"細胞膜透過性物質と、細胞膜非透過性物質とを含んでなる、細胞のガラス化保存液であって、細胞膜透過性物質の含有量が30~50体積であり、細胞をガラス化保存液に懸濁したときに細胞の細胞膜に生ずる全浸透圧のうち、細胞膜非透過性物質に起因して生じる浸透圧が280mOsm以上となるものである、細胞のガラス化保存液。細胞膜透過性物質が、エチレングリコールEG、プロピレングリコールPG、1,3-プロパンジオール1,3-PD、ブチレングリコールBG、イソプレングリコールIPG、ジプロピレングリコールDPG、グリセリン、およびジメチルスルホキシドDMSOからなる群より選択される1種または2種以上のものである、請求項1に記載の細胞のガラス化保存液。細胞膜透過性物質が、エチレングリコールEG、プロピレングリコールPG、およびジメチルスルホキシドDMSOからなる群より選択される1種または2種のものである、請求項1または2に記載の細胞のガラス化保存液。細胞膜非透過性物質が、塩化ナトリウム、塩化カリウム、リン酸水素二ナトリウム、リン酸二水素カリウム、単糖類、二糖類、三糖類、多糖類、糖アルコール、フィコール、ポリエチレングリコール、ポリビニルアルコール、およびポリビニルピロリドンからなる群より選択される1種または2種以上のものである、請求項1~3のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。細胞膜非透過性物質が、塩化ナトリウム、塩化カリウム、リン酸水素二ナトリウム、およびリン酸二水素カリウムからなる群より選択される生理環境調整物質と、トレハロース、およびスクロースからなる群より選択されるガラス化促進物質とを含んでなる、請求項1~4のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。細胞膜非透過性物質が、保存液における濃度として0.2M~1Mのトレハロースを含んでなる、請求項1~5のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。不凍タンパク質、およびセリシンからなる群より選択される氷晶成長抑制物質をさらに含んでなる、請求項1~6のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。多能性幹細胞のガラス化保存に用いられる、請求項1~7のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。霊長類ES細胞または霊長類iPS細胞のガラス化保存に用いられる、請求項1~8のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液。請求項1~9のいずれか一項に記載の細胞のガラス化保存液に、細胞を懸濁した後、細胞を含むガラス化保存液を、液体窒素によって急速冷却しガラス化することを含んでなる、細胞のガラス化方法であって、細胞をガラス化保存液に懸濁したときに細胞の細胞膜に生ずる全浸透圧のうち、細胞膜非透過性物質に起因して生じる浸透圧が280mOsm以上とする、方法。本発明を以下の実施例に基づいてさらに詳細に説明するが、本発明はこれらに限定されるものではない。特に断りのない限り組成を示すは体積を意味するものとする。実施例1:材料:細胞膜透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOエチレングリコールEGプロピレングリコールPGブチレングリコールBGイソプレングリコールIPGジプロピレングリコールDPGポリエチレングリコール400PEG使用した細胞:マウスES細胞D3株ATCCより入手コモンマーモセットES細胞CMES40株理研セルバンクより入手コモンマーモセットES細胞は実験動物中央研究所で佐々木らが樹立した細胞を理研セルバンクを通して入手、使用した。フィーダー細胞STO株理研セルバンクより入手使用した培地組成:1マウスES細胞維持培地KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製1000UmlLIF和光社製2コモンマーモセットES細胞維持培地KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製4ngmlbFGF和光社製ガラス化保存液の対照区DAP213:アセトアミド0.59gをKnockOutDMEM6mlに溶解後、フィルター滅菌した;DMSO1.42ml、PG2.2mlを添加した;KnockoutDMEMで10mlにメスアップした。