## EFEK EKSTRAK DAUN KELOR (Moringa oleifera) PADA PERTUMBUHAN BAKTERI (Edwardsiella tarda) YANG MENGINFEKSI IKAN LELE SANGKURIANG

## (Clarias Gariepinus) SECARA IN VITRO
Didik Budiyanto 1 , Sri Oetami Madyowati 2 , Mertin Rianingsih 3
123 Jurusan Perikanan, Program Studi Budidaya Perairan Fakultas Pertanian Universitas Dr. Soetomo Surabaya e-mail: 1 dbudiyanto_unitomo@yahoo.com

## Abstrak
Tujuan  penelitian  ini  untuk  mengetahui  Konsentrasi  Minimum  Ekstrak  Daun  Kelor  (Moringa oleifera)  Terhadap  Pertumbuhan Bakteri  Edwardsiella tarda  Yang  Menginfeksi  Ikan  Lele  Sangkuriang (Clarias  gariepinus) Secara  In Vitro.  Perlakuan  penelitian  konsentrasi  minimum  ekstrak  daun  kelor (Moringa  oleifera)  terhadap  pertumbuhan  bakteri Edwardsiella  tarda  yang  menginfeksi  ikan  lele Sangkuriang  (Clarias  gariepinus) secara  In  Vitro  adalah  sebagai  berikut:  kontrol  Positif  1  ml DMSO 10% (1 ml suspensi kuman), kontrol Negatif= 1 ml ekstrak daun kelordengan konsentrasi 100% + 1 ml DMSO 10%, perlakuan A. Konsentrasi 50 % (1 ml ekstrak daun kelor 100% + 1 ml DMSO 10% + 1 ml suspensi kuman), perlakuan B. Konsentrasi 40% (0.8 ml ekstrak daun kelor 100% +1.2 ml DMSO 10%  + 1 ml suspensi kuman), perlakuan C. Konsentrasi 30% (0.6 ml ekstrak daun kelor 100% + 1.4 ml DMSO 10%  + 1 ml suspensi kuman), perlakuan D. Konsentrasi 20% (0.4 ml ekstrak daun kelor 100% + 1.6 ml DMSO 10%  + 1 ml suspensi kuman)
Hasil  penelitian  Konsentrasi  Minimum  Ekstrak  Daun  Kelor  (Moringa  oleifera)  Terhadap Pertumbuhan Bakteri  Edwardsiella tarda yang Menginfeksi Ikan Lele Sangkuriang (Clarias Gariepinus) Secara  In  Vitro  dapat  disimpulkan  sebagai  berikut:  pemberian  ekstrak  daun  kelor  (Moringa  oleifera) dapat  menghambat  pertumbuhan  bakteri  Edwardsiella  tarda  yang  di  ambil  dari  ikan  lele  sangkuriang (Clarias Gariepinus),  konsentrasi ekstrak dau kelor (Moringa oleifera) 20 %, 30%, 40% dan 50% dapat menghambat  bakteri Edwardsiella  tarda.,  pada  konsentrasi  ekstrak  dau  kelor  (Moringa  oleifera)  10% bakteri Edwardsiella tarda  masih tumbuh dengan baik.

## Kata Kunci: Edwardsiella tarda, Moringa oleifera, Clarias gariepinus

## Pendahuluan
Indonesia memiliki banyak wilayah laut, pesisir,  dan  pulau-pulau  kecil  yang  luas  dan bermakna  strategis  sebagai  pilar  pembangunan ekonomi nasional. Selain memiliki nilai ekonomis, sumber daya kelautan juga mempunyai  nilai  ekologis,  di  samping  itu, kondisi  geografis  Indonesia  terletak  pada geopolitis  yang  strategis,  yakni  antara  lautan Pasifik  dan  lautan  Hindia  yang  merupakan kawasan  paling  dinamis  dalam  arus  percaturan politik, pertahanan, dan kemanan dunia. Kondisi geo-ekonomi dan geo-politik tersebut menjadikan  sektor  kelautan  dan  perikanan sebagai sektor yang penting dalam pembangunan nasional.
Kebutuhan  masyarakat  akan  ikan  air tawar  guna  mencukupi  protein  hewani  semakin
hari semakin meningkat seiring dengan pertumbuhan  jumlah  penduduk  dan  pola penyediaan  menu  masyarakat  yang  terus meningkat  dan  lebih  baik.  Untuk  memenuhi permintaan  pasar  perlu  terus  dikembangkan usaha budidaya ikan.
Permasalahan  yang  sampai  saat  ini menjadi  kendala  pokok  pada  usaha  budidaya ikan  adalah  serangan  penyakit.  Serangan penyakit yang merupakan salah satu faktor yang mempengaruhi  keberhasilan  usaha  budidaya perikanan  biasanya  disebabkan  oleh:  virus, bakteri,  jamur,  dan  protozoa  (Kamiso,  dkk., 1993  dalam  Suprayogi,  2006).  Menurut  Meyer dan  Bullock  (1973)  dalam  Austin  dan  Austin (1999), salah satu penyakit yang membahayakan untuk golongan catfish adalah bakteri Edwardsiella  tarda.  Bakteri  ini  ditetapkan
sebagai  Hama  dan  Menteri  Kelautan  dan Perikanan  No.  KEP.  17/MEN/2006  (Kep.  Men, 2006).  Bakteri  E.  tarda  adalah  penyebab penyakit Edwardseillosis/Emphisemathous Putrevactive  Disease  of  Catfish  (EPDC)  atau Edwardsiella Septicaemia (ES) (Pusat Karantina Ikan, 2008).
Salah  satu  alternatif  yang  digunakan untuk  mengatasi  permasalahan  di  atas  adalah dengan mengganti penggunaan antibiotik dengan  tanaman  herbal  yang  dapat  dijadikan sebagai  antibakteri.  Pemakaian  tanaman  herbal dalam  dekade  terakhir  ini  cenderung  meningkat sejalan dengan berkembangnya industri jamu/obat tradisional, farmasi, kosmetik, makanan, dan minuman (Feriyanto, 2009).
Daun kelor telah diketahui mengandung zat aktif antibakteri yang dapat menghambat pertumbuhan  bakteri  Gram  negatif  seperti Escherichia  coli  dan  Enterobacter  aerogene (Thilza  et  al.  2010).  Hal  serupa  juga dikemukakan    oleh  Oluduro,  (2012)  bahwa ekstrak  daun  kelor  dapat  menghambat  bakteri Gram  negatif  (Escherichia  colidan  Salmonella typhi)  dan Gram  positif (Staphylococcus  aureus dan Enterococcus sp).
