Versi Online: http://journal.ipb.ac.id/index.php/jtip DOI: 10.6066/jtip.2021.32.1.36 Hasil Penelitian
.2020.31.2.164 Hasil Penelitian
J. Teknol. dan Industri Pangan Vol. 32(1): 36-51 Th. 2021 ISSN: 1979-7788 Terakreditasi Ristekdikti: 51/E/KPT/2017 .2020.31.2.164 Hasil Penelitian

## APLIKASI FOSFAT PADA PROSES EKSTRAKSI TEH HIJAU UNTUK MINUMAN TEH HIJAU SIAP MINUM
[Phosphate Application in Green Tea Extraction Process for Ready To Drink (RTD) Green Tea]
Rima Hidayati 1) , Nuri Andarwulan 2,3) *, dan Dian Herawati 2,3)
1) Program Studi Magister Teknologi Pangan, Sekolah Pascasarjana, IPB University, Bogor
2) Departemen Ilmu dan Teknologi Pangan, Fakultas Teknologi Pertanian, IPB University, Bogor
3) South East Asian Food and Agricultural Science and Technology (SEAFAST) Center, IPB University, Bogor
Diterima 5 Agustus 2020 / Disetujui 22 Maret 2021

## ABSTRACT
Color is one of quality parameters that affects consumer intention to purchase ready to drink (RTD) green  tea.  Consumers  expect  RTD  green tea  to  have yellow greenish color,  however  the  color becomes brown and darker during the shelf life. This study aimed to evaluate the effect of phosphate mix addition to water  prior to green  tea  leaves  extraction  on  pH,  color,  and  the  tannin  in  tea  extract, pre-RTD,  and  RTD during incubation period at 60°C for 2 days. The pre-RTD contained tea extract, sugar, and ascorbic acid. Addition of sodium bicarbonate was done in pre-RTD to obtain RTD with pH of 6.1±0.2. The type of phos- phate  used  was  sodium  acid  pyrophosphate  (SAPP)  and  phosphoric  acid.  The  concentrations  of  SAPP were 650 and 1300 mg/L, while those of phosphoric acid were 125, 250, and 500 mg/L.The total phospho- rous added from the combination of SAPP and phosphoric acid was 221-521 mg/L. Meanwhile, green tea extracted without phosphate was used as a control. The results showed that phosphate addition to water prior to green tea extraction caused decrease in pH of tea extract from 5.83±0.18 to 2.8-3.8, decrease in browning intensity, and reduced tannin degradation during the incubation period. Sugar and ascorbic acid added to the tea extract resulted in pH in all samples <4.0 and maintained the lightness of the  pre-RTD. Phosphate application was not able to retain the color of RTD after incubation period. This study showed that addition of phosphorous as a combination of SAPP and phosphoric acid to water at concentrations of 221-521 mg/L prior to green tea extraction had positive impact in reducing browning intensity of RTD green tea with pH of lower than 4.0.
Keywords: color, green tea extraction, pH, phosphate, RTD

## ABSTRAK
1
Warna merupakan salah satu parameter mutu yang memengaruhi keputusan konsumen untuk mem- beli minuman teh hijau siap minum. Konsumen memiliki ekspektasi bahwa teh hijau siap minum berwarna kuning kehijauan, tetapi kenyataannya selama penyimpanan warnanya berubah menjadi cokelat dan lebih gelap. Penelitian ini bertujuan mengevaluasi efek  penambahan fosfat pada air pengekstrak sebelum pro- ses ekstraksi teh hijau terhadap pH, warna, dan tanin ekstrak teh, pre- ready to drink (pre-RTD) dan RTD hingga  masa  inkubasi  pada  suhu  60°C  selama  2  hari.  Pre-RTD  terdiri  dari  ekstrak  teh,  gula,  dan  asam askorbat. Penambahan natrium bikarbonat pada pre-RTD dilakukan untuk mendapatkan RTD dengan pH 6,1±0,2 . Jenis fosfat yang digunakan yaitu sodium acid pyrophosphate (SAPP) dan asam fosfat. Konsen- trasi SAPP yang digunakan yaitu 650 dan 1300 mg/L, sedangkan konsentrasi asam fosfat yang digunakan yaitu 125, 250, dan 500 mg/L. Jumlah fosfor yang diperoleh dari campuran SAPP dan asam fosfat terse- but  yaitu  221-521  mg/L.  Teh  hijau  yang  diekstraksi  tanpa  fosfat  disebut  sebagai  kontrol.  Hasil  penelitian menunjukkan  penambahan  fosfat  pada  air  pengekstrak  sebelum  proses  ekstraksi  teh  hijau  dapat  menu- runkan pH ekstrak teh dari 5,83±0,18 menjadi 2,8-3,8, menurunkan intensitas pencokelatan, dan mengu- rangi  degradasi  tanin  hingga  setelah  masa  inkubasi.  Gula  dan  asam  askorbat  yang  ditambahkan  pada ekstrak  teh  dapat  membuat  pH  semua  sampel  <4,0  dan  mempertahankan  kecerahan  pre-RTD.  Aplikasi fosfat tidak dapat mempertahankan stabilitas warna RTD setelah masa inkubasi. Penelitian ini menunjuk- kan bahwa penambahan fosfor pada air pengekstrak dengan jumlah 221-521 mg/L yang berasal dari cam- puran  SAPP  dan  asam  fosfat  sebelum  proses  ekstraksi  teh  hijau  dapat  memperlambat  pencokelatan minuman teh hijau RTD yang memiliki pH di bawah 4,0.
Kata kunci: ekstraksi teh hijau, fosfat, pH, RTD, warna
Makalah pernah dipresentasikan pada Seminar Hasil Penelitian, Sekolah Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor, 11 Juli 2020, Bogor *Penulis Korespondensi: E-mail: andarwulan@apps.ipb.ac.id

## PENDAHULUAN
Teh  ( Camellia  sinensis )  merupakan  salah  satu bahan  penyegar  yang  banyak  dikonsumsi  oleh  kon- sumen  Indonesia.  Data  Kemendag  (2015)  me- nunjukkan  teh  memiliki  pangsa  pasar  ( product share ) 30%  dalam  industri  minuman  lokal.  Me- ningkatnya jumlah populasi muda di Indonesia  yang memiliki  banyak  aktivitas  namun  waktu  yang  ter- batas untuk menyiapkan teh, memacu pertumbuhan industri  minuman  teh  siap  minum  (RTD).  Penelitian Briawan et  al. (2011)  menyebutkan  bahwa  teh  ke- masan  merupakan  minuman  yang  paling  disukai selain  air  putih  oleh  13,8%  remaja  di  Jakarta  dan 26,8% remaja di Bandung.
Berdasarkan  tingkat  fermentasinya,  teh  dapat dikategorikan menjadi teh hijau, teh oolong, dan teh hitam  (Chan et  al., 2011).  Teh  hijau  mengandung polifenol  yang  tinggi yang  dapat  berperan  sebagai antioksidan  sehingga  dapat  mencegah  kanker (Forester  dan  Lambert,  2011).  Kandungan  epi- gallokatekin galat (EGCG) pada teh hijau juga dapat berperan  sebagai  anti  bakteri,  anti  virus,  serta  me- lindungi  dari  hipertensi  dan  penyakit  jantung (Pastoriza et  al., 2017).  Minuman  teh  hijau  RTD dalam  kemasan  botol polyethylene  terephthalate (PET)  merupakan  salah  satu  alternatif  bagi  konsu- men untuk mengonsumsi dan mendapatkan manfaat kesehatan dari teh hijau.
Aspek  sensori  memegang  peranan  penting dalam pemilihan produk. Warna merupakan karakter sensori  pertama  yang  dinilai  oleh  konsumen.  Mi- numan teh hijau  RTD diharapkan berwarna kehijau- an  atau  kuning  kehijauan,  tanpa  adanya  warna  ke- merahan  atau  kecokelatan.  Warna  hijau  pada  daun teh  dan  ekstrak  teh  utamanya  ditentukan  oleh  kan- dungan  klorofil  dan  rasio  klorofil  A  (hijau  gelap)  de- ngan klorofil B (hijau kekuningan) (Chaturvedula dan Prakash,  2011).  Faktanya,  seiring  bertambahnya waktu  penyimpanan,  warna  RTD  teh  hijau  berubah menjadi  cokelat  gelap.  Pencokelatan  selama  pe- nyimpanan pada minuman teh termasuk dalam pen- cokelatan  non  enzimatik,  yang  penyebab  utamanya adalah  autooksidasi  dan  perubahan  struktur  flava- nol. EGCG dan flavonol merupakan senyawa fenolik pada  teh  hijau  yang  dapat  menyebabkan  reaksi pencokelatan  jika  dipanaskan  (Dai et  al., 2017). Katekin  berwarna  kuning  saat  dilarutkan  dalam  air dan  warna  kuning  semakin  cepat  terlihat  dengan meningkatnya pH air (Bark et al., 2011). EGCG dan epigalokatekin  (EGC)  juga  berperan  penting  dalam perubahan  warna  dan  rasa  pada  teh  hijau  selama proses  penyimpanan.  Semakin  lama  waktu  pe- nyimpanan,  kandungan  EGCG  memiliki  kecen- derungan  untuk  menurun,  dan  penurunannya  se- makin  signifikan  saat  minuman  teh  hijau  RTD disimpan  pada  suhu  tinggi  dan  terpapar  cahaya. Penelitian Baek et al. (2021) menunjukkan teh hijau
RTD  yang  terpapar  cahaya  fluorensens  selama penyimpanan  mengalami  degradasi  EGCG  yang lebih  tinggi  signifikan  serta  memiliki  aroma/rasa yang  berbeda  signifikan  saat  dikemas  dalam  botol gelas  tanpa  pelindung  cahaya  dibandingkan  teh hijau  RTD  yang  dilapisi  pelindung  cahaya  (alumu- nium  foil)  pada  kemasannya.  Bahan  kemasan  den- gan kecepatan transmisi oksigen yang berbeda juga dapat memengaruhi stabilitas teh RTD,  karena ada- nya hubungan antara permeabilitas oksigen dengan degradasi polifenol (Kim et al., 2011).
Pencegahan perubahan warna dapat dilakukan dengan  mengurangi  reaksi  oksidasi,  mengkelat  lo- gam, atau melindungi polifenol. Beberapa penelitian telah  mengaplikasikan  bahan  tambahan  pangan untuk  mencegah  reaksi  pencokelatan  pada  minum- an  teh,  diantaranya  menggunakan  asam  sitrat  dan asam  askorbat  (Wang et  al., 2003).  Penelitian Vuong et  al. (2013)  menyebutkan  untuk  meminima- lisasi  degradasi  katekin  dan  memaksimalkan  hasil ekstraksi,  maka  pH  pada  proses  ekstraksi  dijaga pada  kondisi  asam,  yaitu  kisaran  pH  3,0-5,3. Semakin  tinggi  pH,  maka kandungan  katekin  utama (epikatekin  (EC),  ECG,  EGC,  EGCG)  akan  ter- degradasi  dan  mengalami  epimerisasi  (Li et  al., 2012).
Salah  satu  bahan  tambahan  pangan  yang sudah banyak digunakan untuk mecegah perubahan warna  pangan  adalah  fosfat.  Selain  mencegah  pe- rubahan  warna,  fosfat  memiliki  fungsi  diantaranya mencegah off-flavor (citarasa  menyimpang) pada sayur  dan  buah.  Fosfat  dapat  berperan  sebagai penukar  ion,  sehingga  membentuk  kompleks  yang larut  dengan  ion  polivalen  yang  keberadaannya dapat  mengganggu  proses  pengolahan  pangan. Kemampuan  membentuk  kompleks  dengan  ion logam  tidak  bergantung  dengan  panjang  rantai polifosfat,  namun  kekuatan  kompleks  akan  semakin meningkat  dengan  meningkatnya  panjang  rantai (Ellinger, 2018).
Aplikasi  fosfat  pada  proses  ekstraksi  teh  telah dilakukan  oleh  Xu et  al. (2010)  dan  Zimmermann dan  Gleichenhagen  (2011).  Penelitian  Xu et  al. (2010)  menunjukkan  bahwa  aplikasi  fosfat  dalam bentuk sodium heksametafosfat (SHMP) dapat men- cegah  kekeruhan  dan  pengendapan  minuman  teh selama  penyimpanan.  Aplikasi  bufer  fosfat  pada  pH 3,0  dan  4,8  saat  proses  ekstraksi  teh  juga  dapat meningkatkan  konsentrasi  flavanol  teh  hingga  20% (Zimmermann  dan  Gleichenhagen,  2011).  Fosfat dalam  bentuk sodium  acid  pyrophosphate (SAPP) telah  diaplikasikan  dalam  penelitian  Hasan  (2017). Penelitian  tersebut  menunjukkan  kombinasi  antara (SAPP)  dengan  asam  askorbat  dapat  mencegah kerusakan antioksidan pada ubi jalar ungu. Menurut Ellinger  (2018),  SAPP  dapat mencegah  pencokelat- an kentang setelah dimasak.
SAPP  merupakan  fosfat  dalam  bentuk  dimer yang  termasuk  dalam  bahan  tambahan  pangan (BTP)  kategori  pengatur  keasaman,  pengembang, dan  sekuestran  (FAO,  2019).  Berdasarkan  BPOM (2019),  SAPP  termasuk  BTP  kategori  garam  pen- stabil,  penstabil,  dan  pengemulsi.  Dalam  1%  air, SAPP  memiliki  pH  3,7-5,0.  Asam  fosfat  merupakan BTP yang memiliki fungsi sebagai pengatur keasam- an.  Jumlah  maksimum  konsumsi  SAPP  dan  asam fosfat  dalam  sehari  tanpa  menimbulkan  efek  me- rugikan  terhadap  kesehatan  dihitung  dari  nilai maximum  tolerable  daily  intake (MTDI).  Nilai  MTDI senyawa  fosfat  sebesar  70  mg/kg  berat  badan sebagai total fosfor.
Penelitian ini bertujuan mengevaluasi pengaruh penambahan  fosfat  yang  terdiri  dari sodium  acid pyrophosphate (SAPP)  dan  asam  fosfat  pada  air pengekstrak sebelum  proses  ekstraksi  teh  hijau  ter- hadap  stabilitas  warna,  pH,  dan  tanin  teh  hijau  de- ngan berbagai formulasi. Pemilihan SAPP dan asam fosfat  sebagai  senyawa  pengekstrak  disebabkan kombinasi  SAPP  dan  asam  fosfat  dapat  menurun- kan pH air pengekstrak hingga pH sekitar 3,0, serta SAPP  memiliki  kemampuan  untuk  mengikat  ion-ion logam  dalam  air  yang  keberadaannya  dapat  me- nurunkan  aktivitas  antioksidan  polifenol.  Formulasi yang  dianalisis  yaitu  ekstrak  teh  hijau,  ekstrak  teh hijau  yang  ditambah  gula  dan  asam  askorbat  (pre- RTD),  serta  pada  ekstrak  teh  hijau  yang  mengan- dung  gula,  asam  askorbat,  dan  natrium  bikarbonat (RTD).

