Abstrak —Atrazin adalah salah satu herbisida dalam kelompok triazin  yang  digunakan  secara  selektif  untuk  mengendalikan kemunculan  gulma  berdaun  lebar  dan  berumput  di  jagung, nanas,  sorgum,  kapas,  dan  tanaman  lainnya  namun  bersifat toksik,  berpotensi  akumulatif  dan  tetap  berada  di  lingkungan selama bertahun-tahun. Biodegradasi merupakan suatu proses mentransformasikan bahan pencemar yang umumnya memiliki  molekul  lebih  besar  (kompleks)  menjadi  bentuk sederhana. Nutrisi sebagai salah satu faktor yang berpengaruh besar  dalam  sintesis  materi  seluler  dan  pertumbuhan  sel. Tujuan  penelitian  ini  adalah  mengetahui  pengaruh  sumber nutrisi  dan  lama  waktu  terhadap  degradasi  atrazin  serta viabilitas sel. Penelitian dilakukan dengan cara subkultur yeast dan screening yeast pendegradasi atrazin pada  medium  AMS, uji  biodegradasi,  perhitungan  jumlah  sel Total  Plate  Count (TPC).  Hasil  dari  penelitian  ini  adalah  penambahan  sumber karbon dan  nitrogen serta lama waktu berpengaruh terhadap persentase  degradasi  atrazin  dan  viabilitas  sel.  Persentase degradasi atrazin yang memiliki perbedaan signifikan terbesar ditunjukkan  pada  perlakuan  K0  (control)  hari  ke  8  dengan besar  presentasi  mencapai  62,18  %.  Pada  viabilitas  sel perlakuan K4 (penambahan urea) pada hari ke-0, ke-2 dan k-6 memiliki  perbedaan  signifikan  paling  banyak  dibandingkan dengan perlakuan lain.
Kata Kunci —Atrazin, Biodegradasi, Nutrisi, Khamir.

## I. PENDAHULUAN
TRAZIN  merupakan  salah  satu  herbisida  dalam kelompok  triazin  yang  mulai  banyak  digunakan  di seluruh  dunia  sejak  tahun  1960.  Atrazin  digunakan  sebagai herbisida  selektif  untuk  mengendalikan  kemunculan  gulma berdaun  lebar  dan  berumput  di  jagung,  nanas,  sorgum, kapas,  dan  tanaman  lainnya  dan  sebagai  herbisida  non- selektif  pada  lahan  industri  yang  tidak  ditanami  dan  lahan kosong  [1].  Golongan  herbisida  triazin  bersifat  toksik, memiliki  potensi  akumulasi  dan  tetap  berada  di  lingkungan selama  bertahun-tahun  [2].  Persistensi  atrazin  bervariasi sesuai  dengan  jenis  tanah  dan  waktu  persistensi  biasanya berkisar antara 21 hari hingga 1 tahun [3]. Dampak pertama residu  atrazin  terjadi  pada  manusia  dan  mamalia  adalah gangguan sistem  endokrin,  gangguan  kerja  sistem kardiovaskular,  kerusakan  untai  tunggal  dan  ganda  pada DNA  yang  bersifat  genotoksik,  kerusakan  hati  serta  dapat menginduksi kanker. Kedua, penurunan kualitas sperma dan infertilitas  amfibi,  tikus  dan  babi  [4].  Badan  Internasional untuk  Penelitian  Kanker  telah  menyimpulkan  atrazin sebagai  kelompok  2B  karsinogen.  Level  kontaminan maksimum  untuk  atrazin  dalam  air  minum  yang  ditetapkan oleh USEPA adalah 3,0 𝜇 gL −  1 [5]. Sehubungan dengan hal tersebut, maka di perlukan penelitian  yang  difokuskan pada strategi  remediasi  yang  efisien  untuk  lingkungan  tercemar atrazin  dan pengurangan kontaminasi ke tingkat yang  aman bagi lingkungan.
Bioremediasi  adalah  proses  penguraian  limbah  organik atau anorganik dengan menggunakan bantuan
mikroorganisme  dalam  proses  biodegradasi.  Salah  satu mikroorganisme  yang  mampu  menjadi  agen  biodegradasi dan  tersedia  melimpah  di  alam  adalah  khamir.  Beberapa kelompok  khamir  dapat  diisolasi  dari  lingkungan  yang khusus maupun ekstrim dengan kadar gula atau garam yang tinggi,  dengan  suhu  dan  ketersediaan  oksigen  yang  rendah. Khamir memiliki  keunggulan  lebih  efektif  dalam  memecah komponen  bahan  kita  dengan  volume  hasil  yang  lebih banyak.  Khamir dapat  dapat  tumbuh  pada  larutan  yang pekat,  misalnya  dalam  larutan  gula,  garam  dan  asam  yang berkonsentrasi  tinggi.  Selain  itu  khamir juga  memiliki  sifat resisten  terhadap  antibiotik,  sulfonamida  dan  agen  anti- bakteri  lainnya sehingga beberapa sifat tersebut menjadikan khamir dapat bertahan atau bersaing dengan mikroorganisme lain [6].