Ray-Yu  et  al. (2007) membuktikan adanya  kandungan  flavonoid  129  mg  di  dalam 100  gram  daun  kelor  dalam  bentuk  kering. Astuti, (2005) dalam Analysa, (2007) mengemukakan  terdapat  6,4%  saponin  dalam 100  gram  bahan  kering  daun  kelor.  Daun  kelor juga  mengandung  16,9  gram  minyak  atsiri  dari 7,04  kg  bahan  kering  daun  kelor  (Chuang  et  al, 2006).
Berdasarkan  penelitian  diatas  ekstrak daun kelor terbukti mengandung zat antibakteri, sehingga  ekstrak  daun  kelor  dapat  digunakan sebagai  upaya  alternatif  dalam  mengendalikan penyakit  yang  disebabkan  oleh  bakteri  E.  tarda. Untuk  itu  perlu  dilakukan  penelitian  untuk menguji  Konsentrasi  Minimum  Ekstrak  Daun Kelor (Moringa oleifera) Terhadap Pertumbuhan Bakteri    Edwardsiella  tarda  Yang  Menginfeksi Ikan  Lele  Sangkuriang  (Clarias  Gariepinus) Secara In Vitro.
Tujuan  penelitian  ini  untuk  mengetahui Konsentrasi  Minimum  Ekstrak  Daun  Kelor (Moringa  oleifera)  Terhadap  Pertumbuhan Bakteri    Edwardsiella  tarda  Yang  Menginfeksi
Ikan  Lele  Sangkuriang  (Clarias  Gariepinus) Secara In Vitro.

## Metodologi
1. Materi Penelitian
Bahan  yang  digunakan untuk  penelitian berupa  isolate murni  bakteri E.  tarda  yang diperoleh dari Balai Karantina Ikan, Pengendalian  Mutu  dan  Keamanan  Hasil Perikanan  Kelas  I Surabaya  II,  daun  kelor berumur kurang lebih dua bulan atau daun yang tidak  terlalu  muda  diperoleh  dari  lingkungan sekitar  di  kec.  Sedati,  Kab.  Sidoarjo,  etanol 95%,  Media  Triptic  Soy  agar  (TSA),  akuades steril,  Dimethyl  Sulfoxide  (DMSO) 10%,  NaCl fisiologis, H2O2 3%, reagen Kovacs, Reagen uji pewarnaan  Gram  (gentian  violet,  lugol  iodin, etanol; aseton, dan safranin).
Parafin cair, larutan standar Mc Farland 0.5 ( 0,05 ml BaCl2 dan 9,95 ml H2SO4), paper oxidase, pH paper, Oxidative-Fermentative (OF) test  medium,  Simmons’s  citrat  medium,  Phenol Red  Broth  Sugar,  Tryptic  Sugar  Iron  Agar (TSIA),  Urease,  Motility  Indol  Ornithin  (MIO) testmedium,  Lysin  Iron  Sugar  (LIA),  reagen  uji Methil-Red (MR )/Voges-Proskauer (VP), media uji  fermentasi  karbohidrat  :  Glukosa,  Maltosa, Manitol,  Sorbitol,  Arabinosa,  Trehalosa  , Xylosa, NaCl, Pepton Water, Meat Extrak.
Peralatan  yang  digunakan  antara  lain oven,  mesin  giling,  timbangan,  rotary  vacuum evaporator, kertas saring, peralatan gelas, tabung reaksi,  jarum ose,  lampu  bunsen,  autoclave, vortex,  timbangan  analitik  dengan  ketelitian 0,01g,  laminary  flow,  hot  plate  stirrer,  rak tabung reaksi, alat tulis, mikroskop, refrigerator, termometer dan petridish.
2.  Metode Penelitian
Metode  penelitian  yang  digunakan adalah  metode  eksperimental  yaitu  mengadakan percobaan untuk melihat suatu hasil. Hasil yang akan  didapat  menegaskan  bagaimana  hubungan kausal  antara  variabel  yang  diselidiki  dan seberapa  besar  hubungan  sebab  akibat  tersebut, dengan  cara  memberikan  perlakuan  tertentu pada  beberapa  kelompok  eksperimental  dan menyediakan kontrol untuk perbandingan (Nazir, 2011).
Perlakuan penelitian konsentrasi minimum ekstrak daun kelor (Moringa oleifera)
terhadap  pertumbuhan  bakteri    Edwardsiella tarda  yang  menginfeksi  ikan  lele  Sangkuriang (Clarias  gariepinus)    secara  In  Vitro  adalah sebagai  berikut:  kontrol  Positif  1  ml  DMSO 10% (1 ml suspensi kuman), kontrol Negatif= 1 ml  ekstrak  daun  kelordengan  konsentrasi  100% +  1  ml  DMSO  10%,  perlakuan  A.  Konsentrasi 50 % (1  ml  ekstrak  daun  kelor  100%  +  1  ml DMSO 10% + 1 ml suspensi kuman), perlakuan B.  Konsentrasi  40%  (0.8  ml  ekstrak  daun  kelor 100%  +1.2  ml  DMSO  10%    +  1  ml  suspensi kuman),  perlakuan  C.  Konsentrasi  30%  (0.6  ml ekstrak  daun  kelor  100%  +  1.4  ml  DMSO  10% +  1  ml  suspensi  kuman),  perlakuan  D. Konsentrasi  20%  (0.4  ml  ekstrak  daun  kelor 100%  +  1.6  ml  DMSO  10%    +  1  ml  suspensi kuman)
3. Prosedur Penelitian 3.1.Sterilisasi Alat da Media
Sterilisasi  untuk  alat-alat  yang  terbuat dari  kaca  dan  logam  disterilisasi  dengan Autoclave  dengan  pengaturan  suhu  121°C selama  15  menitdan  tekanan  1  atmosfer,  dan selanjutnya di oven untuk sterilisasi kering.(BKITP, 2016).
Pengaturan suhu untuk sterilisasi media dibedakan  tergantung  dengan  jenis  media  yang akan disterilisasi :
Sterilisasi  suhu  121°C  selama  15  menit  dan tekanan 1 atmosfer, untuk jenis bahan TSA, OF, TSIA,  LIA,  Simmons  Citrate,  MIO,  dan  basal untuk campuran karbohidrat.
Sterilisasi  suhu  115°C  selama  20  menit  dan tekanan  1  atmosfer,  untuk  jenis  bahan  Urea Agar. (BKITP, 2016).
