## Aktivitas Antibakteri Ekstrak Jeruju Acanthus ilicifolius terhadap Bakteri Multi Drug Resistant

## Delianis Pringgenies, Wilis Ari Setyati, Dwicahyo Setiyo Wibowo dan Ali Djunaedi
Departemen Ilmu Kelautan, Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Universitas Diponegoro Jl. Prof. H. Soedarto, S.H., Tembalang, Semarang, Jawa Tengah, 50275 Indonesia Email: pringgenies@yahoo.com

## Abstract

## Antibacterial Activity of Acanthus ilicifolius Extract against Multi Drug Resistant Bacteria
This  study  aims  to  determine  the  antibacterial  activity  of  the  Jeruju  fraction  extract  (roots, stems  and  leaves)  against  Multi  Drug  Resistant  (MDR)  bacteria.  Extraction  uses  the  solid-liquid extraction  method.  Fractionation  was  done  by  Thin  Layer  Chromatography  (TLC)  and  Open Column Chromatography (OCC). The antibacterial activity was tested by the diffusion method for different concentrations. The test bacteria  were  MDR bacteria: Klebsiella sp,  Coagulant negative stapylococi (CNS), Enterobacter 5, Enterobacter 10, E. Coli and Pseudomonas sp. The activity test results  showed  the  crude  extract  of  the  root  with  ethyl  acetate  solvent  had  the  highest antibacterial  activity.  The  results  of  the  Open  Column  Chromatography  activity  test  showed  that the  fraction  I,  II  and  III  of  the  root  extracts  had  antibacterial  activity  against  the  test  bacteria. Fraction I was active against Enterobacter 5 with inhibition zones of 10.0 ± 0.34 mm. Fraction II was active against Coagulant negative stapylococi with inhibition zone diameters of 11.80 ± 0.16 mm. Fraction  III  has  the  highest  antibacterial  activity  against  Enterobacter  10,  Klebsiella  sp, Pseudomonas  sp.  danE.  Coli  successively  produce  inhibition  zones  (13.98mm  ±  0.58),  (13.22mm  ± 0.50), (13.15mm ± 1.15) and (13.10mm ± 0.04) and the highest in and Results the study concluded that root extracts had the highest antibacterial bioactivity compounds compared to stem and leaf extract samples. Furthermore, the MDR antibacterial activity test showed that the sample III fraction had  the  best  inhibitory  zone  on  the  best  bacteria  as  an  anti-bacterial  MDR:  Klebsiella  sp, Enterobacter 10, E. Coli and Pseudomonas sp
Keywords: Acanthus ilicifolius; antibacterial; MDR; inhibition zone

## Abstrak
Penelitian  ini  bertujuan  mengetahui  aktivitas  antibakteri  fraksi  ekstrak  Jeruju,  (akar,  batang dan daun) terhadap bakteri Multi Drug Resistant (MDR). Ekstraksi menggunakan metode ekstraksi padat-cair.  Fraksinasi  dilakukan  dengan  Kromatografi  Lapis  Tipis  (KLT)  dan  Kromatografi  Kolom Terbuka (KKT). Uji aktivitas antibakteri dengan metode difusi agar konsentrasi yang berbeda. Bakteri uji  adalah  bakteri  MDR: Klebsiella sp ,  Coagulant  negative  stapylococi ( CNS ), Enterobacter  5, Enterobacter 10, E. Coli dan Pseudomonas sp . Hasil uji aktifitas antibakteri menunjukan ekstrak kasar akar dengan pelarut etil asetat memiliki aktifitas antibakteri tertinggi pada semua bakteri uji. Hasil uji aktivitas fraksi Kromatografi Kolom Terbuka memperlihatkan fraksi I, II dan III ekstrak akar memiliki aktivitas  antibakteri  terhadap  bakteri  uji.  Fraksi  I  aktif  terhadap Enterobacter  5 dengan  zona hambat 10,0±0,34  mm. Fraksi  II aktif terhadap Coagulant negative stapylococi dengan diameter zona  hambat  11,80±0,16  mm.  Fraksi  III  memiliki  aktivitas  antibakteri  yang  paling  tinggi  terhadap Enterobacter  10,  Klebsiella sp ,  Pseudomonas sp . dan E.  Coli. berturut – turut  menghasilkan zona hambat  (13,98mm  ±0,58),  (13,22mm  ±0,50),  (13,15mm  ±1,15)  dan  (13,10mm  ±0,04)  serta  tertinggi pada dan Hasil penelitian disimpulkan bahwa ekstrak akar memiliki senyawa bioaktifitas antibakteri
tertinggi dibandingkan sampel ekstrak batang dan daun. Selanjutnya uji aktifitas antibakteri MDR memperlihatkan  bahwa  sampel  fraksi  III  memiliki  zona  hambat  terbaik  pada  bakteri  terbaik sebagai anti bakteri MDR: Klebsiella sp , Enterobacter 10, E. Coli dan Pseudomonas sp.
Kata Kunci : Acanthus ilicifolius; antibakteri; MDR; zona hambat

## PENDAHULUAN
Mangrove  Jeruju Acanthus  ilicifolius merupakan tanaman yang berbeda bentuknya  dibandingkan  dengan  jenis mangrove  lainnya,  yaitu  pada  batang, cabang  dan  rantingnya  dikelilingi  oleh  duri halus  dan  tajam  serta  memiliki  bunga  serta merupakan  salah  satu  jenis  mangrove  yang berasosiasi  dengan  tumbuhan  liar.  Biasanya tumbuhan  ini  hidup  pada  atau  dekat mangrove, sangat jarang di daratan. Memiliki kekhasan  sebagai  herba  yang  tumbuh rendah dan kuat, yang mempunyai kemampuan  secara  vegetative  karena perakarannya  yang  berasal  dari  batang horizontal,  sehingga  membentuk  bagian yang  besar  dan  kukuh.  Bunga  kemungkinan diserbuki  aleh  serangga  dan  burung.  Biji tertiup  angin,  sampai  sejauh  2  meter  (Noor, dkk.1999).  Jeruju  diketahui  selain  sebagai bahan pangan juga berpotensi mengandung  senyawa  bioaktif.  Hal  ini dikarenakan  beberapa  senyawa  metabolit baru-baru  ini  dengan  struktur  kimia  dan tergolong  salah  satu  diversit as  dari  ‘ kelas- kelas  kimia’  telah dikarakterisasi dari tumbuhan mangrove dan tumbuhan asosiasinya. Dari beberapa senyawa metabolit  dihasilkan  berbagai  senyawa bioaktif  yang  berpotensi  sebagai  senyawa antibakteri.  Pada A.  ilicifolius menghasilkan senyawa  bioaktif  steroid,  saponin,  flavonoid dan  tannin.  Menurut  Manilal et  al. (2009) A. ilicifolius secara  in  vitro  bersifat  vibriosidal yang  aktif  melawan  tiga  spesies  vibrio,  yaitu V.  alcaligenes (8  mm), V.  vulnificus (9  mm), dan V.  alginolyticus (10  mm).  Perbedaan aktivitas  antimikroba  antar  mangrove  dapat dikarenakan  adanya  perbedaan  substansi antimikroba yang ada.