ガラス化保存液の試験区:ミリQ400~800μl10×PBS100μl細胞膜透過性物質100~500μl計1000μl1-1細胞膜透過性物質のガラス化能の検討ガラス化保存液の毒性を大きく左右する細胞膜透過性物質の種類を検討した。ガラス化を促進する物質は多く知られているが毒性や変異原性を持たず細胞内へ浸透することが好ましい。これらの観点から化粧品原料として用いられている低分子量のジオール類に着目した。EGやPGなどいくつかのジオールは凍結保護剤としての使用実績があり、またこれらは肌に対する安全性が確認されており、細胞毒性が低いことが期待された。そこで、DMSOの他にEG、PG、BG、IPG、DPG、PEGの6種のジオールについてガラス化保存液としての性能を検討した。6種のジオールEG、PG、BG、IPG、DPG、PEGと、DMSOについて、10~50の溶液を調製し、液体窒素で急冷してガラス化することを確認した。具体的には、各細胞膜透過性物質の濃度が10、20、30、40、50となるようPBSに溶解し、ガラス化の判別を容易にするため少量のフェノールレッドにて着色した。調製後の溶液をクライオチューブに200μlずつ分注し、液体窒素に浸して急冷した。液体窒素中に5分以上浸し、温度を安定化させた後に1本ずつ取り出して観察した。結果は下記の通りであった。陰性対照であるPBSはガラス化せず、多結晶体として凍結した。多結晶体であることは結晶界面で光が散乱し、外観が不透明となることで確認した図省略。一方、陽性対照であるDAP213は全体が透明色を示し、ガラス状態であることが確認できた。また、温度上昇により不透明な結晶性固体へと相転移する様子が観察された。試験した全てのジオールとDMSOはいずれも40以上添加することでガラス化することが示された。なかでもPG、IPG、BG、DPGは30溶液でもガラス化することが確認された。1-2細胞膜透過性物質の細胞に対する影響1-2-1コモンマーモセットCMES細胞を用いた細胞毒性、分化影響調査細胞膜透過性物質のCMES細胞に対する影響を調べるためCMESの培地に各細胞膜透過性物質を2添加して培養し、コロニーの状態を観察した。具体的には、実験は下記の通りに行った:CMES細胞はEstablishmentofnovelembryonicstemcelllinesderivedfromthecommonmarmoset130413を参考にして培養した予めフィーダー細胞を接着させたφ35mmディッシュにCMES細胞を播種し、培地量の2に相当する細胞膜透過性物質を添加した。3日後に顕微鏡観察を行い、CMES細胞に対する増殖抑制、分化促進の有無を調べた。その結果、対照未添加、およびDAP213、DMSO、EG、PG、PEGではコロニー形態の性状は良好であった図省略。1-2-2マウスES細胞を用いたガラス化保存効率測定試験した7種の細胞膜透過性物質のうち、CMES細胞に対して分化促進効果の見られなかった4種DMSO、EG、PG、PEGを単独または1:1で組み合わせて細胞膜透過性物質の合計が40となるよう使用し各細胞膜透過性物質のガラス化保護作用を確認した。CMES細胞は細胞数の計数が困難であるため、試験にはマウスES細胞を用いた。ガラス化融解後のマウスES細胞を播種し、培養後の細胞の状態を顕微鏡観察により確認した。具体的には、実験は下記の通りに行った:マウスES細胞は定法に従って培養した回収したマウスES細胞は細胞数をカウントし、100万cells/tubeとなるよう1.5mlチューブに分注し、1500rpm、5分遠心した上清を除き、ガラス化保存液を200μl加えて懸濁した懸濁後、DAP213は15秒、試験液は60秒経過後に液体窒素に投入し、ガラス化させた5分以上静置し、温度を安定化させた液体窒素からチューブを取り出し、予め37°Cに加温した培地1800μlを加えて素早く懸濁して融解した懸濁液を一部サンプリングして細胞数をカウントしたカウント時、生細胞のトリパンブルーに対する選択的排出能を指標に生死を判別し生存率を算出した残りの細胞を24wellプレートに播種し、3日後の状態を顕微鏡にて確認した細胞膜透過性物質を単独で使用した場合、EGで最も多くのコロニーが観察され、次いでPGに多く見られた。