3.2. Ekstraksi Daun Kelor (Moringa oleifera) Pembuatan  ekstrak  diawali  dengan pengeringan  daun  kelor  pada  suhu  kamar  25°C dan  kemudian  digiling  menjadi  serbuk.  Serbuk daun kelor selanjutnya direndam dengan pelarut etanol  95%  secukupnya  sampai  semua  serbuk terendam  selama  3x24  jam  pada  suhu  kamar 25°C  dan  disaring  dengan  kertas  saring.  Hasil saringan  diuapkan  dalam  rotary  vacuum evaporatorpada  suhu  40°C.  Pada  akhir  proses didapatkan  ekstrak  murni  dengan  cairan  kental dan berwarna coklat.
Penggunaan  etanol  95%  dalam  proses  ektraksi dikarenakan  pelarut  tersebut  dapat  mengisolasi
senyawa  flavonoid  (Wijono,  2003)  dan  secara umum dapat mengisolasi flavonoid, saponin dan tanin (Kasolo et al, 2010).
Ekstrak  daun  kelor  selanjutnya  diencerkan dengan  DMSO  10%  sesuai  dengan  konsentrasi yang  diharapkan  (Poeloeng  dan  Soeripto,  1998 dalam Hermawan, 2007).

## 3.3. Pembuktian Isolat E. tarda
Isolat  bakteri  E.  Tarda  diperoleh  dari Balai  Karantina  Ikan,  Pengendalian  Mutu  dan Keamanan Hasil Perikanan Kelas I  Surabaya II, dari  hasil  kegiatan  Pemantauan  tahun  2017. Sebelum  digunakan  isolat  bakteri  tersebut  diuji kebenarannya apakah karakteristik bakteri tersebut  sesuai  dengan  karakteristik  bakteri  E. tarda  (Tabel 1).  Bakteri  dimurnikan  dengan mengambil  koloni  bakteri  dari  media  TSA miring,  goreskan  dengan  jarum  ose  steril  pada TSA  cawan  petri. Media  TSA  yang  telah diinokulasi  kemudian  diinkubasi  selama  24  jam pada  suhu  27-30ºC. Berikut cara  uji  yang dilakukan  pada pembuktian  isolat  bakteri E. tarda:
Uji
Pendugaan (Presumtive Tests) Edwardsiella tarda  Uji Triple Sugar Iron Agar (TSIA)
Uji  TSIA  bertujuan  untuk  membedakan jenis bakteri berdasarkan kemampuan memecahkan glukosa, laktosa dan sukrosa. Cara kerjanya,  yaitu  ambil  inokulum  bakteri  dengan jarum  ose  steril  dari  isolasi  bakteri  yang  telah dimurnikan  di  TSA  baru  kemudian  bekasnya yang  masih  tersisa  diinokulasi  ke  dalam  TSIA dengan  cara  menggoreskan  dan  di  tusuk. Selanjutnya  diinkubasi  selama  24  jam  dengan suhu  27-30°C.  Pengamatan  dilakukan  dengan melihat  perubahan  warna  pada  bagian  miring dan tusukan tegak, timbul atau tidaknya gas dan H2S  dari  bagian  tusukan  tegak.  Jikawarna berubah merah berarti alkali (K), kuning berarti asam  (A),  dan  tanpa  perubahan  berarti  (NC). Jika  menghasilkan  gas,  media  terlihat  seperti terbelah atau ada ruang dari bagian bawah. Jika timbul  warna  hitam  dari  bagian  bawah  dan sepanjang  garis  inokulasi  media  berarti  terjadi pembentukan H2S.(BKITP, 2016).
 Uji Gram Pewarnaan Gram bertujuan untuk membedakan  bakteri  Gram  positif  dan  Gram negatif.  Pewarnaan  Gram  merupakan  salah  satu teknik  pewarnaan  yang  diferensial.  Cara kerjanya  yaitu,teteskan  akuades  steril  di  atas objek  glass,  suspensikan  satu  ose  bakteri  pada aquades  di  atas  objek  glasstersebut.  Fiksasidi atas  apibunsen,  setelah  itu  diwarnai  dengan meneteskan  Gram  A  (gentian  violet)  hingga menutupi suspensi dan didiamkan selama 1(satu) menit  kemudiandibilas  dengan  air  mengalir  dan dikeringkan.  Gram  B  (lugol  iodin)  diteteskan hingga  menutupi  suspensi bakteri dan  dibiarkan selama 1(satu) menit, buang pewarnaan Gram B (tidak  perlu  dibilas  dengan  air  mengalir). Kemudiantetesi dengan Gram C (etanol; aseton), setelah  itu  dibilas dengan  air  mengalir  dan dikering  anginkan.Gram  D  (safranin)  diteteskan hingga  suspensi  bakteri  tertutupi  dan  dibiarkan selama  2  (dua)  menit  kemudian  dicuci  dengan air  mengalir  lalu  dikering  anginkan.  Hasilnya dilihat  dibawah  mikroskop  dengan  perbesaran 100x,  jika  preparat  berwarna  biru  atau ungukristal maka termasuk Gram positif, apabila preparat  berwarna  merahmaka  termasuk  Gram negatif (BKITP, 2016).

##  Uji Katalase
Uji katalase bertujuan untuk mengetahui sifat bakteri dalam menghasilkan enzim katalase. Cara kerjanya, yaitu larutan H2O2 3% diteteskan  pada  objek  glass,  kemudian  ambil satu  koloni  bakteri  lalu  celupkan  ke  dalam larutan  H2O2  3%  dengan  tusuk  gigi  steril. Pengamatan dilakukan dengan melihat gelembung  udara  (busa)  dalam  waktu  ±3  detik maka  katalase positif  (+),  jika  tidak  timbul gelembung udara (busa) maka katalase negative (-).(BKITP, 2016).

##  Uji Oksidase
Uji oksidasebertujuan untuk mengetahui ada  tidaknya  enzim  oksidase  pada  bakteri.  Cara kerjanya,  yaitu  ambil  potongan  kertas  oksidase dan  oleskan pada  sediaan  bakteri  murni,  di tunggu  sampai  30  detik.Hasil  positif  didapat apabila  paper  oxidase  berubah  warna  ungu  dan hasil  negatif  apabila  paper  oxidase  tetap berwana putih atau tidak ada perubahan.(BKITP, 2016).
