## Efektivitas Pemberian IAA, IBA, NAA, dan Root-up pada Pembibitan Kesemek
Effectiveness of IAA, IBA, NAA and Root-up Application on Persimmon Seedling
Eko Setiawan
Diterima 19 September 2016/Disetujui 10 Juli 2017

## ABSTRACT
Oriental  persimmon  (Diospyros  kaki  L.)  originated  from  and  has  mainly  been  cultivated  in China,  Korea,  and  Japan,  and  currently  it  is  cultivated  in  Batu,  Kuningan,  and  Brastagi  regions, Indonesia.  Success  in  propagating  persimmon  in  Indonesia  has  been  limited.  The  objective  of  the study  was  to  determine  propagation  techniques  through  root  cutting  supplemented  with  auxin treatment.  All  seedlings  from  root  stock  cutting supplemented  with  100  ppm  of  either  indoleacetic acid (IAA), indolebutyric acid (IBA), α-napthaleneacetic acid (NAA), or Root-up, and control. The results showed bud form stem or root cuttings treated with IAA, NAA and Root-up 100 ppm emerged earlier than IBA 100 ppm and control.  The percentage of mortality of Root-up 100 ppm treatment and  control  cuttings  was  the  highest  (50%)  than  the  others  treatments.  IAA  and  IBA  treatments stimulated  larger  number  of  shoot,  16.5  and  17.0  shoots,  respectively.  The  number  of  leaves  was higher in plant treated with IAA 100 ppm (20.8 leaves).
Keywords: auxin, Diospyros kaki L., germination, leaf number, root stock

## ABSTRAK
Tanaman  kesemek  atau  oriental  persimmon  ( Diospyros  kaki L.)  banyak  dibudidayakan  di China,  Korea,  serta  Jepang,  dan  saat  ini  banyak  ditanam  di  Indonesia  seperti  di  daerah  Batu, Kuningan,  dan  Brastagi.  Keberhasilan  pembibitan  kesemek  di  Indonesia  masih  rendah.  Penelitian bertujuan  untuk  memperbanyak  tanaman  secara  vegetatif  dari  pemisahan  tunas  akar  dengan perlakuan  auksin  guna  mendukung  pengembangan  pembibitan  tanaman  kesemek.  Perbanyakan tanaman dilakukan dengan tunas akar yang direndam dengan auksin (IAA, IBA, NAA, dan Root-up; masing-masing  100  ppm),  serta  perlakuan  kontrol.  Hasil  penelitian  menunjukkan  perlakuan  IAA, NAA dan Root-up 100 ppm menghasilkan tunas lebih awal dibandingkan dengan kontrol dan IBA 100 ppm. Tingkat kematian bibit tertinggi mencapai 50% terjadi pada perlakuan Root-up 100 ppm dan kontrol. Jumlah tunas terbanyak dihasilkan oleh perlakuan IAA dan IBA sebanyak 16.5 dan 17.0 tunas. Jumlah daun terbanyak dihasilkan oleh perlakuan IAA 100 ppm (20.8 helai).
Kata kunci: auksin, Diospyros kaki L., jumlah daun, muncul tunas, tunas akar

## PENDAHULUAN
Kesemek disebut Oriental ( Chinese/Japanese ) persimmon ,  dan  nama ilmiahnya  adalah Diospyros  kaki L.  (Akagi, 2011) merupakan  tanaman  buah  subtropik (İncesu et  al. ,  2015).  Di  Indonesia,  kesemek ditanam  di  dataran  tinggi  seperti  daerah Malang,  Majalengka,  Garut,  Kuningan,  Karo,
Toba serta Solok (Santosa et al ., 2005), tetapi saat  ini  juga  dikembangkan  di  daerah Cisurupan, Garut, Ciloto, Boyolali, Temanggung,  Magelang,  dan  Magetan  (Pitojo dan Puspita, 2007). Menurut Zenginbal (2015), selain  dimakan  sebagai  buah  meja,  kesemek juga sudah dijadikan bahan es krim, minuman, bahan  kosmetik,  manisan  atau  selai,  dan pohonnya dapat digunakan sebagai pendukung
Prodi Agroekoteknologi, Fakultas Pertanian, Universitas Trunojoyo Madura email: e_setiawan@trunojoyo.ac.id  (*penulis korespondensi)
lansekap  serta  penahan  erosi.  Negara-negara utama penghasil kesemek yaitu China, Jepang, Brazilia, Korea, dan Italia (Zenginbal, 2015).