Senyawa  antibakteri  sebagai  salah satu  bahan  antimikroba  memiliki  3  macam bentuk  kerja,  yaitu  bakteriostatik,  bakterisidal dan  bakterilitik.  Mekanisme  bakteriostatik adalah menghambat sintesis protein dengan
mengikat  ribosom,  sedangkan  bakterisidal mencegah pertumbuhan dan menyebabkan kematian,  namun  tidak  menyebabkan  sel bakteri  menjadi  lisis.  Berbeda  dengan bakterisidal,  bakterilitik  bekerja  dengan  cara membuat lisis sel-sel bakteri. Proses lisisnya sel bakteri  dapat  terlihat  dari  penurunan  jumlah sel  ataupun  kekeruhan  setelah  bahan tersebut  ditambahkan  (Brock  dan  Madigan, 1991).  Sedangkan  menurut  Siegel et  al.,
(2007)  bahwa  MDR  ( Multi-drug  Resistant ) adalah  mikroorganisme,  umumnya  bakteri yang  telah  resisten  terhadap  lebih  dari  satu kelas senyawa antimikroba.  Bahaya resistensi antibiotik  dapat  semakin  meningkat  sebagai akibat  dari  pemilihan  usaha  pengendalian bakteri  oleh  antibiotik  yang  digabungkan dengan  kemampuan  bakteri  dalam  memilih penyebaran  dan  kemampuan  timbulnya resistensi  (Filius et  al .,  2005).  Berdasarkan  hal tersebut,  maka  tujuan  penelitian  adalah untuk  mengetahui  aktifitas  antibakteri  dari fraksi  ekstrak  akar,  batang  dan  daun  dari tanaman A.  ilicifolius terhadap  bakteri  MDR (multidrug resistent).

## MATERI DAN METODE
Materi yang digunakan dalam penelitian ini adalah daun, batang, akar dari tumbuhan Jeruju  A.  ilicifolius. Materi  uji aktifitas  antibakteri  adalah  bakteri  MDR meliputi  bakteri: Klebsiella sp ,  Coagulant negative  stapylococi  (CNS) , Enterobacter  5, Enterobacter 10, E. Coli dan Pseudomonas sp . Pengambilan sampel
A. ilicifolius dilakukan dengan metode sampling purposive  atau  berdasarkan  atas  adanya tujuan  tertentu  bukan  berdasarkan  tempat, random,  daerah.  Sampel  diperoleh  dari komunitas  mangrove  di  pantai  Teluk  Awur Jepara  profinsi  Jawa  Tengah.  Sampel  Jeruju setelah  dibersihkan  dari  kotoran  lumpur kemudian  dipisahkan  antara  daun,  batang, dan  akar.  Selanjutnya  dipotong  kecil-kecil kurang lebih 2 X 2 cm. Sehingga didapat 500 gram  daun  basah,  500  gram  batang
basah,dan  500  gram  akar  basah.  Sampel kemudian  dijemur menggunakan  sinar matahari  secara  tidak  langsung.  Sampel kering Jeruju  A.  ilicifolius yang  dihasilkan adalah  300  gram  daun  kering,  270  gram batang kering,dan 155 gram akar kering.
Sampel Jeruju kering direndam dengan  pelarut  n-heksan  hingga  terendam seluruhnya selama 1 x 24 jam. Setelah 24 jam, rendaman disaring sedangkan ampas dipisahkan. Ampas kembali direndam dengan  pelarut  n-heksan  selama  2  jam. Perendaman  diulang  hingga  tidak  terjadi perubahan  warna  atau  menjadi  jernih. Metode  ekstraksi  yang  digunakan  dalam penelitian ini adalah metode ekstraksi padat- cair  (solid-liquid)  dengan  menggunakan rotavapour sebagai  alat  untuk  melakukan ekstraksi  (Pavia et  al .,  1995).  Setelah  itu disaring  dengan  kertas  saring.  sedangkan filtratnya  dievaporasi  dengan rotavapour pada  suhu  45  ºC.  Ekstrak  dipindahkan  dari erlenmeyer flask kedalam botol vial , kemudian dikeringkan lagi dengan rotavapour (Burgess et  al ., 2003).  Selanjutnya ampas direndam kembali dengan etil asetat dan metanol secara berurutan dengan cara yang sama seperti perlakuan pada pelarut n- heksan.
Media yang digunakan dalam penelitian ini adalah media Nutrien Agar dan Nurtien  Broth.  Media  Nutrien  Agar  dalam penelitian  digunakan  untuk  membuat  agar miring dalam fresh culture dan penyimpanan isolat.  Selain  itu  juga  digunakan  sebagai media  uji  sensitivitas  antibakteri.  Media Nutrien Agar dibuat dengan cara mencampurkan  2,2  gram  NA  dan  aquades sebanyak  100  mL  sedangkan  media  Nurtien Broth digunakan sebagai media kultur bakteri uji.Media  Nutrien  Broth  dibuat  dengan  cara mencampurkan 0,25 gram pepton, 0,05 gram yeast,  dan  aquades  sebanyak  100  mL.. Masing-masing larutan media tersebut dihomogenkan  menggunakan  stirrer  hot plate  sambil  diaduk  hingga  mendidih. Larutan kemudian disterilkan dalam autoclave  pada  suhu  121  ºC  dan  tekanan  1 atm  selama  15  menit.  Setelah  dikeluarkan dari  autoclave,  Nutrien  Agar  dituangkan  ke dalam  cawan  petri  dan  didiamkan  hingga memadat,  sedangkan  Larutan  Nutrien  Broth dituang ke dalam tabung reaksi.
Uji  kontrol  positif  dilakukan  dengan menggunakan  antibiotik Streptomisin yang diujikan  terhadap  bakteri  uji  dengan konsentrasi 80 μ g/disk. Hal ini bertujuan untuk mengetahui adanya diameter zona hambatan  yang  terbentuk  oleh  antibiotik Streptomisin .  Antibiotik  kemudian  diteteskan diatas kertas cakram pada media agar yang telah  ditanami  bakteri  uji.  Pengamatan  zona hambatan dilakukan setelah inkubasi selama 24  jam,  ukur  diameter  zona  hambat  yang terbentuk.  Uji  kontrol  negatif  dilakukan dengan  menggunakan  ketiga  pelarut  yakni; n-hexane, etil asetat, dan metanol terhadap bakteri uji. Uji ini dilakukan untuk mengetahui ada  atau  tidaknya  pengaruh  pelarut  dalam pembentukan diameter zona hambatan.