 Uji Motility Indole, Ornithin

## Dekarbosilalase (MIO)
Uji  MIO  ornithine  bertujuan  untuk mengetahui kemampuan enzimatik bakteri untuk mengkarboksilase  ornithin  menjadi  bentuk amine,  dan  uji  MIO  indole  bertujuan  untuk mengetahui  produksi  indol  dari  tryptophane. Cara  kerjanya,  yaitu  tusukan  kultur bakteri murni  pada  bagian  media  MIO  dengan  posisi tegak lurus. Setelah diinkubasi selama 18-24 jam dengan  suhu  27-30°C  media  ditetesi  dengan larutan  Kovacs  melalui  pinggir  tabung  sampai terlihat  bentuk  cincin  di  bagian  atas  indol. Pengamatan dilakukan dengan melihat perubahan  warna  media.  Hasil  MIO  motil, bakteri  tumbuh  menyebar  dari  tusukan  dan media  menjadi  keruh  dan  permukaan  bayak bakteri (terlihat warna putih). Non motil, bakteri hanya tumbuh pada garis tusukan. Sedangkan uji MIO  indole  dengan  menetesi media  MIO dengan  Kovacs  Indole,  jika  hasil  membentuk cincinberwarna  merah  Indol  positif  (+),  jika tidak  berbentuk  cincin  berwarna  merah,  indol negatif  (-).Uji  Ornithin  Dekarbosilalase  jika media  MIO  berwarna  tetap  ungu  atau  semu ungu,  ornithine  positif  (+),  jika  MIO  berwarna kuning, ornithine negatif (-).(BKITP, 2016).
 Uji Oksidatif/Fermentatif(O/F)
Uji oksidatif/fermentatif (O/F) bertujuan untuk mengetahui kemampuan bakteri memecah karbohidrat  (glukosa)  dalam  keadaan  aerob (oksidatif)  atau  anaerob  (fermentatif).  Cara kerjanya,  yaitu  ambil  kultur  bakteri  murni dengan  jarum  ose  steril,  tusukan  ke  dalam  2 (dua)  tabung.  Tabung  pertama  ditutup  dengan parafin cair steril, tabung yang satu tidak ditutup parafin.  Pengamatan  dilakukan  dengan  melihat warna  tabung setelah  diinkubasi  selama  18-24 jam dengan suhu 27-30°C. Hasil fermentatif (F), jika  kedua  media  berubah  warna  menjadi kuning,  sedangakn  bersifat  oksidatif  (O),  jika perubahan  warna  menjadi  kuning  hanya  pada media  tanpa  parafin  cair.  Bersifat  Non  Reaksi (NR),  jika  tidak  terjadi  perubahan  pada  kedua tabung  media  O/F  tersebut  (tetap  berwarna hijau). (BKITP, 2016).
 Uji Fermentasi Karbohidrat Glukosa
Uji  glukosa  bertujuan  untuk  melihat kemampuan  bakteri  memfermentasi  glukosa,
yang  ditandai  dengan  terjadinya  perubahan warna media dari merah menjadi kuning disertai atau  tidak  gas  CO2.  Cara  kerjanya,  yaitu  ambil kultur  bakteri  murni  dengna  jarum  ose  steril, inokulasi  ke  dalam  media  glukosa.  Pengamatan dilakukan dengan melihat perubahan warna pada media  setelah  diinkubasi  selama  18-24  jam dengan  suhu  27-30°C.  Jika  warna  media berubah  dari  orange  menjadi  kuning  bersifat asam  (A)  berarti  positif  (+),  jika  warna  media berubah  orange  menjadi  merah  bersifat  alkali berarti negatif (-).(BKITP, 2016).
Uji Kepastian
(Confirmastory
tests) Edwardsiella tarda
 Uji Urease
Untuk mengetahui apakah bakteri mampu  menghasilkan  enzim  urease,  enzim urease  akan  mengubah  urea  menjadi  amoniak (basa). Cara kerjanya, yaitu ambil kultur bakteri murni  dengan  jarum  ose  steril,  gores  ke  dalam media Urea Agar. Pengamatan dilakukan dengan melihat  perubahan  warna  pada  media  setelah diinkubasi  selama  18-24  jam  dengan  suhu  27- 30°C.  Jika  media  berubah  warna  dari  peach menjadi  merah  muda  berarti  positif  (+),  jika media berubah warna dari peach menjadi kuning berarti negatif (-).(BKITP, 2016).

##  Uji Simmon’s Citrate
Uji  Simmon’s  Citrate  bertujuan  untuk melihat kemampuan bakteri dalam memanfaatkan  citrate  sebagai  sumber  karbon. Cara  kerjanya  dimulai  dengan  ambil  kultur bakteri  murni  dengan  jarum  ose  steril,  gores  ke dalam  media  Simmon’s  Citrate.  Pengamatan dilakukan dengan melihat perubahan warna pada media  setelah  diinkubasi  selama  18-24  jam dengan  suhu  27-30°C.  Pengamatan  dilakukan pada  perubahan  warna  media,  apabila  warna media  berubah  dari  warna  hijau  menjadi  biru atau  hitam  maka  positif  (+).  Sedangkan  apabila tidak  terjadi  perubahan  warna  maka  negatif  (- ).(BKITP, 2016).
 Uji Lysine Iron Agar(LIA)
Uji  LIA  bertujuan  untuk  mengetahui apakah  bakteri memproduksi  lysine.  Cara kerjanya  dimulai  dengan  mengambil  bakteri murni  dengan  jarum  ose  steril,  tusuk  pada
bagian butt (tegak) kemudian gores pada bagian slunt  (miring)  pada  media  Lysine  Iron  Agar. Pengamatan dilakukan dengan melihat perubahan  warna  pada media  setelah  diinkubasi selama  18-24  jam  dengan  suhu  27-30°C. Hasilnya  jika  bagian  tusukan  dan  goresan berwarna  ungu  (alkali)  berarti  positif  (+), dengan atau tanpa H2S. Bagian tegak diselimuti warna hitam dari H2S yang hanya memproduksi pada  kondisi  alkali.  Jika  bagian  tusukan berwarna  kuning  dan  goresan  berwarna  ungu atau  bagian  tusukan  dan  goresan  berwarna kuning berarti negatif (-).(BKITP, 2016).