## BAHAN DAN METODE

## Bahan
Bahan  yang  digunakan  dalam  penelitian  ini antara lain bahan utama daun teh hijau grade Pekoe (PT KBP Chakra, Indonesia), sodium acid pyrophos- phate (SAPP)  INS  450  (i)  (Reephos  Chemical, China),  asam  fosfat  INS  338  (Megah  Abadi  Kimia, Indonesia),  air reverse  osmosis (RO),  gula  rafinasi grade  R1  (PT  Sugar  Labinta,  Indonesia),  asam askorbat INS 300 (CSPC Weisheng Pharmaceutical, China), dan natrium bikarbonat INS 500 (ii) (Natural Soda, USA)

## Perhitungan jumlah fosfor
Jumlah  fosfor  pada  penelitian  ini  diperoleh berdasarkan  perhitungan  perbandingan  berat  atom (Ar)  fosfor  dengan  berat  molekul  (Mr)  masing- masing  SAPP  dan  asam  fosfat,  yang  kemudian  di- kalikan  dengan  konsentrasi  masing-masing  SAPP dan asam fosfat yang ditambahkan. Cara perhitung- an  jumlah  fosfor  tersebut  dapat  dilihat  pada  per- samaan  (1)  dan  (2).  Total  fosfor  diperoleh  dari  jum- lah  fosfor  pada  SAPP  dan  asam  fosfat.  Fosfor  (P) memiliki  berat  atom  31  g/mol.  SAPP  (INS  450  (i))
memiliki  rumus  kimia  Na 2 H 2 P 2 O 7 ,  dengan  berat molekul  221,94  g/mol.  Rumus  kimia  asam  fosfat atau  asam  ortofosfat  (INS  338)  adalah  H 3 PO 4 de- ngan berat molekul 97,994 g/mol. Berdasarkan cara perhitungan  tersebut,  jumlah  fosfor  yang  digunakan sebagai larutan pengekstrak pada penelitian ini ber- kisar  antara  221  hingga  521  mg/L.  Jumlah  tersebut sudah sesuai dengan batas maksimum penggunaan fosfor  pada  minuman  teh,  yaitu  maksimum  1300 mg/kg (BPOM, 2019).
h    f   d
M d  i
h    f   d             f

## M       f  f d  i       f  f
Ekstraksi  teh  hijau  (Xu et  al., 2010  dengan modifikasi)
Daun  teh  hijau  5  g  diekstraksi  dengan  larutan pengekstrak  yang  terdiri  dari  air  yang  sudah  di- proses osmosis terbalik/ reverse osmosis (RO) 150 g dengan  atau  tanpa  campuran  fosfat  pada hot  plate stirrer (ThermoScientific,  Cina)  dengan  suhu  75- 80°C  selama  10  menit.  Selama  3  menit  pertama proses  ekstraksi,  larutan  diaduk  dengan  kecepatan 4,  kemudian  tidak  diaduk  pada  menit  selanjutnya. Campuran  fosfat  terdiri  dari  SAPP  dan  asam  fosfat dengan konsentrasi  SAPP  yang digunakan  yaitu  S1 (650  mg/L)  dan  S2  (1300  mg/L).  Konsentrasi  asam fosfat yang digunakan yaitu A1 (125 mg/L), A2 (250 mg/L),  dan  A3  (500  mg/L).  Campuran  SAPP  dan asam  fosfat  tersebut  menghasilkan  6  perlakuan fosfat  yaitu  A1S1,  A2S1,  A3S1,  A1S2,  A2S2,  dan A3S2. Ekstrak teh disaring dengan ayakan stainless steel ukuran  80  mesh  (Tokyo  Screen  Co.  Ltd, Jepang)  untuk  memisahkan  antara  ampas  daun dengan  ekstrak  teh.  Ekstrak  teh  kemudian  disaring lagi  dengan vacuum  pump (Winlab  WLH-85DL, Jerman) dan kertas saring No.2 (Advantec, Jepang) untuk mendapatkan ekstrak teh yang lebih jernih.
Pre- formulasi RTD (Xu et al., 2010)
Ekstrak  teh  hijau  yang  sudah  diekstraksi  de- ngan  dan  tanpa  fosfat  ditambah  dengan  gula  dan asam  askorbat  saat  tahap  pencampuran.  Sampel yang  tersusun  atas  komposisi  tersebut  disebut  pre- RTD.  Pre-RTD  dibuat  untuk  mengamati  parameter esktrak  teh  setelah  ditambah  gula  dan  asam  askor- bat  dan  sebelum  ditambahkan  natrium  bikarbonat. Jumlah  gula  dan  asam  askorbat  yang  ditambahkan pada  semua  sampel  adalah  sama,  yaitu  masing- masing 60 g/L dan 200 mg/L.
Formulasi RTD (Xu et al., 2010)
Minuman  RTD  teh  hijau  tersusun  atas  ekstrak teh yang diekstraksi dengan dan tanpa fosfat, asam askorbat, gula, dan natrium bikarbonat. Jumlah gula dan asam askorbat yang ditambahkan sama seperti pre-RTD,  sedangkan  jumlah  natrium  bikarbonat yang  ditambahkan  pada  setiap  sampel  berbeda- beda, namun semua sampel memiliki  pH RTD  yang sama,  yaitu  6,1±0,2.  Penambahan  Na-bikarbonat pada  RTD  bertujuan  untuk  meningkatkan  pH  se- hingga  mendekati  netral.  Nilai  pH  sampel  RTD dibuat  pada  kisaran  tersebut  disebabkan  konsep RTD  teh  hijau  dalam  penelitian  ini  adalah  teh  hijau original , bukan  RTD  teh  hijau  rasa  buah  yang memiliki pH<4,0.

