  9  menunjukkan  100%  identik dengan Bacillus cereus .

## KESIMPULAN
Bakteri  hasil  eksplorasi  di  rhizosfer  UB Forest  didapatkan  20  isolat  yang  bersifat antagonis  dari  38  isolat  bakteri  rhizosfer.  Dua isolat yang teridentifikasi sebagai P. aeruginosa  dan  B.  cereus  berpotensi  sebagai agens  antagonis  penyakit  layu  bakteri  pada tanaman  kentang.  Hasil  in  vitro  maupun  in vivo  menunjukkan  aplikasi  bakteri  rhizosfer memengaruhi  hasil  berat  umbi  kentang  dan
penurunan  angka  kejadian  penyakit  yang  lebih baik dibandingkan dengan bakterisida.

## UCAPAN TERIMAKASIH
Penelitian  ini  terlaksana  atas  Pendanaan program  Indofood  Riset  Nugraha  tahun  2017- 2018. Penulis menyampaikan ucapan terima kasih pada  para  sahabat  yang  telah  membantu  dalam penelitian.  Ucapan  terimakasih  juga  tertuju  untuk teman-teman laboratorium Bakteriologi yang telah membantu pekerjaan di laboratorium.

## DAFTAR PUSTAKA
[1] Kiloes,  A.M.,  A.L.  Sayekti,  and  M.J. Anwarudin. Evaluasi Daya Saing Komoditas  Kentang  di  Sentra  Produksi Pangalengan  Kabupaten  Bandung  ( Potato Competitiveness  Evaluation  in  Production Center of Pangalengan, Bandung Regency ).
Jurnal Hortikultura. 25 (1): 88-96
[2] Food  and  Agriculture  Organization.  2014.
The  State  of  Food  Insecurity  in  the  World 2014: Strengthening the Enabling Environment  for  Food  Security  and Nutrition. Rome:  Food  and  Agriculture
Organization  of  the  United  Nations; Available at: www.fao.org
[3] Asgar,  A.,  S.T.  Rahayu,  Kusmana  and Sofiari.  2011.  Uji  Kualitas  Umbi  Beberapa Klon  Kentang  untuk  Keripik.  Jurnal Hortikulura. 21 (1): 51-59
[4] Maheshwari,  D.  K.,  and  M.  Saraf.  2013. Bacteria in Agrobiology: Crop Productivity. Berlin (DE). Springer
[5]   Pande,  A.,  P.  Prashant,  M.  Simhi  and  S. Mritunjay. 2017. Phenotypic and Genotypic Characterization  of  Phosphate  Solubilizing Bacteria  and  Their  Efficiency  on  the Growth  of  Maize.  Journal  of  Genetic Engineering  and  Biotechnology.  15:  379- 391
[6] Ramesh,  R.,  and  P.S.  Gauri.  2012. Rhizosphere  and  Endophytic  Bacteria  for the Suppression of Eggplant Wilt caused by
Ralstonia  solanacearum .  Journal  Crop Protection. 37: 35-41
[7] Kawaguchi,  A.,  K.  Inoue  and  Y. Ichinose.  2008.  Biological  Control  of
Crown Gall of Grapevine, Rose, Tomato by  Nonpathogenic Agrobacterium  vitis Strain VAR03-1. Journal Phytopathology. 98 (11): 1218-12250 [8] Prasad,  J.K.,  S.K.  Gupta,  and  R. Raghuwanshi. 2017. Screening Multifunctional Plant Growth Promoting Rhizobacteria  Strains  for  Enhancing
Seed  Germination  in  Wheat  ( Triticum aestivum L.).  International  Journal  of
Agricultural Research. 12 (2): 64-72
[9]  Yanti,  Y.,  F.F.  Astuti,  T.  Habazar,  C.R.
Nasution. 2017. Screening of Rhizobacteria  From  Rhizosphere  of
Healthy  Chili  to  Control  Bacterial  Wilt Disease  and  to  Promote  Growth  And Yield of Chili. Biodiversitas. 18 (1): 1-9
