## Review Article
Kemangi (Ocimum basilicum L.):  Kandungan Kimia,

## Teknik Ekstraksi, dan Uji Aktivitas Antibakteri
Adithya  Guntur,  Monica  Selena,  Anastasia  Bella,  Giovanny  Leonarda,  Adelsiana  Leda,  Dewi Setyaningsih, Florentinus Dika Octa Riswanto*)
Faculty of Pharmacy, Universitas Sanata Dharma, Campus III Paingan, Maguwoharjo, Depok, Sleman, Yogyakarta 55282 Indonesia * Corresponding author: Florentinus Dika Octa Riswanto | Email: dikaocta@usd.ac.id
Received: 10 November 2021; Revised: 2 December 2021; Accepted: 3 December 2021; Published: 4 December 2021
Abstract: Antibiotics resistance in the case of antibacterial medicationares still often ignored. Kemangi (Ocimum basilicum L.) was reported due to its antibacterial activity. The presence of essential oil contained in kemangi was linked to its antibacterial activity. The aim of this narrative review was to provide comprehensive information regarding chemicals, extraction techniques, as well as antibacterial assay of kemangi.  Research related to the antibacterial activity of kemangi was mostly carried out using fresh samples or simplicia from kemangi leaves which were then extracted, but there were several tests that used the stem. The antibacterial activity of kemangi against  several  gram-positive  and  gram-negative  bacteria  was  carried  out  using  disk  diffusion,  paper  disk diffusion, broth microdilution, microdilution in microtiter plates, well diffusion, and macro-dilution. The results of the antibacterial activity test showed that the essential oil content in kemangi had inhibitory activity against bacterial activity.

## Keywords: kemangi; antibacterial; extraction; essential oil; diffusion method
Abstrak: Resistensi terhadap beberapa antibiotik disebabkan oleh adanya penggunaan antibiotik yang rasional masih sering diabaikan. Kemangi (Ocimum basilicum L.) merupakan salah satu tanaman yang memiliki aktivitas antibakteri.  Salah  satu  kandungan  kemangi  yang  diduga  memiliki  aktivitas  antibakteri  yaitu  minyak  atsiri. Telaah  pustaka ini  bertujuan menyajikan  informasi komprehensif  terkait  kandungan kimia,  teknik  ekstraksi, dan  uji  aktivitas  antibakteri  pada  tanaman  kemangi.  Penelitian  terkait  aktivitas  antibakteri  pada  kemangi sebagian  besar  dilakukan  dengan  menggunakan  sampel  segar  maupun  simplisia  dari  daun  kemangi  yang kemudian  diekstraksi,  namun  ada  beberapa  uji  yang  menggunakan  bagian  batang.  Metode  uji  aktivitas antibakteri kemangi terhadap beberapa bakteri gram positif dan gram negatif dilakukan dengan metode difusi cakram agar, difusi cakram kertas, mikrodilusi broth, mikrodilusi dalam microtiter plates, difusi sumuran agar, dan  macro-dilusi.  Hasil  uji aktivitas  antibakteri  menunjukkan  bahwa kandungan  minyak atsiri  yang  terdapat dalam kemangi memiliki aktivitas penghambat aktivitas bakteri.
Kata kunci: kemangi; antibakteri; ekstraksi; minyak atsiri; metode difusi

## 1. PENDAHULUAN
Antibakteri  adalah  senyawa  yang  dapat  digunakan  untuk  pengobatan  infeksi  yang disebabkan  oleh  bakteri  [1].  Penggunaan  antibiotik  yang  sembarangan  telah  memicu  munculnya resistensi  bakteri  terhadap  obat-obatan  yang  umum  digunakan.  Seiring  dengan  meningkatnya resistensi bakteri di dunia kesehatan, maka perlu adanya penemuan dan pengembangan obat baru khususnya  antibakteri.  Sumber  antibakteri  baru  dapat  diperoleh  dari  senyawa  bioaktif  yang terkandung dalam suatu tumbuhan [2]. Produk alami telah membantu kita dalam melawan bakteri dan jamur menular.
Banyak  tanaman  yang  telah  diteliti  menunjukan  aktivitas  antimikroba.  Selain  aktivitas antimikroba,  senyawa  dari  tanaman  juga  dapat  digunakan  untuk  memodulasi  aksi  antibiotik. Beberapa  senyawa  kimia  yang  berasal  dari  sintetik,  seperti  fenotiazin  atau  sumber  alami  seperti flavonoid,  terpen,  dan  lainya  memberikan  aktivitas  antibakteri  dan  dapat  meningkatkan  aktivitas antibiotik  tertentu,  dan  membantu  mengembalikan  resistensi  bakteri  terhadap  antibiotik  tertentu. Penemuan produk dari bahan alam yang memiliki aktivitas antibakteri dan yang dapat digunakan dalam  kombinasi  antibiotik,  dapat  membuktikan  bahwa  adanya  alternatif  untuk  obat  baru  yang efektif melawan mikroba dan resistensinya. Salah satu contohnya adalah kemangi (Ocimum basilicum L.) [3].
Kemangi (Ocimum basilicum L.) sering disebut kemangi manis dan termasuk dalam keluarga Lamiaceae,  tumbuhan  asli  daerah  Indo-Melayu  [4].  Kemangi  termasuk  salah  satu  tanaman  lainnya yang memiliki potensi antibakteri. Secara umum, kemangi memiliki aktivitas antibakteri, antijamur, dan  antioksidan  [5],  anti-penuaan,  antiinflamasi,  anti-karsinogenik,  dan  agen  kardiovaskular  [6]. Secara tradisional, telah digunakan dalam pengobatan sakit kepala, diare, sembelit, kutil, cacingan, kerusakan ginjal [7] penyakit kardiovaskular dan untuk menghilangkan stres [8]. Bagian tumbuhan kemangi yang umum digunakan yaitu bagian daun [9]. Daun kemangi memiliki aroma yang kuat sehingga dapat digunakan sebagai pengharum dan penyedap rasa agen untuk makanan, minuman, bumbu dan produk perawatan mulut [10].
Kemangi yang dikenal di Indonesia terdiri dari beberapa spesies yaitu Ocimum americanum L., Ocimum  basilicum  L.,  Ocimum  Campechianum  Mill.,  Ocimum  x  citriodorum  Vis.,  Ocimum kilimandscharicum.  Berdasarkan  spesies  yang  telah  disebutkan,  telah  banyak  yang  diteliti  sebagai antibakteri S. aureus, S. epidermidis, E. coli dan beberapa jenis bakteri lain dalam bentuk minyak atsiri [2]. Minyak atsiri biasanya diekstrak dari daun dan tanaman pucuk kemangi yang berbunga [11]. Minyak  atsiri  terlibat  dalam  banyak  proses  penting  yang  berkaitan  dengan  kelangsungan  hidup tanaman, memainkan peran penting dalam pertahanan melawan mikroorganisme [3].
Kemangi  termasuk  salah  satu  tumbuhan  yang  mudah  dijumpai  dan  banyak  dimanfaatkan dalam penyajian makanan. Kemangi dikenal juga sebagai ramuan aromatik yang digunakan secara luas karena memiliki aroma yang khas terutama untuk penyedap makanan [3]. Meskipun demikian, kemangi memiliki manfaat yang menarik untuk diteliti yaitu kegunaannya sebagai antibakteri. Oleh sebab itu tujuan dilakukan review ini adalah untuk meninjau kandungan kimia, teknik ekstraksi, dan aktivitas antibakteri tanaman kemangi yang mengandung minyak atsiri dengan berbagai metode uji antimikroba.

## 2. METODE
Review  ini  dibuat  menggunakan  metode  berupa  studi  kepustakaan.  Studi  kepustakaan merupakan  suatu  studi  yang  biasa  digunakan  untuk  mengumpulkan  informasi  dan  data  dengan melakukan  penelusuran  pustaka  berupa  jurnal  nasional  dan  internasional  yang  sudah  terindeks seperti  Google  Scholar,  PubMed,  Elsevier,  DOAJ,  dan  SINTA.  Kata  kunci  yang  digunakan  dalam pencarian literatur yaitu “antibacterial”, “Ocimum basilicum L.”, “essential oils”.

## 3. PEMBAHASAN
3.1. Karakteristik Tanaman Kemangi
Gambar 1. Kemangi (Ocimum basilicum L.) [12]
Kemangi (Gambar 1) adalah herba bercabang tegak yang tumbuh setinggi 0,3 hingga 1,3 m, dengan daun halus berwarna hijau muda. Daunnya sederhana, berhadapan, panjang 3 sampai 11 cm, lebar 1 sampai 6 cm, bulat telur, lancip dan biasanya bergigi mengandung banyak kelenjar minyak yang menyimpan minyak atsiri. Bunga kemangi berwarna putih hingga ungu dan tersusun dalam paku terminal [10]. Tanaman ini banyak ditanam sebagai tanaman aromatik untuk produksi minyak aromatik.  O.  basilicum  berasal  dari  daerah  tropis  dan  subtropis  serta  banyak  ditemukan  di  Asia, Afrika  dan  Amerika  Selatan.  O.  basilicum  juga  terkenal  dengan  adanya  minyak  aromatik  dan antioksidan [13].
Bagian tanaman yang umum digunakan adalah daun kemangi. Daun kemangi mengandung senyawa  metabolit di  dalamnya  yaitu  flavonoid,  tanin,  steroid  dan  saponin  [9].  Aroma  dari  daun kemangi dikarenakan terdapatnya minyak atsiri yang kandungannya berkisar antara 0,3% hingga 3,6% berat kering [14].