 Uji Methyl red(MR)/Voges-proskover(VP) Uji  MR  bertujuan  untuk  mengetahui kemampuan  bakteri  memfermentasi glukosa untuk  menghasilkan  asam,  sedangkan  uji  VP bertujuan  untuk  mendeferminasi  bakteri  yang mampu  menghasilkan  acetyl  carbinol  (aceton) dari fermentasi glukosa. Cara kerjanya, yaituambil kultur bakteri murni dengan mengambil steril, inokulasikan ke dalam tabung MRVP. Selanjutnya  diinkubasi  selama  18-24 jam  dengan  suhu  27-30°C.  Media  MRVP  yang sudah  ditumbuhi  bakteri  di  tuang  menjadi  2 (dua) bagian yang sama. 1 (satu) bagian untu uji MR  (Methyl  Red) ditetesi  dengan  Reagen  MR, dengan  hasil  jika  warna  media menjadi  merah berarti  positif  (+),  jika  warna  media  menjadi kuning  berarti  negatif  (-).  1  (satu)  bagian  lagi ditetesi  dengan  Reagen  VP  Barrits  dengan perbandingan bagian sebagai berikut: VP 1 (α – naphthol): VP  2  (KOH  40%)  =  1  :  ½  :  ¼, dikocok  atau  di  biarkan  sekitar  10  menit.  Jika media  menjadi  merah  berarti  positif  (+),  jika media  menjadi  perunggu  berarti  negative  (- ).(BKITP, 2016).
 Uji Fermentasi Karbohidrat Lain:
Maltosa,  Manitol,  Sorbitol,  Arabinosa,
Trehalosa dan Xylosa
Uji fermentasi Karbohidrat ini dilakukan untuk mengetahui kemampuan bakteri melakukan  fermentasi  karbohidrat.  Caranya yaitu dengan ambil kultur bakteri murni dengan jarum  ose  steril,  inokulasikan  ke  dalam  media fermentasi karbohidrat tersebut.Pengamatan dilakukan dengan melihat perubahan warna pada media  setelah  diinkubasi  selama  18-24  jam dengan  suhu  27-30°C.  Jika  warna  berubah  dari
orange menjadi kuning bersifat asam (A) berarti positif  (+),  jika  warna  media  berubah  dari orange  menjadi  merah  bersifat  alkali  (A)  berati negatif  (-).(BKITP, 2016).
3.4. Penyiapan Suspensi Bakteri E. tarda Setelah yakin bahwa isolat bakteri yang digunakan  adalah  E.  tarda,  maka  selanjutnya dilakukan  penyiapan  suspensi  bakteri  E.  tarda. Pembuatan  suspensi  bakteri  dimulai  dengan meremajakan  stok  kultur  bakteri  E.  tarda  dalam media  TSA.  Selanjutnya  agar  tidak  terjadi kontaminasi  diletakkan  dalam  laminar  air  flow selama  18-24  jam  dengan  suhu  27-30°C. Selanjutnya  beberapakoloni  bakteri  diambil menggunakan  ose  steril,  kemudian  dicampur dengan  NaCl  fisiologis  sebanyak  10  ml  dan dihomogenkan  dengan  cara  divortex  sampai didapat  kekeruhan  yang  sama  dengan  suspensi standart Mc Farland 0.5 (1,5x108 CFU/ml).
Suspensi standart Mc Farland 0.5 dibuat dengan  mencampurkan  0,05  ml  larutan  barium klorida (BaCl2) dan 9,95 ml larutan asam sulfat (H2SO4) (Baronet al.1994). Penggunaan  jumlah bakteri 1,5x108 CFU/ml karena bakteri E. tarda menginfeksi  channel  catfish  pada  konsentrasi 108 CFU/ml (Andriyanto dkk, 2009).
3.5. Penentuan Minimum Inhibitor Concentration (MIC) Minimum Inhibitor Concentration adalah  konsentrasi  minimum  dari  suatu  bahan yang mengandung
zat atau senyawa mikroorganisme. MIC bertujuan untuk menentukan dosis terendah yang dapat menghambat  patogen  dengan  jumlah  paling tinggi.  Tahap  pelaksanaan  uji  MIC  dimulai dengan memasukkansuspensi E. tarda yang telah disetarakan  dengan  Mc  Farland  0.5  sebanyak  1 mlke  dalam25  tabung  yang  sudah berisi  ekstrak daun kelor dengan berbagai konsentrasi. Tabung kontrol  positif  berisi  1mlDMSO  10%  dan  1  ml suspensi  kuman.  Tabung  kontrol  negatif  berisi 1ml  ekstrak  daun  kelor  dan  1  ml  DMSO  10%. Kemudian  seluruh  tabung  dihomogenkan  dan diinkubasi  selama  18-24  jam  dengan  suhu 27-30°C.  Selanjutnya  dilakukan  pengamatan seluruh tabung reaksi terhadap kekeruhan media secara visual.
3.6. Penentuan Minimum Bacterial Concentration (MBC)
Setelah  dilakukan  uji  MIC,  kemudian dilakukan uji MBC untuk mengetahui pertumbuhan  bakteri.  Caranya,  yaitu  satu  ose dari masing-masing pengenceran tabung diambil,  kemudian  diinokulasikan  pada  media TSA  dalam  cawan  petri.  Setelah  diinkubasi selama  18-24  jam  dengan  suhu  27-30°C, pertumbuhan  bakteri  pada  media  TSA  diamati. Hasil  negatif  ditunjukkan  apabila  pada  media TSA masih terlihat adanya pertumbuhan bakteri, sedangkan  apabila  tidak  ada  pertumbuhan bakteri  berarti  ekstrak  daun  kelor  menunjukkan hasil positif atau bersifat bakterisidal karena zat tersebut  mampu  membunuh  bakteri  (Forbes  et al. 1997).
3.7. Parameter Uji
Parameter uji yang diukur pada penelitian  ini  adalah  konsentrasi  pengenceran terendah dari ekstrak daun kelor yang menghambat  pertumbuhan  dan  membunuh bakteri E. tarda.
4. Analisis Data Data  hasil  penelitian  dianalisa  dengan menggunakan Minimum Inhibitory
Concentartion (MIC) dan Minimum Bactericidal Concentration  (MBC)  yaitu  dengan 5  perlakuan dan 5 kali ulangan.

## Hasil dan Pembahasan
Hasil  pengamatan  Minimum  Inhibitor Concentration (MIC) pada penelitian Konsentrasi  Minimum  Ekstrak Daun  Kelor (Moringa  oleifera)  Terhadap  Pertumbuhan Bakteri    Edwardsiella  tarda  Yang  Menginfeksi Ikan  Lele  Sangkuriang  (Clarias  Gariepinus) Secara In Vitro disajikan pada tabel berikut ini.