Uji  aktivitas  antibakteri  ekstrak Jeruju terhadap  bakteri  uji  dilakukan  dengan menggunakan  0,1  gram  ekstrak  kasar. Kemudian  ekstrak  kasar  sebanyak  0,1  gram diencerkan untuk dibuat larutan stok dengan konsentrasi  80  µg/µl.  Pasang  paperdisk  pada media  uji.  Hasil  pengenceran  dengan konsentrasi  5  µg/disk,  10  µg/disk,  20  µg/disk, 40 µg/disk, dan 80 µg/disk diteteskan dengan mikropipet sebanyak 10 µg/µl pada paperdisk.  Kemudian  media  uji  disimpan dalam inkubator pada suhu 37 0 C selama 24 jam.  Setelah  24  jam  median  diamati  dan diukur  diameter  zona  hambatnya  dengan menggunakan  jangka  sorong.  Zona  hambat yang  terbentuk  berupa  zona  bening  yang terbentuk disekitar paperdisk atau zona yang tidak ditumbuhi bakteri.
Analisis KLT dilakukan dengan menggunakan  fasa  diam  berupa  silika  gel dan  fasa  gerak  berupa  etil  asetat,atau campuran  etil  asetat  dengan  metanol,  atau campuran  etil  asetat  dengan  n-hexane dalam berbagai perbandingan. KLT dilakukan  dengan  tujuan  mencari  pelarut yang  cocok  untuk  memisahkan  senyawa dalam  ekstrak  (Kristanti  dkk,  2008).  KLT dilakukan  dengan  Plat  dipotong-potong dengan  ukuran  panjang  5  cm  dan  lebar  1 cm (Gandjar dan Rohman, 2007). Pada salah satu ujung dibuat garis-garis dengan jarak 0,5 cm  sebagai  titik  awal  sedangkan,  pada ujung  yang  lain  dibuat  garis  sebagai  titik akhir.  Ekstrak  sampel  ditotolkan  pada  pelat KLT  dengan  menggunakan  pipet  kapiler.
Setelah  itu  pelat  dimasukkan  kedalam  gelas beaker yang  berisi  fase  gerak,  tetapi spot jangan  sampai  terendam  dalam  eluen, kemudian gelas beaker ditutup rapat sampai eluen  mencapai  titik  akhir.  Pelat  diangkat dan  dikeringkan.  Noda  atau  spot  yang terbentuk  dilihat  menggunakan  sinar  UV (Stahl,  1985).  Diamatai  noda  yang  terbentuk dan dicatat nilai Rf nya. Proses diatas diulangi dengan  variasi  perbandingan  volume  eluen yang  berbeda  sehingga  Rf  yang  dihasilkan memiliki variasi yang banyak.
Kromatografi  Kolom  Terbuka  bertujuan untuk  memisahkan  (fraksinasi)  komponen- komponen  ekstrak  berdasarkan  kepolarannya. Fraksinasi  ekstrak  dari  masing-masing  bagian mangrove dilakukan dengan prosedur menurut  Harborne  (1987)  menggunakan kromatografi  lapis  tipis  silika  gel  dan  kolom kromatografi  (Subagiyo et  al. ,  2005).  Eluen yang digunakan adalah campuran etil asetat dan  n-heksan  (2  :  1).  Rendam  silika  gel  G 60 (adsorben)  sebanyak  25  g  kedalam  gelas beker  berisi  eluen  sampai  semua  terendam, diaduk  sampai  homogen  dan  dibiarkan selama 2 jam.
Kolom  terlebih  dahulu  dikeringkan sebelum digunakan, kemudian kapas dimasukkan  kedalam  dasar  kolom  hingga rata  dan  padat,  kemudian  letakkan  kertas saring  diatasnya.  Adsorben  dimasukkan  ke dalam kolom secara perlahan-lahan sehingga  adsorben  benar-benar  mampat dan  lapisan  adsorben  rata  tidak  terdapat gelembung  udara.  Tutup  rapat  bagian  atas kolom  dengan  alumunium  foil.  Kemudian biarkan  selama  24  jam  hingga  adsorben memadat.  Adsorben  dijaga  agar  tetap terendam eluen.
Ekstrak  etil  asetat  sebanyak  1  gram dimasukkan ke dalam gelas beker, beri sedikit pelarut,  kemudian  tambahkan  sedikit  demi sedikit  adsorben  sebanyak  5  g.  Setelah adsorben  memadat,  letakkan  kertas  saring pada  bagian  atas  adsorben.  Kemudian  isi kolom  dengan  ekstrak,  usahakan  agar  tetap terendam  eluen.  Elusi  ekstrak  dengan menambahkan  eluen  dengan  kecepatan  1 tetes/detik.  Kran  di  bagian  bawah  kolom dibuka  agar  pelarut  dapat  keluar  secara perlahan,  kecepatan  aliran  sama  dengan
kecepatan penambahan eluen. Eluat ditampung dalam vial masing-masing sebanyak  15-20  ml.  Fraksinasi  dihentikan  jika eluat yang ditampung sudah tidak berwarna. Tiap  vial  dianalisis  dengan  KLT.  Vial  yang menunjukkan  pola  spot  yang  sama  lalu dikelompokkan  dalam  satu  fraksi  kemudian pelarutnya diuapkan menggunakan rotavapour .
Uji antibakteri dilakukan dengan metode  difusi  agar  atau  metode  cakram (agar  disc-diffusion  method)  menurut  prinsip Kirby-Bauer.  Prinsip  dari  metode  ini  adalah penghambatan pertumbuhan mikroorganisme yang diketahui dari daerah sekitar paper disk yang  tidak  ditumbuhi  oleh  mikroorganisme. Pengulangan  dilakukan  sebanyak  3  (tiga) kali.  Adanya  aktivitas  antibakteri  ditunjukkan oleh  terbentuknya  zona  penghambatan pertumbuhan mikroorganisme disekitar cakram  (Volk  dan  Wheeler,1990).  Kemudian diameter  zona  hambat  diukur  tiap  24  jam, selama  3  x  24  jam  dengan  menggunakan jangka sorong.

## HASIL DAN PEMBAHASAN
Hasil  ekstraksi  sampel  Jeruju  daun memperlihatkan hasil ekstraksi berwarna hijau kehitaman.  Hasil  ekstraksi  daun  menunjukan pelarut  metanol  lebih  banyak  menghasilkan ekstrak,  yaitu  12.46  gram,  sedangkan  yang paling  sedikit  dihasilkan  dengan  5.92  gram adalah  dari  pelarut  n-heksan.  Hasil  ekstraksi batang  menunjukan  pelarut  metanol  lebih banyak  menghasilkan  ekstrak,  yaitu  10.89 gram,  sedangkan  yang  paling  sedikit dihasilkan  dengan  3.58  gram  adalah  dari pelarut  n-heksan.  Hasil  ekstraksi akar menunjukan  pelarut  metanol  lebih  banyak menghasilkan  ekstrak,  yaitu  6.76  gram, sedangkan  yang  paling  sedikit  dihasilkan dengan  1.73  gram  adalah  dari  pelarut  etil asetat.  Uji  kontrol  positif  dilakukan  untuk mengetahui  kebenaran  adanya  diameter zona  hambatan  yang  terbentuk  oleh antibiotik komersial.  Pada uji kontrol positif ini antibiotik yang digunakan adalah amoxicillin dan streptomycin .