## 3.2. Kandungan Kimia dalam Tanaman Kemangi
Secara  umum,  kemangi  kaya  akan  senyawa  alami  seperti:  monoterpen,  seskuiterpen, phenylpropanoid,  antosianin,  asam  fenolik  [15]  dan  flavonol  glikosida  [16],  didalam  senyawa  fenolik terdapat asam rosmarinic, asam caffeic, asam vanilat, asam litospermat, asam hidroksi benzoat, asam p- kumarat, asam ferulat, dan asam gentisat [13]. Daun kemangi juga mengandung minyak atsiri yang efektif  melawan  gram  positif  dan  gram  negatif  [17];[18].  Minyak  atsiri  adalah  metabolit  sekunder volatil  yang  diproduksi  oleh  tanaman  untuk  kebutuhan  mereka  sendiri  dan  digunakan  sebagai perlindungan diri [19].
Hasil analisa komponen minyak atsiri menggunakan GC-MS, daun kemangi mengandung 3-heksen-1-ol,(Z)-; 5-hepten-2-one, 6-metil-; 2-furanmethanol, 5-eteniltetrahidroα,α,5-trimetil-,cis-;  α-metil- α- [4-metil -3-pentenil] oxirane methanol; β-linalool; α-terpineol; cis-geraniol; β-sitral; trans-geraniol; α-sitral; αbergamoten; α-kariofilen; kariofilen oksid. Komponen terbesar minyak atsiri daun kemangi yaitu αsitral dengan konsentrasi 25.62%, β-sitral 19.25%, trans-geraniol 14.36% dan β-linalool 13.26% [20], estragole 86.4%,  1,8-cineole  4.9%  and  trans-α-bergamotene  3.0%,  α-Pinene  0.4%,  β-Pinene  0.6%,  Myrcene  0.2  %, Limonene 0.4%, Fenchone 0.2%, Eugenol methyl ether 0.5%, β-Elemene 0.3 % [21].
(a) (b) (c) (d) (e)
Gambar 2. Kandungan Senyawa Kimia dari kemangi meliputi senyawa sitral (a) [22]; senyawa linalool (b) [23]; senyawa geraniol (c) [24]; senyawa flavonoid (d) [25]; senyawa tanin (e) [26].
Komponen  terbesar  yang  terkandung  dalam  minyak  atsiri  daun  kemangi  memiliki  mekanisme antibakteri sebagai berikut:
3.2.1.   Senyawa Sitral
Senyawa sitral termasuk dalam golongan dari senyawa aldehid. Senyawa aldehid merupakan antimikroba yang paling efektif. Mekanisme antibakteri senyawa aldehid, senyawa ini menginaktivasi protein dengan membentuk ikatan silang kovalen dengan beberapa gugus organik fungsional pada protein, yaitu –NH 2 , -OH, -COOH dan –SH [20].

## 3.2.2.   Senyawa Linalool dan Geraniol
Linalool  dan  geraniol  merupakan  terpenoid  alkohol.  Alkohol  diketahui  memiliki  aktivitas bakterisidal (membunuh bakteri) pada sel vegetatif dengan adanya zona hambat radikal yaitu daerah di  sekitar  cakram  yang  sama  sekali  tidak  ada  pertumbuhan  bakterinya.  Terpenoid  alkohol  dapat menghambat aktivitas pertumbuhan bakteri melalui mekanisme denaturasi protein bakteri. Senyawa alkohol dapat menimbulkan denaturasi protein sel bakteri dan proses tersebut lebih efektif dengan adanya air. Selain itu, turunan alkohol juga menghambat sistem fosforilasi dan efeknya terlihat jelas pada mitokondria, yaitu hubungan substrat nikotiamid adenine dinukleotida (NAD) [20].

## 3.2.3.   Senyawa Flavonoid dan Tanin
Senyawa flavonoid berperan sebagai antibakteri dengan cara merusak membran sel bakteri pada bagian fosfolipid sehingga mengurangi permeabilitas dan mengakibatkan bakteri mengalami kerusakan.  Bakteri  S.mutans  merupakan  bakteri  gram  positif  dengan  dinding  sel  banyak peptidoglikan, sedikit lipid, dan polisakarida (asam teikoat), asam ini merupakan polimer yang larut dalam air dan berfungsi sebagai transport ion positif untuk keluar/masuk. Sifat larut air inilah yang menunjukkan bahwa dinding sel bakteri gram positif bersifat lebih polar. Senyawa  tanin berperan sebagai  antibakteri  karena  memiliki  kemampuan  membentuk  senyawa  kompleks  dengan  protein melalui ikatan hidrogen, jika terbentuk ikatan hidrogen antara tanin dengan protein maka protein akan terdenaturasi sehingga metabolisme bakteri menjadi terganggu [9].

## 3.3. Teknik-teknik Penyiapan Sampel Kemangi
Pada  penelitian-penelitian  sebelumnya,  beberapa  metode  ekstraksi  telah  dikembangkan untuk mempersiapkan tanaman kemangi sebelum dapat diuji aktivitas antibakterinya.
Abbasy et al., [10] melakukan proses ekstraksi dengan mengumpulkan bahan segar terlebih dahulu kemudian dipisahkan bagian batang dan daunnya lalu dicuci sampai bersih. Sebanyak 200 gram  bahan  kering  bagian  batang  dan  daun  menjadi  sasaran  hidrodistilasi  selama  6  jam  dengan menggunakan  Clevenger  (alat  untuk  mengisolasi  minyak  atsiri).  Minyak  atsiri  kuning  kehijauan dipisahkan dari lapisan berair, dikeringkan di atas natrium anhidrat sulfat, disaring dan disimpan pada suhu 4°C dalam botol coklat tua yang tertutup rapat.
Moghaddam et al., [27] melakukan proses ekstraksi dengan mengumpulkan bagian batang dan daun  O.  basilicum  yang  dibudidayakan  pada  awal  tahap  pembungaan  selama  musim  panas. Spesimen  dikeringkan  dalam  dalam  suhu  ruang  laboratorium.  Sebanyak  50  gram  bahan  tanaman dan 250 mL air ditempatkan dalam Clevenger. Minyak atsiri diisolasi dengan hidrodestilasi selama 3 jam. Minyak atsiri yang diperoleh disimpan di bawah argon dalam botol tertutup pada -20°C.
Altikatoglu  et  al.,  [28]  melakukan  proses  ekstraksi  dengan  mencuci  daun  Ocimum  basilicum beberapa kali dengan air suling. Sebanyak 10 gram daun direbus dalam 100 ml air suling selama 10 menit.  Kemudian  campuran  didinginkan  sampai  suhu  kamar  dan  disaring  dengan  kertas  saring