Degradasi  atrazin  tergantung  pada berbagai  faktor seperti kondisi  lingkungan,  nutrisi  (sumber  karbon  dan  nitrogen eksternal),  rasio  karbon  /  nitrogen  (C  /  N),  kadar  air  dan mikroorganisme  yang  terlibat  dalam  degradasi  [7].  Nutrisi merupakan  salah satu  faktor yang  berpengaruh  besar dalam sintesis  materi  seluler  dan  petumbuhan  sel,  serta  termasuk didalamnya produksi enzim oleh khamir untuk mendegradasi  residu  atrazin  [8].  Unsur  penting  yang dibutuhkan  mikroorganisme  termasuk  khamir diantaranya adalah  karbon  dan  nitrogen  [9].  Secara  umum,  sel  khamir dapat mengkonsumsi sumber C seperti glukosa dan fruktosa lebih baik dari pada golongan mono-, di- ataupun trisakarida lainnya.  Sedangkan  untuk  sumber  N,  khamir  dapat mengasimilasi nitrogen dari sumber organik seperti urea dan dari sumber anorganik seperti ammonium nitrat [10]. Unsur C merupakan komponen utama pembentuk seluruh  molekul organik  dalam  sel.  Unsur  N  berperan  penting  dalam penyusunan  asam  nukleat,  asam  amino  dan  enzim-enzim

## Degradasi Atrazin oleh Candida TB1 dengan Penambahan Sumber Karbon dan Nitrogen
S. H. N. Maulidina dan N. H. Alami Departemen Biologi, Fakultas Sains, Institut Teknologi Sepuluh Nopember (ITS) e-mail : syndhimanda@gmail.com
A
Tabel 1.
Uji Persentase Degradasi Atrazin dan Viabilitas Sel
Sumber karbon dan nitrogen
Lama waktu inkubasi H0 H2 H4 H6 H8 K0 K0- H0 K0- H2 K0- H4 K0- H6 K0- H8 K1 K1- H0 K1- H2 K1- H3 K1- H6 K1- H8 K2 K2- H0 K2- H2 K2- H4 K2- H6 K2- H8 K3 K3- H0 K3- H2 K3- H4 K3- H6 K3- H8 K4 K4- H0 K4- H2 K4- H6 K4- H6 K4- H8
Keterangan:
K0 : Kontrol (AMS+Isolat) K1: AMS+ glukosa+ isolat K2: AMS+ laktosa+ isolat K3: AMS+ Urea+ isolate K4: AMS+ Ammonium nitrat+isolate H0: Hari ke-0 H2: Hari ke-2 H4: Hari ke-4 H6: Hari ke-6 H8: Hari ke-8
[11].  Pengaruh  penambahan  sumber  nutrisi  pada  degradasi atrazin dalam tanah bervariasi bergantung pada mikroorganisme  pendegradasi  atrazin  yang  digunakan  [12]. Beberapa  mikroorganisme  menunjukkan  respon  yang berbeda  terkait  penambahan  sumber  nutrisi  dalam mendegradasi  atrazin.  Respon  tersebut  antara  lain  dapat menurunkan  laju  degradasi  ataupun  tidak  mempengaruhi laju degradasi atrazin [13].
Berdasarkan  penelitian  sebelumnya,  telah  didapatkan khamir  yang  diisolasi  dari  tanah  pertanian  sekitar  ITS  [14] dan  pertanian  tebu  dan  jagung  yang  terpapar  herbisida  di daerah  Mojokerto.  Beberapa  khamir  tersebut  memiliki kemampuan  dalam  menghasilkan  Hormon  IAA,  namun kemampuan dalam mendegradasi atrazin dengan penambahan  sumber  karbon  dan  nitrogen  belum  diketahui. Berdasarkan  latar  belakang  tersebut  maka  dilakukan penelitian  tentang  pengaruh  sumber  nutrisi  terhadap degradasi atrazin.

## II. METODOLOGI

## A.Persiapan Alat dan Bahan
Peralatan  yang  digunakan  pada  penelitian  ini  yaitu  botol UC,  cawan  petri,  gelas  ukur,  erlenmeyer,  neraca  analitik, colony  counter dan  pipet  mirko  .  Bahan  yang  digunakan untuk  pemuatan Atrazine  Mineral  Salt (AMS)  yaitu  0,4  g K 2 HPO 4 ;  0,2  g  KH 2 PO 4 ;  0,1  g  NaCl;  0,5  g  MgSO 4 .7H 2 O; 0,01 g MnCl 2 4H 2 O; 0,01 g Fe (SO 4 ) 3 , dan 0,01 g Na 2 MoO 4 dalam  1  L  aquades  dan  atrazin  dengan  konsentrasi  60 µ g/L dalam  pelarut  methanol  1%.  Sedangkan  bahan  yang digunakan  untuk  pembuatan Yeast  Malt  Ekstrak  Agar (YMEA)  yaitu  3  g yeast  extract ,  3  g malt  extract ,  5  g pepton, 10 g glukosa, 20 g agar dalam 1 L aquades.

## B. Persiapan isolat
Pada  penelitian  ini  menggunakan  isolat  khamir  yang didapatkan  dari  uji  pendahuluan  screening  isolat  dan  uji dosis  respon  isolat  khamir  dari  laboratorium  Mikrobiologi dan  Bioteknologi  Biologi  ITS  Yang  diisolasi  dari  lahan pertanian kawasan ITS serta lahan pertanian jagung dan tebu kawasan mojokerto .

