## Optimalisasi Fosfat untuk Meningkatkan Pertumbuhan Kerapatan
Populasi dan Kemampuan Antagonis Saccharomyces cerevisiae terhadap Fusarium sp .

## Hardianto, Anton Muhibuddin, Antok Wahyu Sektiono
Jurusan Hama dan Penyakit Tumbuhan, Fakultas Pertanian, Universitas Brawijaya
Jl. Veteran, Malang 65145
Correspondence Author: antonmhb@gmail.com

## ABSTRACT
Saccharomyces  cerevisiae  is  a  common  yeast  used  as  a  fermenter  in  the  home  industry. This  yeast  is  able  to  grow  in  media  like  waste  materials.  One  of  the  waste  materials  that can  be  used  as  a  medium  of  yeast  growth  is  waste  of  coconut  water.  The  use  of  coconut water as a medium of yeast propagation has been widely used in some types of yeasts. The intake  of  nutrients  such  as  phosphate  will  make  the  yeast  cells  begin  to  grow  and  work faster.  The  yeast  cell  takes  phosphate  as  ATP.  Khamir  will  turn  it  into  a  phosphate polymerization  form  that  is  often  found  within  the  mitochondria  of  these  cells.  S. cerevisiae  has  the  ability  not  only  in  terms  of  fermentation  but  also  can  perform  other functions  in  the  biological  control  process.  The  main  methods  of  this  study  include  the growth  test  of  S.  cerevisiae  with  the  addition  of  a  phosphate  (KH2PO4),  S.  cerevisiae growth test by aerator method, yeast antagonist test. The results showed that S. cerevisiae was  able  to  grow  higher  with  the  addition  of  phosphate  nutrients  (0.5%  KH2PO4).  This yeast has the potential to control Fusarium sp. The percentage of inhibition was isolate A0 (9,67%), A1 (11%), A2 (10,67%), A3 (12%), A4 (13%), and A5 (6%).
Keywords: Yeast, phosphate nutrient, biological control, Fusarium sp .

## INTISARI
Saccharomyces cerevisiae merupakan khamir yang umum dimanfaatkan sebagai fermentor dalam industri rumah tangga. khamir ini mampu tumbuh di media seperti bahan buangan. Salah  satu  bahan  limbah  yang  bisa  dimanfaatkan  sebagai  media  pertumbuhan  khamir adalah limbah air kelapa. Penggunaan air kelapa sebagai media perbanyakan khamir telah banyak digunakan pada beberapa jenis khamir. Asupan nutrisi seperti fosfat akan membuat sel  khamir  mulai  tumbuh    dan  bekerja  lebih  cepat.  Sel  khamir  mengambil  fosfat  sebagai ATP.  Khamir  akan  mengubahnya  menjadi  bentuk  polimerisasi  fosfat  yang  sering ditemukan  di  dalam  mitokondria  sel-sel  ini. S.  cerevisiae memiliki  kemampuan  tidak hanya  dalam  hal  fermentasi  tetapi  juga  dapat  melakukan  fungsi  lain  dalam  proses pengendalian biologis. Metode utama penelitian ini meliputi u ji pertumbuhan S. cerevisiae dengan  penambahan  fosfat  (KH 2 PO 4 ),  uji  pertumbuhan S.  cerevisiae dengan  metode aerator, Uji  antagonis  khamir. Hasil  penelitian  menunjukkan  bahwa  S.  cerevisiae  mampu tumbuh  lebih  tinggi  dengan  penambahan  nutrisi  fosfat  (0,5%  KH 2 PO 4 ).  Khamir  ini memiliki potensi untuk mengendalikan Fusarium sp. Persentase penghambatannya adalah isolat A0 (9,67%), A1 (11%), A2 (10,67%), A3 (12%), A4 (13%), dan A5 (6%).
Keywords: Yeast, phosphate nutrient, biological control, Fusarium sp .
1. PENDAHULUAN
Saccharomyces  cerevisiae merupakan  khamir  yang  dikenal  dimasyarakat  umum sebagai ragi tape dengan fungsi sebagai fermentor dalam industri rumahan. Khamir mampu tumbuh  pada  media  limbah  atau  bahkan  bahan  buangan.  Salah  satu  bahan  buangan  yang mampu  dimanfaatkan  sebagai  media  pertumbuhan  khamir  ialah  limbah  air  kelapa. Penggunaan air kelapa sebagai media perbanyakan khamir sudah banyak di gunakan pada beberapa  jenis  khamir  (Fardiaz et  al., 1996),  Unsur  karbon  dalam  air  kelapa  berupa karbohidrat  sederhana  seperti  glukosa,  sukrosa,  fruktosa,  inositol,  dan  sorbitol  sehingga mudah digunakan sebagai media pertumbuhan S. cerevisiae . Air  kelapa juga mengandung protein,    mineral,    vitamin    B,    dan  vitamin  C  (Santoso  ,2003).  Hal  ini  di  ini memungkinkan bahwa air kelapa mampu menjadi  media alternatif yang dapat digunakan dalam menumbuhkan S. cerevisiae secara massal dan  lebih  ekonomis.
Nutrisi  seperti  fosfat  akan    memasok  tidak  hanya  sebagai  substrat  untuk pertumbuhannya  tetapi,  juga  sinyal  untuk  pertumbuhan  (Swinnen et  al., 2006).  Asupan dalam  kecil  nutrisi  seperti  fosfat  akan  membuat  sel-  sel  khamir  mulai  tumbuh  dan  akan bekerja  jauh  lebih  cepat.  Sel-sel  khamir  mengambil  fosfat  sebagai  ATP.  Khamir mengubahnya  menjadi  bentuk  dipolimerisasi  fosfat  yang  sering  ditemukan  dalam mitokondria sel-sel khamir (Wykoff dan O'Shea, 2001).
S. cerevisiae memiliki kemampuan tidak hanya dalam hal fermentasi. S.cerevisiae juga  mampu  melakukan  fungsi  lainnya  yaitu  dalam  proses  pengendalian  biologis. Mekanisme ini umumnya didasarkan  pada kemampuan agen biokontrol, termasuk  khamir yang  mampu  menekan  sel  patogen,  Setiap  khamir  memiliki  cara  mekanisme  dalam menghambat  suatu  patogen.  Bersaing  untuk  mendapatkan  nutrisi,  mensekresikan  enzim tertentu,  menginduksi  resistensi,  mengatur  kerapatan  populasi,  mengeluarkan  zat antimikroba dan membentuk biofilm pada permukaan bagian dalam dari luka  yang dibuat sel patogen. (Droby,1994).