## Whatman No. 1 dan disimpan dalam lemari pendingin.
Pirtarighat et al., [29] melakukan proses ekstraksi dengan merendam benih O. basilicum dalam etanol 70% selama 1 menit untuk sterilisasi kemudian direndam dengan natrium hipoklorit 5% selama 15 menit. Setelah disterilisasi, benih ditempatkan dalam cawan petri yang berisi media dasar yang telah  diautoklaf.  pH  media  diatur  menjadi  5,8  sebelum  di  autoklaf.  Setelah  berkecambah,  bibit ditanam  kembali  dalam  toples  berisi  media  yang  sama.  Semua  kultur  diinkubasi  dalam  kondisi ruang pertumbuhan (pada 25 ± 2 °C). Pada 45 hari setelah inisiasi, tanaman pada tahap delapan daun dipanen. Sampel tanaman dikeringkan dalam oven pada suhu 37°C selama 48 jam, terlindung dari cahaya  dan  disimpan  dalam  botol  tertutup.  Untuk  digunakan  dalam  proses  biosintesis,  sampel kering digiling menjadi bubuk halus. 10 mL air suling ditambahkan ke 0,2 gram sampel bubuk dan direbus  selama  5  menit.  Ekstrak  air  disaring  melalui  kertas  saring  Whatman  No.1  setelah pendinginan. Sebanyak 9 mL larutan perak nitrat ditambahkan ke dalam 1 mL ekstrak O.  basilicum dan  disimpan  pada  suhu  kamar  di  shaker.  Perubahan  warna  larutan  menunjukkan  terbentuknya nanopartikel perak. Proses biosintesis nanopartikel perak dipantau terus  menerus setiap 30 menit dengan spektrofotometer UV-Vis.
Khan  et  al.,  [13]  menjabarkan  proses  ekstraksi  dengan  memotong  daun  kemudian  dicuci menggunakan air suling dan dikeringkan kemudian digiling menggunakan mesin penggiling listrik. Sampel  uji  disimpan  dalam  metanol  selama  7  hari  dan  diaduk  perlahan  dua  kali  sehari.  Ekstrak kental dikeringkan dalam penangas air. Pengenceran dari sampel uji dibuat dalam Dimetil sulfoksida (DMSO) dengan konsentrasi akhir 1, 3, 6 dan 10 mg/mL.
Radaelli et al., [30] melakukan proses ekstraksi dengan mengayak daun kering kemangi yang dikeringkan  menggunakan  10-20  mesh  kemudian  sampel  diekstraksi  dengan  hidro-distilasi  (rasio
tanaman:  air  1:10,  b/v)  selama  3,5  jam  dalam  peralatan  Clevenger.  Fase  minyak  dihilangkan, dikeringkan di atas natrium sulfat anhidrat, dan disimpan dalam freezer pada suhu –20°C. Analisis mikrobiologi dilakukan tujuh hari setelah ekstraksi.
Nurmashita et al., [9] melakukan proses ekstraksi dengan mengambil daun kemangi sebanyak 678,86 gram dicuci hingga bersih kemudian dikeringkan lalu dimaserasi dengan pelarut etanol 96% selama 3x24  jam  dalam  suhu  kamar.  Larutan  etanol  disaring  dan  diperoleh  filtrat.  Filtrat  diuapkan menggunakan rotary evaporator dan didapatkan ekstrak kental daun kemangi.
Sambuaga  et  al.,  [31]  menjelaskan  tahapan  mempersiapkan  proses  estraksi  dengan  mencuci kemangi  hingga  bersih  dan  ditiriskan,  kemudian  dipisahkan  antara  simplisia  batang  dan  daun. Kemudian  ekstraksi  dilakukan  dengan  cara  maserasi  dengan  pelarut  alkohol  70%  dan  aquades. Simplisia  batang  dan  daun  ditimbang  sebanyak  20  gram,  lalu  dihaluskan  menggunakan  blender setelah  itu  dimasukkan  kedalam  Erlenmeyer  dan  ditambahkan  100  mL  pelarut.  Campuran  bahan pelarut dan simplisia diletakkan dalam laminar flow untuk proses maserasi selama 24 jam dalam suhu ruang.  Selanjutnya  ekstrak  disaring  dengan  kertas  Whatman  dan  hasil  saringan  dipekatkan menggunakan alat rotary evaporator.
Kusuma  dan  Ningrum  [2]  melakukan  penyerbukkan  daun  kemangi  sampai  diperoleh  700 gram. Pembuatan ekstrak menggunakan metode maserasi dengan perbandingan pelarut etanol 70% dan serbuk (1:10) kemudian didiamkan selama 24 jam. Maserat disaring menggunakan kain flanel dan disaring lagi menggunakan kertas saring. Filtrat dipekatkan menggunakan rotary evaporator dan diuapkan hingga diperoleh ekstrak kental.
Nabrdalik dan Grata [32] menyatakan bahwa minyak atsiri yang digunakan pada penelitian didapatkan  dari  hasil  penyulingan  uap  kemangi  dan  mengandung  zat  aktif  linalool  (sebesar  62%) sebagai komponen yang dominan, sampel kemudian disimpan dalam kondisi dingin.
Patil et al., [33] menggunakan batang kemangi kering yang kemudian dipotong kecil-kecil dan dihaluskan.  Serbuk  dicampur  dengan  pelarut  non-polar  CCl 4 selama  setengah  jam  kemudian direfluks  selama  setengah  jam  untuk  mendapatkan  ekstraksi  komponen  non-polar  dari  serbuk. Setelah  diekstraksi,  lapisan  CCl 4 disuling  untuk  mendapatkan  cairan  berwarna  coklat.  Residu ekstraksi CCl 4 dicampur dengan CHCl 3 kemudian diaduk selama setengah jam selanjutnya direfluks selama 1 jam.  Setelah penyaringan, filtrat didistilasi untuk mendapatkan hasil CHCl 3 berupa cairan berwarna merah kecoklatan. Kemudian residu CHCl 3 digunakan untuk ekstraksi dengan Etil asetat dan direfluks selama 1 jam kemudian disaring.
Hamad et al., [34] membuat infusa kemangi menggunakan bagian batang dan daun kemangi yang  masih  segar  dan  memiliki  warna  hijau  cerah  kemudian  disortasi  dan  dicuci  sampai  bersih dengan  air  mengalir.  Selanjutnya  dikeringkan  dengan  cara  diangin-anginkan  dan  tidak  boleh dibawah sinar matahari secara langsung selama 2-3 hari, setelah kering dilakukan sortasi kembali. Simplisia kemudian digiling menjadi serbuk dan disimpan dalam wadah tertutup pada suhu ruang (25 o C). Pembuatan infusa kemangi 5% b/v dilakukan dengan menimbang sebanyak 50 gram serbuk kemangi kemudian dipanaskan dalam panci infusa yang berisi 1 L aquades selama 15 menit pada suhu 90 o C. Pembuatan infusa kemangi 10% b/v dan 20% b/v dilakukan sama seperti penyiapan infusa kemangi  5%  b/v  dengan  menimbang  100  gram  dan  200  gram.  Hasil  rebusan  kemudian  disaring dengan kertas saring rangkap dibantu vakum.
Rohmani dan Kuncoro [35] melakukan proses ekstraksi dengan menyiapkan daun kemangi segar  sebanyak  7  kg  kemudian  dicuci  bersih  dan  ditiriskan  lalu  disortasi  basah  dan  ditimbang. Kemudian  daun  dikeringkan  menggunakan  lemari  pengering  dengan  suhu  45-55 0 C.  Selanjutnya diblender  menjadi  serbuk  dan  dilakukan  pengayakan  dengan  menggunakan  ayakan  no  18. Selanjutnya pembuatan ekstrak daun kemangi menggunakan metode maserasi dengan memasukkan serbuk yang telah diayak ditambahkan 5,5 liter etanol 96% dan dibiarkan selama 5 hari sambil diaduk berulang-ulang. Setelah itu hasil maserat yang diperoleh disaring dan dilakukan maserasi dengan menggunakan etanol 96%, kemudian  maserat diuapkan dengan rotary evaporator pada suhu 500 0 C
sampai kandungan cairan  penyari hilang. Selanjutnya hasil dari evaporasi diletakkan di  waterbath untuk menguapkan sisa cairan dan diperoleh ekstrak kental.
Azam  dan  Saba  [8]  melakukan  proses  ekstraksi  dengan  mencuci  daun  kemangi  dengan  air mengalir untuk kemudian dibilas dengan air suling setelah itu daun dikeringkan lalu digiling dalam penggiling  untuk  mendapatkan  serbuk  halus.  Sebanyak  25  gram  serbuk  daun  kemangi  direndam menggunakan 100 mL metanol dan etanol 95% selama 5 hari pada suhu kamar. Setelah 5 hari, ekstrak disaring dengan menggunakan kertas saring  Whatman No. 1 kemudian filtratnya dikeringkan dan dipekatkan  menggunakan  rotary  evaporator.  Setelah  itu  serbuk  daun  kemangi  diekstraksi  dengan metode  ekstraksi  soxhlet.  Serbuk  daun  sebanyak  25  gram  diekstraksi  dengan  250  mL  etanol  95% kemudian hasilnya dipekatkan dengan menggunakan  rotary evaporator lalu disaring dengan kertas saring Whatman No. 1 dan disimpan dalam botol steril pada suhu -20 0 C.
Setiawan [36] menyatakan daun kemangi (O. americanum) yang dikeringkan dibuat menjadi ekstrak  padat  kemudian  dilakukan  fraksinasi  dengan  menggunakan  pelarut  etanol  10%  untuk menghasilkan larutan polar. Hasil fraksinasi diuji fitokimia untuk melihat kandungan yang terdapat dalam ekstrak O. americanum.
Hossain  et  al.,  [37]  melakukan  proses  ekstraksi  dengan  mengeringkan  daun  dan  batang kemangi, lalu sebanyak 250 gram di hidrodestilasi selama 3 jam menggunakan alat tipe  Clevenger. Selanjutnya minyak dikeringkan diatas Na 2 SO 4 anhidrat dan diawetkan dalam botol yang tertutup pada 4 0 C. Pembuatan ekstrak metanol dilakukan dengan cara daun dan batang kemangi dikeringkan di  udara  dan  dihaluskan  menjadi  serbuk.  Serbuk  kering  sebanyak  50  gram  diekstraksi  tiga  kali dengan 70% metanol dengan air (v/v) pada suhu kamar dan pelarut dari ekstrak gabungan diuapkan dengan vakum rotavapor pada suhu 50 0 C.  Ekstrak metanol (10,5 g) disuspensikan dalam air suling (300 mL) dan diekstrak secara berturut-turut oleh heksana, kloroform, dan etil asetat.
Hapsari dan Feroniasanti [38] melakukan proses ekstraksi menggunakan minyak atsiri yang diperoleh dari bahan tanaman kemudian dikeringkan dengan metode destilasi air dan uap. Uap dari mendidihnya air melewati daun kemangi kering kemudian udara membawa komponen yang mudah menguap  keluar  melalui  bagian  atas  ruangan.  Uap  dan  komponen  yang  diuapkan  mengembun menjadi uap air dan minyak atsiri (destilasi). Ekstraksi dilakukan selama tiga jam, kemudian destilat dikeringkan dengan segera menambahkan natrium sulfat anhidrat. Setelah natrium sulfat anhidrat ditambahkan, minyak atsiri dipisahkan dalam botol kaca tertutup pada 4°C.

