Profil Mikromorfologi Kecipir ( Psophocarpus tetragonolobus (L.) DC) Mutan Akibat Iradiasi Sinar Gamma Cobalt-60
Winged-bean Micromorphology Profile (Psophocarpus tetragonolobus (L.) DC) Mutants Due to Irradiation of Gamma Cobalt-60 Rays
Siti Samiyarsih, Anisa Rohma, Nurtjahjo Dwi Sasongko, Nur Fitrianto*
Departemen Botani, Fakultas Biologi, Universitas Jenderal Soedirman Jalan Dr. Suparno No. 63 Purwokerto 53122, Banyumas, Jawa Tengah, Indonesia Telp:(0281) 638794 Fax: (0281) 631700
*Korespondensi: nurfitrianto17@gmail.com
Diterima 6 Juni 2020 / Disetujui 15 Juli 2020

## ABSTRAK
Mutasi  fisik  menggunakan  sinar  Cobalt-60  merupakan  salah  satu  cara  yang  dapat  digunakan dalam  pemuliaan  tanaman.  Karaktrisasi  daun  kecipir  mutan  merupakan  bagian  dari  program  pemuliaan tanaman  untuk  mengetahui  keragaman  genetik  yang  berpengaruh  dalam  peningkatan  produksi.  Tujuan dari  penelitian  ini  adalah  mengetahui  struktur  anatomi  daun  kecipir  polong  pendek  yang  teradiasi  sinar Cobalt-60  dengan  dosis  75Gy  dan  lama  penyinaran  10  menit,  dan  mengetahui  perbedaan  karakter anatomi daun kecipir polong pendek pada tanaman tipe liar dan tanaman yang teradiasi sinar Cobalt-60 dengan  dosis  75Gy  dan  lama  penyinaran  10  menit.  Metode  penelitian  menggunakan  survey  dengan teknik  pengambilan  sampel  secara  acak.  Sampel  daun  dibuat  preparat  mikroskopis  dengan  membuat preparat  segar  dan  preparat  awetan  (metode  parafin).  Variabel  yang  diamati  adalah  karakter  anatomi daun kecipir, dengan parameter tebal kutikula, tebal epidermis, tebal mesofil, tebal daun, rasio palisade, ukuran stomata (panjang dan lebar) dan jumlah stomata. Metode analisis yang digunakan adalah secara deskriptif untuk mengetahui perbedaan karakter anatomi daun pada tanaman tipe liar dan tanaman yang termutasi sinar Cobalt-60.  Hasil  penelitian menunjukkan bahwa struktur anatomi daun kecipir terdiri  dari tiga sistem jaringan, yaitu epidermis, mesofil, dan jaringan vaskuler. Iradiasi sinar Cobalt-60 dengan dosis 75x10 menyebabkan penurunan terhadap tebal epidermis, tebal mesofil, tebal daun dan jumlah stomata per mm 2 luas daun. Daun kecipir yang teradiasi  memiliki tebal  epidermis atas 8,3 µm, epidermis bawah 4,5  µm;  tebal  mesofil  58;  tebal  daun  75,5  µm;  jumlah  stomata  atas  4,5  per  mm2  daun;  stomata  bawah 15,5 per mm 2 .
Kata kunci: Cobalt-60, kecipir, mikromorfologi, mutan.

## ABSTRACT
The characterization of the mutant winged bean leaf is a part of a plant breeding program to know the  genetic  diversity  that affecting  production  enhancement.  This  study  aimed  to  identify  the  anatomical structure  of  short-winged  been  leaf  that  had  been  irradiated  with  Cobalt-60  light  in  75Gy  dosage  for  10 minutes and to know the difference of anatomical character between wild type and mutant type by Cobalt- 60  irradiation  of  short-winged  bean  leaf.  The  study  was  conducted  by  a  survey  method  and  random sampling.  The  leaf  samples  were  made  in  two  different  samples  (fresh  and  preserved  paraffin).  The observed  variables  were  the  anatomical  characters  of  winged  leaves,  with  some  parameters  like  the
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
cuticle thickness, epidermis thickness, mesophyll thickness, leaves thickness, palisade ratio, stomata size (length  and  width)  and  the  stomata  density.  The  analytical  method  used  was  descriptive  to  know  the differences  of  leaf  anatomical  characters  between  control  and  mutated  by  plant  Cobalt-60.  The  result showed  that  the  anatomical  structure  of  winged  bean  leaves  consists  of  three  tissue  systems,  namely epidermis,  mesophyll,  and  vascular  tissue.  Irradiation  of  Cobalt-60  at  75Gy,  10  minutes  causes  the decrease in epidermis thickness, mesophyll thickness, leaves thickness, and the number of stomata per mm2. The winged been mutant leaf is characterized by 8,3 μm upper epidermis, 4,5 μm lower epidermis; mesophyll thickness 58 μm; leaves width 75.5 μm; and the number of upper stomata of 4.5 unit per mm2 and smaller stomata 15,5 unit per mm 2 . Keywords : Cobalt-60, micromorphology, mutant, winged-bean

## PENDAHULUAN
Kecipir  ( Psophocarpus  tetragonolobus (L.) DC)  merupakan  salah  satu  jenis  sayuran polong  yang  termasuk  dalam  famili  kacang- kacangan  (Fabaceae)  dan  sudah  dikenal  di Indonesia  meskipun  belum  dibudidayakan secara  luas.  Menurut  Rismunandar  (1983) penanaman  kecipir  belum  dilakukan  secara sungguh-sungguh    hanya  sebagai  tanaman pagar, sehingga informasi mengenai produksi  dan  keunggulannya  masih  sangat terbatas. Masyarakat
umumnya memanfaatkan tanaman kecipir hanya sebatas  polong  mudanya  saja  sebagai sayur,  sehingga  tidak  banyak  masyarakat yang  mengetahui  keunggulan  gizi  yang  ada pada tanaman kecipir.