Hasil uji amoxicillin terhadap bakteri uji menunjukan  tidak  adanya  zona  hambat terhadap  bakteri  uji,  sedangkan  pada  uji streptomisin menunjukan  adanya  zona
hambat  terhadap  bakteri  uji.  Aktivitas streptomisin paling  tinggi  adalah  pada bakteri Pseudomonas sp , sedangkan aktivitas Streptomisin terendah  adalah  terhadap bakteri CNS .
Uji  kontrol  negatif  dilakukan  untuk mengetahui pengaruh dari pelarut n-hexane, etil asetat, dan metanol dalam pembentukan  zona  hambatan  terhadap bakteri uji. Apabila kontrol negatif mengalami pembentukan  diameter  zona  hambatan maka  hasil  pengukuran  diameter  zona hambatan pada perlakuan dikurangi dengan  diameter  zona  hambatan  dari pelarut tersebut.
Hasil  uji  pelarut  menunjukkan  bahwa uji  pengaruh  pelarut  n-hexane,  etil  asetat, dan  metanol  terhadap  bakteri  uji  yaitu bakteri Klebsiella, Escherichia coli, Pseudomonas  sp,  CNS,  Entero5,  10 tidak menunjukkan adanya aktivitas antibakteri. Uji kualitatif aktivitas antibakteri ekstrak Acanthus ilicifolius dilakukan  dengan  menggunakan ekstrak  kasar  sebanyak  0,1  gram  yang diujikan  terhadap  bakteri  uji  yaitu  bakteri bakteri
Klebsiella, Escherichia
coli, Pseudomonas sp, CNS, Entero5, Entero 10 .
Hasil  uji  aktivitas  menunjukkan  bahwa ekstrak  kasar  daun,  batang,  dan  akar Acanthus ilicifolius dengan  pelarut  n-heksan tidak menunjukkan aktivitas antibakteri pada semua  jenis  bakteri  uji.  Aktivitas  antibakteri dapat  terlihat  pada  ekstrak  akar  kasar Acanthus ilicifolius dengan  pelarut  etil  asetat untuk semua jenis bakteri uji menunjukan hasil yang terbesar. Dua bakteri dengan diameter zona  hambatan  terbesar  terdapat  pada bakteri Enterobacter  10 dan Pseudomonas sp ., masing-masing 14.93 mm dan 15.76 mm. Kemudian  ekstrak  kasar  akar Acanthus ilicifolius akan  digunakan  pada  uji  sensitivitas bakteri terhadap fraksi ekstrak.
Berdasarkan  hasil  KLT  di  atas  diketahui bahwa  perbandingan  pelarut  yang  optimal memisahkan  komponen-komponen  adalah perbandingan  antara  etil  asetat  :  n-hexane dengan perbandingan 2 : 1 yang menunjukkan  jumlah  noda  paling  banyak yaitu  5  noda  dengan  nilai  Rf  adalah  0.30, 0.41,  0.57,  0.68,dan  0.79.  Selanjutnya
perbandingan  pelarut  tersebut  digunakan sebagai  pelarut  dalam  analisis  Kromatografi Kolom Terbuka.
Hasil penelitian memperlihatkan bahwa jumlah  noda  tertinggi  (3  noda)  terdapat pada  fraksi  II  dengan  berat  tertinggi  yaitu 0,3863  g  dan  fraksi  III  dengan  berat  fraksi terkecil  yaitu  0,1078  g.  Fraksi-frraksi  yang diperoleh  dari  Kromatografi  Kolom  Terbuka diuji  kembali  untuk  mengetahui  fraksi  yang paling  aktif  terhadap  bakteri  uji.  Fraksi meliputi perlakuan fraksi I-V dengan konsentrasi  masing  5,  10.  20.  40  dan  80 (µg/disk)  dan  kontrol  (80  µg/disk)  dalam waktu 24 jam, 48 jam dan 72 jam.
Hasil  uji  aktivitas  fraksi-fraksi  terhadap bakteri uji ditunjukkan pada Tabel. 1. Pada uji Kromatografi  Kolom  Terbuka  (KKT)  terhadap bakteri Klebsiella sp.  Fraksi  I-V  menunjukkan bahwa  nilai  tertinggi  terdapat  pada  fraksi  III dengan  konsentrasi  80  µg/disk  yaitu  13.22  ± 0.50  dalam  waktu  24  jam.  Secara  umum penambahan  konsentrasi,  yaitu  5,  10.  20.  40 dan 80 (µg/disk) pada bakteri uji Klebsiella sp. memperlihatkan hasil bahwa tidak pengaruh terhadap  besaran  zona  hambat.  Hasil  uji aktivitas  fraksi  I-V  terhadap  bakteri CNS ditunjukkan pada Tabel 2. Nilai tertinggi fraksi I-V  terdapat  pada  fraksi  I  konsentrasi  20 µg/disk yaitu 11.70 ± 0.36 dalam waktu 72 jam dan fraksi  II konsentrasi  40 µg/disk yaitu 11.80 ±  0.16  dalam  waktu  24  jam.  Diameter  zona hambat dari masing-masing konsentrasi fraksi mengalami  penurunan  pada  pengamatan 24 jam hingga 72 jam.