## Preparasi sampel
Sampel  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD masing-masing  ditambah  dengan  air  RO  hingga volumenya  1  L.  Sampel  ekstrak  teh  tersebut  di- peroleh  dari  seluruh  hasil  ekstraksi  5  g  daun  teh hijau  dalam  150  g  air  RO.  Sampel  dipanaskan hingga  suhu  nya  90-95°C,  kemudian  diisikan  pada botol hot filling (isi-panas) PET 350 mL. Setelah pro- ses hot filling (isi-panas) ke dalam kemasan, produk ditutup,  dibalik  posisinya,  didiamkan  selama  2-3 menit, kemudian didinginkan (Hariyadi, 2013).
Keberadaan  oksigen  pada head  space (ruang kosong) produk  dan  transmisi  oksigen  selama  pe- nyimpanan  disimulasikan  dengan  memindahkan sampel  yang  telah  diproses hot  filling (isi-panas)  ke botol aseptik PET dengan volume yang lebih sedikit dari  kapasitas brimful (penuh)  botol.  Botol  aseptik PET  yang  digunakan  memiliki  kapasitas brimful 375,5  mL  dan oxygen  transmission  rate (OTR) sebesar  0,066447  cc/hari/kemasan.  Volume  sampel pada  penyimpanan  suhu  ruang  pada  botol  aseptik PET  adalah  330  mL,  sehingga head  space pada kondisi  normal  adalah  45,5  mL.  Pada  penelitian  ini, sampel  disimulasikan  mengalami  transmisi  oksigen seperti  penyimpanan  selama  60  hari  pada  suhu ruang,  sehingga  jumlah  transmisi  oksigennya  yaitu 3,99  cc.  Persentase  oksigen  di  dalam  udara  yaitu 21%, sehingga total udara yang masuk pada kondisi tersebut  yaitu  18,98  cc.  Total  transmisi  udara  pada kondisi  inkubasi  adalah  64,48  cc.  Berdasarkan perbandingan volume sampel dengan volume udara pada  kondisi  normal  dan  inkubasi,  maka  diperoleh volume  sampel  yang  dipindahkan  ke  botol  aseptik PET  yaitu  314  mL.  Sampel  tersebut  kemudian  di- inkubasi  pada  inkubator  (Winlab  INC  300D,  Jer- man) pada suhu 60°C selama 2 hari. Suhu inkubasi tersebut mengacu pada Nagai dan Sato (2001).

## Analisis pH dan warna
Alat  pH  meter  (Horiba  F-71  A,  Jepang)  di- gunakan untuk mengukur nilai pH sampel pada suhu 28°C.  Analisis  warna  dilakukan  dengan  mengukur
absorbans  sampel  dengan  spektrofotometer  UV-Vis (Hitachi  U2900,  Jepang)  pada  panjang  gelombang 420  nm.  Berdasarkan  Liu et  al. (2019),  panjang gelombang  420  nm  dapat  digunakan  sebagai  indi- kator  pencokelatan.  Selain  itu,  dilakukan  pengukur- an nilai L*, a*, dan b* dengan colorimeter (Hunterlab Colorflex EZ, USA). Berdasarkan sistem pewarnaan CIE  L*a*b*,  nilai  L*  yang  semakin  tinggi  menun- jukkan  sampel  semakin  cerah,  sedangkan  semakin rendah  menunjukkan  sampel  semakin  gelap.  Data L*a*b* dari pengukuran colorimeter kemudian diolah untuk  mendapatkan  nilai  °Hue  (H*)  dan  Chroma (C*).  Nilai  H*  diperoleh  dengan  arctan  [b*/a*], sedangkan  nilai  C*  diperoleh  dengan  (a* 2 +  b* 2 ) 1/2 . Nilai  C*  menggambarkan  tingkat saturasi/kepekatan warna,  sedangkan  nilai  H*  menggambarkan  jumlah relatif  merah  dan  kuning.  Semakin  rendah  nilai  H* maka sampel semakin merah (Kortei et al., 2015).

## Analisis tanin (Iwasa, 1975)
Sampel  teh  direaksikan  dengan  reagen ferrous tartrate dan  bufer  fosfat  pH  7,5.  Reagen ferrous tartrate terdiri dari campuran ferrous sulphate hepta- hydrate (Merck,  Jerman)  dan sodium  potassium tartrate  tetrahydrate (Merck,  Jerman). Bufer fosfat terdiri  dari  campuran disodium  hydrogen  phosphate (Merck,  Jerman)  dan potassium  dihydrogen  phos- phate (Merck, Jerman). Pengukuran tanin dilakukan dengan  memipet  sampel  teh  atau  etil  galat  (Merck, Jerman)  sebanyak  1  mL  ke  dalam  labu  volumetrik 25 mL. Sampel kemudian  direaksikan dengan 5 mL reagen ferrous  tartrate dan  ditambahkan  dengan bufer  fosfat  pH  7,5  hingga  volumenya  25  mL. Sampel lalu diukur nilai absorbansnya pada panjang gelombang  540  nm  menggunakan  spektrofotometer UV-VIS  (Hitachi  U2900,  Jepang)  setelah  2  menit reaksi.  Konsentrasi  tanin  sampel  dihitung  berdasar- kan  kurva  standar  etil  galat.  Absorbans  1  mg  etil galat setara dengan 1,5 mg tanin.

## Analisis data (McHugh, 2011)
Penelitian  ini  dilakukan  dengan  dua  kali  ulang- an. Analisis data dilakukan pada sampel ekstrak teh, pre-RTD,  dan  RTD  sebelum hot  filling ,  setelah hot filling (sebelum  inkubasi), dan  setelah  inkubasi. Analisis  data  sebelum hot  filling bertujuan  me- ngamati  parameter  pada  sampel  sebelum  terpapar oleh  panas.  Data  yang  diperoleh  kemudian  diuji korelasi  Pearson  antara  jumlah  fosfor  yang  di- gunakan  dengan  parameter  yang  diamati  setelah inkubasi.  Selain  itu,  untuk  melihat  siginifikansi parameter yang diamati pada setiap perlakuan, data dianalisis  dengan one  way analysis  of  variance (analisis  ragam  satu  arah)/ANOVA software IBM SPSS  versi  16.0.  Jika  terdapat  perbedaan  yang nyata pada taraf kepercayaan 95%, maka dilakukan uji  lanjut  Tukey  untuk  membandingkan  signifikansi pada  setiap  konsentrasi  campuran  fosfat.  Ketiga
jenis  sampel  (ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD) merupakan  kelompok  yang  berbeda  dan  dianalisis statistik pada masing-masing kelompok.