Menurut  Setyohadi  et  al.  (2016)  biji  kecipir merupakan  salah  satu  bagian  dari  tanaman kecipir  yang  mempunyai  harapan  baik sebagai  sumber  protein  nabati,  karena kandungan proteinnya yang tinggi sekitar 30- 37%.  Protein  biji  kecipir  merupakan  protein yang  berkualitas  baik  karena  mengandung asam  amino  yang  lengkap  dengan  kadar yang tinggi. Kandungan asam amino esensial  penyusunannya  setara  dengan kedelai, bahkan kandungan asam amino lisin dan  sistein  lebih  tinggi  dari  pada  kedelai. Proporsi  kandungan  protein,  lemak  dan karbohidrat biji kecipir lebih unggul dibandingkan  daging  sapi,  domba  dan kacang-kacangan lainnya.
Kandungan  gizi  kecipir  antara  lain  protein, lemak,  karbohidrat,  kalsium, fosfor, zat  besi, vitamin A, vitamin B1 dan vitamin C. Menurut
Krisnawati (2010) keunggulan pada tanaman kecipir  akan  kandungan  proteinnya  yang sangat  tinggi  dapat  dimanfaatkan  sebagai sumber  pangan  alternatif  untuk  perbaikan gizi masyarakat, maka tanaman kecipir perlu dilakukan  upaya  peningkatan  produksi. Peningkatan produksi bisa dilakukan dengan berbagai  cara,  antara  lain  melalui  usaha pemuliaan  tanaman.  Pemuliaan  tanaman dapat  dilakukan  dengan  merakit  varietas unggul.  Salah  satu  upaya  peningkatan keragaman  yaitu  dengan  induksi  mutasi. Teknik mutasi merupakan salah satu metode pemuliaan tanaman yang banyak digunakan. Teknik  ini  menggunakan  agen  mutagen, seperti  sinar  Cobalt,  untuk  menginduksi terjadinya  mutasi  pada  tanaman.  Mutan- mutan  yang  dihasilkan  kemudian  dapat dijadikan  sebagai  populasi  dasar  untuk seleksi  dalam  program  pemuliaan  lebih lanjut (Sobir, 2007).
Upaya  untuk  mengetahui  keragaman  suatu tanaman dapat dilakukan berdasarkan karakter anatomi. Karakter anatomi merupakan salah satu karakter yang dipakai dalam  sistem  taksonomi  selain  karakter morfologi, karena menurut Sulistiarini (1989) karakter anatomi cenderung bersifat konstan dibandingkan karakter morfologi.
Karakteristik  jumlah  stomata,  bentuk  sel epidermis, dan struktur mesofil daun bersifat konstan  pada  setiap  spesies,  sehingga dapat dijadikan sebagai acuan untuk membantu  proses  identifikasi  dan  klasifikasi serta  menunjang  pengembangan  varietas unggul untuk mendukung program
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
pemuliaan  tanaman  (Rahayu  &  Handayani, 2008).
Kajian  secara  ilmiah  mengenai  tanaman kecipir ini perlu dilakukan sehingga tanaman kecipir  dapat  dibudidayakan  secara  optimal. Penerapan  teknik  mutasi  diharapkan  dapat memberikan  variasi  genetik  pada  tanaman kecipir.  Menurut  Maesaroh  et  al.  (2014) tanaman  yang  diberi  perlakuan  sinar  Cobalt menyebabkan peningkatan keragaman genetik  secara  acak.  Penggunaan  sinar Cobalt  efektif  untuk  memperoleh  varietas mutan  dalam  rangka  pemuliaan  tanaman. Hingga saat ini penelitian mengenai karakter anatomi  daun  kecipir  yang  termutasi  sinar Cobalt  masih  sangat  terbatas.  Berdasarkan uraian di atas, maka dirumuskan permasalahan  bagaimana  karakter  anatomi daun  kecipir  yang  mengalami  mutasi,  dan apakah terdapat perbedaan karakter anatomi  daun  kecipir  pada  tanaman  kontrol dan  tanaman  yang  mengalami  mutasi? Tujuan  penelitian  ini  adalah:  (1)  Mengetahui profil mikromorfologi daun kecipir (Psophocarpus tetragonolobus) polong pendek  yang  termutasi  sinar  Cobalt-60 dengan dosis 75 Gy dan lama penyinaran 10 menit.  (2)  Mengetahui  perbedaan  karakter anatomi daun kecipir (Psophocarpus tetragonolobus) polong pendek pada tanaman kontrol dan tanaman yang termutasi  sinar  Cobalt-60  dengan  dosis  75 Gy dan lama penyinaran 10 menit.
Manfaat  yang  diharapkan  dari  penelitian  ini adalah  memberikan  informasi  mengenai karakter anatomi daun kecipir ( P. tetragonolobus ) yang termutasi sinar Cobalt- 60.  Sehingga  dapat  digunakan  untuk meningkatkan  produksi  tanamna  kecipir khususnya dalam program pemuliaan tanaman.  Hasil  anatomi  daun  yang  diamati dapat digunakan
sebagai materi pembelajaran  anatomi  dan  perkembangan tumbuhan yang berhubungan dengan anatomi  daun  dikotil,  khususnya  pada tanaman kecipir.
BAHAN DAN METODE
Pembuatan dan pengamatan profil mikroanatomi  daun  kecipir  dilakukan  di Laboratorium Struktur Perkembangan Tumbuhan Fakultas Biologi UNSOED. Penelitian  ini  dilaksanakan  pada  bulan Februari  sampai  Juli  2017.  Bahan  yang digunakan  dalam  penelitian  ini  adalah  daun Kecipir  mutan  polong  pendek  yang  kontrol dan  yang  termutasi  sinar  Cobalt-60,  alkohol 96%,  xilol,  albumin-gliserin,  parafin,  entelan, kutek  bening,  etanol  absolut,  larutan  FAA, pewarna safranin 1%, dan aquades.
Alat  yang  digunakan  dalam  penelitian  ini adalah  mikroskop  cahaya,  rotary  microtom, kantong plastik, pipet tetes, cutter atau silet, object  glass,  cover  glass,  label,  gelas  ukur, pinset,  beaker  glass,  botol  flakon,  spidol marker,  alat  tulis,  kayu  holder  ukuran  2x2x2 cm,  baki,  bunsen,  stopwacth,  cawan  petri, hot plate, tissue, dan camera digital.
Pengambilan  sampel  daun  kecipir  yang digunakan sebagai sampel adalah dari daun kecipir polong pendek yang kontrol dan yang teradiasi  sinar  Cobalt-60.  Daun  kecipir  yang diambil  adalah  daun  ke  lima  dari  cabang yang  paling  ujung.  Masing-masing  daun diambil  dari  tiga  (3)  tanaman  sebagai ulangan. Sampel daun dibuat preparat segar dan  preparat  awetan  menggunakan  metode parafin.