Uji  aktivitas  fraksi  I-V  terhadap  bakteri Entero  5 ditunjukkan  pada  Tabel  3.  Hasil tertinggi  terdapat  pada  fraksi  I  dengan konsentrasi  20  µg/disk  yaitu  10.02  ±  0.34 dalam  waktu  24  jam.  Pada  masing-masing konsentrasi pada fraksi I-V terhadap Entero 5 mengalami penurunan besaran zona hambat  pada  pengamatan  24  jam,  48  jam, dan  72  jam.  Hasil  uji  aktivitas  fraksi  I-V terhadap bakteri Entero 10 ditunjukkan pada Tabel  4.  Besaran  zona  hambat  tertinggi terdapat pada  fraksi  III  dengan konsentrasi  5 µg/disk  dalam  pengamatan  24  jam  yaitu 13.98  ±  0.58.  Penambahan  konsentrasi  pada masing-masing  fraksi  tidak  mempengaruhi besaran zona hambat. Besaran zona hambat dari
Tabel 1 . Aktivitas Antibakteri Fraksi I - V terhadap Klebsiella
Fraksi Konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 10.73 ± 0.14 9.83 ± 1.24 8.56 ± 0.15 10 10.45 ± 0.40 10.11 ± 0.73 8.65 ± 0.25 20 12.20 ± 1.23 11.34 ± 1.32 7.84 ± 0.50 40 8.70 ± 0.43 8.04 ± 0.01 7.85 ± 0.13 80 10.70 ± 0.52 8.50 ± 0.15 7.94 ± 0.12 K 8.01 ± 0.20 7.55 ± 0.12 7.24 ± 0.26 II 5 10.40 ± 0.26 10.01 ± 0.23 9.84 ± 0.15 10 8.93 ± 0.20 8.97 ± 0.25 8.91 ± 0.37 20 7.68 ± 0.38 7.67 ± 0.50 7.45 ± 0.41 40 8.29 ± 0.29 8.19 ± 0.51 8.01 ± 0.39 80 8.54 ± 0.25 8.48 ± 0.31 8.50 ± 0.23 K 7.01 ± 0.23 6.90 ± 0.27 6.76 ± 0.19 III 5 10.23 ± 0.12 9.55 ± 0.28 9.43 ± 0.13 10 11.00 ± 0.56 10.62 ± 0.45 9.89 ± 0.49 20 11.85 ± 1.21 12.12 ± 0.82 10.93 ± 0.31 40 11.50 ± 1.18 11.53 ± 1.01 11.59 ± 0.27 80 13.22 ± 0.50 12.61 ± 0.37 11.65 ± 0.51 K 7.58 ± 0.07 7.40 ± 0.15 7.31 ± 0.23 IV 5 8.65 ± 0.57 8.23 ± 0.08 7.96 ± 0.27 10 9.99 ± 0.75 9.96 ± 0.66 9.79 ± 0.68 20 8.56 ± 0.55 8.51 ± 0.46 8.90 ± 0.19 40 9.07 ± 0.07 8.90 ± 0.14 8.80 ± 0.23 80 11.09 ± 0.32 10.95 ± 0.35 10.77 ± 0.36 K 7.73 ± 0.30 7.48 ± 0.27 7.29 ± 0.09 V 5 12.73 ± 0.44 12.19 ± 0.19 12.08 ± 0.17 10 10.33 ± 0.76 10.26 ± 0.58 9.61 ± 0.24 20 12.89 ± 0.16 11.81 ± 0.26 12.28 ± 0.29 40 10.65 ± 0.80 11.46 ± 0.25 11.07 ± 0.85 80 12.36 ± 0.23 12.05 ± 0.22 11.13 ± 0.30 K 7.77 ± 0.10 7.36 ± 0.21 7.36 ± 0.32
masing-masing  konsentrasi  fraksi  I-V  semakin menurun  pada  pengamatan  24  jam,  48  jam dan 72 jam.
Hasil  uji  aktivitas  fraksi  I-V  terhadap bakteri E. Coli ditunjukkan pada Tabel 5. Nilai tertinggi terdapat pada fraksi II konsentrasi 20 µg/disk pada pengamatan 24 jam yaitu 13.07 ± 1.59 dan fraksi III konsentrasi 5 µg/disk pada pengamatan 24 jam yaitu 13.10 ± 0.04.
Hasil  uji  aktivitas  fraksi  I-V  terhadap Pseudomonas sp.  ditunjukkan  pada  Tabel  6. Nilai tertinggi terdapat pada fraksi III dengan konsentrasi  5  µg/disk  pada  pengamatan  24 jam yaitu sebesar 13.15 ± 1.15. Masing-masing fraksi  menunjukkan  bahwa  besaran  zona hambat  pada  tiap  konsentrasi  mengalami
penurunan  pada  pengamatan  24  jam,  48 jam dan 72 jam.
Uji kontrol positif dilakukan untuk melihat perbedaan  aktivitas  daya  hambat  kedua jenis antibiotik yaitu amoxicilin dan streptomicyn dalam  menghambat  bakteri patogen  seperti Klebsiella , Eschericia  coli , Pseudomonas sp., CNS , Entero  5 dan Entero 10. Hasil  uji  memperlihatkan  bahwa  pada antibiotik  amoxicilin  tidak  terbentuk  adanya zona  hambat  terhadap  bakteri  uji.  Tidak terbentuknya  zona  hambat  pada  amoxicilin diduga disebabkan karena bakteri MDR yang diujikan  memiliki  resistensi  intrinsik  terhadap amoxicilin (Putri et al ., 2014). Resistensi intrinsik dari bakteri terbentuk oleh enzim β -laktamase yang  dapat  menonaktifkan  sifat  antibiotik
Tabel 2 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I - V terhadap Bakteri CNS Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 8.55 ± 0.24 8.59 ± 0.16 8.39 ± 0.21 10 10.52 ± 0.72 9.71 ± 0.17 8.56 ± 0.28 20 8.77 ± 0.61 9.61 ± 0.66 11.70 ± 0.36 40 8.31 ± 0.03 8.19 ± 0.11 7.85 ± 0.13 80 10.96 ± 0.46 9.73 ± 0.45 9.00 ± 0.58 K 7.67 ± 0.10 7.24 ± 0.12 7.25 ± 0.08 II 5 9.93 ± 0.02 9.43 ± 0.29 9.36 ± 0.23 10 10.76 ± 0.30 10.67 ± 0.47 10.13 ± 0.36 20 10.13 ± 0.97 9.92 ± 0.98 9.44 ± 0.37 40 11.80 ± 0.16 11.14 ± 0.43 10.89 ± 0.65 80 8.73 ± 0.34 8.73 ± 0.22 8.19 ± 0.14 K 7.66 ± 0.24 7.64 ± 0.25 7.42 ± 0.10 III 5 11.41 ± 0.72 11.23 ± 0.71 10.78 ± 0.55 10 10.81 ± 0.21 10.50 ± 0.33 9.89 ± 0.62 20 8.95 ± 0.02 8.69 ± 0.22 8.40 ± 0.21 40 8.94 ± 0.04 8.69 ± 0.19 8.27 ± 0.07 80 10.38 ± 0.42 10.22 ± 0.16 9.86 ± 0.21 K 8.03 ± 0.01 7.63 ± 0.27 7.59 ± 0.18 IV 5 11.12 ± 0.45 9.81 ± 0.51 10.07 ± 0.26 10 11.41 ± 1.55 11.05 ± 1.33 10.61 ± 1.20 20 8.54 ± 0.39 8.31 ± 0.32 8.36 ± 0.32 40 8.06 ± 0.05 8.07 ± 0.06 7.99 ± 0.14 80 10.47 ± 0.02 10.26 ± 0.05 9.90 ± 0.06 K 7.63 ± 0.09 7.18 ± 0.15 7.14 ± 0.14 V 5 9.45 ± 0.26 9.41 ± 0.27 9.12 ± 0.03 10 9.19 ± 0.29 8.95 ± 0.46 8.80 ± 0.51 20 10.32 ± 0.64 10.09 ± 0.14 9.64 ± 0.39 40 11.21 ± 0.75 10.79 ± 0.57 10.53 ± 0.48 80 8.45 ± 0.17 8.45 ± 0.17 8.17 ± 0.14 K 7.66 ± 0.21 7.59 ± 0.23 7.16 ± 0.09
dari  amoxicilin  (Wibowo,  2015).  Menurut Gilman (2012), amoxicilin dinilai kurang efektif dikarenakan mudah terhidrolisis oleh enzim β - laktamase sehingga diperlukan senyawa lain seperti  asam  klavulanat  yang  berperan sebagai inhibitor enzim β -laktamase sehingga amoxicilin  dapat  bekerja  secara  optimal. Hasil  uji  dengan  menggunakan  antibiotik streptomycin terhadap bakteri uji memperlihatkan  adanya  zona  hambat  yang terbentuk. Adanya zona hambat ini menunjukkan  bahwa  bakteri  uji  diduga belum resisten terhadap streptomycin . Aktivitas  antibakteri  pada streptomycin lebih baik dibandingkan dengan amoxicilin (Adedayo et al ., 2016). Perlakuan uji aktivitas antibakteri  juga  dilakukan  pada  kontrol negatif  yaitu  n-heksan,  etil  asetat  dan metanol.  Uji  kontrol  negatif  bertujuan  untuk
mengetahui cemaran yang ada pada media tumbuh bakteri. Pada uji kontrol negatif tidak terbentuk adanya zona hambat sehingga hal ini  dapat  menjelaskan  bahwa  aktivitas antibakteri  dari  masing-masing  ekstrak  tidak dipengaruhi  oleh  pelarut  yang  digunakan melainkan disebabkan oleh adanya senyawa aktif yang terkandung pada ekstrak (Opa et al ., 2018).