Salah satu patogen penyebab penyakit tanaman yang menyebabkan kerugian adalah patogen Fusarium .  Menurut  Phillips  dan  Hossein  (2008) dalam Dwiastuti et  al. ,  (2015) Fusarium oxysporum menyebabkan penurunan produksi  buah stroberi di Asia tahun 2010 sekitar  40%,  di  Australia  Barat  dilaporkan  tanaman  yang  terinfeksi  penyakit  ini  padat tahun  2005  –  2006  sebesar  70%.  Tidak  hanya F.oxysporum ,  namun Fusarium moniliformae juga  merupakan  pathogen  penyebab  penyakit  yang  sangat  merugikan  pada pertanaman  tebu  (Pratiwi et  al., 2013).    Genus  Fusarium  penyebab  penyakit  ini  dapat menyebabkan  kerugian  dan  gagal  panen  hingga  50%  (Rostini,2011).  Pengendalian penyakit  ini  masih  bertumpu  pada  penggunaan  fungisida  sintetik,  yang  apabila diaplikasikan tidak sesuai dengan rekomendasi dapat mempengaruhi karakteristik fisik dan biologi  tanah,  serta  meninggalkan  residu  yang  membahayakan  lingkungan  dan  makhluk hidup  lainnya, serta meningkatkan resistensi patogen. Oleh karena itu, diperlukan  adanya langkah solutif dalam mengendalikan penyakit ini.
Pada  penelitian  ini  dilakukan  pemanfaatan  limbah  air  kelapa  dengan  penambahan nutrisi  fosfat sebagai  media  tumbuh S . cerevisiae untuk  meningkatkan  pertumbuhan kerapatan populasi dan diharapkan juga dengan asupan nutrisi fosfat yang berlebih, khamir mampu menekan pertumbuhan Fusarium sp .

## 2. METODE PENELITIAN
2.1 Tempat dan Waktu Penelitian
Penelitian  dilaksanakan  di  Laboratorium  Mikrobiologi  Fakultas  Kedokteran, Universitas Brawijaya dan Balai Besar Penelitian dan Pengembangan Pasca Panen, Bogor. Penelitian dilaksanakan pada bulan Juni – September 2017.

## 2.2 Isolasi, purifikasi dan identifikasi S. cerevisiae
S.  cerevisiae diisolasi  dari  ragi  tape  yang  diperoleh  dari  pasar  Dinoyo,  Malang. Langkah  awal  melakukan  isolasi  khamir  ialah  pertama  siapkan  ragi  sebanyak  10  gr, kemudian tempatkan dalam tabung Erlenmeyer yang  berisi air akuades steril sebanyak 50 ml. Diaduk dengan cara digoyangkan pada rotary shaker selama 2 jam pada suhu kamar. Hasil  tersebut  dibuat  seri  pengenceran  10 5 -10 6 .  Sebanyak  0.1  ml  suspensi  hasil pengenceran ditumbuhkan secara taburan pada media YPD ( Yeast Peptone Dextrose ) yang mengandung 5 gr/l chloramphenicol. Biakan kemudian diinkubasi pada suhu kamar selama 3  hari.  Isolat  khamir  dengan  koloni  yang  tumbuh  dipindah  ke  media  YPD  yang  masih segar  (McCormack et  al., 1994).  Isolat  khamir  kemudian  dimurnikan  dengan  mengacu pada metode penggoresan Talukder et al. (2016) memindahkan koloni secara berulang  ke media  agar  YPD  hingga  isolat  murni  dengan  digoreskan  pada  media  agar  menggunakan jarum ose, kemudian diinkubasi selama 48 jam pada suhu 30 oC . Proses identifikasi secara makroskopis dilakukan dengan mengamati koloni yang tumbuh pada media agar meliputi tekstur,  warna,  permukaan,  elevasi,  dan  tepi  koloni.  Pengamatan  secara  mikroskopis dilakukan terhadap bentuk sel, tipe pertunasan, dan ukuran sel.

## 2.3 Pembuatan media perbanyakan S. cerevisiae
Pembuatan  media  pertumbuhan  khamir  dengan  limbah  air  kelapa  dengan penambahan  nutrisi  berupa  Potassium  Fosfat  (KH 2 PO 4 )  untuk  media  perlakuan  yaitu  air kelapa  dimasukkan  ke  dalam  botol  berukuran  250ml  dan  ditambahkan  (KH 2 PO 4 )  dengan konsentrasi yang berbeda kemudian disterilisasi dengan autoklaf pada suhu 121 o C dengan tekanan  1  atm  untuk  menghilangkan  kontaminasi  mikroorganisme  yang  tidak  diinginkan. Sedangkan  untuk  pembuatan  media  kontrol  air  kelapa  tidak  ditambahkan  (KH 2 PO 4 ). Rancangan uji pertumbuhan S. cerevisiae pada media perlakuan ditunjukan pada Tabel 1.
Tabel 1. Media perlakuan S. cerevisiae Kode Perlakuan A1 Media limbah air kelapa + 0,125% KH 2 PO 4 A2 Media limbah air kelapa + 0,25% KH 2 PO 4 A3 Media limbah air kelapa + 0,375% KH 2 PO 4 A4 Media limbah air kelapa + 0,5% KH 2 PO 4 A5 Media limbah air kelapa + 0,625% KH 2 PO 4 A0 (Kontrol) Media limbah air kelapa + 0% KH 2 PO 4
Keterangan  ;  A=penggunaan  limbah  air  kelapa  sebagai  media  pertumbuhan  khamir,  0-5  = Penggunaan fosfat (KH 2 PO 4 )
2.4 Uji pertumbuhan S. cerevisiae dengan penambahan fosfat (KH 2 PO 4 )
Uji  pertumbuhan  ini  menggunakan  Rancangan  Acak  Lengkap  (RAL)  1  faktorial dengan 5 perlakuan dan 1 kontrol  yang kemudian diulang sebanyak 4 kali. S. cerevisiae yang telah tumbuh pada media YPD agar kemudian diinokulasikan sebanyak satu ose pada media  YPD  cair  (2gr yeast  extract ,4gr  pepton,  20g  dekstros,  dan  200  ml  akuades). Tahapan inokulasi mengacu pada metode Suprayogi et al. (2015) dan Purwitasari (2004) Inokulasi dilakukan dengan cara menyiapkan media cair yang telah disterilisasi sebanyak 200  mL,  lalu  inokulasi  isolat  yang  diambil  dari  biakkan  koloni  menggunakan  jarum  ose kedalam  tabung  reaksi  kemudian  diinkubasi  selama  24  jam  menggunakan rotary  shaker dengan kecepatan 160 rpm. Setetah itu khamir yang telah tumbuh pada media YPD cair di
lakukan  penyamaan  massa  (OD=1),  selanjutnya  inokulasikan  khamir  sebanyak  1  mL  ke setiap  media  perbanyakan  yang  diperkaya  KH 2 PO 4 .  Setelah  itu  diinkubasi  diatas rotary shaker pada suhu ruang. Kemudian media tersebut diukur pH, suhu dan dihitung kerapatan populasi S.cerevisiae setiap 24 jam selama 4 hari .