## HASIL DAN PEMBAHASAN
Pengaruh jumlah fosfor terhadap pH ekstrak teh, pre-RTD, dan RTD
Nilai  pH  dan  jumlah  fosfor  yang  digunakan dalam  larutan  pengekstrak  dapat  dilihat  pada  Tabel 1.  Tabel  tersebut  menunjukkan  bahwa  pH  larutan pengekstrak  yang  mengandung  campuran  fosfat berkisar  2,6-3,0.  Terdapat  tiga  kelompok  sampel yang  berbeda  signifikan  berdasarkan  nilai  pH. Sampel  dengan  jumlah  asam  fosfat  yang  berbeda tetapi  jumlah  SAPP  yang  sama  memiliki  pH  yang berbeda  signifikan.  Berdasarkan  total  fosfor,    ter- dapat  dua  kelompok  sampel  yang  berbeda  signi- fikan.  Sampel  dengan  jumlah  asam  fosfat  yang sama dengan SAPP berbeda memiliki pH yang tidak berbeda  signifikan,  tetapi  memiliki  total  fosfor  yang berbeda  signifikan.  Hal  tersebut  menunjukkan  bah- wa  penambahan  asam  fosfat  dalam  penelitian  ini berpengaruh  signifikan  terhadap  penurunan  pH,  se- mentara  SAPP  berpengaruh  signifikan  terhadap penambahan total fosfor pada air pengekstrak.
Tabel 1. Komposisi larutan pengekstrak
Sampel Dosis (mg/L) pH Larutan Pengekstrak Total Fosfor (mg/L) SAPP Asam Fosfat Kontrol - - 6,5-8,5 - A1 - 125 3,0±0,1 39,5 A2 - 250 2,8±0,0 79,0 A3 - 500 2,6±0,1 158,0 S1 650 - 4,8±0,1 181,5 S2 1300 - 4,7±0,4 363,0 A1S1 650 125 3,0±0,0 a 221,0 b A2S1 650 250 2,9±0,0 b 260,5 b A3S1 650 500 2,6±0,0 c 339,5 b A1S2 1300 125 3,2±0,0 a 402,5 a A2S2 1300 250 2,9±0,0 b 442,0 a A3S2 1300 500 2,7±0,0 c 521,0 a
Keterangan:  Huruf  yang  sama  pada  kolom  yang  sama be    i  id k be bed  ny    p d  α  0,05
Asam  fosfat  digunakan  dalam  penelitian Choung  dan  Lee  (2011)  untuk  membuat  kondisi ekstraksi  teh  hijau  menjadi  asam,  sehingga  reaksi penyebab  ketidakstabilan  katekin  dapat  dihambat. Berdasarkan  penelitian  Zeng et  al. (2016),  kondisi pH  asam  dapat  membuat  katekin  stabil,  dan  reaksi epimerisasi,  degradasi,  maupun  polimerisasi  dapat menurun.  Penelitian  tersebut  juga  menunjukkan bahwa katekin stabil dalam pH 3,0 dan suhu 100°C. Berdasarkan  Zimmermann  dan  Gleichenhagen
(2011), pH memiliki peranan penting dalam efisiensi ekstraksi  karena  perubahan  struktur  flavanol  di- perlambat dengan menurunnya pH. Penelitian Spiro dan  Price  (1987)  menunjukkan  bahwa  pH  yang  se- makin  asam  dapat  meningkatkan  konsentrasi  thea- flavin  yang  terekstrak  pada  teh  hitam.  Hal  tersebut dapat  disebabkan  ion  hidrogen  dapat  memecah struktur  daun  dan/atau  memecah  ikatan  pada  thea- flavin  yang terperangkap, sehingga dapat membuka struktur daun yang biasanya tidak dapat diakses.
Gambar  1  menunjukkan  pH  ekstrak  teh,  pre- RTD,  dan  RTD  setelah  inkubasi.  Nilai pH  merupa- kan  skala  yang  menunjukkan  konsentrasi  ion  hidro- gen  dalam  suatu  larutan.  Ion  hidrogen  yang  dimiliki oleh  asam  fosfat  dan  SAPP  berkontribusi  terhadap penurunan  nilai  pH  larutan  pengekstrak.  Hasil  uji ANOVA  menunjukkan  bahwa  ekstrak  teh  yang diesktraksi  dengan  fosfat  memiliki  pH  yang  lebih rendah  dan  berbeda  signifikan  dengan  ekstrak  teh tanpa  fosfat,  baik  setelah  ekstraksi,  setelah  proses hot  filling ,  dan  setelah  inkubasi.  Setelah  ekstraksi, penambahan  fosfor  521  mg/L  mampu  menurunkan pH  ekstrak  dari  5,83±0,18  menjadi  2,93±0,04.  Ber- dasarkan  uji  korelasi  Pearson,  terdapat  korelasi signifikan  yang  negatif  antara  jumlah  fosfor  dengan pH  ekstrak  teh  setelah  inkubasi  (r=  -0,768).  Pene- litian  Vuong et  al. (2013)  menunjukkan  bahwa  pH ekstraksi  sangat  berpengaruh  terhadap  stabilitas katekin.  Katekin  yang  diekstrak  pada  kondisi  asam meningkatkan stabilitas EGCG, EGC, dan ECG.
Pada  pre-RTD,  terlihat  bahwa  terdapat  per- bedaan  pH  yang  signifikan  antara  sampel  kontrol dengan  perlakuan  fosfat  hingga  setelah  sampel  di- inkubasi. Penambahan asam askorbat pada sampel kontrol  mampu  menurunkan  pH  ekstrak  teh  hingga pH  4,0.  Adanya  penambahan  asam  askorbat  pada semua  sampel,  baik  sampel  kontrol  maupun  per- lakuan  fosfat,  membuat  pH  pre-RTD  sebelum  pro- ses hot filling berada pada kisaran 2,8-4,0. Semakin tinggi  jumlah  fosfor  yang  ditambahkan,  maka  pH pre-RTD  semakin  rendah.  Hal  tersebut  ditunjukkan dengan  adanya  korelasi  signifikan  yang  negatif antara  jumlah  fosfor  dengan  pH  pre-RTD  setelah inkubasi (r= -0,722). Berdasarkan Li et al. (2012), pH 4,0 merupakan pH optimum untuk menjaga stabilitas katekin konfigurasi cis (EGCG, EGC, ECG, dan EC). Semakin  tinggi  pH,  katekin  semakin  terdegradasi, namun  pH  yang  terlalu  rendah  juga  dapat  me- ningkatkan  degradasi  katekin.  Saat  diformulasikan sebagai  RTD,  terdapat  penambahan  natrium  bikar- bonat  pada  semua  sampel,  sehingga  pH  sampel berada  pada  kisaran  6,1±0,2.  Hal  tersebut  me- nyebabkan  pH  RTD  pada  semua  perlakuan  tidak berbeda signifikan hingga setelah RTD diinkubasi.
a b d e b c e a b c d e b c d e a a a a a a a 0,0 1,0 2,0 3,0 4,0 5,0 6,0 7,0 0 650 650
650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500 pH Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L) A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD y= -0,0028x+4,3793 R²= 0,5922 0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 4,5 5,0 0 200 400 600 p H Ek s tra k T e h s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) B y= -0,0013x+3,6741 R²= 0,5027 0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 4,5 5,0 0 200 400 600 pH Pre -RT D s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) C
Gambar 1.   pH ekstrak teh, pre-RTD, dan RTD setelah inkubasi dengan penambahan berbagai konsentrasi SAPP dan asam fosfat (A). Korelasi jumlah fosfor dengan pH setelah inkubasi pada ekstrak teh (B) dan pre-RTD (C)
Natrium  bikarbonat  dapat  termasuk  dalam bahan  tambahan  pengatur  keasaman  (BPOM, 2019). Saat dilarutkan dalam air, natrium bikarbonat membentuk  ion  natrium  (Na + ),  ion  hidroksil  (OH - ), dan  asam  karbonat  (H 2 CO 3 ).  Penambahan  natrium bikarbonat  dapat  meningkatkan  pH  karena  me- ningkatnya  konsentrasi  OH - dalam  larutan.  Selain itu,  kondisi  larutan  dapat  menjadi  alkali  karena  ber- tambahnya konsentrasi ion bikarbonat (HCO 3 - ).
Pengaruh  jumlah  fosfor  terhadap  warna  (A420) ekstrak teh, pre-RTD, dan RTD
Hasil  analisis  warna  (A420)  ekstrak  teh,  pre- RTD,  dan  RTD  setelah  inkubasi  dapat  dilihat  pada
Gambar  2.  Pada  hasil  tersebut,  terlihat  bahwa ekstraksi  dengan  campuran  fosfat  menghasilkan absorbans  pada  420  nm  yang  lebih  rendah  signifi- kan  dibandingkan  ekstraksi  tanpa  fosfat  setelah inkubasi.  Setelah  inkubasi,  teh  yang  diekstrak  de- ngan jumlah campuran fosfat tertinggi memiliki A420 0,113±0,020,  sedangkan  teh  yang  diekstraksi  tanpa fosfat  memiliki  A420  0,309±0,005.  Nilai  A420  yang semakin rendah menunjukkan intensitas pencokelat- an  yang  semakin  rendah.  Uji  korelasi  Pearson  me- nunjukkan  intensitas  pencokelatan  ekstrak  teh  se- telah  inkubasi  berkorelasi  signifikan  negatif  dengan jumlah  fosfor  yang  ditambahkan  (r=  -  0,768).  Selain sebagai  penurun  pH,  fosfat  dapat  berperan  sebagai
P value<0,05
P value<0,05
y= -0,0003x+0,2649 R²= 0,6045 0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0 200 400 600 A420 Ek s tra k T eh s et el ah In k ub as i Jumlah Fosfor (mg/L) B a b c c b bc c a a a a a a a a a a a a a a 0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40 0,45 0,50 0 650 650 650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500 A4 2 0 Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L) A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD
pengikat ion-ion logam yang terdapat dalam minum- an teh. Ion-ion logam (misalnya Fe), dapat memben- tuk  kompleks  dengan  katekin,  kemudian  mengka- talis  reaksi  autooksidasi  dari  katekin,  sehingga  me- nurunkan aktivitas antioksidannya (Ananingsih et al., 2013).  Kombinasi  antara  ferric  pirofosfat  dan  pH rendah  dapat  dilakukan  untuk  meminimalisasi  pe- rubahan  warna  akibat  terbentuknya  kompleks  ka- tekin dengan besi (Bijlsma et al., 2020).
Gambar 2.   Absorbans  pada  420  nm  ekstrak  teh, pre-RTD, dan RTD setelah inkubasi de- ngan penambahan berbagai konsentrasi SAPP  dan  asam  fosfat  (A).  Korelasi jumlah  fosfor  dengan  absorbans  pada 420  nm  setelah  inkubasi  pada  ekstrak teh (B)
Kualifikasi  air reverse  osmosis (RO)  yang digunakan  dalam  proses  ekstraksi  maupun  pen- campuran  pada  penelitian  ini  dapat  dilihat  pada Tabel  2.  Air  RO  merupakan  air  yang  telah  menga- lami  pemisahan  padatan  terlarut  dan  senyawa organik.  Teknologi  RO  merupakan  teknologi  pe- misahan  pada  air  melalui  membran  dengan  meng- gunakan  tekanan  di  atas  tekanan  osmotik  air,  se- hingga  dapat  memisahkan  garam,  koloid,  mikro- organisme,  serta  senyawa  organik  yang  memiliki berat  molekul  lebih  besar  dari  150  (Jiang et  al., 2018).
Penelitian  Zhang et  al. (2017)  menunjukkan bahwa  jenis  air  yang  digunakan  untuk  meng- ekstraksi  teh  putih  memengaruhi  jenis  senyawa yang terekstrak dan karakteristik sensori ekstrak teh. Ekstraksi  dengan  air  murni  (pH=  6,6)  menghasilkan skor  sensori  warna  yang  paling  tinggi  dibandingkan dengan  menggunakan  mata  air  (pH=  7,3)  dan  air keran  (pH=  7,4).  Hal  tersebut  disebabkan  air  murni memiliki pH  yang lebih rendah dan ion terlarut yang lebih  sedikit  dibandingkan  mata  air  dan  air  keran, sehingga  memiliki  efek  positif  terhadap  stabilitas pigmen yang larut air (flavonol, antosianin, flavonon, dan  flavanol).  Selain  warna,  ekstraksi  dengan  air murni juga menghasilkan skor sensori tertinggi untuk aroma dan rasa.
Tabel 2.  Kualifikasi air RO Parameter Satuan Hasil Analisis Warna - Normal (jernih) Aroma - Normal (tidak beraroma) Rasa - Normal (tidak berasa) Konduktivitas µs/cm 2,88 Total padatan terlarut (TDS) mg/L 1,49 Kesadahan mg/L <1,0 pH - 6,9 Fe mg/L 0,179
Hasil  analisis  menunjukkan  terdapat  per- bedaan  pH  yang  signifikan  antara  kontrol  dengan perlakuan  fosfat  pada  pre-RTD,  namun  warna  se- mua  pre-RTD  yang  dihasilkan  tidak  berbeda  signifi- kan  hingga  setelah  inkubasi.  Hal  tersebut  dapat  di- sebabkan  semua  sampel  sudah  berada  pada  kon- disi  asam  (pH<4,0),  sehingga  katekin  stabil  dan reaksi  oksidasi  lebih  lambat.  Setelah  inkubasi , nilai A420  pre-RTD  untuk  perlakuan  fosfat  tertinggi  ada- lah  0,083±0,030,  sedangkan  pre-RTD  tanpa  fosfat memiliki  A420  0,101±0,009.  Berdasarkan  Ellinger (2018),  penambahan  asam  polifosfat  sebanyak  0,1- 0,2% dapat menstabilkan asam askorbat. Hal terse- but  dapat  terjadi  disebabkan  fosfat  dapat  berikatan dengan  logam  penyebab  oksidasi  asam  askorbat. Adanya  logam  dapat  membuat  askorbat  memiliki efek  pro-oksidan,  yaitu  logam  dengan  redoks  yang aktif  direduksi  oleh  askorbat  kemudian  bereaksi
P value<0,05
dengan  oksigen,  sehingga  menghasilkan  super- oksida  yang  kemudian  menghasilkan  peroksida (H 2 O 2 ) (Du et al., 2012).
Fosfat  yang  ditambahkan  saat  ekstraksi  dapat menurunkan  intensitas  warna  cokelat  pada  RTD sebelum  dan  setelah  proses hot  filling (sebelum inkubasi).  Sampel  RTD  setelah  proses hot  filling yang  mengandung  campuran  fosfat  tertinggi  me- miliki  nilai  A420  0,143±0,006,  sedangkan  RTD kontrol  memiliki  nilai  A420  0,340±0,037. Setelah inkubasi,  warna  (A420)  semua  sampel  RTD  tidak berbeda  signifikan.  Hal  tersebut  menunjukkan bahwa ekstraksi teh dengan fosfat belum bisa mem-
perlambat  pencokelatan  pada  teh  hijau  RTD  yang memiliki  pH  mendekati  netral  hingga  setelah  in- kubasi (Gambar 3).