Dugaan  adanya  potensi  antibakteri pada  ekstrak Acanthus  ilisifolius dibuktikan dengan  uji  aktivitas  antibakteri  terhadap bakteri  uji.  Adanya  aktivitas  antibakteri ditunjukkan  dengan  terbentuknya  zona hambat disekitar paper disk . Hasil pengamatan  memperlihatkan  bahwa  pada masing-masing  ekstrak  dengan  fraksi  etil asetat  memiliki  aktivitas  antibakteri  yang
Tabel 3 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I - V terhadap Bakteri Entero 5 Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 9.46 ± 0.35 9.23 ± 0.29 9.11 ± 0.27 10 9.88 ± 0.17 9.64 ± 0.23 9.17 ± 0.11 20 10.02 ± 0.34 9.70 ± 0.56 9.57 ± 0.58 40 9.45 ± 0.31 9.02 ± 0.23 8.57 ± 0.39 80 9.94 ± 0.03 9.54 ± 0.30 9.38 ± 0.09 K 7.68 ± 0.16 7.33 ± 0.13 7.17 ± 0.06 II 5 8.69 ± 0.38 8.42 ± 0.24 8.35 ± 0.33 10 8.28 ± 0.25 7.63 ± 0.18 7.63 ± 0.28 20 8.99 ± 0.92 8.51 ± 0.34 8.31 ± 0.10 40 8.78 ± 0.52 9.24 ± 0.12 8.38 ± 0.33 80 7.99 ± 0.22 7.73 ± 0.38 7.27 ± 0.05 K 7.51 ± 0.37 7.10 ± 0.23 6.81 ± 0.08 III 5 8.35 ± 0.15 8.23 ± 0.11 8.24 ± 0.04 10 9.17 ± 0.40 8.78 ± 0.47 8.38 ± 0.25 20 8.63 ± 0.17 8.22 ± 0.03 8.39 ± 0.12 40 8.44 ± 0.19 8.42 ± 0.17 7.67 ± 0.29 80 8.67 ± 0.16 8.14 ± 0.27 7.86 ± 0.13 K 7.68 ± 0.35 7.27 ± 0.13 7.19 ± 0.12 IV 5 9.64 ± 0.91 9.71 ± 0.77 9.49 ± 0.51 10 9.13 ± 0.54 9.42 ± 0.17 8.92 ± 0.24 20 8.48 ± 0.01 7.93 ± 0.09 7.52 ± 0.28 40 8.85 ± 0.18 8.69 ± 0.29 8.37 ± 0.53 80 9.14 ± 0.83 8.29 ± 0.71 7.51 ± 0.30 K 7.70 ± 0.22 6.97 ± 0.12 6.55 ± 0.20 V 5 8.56 ± 0.15 8.60 ± 0.12 7.72 ± 0.32 10 8.65 ± 0.25 8.42 ± 0.13 7.53 ± 0.27 20 7.84 ± 0.50 7.48 ± 0.37 7.15 ± 0.05 40 7.85 ± 0.13 7.37 ± 0.17 7.22 ± 0.20 80 7.94 ± 0.12 7.41 ± 0.15 7.34 ± 0.16 K 7.34 ± 0.20 6.73 ± 0.33 6.49 ± 0.25
tinggi  terhadap Klebsiella yaitu  pada  ekstrak daun  sebesar  11.13  mm,  ekstrak  batang sebesar  11.45  mm  dan  ekstrak  akar  sebesar 14.91  mm.  Pada  ekstrak  metanol  dihasilkan zona  hambat  tertinggi  terhadap  bakteri Entero 5 pada ekstrak daun dan batang yaitu sebesar 12.89 mm dan 10.47 mm sedangkan pada  ekstrak  akar  memiliki  zona  hambat terbesar  terhadap  bakteri Escherichia  coli yaitu sebesar 11.80 mm. Fraksi n-heksan tidak menunjukkan  adanya  daya  hambat  atau aktivitas antibakteri dikarenakan tidak terbentuknya diameter zona hambat. Perbandingan daya hambat etil asetat lebih baik  bila  dibandingkan  dengan  ekstrak metanol.  Secara  umum,  fraksi  etil  asetat pada  ekstrak Acanthus  ilisifolius memiliki diameter  zona  hambat  yang  luas  serta
mempunyai  reaksi  daya  hambat  yang termasuk cepat (Septiani et al ., 2013).