DMSOでは僅かにコロニーが観察されたがPEGでは全ての細胞が死滅しコロニーは観察できなかった。細胞膜透過性物質を組み合わせた場合、DMSOEG、DMSOPG、DMSOPEG、EGPEGで多くのコロニーが観察された図省略。形態観察でコロニーが多数観察されたEG、DMSOEG、DMSOPG、DMSOPEG、EGPEGの5種について、ガラス化後の生存率を計測した。各細胞膜透過性物質の40溶液をPBSで調製し、マウスES細胞を懸濁して60秒静置後に液体窒素に投入してガラス化させた。融解後の生存率を測定したところDMSOPGで特に高い生存率を示した図4。細胞膜透過性物質としてDMSOを使用しないものの中ではEG単独が最も優れていたがDMSOPGに比べて生存率は大きく低下していた。実施例2:材料:細胞膜透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOプロピレングリコールPG使用した細胞:マウスES細胞D3株ATCCより入手可使用した培地組成:マウスES細胞維持培地:KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製1000UmlLIF和光社製ガラス化保存液:ミリQ500μl10×PBS100μlDMSO80~200μlPG200~320μl計1000μl試験液:DMSOとPGの含量は下表に従い合計濃度が40となるように調製DAP213:アセトアミド0.59gをKnockOutDMEM6mlに溶解後、フィルター滅菌した;DMSO1.42ml、PG2.2mlを添加した;KnockoutDMEMで10mlにメスアップした。2-1マウスES細胞のガラス化DMSOとPGの添加比率を変えた保存液を用いてマウスES細胞をガラス化し、融解後の生存率を比較した。試験区では細胞を懸濁してからガラス化するまでの時間を60秒とし、対照区はDAP213を用いて懸濁から15秒以内にガラス化した。具体的には、実験は下記の通りに行った:マウスES細胞は定法に従って培養した回収したマウスES細胞は細胞数をカウントし、100万cells/tubeとなるよう1.5mlチューブに分注し、1500rpm、5分遠心した上清を除き、ガラス化保存液を200μl加えて懸濁した懸濁後、DAP213は15秒、試験液は60秒経過後に液体窒素に投入し、ガラス化させた5分以上静置し、温度を安定化させた液体窒素からチューブを取り出し、予め37°Cに加温した培地1800μlを加えて素早懸濁して融解した懸濁液を一部サンプリングして細胞数をカウントしたカウント時、生細胞のトリパンブルーに対する選択的排出能を指標に生死を判別し生存率を算出した残りの細胞を24wellプレートに播種し、3日後の状態を顕微鏡にて確認した結果は図5に示されるとおりであった。DMSO含量を10まで減らしても生存率に影響しないが、8まで減らすと生存率の低下が見られた。従って現行品であるDAP213のDMSO含量14.2よりDMSO含量を低減できることが示された。実施例3:材料:細胞膜透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOプロピレングリコールPGアセトアミド使用した細胞:マウスES細胞D3株ATCCより入手可使用した培地組成:マウスES細胞維持培地:KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製1000UmlLIF和光社製DAP213:アセトアミド0.59gをKnockOutDMEM6mlに溶解後、フィルター滅菌した;DMSO1.42ml、PG2.2mlを添加した;KnockoutDMEMで10mlにメスアップした。DP23:KnockoutDMEMにDMSO1.42ml、PG2.2mlを添加して10mlにメスアップした3-1アセトアミドの有効性の検討アセトアミドを含むDAP213と、そこからアセトアミドのみを抜いたものDP23を用いて懸濁から15秒以内および60秒後にガラス化したマウスES細胞の生存率を測定した。