Seluruh sampel baik kontrol maupun perlakuan fosfat  mengalami  peningkatan  A420  setelah  in- kubasi.  Hal  tersebut  menunjukkan  paparan  panas dapat  meningkatkan  intensitas  pencokelatan  pada sampel  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD.  Hasil  pe- nelitian  ini  sejalan  dengan  Zeng et  al. (2016)  yang menyebutkan bahwa meningkatnya suhu  dapat me- nyebabkan  reaksi  oksidasi  dan  degradasi  polifenol teh, sehingga warnanya menjadi semakin gelap, se- makin kuning, dan kurang hijau.
Gambar 3.   Penampakan visual ekstrak teh (1) pre-RTD (2) dan RTD (3) sebelum inkubasi (A) dan setelah inkubasi (B)
1A 2A 3A 3B 1B
Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2 Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2 Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2 Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2 2B
Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2
Kontrol    A1S1   A2S1   A3S1    A1S2    A2S2    A3S2
c b ab a ab ab ab a a a a a a a a a a a a a a 0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 650 650 650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500 L ig h tn e s s (L *) Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L) A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD y = 0,0153x + 60,054 R² = 0,6258 56 58 60 62 64 66 68 70 0 200 400 600 L* Ek s tra k T e h s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) B
P value<0,05
Berdasarkan  Fan et  al. (2015),  perubahan warna  pada  katekin  dari  tidak  berwarna  menjadi kuning  selama  proses  pemanasan  disebabkan  oleh reaksi  oksidasi  atau  kondensasi.  Reaksi  oligome- risasi  non-enzimatis  pada  epikatekin  (EC)  dan katekin  (C)  menghasilkan  senyawa  dimer  yaitu dehidrodikatekin-A, yang berwarna kuning pekat dan dapat  menyebabkan off-color (warna  yang  me- nyimpang) pada minuman teh.  Proses terbentuknya senyawa  tersebut  dapat  terjadi  akibat  proses pemanasan dalam suhu tinggi dan waktu yang lama, meskipun  dengan  tekanan  oksigen  yang  rendah. Selain  reaksi  oksidasi,  proses  panas  juga  dapat meningkatkan  reaksi  epimerisasi  katekin.  EC  dan EGC  memiliki  stabilitas  terhadap  panas  yang  lebih rendah  dibandingkan  dengan  jenis  katekin  yang lainnya.  Proses  panas  utamanya  menyebabkan reaksi  epimerisasi  pada  EC,  sedangkan  reaksi oksidasi  pada  EGC.  Penelitian  Vuong et  al. (2013) menunjukkan  katekin  epistruktur  tidak  stabil  pada suhu  panas,  dan  kestabilannya  terhadap  suhu dipengaruhi  oleh  pH.  Semakin  tinggi  pH,  maka epistruktur  katekin  semakin  banyak  terdegradasi dan semakin mudah mengalami epimerisasi.
Teh  mengandung  asam  amino,  terutama  50% nya terdiri dari theanine (Chaturvedula dan Prakash, 2011).  Penambahan  gula  (sukrosa)  pada  pre-RTD dan  RTD  dapat  memicu  reaksi  Maillard.  Saat sukrosa  mengalami  pemanasan,  maka  akan  meng- hasilkan  glukosa  dan  fruktosa.  Glukosa  merupakan gula  pereduksi,  dan  jika  bereaksi  dengan  gugus amino bebas pada theanine dapat mengalami reaksi Maillard,  kemudian  menghasilkan  warna  cokelat. Reaksi  Maillard  semakin  cepat  terjadi  saat  pH  dan suhu  semakin  tinggi.  Hal  tersebut  ditunjukkan  pada penelitian  Karseno et  al. (2017)  pada  gula  kelapa, yaitu  semakin  tinggi  pH  dan  suhu,  maka  intensitas pencokelatannya  semakin  tinggi.  Pada  pH  rendah, grup  amino  lebih  banyak  mengalami  protonasi,  se- hingga  lebih sedikit grup  amino  yang tersedia  untuk reaksi  Maillard.  Selain  memicu  reaksi  Maillard,  ke- beradaan sukrosa juga  dapat menurunkan stabilitas katekin.  Penelitian L nč  ić et  al. (2017)  menyata- kan  penambahan  sukrosa  dapat  mempercepat reaksi epimerisasi katekin dan epikatekin pada suhu 80 dan 100°C.
Pengaruh  jumlah  fosfor  terhadap  warna  (L*,  C*, H*) ekstrak teh, pre-RTD, dan RTD
Gambar  4  menunjukkan  terdapat  perbedaan yang  siginifikan  antara  kontrol  dengan  perlakuan fosfat  pada  kecerahan  (L*)  ekstrak  teh  setelah inkubasi.  Sampel  kontrol  memiliki  kecerahan  yang lebih  rendah  dibandingkan  dengan  sampel  perla- kuan  fosfat.  Nilai  L*  antara  sampel  kontrol  dan perlakuan fosfat setelah inkubasi pada sampel yang telah  diformulasikan  sebagai  pre-RTD  dan  RTD tidak  berbeda  signifikan.  Saat  sampel  terpapar
panas,  semua  sampel  mengalami  penurunan  nilai L*.  Jumlah  fosfor  memiliki  korelasi  signifikan  positif dengan  kecerahan  ekstrak  teh  setelah  inkubasi  (r= 0,778).
Gambar 4.   Kecerahan  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan RTD  setelah  inkubasi  dengan  penam- bahan  berbagai  konsentrasi  SAPP  dan asam  fosfat  (A).  Korelasi  jumlah  fosfor dengan  kecerahan  ekstrak  teh  setelah inkubasi (B)
Hasil  ini  sejalan  dengan  penelitian  yang dilakukan  oleh  Xu et  al. (2016),  bahwa  teh  yang diekstraksi  dengan  air  yang  memiliki  konduktivitas dan  pH  yang  semakin  rendah  menghasilkan  warna ekstrak  yang  semakin  cerah,  semakin  hijau,  dan kepekatannya  semakin  menurun  (nilai  L*  dan  H*
c b a a
b b a a a a a a a a a a a a a a a 0 20 40 60 80 100 120 0 650 650
650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500
° Hu e (H *) Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L) A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD y= -0,007x+80,331 R²= 0,5507 76 77 78 79 80 81 82 0 200 400 600 H* RT D s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) C P value<0,05 y= 0,0129x+84,14 R²= 0,5451 0 20 40 60 80 100 120 0 200 400 600 H* Ek s tra k T e h s e te la h I n k u b a s Jumlah Fosfor (mg/L) B
P value<0,05
yang  semakin  tinggi  dan  C*  semakin  rendah). Semakin  tinggi  pH  air  yang  digunakan  untuk  eks- traksi  teh  (pH>6,0),  maka  dapat  meningkatkan oksidasi  katekin  dan  membentuk  senyawa  yang berwarna. Penelitian Orona dan Medina (2019) juga menunjukkan  semakin  lamanya  waktu  penyimpan- an,  nilai  L*  dan  b*  mengalami  penurunan,  sedang- kan nilai a* mengalami peningkatan.
Nilai °Hue (H*) ekstrak teh, Pre-RTD, dan RTD setelah inkubasi dapat dilihat pada Gambar 5. Hasil tersebut  menunjukkan  bahwa  setelah  inkubasi,  nilai H*  ekstrak  teh  yang  diekstraksi  dengan  fosfat  me- miliki  nilai  H*  lebih  tinggi  signifikan  dibandingkan tanpa  fosfat.  Nilai  H*  ekstrak  teh  setelah  inkubasi memiliki  korelasi  signifikan  yang  positif  (r=  0,728) dengan  jumlah  fosfor  yang  ditambahkan.  Setelah
diformulasikan sebagai pre-RTD dan RTD, teh yang diekstraksi dengan fosfat memiliki nilai H* yang tidak berbeda  signifikan  dengan  masing-masing  kontrol setelah  inkubasi.  Nilai  H*  sampel  ekstrak  teh,  pre- RTD, dan RTD mengalami penurunan saat terpapar oleh  panas.  Hal  tersebut  menunjukkan  intensitas warna hijau berkurang dan kuning meningkat.
Nilai  chroma  (C*)  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan RTD  setelah  inkubasi  dapat  dilihat  pada  Gambar  6. Teh  yang  diesktraksi  dengan  fosfat  memiliki  nilai chroma  yang  lebih  rendah  signifikan  dibandingkan dengan  ekstrak  teh  kontrol  setelah  inkubasi. Berdasarkan  uji  korelasi  Pearson,  dapat  dilihat bahwa  nilai  chroma  ekstrak  teh  setelah  inkubasi memiliki  korelasi  signifikan  yang  negatif  dengan jumlah fosfor yang ditambahkan (r= -0,710).
Gambar 5.   °Hue  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD  setelah  inkubasi  dengan  penambahan  berbagai konsentrasi  SAPP  dan  asam  fosfat  (A).  Korelasi  jumlah  fosfor  dengan  °Hue  setelah  inkubasi pada ekstrak teh (B) dan RTD (C)
a b c c b ab
c
a
a a a a a a b a a a a ab a 0 10 20 30 40 50 60 70 0 650 650
650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500
Chro m a (C* )
Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L)
A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD y= -0,0269x+32,139 R²= 0,5219 0 10 20 30 40 50 60 0 200 400 600 Chro m a Ek s tra k T e h s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) B P value<0,05 y= 0,0179x+52,776 R²= 0,5401 0 10 20 30 40 50 60 70 0 200 400 600 Chro m a RT
D s e te la h In k u b a s i Jumlah Fosfor (mg/L) C P value<0,05 C
Gambar 6.   Chroma  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD  setelah  inkubasi  dengan  penambahan  berbagai konsentrasi SAPP dan asam fosfat (A). Korelasi jumlah fosfor dengan Chroma setelah inkubasi pada ekstrak teh (B) dan RTD (C)
Nilai  C*  pada  semua  sampel  tidak  berbeda signifikan  setelah  inkubasi  saat  diformulasikan  se- bagai  pre-RTD,  namun  setelah  diformulasikan  pada RTD,  nilai  C*  yang  diekstraksi  dengan  fosfat  lebih tinggi  signifikan  dibandingkan  dengan  kontrol  se- telah  inkubasi.  Hal  tersebut  menunjukkan  intensitas warna  teh  yang  diekstrak  dengan  fosfat  lebih  pekat saat  diformulasikan  sebagai  RTD  setelah  inkubasi. Semakin  tinggi  nilai  chroma,  maka  warna  sampel semakin pekat pada derajat °Hue yang dimiliki. Nilai chroma  juga  semakin  tinggi  saat  sampel  terpapar oleh  panas.  Berdasarkan  hasil  uji  korelasi  Pearson, terdapat  korelasi  negatif  yang  signifikan  antara jumlah  fosfor  yang  ditambahkan  dengan  H*  (r=  -
0,571) dan korelasi positif yang signifikan dengan C* (r = 0,694) pada RTD setelah inkubasi.
Penambahan  Na-bikarbonat  dilakukan  pada formulasi RTD hingga  pH  semua sampel mendekati netral dan berada pada kisaran 6,1±0,2. Jumlah Na- bikarbonat  yang  ditambahkan  pada  sampel  RTD perlakuan  fosfat  lebih  banyak  dibandingkan  dengan RTD  kontrol,  karena  sampel  dengan  perlakuan fosfat memiliki pH lebih rendah. Hal tersebut menye- babkan jumlah ion bikarbonat (HCO 3 - ) serta ion OH - yang  dihasilkan  semakin  banyak,  sehingga  kondisi RTD perlakuan fosfat lebih alkali. Berdasarkan Boyd et  al. (2016),  total  alkalinitas  dapat  didefinisikan  se- bagai  jumlah  anion  dalam  air  yang  dapat  menetral-
b a b a b a a b a a a a a a a a a a a a a a a a 0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 0 650 650 650 1300 1300 1300 0 125 250 500 125 250 500 T a n in (m g /L ) Konsentrasi SAPP dan Asam Fosfat (mg/L) A Ekstrak Teh Pre-RTD RTD y = 0,126x + 251,09 R² = 0,8515 0 50 100 150 200 250 300 350 0 200 400 600 T a n in Ek s tra k T e h s e te la h In k u b a s i
(m g /L ) Jumlah Fosfor  (mg/L) B
P value<0,05
kan  kation  hidrogen.  Senyawa  penyusun  alkalinitas dalam  air  diantaranya  hidroksida,  karbonat,  bikar- bonat,  amonia,  fosfat,  borat,  silikat,  dan  asam  or- ganik.  Keberadaan  senyawa  tersebut  dapat  mem- pertahankan pH dengan menetralkan asam.
Penelitian  yang  dilakukan  oleh  Zeng et  al. (2016)  disebutkan  bahwa  kondisi  alkali  menyebab- kan  polifenol  teh  tidak  stabil.  Terdapat  korelasi antara  nilai  absorbans  420  nm  setelah  inkubasi  de- ngan nilai L*, H*, dan C* setelah inkubasi. Berdasar- kan  uji  korelasi  Pearson,  nilai  L*  dan  H*  pada  eks- trak  teh  setelah  inkubasi  memiliki korelasi  signifikan yang  negatif  dengan  nilai  pada  A420  (r=  -0,979), sementara  nilai  C*  memiliki  korelasi  signifikan  yang positif  (r=  0,989)  dengan  nilai  A420.  Korelasi  yang sama  juga  ditunjukkan  pada  sampel  pre-RTD  dan RTD  setelah  inkubasi.  Nilai  A420  pre-RTD  setelah inkubasi  memiliki  korelasi  signifikan  yang  negatif dengan  L*  (r=  -0,959)  dan  H*  (r=  -0,942),  namun korelasi signifikan positif dengan C* (r= 0,904). Nilai A420  RTD  setelah  inkubasi  berkorelasi  signifikan negatif dengan L* (r= -0,979) dan H* (r= -0,888), dan berkorelasi  signifikan  positif  dengan  C*  (r=  0,871). Hal tersebut menunjukkan bahwa semakin tingginya intensitas  pencokelatan,  diiringi  dengan  semakin menurunnya  nilai  kecerahan  dan  nilai  Hue,  serta semakin pekat warna yang dihasilkan.