## C. Pelakuan Penambahan Sumber Nutrisi
Pengaruh  sumber  nutrisi  nitrogen  dan  karbon  dalam mendegradasi  atrazin  dilakukan  pada  botol  UC  yang  berisi 10%  (v/v)  kultur  khamir  dan  90  mL  AMS  steril  dengan konsentrasi  atrazin  yaitu  60µg/L.  Uji  pengaruh  sumber nutrisi  karbon  dilakukan  dengan  penambahan  senyawa karbon  berbeda  seperti  glukosa  dan  laktosa  sebanyak  1  g/L dalam  medium.  Sedangkan  pengaruh  sumber  nutrisi nitrogen  dilakukan  penambahan  senyawa  nitrogen  yang berbeda seperti urea dan ammonium  nitrate sebanyak 1  g/L dalam medium.
Semua  kultur  uji  di  inkubasi  pada  suhu  ruang  selama  8 hari pada kondisi gelap  menggunakan rotary shaker dengan kecepatan  120  rpm.  Masing  masing  uji  dilakukan  dengan  3 kali pengulangan [13].

## D. Analisis Persentase Degradasi
Pengukuran persentase degradasi atrazin dilakukan tiap 2 hari  sekali  dari  hari  ke-0  hingga  hari  ke–8  masa  inkubasi (H0,  H2,  H4,  H6,  dan  H8)  menggunakan  panjang gelombang  maksimum  atrazin,  yaitu  222  nm  [7].  Pada masing-masing  kultur  isolat  yang  berisi  54  mL  medium
AMS serta atrazin konsentrasi 60 µ/L, diukur absorbansinya sebelum  diinkubasi  (H0)  dan  setelah  diinkubasi  (H2,  H4, H6, dan H8) pada panjang gelombang 222 nm, yaitu dengan cara  mengambil  sebanyak  3  mL  kultur  dan  disentrifugasi pada kecepatan 9000 x g selama 20 menit dengan suhu 4⁰C. Supernatan  diambil  dengan  disaring  melalui  0,2  μm membrane  filter ,  lalu  filtrat  dimasukkan  dalam  diukur absorbansinya menggunakan spektrofotometer dengan λ 222 nm.  Persentase  degradasi  atrazin  ditentukan  menggunakan rumus sebagai berikut [15]:
Persen degradasi = Ab – Aa 𝐴𝑏 x 100 Keterangan:
1. Ab  Absorbansi  senyawa  sebelum  degradasi  pada panjang gelombang 222 nm
2. Aa  Absorbansi  senyawa  pada  panjang  gelombang  222 nm setelah degradasi.
Pada  tiap  perlakuan,  dilakukan  tiga  kali  pengulangan dengan  sampel  tanpa  penambahan  sumber  nutrisi  sebagai kontrolnya.

## E. Analisis Viabilitas Sel
Uji  viabilitas  khamir  sebagai  agen  degradasi  atrazin dilakukan  menggunakan  metode  TPC.  Perhitungan  TPC dilakukan  menggunakan  medium  YMEA.  1  mL  Biakan dimasukkan  ke  dalam  akuadest  steril  9  ml,  suspensi dihomogenkan  menggunakan  vorteks.  Suspensi  sel  khamir kemudian  di  encerkan  hingga  tingkat  pengenceran  10 -4 ,. Sebanyak 1 ml dari suspensi pengenceran 10 -1 , 10 -2 dan 10 -3 diinokulasikan  dengan  metode pour  plate menggunakan medium  YMEA.  Inkubasi  selama  48  jam  pada  suhu  28 0 C. Perhitungan  Colony  Forming  Unit  (CFU)  dengan  rumus berikut [16]:
Jumlah CFU/ml
= Jumlah rata − rata koloni yang tumbuh Volume inokulum X faktor pengenceran

## III. HASIL DAN PEMBAHASAN
A. Analisa Persentase Degradasi .
Gambar 1. Grafik Persentase Degradasi atrazin (%). Keterangan:  K0:  Kontrol  (AMS+Isolat),  K1:  AMS+  glukosa+  isolat,  K2: AMS+  laktosa+  isolat,  K3:  AMS+  Urea+  isolat,  K4:  AMS+  Ammonium nitrat+isolat,  H0:  Hari  ke  0,  H2:  Hari  ke  2,  H4:  Hari  ke  4,  H6:  Hari  ke  6, H8: Hari ke 8.
Biodegradasi  merupakan  perombakan  atau  pemecahan bahan organik yang dilakukan oleh agen biologis. Proses ini berupa rangkaian reaksi biokimia yang memerlukan kondisi lingkungan  yang  sesuai  [17].  Pada  proses  biodegradasi atrazin,  penurunan  konsentrasi  atrazin  diakibatkan  adanya mineralisasi  atrazin  yang  dilakukan  mikroorganisme  [18]. Persentase  degradasi  atrazin  dilakukan  dengan  mengukur
absorbansi  filtrat  yang  merupakan  hasil  sentrifugasi  dan filtrasi  masing-masing  kultur  uji  pada  H0,  H2,  H4,  H6  dan H8. Hasil  persentase  degradasi  digambarkan  melalui Gambar 1.