Sampel daun kecipir yang diteliti karakteristik stomata  dibuat  preparat  segar  menurut Rompas  et  al.  (2011)  dan  Samiyarsih  et  al. (2020),  sebagai  berikut:  Setiap  bagian bawah dan atas daun kecipir diolesi dengan kutek tipis dan dibiarkan sampai mengering. Lapisan  kutek  bagian  bawah  dan  atas  daun kecipir dilepas kemudian diletakkan di object glass,  ditetesi  akuades  dan  ditutup  dengan cover  glass.  Preparat  segar  kemudian diamati di bawah mikroskop.
Pembuatan  Preparat  Anatomi  Daun  dengan Metode Parafin
Pembuatan  preaparat  organ  daun  dengan metode parafin menurut Sass (1958) adalah sebagai  berikut:  Daun  dipotong  ±  1  cm menggunakan  cutter  atau  silet  yang  tajam.

## Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
Fiksasi:  Potongan  daun  tersebut  kemudian dimasukkan  ke  dalam  botol  flakon  yang berisi  larutan  fiksatif  FAA  selama  24  jam. Komposisi  larutan  fiksatif  FAA  adalah formalin  5  ml,  asam  asetat  glasial  5  ml  dan alkohol  70%  90  ml.  Dehidrasi:  Setelah  24 jam larutan FAA dibuang lalu diganti alkohol dengan  konsentrasi  secara  bertingkat,  yaitu 70%,  80%,  96%  dan  etanol  absolut  I  &  II masing-masing selama 30 menit. Dealkoholisasi (penjernihan): Setelah dehidrasi  dilakukan  proses  dealkoholisasi (penjernihan) yaitu sampel daun dipindahkan ke  dalam  larutan  etanol-xilol  berturut-turut dengan  perbandingan  etanol  dan  xilol  3:1, 1:1, 1:3, xilol I, xilol II masing-masing selama 30 menit. Infiltrasi parafin: Potongan sampel daun  dimasukkan  ke  dalam  campuran xilol:parafin  1:9  selama  24  jam  di  dalam oven  dengan  temperatur  60 o C.  Setelah  24 jam,  campuran  xilol:parafin  1:9  diganti dengan parafin murni selama 2 jam di dalam oven  dengan  temperatur  60 o C.  Pembuatan Blok:  Selanjutnya  sampel  daun  ditanam dalam  kotak  karton  yang  berisi  parafin  cair, dan diatur posisisnya sehingga tepat berada ditengah  dan  terselubungi  oleh  parafin  dan dibiarkan  membeku.  Sectioning:  Parafin dilepaskan  dari  kotak  karton,  diiris  dengan hati-hati,  lalu  ditempel  pada  kayu  (holder) menurut  arah  sayatan,  dilakukan  dengan mencairkan  sebagian  blok  parafin  dengan skalpel  yang  telah  dipanasi  kemudian diletakkan  pada  kayu  (holder).  Blok  parafin yang  berisi  organ  daun  diiris  menggunakan mikrotom  putar  (rotary  microtom)  dengan tebal  irisan  ±  10  µm.  Penempelan  (Affixing) Pita-pita  hasil  irisan  kemudian  dilakukan perekatan dengan cara pita parafin diletakkan  di  atas  object  glass  yang  sudah diolesi  dengan  albumin:gliserin  (1:1)  dan akuades.  Object  glass  tersebut  kemudian diletakkan  diatas  hot  plate  sampai  pita parafin merenggang.
Pewarnaan: setelah pita parafin merenggang selanjutnya  dilakukan  deparafinisasi  dengan cara  object  glass  yang  berisi  pita  parafin direndam dalam staining jar secara
bertingkat  dengan  larutan  xilol  I,  xilol  II, xilol:etanol (3:1), xilol:etanol (1:1), xilol:etanol (1:3),  etanol  absolut,  alkohol  96%,  alkohol 80%, alkohol 70% masing-masing selama 30 menit.  Setelah  itu  object  glass  dimasukkan ke  dalam  zat  warna  safranin  1%  dalam alkohol  70%  selama  1-2  jam.  Dehidrasi dilakukan  secara  bertingkat  dengan  alkohol 70%,  alkohol  80%,  alkohol  96%,  dan  etanol absolut  masing-masing  selama  30  menit. Dealkoholisasi  secara  bertingkat  dengan etanol:xilol (3:1), etanol:xilol (1:1), etanol:xilol (1:3), xilol I, xilol II masing-masing selama 30 menit.  Penutupan  (Mounting):  Irisan  daun pada  object  glass  ditetesi  dengan  entelan dan  ditutup  dengan  cover  glass,  diberi  label dan dikeringkan di atas termostat pada suhu 450C sampai kering.
Pengamatan  Preparat  diamati  dibawah mikroskop.  Pengukuran  Tebal  Kutikula, Tebal  epidermis,  Tebal  Mesofil,  dan  tebal daun
Pengukuran  tebal  daun,  tebal  kutikula  dan tebal  mesofil  menurut  Sulistyaningsih  et  al. (1994)  dan  Samiyarsih  et  al  (2019)  adalah sebagai  berikut:  Preparat  awetan  daun kecipir  diletakkan  di  atas  meja  preparat mikroskop,  kemudian  dicari  fokus  bayangan preparat  pada  perbesaran  400x. Mikrometer okuler  dipasang  pada  tabung  lensa  okuler, kemudian  diatur  posisi  skala  sesuai  dengan tebal kutikula, tebal epidermis, tebal mesofil, dan  tebal  daun.  Dihitung  jumlah  skala  yang terukur,  kemudian  dikalikan  dengan  nilai kalibrasi skala mikrometer okuler. Pengukuran  tebal  kutikula,  tebal  epidermis, tebal mesofil, dan tebal daun dilakukan pada 3 sediaan daun sebagai ulangan.