Menurut  Santosa et  al .  (2005)  alasan kesemek  tidak  berkembang pesat  di  Indonesia adalah:  (1)  tanaman  kesemek  ditanam  di sekitar pekarangan, (2) terbatasnya areal kebun di dataran tinggi, dan (3) harga buah kesemek yang  rendah  sehingga  sebagian  besar  petani pada tahun 1980-an mengganti kebun kesemek miliknya  dengan  tanaman  sayuran.  Petani menanam  tanaman  kesemek  untuk  menjaga kestabilan pendapatan karena tanaman sayuran mengalami  fluktuasi  harga  setiap  tahunnya. Sulitnya  perbanyakan  bibit  kesemek  menjadi sebab  lain  produksi  dan  areal  penanaman terbatas di Indonesia.
Salah  satu  penyebab  konsumen  di Indonesia  kurang  tertarik  pada  buah  kesemek adalah  warna  putih  dari  kapur  yang  menutupi kulit buah. Kesemek identik dengan buah yang mengandung tanin dan rasa sepat (Heras et al ., 2016),  tetapi  saat  ini  sudah  banyak  kultivar yang  mempunyai  kadar  tanin  rendah  (Min et al., 2012). Beberapa metode untuk menghilangkan  sifat astringency yaitu  dengan perendaman  buah  kesemek  pada  larutan kalsium  oksida  selama  lima  hari  (Santosa et al .,  2005),  serta  menyemprot  buah  kesemek dengan  alkohol  (Setiawan,  2014).  Saat  ini  di Jepang  sudah  dikembangkan  bibit  kesemek non-astringent dengan  penampilan  menarik (Koshita et al., 2007) hasil persilangan kultivar ‘Taigetsu’  dengan  ‘Kanshu’  (Mitani et  al. , 2014).  Perbanyakan  kesemek  di  Indonesia biasanya  melalui  pemisahan  tunas  akar (Santosa et  al .,  2005).  Di  daerah  subtropik, perbanyakan  kesemek  biasanya  dilakukan dengan  sambungan  mata  tunas  dewasa  yang ditempelkan  pada  batang  bawah  yang  berasal dari biji (Tetsumura et al. , 2010).
Untuk  itu  ketersediaan  jumlah  bibit yang  bermutu  dalam  jumlah  yang  banyak, cepat  dan  seragam  merupakan  langkah  awal pengembangan  tanaman  kesemek  terutama  di beberapa daerah baru. Pemberian auksin dapat mempercepat  pembentukan  akar  (Guo et  al. , 2009).  Publikasi  dan  informasi  tentang pengembangan  kesemek  di  Indonesia  masih terbatas. Tujuan penelitian ini ialah mengetahui pengaruh pemberian auksin terhadap  keberhasilan  pembibitan  tanaman kesemek. Kemudahan penyediaan bibit tanaman kesemek diharapkan mampu
mendorong minat masyarakat untuk mengembangkan tanaman kesemek.

## BAHAN DAN METODE
Penelitian dilaksanakan di Laboratorium Produksi  Fakultas  Pertanian,  Universitas Trunojoyo  pada  Juni  sampai  Desember  2015. Bibit  kesemek  adalah  tunas  akar  umur  18 bulan,  dengan  tinggi  sekitar  50  cm  dan diameter  batang  ±  0.5  cm  (Gambar  1).  Bibit diambil  dari  kebun  milik  petani  kesemek  di Batu,  Malang.  Tunas  akar  dipisahkan  dari induknya dengan cara pangkal batang dipotong, kemudian bekas potongan direndam pada larutan sesuai perlakuan selama 5 menit.