Ekstrak  kasar  akar Acanthus  ilisifosius dilakukan  uji  sensitivitas  terhadap  fraksi ekstrak.  Penentuan  eluen  dilakukan  dengan KLT  dan  didapatkan  5  noda  ( spot )  dari perbandingan  etil  asetat  :  n-heksan  yaitu  2  : 1. Jumlah noda yang didapat memiliki nilai Rf sebesar  0.30,  0.41,  0.57,  0.68,  dan  0.79.  Fraksi ekstrak  yang  diperoleh  dari  kromatografi kolom terbuka dilakukan uji aktivitas antibakteri terhadap bakteri uji. Penambahan konsentrasi  pada  masing-masing  ekstrak terhadap  bakteri  uji  tidak  mempengaruhi hasil  besaran  zona  hambat.  Hasil  uji memperlihatkan  aktivitas  antibakteri  paling tinggi  terjadi  pada  pengamatan  24  jam
Tabel 4 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I - V terhadap Bakteri Entero 10 Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 9.38 ± 0.27 9.33 ± 0.17 8.55 ± 0.33 10 8.48 ± 0.37 8.28 ± 0.24 7.34 ± 0.29 20 10.07 ± 0.18 8.93 ± 0.20 8.10 ± 0.58 40 9.93 ± 1.00 10.39 ± 0.02 9.54 ± 0.20 80 8.67 ± 0.16 8.45 ± 0.28 7.92 ± 0.36 K 7.30 ± 0.09 6.88 ± 0.10 6.74 ± 0.15 II 5 12.82 ± 0.55 11.95 ± 0.79 11.13 ± 0.62 10 11.18 ± 0.43 10.41 ± 0.11 9.68 ± 0.04 20 9.58 ± 0.61 8.96 ± 0.47 8.55 ± 0.22 40 9.53 ± 0.06 9.12 ± 0.25 8.51 ± 0.14 80 10.15 ± 0.06 9.45 ± 0.24 8.73 ± 0.22 K 6.93 ± 0.26 6.53 ± 0.26 6.25 ± 0.05 III 5 13.98 ± 0.58 13.11 ± 0.24 11.85 ± 0.63 10 11.09 ± 0.51 10.09 ± 0.36 9.02 ± 0.18 20 12.13 ± 0.19 10.77 ± 0.50 9.96 ± 0.81 40 13.60 ± 0.42 12.98 ± 0.80 11.29 ± 0.29 80 8.05 ± 0.70 7.45 ± 0.33 6.80 ± 0.08 K 7.05 ± 0.19 7.14 ± 0.06 6.42 ± 0.29 IV 5 10.55 ± 0.40 9.60 ± 0.34 8.76 ± 0.43 10 10.02 ± 0.29 9.69 ± 0.27 8.71 ± 0.32 20 13.15 ± 1.15 11.55 ± 0.23 10.65 ± 0.38 40 10.83 ± 0.55 10.57 ± 0.26 9.42 ± 0.20 80 10.93 ± 1.00 10.88 ± 0.83 9.60 ± 0.22 K 6.89 ± 0.32 6.56 ± 0.55 6.42 ± 0.41 V 5 11.42 ± 0.09 10.94 ± 0.26 10.50 ± 0.51 10 10.06 ± 0.62 8.94 ± 0.18 8.50 ± 0.38 20 8.79 ± 0.83 7.96 ± 0.19 7.74 ± 0.16 40 7.97 ± 0.54 7.60 ± 0.24 7.16 ± 0.18 80 8.17 ± 0.07 7.87 ± 0.03 7.58 ± 0.17 K 6.99 ± 0.21 6.93 ± 0.05 6.67 ± 0.11
Tabel 5 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I - V terhadap Bakteri E.coli Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 9.80 ± 0.26 9.45 ± 0.33 9.34 ± 0.29 10 12.18 ± 0.26 11.82 ± 0.42 11.51 ± 0.39 20 12.01 ± 0.87 11.48 ± 0.61 10.30 ± 0.56 40 12.62 ± 0.70 10.90 ± 0.74 9.59 ± 0.07 80 11.65 ± 0.58 11.01 ± 0.30 9.79 ± 0.13 K 7.59 ± 0.12 7.25 ± 0.18 6.73 ± 0.35 II 5 13.06 ± 0.24 11.93 ± 0.52 10.88 ± 0.30 10 11.09 ± 0.49 9.09 ± 0.49 7.95 ± 0.02 20 13.07 ± 1.59 10.45 ± 0.14 9.25 ± 0.28 40 12.18 ± 0.57 11.74 ± 0.02 10.25 ± 0.46 80 10.91 ± 0.49 8.59 ± 0.27 7.94 ± 0.04 K 7.72 ± 0.17 7.26 ± 0.09 7.26 ± 0.09
Tabel 5 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I - V terhadap Bakteri E.coli (lanjutan)
Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam III 5 13.10 ± 0.04 12.64 ±  0.17 11.30 ±  0.15 10 11.19 ± 0.34 9.45 ±  0.31 8.45 ±  0.17 20 10.37 ± 0.27 9.94 ±  0.03 8.87 ±  0.38 40 11.40 ± 0.12 9.68 ±  0.16 8.44 ±  0.31 80 11.13 ± 0.44 10.00 ±  0.60 9.30 ±  0.08 K 7.09 ± 0.22 6.98 ±  0.57 6.50 ±  0.28 IV 5 8.91 ± 0.28 10.94 ±  0.35 9.61 ±  1.01 10 8.87 ± 0.60 8.58 ±  0.36 6.93 ±  0.80 20 12.54 ± 0.90 12.21 ±  0.08 11.87 ±  0.62 40 10.94 ± 0.30 10.61 ±  0.58 10.39 ±  0.59 80 10.12 ± 0.29 9.71 ±  0.53 9.02 ±  0.31 K 7.40 ± 0.05 7.19 ±  0.04 7.00 ±  0.20 V 5 11.60 ± 0.17 10.56 ±  0.55 9.87 ±  0.40 10 8.70 ± 0.60 8.50 ±  0.53 8.32 ±  0.13 20 9.30 ± 0.64 8.66 ±  0.80 8.01 ±  0.76 40 10.62 ± 0.25 9.18 ±  0.17 8.82 ±  0.14 80 9.79 ± 0.54 9.29 ±  0.91 9.25 ±  0.12 K 7.07 ± 0.25 6.94 ±  0.27 6.66 ±  0.10
Tabel 6 . Aktivitas antiBakteri Fraksi I-V terhadap Bakteri Pseudomonas sp. Fraksi konsentrasi (µg/disk) Diameter Zona Hambat (mm) 24 jam 48 jam 72 jam I 5 8.55 ± 0.01 8.20 ± 0.01 7.75 ± 0.05 10 9.25 ± 0.05 8.79 ± 0.01 8.22 ± 0.02 20 9.68 ± 0.16 9.09 ± 0.09 8.05 ± 0.26 40 9.07 ± 0.09 8.78 ± 0.21 7.82 ± 0.32 80 7.82 ± 0.32 7.45 ± 0.09 7.45 ± 0.09 K 7.47 ± 0.17 6.72 ± 0.24 6.66 ± 0.20 II 5 9.77 ± 0.10 9.67 ± 0.09 8.48 ± 0.06 10 10.16 ± 0.32 9.81 ± 0.27 9.57 ± 0.46 20 11.63 ± 0.26 10.69 ± 0.13 9.37 ± 0.18 40 8.92 ± 0.59 8.70 ± 0.27 7.83 ± 0.12 80 10.36 ± 1.17 9.96 ± 0.66 9.22 ± 0.58 K 7.63 ± 0.28 7.26 ± 0.19 6.53 ± 0.28 III 5 13.15 ± 1.15 12.62 ± 0.62 10.53 ± 0.18 10 10.83 ± 0.55 9.51 ± 0.16 8.27 ± 0.07 20 8.15 ± 0.04 7.91 ± 0.02 7.15 ± 0.03 40 9.12 ± 0.37 7.94 ± 0.04 6.74 ± 0.14 80 7.81 ± 0.06 7.15 ± 0.10 6.86 ± 0.18 K 6.10 ± 0.13 5.99 ± 0.10 5.96 ± 0.06 IV 5 8.31 ± 0.23 7.61 ± 0.07 7.12 ± 0.09 10 7.28 ± 0.04 7.44 ± 0.09 6.75 ± 0.08 20 8.78 ± 0.04 8.19 ± 0.11 7.84 ± 0.04 40 9.81 ± 0.01 8.78 ± 0.03 7.26 ± 0.04 80 11.30 ± 0.01 10.66 ± 0.02 8.97 ± 0.10 K 7.60 ± 0.11 6.48 ± 0.09 5.86 ± 0.09 V 5 8.30 ± 0.05 8.14 ± 0.11 7.47 ± 0.04 10 8.32 ± 0.34 8.02 ± 0.16 7.35 ± 0.05 20 7.97 ± 0.12 7.08 ± 0.09 6.93 ± 0.09 40 7.04 ± 0.09 6.86 ± 0.10 5.97 ± 0.16 80 11.24 ± 0.01 10.21 ± 0.07 8.68 ± 0.07 K 6.15 ± 0.08 6.12 ± 0.10 6.11 ± 0.10
sedangakan pada pengamatan 48 jam dan 72  jam  menunjukkan  diameter  zona  hambat yang  menurun.  Hal  ini  membuktikan  bahwa ekstrak  jeruju  memiliki  sifat  bakteriostatik. Menurut  Purnamaningsih et  al .  (2017), aktivitas bakteriostatik ditandai dengan  zona hambat  yang  terlihat  keruh  karena  masih terdapat titik-titik bakteri. Hasil dari uji aktivitas antibakteri  menunjukkan  daya  hambat bakteri  dipengaruhi  struktur  dari  dinding  sel bakteri gram positif dan gram negatif. Struktur dinding  sel  gram  positif  lebih  sederhana sehingga  senyawa  antibakteri  lebih  mudah masuk  ke  dalam  sel  dibandingkan  dengan gram  negatif  yang  memiliki  struktur  dinding sel yang lebih kompleks (Opa et al., 2018).