Penghitungan  Rasio  Palisade:  Kalibrasi adalah  mencari  nilai  1  skala  mikrometer okuler, menurut Sass (1951), adalah sebagai berikut: Penghitungan rasio palisade
dilakukan menurut Sass (1958) dan Samiyarsih  et  al  (2020)  adalah  sebagai berikut: Preparat awetan penampang melintang  daun  kecipir  diletakkan  di  atas
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
meja  preparat  mikroskop,  kemudian  dicari fokus  bayangan  preparat  pada  perbesaran 400x.  Sel-sel  epidermis  (4  sel)  dan  sel-sel palisade  yang  ada  dibawahnya  dihitung jumlah  selnya.  Penghitungan  rasio  palisade dilakukan  pada  3  sediaan  daun  sebagai ulangan.  Pengukuran  Ukuran  (Panjang  & Lebar Stomata)
Pengukuran  ukuran  panjang  dan  lebar stomata  menurut  Sulistyaningsih  et  al. (1994)  dan  Samiyarsih  et  al.  (2020)  adalah sebagai  berikut:  Preparat  segar  irisan paradermal  daun  kecipir  diletakkan  di  atas meja  preparat  mikroskop,  kemudian  dicari fokus  bayangan  preparat  pada  perbesaran 400x.  Mikrometer  okuler  dipasang  pada tabung  lensa  okuler,  kemudian  diatur  posisi skala  sesuai  dengan  panjang  dan  lebar stomata. Dihitung jumlah skala yang terukur, kemudian  dikalikan  dengan  nilai  kalibrasi skala mikrometer okuler. Pengukuran panjang dan lebar stomata dilakukan hingga 3 kali ulangan.
Penghitungan  Jumlah  Stomata  per  mm 2 Penghitungan jumlah stomata  menurut Lestari  et  al.  (2009)    dan  Samiyarsih  et  al (2018)  adalah  sebaga  berikut:  Preparat segar  daun  kecipir  diletakkan  di  atas  meja preparat  mikroskop,  kemudian  dicari  fokus bayangan  preparat  pada  perbesaran  400x. Mikrometer  square  dipasang  di  dalam  lensa okuler  mikroskop.  Jumlah  stomata  dihitung berdasarkan luas mikrometer square. Perhitungan  jumlah  stomata  dilakukan  pada 3 sediaan daun sebagai ulangan.
Data  yang  diperoleh  dianalisis  secara deskriptif  untuk  mengetahui  perbedaan karakter  mikromorfologi  daun  kecipir  yang termutasi  dan  yang  tidak  termutasi  sinar Cobalt-60.

## HASIL DAN PEMBAHASAN
Struktur anatomi daun kecipir polong pendek (P.  tetragonolobus)  yang  teradiasi  sinar Cobalt-60.
Gambar 1. Irisan melintang daun   kecipir   polong pendek pada perbesaran   400x. Keterangan: 1. Kutikula atas,   2.  Epidermis  atas,  3.  Mesofil  4. Palisade,  5.  Bunga  karang,  6.  Epidermis  bawah,  7. Kutikula bawah, 8.  Berkas pengangkut.
Berdasarkan  pengamatan  terhadap struktur anatomi daun kecipir terdiri dari tiga (3)  sistem  jaringan  yaitu  epidermis,  mesofil, dan  berkas  pengangkut  (Gambar  1).  Daun dan  biji  kecipir  memiliki  kelenjar  sebagai penghasil minyak (Sasongko et al. 2018).
Daun  kecipir  memiliki  selapis  sel epidermis pada permukaan atas dan bawah. Daun  kecipir  yang  telah  diamati  tidak memiliki trikoma pada epidermis bagian atas maupun  epidermis  bawahnya.  Daun  kecipir termasuk  ke  dalam  dikotil  dimana  mesofil daun terdiferensiasi menjadi parenkim palisade  dan  parenkim  bunga  karang. Parenkim  palisade  hanya  terdapat  pada bagian  atas  yang  terdiferensiasi  sempurna memanjang  tegak  lurus  dengan  epidermis, tersusun  rapat  dan  mengandung  banyak kloroplas.  Parenkim  bunga  karang  terdapat di  bagian  bawah  dengan  ukuran  relatif  kecil membulat, susunanya tidak teratur sehingga banyak  mengandung  rongga  udara.  Berkas pengangkut  yang  berupa  xilem  dan  floem terdapat  pada  bagian  tulang  daun  dan letaknya  ada  pada  daerah  parenkim  bunga karang, serta memiliki tipe berkas pengangkut  tipe  kolateral  terbuka  yaitu diantara  xilem  dan  floem  terdapat  kambium. Daun  kecipir  termasuk  dalam  tipe  daun dorsiventral  atau  bifasial  yaitu  daun  yang memiliki  parenkim  palisade  di  satu  sisi  dan parenkim  bunga  karang  di  sisi  yang  lain
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
(Fahn,  1991).  Berdasarkan  pengamatan anatomi,  daun  kecipir  tidak  ditemukannya
trikoma pada permukaan atas dan bawahnya.  Stomata  pada  kecipir  termasuk ke dalam tipe stomata anisositik yaitu setiap sel  penjaga  dikelilingi  oleh  tiga  sel  tetangga yang ukurannya tidak sama, dan sel penutup berbentuk  ginjal  (Gambar  2).  Letak  stomata daun  kecipir  polong  pendek  berada  pada permukaan  atas  dan  permukaan  bawah daun  sehingga  disebut  amfistomatik  (Fahn, 1991)  serta  memiliki  stomata  yang  letaknya menyebar.  Permukaan  epidermis  atas  dan epidermis  bawah  daun  kecipir  terdapat stomata  yang  jumlahnya  pada  permukaan bawah lebih banyak dibandingkan
permukaan atas. Sesuai dengan pernyataan
Campbell et al., 2003), jumlah stomata lebih banyak pada permukaan bawah dibandingkan  permukaan  atas  daun,  hal  ini merupakan  suatu  mekanisme adaptasi terhadap lingkungan darat.
Gambar 2. Stomata daun kecipir polong   pendek (perbesaran 400x (A) tanaman
kontrol (B) tanaman teradiasi sinar Cobalt-60 (75x10). Keterangan:  1.  Sel  epidermis,  2.  Sel  tetangga,  3.  Sel penutup, 4. Porus, 5. Mikrometer line
Sehingga  hal  tersebut  dapat  mengurangi transpirasi pada permukaan (Tambaru et al., 2014).