## 2.5 Uji pertumbuhan S. cerevisiae dengan metode aerator
Uji  pertumbuhan  ini  menggunakan  media  dengan  nilai  kerapatan  tertinggi  pada pengujian  sebelumnya,  inokulum S.  cerevisiae dengan  nilai  OD  tertinggi,  KMnO 4 (1%) dan fermentor yang telah diset, Setelah itu, media dimasukkan ke dalam tabung erlenmayer 1000  ml  sebanyak  500ml  dengan  dialiri  udara  menggunakan  aerator  melaui  ferementor yang  sudah  diset  sebelumnya,  selanjutnya  biarkan  hingga  kurang  lebih  15  menit. Selanjutnya  masukkan  inokulum S.  cerevisiae dengan  nilai  OD  tertinggi  kedalam  media sebanyak  3  ml,  kemudian  udara  dialiri  kembali  pada  media  tersebut.  Pemasangan  aerator dilakukan  sampai  kurang  lebih  4  hari  dan  setiap  harinya  diamati  jumlah  kerapatan populasinya,  pH  dan  suhu.  Pengukuran  jumlah  kerapatan  populasi  menggunakan spektrofotometer. Pengukuran ini dilakukan dengan mengukur nilai OD ( Optical Density ) dari contoh substrat .
2.6 Uji antagonis khamir
1. Media
Media yang digunakan untuk pengujian antagonis khamir terhadap jamur patogen mengacu pada Nurlela et al . (2016). Jamur patogen dan khamir ditumbuhkan pada media PDA (40 gr/L PDA powder , 1000 ml akuades).
2. Isolasi, purifikasi dan identifikasi Fusarium sp.
Jamur  patogen  diisolasi  dari  tanaman  budidaya  yang  memiliki  gejala  penyakit  layu fusarium. Metode inokulasi mengacu pada Muhibuddin et al . (2011) sampel dipotong ± 1 cm  dan  dicuci  menggunakan  NaOCl  selama  1  menit  kemudian  dicuci  menggunakan alkohol  selama  1  menit.  Setelah  itu,  sampel  dibersihkan  menggunakan  air  dan dikeringanginkan  pada  tisu  seril.  Setelah  kering,  potongan  sampel  ditanam  pada  media PDA didalam cawan petri. Selanjutnya isolat diinkubasi selama 5-7 hari pada suhu ruang. Setelah  melalui  tahap  inkubasi,  selanjutnya  langkah    purifikasi  dan  identifikasi  mengacu pada  Shofiana et  al .  (2015)  purifikasi  dilakukan  dengan  mengambil  jamur  yang  telah diisolasi dan dipisahkan kedalam media PDA baru dengan menggunakan jarum ose.
Identifikasi  jamur Fusarium sp.  dilakukan  secara  makroskopis  dan  mikroskopis. Identifikasi  dengan  mengamati  makroskopis  meliputi  pengamatan  morfologi  koloni seperti  pertumbuhan  jamur  pada  cawan  Petri,  tekstur  koloni,  warna  koloni,  dan  pola sebaran.  Pengamatan  mikroskopis  dengan  cara  melihat  hifa,  warna  hifa,  bentuk  hifa, bentuk konidia, dan ukuran spora menggunakan mikroskop dengan perbesaran 1000.
3. Uji antagonis S. cerevisiae dengan Fusarium sp .
Uji  antagonis  isolat S.  cerevisiae dengan  jamur Fusarium sp.  menggunakan Rancangan  Acak  Lengkap  (RAL)  1  faktor  dengan  6  perlakuan  yang  diulang  sebanyak  3 kali dan kontrol disiapkan sebagai pembanding. Isolat khamir S. cerevisiae pada pengujian antagonis dengan Fusarium sp. merupakan hasil perbanyakan dengan penambahan fosfat. Metode  pengujian  merujuk  pada  penelitian  Shofiana et  al .  (2015)  Pengujian  isolat S.cerevisiae yang diperoleh dilakukan dengan cara menggoreskan S.cerevisiae pada media PDA  tepat  ditengah  petridis  berdiameter  9  cm  dengan  posisi  tegak  lurus  sebanyak  1  lup inokulasi.
Biakan
Fusarium sp.  diambil  dengan cork  borer dan  diletakkan  pada  sisi  kanan  dan  kiri  goresan khamir dengan jarak ± 3 cm. kemudian diinkubasi pada suhu kamar dan diamati selama 7 hari dengan cara mengukur lebar zona hambat khamir terhadap Fusarium sp . pada  setiap harinya.
.

## Gambar  1. Peta uji antagonis khamir dengan patogen
Presentase tingkat hambatan relatif terhadap patogen dihitung dengan rumus yang mengacu pada Begum et al . (2008)  yaitu:
Keterangan:
THR : presentase tingkat hambatan terhadap pertumbuhan patogen R1 : jumlah jari-jari (R1 + R2) koloni patogen tanpa perlakuan khamir (kontrol)
R2 : jumlah jari-jari (R1 + R2) koloni patogen yang diberi perlakuan khamir
4. Prepararasi sampel pengamatan mekanisme antagonis dengan Scanning Electron Microscope (SEM)
Metode  yang  digunakan  mengacu  pada  Hastuti  (2016)  yaitu  hasil  uji  antagonis dipreparasi tertebih dahulu dengan cara menyiapkan cover glass steril dan diletakkan pada cawan  steril-,  Lalu  mengiris  2  x  2  mm  pada  zona  antagonis  dan  diletakkan  diatas cover glass steril  yang  telah  disiapkan.  Kemudian  dilakukan  pengeringan  atau  dehidrasi bertingkat menggunakan konsentrasi larutan etanol 30%, 50%, 70%, 80%, 90%, dan 96% dengan  cara  disemprotkan  kurang  lebih  dengan  jarak  30  cm.  Setiap  penyemprotan konsentrasi etanol dilakukan dengan jarak waktu 5 menit untuk pengeringan. Setelah isolat dikeringkan  kurang  lebih  selama  4-5  hari,.  selanjutnya  diamati  menggunakan  mikroskop elektron skanning.

## 2.7 Analisis data
Data  yang  diperoleh  dari  uji  pertumbuhan S.  cerevisiae dengan  penambahan fosfat  (KH 2 PO 4 )  dan  uji  antagonis S.  cerevisiae dengan  patogen Fusarium sp.  dianalisis dengan  menggunakan  analisis  ragam  (Anova)  dan  apabila  terdapat  nilai  yang  berbeda nyata  dilanjutkan  dengan  uji  perbandingan Duncan’s Multiple Range Test (DMRT)  pada taraf  kesalahan  5%  dengan  menggunakan software  Microsoft  Excel 2013  dibantu  dengan program DSAASTAT.

## 3. HASIL DAN PEMBAHASAN
3.1 Isolasi dan identifikasi S. cerevisiae
Pengamatan  koloni S.  cerevisiae dilakukan  secara  makroskopis  dan  juga mikroskopis  (Gambar  2).  Pada    pengamatan  makroskopis  (Gambar  2a)  diketahui  bahwa koloni  biakan  murni S.  cerevisiae berwarna  putih  kekuningan,  memiliki  permukaan lembut, bertekstur lunak terihat halus, memiliki tepian yang bergerigi dan koloni memiliki elevasi  agak  cembung  Hasil  pengamatan  mikroskopis  menunjukan  bentuk  silindris,
memiliki warna hialin serta dari kumpalan sel terdapat sel  yang berpasangan atau tunggal (Gambar 2b).