Tabel 2. Hasil Pengamatan Uji MIC secara visual
Konsentrasi Ektrak
Daun Kelor (%) Ulangan I Ulangan II Ulangan III Ulangan IV Ulangan V 50 Keruh Keruh Keruh Keruh Keruh 40 Keruh Keruh Keruh Keruh Keruh 30 Keruh Keruh Keruh Keruh Keruh 20 Keruh Keruh Keruh Keruh Keruh 10 Jernih Jernih Jernih Jernih Jernih Kontrol (+) Jernih Jernih Jernih Jernih Jernih Kontrol (-) Keruh Keruh Keruh Keruh Keruh
Keterangan: Jernih =  Transisi  dari  warna  coklat  pekat ke warna yang jernih Keruh =  Dominasi  warna  ekstrak  daun kelor (coklat pekat)
Kontrol (+) =Bakteri  E.  tarda  dan  DMSO  10%
(jernih)
Kontrol (-) =Ekstrak  daun  kelor  dan  DMSO 10% (coklat pekat)
Minimum
Inhibitor Concentration (MIC)  merupakan suatu cara untuk  menentukan konsentrasi  anti  bakteri  terendah  yang  mampu menghambat pertumbuhan bakteri (Forbes et al. 1997). Hasil pengamatan secara visual pada uji Minimum Inhibitor Concentration (MIC) menunjukkan  bahwa  pada  konsentrasi  50% hingga  konsentrasi  20%  menunjukkan  warna coklat  keruh.  Konsentrasi  10%  warna  coklat semakin memudar, karena konsentrasi ekstraknya semakin sedikit.
Hasil pengamatan uji Minimum Inhibitor  Concentration  (MIC)    sulit  untuk dievaluasi,  sehingga  tidak  dapat  ditentukan konsentrasi  minimum  ekstrak  daun  kelor  yang dapat  menghambat  pertumbuhan  bakteri  E. tarda.  Hal  ini  disebabkan  karena  hasil  dari pengenceran  pada  konsentrasi  50%  sampai dengan  10%  menunjukkan  kekeruhan  yang disebabkan oleh warna dasar ekstrak daun kelor yaitu coklat pekat.
Hasil pengamatan uji Minimum Bactericidal Concentration (MBC) pada penelitian  Konsentrasi  Minimum  Ekstrak  Daun Kelor (Moringa oleifera) Terhadap Pertumbuhan Bakteri    Edwardsiella  tarda  Yang  Menginfeksi Ikan  Lele  Sangkuriang  (Clarias  Gariepinus) Secara In Vitro disajikan pada tabel berikut ini.
Tabel 3. Hasil pengamatan uji MBC
Keterangan: + = Ada pertumbuhan koloni bakteri - = Tidakada pertumbuhan koloni bakteri Kontrol (+) = Bakteri E. tarda dan DMSO 10% Kontrol  (-) =  Ekstrak  daun  kelor dan  DMSO 10%
Minimum  Bactericidal  Concentration (MBC)  merupakan  konsentrasi  antibakteri  yang mampu  mencegah  pertumbuhan  bakteri  setelah dibiakkan  ke  media  yang  bebas  zat  antibakteri (Gillespie,  1994).  Pada  metode  Minimum Bactericidal  Concentration  (MBC) seluruh suspensi  dalam  tabung  uji  Minimum Inhibitor Concentration  (MIC) ditanamkan  pada  media TSA.
Pada Tabel 3 dapat dilihat pada ulangan pertama  sampai  ketiga  ekstrak  daun  kelor  pada konsentrasi  50%  sampai  20%  tidak  terdapat pertumbuhan koloni bakteri E. tarda, sedangkan pada  konsentrasi  10%  terdapat  pertumbuhan koloni  bakteri  E.  tarda. Berdasarkan  hasil tersebut  ekstrak  daun  kelor  mempunyai  daya antibakteri  terhadap  bakteri  E.  Tarda  pada konsentrasi  50%  sampai  dengan  konsentrasi 20%  dengan  konsentrasi  minimum yang  dapat membunuh  bakteri E.  Tarda  adalah  konsentrasi 20%. Sedangakan konsentrasi 10% ekstrak daun kelor tidak bersifat bakteri sidal terhadap bakteri E.  tarda  yang  ditandai  dengan  pertumbuhan koloni bakteri E. tarda pada media.
Hasil kontrol negatif (1 ml ekstrak daun kelor dan 1 ml DMSO 10%), tidak menunjukkan adanya pertumbuhan koloni bakteri E. tarda dan tidak  ada  pertumbuhan  koloni  bakteri  lain  pada media.  Dapat  disimpulkan  bahwa  tidak  terjadi kontaminasi selama perlakuan pemberian ekstrak daun kelor.
Hasil uji Minimum Bactericidal Concentration (MBC) pada kontrol positif (1 ml suspense bakteri E. tarda 1,5x108CFU/ml dan 1 ml  DMSO  10%),  menunjukkan  pertumbuhan koloni  bakteri  E.  tarda.  Hal  ini  menunjukkan suspensi  bakteri  E.  tarda  1,5x108CFU/ml  yang digunakan  untuk  semua  ulangan  1,  2,  3,  4  dan ulangan 5, berada dalam kondisi hidup.
Minimum Inhibitory Concentration (MIC)  bertujuan  untuk  mengetahui  konsentrasi terendah  zat  antibakteri  dalam  menghambat pertumbuhan bakteri dan uji Minimum Bactericidal  Concentration  (MBC)    bertujuan
Konsentrasi Ektrak Daun Kelor (%) Ulangan I Ulangan II Ulangan III Ulangan IV Ulangan V 50 - - - - - 40 - - - - - 30 - - - - - 20 - - - - - 10 + + + + +
Kontrol (+) + + + + + Kontrol (-) - - - - -
untuk  mengetahui  konsentrasi  terendah  zat antibakteri  dalam  membunuh  bakteri.  Semua perlakuan  yang  diberikan  dalam  keadaan terkontrol,  seperti  saat  proses  pengenceran berseri  ekstrak  daun  kelor  dan  saat  proses pemberian suspensi  bakteri  E.tarda  tepat  dalam jumlah  yang  sama,  penggunaan  media  yang tepat, tidak terjadi kontaminasi serta tidak terjadi penurunan suhu selama proses inkubasi.
DMSO  10%  digunakan  sebagai  pelarut sampel dan kontrol. Hal ini dikarenakan DMSO merupakan salah satu pelarut yang sangat polar, sehingga mampu melarutkan air ataupun pelarut polar  yang  lain.  Selain  itu DMSO  tidak  bersifat racun,  sehingga  tidak  mengganggu  hasil pengamatan  pengujian  aktifitas  antibakteri (Vignes,  2000).  Hal  ini  dibuktikan  dari  hasil penelitian yang menunjukkan adanya pertumbuhan  bakteri  E.  tarda  pada  control positif  (1  ml  suspensi  bakteri  E.  tarda 1,5x108CFU/ml dan 1 ml DMSO 10%).