## KESIMPULAN
Bahwa  ekstrak  akar,  batang,  daun jeruju Acanthus  ilisifolius memiliki  aktivitas antibakteri terhadap Klebsiella, CN, Escherichia  coli,  Entero  5,  Entero  10 dan Pseudomonas sp. Aktifitas tertinggi ditunjukan oleh  fraksi  III  ekstrak  akar  yaitu  terhadap Enterobacter  10, Klebsiella sp., Pseudomonas sp. dan E. coli
DAFTAR PUSTAKA .
Adedayo,  O.,  Olajuyigbe,  O.O.  &  Adeoye- Isijola,  M.O.  2016.  Synergistic  Potential  of
Benzylpenicillin, Amoxicilin, and Streptomycin Antibiotics Againstts Selected  Bacterial  Species. Life  Sci.  J.,
13(8):37-44.
Brock,  T.D.  &  Madigan,  M.T.  1991.  Biology  of Microorganism  6 th Ed.  Prentice-Hall International Inc., New Jersey.
Burgess, J., Hihi, A.K., Benard, C.Y., Branicky, R. &  Hekimi,  S.  2003.  Molecular  Mechanism of Material Rescue in the clk-1 Mutants of Caenorhabditis  elegans . J.  Biol.  Chem. , 278(49):49555-49562.
Filius,  M.P.G.,  Gyssens,  I.C.,  Kershof,  I.M., Roovers,  P.J.E.,  Ott,  A.,  Vulto,  A.G., Verbrugh,  H.A.  &  Endtz,  H.P.  2005. Colonization and Resistance Dynamics of Gram-Negative  Bacteria  in  Patients during
and after Hospitalization. Antimicrob. Agents Chemother. 49(7):2879-2886.  doi:  10.1128/AAC.49.7.2 879-2886.2005
Gandjar,  I.G.  &  Rohman,  A.  2007.  Kimia Farmasi Analisis. Pustaka Pelajar, Yogyakarta, 419 hlm.
Gilman,  A.G.  2012.  Dasar  Farmakologi  Terapi Ed 10. EGC, Jakarta.
Harborne,  J.B.  1987.  Metode  Fitokimia Penuntun  Cara  Modern  Menganalisis Tumbuhan.  Institut  Teknologi  Bandung, Bandung.
Kristanti,  A.N.,  Aminah,  N.S.,  Tanjung,  M.  & Kurniadi,  B.  2008.  Buku  Ajar  Fitokimia. Airlangga University Press, Surabaya.
Manilal,  A.,  Sujith,  I.S.,  Kiran,  G.S.,  Selvin,  J.  &
Shakir, C. 2009. Biopotentials of mangroves collected from the Southwest Coast of India. Glo. J. Biotechnol . 4(1):59- 65.
Noor,  R.Y.,  Khazali,  M.  &  Suryadiputra,  I.N.N. 1999.  Paduan  Pengenalan  Mangrove  di Indonesia. PKA/WI-IP, Bogor, 228 hlm.
Opa,  S.L.,  Bara,  R.A.,  Gerung,  G.S.,  Rompas, R.M., Lintang, R.A.J. &  Sumilat, D.A. 2018. Uji  Aktivitas  Antibateri  Fraksi  N-Heksana, Metanol dan Air dari Ascidian Lissoclinum sp. J. Pesisir Laut Trop . 1(1):69-80.
Pavia, D.L., Lampman, G.M., Kriz, G.S. & Engel,
R.G.  1995.  Introduction  to  Organic Laboratory  Techniques  :  A  Microscale Approach, 2 nd Edition. Harcount Brace & Company, Florida.
Purnamaningsih,  N.A.,  Kalor,  H.  &  Atun,  S. 2017.  Uji  Aktivitas  Antibakteri  Ekstrrak Temulawak ( Curcuma xanthorrhiza ) Terhadap  Bakteri Escherichia  coli ATTC 11229  dan Staphylococcus  aureus ATCC 25923. J. Penelit. Saintek ., 22(2):140-147. Putri,  A.A.,  Rasyid,  R.  &  Rahmatini.  2014.
Perbedaan Sensitivitas Kuman Pseudomonas  aeruginosa Penyebab Nosokomial Terhadap Beberapa Antibiotika  Generik  dan  Paten. J.
Kesehatan Andalas ., 3(3):327-331.
Septiani,  G.,  S.  B.  Prayitno  dan  S.  Anggoro. 2013.  Potensi  Antibakteri  Ekstrak  Daun Jeruju  ( Acabthus  ilicifolius )  terhadap Vibrio  harveyi secara  In  Vitro.  J. Kedokteran Hewan., 7(1):17-20.
Siegel,  J.D.,  Rhinehart,  E.,  Jackson,  M. Chiarello,  L.  &  The  Healthcare  Infection Control  Practices  Advisory  Commite. 2007. Management of Multidrug-Resistant Organism  in  Health  Care  Setting. Am.  J. Infection Control ., 35(10):S165-S193.
Stahl,  E.  1985.  Analisis  Obat  Secara Kromatografi  dan  Mikroskopi.  Institut Teknologi Bandung, Bandung.
Subagiyo,  Setyati,  W.A.  &  Ridlo,  A.  2005.  Uji Bioaktivitas  Ekstrak  Batang  Tumbuhan Benalu Mangrove ( Cassytha filiformis ) : II. Uji Anti Bakteri. Indo. J. Mar. Sci. 10(1):35-
40.
Volk & Wheeler. 1990. Mikrobiologi Dasar Edisi Kelima Jilid Dua. Erlangga, Jakarta.
Wibowo,  J.T.  2015.  Resistensi  Bakteri  Patogen dan  Strategi  Mengatasi  Bakteri  Resisten. Oseana. 9(3):11-17.