Gambar    2. S.  cerevisiae .  A:  Biakan  murni  pada  media  YPD  umur  7  HSI,  B: Mikroskopis  pada  mikroskop  cahaya  perbesaran  1000,  C:Pertunasan,  D: bentuk dari sel khamir yang akan membelah diri.
3.2 Pengaruh konsentrasi fosfat terhadap kerapatan populasi S.cerevisiae
Pengujian  dilakukan  terhadap  isolat  khamir S.cerevisiae pada  media  limbah  air kelapa  dengan  penambahan  Potassium  Fosfat  (  KH 2 PO 4 ) dengan  kode  isolat  A0(0%), A1(0,125%),  A2(0,25%),  A3(0,375%),  A4(0,5%)  dan  A5(0,625%),  isolat  khamir  dengan kode isolat A0 merupakan  kontrol.
Tabel 1. Rerata Nilai Optical Density (OD) S. cerevisiae dalam media perlakuan yang
berbeda selama 96 jam Perlakuan Waktu (Jam) 24 jam 48 jam 72 jam 96 jam A0 0,976  a 1,187  b 1,17  bc 0,912  ab A1 1,007  a 0,825  a 1,06  a 0,833  a A2 0,923  a 1,101  b 1,105  ab 0,985  ab A3 1,093  ab 1,363  cd 1,481  d 0,866  a A4 1,2  b 1,391  d 1,555  d 1,07  b A5 1,239  b 1,218c  bc 1,208  c 0,903  a
Keterangan:  Angka  yang  diikuti  huruf  yang  sama  dalam  satu  kolom  menunjukkan  tidak  berbeda nyata pada uji DMRT 5%.
Berdasarkan sidik ragam diketahui  bahwa nilai  OD S. cerevisiae antar perlakuan menunjukkan adanya beda nyata. Hal ini berarti terdapat pengaruh media terhadap jumlah sel. Pengamatan pada jam ke 24-72 pada isolat khamir A3 dan A4  menunjukan nilai OD yang  cenderung  meningkat,  isolat  A5  menunjukan  hasil  nilai  OD  yang  stabil  dan  isolat kamir lainnya menunjukan hasil nilai OD yang fluktuatif. Pengamatan jam ke- 96 jumlah kerapatan populasi khamir cenderung menurun.
Waktu  pembiakan  72  jam  pada  semua  media  memberikan  jumlah  sel  yang terbanyak,  karena  pada  masa  tersebut  laju  pertumbuhan  merupakan  puncak  dari perkembangbiakan  khamir  atau  dikenal  dengan  fase  logaritmik.  Menurut  Fardiaz  (1992) fase logaritmik merupakan fase pada saat  mikroorganisme membelah dengan cepat.  Pada fase ini kecepatan pertumbuhan sangat dipengaruhi oleh media tempat tumbuhnya seperti pH dan kandungan nutrien, juga kondisi lingkungan termasuk suhu dan kelembaban udara.
A B C D
Menurut Sari et al., (2016) pada jam ke-0 sampai jam ke-72 terjadi fase eksponensial pada isolat Saccharomyces .  Khamir  akan  membelah  dengan  cepat  dan  konstan.  Sel  khamir membelah tiap 90 menit sekali, sel melakukan konsumsi nutrien dalam medium fermentasi dan  proses  fisiologis  lainnya.  Selain  itu,  pada  fase  ini  mikroorganisme  membutuhkan energi lebih banyak daripada fase lainnya.
Selama  pembiakan  72  jam S.  cerevisiae mengalami  pertumbuhan  yang  cepat karena  khamir  memasuki  fase  log.  Menurut  Ivanesthi et  al. (2016)  fase  log  terjadi  mulai hari  kesatu  sampai  hari  ketiga.  Pada  fase  ini  peningkatan  jumlah  sel  sangat  terjadi  cepat diiringi dengan penggunaan nutrisi yang semakin banyak. Pertumbuhan yang khamir yang cepat  juga  dipengaruhi  dengan  adanya  nutrient  yang  terkandung  dalam  media,  tersedia dalam  jumlah  yang  berlebih  untuk  dimanfaatkan S.  cerevisiae bagi  . S.  cerevisiae memanfaatkan  protein,  karbon,  dan  mineral  yang  terkandung  dalam  limbah  air  kelapa sebagai  substrat  metabolisme  untuk  sintesis  komponen  sel  dan    fosfat  yang  diberikan dalam  media  perlakuan  sebagai  pemicu  pertumbuhan  sel  terutama  dalam  pembentukan asam nukleat dan transfer energi. Nutrisi seperti fosfat akan  memasok tidak hanya sebagai substrat  untuk  pertumbuhannya  tetapi,  juga  sinyal  untuk  pertumbuhan.  Fosfat  berperan sebagai  sumber  daya  dimana  sel  meningkatkan  massa  dan  menghasilkan  energi  untuk mendorong  aktivitas  biosintesis,  tetapi  juga  sebagai  sinyal  mendikte  metabolisme, transkripsi,  dan  program-program  pembangunan  yang  mengoptimalkan  kelangsungan hidup,  meningkatkan  efek  yang  sangat  stimulatif  pada  pertumbuhan  khamir  (Swinnen et al . 2006). Menurut  Machfud et al. (1989) peningkatan jumlah sel dan massa sel menandai adanya  pertumbuhan  mikroorganisme.  Semakin  tinggi  kecepatan  pertumbuhan  semakin banyak jumlah massa sel (Fardiaz, 1987).
Pengamatan jam ke- 96 jumlah kerapatan populasi khamir cenderung menurun dan berdasarkan sidik ragam diketahui bahwa nilai OD S. cerevisiae antar perlakukuan menunjukkan tidak  beda nyata. Hal ini berarti tidak terdapat pengaruh media terhadap jumlah sel. Hal tersebut disebabkan oleh berkurangnya nutrisi penting dalam media karena S. cerevisiae telah memanfaatkan   nutrisi yang terkandung dalam media tersebut untuk kebutuhan metabolismenya.  Selain itu, pada jam ke 96 S. Cerevisiae telah memasuki fase stasioner. Menurut Kusmiati et al . (2011) yang menyatakan bahwa khamir S.cerevisiae pada jam ke-84 memasuki fase stasioner dan pada hari selanjutnya akan memasuki fase kematian. Fase stasioner akan menunjukan bahwa jumlah sel akan  menurun dengan berkurangnya nutrisi dalam medium dan akan semakin menurun dengan bertambahnya waktu ( Mashitoh, 2012).