Hasil pengamatan uji Minimum Inhibitory
Concentration (MIC) pada konsentrasi  50%  sampai  20%  menunjukkan warna  coklat  keruh  yang  disebabkan  oleh dominasi  warna  coklat  pekat  dari  ekstrak  daun kelor.  Konsentrasi  10%  warna  coklat  semakin memudar, karena konsentrasi ekstraknya semakin sedikit.
Hasil  dari  uji  Minimum  Inhibitory Concentration (MIC)  belum dapat menunjukkan daya hambat ekstrak daun kelor terhadap bakteri E.  tarda.  Hal  ini  dikarenakan  warna  keruh  yang dihasilkan  merupakan  dominasi  dari  warna ekstrak  daun  kelor  yaitu  coklat  pekat,  sehingga tidak diamati pertumbuhan bakteri pada media.
Hasil pengamatan uji MBC ekstrak daun kelor  pada  konsentrasi  50%,  40%,  30%,  dan 20%  bersifat  bakterisidal  yang  ditandai  dengan tidak  terlihat  pertumbuhan  koloni  bakteri  E. tarda  pada  media.  Hal  ini  disebabkan  karena senyawa  antibakteri  flavonoid,  saponin  dan minyak atsiri  yang  terkandung  dalam  ekstrak daun  kelor  mampu  mematikan  seluruh  bakteri yang  terdapat  pada  media.  Ekstrak  daun  kelor pada konsentrasi 10% masih terdapat pertumbuhan bakteri pada media TSA. Gillespie (1994)  mengemukakan  bahwa  zat  antibakteri bersifat  bakterisidal  ditandai  dengan  tidak adanya pertumbuhan koloni bakteri pada media.
Sifat  bakterisidal  pada  ekstrak  daun kelor  disebabkan  oleh  adanya  zat  antibakteri berupa  flavonoid  (Ray-Yu  et  al.2007),  saponin (Astuti,  2005  dalam  Analysa,  2007),  tanin (Vinothet al, 2012) dan minyak atsiri (Chuang et al,  2006).  Dari  beberapa  zat  anti  bakteri  diatas, flavonoid merupakan zat antibakteri yang paling banyak  terkandung  dari  hasil  ekstraksi  dengan menggunakan etanol 95% (Kasoloet al. 2010).
Flavonoid  dapat  mendenaturasi  protein sehingga menyebabkan aktifitas metabolisme sel bakteri berhenti karena semua aktifitas metabolisme  sel  bakteri  dikatalisis  oleh  suatu enzim  yang  merupakan  protein  (Trease  dan Evans 1978 dalam Rosilawati dkk, 2010). Selain itu  flavonoid  juga  mampu  melepaskan  energi tranduksi  terhadap  membran  sitoplasma  bakteri dan  mampu  menghambat  motilitas  bakteri (Mirzoeva et al. 1997 dalam Sabir, 2005).
Saponin dapat merusak membran sitoplasma pada bakteri yang tersusun oleh 60% protein  dan  40%  lipid  yang umumnya  bersifat fosfolipid  (Jaya,  2010).  Selain  itu  saponin  juga memiliki  molekul  yang  dapat  menarik  air (hidrofilik)  dan  molekul  yang  dapat  melarutkan lemak  (lipofilik)  sehingga  dapat  menurunkan tegangan permukaan sel yang akhirnya menyebabkan kehancuran kuman
(Dwidjoseputro,  1994  dalam  Rosilawati  dkk, 2010).
Secara  garis  besar  mekanisme  tanin sebagai  antibakteri  adalah  dengan    merusak membran  sel  bakteri,  senyawa  astrigent  tanin dapat menginduksi pembentukan ikatan senyawa kompleks  terhadap  enzim  atau  substrat  mikroba dan  pembentukan  suatu  ikatan  kompleks  tanin terhadap ion logam  yang dapat menambah daya toksisitas tanin itu sendiri (Akiyama et al., 2001 dalam Khunaifi, 2010).
Selain  mengandung  flavonoid,  saponin dan  tanin,  ekstrak  daun  kelor  juga  mengandung senyawa antibakteri minyak atsiri (Chuang et al, 2006).  Minyak  atsiri  yang  aktif  sebagai antibakteri  pada  umumnya  mengandung  gugus fungsi  hidroksil  (-OH)  dan  karbonil.  Turunan fenol  berinteraksi  dengan  sel  bakteri  melalui proses adsorbsi yang melibatkan ikatan hidrogen. Pada kadar rendah terbentuk kompleks protein  fenol  dengan  ikatan  yang  lemah  dan segera  mengalami  peruraian,  diikuti  penetrasi fenol  ke  dalam  sel  dan  menyebabkan  prespitasi
serta denaturasi protein. Pada kadar tinggi fenol menyebabkan koagulasi protein dan sel membran  mengalami  lisis  (Parwata  dan  Dewi, 2008).
Secara umum mekanisme kerja suatu zat antibakteri  dapat  diduga  dengan  meninjau struktur  serta  komposisi  sel  bakteri  tersebut. Suatu sel hidup yang normal memiliki sejumlah besar  enzim  yang  melangsungkan  proses-proses metabolik  dan  juga  protein  lainnya,  asam nukleat  serta  senyawa-senyawa  lain.  Membran semipermeable mempertahankan integritas kandungan  selular,  membran  tersebut  secara selektif mengatur keluar masuknya zat antara sel dengan  lingkungan  luar.  Membran  ini  juga termasuk  tempat  terjadinya  beberapa  reaksi enzim.  Dinding  sel  tidak  hanya  merupakan pelindung  bagi  sel,  akan  tetapi  juga  berperan dalam proses fisiologis tertentu. Kerusakan pada salah  satu  komposisi  sel  bakteri  tersebut  dapat mengawali  terjadinya  perubahan  yang  menuju pada  matinya  sel  bakteri  (Pelzcar  dan  Chan, 2009).

## Kesimpulan
Hasil  penelitian  Konsentrasi  Minimum Ekstrak Daun Kelor (Moringa oleifera) Terhadap  Pertumbuhan  Bakteri    Edwardsiella tarda  yang  Menginfeksi  Ikan  Lele  Sangkuriang (Clarias  Gariepinus)    Secara  In  Vitro  dapat disimpulkan sebagai berikut :
Pemberian ekstrak daun kelor (Moringa oleifera) dapat menghambat pertumbuhan bakteri Edwardsiella  tarda  yang  di  ambil  dari  ikan  lele sangkuriang (Clarias Gariepinus).