Iradiasi  sinar  Cobalt-60  pada  tanaman kecipir tidak menunjukkan adanya perubahan  pada  struktur  anatomi  daun.
Perubahan  terjadi  dalam  hal  ukuran  dan jumlah,  terlihat  dari  ketebalan  kutikula,  tebal
epidermis,  tebal  mesofil,  tebal  daun,  ukuran stomata, jumlah stomata, dan rasio palisade. Struktur  daun  kecipir  yang  teradiasi  sinar Cobalt-60 tidak menunjukkan adanya kerusakan,  tetapi  menyebabkan  sedikit perbedaan jika dibandingkan dengan kontrol. Hasil pengamatan terhadap karakter anatomi  daun  kecipir  yang  teradiasi  sinar Cobalt-60  dengan  dosis  75x10  dan  daun kecipir kontrol (tanpa radiasi) diperoleh hasil seperrti yang tersaji dalam tabel 1.

## Tebal Kutikula
Berdasarkan hasil pengamatan, pada permukaan  atas  tanaman  kontrol  memiliki tebal  kutikula  sebesar  1,2  µm,  sedangkan tanaman  teradiasi  yaitu  1,4  µm,  permukaan bawah  pada  tanaman  kontrol  memiliki  tebal kutikula  sebesar  1  µm,  sedangkan  tanaman yang  teradiasi  yaitu  1,2  µm  (tabel  1). Tanaman  kecipir  yang  terkena  radiasi  sinar Cobal-60  dengan  dosis  75x10  memiliki kutikula  yang  lebih  tebal  pada  permukaan atas  dibandingkan  dengan  tanaman  kontrol. Hal tersebut terkait respon tanaman terhadap lingkungan. Tanaman yang
teradiasi  diduga  lebih  responsif  terhadap sinar Cobalt-60 dibandingkan dengan tanaman kontrol dengan meningkatkan tebal kutikula  pada  permukaan  atasnya,  sehingga dapat  mengurangi  laju  transpirasi  pada daun.  Menurut  Qosim  (2006)  tanaman  yang memiliki tebal kutikula lebih besar kemungkinan  memiliki  sifat  lebih  toleran terhadap  kekeringan,  karena  kutikula  yang lebih tebal dapat mengurangi laju transpirasi air.  Kutikula  juga  befungsi  untuk  melindungi
Tabel 1. Rata-rata karakter anatomi daun kecipir polong pendek ( Psophocarpus tetragonolobus ) (µm).
Kecipir polong pendek Tebal kutikula (µm) Tebal epidermis (µm) Tebal mesofil (µm) Tebal daun (µm) Rasio palisade (per sel)
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
tanaman  dari  serangan  hama  dan  penyakit. Menurut Dickison (2000) iradiasi sinar Cobalt dapat  meningkatkan  ketebalan  kutikula, epidermis,  palisade  dan  tebal  daun  pada tanaman,  walaupun  kisaran  kenaikannya bervariasi  dan  tidak  menunjukkan  pola terhadap kenaikan dosis iradiasi.

## Tebal Epidermis
Berdasarkan pengukuran tebal epidermis,  pada  permukaan  atas  tanaman kontrol  memiliki  tebal  epidermis  sebesar 10,8 µm, sedangkan tanaman yang teradiasi 8,3  µm.  Permukaan  bawah  pada  tanaman kontrol  mempunyai  tebal  epidermis  sebesar 5,3 µm, sedangkan pada tanaman teradisasi 4,5  µm.  Tanaman  kecipir  yang  terkena radiasi  sinar  Cobal-60  dengan  dosis  75x10 memiliki epidermis yang lebih tipis dibandingkan  dengan  tanaman  kontrol.  Hal tersebut  disebabkan  karena  radiasi  sinar Cobalt bersifat secara acak, sehingga radiasi dapat  meningkatkan  pertumbuhan  atau menyebabkan  kematian  pada  tanaman, iradiasi  sinar  Cobalt  pada  tanaman  bisa berdampak  positif  dan  berdampak  negatif (Sutapa  &  Kasmawan,  2016).  Perubahan ketebalan  epidermis  akibat  iradiasi  sinar Cobalt-60  dapat  terjadi  karena  sifat  ionisasi sinar  Cobalt  dapat  menembus  lapisan epidermis  dan  menyebabkan  perubahan. Faktor  lain  yang  berpengaruh  terhadap karakter anatomi daun selain dari radiasi
adalah  lingkungan  seperti  ketersediaan  air, intensitas  cahaya,  konsentrasi  CO 2 ,  dan temperatur  dapat  mempengaruhi  ketebalan epidermis.

## Tebal Mesofil
Mesofil pada tanaman kontrol maupun  tanaman  yang  terkena  radiasi menunjukkan  adanya  perbedaan  dalam  hal ketebalan. Berdasarkan pengukuran, tanaman  kontrol  memiliki  tebal  mesofil sebesar 77,8 µm,  sedangkan tanaman yang teradiasi  mempunyai  tebal  mesofil  sebesar 58  µm  (tabel  1).  Tanaman  kecipir  yang terkena radiasi sinar Cobal-60 dengan dosis 75x10  memiliki  mesofil  yang  lebih  tipis  dari tanaman  kontrol.  Tanaman  yang  terkena radiasi terlihat mempunyai parenkim palisade  lebih  pendek  dari  tanaman  kontrol, dan banyak mengandunng kloroplas sehingga  mesofilnya  terlihat  lebih  kecil (gambar  3).  Iradiasi  sinar  Cobalt-60  diduga menyebabkan  perubahan  pada  ketebalam mesofil  daun  yang  terjadi  pengurangan ukuran  sel  palisade,  yang  didukung  dengan faktor  lingkungan  seperti  kekeringan  yang dapat  mempengaruhi  perubahan  karakter anatomi daun. Menurut penelitian Purwitasary  (2006)  menyatakan  bahwa terjadi pengurangan ukuran sel palisade dan ruang  interseluler  pada  mesofil  bunga karang akibat cekaman kekeringan. Jaringan mesofil  merupakan  bagian  utama  yang menyusun helaian daun, sehingga perubahan  ketebalan  pada  mesofil  akan sangat berpengaruh pada ketebalan daun.