Rancangan  penelitian  yang  digunakan adalah  Rancangan  Acak  Lengkap  (RAL) faktor  tunggal  dengan  5  perlakuan    auksin masing-masing  100  ppm  yaitu: indoleacetic acid (IAA), indolebutyric  acid (IBA), α- napthaleneacetic  acid (NAA),  dan  Root-up (merek  dagang  zat  pengatur  tumbuh  untuk mendorong  pertumbuhan  akar);  dan  kontrol (tanpa  diberi  apa-apa),  yang  diulang  6  kali. Setiap  unit  percobaan  terdiri  atas  6  bibit tanaman  kesemek.  Root-up  mengandung bahan  aktif:  1-Naftalenasetamida  0.20%;  2- Metil-1-naftalen  asetat  0.03%;  Indol-3-butirat 0.06%;  dan  Thiram  4.0%.  Bibit  ditanam  di polibag  ukuran  40  cm  × 50 cm  dengan  media campuran  tanah  :  pasir  :  pupuk  kotoran kambing (1:1:1) kemudian dipelihara di bawah naungan paranet 50%.
Gambar  1.  Tunas  akar  kesemek  yang  akan dipotong untuk dijadikan bibit.
Pengamatan  terhadap  waktu  munculnya tunas diamati setiap hari. Jumlah daun, jumlah tunas  diamati  setiap  seminggu  setelah  muncul tunas.  Pemeliharaan  meliputi  penyiraman setiap  pagi  dan  sore  hari.  Pengamatan dilakukan  sampai  seluruh  bibit  tanaman kesemek  muncul  tunas  baru  dan  daun berkembang  sempurna.  Data  yang  diperoleh dianalisis  menggunakan  ANOVA.  Apabila terdapat  pengaruh  perlakuan  maka  dilanjutkan menggunakan DMRT 5%.

## HASIL DAN PEMBAHASAN
Perlakuan  IAA,  Root-up,  dan  NAA secara  signifikan  mempercepat  muncul  tunas bibit tanaman kesemek yaitu rata-rata pada 18, 19,  dan  25  hari  secara  berurutan  (Gambar  2). Pecah tunas pada perlakuan IBA mulai terjadi pada  hari  ke-40  sedangkan  pada  kontrol  pada hari  ke-70.  Peche et  al .  (2016)  menyatakan stek  kesemek  yang  disimpan  dalam cold storage mengalami penurunan kandungan pati yang  dikonversi  menjadi  gula  terlarut  dalam waktu  12-60  hari  setelah  stek  dipotong, kemudian  kandungan  pati  meningkat  kembali setelah  72  hari  karena  terjadinya  pencegahan pecah  tunas  pada  batang  stek  kesemek  yang beradaptasi  dengan  suhu  dingin cold  storage .
Hal tersebut menjelaskan bahwa pada perlakuan  kontrol  mengalami  pecah  tunas terjadi  lebih  lambat  dibanding  perlakuan auksin.  Epstein  dan  Ludwig-Muller  (1993) menyatakan transport pada auksin menunjukkan bahwa IAA diangkut lebih cepat dibanding  NAA  dan  IBA,  secara  berurutan yaitu 7.5 mm h -1 , 6.7 mm h -1 , dan 3.2 mm h -1 dengan arah basipetal . Hal tersebut
menjelaskan  waktu  muncul  tunas  pada  bibit kesemek  dengan  perlakuan  IAA  dan  NAA lebih cepat dibanding perlakuan IBA. Pemberian  0.1 µ M  IAA  pada  perbanyakan bibit  kesemek  kultivar  ‘Jiro’  dan  ‘Saijo’  asal kalus  mampu  membentuk  primordia  daun, sedangkan  penanaman  dari  biji  memerlukan konsentrasi  10 µ M  IAA  (Yakushiji  dan Nakatsuka,  2007).  Penggunaan  0.25  mg  L -1 zeatin  dan  0.125  mg  L -1 IAA  mampu menginisiasi  tunas  lebih  cepat  pada  tomat (Ningsih et al. , 2016).