Persentase  degradasi  atrazin  oleh  TB1  mengalami peningkatan  dari  H0  sampai  H8.  Hal  ini  menunjukkan bahwa  isolat  khamir  mampu  mendegradasi  atrazin  yang terdapat  dalam  medium.  Selain  itu,  semakin  lama  waktu inkubasi  maka  kadar  atrazin  akan  semakin  berkurang.  Hal ini  menandakan  bahwa  mikroorganisme  seperti  khamir dapat  memanfaatkan  suatu  substrat  dalam  medium. Ketersediaan  atrazin  dalam  medium  yang  terus  berkurang juga  menandakan  bahwa  atrazin  dapat  menjadi  sumber nutrisi  yang  dapat  dimanfaatkan  oleh  sel  mikroorganisme [19]. Hal ini sesuai dengan literatur yang menyatakan bahwa atrazin  dapat  dimanfaatkan  oleh  mikroorganisme  tertentu sebagai sumber karbon dan nitrogen [5].
Dapat  dilihat  pada  Gambar  1  dimana  jenis  perlakuan  K0 mengalami persentase degradasi yang paling besar pada hari ke  8  yaitu  sebesar  62,18%.  Kemudian  diikuti  dengan  jenis perlakuan  K1  dan  K2  pada  lama  waktu  H8  yaitu  sebesar 57,49% dan 50,70%. Sedangkan untuk perlakuan K3 dan K4 pada  lama  waktu  H8  mendapatkan  hasil  persentase degradasi  41,63%  dan  34,81%. Jika  dibandingkan  dengan perlakuan  medium  tanpa  penambahan  nutrisi  (kontrol/K0) pencapaian  persentase  degradasi  dari  tiap  perlakuan  lebih kecil.  Namun  dari  perlakuan  penambahan  sumber  karbon dan  nitrogen,  kelompok  penambahan  nutrisi  karbon memiliki  pencapaian  persentase  degradasi  lebih  besar dibandingkan dengan penambahan nitrogen.
Penambahan  sumber  karbon  seperti  glukosa  (K1)  pada proses  degradasi  atrazin  dapat  mengakibatkan  adanya kometabolisme  atau  adanya  stimulasi  penambahan  sumber nutrisi lain untuk memanfaat sumber nutrisi pokok [20]. Hal ini  disebabkan  oleh  penambahan  glukosa  berperan  dalam membantu  metabolisme  biakan  Candida  dalam  suatu medium  [21].  Pada  perlakuan  penambahan  laktosa  (K2) pencapaian  persentase  degradasi  berada  pada  posisi  ketiga setelah  perlakuan  penambahan  glukosa.  Hal  ini  disebabkan oleh ketidakmampuan kelompok Candida dalam memfermentasi  jenis  karbohidrat  laktosa.  Ketidakmampuan dalam  fermentasi  laktosa  dapat  di  buktikan  dengan melakukan  uji  biokimia,  jika  menunjukkan  hasil  negatif maka  dapat  di  simpulkan  bahwa  Candida  tidak  dapat memanfaatkan  laktosa  sebagai  sumber  nutrisi  [22].  Oleh karena  itu  pada  perlakuan  penambahan  laktosa  diketahui bahwa  persentase  degradasi  yang  cukup  besar  menandakan bahwa  Candida  TB1  memanfaatkan  atrazin  secara  optimal sebagai sumber karbon dan nitrogen.
Pada  penggunaan  sumber  Nitrogen  yaitu  penambahan ammonium  nitrat  (K3)  dan  urea  (K4)  menunjukkan persentase yang lebih rendah daripada perlakuan penambahan  nitrogen.  Hal  ini  dapat  diasumsukan  bahwa pemanfaatan  atrazin  sebgai  sumber  karbon  dan  nitrogen tidak  optimal.  Ammonium  nitrat  dan  urea  merupakan  salah satu  contoh  sumber  nitrogen  untuk  sel  khamir.  Nitrogen merupakan salah satu makronutrien penting bagi kelangsungan  hidup  sel  khamir,  nitrogen  memiliki  peran dalam komponen biosintesis asam amino, asam nukleat dan metabolit  sekunder.  Nutrisi  nitrogen  tersedia  dalam  bentuk organik  dan  anorganik.  Amonium  nitrat  merupakan  salah satu nitrogen anorganik sedangkan urea merupakan nitrogen organik  [23].  Hasil  persentase  degradasi  perlakuan penambahan  amonium  nitrat  (K3)  lebih  tinggi  daripada
penambahan  urea  (K4).  Hal  ini  dapat  di  sebabkan  oleh ketertarikan  sel  khamir  dalam  memanfaatkan  nutrisi nitrogen.  Rendahnya  persentase  degradasi  pada  perlakuan K4 menandakan bahwa sel khamir lebih memanfaatkan urea daripada  amonium  nitrat.  Urea  sebagai  nitrogen  organik dapat berperan sebagai peningkatan metabolisme sel khamir sedangkan amonium nitrat sebagai nitrogen anorganik dapat berperan  dalam  meningkatkan  produksi  metabolit  sekunder [24].