Atas Bawah Atas Bawah Kecipir Kontrol 1.2 1 10.8 5.3 77.8 101.8 5.5 Kecipir mutan  (Dosis 75 x 10) 1.4 1.2 8.3 4.5 58 75.5 6.1 Perbedaan (%) ±14% ±16% ±23% ±15%
±25% ±25% ±9%
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
Gambar 3. Irisan melintang anatomi daun kecipir polong pendek pada perbesaran 400x (A) Tanaman
kontrol  (B)  Tanaman  teradiasi  sinar Cobalt-60 (75x10).

## Tebal Daun
Berdasarkan hasil pengukuran, tanaman kontrol memiliki tebal daun sebesar 101,8 µm, sedangkan tanaman yang teradiasi  memiliki  tebal  daun  sebesar  75,5 µm  (tabel  1).  Tanaman kecipir  yang  terkena radiasi  sinar  Cobal-60  dengan  dosis  75x10 memiliki  tebal  daun  lebih  tipis  dari  tanaman kontrol.  Terlihat  pada  gambar  3  tanaman kontrol memperlihatkan bahwa tebal epidermis,  palisade  dan  bunga  karang  lebih besar  dari  tanaman  yang  terkena  radiasi. Tanaman  yang terkena radiasi  sinar  Cobalt- 60  dengan  dosisi  75x10  pada  penelitian  ini menyebabkan ukuran ketebalan daun menjadi  kecil,  hal  tersebut  disebabkan terjadinya  sifat  yang  dapat  menurunkan ukuran  akibat  radiasi  sinar  Cobalt-60  yang terjadi  secara  acak  (Lestari  et  al.,  2009). Pengaruh iradiasi sinar Cobalt secara biologi didasarkan pada interaksi dengan atom atau molekul  dalam  sel,  serta  partikel  air  untuk membentuk  radikal bebas  (Kovacs & Keresztes,  2002).  Radikal  bebas  ini  dapat merusak  atau memodifikasi  komponen  yang penting  pada  sel    tanaman  dan  berakibat pada  perubahan  tanaman  baik  secara morfologi,  anatomi,  biokimia,  dan  fisiologi tanaman,  bergantung  pada  dosis  iradiasi yang  diberikan.  Menurut  Kiong  et  al.  (2008) perubahan  karakter  pada  tanaman  meliputi perubahan proliferasi sel, peningkatan germinasi, pertumbuhan sel, aktivitas enzim, ketahanan  terhadap  cekaman  lingkungan, ukuran  tanaman,  waktu  pembungaan,  dan kompatibel  sel  pada  kondisi  lingkungan ekstrim.

## Rasio Palisade
Berdasarkan hasil pengukuran, tanaman  kontrol  memilili  rasio  palisade sebesar  5,5  sedangkan  tanaman  yang teradiasi 6,1 (tabel 1). Tanaman kecipir yang terkena radiasi sinar Cobal-60 dengan dosis 75x10  memiliki  rasio  palisade  lebih  besar dari tanaman kontrol. Palisade pada tanaman  teradiasi  terlihat  lebih  kecil  dan kompak,  oleh  sebab  itu  rasio  palisade  pada tanaman  teradiasi  lebih  besar  (Gambar  3). Hal tersebut merupakan respon dari tanaman  kecipir  terhadap  iradiasi  sinar Cobalt-60, serta rasio palisade akan meningkat  pada  kondisi  kekurangan  air. Menurut  Salisbury  &  Ross    (1995)  daun pada intensitas cahaya penuh akan membentuk  sel  palisade  lebih  panjang  atau membentuk  tambahan  lapisan  palisade. Parenkim palisade akan berkurang sebanding  dengan  berkurangnya  intensitas cahaya (Sundari et al., 2008).
Gambar 4. Irisan melintang anatomi daun kecipir Polong pendek pada pengukuran  rasio  Palisade (perbesaran  400x)  C.  Ukuran  stomata  (panjang  dan lebar stomata) dan jumlah stomata
Hasil  pengukuran  ukuran  (panjang dan  lebar)  dan  jumlah  stomata  daun  kecipir pada  tanaman  kontrol  dan  tanaman  yang teradiasi  diperoleh  hasil  seperti  yang  tersaji pada tabel 2.
Tabel 2. Rata-rata ukuran (panjang  dan lebar) dan jumlah stomata daun kecipir polong pendek ( Psophocarpus tetragonolobus ) (µm) Kecipir Panjang stomata Lebar stomata Jumlah Stomata
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
polong pendek (µm) (µm) (mm 2 ) Atas Bawah Atas Bawah Atas Bawah Kecipir Kontrol 12.3 13.2 2.5 3 6.1 28.3 Kecipir mutan (Dosis  75 x 10) 13.6 14.8 3.2 3.3 4.5 15.5 Perbedaan (%) ±9% ±10% ±21% ±9% ±26% ±45%
teradiasi  diperoleh  hasil  seperti  yang  tersaji pada tabel 2.
Berdasarkan hasil pengukuran stomata,  pada  permukaan  atas  tanaman kontrol  memiliki  panjang  stomata  sebesar 12,3  µm,  sedangkan  pada  tanaman  yang teradiasi  sebesar  13,6  µm.  Permukaan bawah  pada  tanaman  kontrol  memiliki panjang stomata sebesar 13,2 µm, sedangkan  pada  tanaman  yang  teradiasi sebesar 14,8 µm (tabel 2). Pengukuran pada lebar  stomata,  pada  permukaan  atas tanaman  kontrol  memiliki  lebar  stomata sebesar  2,5  µm,  sedangkan  pada  tanaman yang  teradiasi  sebesar  3,2  µm.  Permukaan bawah  pada  tanaman  kontrol  memiliki  lebar stomata  sebesar  3  µm,  sedangkan  pada tanaman  yang  teradiasi  sebesar  3,3  µm. Tanaman  kecipir  yang  terkena  radiasi  sinar Cobal-60  dengan  dosis  75x10  memiliki ukuran stomata yang lebih besar dibandingkan  dengan  tanaman  kontrol  baik pada  permukaan  atas  maupun  bawahnya. Hal  tersebut  diduga  bentuk  respon  daun terhadap  radiasi  sinar  Cobalt-60  yaitu dengan memperbesar ukuran stomata.