## Pengaruh  jumlah  fosfor  terhadap  tanin  ekstrak teh, Pre-RTD, dan RTD
Tanin merupakan kelompok polifenol yang larut air dan berkontribusi terhadap rasa sepat dan dapat mengikat  protein.  Tanin  dikelompokkan  menjadi hydrolysable dan condensed  tannin . Condensed tannin merupakan oligomer atau polimer yang terdiri dari  flavan-3-ols  (monomer  katekin)  yang  dihubung- kan dengan ikatan antar karbon (Corral et al., 2020). Kandungan  total  katekin  berkisar  antara  13,5-31% dalam  daun  teh  segar.  Katekin  dan  isomernya termasuk  dalam  sub  kelas  flavonoid.  Struktur katekin terdiri dari dua  gugus fenol (cincin  A dan  B) dan  satu  gugus  hidroksipiran  (cincin  C),  karena memiliki  gugus  fenol,  katekin  dapat  berfungsi  se- bagai antioksidan (Balittri, 2013). Berdasarkan Tsao dan  Li  (2012),  mekanisme  antioksidan  senyawa fenolik  yaitu  dengan  transfer  atom  hidrogen  atau elektron bebas melalui proton.
Gambar  7  menunjukkan  jumlah  tanin  ekstrak teh,  pre-RTD,  dan  RTD  setelah  inkubasi.  Teh  yang diekstraksi dengan kombinasi SAPP 1300 mg/L dan asam  fosfat  500  mg/L  dapat  meningkatkan  konsen- trasi  tanin  yang  terekstrak hingga  29,8%  dibanding- kan  ekstraksi  tanpa  fosfat.  Nilai  tersebut  mendekati dengan  hasil  penelitian  yang  telah  dilakukan  oleh Zimmermann  dan  Gleichenhagen  (2011),  yaitu  eks- traksi teh dengan menggunakan  bufer fosfat pH 3,0 dan  4,8  dapat  meningkatkan  konsentrasi  flavanol yang  terekstrak  hingga  20%.  Berdasarkan  pene-
litian  Lin et  al .  (2012),  daun  teh  yang  dipupuk  de- ngan konsentrasi fosfor yang lebih tinggi menghasil- kan  total  polifenol  yang  lebih  tinggi  saat  diekstraksi. Total  polifenol  yang  meningkat  disebabkan  oleh meningkatnya  konsentrasi  flavonoid,  bukan  oleh konsentrasi katekin yang meningkat. Pada penelitian tersebut  total  fosfor  tidak  berpengaruh  signifikan terhadap  konsentrasi  EGCG,  EGC,  C,  GC,  GCG, CG, dan total katekin. Penelitian Huang et al. (2013) menunjukkan  bahwa  semakin  meningkatnya  eks- traksi  polifenol  pada  teh  hijau  dapat  meningkatkan aktivitas antioksidan.
Gambar 7.   Tanin  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD setelah  inkubasi  dengan  penambahan berbagai  konsentrasi  SAPP  dan  asam fosfat (A). Korelasi jumlah fosfor dengan tanin ekstrak teh setelah inkubasi (B)
Penelitian  ini  juga  ditunjukkan  bahwa  ekstraksi dengan fosfat dapat meningkatkan konsentrasi tanin setelah  inkubasi,  sehingga  dapat  dikatakan  bahwa ekstraksi  dengan  fosfat  dapat  menstabilkan  jumlah tanin.  Hasil  uji  korelasi  Pearson  menunjukkan  ter- dapat  korelasi  signifikan  yang  positif  (r=  0,822) antara  jumlah  fosfor  dengan  kandungan  tanin ekstrak teh setelah inkubasi.
Berdasarkan  Xu et  al. (2016),  kapasitas  anti- oksidan  ekstrak  teh  dipengaruhi  oleh  pH  dan  kon- duktivitas  air  yang  digunakan  untuk  ekstraksi.  Nilai pH  dan  konduktivitas  air  memiliki  korelasi  signifikan yang  negatif  dengan  kapasitas  antioksidan.  Kapasi- tas antioksidan pada ekstrak teh utamanya dipenga- ruhi  oleh  katekin.  Semakin  rendah  pH  dan  konduk- tivitas  air  pengekstrak,  maka  jumlah  ekstrak  dan stabilitas  katekin  semakin  meningkat.  Pada  pene- litian  ini,  jumlah  tanin  tidak  berbeda  signifikan  antar perlakuan setelah inkubasi pada pre-RTD dan RTD. Pada  pre-RTD,  semua  sampel  setelah  inkubasi memiliki  kisaran  nilai  tanin  antara  310-362  mg/L. Nilai  tanin  semua  sampel  RTD  setelah  inkubasi berkisar 310-340 mg/L.
Tanin  pada  semua  perlakuan  mengalami  pe- nurunan  setelah  proses  inkubasi.  Rata-rata  penu- runan  tanin  pada  ekstrak  teh,  pre-RTD,  dan  RTD perlakuan  fosfat  masing-masing  yaitu  8,32;  0,30; dan  7,96%.  Penurunan  tanin  pada  ekstrak  teh,  pre- RTD,  dan  RTD  kontrol  masing-masing  yaitu  14,25; 2,06;  dan  8,89%.  Penurunan  tanin  setelah  inkubasi pada  suhu  panas  disebabkan  tanin  lebih  banyak mengalami  oksidasi,  sehingga  komponen  tanin  ter- degradasi.  Reaksi  oksidasi  akan  dipercepat  dengan pH  larutan  yang  semakin  tinggi.  Telah  disebutkan dalam  pembahasan  sebelumnya  bahwa  proses  in- kubasi  juga  dapat  meningkatkan  nilai  A420  dan  C*, menurunkan  L*  dan  H*  pada  ekstrak  teh,  pre-RTD, dan  RTD.  Hasil  ini  menunjukkan  bahwa  proses inkubasi  dapat  meningkatkan  oksidasi  tanin,  se- hingga  berefek  terhadap  warna  yang  dihasilkan semakin  cokelat,  kecerahan  menurun,  serta  ke- pekatan  warna  meningkat.  Berdasarkan  Zeng et  al. (2016),  warna  kuning  berkorelasi  dengan  oksidasi polifenol  teh.  Pada  penelitian  tersebut,  semakin tinggi  pH  dan  paparan  suhu,  maka  warna  teh  se- makin  kuning,  ditunjukkan  dengan  nilai  absorbans pada  425  nm  yang  semakin  tinggi.  Selain  itu,  se- makin  tinggi  pH  juga  menurunkan  nilai  L*  dan meningkatkan  nilai  a*  dan  b*.  Dalam  pH  netral, EGCG  mudah  mengalami  autooksidasi.  Produk utama  dari  oksidasi  tersebut memiliki  struktur  dimer dan memiliki berat molekul yang lebih tinggi.
Disebutkan  dalam  Gadkari  dan  Balaraman (2015),  katekin  sensitif  terhadap  oksidasi,  cahaya, suhu  tinggi,  dan  kondisi  alkali.  Hasil  penelitian Hunaefi et  al. (2018)  menunjukkan  bahwa  pH  dan total  fenol  mengalami  penurunan  dengan  semakin meningkatnya  suhu  penyimpanan.  Hal  yang  sama
ditunjukkan  oleh  penelitian  Orona  dan  Medina (2019),  yang  menyebutkan  bahwa  ekstrak  teh  yang telah  diproses  sterilisasi  dan  disimpan  pada  suhu ruang  selama  9  hari  mengalami  penurunan  total fenol  sebanyak  44,67%,  penurunan  total  katekin 33,40%, dan penurunan total non katekin 56,93%.
Penelitian  Chen et  al. (2001)  menunjukkan stabilitas  katekin  teh  hijau  selama  proses  pe- manasan dengan autoklaf pada suhu 120°C selama 20 menit dipengaruhi oleh pH. Pada pH 3,0 dan 4,0, katekin  teh  hijau  relatif  stabil,  tetapi  mulai  ter- degradasi  pada  pH  5,0  dan  6,0.  Lebih  dari  80% katekin  teh  hijau  masih  tersisa  setelah  proses pemanasan  tersebut  pada  pH  3,0  dan  4,0,  tetapi saat  pH  6,0,  katekin  teh  hijau  hanya  tersisa  20%. Semakin meningkatnya  waktu penyimpanan, jumlah katekin  yang  tersisa  semakin  sedikit  pada  pH  yang semakin  tinggi.  Proses  sterilisasi  dengan  panas pada  minuman  teh  dalam  kaleng  atau  botol  dapat mengkonversi  EGCG  menjadi  GCG.  Penelitian tersebut  juga  menunjukkan  bahwa  penggunaan asam  askorbat  dapat  melindungi  katekin  setelah  1 bulan  proses  sterilisasi,  namun  setelah  itu  asam askorbat  berperan  sebagai  prooksidan,  yang  dapat memicu  degradasi  katekin.  Asam  askorbat  (AA) sering  digunakan  sebagai  bahan  tambahan  pada minuman  teh  hijau  dengan  tujuan  melindungi stabilitas  katekin,  namun  asam  askorbat  sangat mudah  mengalami  oksidasi  pada  medium  cair menjadi  asam  dehidroaskorbat  (DHAA).  DHAA dapat  melindungi  stabilitas  EGCG  dengan  meng- hambat reaksi hidrolisis, namun dapat juga bereaksi membentuk  DHAA-EGCG  sehingga  dapat  memicu degradasi  katekin  (Chen et  al., 2020).  Kecepatan oksidasi asam askorbat sangat dipengaruhi oleh pH medium,  suhu,  oksigen,  dan  dikatalis  oleh  keber- adaan  logam.  Kestabilan  asam  askorbat  paling tinggi  pada  pH  3,0,  sedangkan  kestabilannya  akan semakin  menurun  saat  pH  medium  semakin  tinggi D  iń k et al., 2012)
Nilai  konstanta  disosiasi  asam  (Ka)  dapat digunakan  untuk  mengukur  kekuatan  asam  dalam suatu larutan. Semakin besar nilai Ka, atau semakin rendah nilai pKa, maka semakin kuat asam tersebut, karena semakin banyak ion H+ yang dilepaskan. Ion H+  dapat  menangkap  radikal  bebas,  sehingga  jika semakin  banyak  ion  H+  yang  dilepaskan  maka aktivitas  antioksidan  dapat  meningkat.  Tingkat keasaman  larutan  pengekstrak  dapat  memengaruhi jumlah  ion  H+  yang  dilepaskan  (Achyadi et  al., 2018).  Yeni et  al. (2017)  menyebutkan  semakin banyak  ion  H+  bebas,  maka  dapat  meregenerasi senyawa antioksidan dengan cara berikatan dengan radikal  fenoksil  membentuk  senyawa  antioksidan kembali.  Aktivitas  antioksidatif  pada  antioksidan dapat  mengalami  perubahan  tergantung  pada  nilai pH  medium  dan  pKa  antioksidan.  Berdasarkan Muzolf-Panek et  al.  ( 2012),  adanya  gugus  galat
pada  epikatekin  galat  (ECG),  galokatekin  galat (GCG),  dan  epigalokatekin  galat  (EGCG)  dapat menurunkan  nilai  pKa.  Hal  tersebut  disebabkan jumlah  gugus  hidroksil  meningkat  dengan  adanya gugus  galat.  Nilai  pKa  ECG,  GCG,  dan  EGCG masing-masing  yaitu  7,72;  7,61;  dan  7,64.  Katekin mengalami  protonasi  saat  pH  medium  lebih  rendah dari  pKa  katekin,  sebaliknya  saat  berada  pada  pH yang  lebih  tinggi  dari  pKa,  katekin  mengalami deprotonasi.  Pada  penelitian  ini,  ekstraksi  teh  de- ngan  campuran  fosfat  dapat  menurunkan  pH  eks- traksi  sehingga  tanin  berada  pada  dalam  keadaan terprotonasi, kemudian menyebabkan donasi proton menjadi  sulit.  Berdasarkan L nč  ić et  al. (2017), pada  pH  netral  atau  basa  potensi  katekin  untuk mendonorkan proton meningkat, sehingga lebih mu- dah untuk mengalami degradasi.