Penambahan  sumber karbon dan  nitrogen pada degradasi atrazin  memberikan  hasil  penurunan  persentase  degradasi dibandingkan  dengan  perlakuan  kontrol  (K0),  Pen ambahan sumber nutrisi  menunjukkan  efek negatif pada biodegradasi atrazin. Sebagai contoh penambahan sumber nitrogen dalam proses  degradasi  atrazin  menekan  mineralisasi  atrazin.  Hal ini  diakibatkan  oleh  ketersediaan  nitrogen  lain  menekan katabolisme senyawa atrazin yang dilakukan oleh mikroorganisme,  karena  mikroorganisme  lebih  memilih memanfaatkan  sumber  nitrogen  eksternal  daripada  rantai  N yang terdapat pada struktur senyawa atrazin [5].
Selanjutnya  untuk  mengetahui  pengaruh  perlakuan penambahan  sumber  karbon  dan  lama  waktu  terhadap persentase degradasi dilakukan uji statistik. Normalitas data diuji  dengan  menggunakan Kolmogorov-smirnov dan homogenitas  diuji  menggunakan Levene  Test .  Hasil  uji menunjukkan  bahwa  data  berdistribusi  normal  dengan  nilai signifikansi  0,283  >  0,05  (lampiran  5)  namun  tidak homogen  dengan  nilai  signifikansi  0,000  <  0.05  Menurut [25]  apabila  ukuran  data  beskala  besar  >  30,  maka homogenitas  tidak  berpengaruh,  dan  uji  lanjut  dapat menggunakan ANOVA dengan syarat data normal. Sehingga untuk  mengetahui  pengaruh  penambahan  sumber  karbon dan  nitrogen  dan  waktu  terhadap  presentase,  maka dilakukan  uji ANOVA  Two  Way  test ,  hasil  uji  interaksi perlakuan  dan  lama  waktu  menunjukkan  nilai  sig  0,000  > 0,05 hal tersebut menunjukkan bahwa perlakuan penambahan  sumber  nutrisi  dan  lama  waktu  berpengaruh terhadap  persentase  degradasi  atrazin.  Dikarenakan  data bersifat  tidak  homogen,  maka  digunakan  uji  lanjut  dengan Games  Howell untuk  melihat  kelompok  perlakuan  mana yang  menunjukkan  perbedaan  signifikan.  Berdasarkan  hasil uji Games  Howell ,  perlakuan  yang  menunjukkan  nilai signifikansi  terbanyak  adalah  K0H8  (kontrol  hari  ke-8) dimana  data  tersebut  memiliki  nilai  persentase  tertinggi dibandingkan dengan kelompok perlakuan yang lain kecuali perlakuan K1H8 (penambahan glukosa hari ke-8) dan K2H8 (penambahan  laktosa  hari  ke-8).  Data  terbesar  K0H8 mencapai persentase degradasi 62,18%.

## B. Analisa Viabilitas Khamir
Pertumbuhan  sel  khamir  dihitung  menggunakan  metode TPC  dengan  pengenceran  pengenceran  bertingkat dan dilakukan  pengamatan  pada  hari  ke  0,  hari  ke  2,  hari  ke  4, hari  ke  6  dan  hari  ke  8.  Metode  TPC  dimaksudkan  untuk menunjukkan  jumlah  mikroorganisme  yang  terdapat  dalam suatu kultur dengan cara menghitung koloni mikroorganisme  yang  ditumbuhkan  pada  media  agar  [26]. Hasil uji viabilitas sel dapat digambarkan melalui Gambar 2. Berdasarkan  hasil  uji  terlihat  bahwa  hampir  pada  semua perlakuan  jumlah  sel  khamir  terjadi  fluktuatif  dari  H0 sampai  H8.  Peningkatan  dan  penurunan  pertumbuhan jumlah  sel  khamir  yang  tumbuh  pada  medium  TPC  dapat diakibatkan  karena  viabilitas  mikroorganisme  dipengaruhi oleh kondisi lingkungan atau faktor yang dapat
mempengaruhi  pertumbuhan  khamir  pada  medium  seperti suhu,  pH,  waktu  inkubasi  dan  konsentrasi  substrat  yang dapat digunakan oleh khamir untuk tumbuh [27].
Berdasarkan  Gambar  2  dapat  diketahui  bahwa  rata-rata hasil  TPC  terbesar  yaitu  pada  jenis  perlakuan  K1  dengan lama  waktu  inkubasi  2  hari  yaitu  sebesar  25,7  x  10 5 CFU/mL.  Pada  perlakuan  kontrol  (K0)  sel  khamir  tetap mengalami  pertumbuhan,  hal  ini  dikarenakan  meskipun tidak  ada  penambahan  sumber  nutrisi  isolat  khamir  tetap dapat  memanfaatkan atrazin  yang ditambahkan dalam  suatu media sebagai sumber karbon dan nitrogen [28].