## 3.4. Aktivitas Kemangi sebagai Antibakteri
Aktivitas  antibakteri  yang  dimiliki  kemangi  dapat  diketahui  melalui  berbagai  metode  uji aktivitas  antibakteri  yang  dilakukan  pada  bakteri  tertentu.  Beberapa  penelitian  sebelumnya  telah menunjukkan berbagai metode yang digunakan untuk uji aktivitas antibakteri kemangi.
Nguefack  et  al.,  [9]  melakukan  uji  aktivitas  antibakteri  dengan  metode  difusi  sumur  agar. Cawan  petri  berisi  15  ml  agar  dilubangi  sehingga  di  dapat  empat  sumur.  Sebanyak  20  μL pengenceran seri minyak atsiri ditambahkan pada setiap sumur. Cawan diinkubasi pada 37 o C selama 24  jam  dan  diameter  (mm  zona  hambat  yang  dihasilkan  oleh  konsentrasi  minyak  atsiri  terendah diukur. Aktivitas antibakteri minyak atsiri dinyatakan dalam satuan unit per mL (AU mL -1 ).
Tantiwatcharothaia  and  Prachayawarakorna  [39]  melakukan  uji  zona  hambat  terhadap aktivitas  S.aureus  (Gram-positif)  dan  E.coli  (Gram  negatif).  Aktivitas  antibakteri  yang  diamati menggunakan metode cakram agar. 10 mm cakram melingkar ditempatkan pada piring agar yang diisi dengan bakteri dan diinkubasi (24 jam pada 37°C).
Snoussi et al., [40] melakukan uji aktivitas antimikroba dengan metode difusi cakram. Satu loop penuh  dari  stok  mikroorganisme  pada  tabung  yang  berisi  9  mL  Mueller  Hinton  broth-1%  NaCl diinkubasi  pada  37 o C  selama  18-24  jam.  Inokulum  digoreskan  pada  pelat  agar  MH-1%  NaCl kemudian disk filter sterile diberi 10 mg minyak atsiri. Lima antibiotik digunakan dalam penelitian ini sebagai kontrol positif untuk Vibrio spp. Setelah inkubasi pada 37 o C selama 18-24 jam, diameter zona hambat diukur.
Silva et al., [3] melakukan uji aktivitas antimikroba dengan strain bakteri yang digunakan ada 4  yaitu:  dua  S.  aureus  dan  dua  P.  aeruginosa.  Bakteri  disimpan  pada  media  NA  (nutrient  agar) kemudian  diinokulasi.  Bioassay  microplate  digunakan  untuk  penentuan  konsentrasi  hambat minimum. masing-masing senyawa ke dalam 6 sumuran yang berbeda, konsentrasi tertinggi (1024 mg/mL) dimasukan ke sumur pertama, dan konsentrasi terkecil (2mg/mL) di sumur kedua. Sumur sisanya  diisi  200  mL  NB  (nutrient  broth),  kemudian  masing-masing  diinokulasi  dengan  suspensi mikroorganisme. Pelet mikro ditutup secara aseptik, dan diinkubasi pada suhu 37 o C selama 24 jam. Aktivitas  antibakteri  dideteksi  menggunakan  kolorimetri  dengan  penambahan  200  mL  resazurin (0,1g/100mL) sebagai pewarna dan ditambahkan pada setiap sumuran pada  akhir inkubasi. KHM ditunjukkan dengan pewarnaan resazurin (sel mati tidak dapat mempengaruhi warna, visual, biru hingga merah).
Freitas et al., [41] melakukan uji aktivitas antibakteri dengan metode difusi sumuran. Setiap sumur diisi dengan 100 L larutan Brain Heart Infusion (BHI) Broth kemudian minyak atsiri diencerkan pada konsentrasi mulai dari 512 g/mL hingga 8 g/mL. Sumur yang tidak ditambahkan minyak atsiri digunakan sebagai kontrol positif pertumbuhan bakteri. Setelah perlakuan, cawan diinkubasi pada 37°C  selama  24  jam.  Pertumbuhan  bakteri  dianalisis  dengan  menambahkan  20  L  resazurin  pada konsentrasi 0,04 mg/mL ke masing-masing sumur. Setelah resazurin ditambahkan, cawan diinkubasi selama 1 jam pada suhu kamar lalu diamati secara kolorimetri. Tidak adanya pertumbuhan bakteri di  sumur  jika  warna  tetap  biru.  Sebaliknya  jika  ada  pertumbuhan  bakteri,  mengubah  warna  biru menjadi merah muda.
Shafique et al., [4] melakukan uji in-vitro antimikroba pada enam strain bakteri yaitu: Bacillus subtilis,  Klebsiella  pneumoniae,  Salmonella  typhimurium,  Staphylococcus  aureus,  Escherichia  coli  dan Enterococcus faecalis. Kultur bakteri dimasukan ke nutrient agar dengan posisi miring dengan suhu 4 o C. Uji aktivitas antibakteri menggunakan metode difusi kertas cakram. Media agar disiapkan dan diautoklaf pada suhu 121±1ºC selama 15 menit. Untuk uji antibakteri, kultur diencerkan 10 -1 dalam larutan  steril  untuk  mengatur  kepadatan  inokulum  menjadi  106  CFU/mL  yang  digunakan  dalam pengujian. 25 μL minyak murni dan pengenceran diinokulasikan ke piring berisi media agar steril menggunakan  kapas  steril.  Penicillin  dan  Streptomycin  digunakan  sebagai  kontrol  positif.    25µL masing-masing larutan antibiotik diteteskan pada kertas cakram dan 10% larutan  dimetil sulfoksida (DMSO)  digunakan  sebagai  kontrol  negatif.  Kertas  saring  cakram  masing-masing  diberi  25µL konsentrasi  yang  berbeda  dari  O.basilicum  minyak  atsiri  1:1  dan  1:5  larutan  encer  DMSO  10%, ditempatkan pada media kultur pra-inokulasi dalam kondisi aseptik secara terpisah dan diinkubasi pada  37±1°C  selama  24  jam.  Zona  hambat  diukur  sebagai  diameter  dari  zona  bening  di  sekitar cakram.
Pirtarighat et al., [29] melakukan uji aktivitas antibakteri menggunakan metode difusi cakram. Sekitar 25 mL media Luria-Bertani steril berisi agar dipindahkan secara aseptik ke dalam setiap cawan petri  yang  telah  disterilkan.  Strain  bakteri  ditebar  pada  cawan  petri  dengan  volume  yang  sama. Kemudian,  cakram  berdiameter  6  mm  direndam  dengan  sampel  yang  berbeda  dan  ditempatkan pada pelat agar, diikuti dengan inkubasi selama 18 jam pada suhu 37 °C. Setelah 18 jam zona hambat dibaca dengan penggaris di sekitar setiap disk dalam mm.
Abbasy  et  al.,  [10]  melakukan  uji  aktivitas  antibakteri  dari  O.  basilicum  minyak  esensial terhadap berbagai Gram-positif (S. aureus, S. epidermidis, B. cereus) dan bakteri patogen gram negatif (E.  coli,  P.  aeruginosa,  S.  typhimurium  dan  K.  pneumonia).  Aktivitas  antibakteri  ditentukan menggunakan metode difusi sumur agar standar. Tiga sumur berdiameter 6 mm digali pada setiap cawan  agar  yang  diinokulasi  bakteri  dengan  penggerek  gabus  steril  dan  10  L  minyak  basil  yang diekstraksi (uji), minyak basil komersial (standar untuk perbandingan) dan minyak parafin (kontrol) ditambahkan ke dalam sumur. Plat kemudian diinkubasi pada suhu 37ºC selama 24 jam setelah itu diameter zona hambat diukur dalam mm.
Elansary  et  al.,  [5]  melakukan  uji  aktivitasi  antibakteri  minyak  atsiri  tanaman  terhadap beberapa strain bakteri yaitu Bacillus cereus, Listeria monocytogenes (isolasi klinis), Stafilokokus aureus
dan  Micrococcus  flavus  digunakan  sebagai  bakteri  Gram-positif  lalu  Pseudomonas  aeruginosa  dan Escherichia  coli  digunakan  sebagai  bakteri  Gram-negatif.  Metode  mikrodilusi  menggunakan  pelat microtiter 96 sumur digunakan untuk menentukan konsentrasi penghambatan minimum (KHM) dan bakterisida minimum (KBM). Setelah inkubasi lempeng mikro pada 37ºC selama 24 jam, konsentrasi terendah  yang  sepenuhnya  menghambat  pertumbuhan  bakteri  diukur  sebagai  KHM  sedangkan konsentrasi  terendah  yang  menunjukkan  pembunuhan  99,5%  dari  inokulum  asli  didefinisikan sebagai KBM.
Moghaddam  et  al.,  [27]  metode  difusi  cakram  digunakan  untuk  menentukan  aktivitas antimikroba.  Kultur  segar  mikroorganisme  yang  ditumbuhkan  selama  24  jam  digunakan  dan diencerkan 10 -1 dengan larutan garam fisiologis steril (0,85% NaCl). 100μl suspensi mikroorganisme uji yang mengandung 1,5 × 10 8 CFU/mL bakteri diinokulasi pada permukaan agar  Mueller Hinton. Tiga cakram steril dengan diameter 6 mm ditempatkan pada masing-masing cawan agar yang berisi mikroorganisme.  Kemudian  30  μL  ekstrak  dimasukkan  ke  cakram  dalam  kondisi  steril  dan diinkubasi  pada  +37±0,1ºC  selama  24  jam.  Setelah  inkubasi,  diameter  zona  hambat  diukur  dalam milimeter di semua piring. Tetrasiklin (30μ Disk g/disc) (SIGMA) digunakan sebagai kontrol positif.