Media  limbah  air  kelapa  dengan  penambahan  fosfat  (KH 2 PO 4 )  sebanyak  0.5% menghasilkan  nilai  OD  tertinggi  yaitu  sebesar  1.07.  Hal  ini  menunjukan  bahwa S. cerevisiae mampu  tumbuh  dan  berkembang  secara  optimal  pada  media  dengan penambahan  fosfat  sebanyak  0.5%  dibandingkan  dengan  media  yang  lainnya.  Nutrisi seperti fosfat  harus diberikan secara optimal, fosfat  akan  meningkatkan efek  yang sangat stimulatif pada pertumbuhan khamir (Swinnen et al., 2006). Jika khamir kekurangan fosfat akan  menyebabkan  tidak  terjadinya  pembelahan  sel  (Suharsono,2003).  Menurut Cochrane,(2004)  jika  penambahan  fosfat  tidak  sesuai  kebutuhan  khamir  maka  nutrisi seperti fosfat akan menjadi racun  yang menghambat pertumbuhan. Selain itu S.cerevisiae dapat menggunakan karbohidrat sederhana yang terdapat pada air kelapa tersebut. Menurut Nuraida et  al .  (1996)  dan  Santoso  (2003)  air  kelapa  mengandung  karbohidrat  sederhana seperti  glukosa,  sukrosa,  fruktosa,  inositol,  dan  sorbitol  yang  dapat  digunakan  oleh S. cerevisiae sebagai sumber karbon.
Tabel 2 . Nilai pH dan suhu dalam media perlakuan yang berbeda selama 96 jam
Perlakuan Pengamatan pH Suhu ( o C) 0 jam 96 jam 0 jam 96 jam A0 6.33 5.31 26.1 26.6 A1 6.31 5.14 26.1 26.6 A2 6.33 5.20 26.1 26.6 A3 6.33 5.28 26.1 26.6 A4 6.33 5.28 26.1 26.6 A5 6.33 5.27 26.1 26.6
Berdasarkan  data  diatas  diketahui  bahwa  nilai  pH  media  pada  semua  perlakuan menunjukkan  perbedaan  yang  tidak  signifikan  dan  nilai  rerata  pH  cenderung  menurun mulai  dari  jam  ke  24  hingga  96.  Nilai  pH  tertinggi  di  jam  ke  96  dari  semua  perlakuan diperoleh pada perlakuan media limbah air kelapa dengan penambahan fosfat 0.375% (A3) dan perlakuan media limbah air kelapa dengan penambahan fosfat 0.5%  (A4) . Sedangkan nilai  pH    terendah  diperoleh  pada  media  limbah  air  kelapa  dengan  penambahan  fosfat 0.125% sebesar 5.14.  Nilai pH awal pada masing-masing perlakuan adalah 6.3. Menurut Said dalam Wahono et al . (2011) menuturkan nilai pH tersebut masih berada dalam batas normal untuk pertumbuhan S. cerevisiae yaitu 2,5-8,5 , sehingga perubahan pH pada semua perlakuan tidak menghambat pertumbuhan S. cerevisiae.
Berdasarkan  data  diatas  diketahui  bahwa  nilai  Suhu  pada  semua  perlakuan menunjukkan tidak adanya perbedaan dan nilai rerata suhu mulai naik pada jam ke 72 dan turun kembali pada jam ke 96. Suhu tertinggi pada jam ke 72 dari semua perlakuan media limbah  air  kelapa  dengan  penambahan  fosfat  sebesar  27.5  °C  .  Suhu  awal  pada  masing- masing perlakuan  adalah 25.5 °C. Suhu tersebut  masih berada dalam batas normal  untuk pertumbuhan S. cerevisiae yaitu berkisar 25-30 0 C , sehingga perubahan suhu pada semua perlakuan  tidak  menghambat  pertumbuhan S.  cerevisiae. Khamir  mempunyai  keadaan lingkungan  tempat  hidup  yang  spesifik.  Kisaran  suhu  optimal  untuk  kebanyakan  khamir sama dengan kapang, yaitu pada 25-30 0 C (Elevri dan Putra, 2006)

## 3.3 Perbanyakan khamir pada media air kelapa dengan metode aerator
Perbanyakan dengan metode aerator berguna sebagai uji lapang dari perbanyakan dengan metode shaker. Media  yang  digunakan adalah media air kelapa dengan perlakuan penambahan  KH 2 PO 4 sebanyak  0,5gr.  Media  ini  digunakan  karena  pada  perbanyakan menggunakan shaker memiliki nilai kerapatan populasi sel tertinggi dibandingkan dengan perlakuan  lainnya.  Hasil  pengamatan  pertumbuhan S.cerevisiae dalam  media  perlakuan penambahan KH 2 PO 4 sebanyak 0,5gr disajikan pada Gambar 3.
Gambar  3. Grafik kerapatan populasi S. cerevisiae dengan metode  aerator
Berdasarkan dari hasil pengamatan yang dilakukan pada jam ke 0 – 96 menunjukan perbedaan  jumlah  kerapatan  populasi  yang  signifikan,    terlihat  bahwa  kerapatan  populasi khamir meningkat pada jam ke 0 -72 , yaitu dengan nilai OD awal 1 hingga mencapai nilai OD  sebesar  3.65.  Peningkatan  jumlah  kerapatan  populasi  ini  dipengaruhi  oleh  nutrient yang  tersedia  pada  media  dan  pada  jam  ke  72  ini  khamir  memasuki  fase  puncak  dalam pertumbuhannya.  Fase  puncak  pertumbuhan  khamir  ini  disebut  fase  log  (eksponensial) yang dipengaruhi oleh komposisi medium, lingkungan, dan juga jumlah sel pada medium (Rahmana et  al., 2016).    Menurut  Walker dalam Mashitoh  (2012)  pertumbuhan  khamir optimum  terjadi  pada  hari  ketiga,  karena  khamir  secara  optimal  mampu  memanfaatkan nutrisi  di  dalam  media  pertumbuhan  sehingga  aktivitas  pembelahan  sel  berjalan  dengan baik. Pengamatan pada jam ke 96 menunjukan hasil sebaliknya, kerapatan populasi khamir menurun  yaitu  sebesar  3.43.  Hal  ini  dikarenakan  khamir S.  cerevisiae sudah  memasuki fase  satsioner  dan  menuju  fase  kematian  sehingga  menyebabkan  pertumbuhannya terhambat.  Menurut  Kusmiati et  al., (2011) S.  cerevisiae yang  memasuki  fase  stasioner akan  terhambat  pertumbuhannya  hingga  berhenti  pertumbuhannya  dan  pada  hari selanjutnya  akan  memasuki  fase  kematian,  pada  fase  kematian  adanya  akumulasi autotoksin dan metabolit penghambat pertumbuhan.