Berdasarkan  tabel  di  atas  bahwa panjang  dan  lebar  stomata  pada  tanaman kontrol  dan  tanaman  yang  teradiasi  yang diamati, baik permukaan atas maupun
permukaan  bawah  stomata  daun  termasuk dalam  kategori ukuran stomata yang kurang panjang,  karena  ukuran  stomatanya  kurang dari  20  µm.  Ukuran  panjang  stomata tersebut berkisar antara 12,3 – 14,8 µm dan lebarnya  berkisar  antara  2,5 –  3,3  µm. Menurut  Hidayah  (2009)  ukuran  stomata diklasifikasikan  menjadi  tiga,  yaitu  stomata ukuran  kurang  panjang  (<20  µm),  panjang (20-25 µm) dan sangat panjang (>25 µm).

## Jumlah stomata
Berdasarkan hasil pengukuran jumlah  stomata,  pada  permukaan  atas tanaman  kontrol  memiliki  jumlah  stomata sebesar 6,1 per mm 2 daun, sedangkan pada tanaman yang teradiasi sebesar 4,5 per mm 2 daun.  Pemukaan  bawah  pada  tanaman kontrol  mempunyai  jumlah  stomata  sebesar 28,3  per  mm 2 daun,  sedangkan  tanaman yang  teradiasi  sebesar  15,5  per  mm 2 daun. Tanaman  kecipir  yang  terkena  radiasi  sinar Cobal-60  dengan  dosis  75x10  memiliki jumlah stomata yang lebih sedikit dibandingkan  dengan  tanaman  kontrol. Induksi mutasi dapat menimbulkan perubahan  anatomi  antara  lain  jumlah  dan jumlah stomata menjadi lebih rendah (Qosim et  al.,  2007).  Selain  dari  radiasi,  jumlah
stomata dapat juga dipengaruhi oleh besarnya  ukuran  stomata.  Semakin  besar ukuran  stomata,  maka  nilai  kerapatan stomata  semakin  kecil  (Willmer,  1983). Jumlah  stomata  pada  suatu  tanaman  juga
berhubugan  dengan  ketahanan  tanaman terhadap  kekeringan  (Mc  Cree  &  Davis, 1994).  Jumlah  stomata  dapat  dipengaruhi oleh  faktor  lingkungan  seperti  intensitas cahaya,  suhu  dan  kelembaban,  semakin
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
tinggi  intensitas  cahaya,  jumlah  stomata  di kedua  permukaan  daun  juga  semakin meningkat.  Tanaman  kecipir  yang  memiliki jumlah stomata yang banyak memungkinkan pertukaran  gas  atau  penyerapan  CO 2 yang tinggi  sehingga  laju  fotosintesis  akan  lebih tinggi, sehingga dapat mendukung pertumbuhan tanaman Berdasarkan pengamatan pada
tanaman kontrol dan tanaman yang teradiasi sinar Cobalt-60 menunjukkan adanya perbedaan karakter anatomi daun berdasarkan  ukurannya  pada  beberapa parameter yang di amati. Hal ini disebabkan oleh  faktor  lingkungan  maupun  genetiknya. Menurut Sitompul & Guritno (1995)
menyatakan  bahwa  faktor  genetik  yang berbeda  akan  menyebabkan  penampilan berbeda  dan  perubahan  penampilan  ini tergantung berapa besar perubahan lingkungan  yang  terjadi  pada  lingkungan tumbuh  pada  genotipe  tanaman  tersebut. Iradiasi  sinar  radiasi  sinar  Cobalt-60  pada tanaman memberikan pengaruh yang berbeda terhadap perubahan struktur anatomi  daun  baik  pada  irisan  melintang atau  membujur.  Perubahan  struktur  anatomi daun  pada  tanaman  tersebut  bersifat individual.  Iradiasi  dengan  dosis  yang  sama belum  tentu  sama  pengaruhnya  pada tanaman,  karena  pengaruh  mutagen  dapat bersifat acak ( random ).

## SIMPULAN DAN SARAN
Berdasarkan  hasil  penelitian  dapat disimpulkan  bahwa:  mikromorfologi  daun kecipir  terdiri  dari  tiga  (3)  sistem  jaringan yaitu  epidermis,  mesofil  (parenkim  palisade dan  bunga  karang)  dan  berkas  pengangkut daun kecipir memiliki derivat epidermis yaitu stomata.  Radiasi  sinar  Cobalt-60  dengan dosis  75x10  menyebabkan  penurunan  tebal epidermis,  tebal  mesofil,  tebal  daun  dan jumlah  stomata  per mm 2 .  Daun  kecipir  yang teradiasi  memiliki  tebal  epidermis  atas  8,3
µm,  epidermis  bawah  4,5  µm;  tebal  mesofil 58; tebal daun 75,5 µm; jumlah stomata atas 4,5 per mm 2 daun; stomata bawah 15,5 µm.

## DAFTAR REFERENSI
Campbell,  N.A.,  J.B.  Reece  &  L.G.  Mitchell, 2003.  Biologi.  Edisi  Kelima  -  Jilid  2.
Jakarta: Penerbit Erlangga.
Dickison,  W.C.,  2000.  Intregative  Plant
Anatomy. Tokyo: Academic Press.
Fahn,  A.,  1991.  Anatomi  Tumbuhan.  (Edisi Ketiga).  Yogyakarta:  Gadjah  Mada University Press.
Hidayah,  S.R.,  2009.  Analisis  Karakteristik
Stomata,
Kadar Klorofil, dan
Kandungan  Logam  Berat  Pada  Daun Pohon  Pelindung  Jalan  Kawasan
Lumpur  Porong  Sidoarjo.  Malang:
Fakultas Sains dan Teknologi, Universitas Islam Malang. Kiong,  A.L.P.,  Lai,  A.G.,  Hussein,  S.,  & Harun, A.R., 2008. Physiological
Responses  of Orthosiphon  stamineus Plantles to Gamma Irradiation. American-Eurasian Journal of Sustainable  Agriculture,  2(2)pp.135-
149.
Kovacs,  E.,  &  Keresztes.  A.,  2002.  Effect  of Gamma  and  UV-B/C  Radiation  on Plant Cell. Micron, 33 pp.199-210.
Krisnawati,  A.,  2010.  Keragaman  Genetik dan  Potensi  Pengembangan  Kecipir ( Psophocarpus  tetragonolobus L.)  di Indonesia.  Jurnal  Litbang  Pertaniani, 29(3), pp.113-119.