## Disk dimetil sulfoksida murni (DMSO) digunakan sebagai kontrol negatif.
Altikatoglu et al., [28] menggunakan E. coli dan S. aureus sebagai strain referensi untuk bakteri Gram-negatif dan Gram-positif. Uji aktivitas antibakterinya dilakukan dengan metode difusi cakram standar. Pelat agar diisi dengan kultur 24 jam dari E. Coli. Setiap strain digoreskan secara seragam ke pelat menggunakan kapas steril. Sumur berdiameter 10 mm dibuat di atas nutrient agar.
Khan et al, [13] melakukan uji aktivitas antibakteri menggunakan metode difusi sumur in vitro untuk untuk menentukan zona hambat. Sebanyak 1 mL sampel uji dituangkan pada pelat agar lalu sumuran  dibuat  pada  media  kultur.  50  L  sampel  uji  dimasukkan  ke  dalam  sumur.  Cakram gentamisin  standar  (10g)  digunakan  sebagai  kontrol  positif  sedangkan  DMSO  digunakan  sebagai kontrol  negatif.  Pelat  uji  diinkubasi  pada  suhu  37 ℃ selama  24  jam.  Zona  hambat  diukur  dalam milimeter menggunakan jangka sorong.
Radaelli et al., [30] melakukan penentuan KHM pada 96-sumur mikro, dimana setiap minyak atsiri  (200  mg)  dilarutkan  dalam  dimetil  sulfoksida  (40  uL)  dan  dibuat  volumenya  menjadi  5  mL dengan  Reinforced  Clostridial  Medium  (RCM)  steril  yang  mengandung  1%  Tween  80  untuk menghasilkan  larutan  stok  yang  mengandung  40  mg  mL -1 minyak.  Pengenceran  dua  kali  dibuat untuk menghasilkan konsentrasi akhir mulai dari 20 hingga 0,625 mg mL -1 . Sampel yang diencerkan dipindahkan ke sumur  microplate dan dicampur dengan mikropipet. Pelat mikro yang diinokulasi diinkubasi  pada  suhu  36  ±  1 o C  selama  48  jam  dan  pertumbuhan  bakteri  dikonfirmasi  dengan menambahkan 10 uL larutan triphenyltetrazolium klorida (TTC) dan inkubasi pada suhu 36 o C selama 30 menit. Jumlah sel bakteri yang layak dapat mengurangi TTC kuning menjadi merah muda / merah 1,3,5-triphenyl formazan (TPF). KBM ditentukan dengan menginokulasi campuran uji dari sumur yang menunjukkan  tidak  ada  pertumbuhan  mikroba  ke  permukaan  media  agar  steril.  Pelat  diinkubasi selama  24  jam  dalam  oven  dipertahankan  pada  36  ±  1 o C  dan  diperiksa  secara  visual.  Adanya pertumbuhan  mikroba  pada  media  menunjukkan  bahwa  minyak  atsiri  memiliki  aktivitas bakteriostatik,  sedangkan  tidak  adanya  pertumbuhan  menunjukkan  aktivitas  bakterisida  dari sampel minyak.
Prisinda et al., [17] melakukan uji antibakteri pada penelitian ini menggunakan metode difusi cakram  dengan  mengukur  zona  bening  menggunakan  kertas  cakram.  Kertas  cakram  kemudian dibagi menjadi 5  kelompok, tiga kelompok masing-masing berisi 5.000 ppm, 10.000 ppm, dan 20.000 ppm sari daun kemangi, satu mengandung 1.000 ppm klorheksidin sebagai kontrol positif, dan yang terakhir  mengandung  metanol  sebagai  kontrol  negatif.  Prosedur  yang  sama  dilakukan  juga  pada cawan petri yang kedua lalu kedua cawan petri diinkubasi pada suhu 37 0 C selama 24-48 jam, dengan hasil diinterpretasikan dan diukur diameter masing-masing konsentrasi sampel.
Nurmashita et al., [9] melakukan uji aktivitas antibakteri dengan metode difusi menggunakan kertas  saring  Whatman  berdiameter  5mm.  Media  NA  yang  telah  dipanaskan  sebanyak  10  mL
dimasukan  kedalam  botol pengencer  yang  telah  berisi  bakteri  1:40.  Larutan  campuran  yang  telah homogen  dituang  ke  dalam  cawan  petri.  Paper  disk  berdiameter  5  mm  direndam  dalam  larutan ekstrak  daun  kemangi  selama  15  menit,  kemudian  diletakkan  pada  permukaan  media  yang  telah memadat.  Media  yang  telah  diisi  sediaan  uji  kemudian  diinkubasi  pada  suhu  37°C,  selanjutnya dilakukan pengamatan dan pengukuran zona bening yang terbentuk pada jam ke-24.
Kusuma dan Ningrum, [2] melakukan uji aktivitas antibakteri  S. epidermidis dengan metode difusi cakram. Ekstrak etanol daun kemangi diencerkan dengan konsentrasi 3%, 5% dan 7% dengan menambahkan aquadest. Kemudian 100μL suspensi bakteri disebarkan kedalam media MHA yang telah padat dan diratakan, letakan cakram yang telah diisi dengan larutan konsentrasi 3%, 5% dan 7%. Cakram untuk kontrol positif klindamisin dan kontrol negatif cakram berisi aquadest. Cakram diletakkan  diatas  permukaan  media  padat  yang  sudah  diinokulasi  bakteri,  kemudian  diinkubasi selama 1x24 jam pada suhu 37 ℃ , kemudian diukur Diameter Daya Hambat (DDH) yang terbentuk menggunakan jangka sorong.
Verrillo et al, [42] melakukan uji aktivitas antimikroba dengan mengukur konsentrasi hambat minimum (KHM) minyak atsiri terhadap mikroorganisme yang diteliti. Metode pengenceran tabung digunakan  untuk  melakukan  uji  KHM  :  40  μg  mL −1 larutan  minyak  atsiri  diencerkan  dengan  2% Tween 80 dalam Mueller-Hinton broth dengan glukosa 2% untuk mengobati isolat. Suspensi mikroba disiapkan  dengan  kekeruhan  yang  setara  dengan  tabung  0,5  skala  McFarland  (1×10 8 Koloni pembentuk  unit  UFC  mL -1 ).  Suspensi  bakteri  1:10  diencerkan  dengan  Mueller  Hinton  broth  untuk mendapatkan 1×10 4 UFC mL -1 sebagai inokulum. Suspensi (100 μL) diinokulasi dalam rangkap tiga ke  setiap  sumur  yang  mengandung  konsentrasi  minyak  atsiri.  Campuran  larutan  tetrasiklin  dan ampisilin  digunakan  sebagai  kontrol  positif.  Kombinasi  kedua  antibiotik  ini  memiliki  jangkauan aktivitas  antimikroba yang luas terhadap  bakteri gram positif dan gram  negatif. Kemudian, 1 mL masing-masing konsentrasi minyak atsiri dicampur dengan 1,0 mL sel bakteri pada suhu 10 4 CFU mL -1 konsentrasi. Tabung diinkubasi selama 24 jam pada suhu 37°C. Konsentrasi terendah di mana tidak ada kekeruhan yang diamati dianggap sebagai nilai KHM.
Sambuaga et al., [31] melakukan uji aktivitas antimikroba menggunakan metode difusi cakram (disc diffusion method). Kertas cakram berdiameter 6 mm dicelupkan dalam larutan ekstrak kemudian diletakkan  dalam  cawan  petri  yang  sebelumnya  telah  diinokulasi  dengan  bakteri  A.  hydrophila. Cawan petri diinkubasi dalam inkubator pada suhu 28 0 C selama 24 jam.
Evangelina et al., [43] melakukan uji aktivitas antibakteri menggunakan metode difusi cakram Kirby-Bauer. Methanol digunakan untuk mengencerkan semua sampel kecuali fraksi air dan kontrol positif  (klorheksidin)  diencerkan  dalam  air.  Larutan  stok  untuk  masing-masing  ekstrak  75  mg diencerkan  dengan  methanol  kecuali  fraksi  air  untuk  mendapatkan  larutan  stok  5%.  Setelah  itu, dibuat untuk pengujian konsentrasi 1,2,3,4, dan 5% dari semua sampel, juga konsentrasi klorheksidin 2%.  Kemudian  masing-masing  20  L  sampel  diimpregnasi  ke  dalam  kertas  cakram  6  mm  dan diletakkan diatas permukaan agar. 1 ose bakteri ditumbuhkan dalam 5 mL media untuk menyiapkan bakteri.  Kemudian  larutan  diinkubasi  pada  suhu  37 0 C  selama  24  jam.  Larutan  diencerkan  hingga mencapai standar 0,5 McFarland atau sekitar 180 CFU/mL dalam media agar (100 L). Pada permukaan media  agar,  biakan  yang  dihasilkan  diusap  dan  diletakkan  kertas  cakram  yang  telah  disediakan. Selanjutnya  sampel  diinkubasi  pada  suhu  37 0 C  selama  48  jam.  Dilakukan  replikasi  untuk mendapatkan hasil yang lebih baik.
Naveed et al., [44] melakukan uji aktivitas antibakteri dari minyak atsiri dengan uji mikrodilusi dalam microtiter plates. Di setiap sumur, ditambahkan 60 μL broth LB. Dipipet 60  μL minyak atsiri (500 mg/mL) ke dalam sumur di kolom pertama pelat selanjutnya dilakukan pengenceran dua kali, kemudian 60μL ditambahkan setiap sumuran. Pelat mikrotiter kemudian diinkubasi pada suhu 37°C selama 24 jam. Setelah inkubasi, sumur diperiksa untuk pertumbuhan mikroba. Konsentrasi sumur pertama tanpa kekeruhan dianggap sebagai konsentrasi hambat minimum (KHM).