Perbanyakan  kesemek  dengan  stek sangat sulit berhasil (Yamada, 2008), sedangkan  pemisahan  tunas  akar  mempunyai tingkat  keberhasilan  yang  tinggi  (Yakushiji dan Nakatsuka, 2007).
Perlakuan  IAA,  IBA,  dan  NAA  secara signifikan  mampu  mempertahankan  sebanyak 83.3%  bibit  hidup  (Gambar  3).  Penggunaan IBA  dan  NAA  pada  stek  jambu  biji  mampu mempertahankan  bibit  hidup  sebesar  92% (Kareem et  al. ,  2013).  IBA  dan  NAA  lebih sering  digunakan  untuk  pembibitan  karena harganya lebih murah dibanding IAA (Waheed et  al. ,  2015).  Perbedaan  jenis  auksin  diduga menyebabkan  perbedaan  pembentukan  akar pada  tanaman.  Pada  tanaman  yang  terbentuk akar, tingkat kematian tanaman rendah (Guo et al., 2009). Pada perlakuan Root-up dan kontrol tingkat tanaman hidup sebesar 50%. Yakushiji dan Nakatsuka (2007), penggunaan 250 mg L -1
IBA  dan  0.2  M  fruktosa  dengan  media  MS mampu  membentuk  perakaran  pada  bibit kesemek  sebesar  94%.  Bibit  kesemek  asal kalus  akan  menghasilkan  tunas  setelah  dua bulan (Yokoyama et al ., 2011).
Gambar 2. Waktu munculnya tunas pada bibit tanaman kesemek pada perlakuan jenis auksin. Bar ± SE.
Gambar 3. Jumlah bibit tanaman kesemek hidup pada perlakuan jenis auksin. Bar ± SE.
Perlakuan IAA dan IBA secara signifikan mendorong pertumbuhan tunas yang tinggi  pada  minggu  pertama  dan  kedua, kemudian  jumlah  tunas  menurun  mulai minggu  ke-3  dan  seterusnya  (Gambar  4). Perlakuan IAA dan IBA menghasilkan jumlah tunas  rata-rata  2.7  dan  2.8  buah  per  minggu. Total  tunas  yang  dihasilkan  perlakuan  IAA dan  IBA  hingga  minggu  keenam  masing- masing  sebanyak  16.5  dan  17.0  tunas.  Tren penambahan  jumlah  tunas  pada  perlakuan NAA  dan  Root-up  rendah  pada  minggu pertama,  kemudian  meningkat  pada  minggu kedua  dan  relatif  konstan  pada  minggu- minggu  berikutnya.  Kontrol  menghasilkan jumlah  tunas  paling  rendah  dibandingkan dengan  perlakuan  yang  lainnya,  hingga minggu  kedua  sampai  kelima  adalah  2  buah. Flicklin  dan  Shelton  (2007)  melaporkan jumlah  tunas  baru  yang  dihasilkan  pada  bibit kesemek  yang  dipangkas  rata-rata  sebesar  3.2 tunas. Ali et al. (2009) menyatakan IBA lebih efektif  untuk  pembibitan  zaitun  dibandingkan dengan  NAA,  hal  itu  disebabkan  pelepasan IBA terjadi lebih lambat dan dilepaskan secara hidrolisis  konjugat.  Hidrolisis  konjugat  ini menyebabkan  IBA  dikonversi  menjadi  IAA yang  terkait  dengan  asam  amino,  gula  atau peptida  (Woodward  and  Bartel,  2005), sehingga  lebih  superior  dibandingkan  NAA dalam membentuk perakaran dan pertumbuhan lebih  lanjut  dari  bibit  (Enders  and  Strader,
2015).  Ali et  al. (2009)  menyatakan  IAA kinerjanya  20-30  kali  lebih  tinggi  jika dibandingkan  tanpa  pemberian  auksin.  Efek inferior NAA  dari  IBA  menjelaskan  bahwa NAA  tetap  berada  dalam  jaringan  bibit tanaman sehingga menghambat perkembangan selanjutnya  dari  perkembangan  meristem  akar (Ali et  al .,  2009).  Hal  tersebut  menjelaskan mengapa perlakuan Root-up tidak memberikan hasil  sebaik  IAA  dan  IBA,  karena  Root-up cenderung menyerupai kerja dari NAA.