Berdasarkan  hasil  pengamatan,  diketahui    pada  pengamatan  suhu  tidak  terdapat perbedaan  yang  signifikan  dari  hasil  jam  ke  0  hingga  jam  ke-96.    Terlihat  memang  suhu yang  di  tampilkan  pada  grafik  diatas  menurun,  namun  penurunan  suhu  tersebut  tidak berpengaruh  terhadap  laju  peningkatan  kerapatan  populasi  khamir S.  cerevisiae karena suhu  yang  dihasilkan  dari  perbanyakan  ini  masih  dalam  batas  normal.  Kisaran  suhu optimal untuk  kebanyakan khamir sama dengan  kapang,  yaitu pada 25-30 0 C (Elevri  dan Putra,  2006).  Hal  tersebut  juga  dituturkan  dalam  penetilian  Nurhidayat et  al .(2006)  suhu optimum pada perkembangan khamir umumnya yaitu 28-30 o C.
1 1,46 2,27 3,65 3,43 0 1 2 3 4 0 Jam 24 Jam 48 Jam 72 Jam 96 Jam Nilai Optical De n sit y (OD ) Waktu ke- Populasi
Gambar  4 . Grafik nilai pH dan Suhu S.cerevisiae pada  metode  aerator
Perubahan  pH  yang  terjadi  pada  media  perbanyakan  cenderung  menurun  dari keadaan  pH  yang  netral  hingga  menjadi  asam,  hal  tersebut  dikarenakan  khamir memerlukan  suasana  asam,  yaitu  antara  4,8-  5,0  (Nurhidayat et  al., 2006). S.  cerevisiae merupakan  khamir  yang  mampu  hidup  dalam  keadaan  pH  yaitu  2,5-8,5 , sehingga perubahan  pH  pada  semua  perlakuan  tidak  menghambat  pertumbuhan S.  cerevisiae. Khamir S. cerevisiae tumbuh optimum pada kondisi lingkungan dengan pH optimum 4-5, suhu  28–30  ºC,  d  membutuhkan  oksigen  pada  awal  pertumbuhannya  (Nurhidayat et  al ., 2006).  Menurut  Budiyanto  (2003) dalam Wahono et  al .  (2011)  mengatakan    pH  yang optimum untuk pertumbuhan khamir adalah 4-4,5.
3.4 Uji antagonis S. cerevisiae terhadap patogen Fusarium sp.
Uji antagonis S. cerevisiae terhadap Fusarium sp menggunakan media PDA dan hasil  pengujian  menunjukkan  persentase  hambatan  yang  beragam.  Rerata  persentase penghambatan S. cerevisiae terhadap Fusarium sp ditunjukkan pada Tabel 4.
Hasil  tersebut  menunjukkan  bahwa  khamir  memiliki  kemampuan  untuk menghambat pertumbuhan Fusarium sp. Berdasarkan hasil analisis sidik ragam pada taraf kesalahan  5%  (Tabel  4)  menunjukkan  pengaruh  yang  berbeda  nyata  antar  perlakuan. Persentase  hambatan  7  HSI  pada  setiap  perlakuan  sebesar  A0(9.67%),  A1(11%), A2(10.67%),  A3(12%),  A4(13%)  dan  A5(6%).  Mekanisme  antagonis  yang  dihasilkan dapat  berupa  kompetisi  nutrisi  dan  ruang,  produksi  enzim  kitinase,  parasitisme. Janisiewicz dan Korsten (2002) juga menyebutkan bahwa mekanisme kompetisi ruang dan nutrisi  terjadi  ketika  khamir  berusaha  mendapatkan  nutrisi  dan  ruang  yang  terbatas  saat ditumbuhkan  bersama  patogen.  Mekanisme  yang  terjadi  antara S.cerevisiae dengan Fusarium sp. merupakan  mekanisme  antibiosis.  Terlihat  khamir  adanya  zona  bening disekitar khamir yang tidak ditumbuhi koloni Fusarium sp . yang diduga digunakan untuk menghambat  pertumbuhan  dan  perkembangan  koloni Fusarium sp. hal  ini  membuktikan terjadi mekanisme antagonis antara khamir dengan pathogen (Gambar 5B).
Tabel 3. Rerata persentase hambatan khamir terhadap jamur Fusarium sp.
Perlakuan Rerata persentase hambatan Fusaium sp . (%) hari ke - 1 2 3 4 5 6 7 Kontrol 0  a 0  a 0  a 0  a 0  a 0  a 0  a A0 8.33  ab 4.33  ab 7.67  b 2.33  b 7.33  ab 7.67  b 9.67  c A1 25  c 4.33  ab 10.33  bc 4.67  bc 5.33  b 6  b 11  c A2 33.33  c 8.67  bc 16  bc 9  bc 5.33  b 4.33  ab 10.67  c A3 25  c 25  c 24.33  c 9  C 5.33  b 4.33  ab 12  c A4 16.67  bc 17  bc 16  bc 8.67  bc 5.33  b 6  ab 13  c A5 33.33  c 4.33  ab 0  a 4.67  a 5.33  b 1.33  ab 6  b 6,1 6,9 4,83 4,83 4,96 22,2 22,7 23,8 23,8 23,6
0 50
0 Jam 24 Jam 48 Jam 72 Jam 96 Jam Waktu ke- pH Suhu (oC)
Keterangan:  Angka  yang  diikuti  huruf  yang  sama  pada  kolom  pengamatan  yang  sama menunjukkan  hasil  tidak  berbeda  nyata  pada  uji  lanjut  menggunakan  uji  DMRT  taraf kesalahan 5%. Data ditransformasi dalam bentuk √ u ntuk kepentingan analisis .
Gambar  5 . Hasil uji antagonis S.cerevisiae terhadap patogen Fusarium sp. 7 HSI pada media  PDA.  A)  Perlakuan  kontrol,  (B)  perlakuan  isolat  khamirA3,  dan tanda panah menunjukan zona bening khamir yang terlihat.
Mekanisme  ini  menghambat  pertumbuhan  patogen  dengan  menghasilkan metabolit  sekunder.  Menurut  Hagagg  dan  Mohamed,  (2007)  kornampuan  kharnir  dalam menekan  kejadian  penyakit  karena  enzim  mampu  menghasilkan  enzim  yang  berpotensi mengahsilkan  enzim  yang  berpotensi  menghambat,  menekan  dan  mampu  merangsang beberapa  jenis  respon  pertahanan  inang.  Mekanisme  antibiosis  melibatkan  penggunaan senyawa  metabolit  sekunder  seperti  enzim  pelisis,  senyawa  volatile,  atau  senyawa  toksik lainnya sehingga dapat menyebabkan fungistatik, lisis dinding sel, atau nekrotik, sehingga pertumbuhan patogen menjadi temambat (Hagagg dan Mohamed, 2007).