[10]  Yuliati,  A.  E.  2008.  Ketahanan  Klon Kentang  Liar  ( Solanum  chacoense ) Terhadap Penyakit Layu Bakteri
( Ralstonia  solanacearum) Secara  In Vitro  dan  di  Lapangan.  Tesis.  Institut Pertanian Bogor
[11]  Holt, J.G., N. R. Krieg, P.  H. Sneath, J. T.  Staley  and  S.  T.  Williams.  1994. Bergey’s  Manual  of  Determinative Bacteriology  9th  Edition.  Williams  and Wilkins Baltimore. USA
[12]  Schaad,  N.,  and  W.  Chun.  2001. Laboratory  Guide  for  Idetification  of Plant  Pathogenic  Bacteria.  3rd  Edition. APS Press. St. Paul Minnessota
[13]  Mahdy,  A.  M.,  G.M.  El-Habba,  F.G. Mohamed  and  A.A.  Badr.  2012.  Viru- lence  of Ralstonia  solanacearum the Causal  of  Potato  Brown  Rot  Disease Under  Egyptian  Conditions.  Annals  of
Agricultural  Sciences  Journal.  50  (1):
59-67
[14]  Goenadi,  D.,  I.  Siswieto,  and  Y. Sugiarto.  2000.  Bioactivation  of  Poorly Soluble  Phosphate  Rocks  with  a Phosporus  Solubilizing  Fungus.  Journal of Soil Science. 4: 409-412
[15]  Ramamoorthy,  V.,    and  P.  Samiyapn. 2001.  Induction  of  Defense  Related Genes  in Pseudomonas  fluorescens treated  Chili  Plants  in  Response  to Infection  by Colletotrichum  capsici . Journal  of  Mycology  Plant  Pathology.
45: 55-63
[16]  Agrios,  G.  N.  2004.  Plant  Pathology  5th Edition.  New  York:  Elsevier  Academic Press
[17]  Dong,  Y.,  J.  Xu,  X.  Liu,  and  L.  Zhang. 2000.  An  Enzyme  that  Inactivates  the Acyhomoserine  Lactone  Quorum-Sensing Signal  and  Attenuates  the  Virulence  of Erwinia  carotovora .  Proceedings  National Academy Science. 97: 3526-3531
[18]   Lugtenberg,  B.  J.  J.,  L.  Dekkers.  and  G.V. Bloemberg.  2001.  Molecular  Determinants of Rhizosphere
Colonization by Pseudomonas . Annual Review Phytopathology. 39:461-490 [19]  Chandrasekaran,  M.,  D.  Subramanian,  E.
Yoon,  T.  Kwon,  and  S.  Chun.  2016.  Meta- analysus Reveals that the Genus Pseudomonas Can  Be  a  Better  Choice  of Biological  Control  Agent  against  Bacterial Wilt Disease Caused by Ralstonia solanacearum .  Plant  Pathology  Journal. 32(3): 216-227
[20]  Widawati,  S.,  Suliasih  and  Saefudin.  2015. Isolasi  dan  Uji  Efektivitas  Plant  Growth Promoting Rhizobacteria di Lahan Marginal pada  Pertumbuhan  kedelai  var.  Wilis. Prosiding Seminar Masyarakat Biodiversitas Indonesia, 1(1): 59-65 [21]  Arwiyanto, T. 2013. Ralstonia solanacearum Biologi, Peyakit yang Ditimbulkan, dan
Pengelolaannya.
Yogyakarta: Gadjah Mada University Press [22]  Orhan,  F.  2016.  Alleviation  of  Salt  Stress by  Halotolerant  and  Halophilic  Plant Growth  Promoting  Bacteria  In  Wheat ( Triticum  aestivum ).  Brazilian  Journal  of Microbiology. 47 : 621-627
[23]  Arifin,  M.,  A.  Nugroho,  and  A.  Suryanto. 2014.  Kajian  Panjang  Tunas  dan  Bobot Umbi  Bibit  terhadap  Produksi  Tanaman Kentang  ( Solanum  tuberosum L.)  Varietas Granola.  Jurnal  Produksi  Tanaman.  2  (3): 221-229