Nabrdalik dan Grata., [32] melakukan uji aktivitas antibakteri minyak atsiri dari O. basilicum terhadap  bakteri  dengan  metode  pengenceran  (dillution)  yang  dimodifikasi.  Percobaan  dilakukan
dengan 5 konsentrasi yaitu 0,25, 0,5, 1,0, 2,0 dan 4,0% (v/v) dan dimasukkan kedalam media agar dengan penambahan 0,05% (v/v) Tween 80. Media kultur diinkubasi pada suhu 37°C selama 4, 24, 48 dan 168 jam. Setelah waktu inkubasi, jumlah bakteri per 1 mL media kultur (cfu/mL) ditentukan untuk uji coba dan kontrol. Jumlah bakteri aktif dinilai dengan metode  culturing-plate pada media tryptone soya agar (TSA). Aktivitas antibakteri minyak atsiri kemangi dinyatakan sebagai persentase penurunan pertumbuhan. Hasil yang diperoleh dihitung secara statistik varians (ANOVA) dengan uji Duncan. Nilai p < 0,05.
Patil et al., [33] melakukan uji aktivitas antibakteri dengan metode difusi agar.  Bakteri dikultur selama 1 malam dengan suhu 37 o C pada media Mueller Hinton Broth 10 μl (MHB, Oxoid). Inokulum akhir, menggunakan 100 μl suspensi yang mengandung 10 8 CFU/mL bakteri yang dimasukkan pada Mueller  Hinton  Agar  (MHA)  dan  Potato  Dextrose  Agar  (PDA).  Pada  setiap  disk  (diameter  6  mm) ditambahkan ekstrak 75 μl /mL, 50 μl /mL, 25 μl /mL, 10 μl /mL dan 5 μl /mL dan untuk organisme dimasukkan  pada  masing-masing  media  agar.  Ciprofloxacin  dan  Fluconazole  digunakan  sebagai kontrol positif bakteri dan jamur masing-masing. Pelat uji diinkubasi pada suhu 37 o C selama 24 jam untuk bakteri dan pada suhu 28 o C selama 72 jam untuk jamur tergantung pada waktu inkubasi yang diperlukan untuk pertumbuhan yang terlihat.
Phanthong et al., [45] melakukan uji aktivitas antibakteri dengan metode macro-dilusi. Larutan stok  minyak  atsiri  dilarutkan  dalam  tween  80  dan  etanol  95%  kemudian  dilakukan  pengenceran minyak atsiri dua kali dengan konsentrasi (mulai 200 g/mL hingga 1,5625 g/mL) disiapkan dalam tryptic soy broth (TSB). Tabung reaksi pertama berisi 1,8 mL media dan tabung yang tersisa masing- masing memiliki 1 mL. Larutan zat uji (0,2 mL) ditambahkan ke tabung pertama hingga volumenya menjadi 2 mL, kemudian 1 mL  dipindahkan ke tabung berikutnya dan dilakukan  pengenceran dua kali.  Tabung  diinkubasi  pada  suhu  37°C  selama  24  jam.  Tabung  uji  1  tanpa  pertumbuhan mikroorganisme  yang  mengandung  pengenceran  terendah  dari  minyak  atsiri  digunakan  untuk menentukan  KHM.  Efek  bakterisida  dinilai  dengan  penentuan  KBM.  Setelah  inkubasi  pada  37°C selama 24 jam konsentrasi minimum tanpa pertumbuhan yang terlihat dilaporkan sebagai KBM.
Hossain  et  al.,  [37]  melakukan  uji  antibakteri  dengan  metode  difusi  cakram  agar. Menggunakan 100 L suspense inoculum standar yang mengandung 10 CFU/mL bakteri. Setelah itu cakram  kertas  saring  steril  Whatman  no  1  (diameter  6  mm)  meresap  dengan  10  L  minyak  atsiri pengenceran 1:5 (v/v) dengan methanol 10 L dan ekstrak subfraksi 30 mg/mL (300 g/cakram) dan ditempatkan pada agar yang diinokulasi. Disiapkan kontrol negatif menggunakan pelarut yang sama yang digunakan untuk melarutkan sampel. Antibiotik standar streptomisin (20 g/cakram), digunakan sebagai  kontrol  positif  untuk  bakteri  yang  diuji.  Pelat  diinkubasi  pada  suhu  37 0 C  selama  24  jam. Aktivitas antibakteri dievaluasi dengan mengukur diameter zona hambat terhadap bakteri uji.
Setiawan  et  al.,  [36]  melakukan  uji  antibakteri  menggunakan  metode  disc  diffusion  method terhadap  bakteri  E.  faecalis  dengan  mengencerkan  larutan  menggunakan  aquadest  steril  sampai mencapai konsentrasi 20%, 40%, 60% dan 80% yang diteteskan pada cakram dan diukur besar zona bening  yang  dihasilkan  di  area  cakram  tersebut.  Hasil  pengukuran  dibandingkan  dengan Khlorheksidin (Minosep) sebagai kontrol positif.
de Jesus et al., [46] melakukan uji aktivitas antimikroba dari minyak esensial dengan metode mikrodilusi broth. Pengenceran dua kali lipat dilakukan di pelat sumur 96 yang disiapkan dengan Mueller-Hinton broth. Inokulum adalah kultur dari setiap spesies bakteri dalam agar Mueller-Hinton yang  diencerkan  dalam  larutan  garam  steril.  Larutan  ini  diencerkan  1/10  dalam  larutan  garam (0,45%) dan 5μL ditambahkan ke setiap sumur yang berisi sampel uji dan diinkubasi pada suhu 36 o C selama 18 jam. Kemudian, 20μL larutan berair (0,5%) trifenil tetrazolium klorida (TTC) ditambahkan ke setiap sumur dan baki diinkubasi lagi pada suhu 36 C selama 2 jam. Pertumbuhan bakteri terjadi ketika TTC berubah dari tidak berwarna menjadi merah.
Purnamaningsih dan Supadmi., [47] melakukan uji aktivitas antibakteri menggunakan metode difusi sumuran. Suspensi bakteri uji selanjutnya diinokulasikan ke media Mueller Hinton Agar plate, selanjutnya  dibuat  lubang  sumuran.  cawan  petri  masing-masing  dibuat  lubang  sumuran  dengan
diameter  6  mm,  kemudian  50  μm  ekstrak  dari  tiap  konsentrasi  diinjeksikan  ke  lubang  sumuran. Kontrol  negatif  yang  digunakan  yaitu  aquadest  steril,  sedangkan  kontrol  positif  menggunakan kloramfenikol.  Diinkubasi  pada  suhu  37 0 C  selama  24  jam.  Diameter  zona  hambat  yang  terbentuk diamati dan diukur menggunakan jangka sorong.
Chenni et al., [48] melakukan uji aktivitas antimikroba dari minyak atsiri dengan metode difusi cakram  kertas.  Untuk  pengujian  ini,  kultur  mikroorganisme  berikut  digunakan:  dua  Gram-positif (Staphylococcus  aureus  dan  Bacillus  subtilis,  dua  Gram-negatif  (Escherichia  coli  dan  Pseudomonas aeruginosa),  dan  satu  ragi  (Candida  albicans).  Suspensi  mikroorganisme  yang  diuji  (107–108  unit pembentuk koloni (CFU)/mL) disebarkan pada pelat medium Mueller-Hinton padat. Cakram kertas saring,  diameter  6  mm  (Whatman  No.  1),  kemudian  ditempatkan  pada  permukaan  pelat  yang diinokulasi.  Pada  akhir  waktu  inkubasi  (24  jam  pada  37 o C  untuk  bakteri  dan  25 o C  untuk  ragi), aktivitas antibakteri dan antijamur positif ditetapkan dengan adanya zona hambat yang terukur dan dicatat dalam lebarnya (mm) yang mencakup diameter cakram.
Vardapetyan et al., [49] melakukan uji aktivitas antibakteri ekstrak tumbuhan dengan metode difusi cakram (Sigma-Aldrich).  Indikator aktivitas antibakteri zona hambat (mm) terbentuk setelah 24-48 jam bakteri E. coli.
Azam dan Irshad, [8] melakukan uji aktivitas antibakteri daun kemangi menggunakan metode difusi cakram. Disiapkan cakram berdiameter 6 mm menggunakan kertas saring Whatman No.1 dan disterilkan  dengan  autoklaf.  Kemudian  media  Luria  Broth  disiapkan  dan  di  autoklaf,  setelah diautoklaf media dituangkan ke dalam cawan petri yang telah disterilkan dan dibiarkan memadat. Kultur  bakteri  sebanyak  100  μl  ditebarkan  di  atas  plat  media  yang  telah  dipadatkan  dengan menggunakan  spreader  steril,  selanjutnya  forsep  steril  diambil  untuk  dipegang  dan  dicelupkan selama 10 detik ke dalam ekstrak yang telah disiapkan kemudian diletakkan di tengah piring agar nutrien. Prosedur yang sama diulang untuk pelat kontrol positif dan negatif dan pelat diinkubasi selama 24 jam pada suhu 37 o C.
Rohmani  dan  Kuncoro,  [35]  melakukan  uji  aktivitas  antibakteri  ekstrak  daun  kemangi terhadap S. aureus dengan metode difusi sumuran, yaitu pada masing-masing media MHA sumuran dibuat  berdiameter  6  mm  lalu  diisi  dengan  sediaan  gel  hand  sanitizer  ekstrak  daun  kemangi  dan menggunakan basis gel sebagai kontrol negatif. Media mHA diinkubasi pada suhu 37 0 C selama 24 jam, kemudian diameter zona radikal atau bening yang terbentuk diukur.