Lestari, N.K.D., Astarini, I, A. & Oka, N. I. G.
M., 2009. Perubahan Anatomi Stomata Daun  Lili  Trumpet  ( Lilium  longiflorum )
Setelah Pemaparan Radiasi   Sinar X. Jurnal Metamorfosa, I(1), pp.1-5.
Maesaroh,  A.,  Adi,  M.  &  Alice,  Y.,  2014. Analisis RAPD Kecipir Polong Panjang Psophocarpus  tetragonolobus (L.)  Dc Hasil  Mutasi  Iradiasi  Sinar  Gamma. Scripta Biologica, 1(1), pp. 1-7.
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
Mc  Cree,  K.J.  and  S.D.  Davis.  1994.  Effect
Of  Water  Stress  And  Temperature  on Leaf  And  on  Size  And  Number  Of Epidermal  Cells  In  Grain  Sorghum.

## Crop Science 14: 751-705
Purwitasary,  R.,  2006.  Skrining  ex  Vitro untuk  Toleransi  terhadap  Cekaman Kekeringan  pada  12  Varietas  Kedelai
(Glycine  max  L.  merr)  Berdasarkan Respon  Pertumbuhan  Vegetatif  dan
Anatomi Daun. Skripsi. Malang: Jurusan  Biologi  Fmipa  Universitas Brawijaya.
Qosim, A. W., Roedhy P., Wattimena,G.A., &
Witjaksono., 2007. Perubahan Anatomi
Daun pada Regeneran Manggis Akibat
Iradiasi Sinar Gamma In
Vitro.
Zuriat. 18(1), pp.20-30. Rahayu,  S.E.,  &  Handayani,  S.,  2008. Keanekaragaman Morfologi
dan
Anatomi  Pandanus  (Pandanacae)  di Jawa  Barat. Vis  Vitalis ,  1(20),  pp.29-
44.
Rismunandar.,  1983.  Kecipir:  Penghasil
Protein dan Karbohidrat yang Serbaguna. Bandung: Sinar Baru.
Rompas,  Y.,  Rampe,  H.L.  &  Rumondor,  M.
J.,  2011.  Struktur  Sel  Epidermis  dan Stomata  Daun  Beberapa  Tumbuhan Orchidaceae.  Jurnal  Bioslogos, 1(1), pp. 13-19.
Salisbury,  F.B.,  &  Ross,  C.W.,  1995.
Fisiologi  Tumbuhan.  Diterjemahkan oleh Diyah R Lukman dan I.Sumaryono. ITB Press Bandung. Samiyarsih S, Fitrianto N, Proklamasiningsih E, Juwarno, Muljowati JS. 2020. Phytochemical  diversity  and antimicrobial  properties  of  methanol extract of
several cultivars
of Catharanthus roseus using GC- MS. Biodiversitas 21(4): 1332-1344.
Samiyarsih,  S.,  Juwarno,  J.,  &  Muljowati,  J.
S.  (2018).  The  structural  resistanc e’s anatomy  of  sweet  potato  leaves  to fungal  pathogen  Sphaceloma  batatas.
Biosaintifika:  Journal  of  Biology  & Biology Education, 10(1): 131-137. Samiyarsih    S,    Naipospos    N,    Palupi    D. 2019.  Variability    of  Catharanthus roseus  based    on    morphological    and anatomical characters, and chlorophyll    contents.  Biodiversitas 20(10):2986-2993.
Sasongko  ND,  Samiyarsih  S.  2018.  Half seed chromatography-a non destructive   method   in   seed’s mass selection.  Prosiding:  Pengembangan Sumber        Daya        Perdesaan        dan Kearifan        Lokal  Berkelanjutan    VIII, 14-15    November    2018    Purwokerto, 8(1):  111-122.
Sass  JE.  1958.  Botanical  Microtehnique . Iowa: Iowa State Coll Pr.
Setyohadi,  K.P.T.,  Andini,  P.R.,  2016.
Pengaruh Substitusi Tepung Biji Kecipir  ( Psophocarpus  tetragonolobus
L.)  dalam  Makanan  terhadap  Kadar Protein  Serum  Tikus  Putih  Galur Wistar  yang  Diberi  Diet  Rendah Protein.  Majalah  Kesehatan  FKUB, 3(2), pp.86-92.
Sitompul,  M.,  &  Guritno.,  1995.  Analisis Pertumbuhan  Tanaman.  Yogyakarta: Gadjahmada.
Sobir,  P.R.,  2007.  Mangosteen  genetic  and improvement.  Journal  Plant  Breed, 1(2), pp.105-111.
Sulistiarini,  D.,  1989.  Pemanfaatan  Hasil
Penelitian Taksonomi dalam Pendidikan  Botani . Sisipan  Floribunda 1, pp.14-15.
Sulistyaningsih,  Y.C.,  Dorly,  &  Hilda,  A.,
1994. Studi Anatomi Daun Saccharum spp.  Sebagai  Induk  dalam Pemuliaan  Tebu.  Hayati, 1(2),  pp.32-
35. Sundari, T., Soemartono, Tohari & Mangoendidjojo,  W.,  2008.  Anatomi
Daun Kacang Hijau Genotip Toleran Dan  Sensitif  Naungan  (Leaf  Anatomy of
Tolerant and Sensitivite
Siti Samiyarsih, Profil Mikromorfologi Kecipir …
Mungbean  Genotypes  to  Shading). Bul. Agrohorti . 36(3), pp.221-228. Sutapa,  G.N.,  &  Kasmawan,  I.G.A.,  2016. Efek  Induksi  Mutasi  Radiasi  Gamma 60 CO  pada  Pertumbuhan  Fisiologis Tanaman Tomat ( Lycopersicon
esculentum  L. ).  Jurnal  Keselamatan Radiasi & Lingkungan, 1(2), pp.5-11. Tambaru, E., Laturna, A.I., & Suhadiyah, S.,
2014.  Identifikasi  Struktur  Anatomi
Stomata  Penampang  Membujur  Daun pada  Beberapa  Jenis  Pohon  Hutan Kota  Unhas  Makassar . Jurnal  Alam dan Lingkungan, 5(8), pp. 5-10. Willmer,  C.M.,  1983.  Stomata.  London:
Longman