Pada perlakuan IAA, tanaman mempunyai  jumlah  daun  yang  terbanyak dibandingkan  perlakuan  yang  lainnya,  diikuti perlakuan NAA dan IBA  yaitu secara berurutan sebanyak 20.8, 10.6, dan 13 helai (Gambar 5). Perlakuan  kontrol  dan  Root-up  mempunyai jumlah daun yang terendah yaitu sejumlah 4.0 dan 4.9 helai. Yakushiji dan Nakatsuka (2007) melaporkan sejumlah 90% bibit kesemek yang ditanam di greenhouse mampu bertahan hidup jika mempunyai daun sejumlah tiga atau lebih. Hal  ini  menjelaskan  pada  perlakuan  kontrol dan  Root-up,  bibit  kesemek  mempunyai jumlah  daun  yang  rendah  sehingga  jumlah tanaman  yang  hidup  juga  lebih  rendah dibandingkan perlakuan IAA, IBA, dan NAA. Guo et al. (2009) menyatakan IAA merupakan merupakan  pendorong  utama  untuk  aktivitas pembentukan akar pada tanaman daripada IBA pada konsentrasi yang sama.
Gambar 4. Jumlah tunas per bibit tanaman kesemek pada perlakuan jenis auksin.
Gambar 5. Jumlah daun per bibit tanaman kesemek pada perlakuan jenis auksin.
Respon pembentukan akar yang selanjutnya mempengaruhi pertumbuhan tunas,  daun  dan  organ  lainnya  sangat dipengaruhi oleh jenis auksin, konsentrasi dan genotipe  tanaman  (Guo et  al .,  2009).
Penggunaan  0.4%  NAA  pada  bibit  kesemek yang dibudidayakan pada media MS dilaporkan  sebanyak  25  dari  95  kultivar kesemek  gagal  membentuk  akar,  sedangkan penggunaan  IBA  secara in  vitro lebih  efektif pada  kondisi  gelap  (Palla et  al .,  2013).  IBA mampu membantu pembentukan akar kesemek secara  baik  pada  kondisi in  vitro tetapi  tidak pada kondisi in vivo (Kochanová et al ., 2011).
Kondisi lingkungan (suhu dan kelembaban)  dalam  perbanyakan  vegetatif sangat  berpengaruh  terhadap  pembentukan kalus  dan  pertumbuhan  bibit  (Yulianto et  al. ,
2015). Pada penelitian suhu di pagi hari sekitar 27.8 0 C  dengan  kelembaban  sebesar  88.7%, sedangkan pada siang hari suhunya meningkat menjadi  33.3 0 C  dan  kelembabannya  turun menjadi  72%.  Kelembaban  tanah  dipengaruhi langsung  oleh  sinar  matahari  yang  diterima, dan  kelembaban  tanah  selanjutnya  akan mempengaruhi  pertumbuhan  bibit  kesemek terutama  dalam  pembentukan  akar  (Ficklin dan  Shelton,  2007).  Intensitas  cahaya  sangat penting  untuk  tingkat  keberhasilan  hidup  dan pertumbuhan  bibit,  selama  aklimatisasi  bibit kesemek yang hidup mencapai 85% pada suhu 28 0 C  dengan  pencahayaan  60  atau  120 µ mol m -2 s -1 (Yakushiji dan Nakatsuka, 2007).