Dari data tersebut hasil perlakuan yang paling tinggi yaitu dari  perlakuan  penambahan  sumber  nutrisi  karbon  (K1dan K2)  dibandingkan  dengan  data  kontrol  (K0)  dan  perlakuan penambahan sumber nutrisi  nitrogen (K3 dan K4) . Sumber karbon merupakan bahan organik dalam bentuk nutrien yang dimanfaatkan  oleh  sel  khamir  untuk  pertumbuhan.  Sel-sel khamir menyerap sumber karbon untuk pembentukan sel-sel tubuh  sehingga  jumlah  koloni  khamir  akan  semakin meningkat.  Kelompok  gula  monosakarida  yang  sering digunakan sebagai sumber karbon utama pada  pertumbuhan mikroorganisme  adalah  glukosa  memiliki  susunan  rantai karbon  sederhana  yang  lebih  mudah  dimanfaatkan  oleh mikroorganisme sebagai sumber nutrisi [29]. Oleh karna itu pada  perlakuan  penambahan  glukosa  (K1  )  mengalami pertumbuhan  optimal  dan  terbesar  daripada  perlakuan  lain pada  hari  ke-2  (H2).  Hasil  viabilitas  sel  disusul  oleh penambahan  nutrisi  laktosa  (K2).  Pada  perlakuan  K2 mengalami  peningkatan  jumlah  sel  pada  hari  ke-2, sedangkan  hari  ke-2  sampai  4  pertumbuhan  sel  mengalami fase  stasioner.  Kenaikan  sel  terjadi  lagi  pada  hari  ke-6 hingga ke-8.
Gambar 2. Rata-rata Viabilitas Sel. Keterangan:  K0:  Kontrol  (AMS+Isolat),  K1:  AMS+  glukosa+  isolat,  K2: AMS+  laktosa+  isolat,  K3:  AMS+  Urea+  isolat,  K4:  AMS+  Ammonium nitrat+isolat,  H0:  Hari  ke  0,  H2:  Hari  ke  2,  H4:  Hari  ke  4,  H6:  Hari  ke  6, H8: Hari ke 8.
Kenaikan sel dapat diakibatkan oleh pengomptimalan  sel khamir  dalam  memanfaatkan  substrat  dalam  medium. Candida TB1  tidak  mampu  memfermentasi  laktosa,  sesuai dengan  uji  biokimia  yang  menunjukkan  hasil  negatif  pada uji  fermentasi  laktosa  [24]. Candida  TB1 secara  optimal memanfaatkan  atrazin  yang  ada  dalam  medium  sebagai sumber  karbon  dan  nitrogen.  Hal  ini  terjadi  pula  pada perlakuan  tanpa  penambahan  sumber  nutrisi  (K0).  Sel khamir  tidak  memperoleh  sumber  nutrisi  ekternal  yang mendukung peningkatan  jumlah sel  sehingga  sel-sel khamir memanfaatkan  atrazin  sebagai  satu-satunya  sumber  karbon dan nitrogen.
Pada  perlakuan  penambahan  sumber  nitrogen  amonium nitrat  (K3)  dan  urea  (K4)  menunjukan  hasil  viabilitas  sel
yang  cenderung  lebih  rendah  dari  perlakuan  dengan penambahan  karbon.  Hal  ini  dapat  disebabkan  oleh rendahnya unsur C pada substrat membuat ketiga perlakuan menunjukkan  hasil  yang  rendah  daripada  perlakuan penambahan  karbon.  Sesuai  literatur  yang  menyatakan bahwa  karbon  merupakan  kelompok  monosakarida  yang berfungsi  sebagai  peningkat  metabolisme  sel  khamir  dan pertumbuhan  sel  [21].  Sedangkan  Nutrisi  lain  yang dimanfaatkan  sel  khamir  adalah  nitrogen.  Khamir  mampu menggunakan  sumber  nitrogen  organik  maupun  anorganik yang  digunakan  sebagai  energi  dan  sintesis  komponen struktur sel fungsional di dalam sel [30].
Selanjutnya  analisis  data  dilakukan  dengan  uji  statistik nonparametrik  dengan  taraf  kepercayaan  0.05.  Berdasarkan uji normalitas data yang didapatkan dari perhitungan jumlah total  sel  khamir  tidak  berdistribusi  normal  dengan  nilai signifikansi  0,001.  Sehingga  dilakukan  analisis  secara nonparametrik dengan menggunakan uji Kruskall Walis dan nilai  signifikasi  pada  uji  Kruskall  Walis  yaitu  sig  <  0,05 yang  berarti  kombinasi  perlakuan  penambahan  sumber nutrisi  dan  lama  waktu  berpengaruh  terhadap  pertumbuhan jumlah sel khamir. Untuk mengetahui nilai signifikasi maka dilakukan uji Man-Whitney U test . Jika sig <0,05 maka H0 ditolak dan jika nilai sig > 0,05 maka H0 diterima [31].