Menurut  Droby  (1994),  bahwa  setiap  khamir  memiliki  cara  mekanisme  dalam menghambat  suatu  patogen.  Seluruh  genus  khamir  mampu  menekan  dan  menghambat perkembangbiakan patogen dengan didukung oleh lingkungan, media tumbuh, dan nutrisi yang tersedia. Walaupun demikian, jamur patogen tetap mampu tumbuh memenuhi cawan Petri,  namun  miselium  yang  dihasilkan  menjadi  lebih  tipis.  Banyak  faktor  yang mempengaruhi  kemampuan  suatu  mikroba  antagonis  dalam  mengendalikan  penyakit diantaranya adalah faktor lingkungan dan jenis mikroba yang digunakan. Menurut Octriana (2011) mikroba antagonis seharusnya mempunyai kecepatan tumbuh yang cepat sehingga dapat  mengungguli  cendawan  patogen  dalam  penguasaan  ruang  dan  akhirnya  dapat menekan pertumbuhan patogen.
3.5 Pengamatan mekanisme antagonis dengan Scaning Elctron Microscope (SEM) Pengamatan  dengan  SEM  memperjelas  mekanisme  antagonisme  antara S. cerevisiae dengan Fusarium sp . Pada hasil pengamatan dengan SEM (Gambar 5A) tampak hifa Fusarium sp.  dengan  keadaan  malformasi  pada  bagian  tertentu.  Keadaan  hifa malformasi  merupakan  kerusakan  struktur  hifa  atau  keadaaan  hifa  yang  mengalami penyusutan  ukuran  hifa    sehingga  hifa  terlihat  menunjukan  keadaan  kurus  dan  berlekuk. Menurut  Shalehah  (2017)  hifa  jamur  yang  terkolonisasi  oleh  khamir  dapat  mengalami perubahan  bentuk  seperti  penyusutan  ukuran  hifa  sehingga  hifa  terelihat  kurus  dan berlekuk-lekuk,  pembengkakan  hifa  dan  terbentuknya  tonjolan  pada  hifa.  Mekanisme lainnya  yang  berperan  penting  dalam  aktivitas  biokontrol  khamir  terhadap  jamur
diantaranya adalah kompetisi ruang dan nutrisi, produksi senyawa toksik volatil, produksi ensim kitinase, antibiosis, dan adanya akitivitas kinolitik.
Berikut hasil dokumentasi pengamatan menggunakan Scaning Elctron Microscope (SEM).
Gambar  6.  Hasil  dokumentasi  pengamatan  antagonisme S.  cerevisiae terhadap Fusarium sp.  yang  diamati  menggunakan  SEM  dengan  perbesaran  1000 dan 3000x.
Keterangan: (A) Bentuk malformasi hifa Fusarium sp . dengan perbesaran 1000x ( ) (B) Bentuk malformasi hifa Fusarium sp . dengan perbesaran 3000x ( ) dan bentuk keadaan normal hifa Fusarium sp. dengan perbesaran 3000x ( )
Hasil  pengamatan  menggunakan  SEM  menunjukan  hasil  dari  mekanisme antibiosis,  antibiosis  sangat  berperan  dalam  terjadinya  antagonisme  pada S.  cerevisiae dengan Fusarium sp,  dalam  keadaan  antibiosis S.  cerevisiae menghasilkan  banyak senyawa  kimia,  baik  berupa  enzim,  senyawa  folatil  dan  non-folatil  maupun  metabolit sekunder yang dapat mempengaruhi dan menghambat sistem fungsional patogen  (Hagagg dan  Mohamed,  2007).  Bersamaan  dengan  adanya  interaksi  antagonisme S.  cerevisiae dengan Fusarium .sp. akan terjadi peristiwa degradasi  dinding hifa patogen Fusarium sp. sehingga  mengakibatkan  hifa  menjadi  pipih.  Hal  tersebut  disebabkan  nutrisi  dalam  hifa akan terpapar keluar  (Gambar 17), yang akan mengakibatkan metabolisme pada Fusarium sp . terhambat.  Terhambatnya  metabolisme  mengakibatkan  penurunan  ATP  yang dihasilkan,  sehingga  terjadi  hambatan  pertumbuhan  koloni  dan  selanjutnya  terjadi kematian sel-sel hifa.

## 4. KESIMPULAN
Berdasarkan  penelitian  yang  telah  dilakukan  dapat  disimpulkan  bahwa  uji pertumbuhan S.  cerevisiae pada  media  air  kelapa  dengan  penambahan  KH 2 PO 4 pada metode  perbanyakan  shaker  berpengaruh  dalam  meningkatkan  kerapatan  populasi S. cerevisiae. isolat  khamir    A4(0,5%  KH 2 PO 4 )  sebagai  media  dengan  jumlah  kerapatan populasi  tertinggi  dan  pada  validasi  perbanyakan S. cerevisiae, isolat  A4(0,5%  KH 2 PO 4 ) menghasilkan  jumlah  kerapatan  populasi  lebih  tinggi  menggunakan  metode  aerator dibandingkan dengan metode shaker.
B A
Berdasarkan pengujian antagonisme antara S. cerevisiae dengan Fusarium sp. pada media  PDA  dengan  menghitung  tingkat  hambatan  relative  didapatkan  hasil  bahwa  pada isolat  kode  A1,A3,  dan  A4  setelah  7  HSI  memiliki  daya  antagonis  yang  tertinggi dibandingkankan  dengan  isolat  lainnya,  yaitu  A1(10%),  A3(12%)  dan  A4(13%)  dengan kemampuan antagonis yang lebih tinggi dari isolate lainnya.

## DAFTAR PUSTAKA
Begum,  M.M.,  M.  Sariah,  M.A.  Zainal, et  al .  2008.  Antagonistic  Potential  of  Selected Fungal  and  Bacterial  Biocontrol  Agents  against Colletotrichum  truncatum of Soybean Seeds. Pertanika Journal Tropic Agriculture Science 31 (1): 45-53
Cochrane,  V.W.  1958.  Physiology  of  Fungi.  John  Wiley  and  Sons,  Inc.,  New  York  & London.
Droby, S., Chalutz, E., 1994. Mode of action of biocontrol agents of postharvest diseases. In:  Wilson,  C.L.,  Wisniewski,  M.E.  (Eds.),  Biological  Control  of  Postharvest Diseases: Theory and Practice. CRC Press, Inc., pp. 63–76
Dwiastuti,  ME dan Fajri, MN 2015,  Potensi Trichoderma spp. sebagai  Agens Pengendali Fusarium  sp. p . Penyebab  Penyakit  Layu  pada  Tanaman  Stroberi  ( Fragaria  x ananassa Dutch.) Paper on International Tropical  Horticulture Conference , Yogya 2-4 Oktober 2013, pp. 17.
Fardiaz, S. 1987. Fisiologi Fermentasi. Bogor: PAU Pangan dan Gizi IPB. Fardiaz, S. 1992. Mikrobiologi pangan. Gramedia Pustaka Utama. Jakarta. Fardiaz,  S.,  E.D.  Nuraeni,  dan  H.  Kusumaningrum,  1996.  Pemanfaatan  air  kelapa  untuk produksi  minuman  sehat  antidiare  melalui  proses  fermentasi  laktat. Buletin Teknologi dan Industri Pangan 7(2): 47-53.