Konsentrasi ekstrak dau kelor (Moringa oleifera) 20%,  30%,  40%  dan  50%  dapat  menghambat bakteri Edwardsiella tarda.
Pada  konsentrasi  ekstrak  dau  kelor  (Moringa oleifera) 10% bakteri Edwardsiella tarda  masih tumbuh dengan baik.

## Daftar Pustaka
Analysa,  L.  2007.  Efek  Penggunaan  Tepung Daun  Kelor  (Moringa  oleifera)  Dalam Pakan  Terhadap  Berat  Organ  Dalam, Glukosa  Darah  Dan  Kolesterol  Darah Ayam  Pedaging.  Skripsi.  Universitas Brawijaya Malang. hal. 8, 11.
Andriyanto,  S.,  Haririah.,  Y.  Yulianti.,  S.  H.  I. Purnomo.,  S.  T.  Astuti.,  Nurlaila.,  T.
Samudro.,  dan  B.  P.  Priosoeryanto.  2009. Deteksi Edwardsiella tarda Secara Imunohistokimia Pada Ikan Patin (Pangasius  pangasius).  Indonesia  Journal of  Veterinary  Science  and  Medicine.  hal. 7-8. Balai  Karantina  Ikan  Kelas  I  Surabaya  II (BKITP). 20016. Prosedur Kerja Laboratorium Bakteriologi. Balai Karantina  IkanKelas  I  Surabaya  II. Surabaya. hal. 3-7.
Balai  Uji  Standart  Karantina  Ikan  (BUSKI). 2009. Laporan Uji Coba: Deteksi Edwardsiella tarda Dengan Metode Fluorescent  Antibody  Technique  (FAT). Balai  Uji  Standar  Karantina  Ikan.  Pusat Karantina Ikan. Departemen Kelautan dan Perikanan. Jakarta. hal. 4-5.
Chuang,  P.,  Lee,  W.,  Chou,  j.,  Murungan,  M., Shieh, B. And Chen, H. 2006. Anti-fungal Activity  of  Extracts  and  Essential  Oil  of Moringa  oleifera  Lam.  Institute  of Bioabricultural Sciences. Academia Sinica.  Bioresource  Technology  98.  pp. 233.
Feriyanto.  N.  2009.  Uji  Aktivitas  Antibakteri Minyak  Atsiri  Kulit  Buah  Jeruk  Keprok (Citrus nobilis L) Terhadap Staphylococcs dan  Escherichia  coli.  Fakultas  Farmasi Universitas  Muhammadiyah  Surakarta. Surakarta. hal. 1.
Janda. J. M., S. L. Abbott., S. Kroske-Bystrom., W.  K.  W.  Cheung.,  C.  Powers.,  R.  P. Kokka., and K. Tamura. 1991. Pathogenic Properties of Edwardsiella tarda Species. Journal of Clinical Microbiology. Vol. 29, No. 9. pp. 1997.
Jaya,  A.  M.  2010.  Isolasi  Dan  Uji  Efektifitas Antibakteri  Senyawa  Saponin  Dari  Akar Putri  Malu  (Mimosa  pudica).  Skripsi. Fakultas  Sains  Dan  Teknologi.  UIN Maulana Malik Ibrahim. hal. 64.
Kasolo,  J.  N.,  G.  S.  Bimenya.,  L.  Ojok.,  J. Ochieng  and  J.  W.  Ogwal-Okeng.  2010. Phytochemical  And  Uses  Of  Moringa oleifera Leaves In Uganda Rural Communities.  Journal  Of  Medicinal Plants Research Vol. 4(9). pp. 754, 756.
Khunaifi,  M.  2010.  Uji  Aktivitas  Antibakteri
Ekstrak Daun Binahong (Anredera cordifolia (Ten.) Steenis) Terhadap
Bakteri Staphylococcus aureus Dan Pseudomonas aeruginosa. Skripsi. Fakultas Sains Dan Teknologi. Universitas Islam Negeri Malang Maulana Malik Ibrahim. Malang. hal. 18-19.
Mariyono  dan  A.  Sundana.  2002.  Teknik
Pencegahan  dan  Pengobatan  Penyakit Bercak  Merah  pada  Ikan  Air  Tawar  yang Disebabkan  oleh  Bakteri  Aeromonas hydrophila. Buletin Teknik Pertanian Vol.
7 No. 11. Subang. hal. 33.
Navie.  S.,  and  S.  Csurhes.  2010.  Weed  Risk Assessment  Horseradish  Tree  (Moringa oleifera). Biosecurity Queensland. Department  of  Employment,  Economic Development  and  Innovation.  Brisbane. pp. 12. Oluduro. A. O. 2012. Evaluation of
Antimicrobial  Properties  and  Nutritional Potentials  of  Moringa  oleifera  Leaf  in South-Western Nigeria. Malaysian Journal  of  Microbiology.  Vol  8  (2).  pp. 62. Parwata,  I.  M.  O.  A.,  dan  P.  F.  S.  Dewi.  2008. Isolasi  Dan  Uji  Aktivitas  Antibakteri
Minyak  Atsiri  Dari  Rimpang  Lengkuas
(Alpinia  galanga L.).  Jurusan  Kimia FMIPA  Universitas  Udayana.  Bukit Jimbaran. hal. 101.
Pressley. M. E., P. E. Phelan III., P. E. Witten., M.  T.  Mellon.,  and  C.  H.  Kim.  2005. Pathogenesis  and  Inflammatory  Response to  Edwardsiella  tarda  Inection  in  the Zebrafish. Developmental and Comporative Immunology. pp. 502.
Savan.  R.,  A.  Igarashi.,  S.  Matsuoka.,  and  M.
Sakai. 2003. Sensitive and Rapid Detection of Edwardsiellosis in Fish by a
Loop-Mediated  Isothermal  Amplification Method.  Applied  and  Environmental
Microbiology. Vol. 70, No.1. pp. 621.
Suprayogi. 2006. Efektivitas Antibiotika Tetraxycillin Terhadap Edwardsiella tarda Yang  Ditularkan  Pada  Ikan  Karper (Cyprinus  carpio  L.).  Tesis.  Program Pascasarjana.  Universitas  Gadjah  Mada. Yogyakarta. hal. 8.
Wijono,  S.  H.  2003.  Isolasi  Dan  Identifikasi Flavonoid  Pada  Daun  Katu  (Sauropus androgynus (L.) Merr). Makara Sains Vol. 7. No. 2. hal. 63.