具体的には、実験は下記の通りに行った:マウスES細胞は定法に従って培養した回収したマウスES細胞は細胞数をカウントし、100万cells/tubeとなるよう1.5mlチューブに分注し、1500rpm、5分遠心した上清を除き、ガラス化保存液を200μl加えて懸濁した懸濁後、DAP213は15秒、試験液は60秒経過後に液体窒素に投入し、ガラス化させた5分以上静置し、温度を安定化させた液体窒素からチューブを取り出し、予め37°Cに加温した培地1800μlを加えて素早懸濁して融解した懸濁液を一部サンプリングして細胞数をカウントしたカウント時、生細胞のトリパンブルーに対する選択的排出能を指標に生死を判別し生存率を算出した結果は図6に示されるとおりであった。15秒以内にガラス化した場合にはアセトアミドによる生存率の向上は認められず、60秒後においてはアセトアミドにより生存率が低下していた。実施例4:材料:ガラス化促進物質:D--グルコーススクロースD--マルトース一水和物D---フルクトースD--トレハロース二水和物D--ラフィノース五水和物エリスリトールキシリトールD-ソルビトールD---マンニトール細胞膜透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOガラス化保存液:ガラス化促進物質溶液300~500μlDMSO300μlPBS200~400μl計1000μl4-1ガラス化促進物質の検討細胞に対する毒性が低くガラス形成能に優れる糖および糖アルコール類10種についてガラス化促進物質としての性能を比較検討した。具体的には、実験は下記の通りに行った:ガラス化促進物質として以下の糖類を検討した:グルコース、スクロース、マルトース、フルクトース、トレハロース、ラフィノース、エリスリトール、キシリトール、ソルビトール、およびマンニトール。30DMSO/PBSにガラス化促進物質の濃度が0.3M、0.6Mとなるよう調製した。調製後の溶液をクライオチューブに200μlずつ分注し、液体窒素に浸して急冷した。液体窒素中に5分以上浸し、温度を安定化させた後に1本ずつ取り出して観察した。ガラス化しない濃度30のDMSO溶液に各種の糖/糖アルコール類を添加し、液体窒素中で急冷したところ、トレハロースおよびラフィノースを添加した場合には0.3Mの添加量で溶液がガラス化することが確認された図省略。しかしながら、ラフィノースは低温での溶解度が低く析出物を生じるおそれがあることからガラス化促進物質としてトレハロースが最も優れていると考えられた。実施例5:材料:細胞膜非透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOプロピレングリコールPGガラス化促進物質:Dトレハロース二水和物使用した細胞:マウスES細胞D3株ATCCより入手可使用した培地組成:マウスES細胞維持培地:KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製1000UmlLIF和光社製ガラス化保存液:下表に従って調整した。5-1トレハロースの添加効果試作した保存液でマウスES細胞を懸濁、60秒静置後にガラス化し、融解後の生存率を測定した。具体的には、実験は下記の通りに行った:マウスES細胞は定法に従って培養した回収したマウスES細胞は細胞数をカウントし、100万cells/tubeとなるよう1.5mlチューブに分注し、1500rpm、5分遠心した上清を除き、ガラス化保存液を200μl加えて懸濁した懸濁後、DAP213は15秒、試験液は60秒経過後に液体窒素に投入し、ガラス化させた5分以上静置し、温度を安定化させた液体窒素からチューブを取り出し、予め37°Cに加温した培地1800μlを加えて素早く懸濁して融解した懸濁液を一部サンプリングして細胞数をカウントしたカウント時、生細胞のトリパンブルーに対する選択的排出能を指標に生死を判別し生存率を算出した結果は図7に示されるとおりであった。トレハロースを添加した保存液でガラス化した細胞は約90の生存率を示した。ところが、トレハロースではなく塩PBSで浸透圧を調節した場合にもマウスES細胞は同様の高い生存率を示しており、ガラス化保存液の保存効率には浸透圧が大きく影響することが示された。しかし、塩をまったく添加せず、糖のみで浸透圧を調製した場合にはマウスES細胞の生存率は改善されず、ナトリウムイオンなどのように細胞内のイオンバランスを保つ環境も必要であることが示唆された。