## 4. HASIL
Sampel  kemangi  yang  digunakan  sebagian  besar  berasal  dari  bagian  daun  tetapi  ada beberapa yang menggunakan bagian batang. Daun dan batang yang masih segar dan berwarna hijau dikeringkan  kemudian  dijadikan  serbuk  dengan  bantuan  penggilingan.  Selain  itu  pada  beberapa jurnal juga mengatakan kemangi direndam terlebih dahulu menggunakan air suling, metanol, asam asetat,  etanol  dan  aseton  sebelum  digunakan  untuk  preparasi  sampel.  Preparasi  sampel  kemangi yang digunakan pada uji aktivitas antibakteri dapat dilakukan dengan cara mengekstrak daunnya dengan  berbagai  pelarut  seperti  alkohol,  aquadest,  etanol,  dan  metanol.  Metode  yang  digunakan untuk  mengekstraksi  kemangi  sendiri  dapat  menggunakan  metode  ekstraksi  maserasi  dan sokhletasi.  Selain  itu,  untuk  mengisolasi  minyak  atsiri  pada  kemangi  dilakukan  hidrodistilasi menggunakan  Clevenger  dan  penyulingan  uap  kemangi.  Kemangi  (Ocimum  basilicum  L.)  yang memiliki kandungan minyak atsiri terbukti memiliki aktivitas antibakteri yang dinyatakan dalam 32 jurnal penelitian ilmiah. Uji antibakteri dilakukan dengan berbagai metode, antara lain: difusi cakram agar, difusi cakram kertas, microdilusi broth, microdilusi dalam microtiter plates, difusi sumuran agar, dan  macro-dilusi.  Uji  antibakteri  daun  kemangi  dilakukan  terhadap  beberapa  bakteri,  antara  lain  ; Bacillus  subtilis,  Klebsiella  pneumoniae,  Salmonella  typhimurium,  Staphylococcus  aureus,  Escherichia  coli, Enterococcus faecalis, Pseudomonas aeruginosa, dan Bacillus cereus.