## KESIMPULAN
Pemberian  IAA  dapat  digunakan  untuk memacu  pertumbuhan  bibit  tanaman  kesemek asal  tunas  akar.  IAA  mampu  mempercepat pertumbuhan  tunas  lebih  cepat  (18  hari),
tingkat kematian bibit rendah (16.7%), jumlah tunas  yang  tinggi  (16.5  buah)  serta  jumlah daun yang dihasilkan cukup tinggi (20.8 helai).

## DAFTAR PUSTAKA
Akagi,  T., A.K.  Ikegami,  K.  Yonemori.  2011. Proanthocyanidin biosynthesis of persimmon  ( Diospyros  kaki Thunb.) fruit. Sci. Hort. 130: 373-380.
Ali,  A.,  T.  Ahmad,  N.A.  Abbasi,  I.A.  Hafiz. 2009.  Effect  of  different  concentrations of  auxins  on  in  vitro  rooting  of  olive cultivar  ‘Moraiolo’.  Pak.  J.  Bot.  41(3): 1223-1231.
Enders,  T.A.,  L.C.  Strader.  2015.  Auxin activity:  past,  present,  and  future. Americ. J. Bot. 102(2): 180-196.
Epstein, E., J. Ludwig-Muller. 1993. Indole-3- butyric  acid  in  plants:  occurrence, synthesis,  metabolism  and  transport. Physiol. Plant. 88: 382-389.
Flicklin,  R.L.,  M.G.  Shelton.  2007.  E ﬀ ects  of light  regime  and  season  of  clipping  on the growth of cherrybark oak, white oak, persimmon,  and  sweetgum  sprouts.  J. Arkansas Aca. Sci. 61(9): 51-58.
Guo, X.F., X.L.  Fu, D.K. Zang, Y. Ma. 2009. Effect  of  auxin  treatments,  cuttings, collection date and initial characteristics on Paeonia ‘Yang  Fei  Chu  Yu’  cutting propagation. Sci. Hort. 199: 177-181.
Heras,  R.M-L,  J.C.  A-Sánchez,  A.  Heredia, M.L.  Castelló , A.  Andrés.  2016.
Influence  of  preharvest  treatments  to reduce  the  seasonality  of  persimmon production  on  color,  texture  and antioxidant  properties  during  storage. CyTA J. Food. 14(2): 333-339.
İncesu,  M.,  T.  Yeşiloğlu,  B.  Çimen,  B. Yilmaz,  Ç.  Akpinar,  İ.  Ortaş.  2015. E ﬀ ects  on  growth  of  persimmon ( Diospyros  virginiana )  rootstock  of arbuscular  mycorrhizal  fungi  species. Turk. J. Agric. For. 39: 117-122.
Kareem, A., M.J. Jaskani, B. Fatima, B. Sadia.
2013.  Clonal  multiplication  of  guava through  softwood  cuttings  under  mist conditions. Pak. J. Agri.  Sci.  50(1):  23- 27.
Kochanová,  Z.,  N.  Onus,  J.  Brindza.  2011. Adventitious  shoot  regeneration  from dormant buds of persimmon ( Diospyros kaki Thunb.)  cv.  Hachiya.  J.  Agrobiol. 28(2): 113-118.
Koshita,  Y.,  K.  Morinaga,  Y.  Tsuchida,  T. Asakura, H. Yakushiji, A. Azuma. 2007. Selection  of  interstocks  for  dwarfing Japanese  persimmon  ( Diospyros  kaki Thunb.)  trees.  J.  Japan.  Soc.  Hort.  Sci. 76(4): 288-293.
Mitani,  N., A.  Kono, M. Yamada,  A.  Sato,  S. Kobayashi,  Y.  Ben,  T.  Ueno,  M.
Shiraishi,  S.  Kanzaki,  T.  Tsujimoto,  K.
Yonemori. 2014. Application of marker- assisted selection in persimmon breeding  of  PCNA  offspring  using SCAR  markers  among  the  population from  the  cross  between  Non-PCNA ‘Taigetsu’  and  PCNA  ‘Kanshu’.  Hort. Sci. 49(9): 1132-1135.