実施例6:材料:細胞膜非透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOプロピレングリコールPGアセトアミド使用した細胞:マウスES細胞D3株ATCCより入手可使用した培地組成:マウスES細胞維持培地:KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製1000UmlLIF和光社製ガラス化保存液:DAP213:6-1DAP213に対する浸透圧の影響浸透圧がガラス化のどの時点で細胞の生存率に影響を与えているのかを確認した。まず、上記の組成に従い、浸透圧の異なる3種の保存液DAP-A、DAP-B、DAP-Cを調製した。ここで、DAP-AはDAP213とほぼ同等の浸透圧となるようDAP213の基礎培地をPBSに置き換えて調製した。DAP-Bは細胞膜透過性物質による溶液の希釈を考慮し、塩の終濃度が生理的環境と等しくなるよう調製した。DAP-Cは塩の終濃度が生理的環境の2倍となるよう調製した。上記のDAP-A~CでマウスES細胞を懸濁し、ガラス化は行わずに90秒後にPBSで希釈して生存率を測定した。具体的には、実験は下記の通りに行った:マウスES細胞は定法に従って培養した回収したマウスES細胞は細胞数をカウントし、100万cells/tubeとなるよう1.5mlチューブに分注し、1500rpm、5分遠心した上清を除き、PBSおよび3種のDAP200μlで懸濁した氷上で90秒間静置した予め37°Cに加温したPBS1800μlを添加して懸濁したトリパンブルー染色により生細胞数を測定したカウント時、生細胞のトリパンブルーに対する選択的排出能を指標に生死を判別し生存率を算出した結果は図8に示されるとおりであった。DAP-BとDAP-Cではほぼ全ての細胞が生存していたが、DAP-Aでは約20の生細胞が減少していた。このことから、低浸透圧の保存液ではガラス化後の融解希釈時に細胞の生存率が低下することが示された。この時、DAP-Aでは生細胞が減少していたにも関わらず、トリパンブルー陽性となる死細胞はほとんど観察されなかった。このことから、死細胞は細胞膜が著しく損傷していることが示唆された。ガラス化保存液に用いられているDMSOやEG、PGはいずれも細胞膜を透過することができ、したがって平衡時の細胞の体積はこれら細胞膜透過性物質以外の溶質塩、糖、アミノ酸やタンパク質などによって決定される。この平衡化にかかる時間は、細胞の大きさや透過性物質の拡散係数によって異なるが、およそ1~5分であるといわれている。本試験では細胞を保存液に懸濁後60秒静置してからガラス化しており、比較的サイズの小さな細胞であるマウスES細胞はこの時点で平衡化が完了していると考えられる。本試験の結果、ガラス化保存液の浸透圧が保存効率に影響することが示され、保存効率と細胞体積の関係が示された。DAP213でガラス化後の細胞をトリパンブルーで染色して計数すると、生細胞数と死細胞数の合計が元の細胞数から大きく減少していることが多々ある。にもかかわらず、トリパンブルー陽性となる死細胞は極端に少ない。このことから、DAP213を用いて細胞をガラス化した際に細胞の生存率を低下させる主な原因は細胞の過膨張による細胞の破裂ではないかと考えられた。ガラス化保存液を高張にすると生存率が改善されるのは、ガラス化時の細胞の体積を小さくすることで細胞内の細胞膜透過性物質の量が抑えられ、融解希釈時に起こる細胞内への水の流入に耐えることができるためと考えられる。また、高濃度の細胞膜透過性物質を用いても静置後にガラス化した細胞の生存率が9割を超えたことから、従来言われていた細胞膜透過性物質の細胞毒性がほとんど影響していないことが示唆された。以上から、ガラス化保存液の保存効率は浸透圧に大きく左右され、保存液を高張にすることで生存率が大きく改善された。実施例7:材料:細胞膜非透過性物質:ジメチルスルホキシドDMSOエチレングリコールEGプロピレングリコールPG使用した細胞:コモンマーモセットES細胞CMES40株理研セルバンクより入手可フィーダー細胞STO株理研セルバンクより入手可使用した培地組成:コモンマーモセットESCMES細胞維持培地:KnockOutDMEMGIBCO社製20KnockoutSerumReplacementGIBCO社製01mM非必須アミノ酸01mM2メルカプトエタノールGIBCO社製2mMLグルタミンGIBCO社製4ngmlbFGF和光社製ガラス化保存液:アルカリホスファターゼALP染色:LeukocyteAlkalinephosphataseKitsigma86RAcetone37ホルムアルデヒドミリQ7-1コモンマーモセットES細胞に対する保存効果細胞膜透過性物質としてDMSOPGまたはEG、ガラス化促進物質としてトレハロースを用いた保存液でCMES細胞をガラス化し、融解後の生存率を調べた。