## KESIMPULAN
Penambahan  SAPP  dan  asam  fosfat  dengan jumlah 221-521 mg/L pada air pengekstrak sebelum ekstraksi teh hijau dapat menurunkan pH ekstrak teh dari  5,83±0,18  menjadi  2,8-3,8,  meningkatkan  ke- cerahan  warna,  serta  meningkatkan  konsentrasi tanin yang terekstrak. Gula dan asam askorbat yang ditambahkan  pada  ekstrak  teh  dengan  atau  tanpa penambahan  fosfat  dapat  membuat  pH  semua sampel  <4,0  dan  mempertahankan  kecerahan  pre- RTD  hingga  setelah  inkubasi.  Penambahan  cam- puran  fosfat  pada  teh  yang  mengandung  natrium bikarbonat  (pH  mendekati  netral),  belum  mem- perlihatkan  pengaruh  terhadap  kestabilan  warna. Hal tersebut menunjukkan reaksi pencokelatan pada minuman  teh  dapat  dihambat  dengan  penambahan fosfat pada kondisi pH<4,0. Selain itu, penambahan SAPP  1300  mg/L  dan  asam  fosfat  500  mg/L  pada air  pengekstrak  dapat  meningkatkan  konsentrasi tanin  hingga  29,8%  dibandingkan  ekstraksi  tanpa fosfat. Hal tersebut dapat memberikan manfaat bagi industri  sebagai  potensi  penghematan  biaya dalam proses  ekstraksi  teh,  dengan  mempertimbangkan aspek sensori yang dihasilkan.