Min,  T.,  X.  Yin,  Y.  Shi,  Z.  Luo,  Y.  Yao,  D. Grierson, I.B. Ferguson, K. Chen. 2012. Ethylene-responsive
transcription
factors  interact  with  promoters  of  ADH and  PDC  involved  in  persimmon ( Diospyros  kaki ) fruit de-astringency. J. Exp. Bot. 63(18): 6393-6405.
Ningsih,  R.,  B.S.  Purwoko,  M.  Syukur,  I.S. Dewi. 2016. Induksi kalus dan regenerasi tiga genotipe tomat ( Solanum
lycopersicon L.) melalui kultur antera. J. Hort. Indonesia. 7(2): 75-82.
Palla,  K.J., R.R.  Beasley,  P.M. Pijut.  2013. In vitro culture  and  rooting  of Diospyros virginiana L. Hort. Sci. 48(6): 747-749. Peche,  P.M.,  A.L.  Figueiredo,  R.  Pio,  C.A. Andrade,  E.T.  de-Melo,  C.A.de-A. Barbosa. 2016. Cold storage of budsticks/clefts for staggered grafting in persimmon  trees.  Ciência  Rural.  46(8): 1344-1349.
Pitojo,  S.,  H.N.  Puspita.  2007.  Kesemek. Kanisius, Yogyakarta.
Santosa,  E.,  N.  Sugiyama,  M.  Nakata,  S.
Kawabata, N. Kubota. 2005. Cultivation of  Japanese  persimmon  in  West  Java, Indonesia.  Japan.  J.  Trop.  Agr.  49(3):
220-226.
Setiawan,  E.  2014.  Perbaikan  kualitas  buah kesemek dengan penyemprotan alkohol. Agrovigor. 7(2): 121-125.
Tetsumura, T., S. Haranoushiri, T. Marume, C. Torgoe,  T.  Omori,  Y.  Kurogi,  Y. Uchida,  C.  Honsho.  2010.  Orchard growth, flowering and fruiting of ‘Fuyu’ and  ‘Hiratanenashi’  Japanese  persimmon trees  grafted  on  potensially  dwarfng rootstocks  propagated  by  cutting.  J.
Japan. Soc. Hort. Sci. 79(4): 327-334.
Waheed,  A.,  F.S.  Hamid,  H.  Ahmad,  F.M. Abbasi,  S.  Aslam,  A.H.  Shah,  N. Ahmad,  Z.  Naheed,  H.  Ali,  N.  Khan. 2015.  Effect  of  indole  butyric  acid (IBA)  on  early  root  formation  (tomato ‘Sahil’  hybrid)  cuttings.  J.  Mater. Environ. Sci. 6(1): 272-279.
Woodward,  A.W.,  B.  Bartel.  2005.  Auxin: regulation,  action,  and  interaction. Ann. Bot. 95: 707-735.
Yakushiji,  H.,  A.  Nakatsuka.  2007.  Recent persimmon  research  in  Japan.  Japan.  J. Plant Sci. 1 (2): 42-62.
Yamada,  M.  2008.  Persimmon  propagation, orchard planting, training and pruning in Japan. Adv. Hort. Sci. 22(4): 269-273.
Yokoyama,  T.,  Y.  Moriyasu,  Y.  Sugawara. 2011.  Adventitious  bud  formation through nodule induction by thidiazuron in  cultured  leaf  segments  of  the Japanese  persimmon  ( Diospyros  kaki
Thunb.). Plant Biotech. 28: 339-344.
Yulianto, A.G., E. Setiawan, K. Badami. 2015.
Efek pemberian IBA terhadap pertautan sambung  samping  tanaman  srikaya.
Agrovigor. 7(2): 51-56.
Zenginbal,  H.  2015.  The  effects  of  grafting methods  (by  hand  and  with  manual grafting  unit)  and  grafting  times  on persimmon ( Diospyros kaki L.)
propagation.  Acta  Sci.  Pol.  Hort.  Cul.
14(4): 39-50.