## 5. KESIMPULAN
Kemangi  termasuk  salah  satu  tanaman  yang  memiliki  potensi  antibakteri.  Kandungan  dari kemangi  yang  berpotensi  sebagai  antibakteri  yaitu  minyak  atsiri.  Pada  beberapa  jurnal  penelitian disebutkan bahwa kandungan minyak atsiri pada kemangi yang diuji terhadap bakteri gram positif dan negatif menggunakan berbagai metode seperti metode difusi cakram agar, difusi cakram kertas, mikrodilusi  broth,  mikrodilusi  dalam  microtiter  plates,  difusi  sumuran  agar,  dan  macro-dilusi menunjukan hasil positif sebagai penghambat bakteri.

## Daftar Pustaka
1. Wardhani,  L.K.;  Sulistyani,  N.  Uji  Aktivitas  Antibakteri  Ekstrak  Etil  Asetat  Daun  Binahong (Anredera  scandens  (L.)  Moq.)  terhadap  Shigella  flexneri  Beserta  Profil  Kromatografi  Lapis Tipis. Pharmaciana 2012, 2, doi:10.12928/pharmaciana.v2i1.636.
2. Kusuma, I.M.; Ningrum, C.W. Potensi Antibakteri Ekstrak Etanol Daun Kemangi (Ocimum x africanum Lour.) terhadap Staphylococcus epidermidis. Sainstech Farma 2021, 14, 87–90.
3. Silva, V.A.; Sousa, J.P.; Guerra, F.Q.S.; Pessôa, H.L.F.; Freitas, A.F.R.; Alves, L.B.N.; Lima, E.O. Antibacterial  activity  of  Ocimum  basilicum  essential  oil  and  linalool  on  bacterial  isolates  of clinical importance. Int. J. Pharmacogn. Phytochem. Res. 2015, 7, 1066–1071.
4. Shafique,  M.;  Khan,  S.J.;  Khan,  N.H.  Study  of  antioxidant  and  antimicrobial  activity  of  sweet basil (Ocimum basilicum) essential oil. Pharmacologyonline 2011, 1, 105–111.
5. Elansary, H.O.; Yessoufou, K.; Shokralla, S.; Mahmoud, E.A.; Skalicka-Woźniak, K. Enhancing mint and basil oil composition and antibacterial activity using seaweed extracts. Ind. Crops Prod. 2016, 92, 50–56, doi:10.1016/j.indcrop.2016.07.048.
6. Güez, C.M.; de Souza, R.O.; Fischer, P.; Leão, M.F. de M.; Duarte, J.A.; Boligon, A.A.; Athayde, M.L.;  Zuravski,  L.;  de  Oliveira,  L.F.S.;  Machado,  M.M.  Evaluation  of  basil  extract  (Ocimum basilicum L.) on oxidative, anti-genotoxic and anti-inflammatory effects in human leukocytes cell cultures exposed to challenging agents. Brazilian J. Pharm. Sci. 2017, 53, doi:10.1590/s2175- 97902017000115098.
7. Maggio,  A.;  Roscigno,  G.;  Bruno,  M.;  De  Falco,  E.;  Senatore,  F.  Essential-Oil  Variability  in  a Collection  of  Ocimum  basilicum  L.  (Basil)  Cultivars.  Chem.  Biodivers.  2016,  1357–1368, doi:10.1002/cbdv.201600069.
8. Azam, M.; Saba, I. Phytochemical screening and antibacterial activities of essential oil , ethanolic and methanolic extracts of Ocimum basillicum L . Pakistan J. Biochem. Mol. Biol. 2016, 49, 36–39.
9. Nurmashita,  D.;  Rijai,  L.;  Sulistiarini,  R.  Pengaruh  Penambahan  Ekstrak  Daun  Kemangi (Ocimum  basilicum  L.)  Terhadap  Aktivitas  Antibakteri  Basis  Pasta  Gigi.  J.  Sains  dan  Kesehat. 2015, 1, 159–167, doi:10.25026/jsk.v1i4.34.
10. Abbasy, D.W.; Pathare, N.; Al-Sabahi, J.N.; Khan, S.A. Chemical composition and antibacterial activity of essential oil isolated from Omani basil (Ocimum basilicum Linn.). Asian Pacific J. Trop. Dis. 2015, 5, 645–649, doi:10.1016/S2222-1808(15)60905-7.
11. Avetisyan, A.; Markosian, A.; Petrosyan, M.; Sahakyan, N.; Babayan, A.; Aloyan, S.; Trchounian, A. Chemical composition and some biological activities of the essential oils from basil Ocimum different cultivars. BMC Complement. Altern. Med. 2017, 17, 1–8, doi:10.1186/s12906-017-1587-5.
12. Cahyani  Daun  Kemangi  (Ocinum  Cannum)  Sebagai  Alternatif  Pembuatan  Handsanitizier. Cahyani 2014, 9, 136–142, doi:10.15294/kemas.v9i2.2843.
13. Khan, I.; Ahmad, K.; Khalil, A.T. alh.; Khan, J.; Khan, Y.A. l.; Saqib, M.S. haha.; Umar, M.N. avee.; Ahmad, H. Evaluation of antileishmanial, antibacterial and brine shrimp cytotoxic potential of crude methanolic extract of Herb Ocimum basilicum (Lamiacea). J. Tradit. Chin. Med. 2015, 35, 316–322, doi:10.1016/s0254-6272(15)30104-7.
14. Antonescu,  A.I.;  Miere,  F.;  Fritea,  L.;  Ganea,  M.;  Zdrinca,  M.;  Dobjanschi,  L.;  Antonescu,  A.; Vicas,  S.I.;  Bodog,  F.;  Sindhu,  R.K.;  et  al.  Perspectives  on  the  combined  effects  of  ocimum
basilicum and trifolium pratense extracts in terms of phytochemical profile and pharmacological effects. Plants 2021, 10, doi:10.3390/plants10071390.
15. Szymanowska,  U.;  Złotek,  U.;  Karas ̈ ,  M.;  Baraniak,  B.  Anti-inflammatory  and  antioxidative activity of anthocyanins from purple basil leaves induced by selected abiotic elicitors. Food Chem. 2015, 172, 71–77, doi:10.1016/j.foodchem.2014.09.043.
16. Złotek, U.; Mikulska, S.; Nagajek, M.; Świeca, M. The effect of different solvents and number of extraction  steps  on  the  polyphenol  content  and  antioxidant  capacity  of  basil leaves  (Ocimum basilicum L.) extracts. Saudi J. Biol. Sci. 2016, 23, 628–633, doi:10.1016/j.sjbs.2015.08.002.
17. Prisinda,  et al Antibacterial potential of Ocimum sanctum oils in relation to. 2018, 51, 104–107, doi:10.20473/j.djmkg.v51.i3.p104.
18. Adam,  Z.A.;  Omer,  A.F.A.  Antibacterial  Activity  of  Azadirachta  indica  (Neem)  Leaf  Extract against Bacterial Pathogens in Sudan. Am. J. Res. Commun. 2015, 3, 246–251.
19. Nguefack, J.; Budde, B.B.; Jakobsen, M. Five essential oils from aromatic plants of Cameroon: Their  antibacterial  activity  and  ability  to  permeabilize  the  cytoplasmic  membrane  of  Listeria innocua examined by flow cytometry. Lett. Appl. Microbiol. 2004, 39, 395–400, doi:10.1111/j.1472- 765X.2004.01587.x.
20. Permatasari, A.; Kusmita, L.; Franyoto, Y.D. Uji Aktivitas Antibakteri Kombinasi Minyak Atsiri Umbi Bawang merah (Allium Cepa L.) dan Daun Kemangi (Ocimum americanum L.) terhadap Bakteri Staphylococcus aureus Atcc 25923 Secara In Vitro. Media Farm. Indones. 2015, 10, 151–355.
21. Sienkiewicz, M.; Łysakowska, M.; Pastuszka, M.; Bienias, W.; Kowalczyk, E. The potential of use basil and rosemary essential oils as effective antibacterial agents. Molecules 2013, 18, 9334–9351, doi:10.3390/molecules18089334.
22. Pubchem Senyawa Sitral Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Citral .
23. Pubchem Senyawa Linalool Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Linalool . 24. Pubchem Senyawa Geraniol Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Geraniol . 25. Pubchem Senyawa Flavonoid Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Flavone .
26. Pubchem Senyawa Tanin Available online: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Tanin acid.
27. Moghaddam, A.M.D.; Shayegh, J.; Mikaili, P.; Sharaf, J.D. Antimicrobial activity of essential oil extract of Ocimum  basilicum L. leaves on  a  variety of pathogenic bacteria.  J. Med. Plants Res. 2011, 5, 3453–3456, doi:10.5897/JMPR.9000162.
28. Altikatoglu, M.; Attar, A.; Erci, F.; Cristache, C.M.; Isildak, I. Green synthesis of copper oxide nanoparticles using ocimum basilicum extract and their antibacterial activity. Fresenius Environ. Bull. 2017, 25, 7832–7837.
29. Pirtarighat,  S.;  Ghannadnia,  M.;  Baghshahi,  S.  Biosynthesis  of  silver  nanoparticles  using Ocimum basilicum cultured under controlled conditions for bactericidal application. Mater. Sci. Eng. C 2019, 98, 250–255, doi:10.1016/j.msec.2018.12.090.
30. Radaelli, M.; da Silva, B.P.; Weidlich, L.; Hoehne, L.; Flach, A.; da Costa, L.A.M.A.; Ethur, E.M. Antimicrobial  activities  of  six  essential  oils  commonly  used  as  condiments  in  Brazil  against clostridium perfringens. Brazilian J. Microbiol. 2016, 47, 424–430, doi:10.1016/j.bjm.2015.10.001.
31. Sambuaga,  M.E.;  Longdong,  S.N.J.;  Manoppo,  H.  Sensitivitas  ekstrak  tanaman  kemangi (Ocimum sactum) terhadap bakteri Aeromonas hydrophila. e-Journal Budid. Perair. 2018, 6, 1–7, doi:10.35800/bdp.6.1.2018.19520.
32. Nabrdalik,  K.;  Grata,  M.  Antibacterial  activity  of  Ocimum  basilicum  L.  essential  oil  against Gram-negative bacteria. Post Fitorer 2016, 17, 80–86.
33. Patil,  D.D.;  Mhaske,  D.K.;  Wadhawa,  G.C.  Antibacterial  and  Antioxidant  study  of  Ocimum basilicum Labiatae (sweet basil). J. Adv. Pharm. Educ. Res. 2011, 2, 104–112.
34. Hamad, A.; Jumitera, S.; Puspawiningtyas, E.; Hartanti, D. Aktivitas Antibakteri Infusa Kemangi (Ocimum basilicum L.) Pada Tahu dan Daging Ayam Segar. Inov. Tek. Kim. 2017, 2, 1–8.
35. Rohmani,  S.;  Kuncoro,  M.A.A.  Uji  Stabilitas  dan  Aktivitas  Gel  andsanitizer  Ekstrak  Daun Kemangi. JPSCR  J. Pharm. Sci. Clin. Res. 2019, 4, 16, doi:10.20961/jpscr.v4i1.27212.
36. Setiawan,  A.S.;  Fatriadi,  F.;  Prisinda,  D.  Aktivitas  Antibakteri  Fraksi  Etanol  Daun  Kemangi (Ocimum americanum) terhadap Enterococcus faecalis ATCC 29212. ODONTO  Dent. J. 2020, 7, 111, doi:10.30659/odj.7.2.111-116.
37. Hossain, M.A.; Kabir, M.J.; Salehuddin,  S.M.; Rahman, S.M.M.; Das, A.K.; Singha, S.K.; Alam, M.K.; Rahman, A. Antibacterial properties of essential oils and methanol extracts of sweet basil Ocimum basilicum  occurring  in  Bangladesh. Pharm.  Biol.  2010,  48,  504–511, doi:10.3109/13880200903190977.
38. Hapsari, I.P.; Feroniasanti, Y.M.L. Phytochemical screening and in vitro antibacterial activity of sweet basil leaves (Ocimum basilicum L.) essential oil against Cutibacterium acnes ATCC 11827. AIP Conf. Proc. 2019, 2099, doi:10.1063/1.5098412.
39. Tantiwatcharothai,  S.;  Prachayawarakorn,  J.  Property  improvement  of  antibacterial  wound dressing from basil seed (O. basilicum L.) mucilage- ZnO nanocomposite by borax crosslinking. Carbohydr. Polym. 2020, 227, 115360, doi:10.1016/j.carbpol.2019.115360.
40. Snoussi,  M.;  Dehmani,  A.;  Noumi,  E.;  Flamini,  G.;  Papetti,  A.  Chemical  composition  and antibiofilm activity of Petroselinum crispum and Ocimum basilicum essential oils against Vibrio spp. strains. Microb. Pathog. 2016, 90, 13–21, doi:10.1016/j.micpath.2015.11.004.
41. Freitas,  P.R.;  de  Araújo,  A.C.J.;  dos  Santos  Barbosa,  C.R.;  Muniz,  D.F.;  Rocha,  J.E.;  de  Araújo Neto,  J.B.;  da  Silva,  M.M.C.;  Silva  Pereira,  R.L.;  da  Silva,  L.E.;  do  Amaral,  W.;  et  al. Characterization  and  antibacterial  activity  of  the  essential  oil  obtained  from  the  leaves  of Baccharis  coridifolia  DC  against  multiresistant  strains.  Microb.  Pathog.  2020,  145,  104223, doi:10.1016/j.micpath.2020.104223.
42. Verrillo,  M.;  Cozzolino,  V.;  Spaccini,  R.;  Piccolo,  A.  Humic  substances  from  green  compost increase  bioactivity  and  antibacterial  properties  of  essential  oils  in  Basil  leaves.  Chem.  Biol. Technol. Agric. 2021, 8, doi:10.1186/s40538-021-00226-7.
43. Evangelina, I.A.; Herdiyati, Y.; Laviana, A.; Rikmasari, R.; Zubaedah, C.; Anisah; Kurnia, D. Bio- mechanism  inhibitory  prediction  of  β-sitosterol  from  kemangi  (Ocimum  basilicum  l.)  as  an inhibitor  of  mura  enzyme  of  oral  bacteria:  In  vitro  and  in  silico  study.  Adv.  Appl.  Bioinforma. Chem. 2021, 14, 103–115, doi:10.2147/AABC.S301488.
44. Naveed,  R.;  Hussain,  I.;  Tawab,  A.;  Tariq,  M.;  Rahman,  M.;  Hameed,  S.;  Mahmood,  M.S.; Siddique, A.B.; Iqbal, M. Antimicrobial activity of the bioactive components of essential oils from Pakistani spices against Salmonella and other multi-drug resistant bacteria. BMC Complement. Altern. Med. 2013, 13, 1, doi:10.1186/1472-6882-13-265.
45. Phanthong, P.; Lomarat, P.; Chomnawang, M.T.; Bunyapraphatsara, N. Antibacterial activity of essential  oils  and  their  active  components  from  Thai  spices  against  foodborne  pathogens. ScienceAsia 2013, 39, 472–476, doi:10.2306/scienceasia1513-1874.2013.39.472.
46. de Jesus, G.S.; Micheletti, A.C.; Padilha, R.G.; de Souza de Paula, J.; Alves, F.M.; Leal, C.R.B.; Garcez, F.R.; Garcez, W.S.; Yoshida, N.C. Antimicrobial potential of essential oils from cerrado plants  against  multidrug-resistant  foodborne  microorganisms.  Molecules  2020,  25,  1–10, doi:10.3390/molecules25143296.
47. Purnamaningsih,  N.;  Supadmi,  F.R.S.  Potensi  Ekstrak  Daun  Kemangi  (Ocimum  sanctum  L.) sebagai  Antibakteri  Terhadap  Staphylococcus  aureus  ATCC  25923.  J.  Ilm.  PANNMED (Pharmacist, Anal. Nurse, Nutr. Midwivery, Environ. Dent. 2020, 15, 522–525, doi:10.36911/pannmed.v15i3.875.
48. Chenni, M.; Abed, D. El; Rakotomanomana, N.; Fernandez, X.; Chemat, F. Comparative study of  essential  oils  extracted  from  egyptian  basil  leaves  (ocimum  basilicum  l.)  Using  hydro-
Distillation and solvent-Free microwave extraction.
Molecules 2016, 21,
doi:10.3390/molecules21010113.
49. Vardapetyan,  H.;  Tiratsuyan,  S.;  Hovhannisyan,  A.  Journal  of  Experimental  Biology  and Agricultural Sciences Antioxidant And Antibacterial Activities of Selected Armenian Medicinal Plants. 2014, 2.
2021 by the authors. Submitted for possible open access publication under the terms and  conditions  of  the  Creative  Commons  Attribution  (CC  BY)  license (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/).