Dari  hasil  uji  diketahui  bahwa  Perbedaan  sumber  nutrisi mempengaruhi trend atau  kecenderungan  viabilitas  sel. Perlakuan  K1,  K2  dan  K3  menunjukkan  kecenderungan peningkatan jumlah sel pada hari ke-6  hingga hari ke-8 dan tidak  terdapat  perbedaan  signifikan,  hal  ini  sesuai  dengan trend persentase  degradasi  K1,  K2  dan  K3  yang menunjukkan  penigkatan  pada  hari  ke-6  hingga  hari  ke-8. Sebaliknya,  pada  perlakuan  K0  dan  K4  pada  hari  ke-6 hingga  hari  ke-8  cenderung  menurun  namun  persentase degradasi  tetap  meningkat.  Perlakuan  K2  dan  K0  memiliki asumsi  yang  sama  dimana Candida TB1  memanfaatkan atrazin  sebagai  satu-satunya  sumber  karbon  dan  nitrogen namun trend viabilitas  K2 berada pada posisi kedua setelah K1  sedangkan  K0  berada  di  bawah  K2.  Akan  tetapi, perlakuan K2 dan K0 memiliki trend yang hampir sama dan tidak berbeda signifikan pada lama waktu inkubasi hari ke-0 hingga  hari  ke-8,  .  Pada  uji  signifikasi  Mann  Whitney kelompok  perlakuan  K4  Pada  lama  waktu  H0,  H2,  dan  H6 memberikan nilai signifikasi yang paling banyak dibandingkan kelompok perlakuan lain.

## IV. KESIMPULAN
Berdasarkan  penelitian  ini  penambahan  sumber  karbon dan  nitrogen  serta  lama  waktu  berpengaruh  terhadap persentase  degradasi  atrazin  dan  viabilitas  sel.  Persentase degradasi  atrazin  yang  memiliki  perbedaan  signifikan terbesar  ditunjukkan  pada  perlakuan  K0  hari  ke  8  dengan besar presentasi  mencapai 62,18 % sedangkan  viabilitas  sel yang  memiliki  perbedaan  signifikan  terbesar  ditunjukkan pada  perlakuan  (K4)  pada  H0,H2  dan  H6.  Hal  ini ditunjukkan  dari  penurunan  viabilitas  sel  pada  perlakuan penambahan urea

## DAFTAR PUSTAKA
[1] J.  Solomon,  A.  Kumar,  and  V.  S.  Santhi,  “Atrazine biodegradation  efficiency,  metabolite  detection,  and  trzD  gene expression  by  enrichment  bacterial  cultures  from  agricultural soil,” J.  Zhejiang  Univ.  B  (Biomedicine  Biotechnol. ,  vol.  14,  no. 12, pp. 1162–1172, 2013.
[2] H. Kalantari, M. R. Amirmoezi, Z. N. Khorasgani, A. Behfar, and A. Ameri, “Comparison atrazin concentration levels in the water at the inlet to the bottled water factories and water treatment plant no.  2  in  ahvaz  city  and  outlet  water  of  them  after  the  water treatment process,” Int.  J.  Curr.  Res.  Chem.  Pharm.  Sci. ,  vol.  3, no. 5, pp. 53–58, 2016.
[3] Y.  Zhang,  B.  Cao,  Z.  Jiang,  X.  Dong,  M.  Hu,  and  Z.  Wang., “Metabolic  ability  and  individual  characteristics  of  an  atrazin degrading consortium DNC5,” J. Hazard. Mater. , 2012.
[4] S.  Singh et  al. ,  “Toxicity,  degradation  and  analysis  of  the herbicide atrazin,” Environ. Chem. Lett. , vol. 16, no. 1, pp. 211– 237, 2018.
[5] M.  Dehghani,  S.  Nasseri,  and  H.  Hashemi.,  “Study  of  the bioremediation  of  atrazin  under  variable  carbon  and  nitrogen sources  by  mixed  bacterial  consortium  isolated  from  corn  field soil in fars province of iran,” J. Environ. Public Heal , 2013.
[6] D. O. Satife, A. Rahmawati, and M. Yazid, “Potensi khamir pada pengurangan  konsentrasi  uranium  dalam  limbah  organik  tbp- kerosin  yang  mengandung  uranium,”  in Prosiding  Seminar Nasional Teknologi Pengelolaan Limbah IX , 2011.
[7] E.  A.  Abigail,  V.  Lakshmi,  and  N.  Das,  “Biodegradation  of atrazin  by  Cryptococcus  laurentii  isolated  from  contaminated agricultural  soil,” J.  Microbiol.  Biotechnol.  Res. ,  vol.  2,  no.  3, 2012.
[8] S. Hogg, Essential Microbiology . England: Wiley.
[9] J.  Puspitasari  and  Khaeruddin,  “Kajian  bioremediasi  pada  tanah tercemar pestisida,” Kovalen , vol. 2, no. 3, 2016.
[10] R.  Broach,  “Nutritional  control  of  growth  and  development  in khamir,” Genetics , vol. 192, 2012.
[11] Wardani  and  R.  Agustini,  “Effect  of  concentration  khamir hydrolysate  enzimatic  (yhe)  as  suplements  culture  media  for growth lactobacillus bulgaricus,” UNESA J. Chem. , vol. 6, no. 1, 2017.
[12] R.  Abdelhafid,  S.  Houot,  and  E.  Barriuso.,  “Dependence  of atrazin  degradation  on  c  and  n  availability  in  adapted  and  non adapted soils,” Oil Biol. Biochem. , vol. 32, pp. 389–401, 2000.