## DAFTAR PUSTAKA
Achyadi  N,  Sutrisno  A,  Fauziah  A.  2018.  Pengaruh bahan  pengekstrak  terhadap  karakteristik  eks- trak  senyawa  fungsional  dari  kulit  buah  naga merah  ( Hylocereus  polyrhizus ).  Pas  Food Technol  J  4:  23-30.  DOI:  10.23969/pftj.v6i1. 1505.
Ananingsih  VK,  Sharma  A,  Zhou  W.  2013.  Green tea  catechins  during  food  processing  and  sto- rage:  A  review  on  stability  and  detection.  Food Res  Int  50:  469-479.  DOI:  10.1016/j.foodres. 2011.03.004.
Baek  N,  Kim  Y,  Duncan  SE,  Leitch  K,  O'Keefe  S. 0      − -Epigallocatechin  gallate  stability  in ready-to-drink  (rtd)  green  tea  infusions  in  TiO2 and oleic-acid-modified TiO2 polylactic acid film packaging  stored  under  fluorescent  light  during refrigerated  storage  at  4°C.  Foods  10:  1-12. DOI: 10.3390/foods100 40723.
Balittri  J.  2013.  Kandungan  senyawa  kimia  pada daun  teh  ( Camellia  sinensis ).  War  Penelit  dan Pengemb Tanam Ind 19: 12-16.
Bark KM, Yeom JE, Yang JI, Yang IJ, Park CH, Park HR.  2011.  Spectroscopic  studies  on  the  oxi- dation of catechin in aqueous solution.  Bull Ko- rean  Chem  Soc  32:  3443-3447.  DOI:  10.5012/ bkcs.2011.32.9.3443.
Bijlsma  J,  de  Bruijn  WJC,  Hageman  JA,  Goos  P, Velikov  KP,  Vincken  JP.  2020.  Revealing  the main  factors  and  two-way  interactions  contri- buting  to  food  discolouration  caused  by  iron- catechol  complexation.  Sci  Rep  10:  1-11.  DOI: 10.1038/s41598-020-65171-1.
[BPOM  RI]  Badan  Pengawas  Obat  dan  Makanan Republik Indonesia. 2019. Perka BPOM No. 11 Tahun 2019 tentang Batas Maksimum Penggunaan Bahan Tambahan Pangan. BPOM RI, Jakarta.
Briawan D, Hardinsyah, Marhamah, Zulaikhah, Aries M. 2011. Konsumsi minuman dan preferensinya pada  remaja  di  Jakarta  dan  Bandung.  Gizi Indon  34:  43-51.  DOI:  10.36457/gizindo.v34i1. 100.
Boyd CE, Tucker CS, Somridhivej B. 2016. Alkalinity and  hardness:  Critical  but  elusive  concepts  in aquaculture. J World Aquac Soc 47: 6-41. DOI: 10.1111/jwas.12241.
Chan  EWC,  Soh  EY,  Tie  PP,  Law  YP.  2011.  Anti- oxidant  and  antibacterial  properties  of  green, black,  and  herbal  teas  of Camellia  sinensis . Pharmacognosy Res 3: 266-272. DOI: 10.4103/ 0974-8490.89748.
Chen  Z,  Zhu  Q,  Tsang  D,  Huang  Y.  2001.  Degra- dation  of  green  tea  catechins  in  tea  drinks.  J Agric  Food  Chem  49:  477-482.  DOI:  10.1021/ jf000877h.
Chen L, Wang W, Zhang J, Wang W, Ni D, Jiang H. 2020. Dehydroascorbic acid affects the stability of catechins by forming conjunctions. Molecules 25: 1-12. DOI: 10.3390/molecules25184076.
Chaturvedula  VSP,  Prakash  I.  2011.  The  aroma, taste,  color  and  bioactive  constituents  of  tea.  J Med Plants Res 5: 2110-2124.
Choung  M,  Lee  M.  2011.  Optimal  extraction  condi- tions  for  simultaneous  determination  of  ca- techins  and  caffeine  in  green  tea  leaves.  Food Sci Biotechnol 20: 327-333. DOI: 10.1007/s100 68-011-0046-1.
Corral  FM,  Oliveira  PG,  Pereira  AG,  Lopes  CL, Lopez CJ, Prieto MA, Gandara JS. 2020. Tech- nological  application  of  tannin-based  extracts. Molecules  25:  1-27.  DOI:  10.3390/molecules 25030614.
Dai Q, He Y, Ho C, Wang J, Wang S, Yang Y, Gao L, Xia  T.  2017.  Effect  of  interaction  of  epigallo- catechin  gallate  and  flavonols  on  color  alte- ration  of  simulative  green  tea  infusion  after thermal  treatment.  J  Food  Sci  Technol  54: 2919-2928. DOI: 10.1007/s13197-017-2730-5.
D  iń k  B, O   óżk -Cieś ik  , C b n  , Ri  n K, Le zczyń k  L, Ry zk      0    Inf  ence  f trace  elements  on  stabilization  of  aqueous solutions of ascorbic acid. Biol Trace Elem Res 150:  509-512.  DOI: 10.1007/s12011-012-9524- 4.
Du  J,  Cullen  JJ,  Buettner  GR.  2012.  Ascorbic  acid:
Chemistry, biology and the treatment of cancer. Biochim  Biophys  Acta-Rev  Cancer  1826:  443- 457. DOI: 10.1016/j.bbcan.2012.06.003.
Ellinger  R.  2018.  Phosphates  as  Food  Ingredients. 15. 85-87. CRC Press, Boca Raton, Florida.
[FAO]  Food  Agricultural  Organization.  2019.  GSFA On ine :   di      yph  ph  e  45 i .: http://w ww.fao.org/gsfaonline/additives/details.html?id= 37 [13 September 2019].
Fan  FY,  Shi  M,  Nie  Y,  Zhao  Y,  Ye  JH,  Liang  YR. 2015.  Differential  behaviors  of  tea  catechins under  thermal  processing:  formation  of  non- enzymatic  oligomers.  Food  Chem  106:  347- 354. DOI: 10.1016/j.foodchem.2015.09.056.
Forester S, Lambert J. 2011. The role of antioxidant versus  pro-oxidant  effects  of  green  tea  poly- phenols  in  cancer  prevention.  Mol  Nutr  Food Res  55:  844-854.  DOI:  10.1002/mnfr.2010006 41.
Gadkari  PV,  Balaraman  M.  2015.  Catechins: sources,  extraction  and  encapsulation  -  a review.  Food  Bioprod  Process  93:  122-138. DOI: 10.1016/j.fbp.2013.12.004.
Hariyadi  P.  2013.  Hot-fill  processing  of  beverages. Foodreview Int 1: 46-49.
Hasan  A.  2017.  Pengaruh  asam  askorbat  dan sodium acid pyrophosphate (sapp) dalam men- cegah  kerusakan  antioksidan  ubijalar  ungu  va- rietas antin 3. J Agritech Sci 1: 38-50.
Huang W, Lin Y, Ho R, Liu H, Lin Y. 2013. Effects of water  solutions  on  extracting  green  tea  leaves. Sci  World  J  2013:  1-6.  DOI:  10.1155/2013/ 368350.
Hunaefi  D,  Yuliana  ND,  Rynaldo  M,  Dede  R.  2018.
Emotional  sensory  mapping  of  PET-packaging tea  product.  Int  Conf  Food  Agric  (2018):  288- 305.
Iwasa K. 1975. Methods of chemical analysis. Japan Agric Res Q 9: 161-164.
Jiang  L,  Tu  Y,  Li  X,  Li  H.  2018.  Application  of  re- verse  osmosis  in  purifying  drinking  water.  E3S Web of Conferences 38: 1-6. DOI: 10.1051/e3s conf/20183801037.
Karseno,  Erminawati,  Yanto  T,  Setyowati  R,  Har- yanti P. 2017. Effect of pH and temperature on browning  intensity  of  coconut  sugar  and  its antioxidant  activity.  Food  Res  2:  1-7.  DOI: 10.26656/fr.2017.2(1).175.
[Kemendag  RI]  Kementerian  perdagangan  Republik Indonesia.  2015. Wh  ’   in ide  ind ne i n   e Export News Indonesia 2: 1-12.
Kortei  NK,  Odamtten  GT,  Obodai  M,  Appiah  V, Akonor  PT.  2015.  Determination  of  color parameters of gamma irradiated fresh and dried mushrooms  during  storage.  Croat  J  Food Technol Biotechnol Nutr 10: 66-71.
Kim Y, Welt B, Talcott S. 2011. The impact of pack- aging  materials  on  the  antioxidant  phytoche- mical stability of aqueous infusions of green tea ( Camellia  sinensis )  and  Yaupon  Holly  (Ilex vomitoria)  during  cold  storage.  J  Agric  Food Chem 59: 4676-4683. DOI: 10.1021/jf104799y.
Li  N,  Taylor  L,  Ferruzzi  M,  Mauer  L.  2012.  Kinetic study  of  catechin  stability:  Effects  of  pH,  con- centration,  and  temperature.  J  Agric  Food Chem  60:  12531-12539.  DOI:  10.1021/jf3041 16s.
Lin ZH, Qi YP, Chen RB, Zhang FZ, Chen LS. 2012. Effects  of  phosphorus  supply  on  the  quality  of green  tea.  Food  Chem  130:  908-914.  DOI: 10.1016/j.foodchem.2011.08.008.
Liu  P,  Lu  X,  Li  N,  Zheng  Z,  Qiao  X.  2019.  Charac- terization,  variables,  and  antioxidant  activity  of the  maillard  reaction  in  a  fructose –histidine model  system.  Molecules  24:  1-15.  DOI: 10.3390/molecules24010056.
L nč  ić   ,    b    L      J,  Guerra  E,  Kopjar  M, Lores  M.  2017.  Thermal  stability  of  catechin and  epicatechin  upon  disaccharides  addition. Int  J  Food  Sci  Technol  53:  1195-1202.  DOI: 10.1111/ijfs.13696.
McHugh  ML.  2011.  Multiple  comparison  analysis testing  in  anova.  Biochemia  Medica  21:  203- 209. DOI: 10.11613/bm.2011.029.
Nagai  H,  Sato  K.  2001.  Asahi  Soft  Drinks  Co.  Ltd. 2001  Maret  13.  Method  for  preventing powdered  tea-containing  food  from  browning and  powder  green  tea  beverage  to  prevent browning  held  in  transparent  container.  Paten JP2001061412A.
Orona  V,  Medina  G.  2019.  Changes  in  phenolics and antioxidant capacity during short storage of ready-to-drink  green  tea  ( Camellia  sinensis ) beverage  at  commercial  conditions.  Post Harvest  Technol  78:  141-145.  DOI:  10.1590/ 1678-4499.2018027.
Muzolf- nek M, G i zczyń k -Świgł   ,  zy   i k H,  Tyrakowska  B.  2012.  The  influence  of stereochemistry on the antioxidant properties of catechin  epimers.  Eur  Food  Res  Technol  235: 1001-1009. DOI: 10.1007/s00217-012-1826-4.
Pastoriza  S,  Mesías  M,  Cabrera  C,  Henares  JAR.
2017.  Healthy  properties  of  green  and  white teas:  An  update.  Food  Funct  8:  2650-2662. DOI: 10.1039/c7fo00611j.
Spiro  M,  Price  WE.  1987.  Kinetics  and  equilibria  of tea  infusion  part  6:  The  effects  of  salts  and  of pH  on  the  concentrations  and  partition  con- stants of theaflavins  and caffeine in Kapchorua Pekoe  fannings.  Food  Chem  24:  51-61.  DOI: 10.1016/0308-8146(87)90083-5.
Tsao  R,  Li  H.  2012.  Antioxidant  properties in  vitro and in vivo : realistic assessments of efficacy of plant  extracts.  CAB  Rev  7:  1-9.  DOI:  10.1079/ PAVSNNR20127009.
Vuong  Q,  Golding  J,  Stathopoulos  C,  Roach  P. 2013.  Effects  of  aqueous  brewing  solution  pH on  the  extraction  of  the  major  green  tea  cons- tituents.  Food  Res  Int  53:  713-719.  DOI:  10. 1016/j.foodres.2012.09.017.
Wang  L,  Kim  D,  Park  J,  Lee  C.  2003.  Various  anti- browning  agents  and  green  tea  extract  during processing  and  storage.  J  Food  Process Preserv  27:  213-225.  DOI:  10.1111/j.1745- 4549.2003.tb00513.x.
Xu  H,  Zhang  L,  Chenxin  E.  2010.  The  Coca  Cola Company.  2010  Mei  6.  Inhibition  of  the formation  of  tea  opacification  or  precipitation  in tea drinks during storage. Paten USA 20100035098 A1 .
Xu Y, Zou C, Gao Y, Chen J, Wang F, Chen G, Yin J.  2016.  Effect  of  the  type  of  brewing  water  on the  chemical  composition,  sensory  quality  and antioxidant  capacity  of  Chinese  teas.  Food Chem  236:  142-151.  DOI:  10.1016/j.foodchem. 2016.11.110.
Yeni  G,  Syamsu  K,  Mardliyati  E,  Muchtar  H.  2017. Determination of process technology on making of pure gambier and standardized catechin from raw gambier. J Litbang Ind 7: 1-10.
Zeng  L,  Maa  M,  Li  C,  Luo  L.  2016.  Stability  of  tea polyphenols  solution  with  different  pH  at different  temperatures.  Int  J  Food  Prop  20:  1- 18. DOI: 10.1080/10942912. 2014.983605.
Zhang  H,  Jiang  Y,  Lv  Y,  Pan  J,  Duan  Y,  Huang  Y,
Zhu Y, Zhang S, Geng K. 2017. Effect of water quality on the main components in Fuding white tea  infusions.  J  Food  Sci  Technol  54:  1206- 1211. DOI: 10.1007/s13197-017-2571-2.
Zimmermann B, Gleichenhagen M. 2011. The effect of  ascorbic  acid,  citric  acid  and  low  pH  on  the extraction  of green tea: How to get most out of it. Food Chem 124: 1543-1548. DOI: 10.1016/j. foodchem.2010.08.009.