マウスES細胞を用いた評価では、細胞膜透過性物質としてDMSOとPGの組み合わせが最も優れていたが、DMSOはES細胞に対する分化誘導能が報告されていることから、マウスES細胞で2番目に生存率の高かったEGについても同時に評価を行った。具体的には、実験は下記の通りに行った:CMES細胞はSTO細胞をフィーダーとし、定法に従って培養した試験前日に、定法に従ってφ35mmディッシュに100万cells/枚となるようSTOを播種した試験当日、STOの培地を1.5mlのCMES細胞維持培地に交換してインキュベートしたCMES細胞は定法に従って回収し、φ90mmシャーレ1枚から6~9本の1.5mlマイクロチューブに分注した1500rpm、5分遠心し、氷上に静置した対照区未凍結は上清を除き、1mlの培地で懸濁後、STOを接着させたシャーレに450μl播種した試験区は上清を除き、ガラス化保存液を200μl加えて懸濁した懸濁後、DAP213は15秒および60秒、試験液は60秒経過後に液体窒素に投入してガラス化させた5分以上静置し、温度を安定化させた液体窒素からチューブを取り出し、予め37°Cに加温した培地1800μlを加えて素早懸濁して融解した融解後、900μlを1.5mlマイクロチューブに分注して1500rpm、5分遠心し、上清を除いた450μlの培地に懸濁し、前述のφ35mmディッシュに全量を播種した播種2日後から毎日培地を交換し、コロニーの状態を見て3日ないし4日目にALPで染色し、陽性コロニーを計数した対照区に対する試験区の陽性コロニーの比を生着率として算出した。結果は図9に示されるとおりであった。CMES細胞に対しては細胞膜透過性物質としてEGを単独で用いた場合に高い保存効率を示すことが明らかとなった。次に浸透圧を調整し、保存効率への影響を調べた。結果は図10に示されるとおりであった。糖と塩を合わせて浸透圧を800mOsm以上に調製した時に生着率が優れていたが、浸透圧を800mOsmより高くしてもそれ以上の保存効率向上は認められなかった。これらの結果を踏まえ、細胞膜透過性物質に40のEGを使用し、ガラス化促進物質としてトレハロースを加えて塩とトレハロースの合計浸透圧が800mOsmとなるよう調製しET45、CMESを懸濁後15秒ないし60秒後にガラス化融解したときの生着率をDAP213と比較した。結果は図11に示されるとおりであった。ET45はCMES細胞を懸濁後15秒以内にガラス化したとき、または60秒後にガラス化したときのいずれの場合においてもDAP213と比較して高い生着率を示した。実施例8:氷晶成長抑制物質の検討氷晶成長抑制物質の検討はガラス化した保存液を結晶化させたときの融解時間を比較することによって行った。すなわち、同じ体積の結晶塊を融解させた場合であっても総表面積が大きい多結晶体の方が早く融解する。結晶状態への相転移時に氷晶の成長が抑制されていた場合、微小な氷晶が多数形成されていると考えられるため、融解時間が短くなると考えられる。材料:細胞膜透過性物質:エチレングリコールEG氷晶成長抑制物質:セリシン比較例ウシ血清アルブミンBSAトレハローススクロース使用した保存液:EG400μl10重量各種氷晶成長抑制物質100~500μlミリQ100~500μl計1000μl具体的には下記の手順に従って行った。調製した試験液を15mlマイクロチューブに200μlずつ分注した。デュワー瓶に液体窒素を入れ、タイマーを準備した。ピンセットでマイクロチューブを掴み、液体窒素に40秒浸してガラス化した。液体窒素から引き上げ、チューブ内の氷が完全に消滅するまでの時間を計測した。結果は図12に示されるとおりであった。一度ガラス化した保存液が完全に融解するまでの時間はセリシン濃度依存的に短縮していた。アルブミンにもセリシンと類似の作用が見られたが、その活性は十分ではなかった。また、通常ガラス化促進物質として用いられるスクロースやトレハロースでは融解時間の短縮は見られなかった。分子量の小さな糖類で融解時間の短縮が見られなかったことから、この作用が単なる凝固点降下によるものではないことが確認できた。これらのことからセリシンによって氷晶の成長が抑制されていることが示唆された。"