[13] A.  Abigail  and  N.  Das.,  “Removal  of  atrazin  from  aqueous environment using immobilized Pichia kudriavzevii atz-en-01 by two  different  methods,” Int.  Biodeterior.  Biodegradation ,  vol. 104, pp. 53–58, 2015.
[14] S. Puspasari and N.H. Alami, “Uji Potensi Khamir yang Diisolasi dari  Rizosfer  dalam  Menghasilkan  IAA  dan  Antifungal,” Surabaya, 2017.
[15] B.  Rokade  and  G.  V.  Mali,  “Biodegradation  of  chlorpyrifos  by Pseudomonas desmolyticum ncim 2112,” Int. J. Pharma Bio Sci. , vol. 4, no. 2, pp. 609 – 616, 2012.
[16] D.  Marham,  Y.  Rustam,  and  D.  Sukmawati,  “Uji  kemampuan antagonisme  khamir  asal  daun  jati  (Tectona  grandis)  terhadap kapang  pengkontaminan  pada  pakan  ternak  ayam,” Bioma ,  vol. 12, no. 2, pp. 49–56, 2016.
[17] A.  Nugroho, Bioremidiasi  Hidrokarbon  Minyak  Bumi .  Jakarta: Bumi Aksara, 2003.
[18] Govantes,  O.Porrúa,  V.  G.  González,  and  E.  Santero,  “Atrazin biodegradation in the lab and in the field: enzimatic activities and gene regulation,” Microb. Biotechnol. , vol. 2, no. 2, pp. 178–185, 2009.
[19] Y.  Supriatin  and  M.Rahayyu,  “Modification  Of  Carry-Blair Transport Media For Storage Salmonella typhi,” J. Teknol. Lab. , vol. 5, no. 2, pp. 72–73, 2016.
[20] A.  Ngigi et  al. , “Effects  of carbon amendment on in situ atrazin degradation and total microbial biomass,” J. Environ. Sci. Heal. , vol. 48, 2013.
[21] W.  Getas,  “Pengaruh  penambahan  glukosa  dan  waktu  inkubasi pada  media  sda  (sabaroud  dextrose  agar)  terhadap  pertumbuhan jamur  Candida  albicans,” Media  Bina  Ilmiah51 ,  vol.  8,  no.  1, 2014.
[22] R.  Tjampakasari,  “Karakteristik  Candida  albicans,” Cermin Dunia Kedokt. , vol. 151, pp. 33–36, 2006.
[23] L. Gandjar, W. Samsuridzal, and A. Oetari, “Mikologi: dasar dan terapan,” Jakarta, 2006.
[24] M.  Carels.  and  Sherpherd,  “The  effect  of  different  nitrogen sources  on  pigment  production  and  sporulation  of  Monascus species  inj  submerged  shaken  culture,” Can.  J.  Microbiol. ,  vol. 23, pp. 1360–1372, 1977.
[25] Whidiarso,  “Sedikit  uji  Homogenitas  Data,” ugm.ac.id ,  2018. [Online].
Available: www.widhiarso.staff.ugm.ac.id/wp/?s=homogenitas+data.
[26] M.  Yunita,  Y.  Hendrawan,  and  R.  Yulianingsih,  “Analisis Kuantitatif  Mikrobiologi  Pada  Makanan  Penerbangan  (Aerofood ACS)  Garuda  Indonesia  Berdasarkan  TPC  (Total  Plate  Count) Dengan  Metode  Pour  Plate,” J.  Keteknikan  Pertan.  Trop.  dan Biosist. , vol. 3, no. 3, pp. 237–248, 2015.
[27] A. Rahman, Y. Tashiro, and K. Sonomoto, “Recent Advances In Lactic  Acid  Production  By  Microbial  Fermentation  Processes,” Biotechnol. Adv , vol. 31, 2013.
[28] A. Omotayo, M. Ilori, O. Obayori, and O. Amund, “Influence of pH,  temperature  and  nutrient  addition  on  the  degradation  of atrazin  by  Nocardioides  spp.  isolated  from  agricultural  soil  in Nigeria,” Malays.  J.  Microbiol. ,  vol.  12,  no.  4,  pp.  270–278, 2016.
[29] Safitri,  T.  C.  Sunarti,  and  A.  Meryandini,  “Formula  media pertumbuhan  bakteri  asam  laktat  Pediococcus  pentosaceus menggunakan  substrat  whey  tahu,” J.  Sumberd.  Hayati ,  vol.  2, no. 2, pp. 31–38, 2016.
[30] Yurliasni  and  Y.  Zakaria,  “Kajian  penambahan  khamir Kluyveromyces  lactis,  Candida  curiosa  dan  Brettanomyces custersii  asal  dadih  terhadap  konsentrasi  asam-asam  amino, lemak, organik dan karbohidrat susu kerbau fermentasi (dadih),” Bionatura-Jurnal  Ilmu-Ilmu  Hayati  Dan  Fis. ,  vol.  15,  no.  1,  pp. 54 – 59, 2013.
[31] P.  Permatasari,  H.  Dini,  and  F.  Raudhatul,  “Efektifitas  Media Mind  Map  Berbasis  Metode  Jenjang  terhadap  Hasil  Ressitensi,” Ar-Razi J. Ilm. , vol. 5, no. 2, 2017.