Haggag,  W.  M.,  dan  H.  Mohamed.  2007.  Biotechnological  Aspects  of  Microorganism Used  in  Plant  Biological  Kontrol.  World  Journal  of  Agricultural  Sciences  3:  771- 776.
Ivanesthi, I.R., Nurhatika, S.,Muhibuddin, A. 2016. Potensi Fermentasi Etanol Isolat Yeast Tanah  yang  Diisolasi  dari  Kabupaten  Jember,  Jawa  Timur.  Jurnal  Sains  Dan  Seni ITS  5(2) : 2337-3520.
Janisiewicz,  W.J.,  Korsten,  L.,  2002.  Biological  control  of  postharvest  diseases  of  fruits.
Annu. Rev. Phytopathol. 40, 411–441
Kusmiati,  A.  Thontowi.,  dan  Nuswantara.  2011.  Efek  Sumber  Karbon  Berbeda  terhadap Produksi â-Glukan oleh Saccharomyces Cerevisiae pada Fermentor Air Lift. Jurnal Natur Indonesia 13(2)
Machfud, E., G. Said, dan Krisnani. 1989. Fermentor.Bogor: IPB Press Mashitoh, Erna.2012. Pengaruh Konsentrasi Sukrosa Terhadap Pertumbuhan Khamir Roti
Saccharomyces  cerevisiae Pada  Media  Bekatul  Dalam  Produksi  Protein  Sel Tunggal. Skripsi. Universitas Sebelas Maret Surakarta
McComark, P.j., Wildman, H.G., Jeffries, P. 1994. Production of Antibacterial Compounds by  Inhabitin  Khamirs  ang  Khamirlike  Fungi.  APP.  Environ.  Microbiol.  60:  927- 931.
Muhibuddin, A., L. Addina., A. L. Abadi., A. Ahmad. 2011. Biodiversity of Soil Fungi on Integrated Pest Management Farming System.Agrivita Vol. 33, No. 22 : 111-118. Nurlela,  L.  Hakim,  M.A.  Ulim.  2016.  Efektivitas  Beberapa  Agen  Antagonis  dan  Cara Aplikasinya untuk Menekan Pertumbuhan Sclerotium rolfsii pada Tanaman Kedelai Glycine max L. Merril. Jurnal Ilmiah Mahasiswa Unsyiah 1 (1): 155-167 Octriana,  L.  2011.  Potensi  Agen  Hayati  dalam  Menghambat  Pertumbuhan Phytium sp. Secara In Vitro. Buletin Plasma Nutfah 17(2) : 138-142
Phillips,  D  &  Hossein,  G.  2008.  Strawberry  root  and  crownrot  disease  survey  2005  and 2006  seasons. Departement  of  Agriculture  and  Food  Government  of  Western Australia.Bulletin 4747, pp. 72 - 83.
Pratiwi,B.N.,Sulistyowati,  L,  Muhibuddin,  A.,  Kristini,  A.  2013.  Uji  Pengendalian Penyakit  Pokahbung  ( Fusarium  moniliformae )  Pada  Tanaman  Tebu  ( Saccharum
officinarum )  Menggunakan Trichoderma  sp .  Indigenous  Secara In  Vitro Dan In Vivo . Jurnal HPT 1 (3) : 2338 – 4336
Purwitasari,  Erna.,  Pangastuti,  A,  Setyaningsih  R.  2004  Pengaruh  Media  Tumbuh Terhadap  Kadar  Protein Saccharomyces  cerevisiae Dalam  Pembuatan  Protein  Sel Tunggal.  Surakarta  :  Jurusan  Biologi  FMIPA  Universitas  Sebelas  Maret  (UNS) Surakarta, Bioteknologi 1 (2): 37-42
Rahmana,S.F.,  Nurhatika,  S.,  Muhibuddin,  A.  2016.  Uji  Potensi  Fermentasi  Etanol Beberapa  Yeast  Yang  Diisolasi  Dari  Daerah  Malang,  Jawa  Timur  dengan  Metode SDN (Soil Drive Nutrient). Jurnal Sains Dan Seni ITS 5(2):2337-3520
Rostini,  N.  2011. 6  Jurus  Bertanam  Cabai  Bebas  Hama  dan  Penyakit .  PT  AgroMedia Pustaka, Jakarta. Hal. 41.
Santoso, H. B. 2003.
Air Kelapa Limbah Penuh Khasiat. http: www.kompas,com/kesehatan/news/senior/gizi .  Diunduh  pada  tanggal  10  Februari 2017.
Sari,  D.Y.R.,  Saputro,  T.B.,  Muhibuddin,  A.  2016.  Uji  Potensi  Fermentasi  Etanol Yeast Tanah  yang  Diisolasi  dari  Metode  Budidaya  SDN  Didaerah  Batu,  Jawa  Timur. Jurnal Sains dan Seni ITS 17(2) : 2337-3520 .
Shalehah, N. A. 2017. Eksplorasi Khamir dan Bakteri sebagai Kandidat Agens Antagonis Penyebab  Penyakit  Busuk  Pangkal  Batang  ( Botryodiploidi  theobromae Pat.). Skripsi. Institut Pertanian Bogor. Bogor.
Shofiana,  R.  H.,  Sulistyowati,  L.,  Muhibuddin,  A.  2015.  Eksplorasi  Jamur  Endofit  dan Khamir  pada  Tanaman  Cengkeh  ( Syzygium  aromaticum )  serta  Uji  Potensi Antagonismenya terhadap Jamur Akar Putih ( Rigidopus micoporus ). Jurnal HPT 3(1) : 2338-4336
Suharsono. 2003. Metabolisme Sel. Jurusan Biologi FMIPA IPB, Bogor. Suprayogi, M. T. Nguyen, N. Lertwattanasakul, et al . 2015. A Kluyveromyces marxianus 2-Deoxyglucose-Resistant  Mutant  with  Enchanced  Activity  of  Xylose  Utilization. Journal International Microbiology 18: 235—244
Talukder,  A.  A.,  F.  Easmin,  S.  A.  Mahmud,  M.  Yamada.  2016.  Thermotolerant  Yeast Capable  of  Producing  Bioethanol:  Isolation  from  Natural  Fermented  Sources, Identification  and  Characterization.  Journal  Biotechnology  &  Biotechnological Equipment 30 (6): 1106-1114
Wahono,  S.K.,  Damayanti.  E.,    Rosyida,  T.K.,  Sadyastuti,  E.I.  2011.  Laju  Pertumbuhan Saccharomyces  cerevisiae pada  Proses  Fermentasi  Pembentukan  Bioetanol  Dari Biji  Sorgum  ( Sorghum  bicolor L.).  Seminar  Rekayasa  Kimia  Dan  Proses  Issn  : 1411-4216  Jurusan  Teknik  Kimia,  Fakultas  Teknik  Universitas  Diponegoro, Semarang D-04- 1
Wykoff,  D.  D.,  dan  O‘Shea,  E.  K.  2001.  Phophate  Transport  and  Sensing  in  Sach- haromyces cerevisiae. University of California, San Francisco.