"2個以上のウェルを有する胚様体形成用培養容器であって、前記ウェルが、垂直方向における断面が略U字形状の底部及び、略円形の開口部を有し、かつ、前記底部内面の少なくとも曲面部分が細胞低接着性であると共に、前記底部内面の曲率半径Rが、1.0mm以上、3.5mm以下であり、前記細胞低接着性の表面は、水溶性樹脂を用いた細胞低接着化処理または細胞非接着化処理にて形成されることを特徴とする胚様体形成用培養容器。前記水溶性樹脂が、下記式IaまたはIbで表される化合物である請求項1記載の胚様体形成用培養容器。前記ウェルの最下部面に細胞低接着性の表面を有するくぼみが少なくとも一つ内設されていることを特徴とする請求項1または2記載の胚様体形成用培養容器。前記各ウェルの内面全体が、細胞低接着性であることを特徴とする請求項1から3のいずれか一項に記載の胚様体形成用培養容器。ところで、特許文献1に記載の技術を以てしてもなお、ES細胞から、効率よく、質の高い胚様体を形成するという観点から、改善の余地があった。そこで、本発明は、より高いレベルにて、効率よく、質の高い胚様体を形成することを可能にする胚様体形成用培養容器を提供することを目的としている。そこで、本発明者等が鋭意検討した結果、2個以上のウェルを有する培養容器において、各ウェルの内面を、水溶性樹脂を用いて細胞低接着化処理または細胞非接着化処理し、かつ、所定の形状とすることにより、細胞凝集塊溶媒が可能となり、その結果上記目的を達成することができることを見出して、本発明を完成させた。すなわち、このような目的は、下記1~4に記載の本発明により達成される。12個以上のウェルを有する胚様体形成用培養容器であって、前記ウェルが、垂直方向における断面が略U字形状の底部及び、略円形の開口部を有し、かつ、前記底部内面の少なくとも曲面部分が細胞低接着性であると共に、前記底部内面の曲率半径Rが、1.0mm以上、3.5mm以下であり、前記細胞低接着性の表面は、水溶性樹脂を用いた細胞低接着化処理または細胞非接着化処理にて形成されることを特徴とする胚様体形成用培養容器。2前記水溶性樹脂が、下記式IaまたはIbで表される化合物である1項記載の胚様体形成用培養容器。3前記ウェルの最下部面に細胞低接着性の表面を有するくぼみが少なくとも一つ内設されていることを特徴とする1項または2項記載の胚様体形成用培養容器。4前記各ウェルの内面全体が、細胞低接着性であることを特徴とする1項から3項のいずれか一項に記載の胚様体形成用培養容器。本発明によれば、より高いレベルにて、効率よく、質の高い細胞凝集塊を形成することが可能になる。本発明の培養容器において重要な点は、図1にて示したように、ラウンドボトムやVボトムと呼ばれる側面が底面に向かって縮径し、縮径部分が半球若しくは円錐状のマルチウェルプレートを使用すると1ウェルに1個の細胞凝集塊が均一な大きさで形成されることであり、より質の高い細胞凝集塊を形成し、さらに胚様体を形成することを可能にする点にある。図1では、後述するように、垂直方向における断面が略U字形状の底部、及び、略円形の開口部を有するウェルを2個以上有し、かつ、前記底部内面の少なくとも曲面部分、好ましくはウェル内面全体が細胞低接着性であり、当該各ウェルの底部内面が所定の形状を有する態様を示す。このように縮径部分を円錐状、半球状になるようにウェルを形成することにより、細胞をウェルに播種した際に、細胞自身の自重により容器底面に集合し細胞凝集塊を形成しやすくなる。本発明の培養容器は、樹脂製の材料で成形することができる。この樹脂材料は、上記培養容器をディスポーザルタイプにすることができるのに加え、種々の形状を容易に成形することができる。上記樹脂材料としては、例えば、ポリプロピレン樹脂、ポリエチレン樹脂、エチレンプロピレン共重合体等のポリオレフィン系樹脂または環状ポリオレフィン系樹脂、ポリスチレン、アクリロニトリル-ブタジエン-スチレン系樹脂等のポリスチレン系樹脂、ポリカーボネート樹脂、ポリエチレンテレフタレート樹脂、ポリメチルメタクリレート樹脂等のメタクリル系樹脂、塩化ビニル樹脂、ポリブチレンテレフタレート樹脂、ポリアリレート樹脂、ポリサルホン樹脂、ポリエーテルサルホン樹脂、ポリエーテルエーテルケトン樹脂、ポリエーテルイミド樹脂、ポリテトラフルオロエチレン等のフッ素系樹脂、ポリメチルペンテン樹脂、ポリアクリロニトリル等のアクリル系樹脂、プロピオネート樹脂等の繊維素系樹脂等が挙げられる。これらの中でも培養容器に求められる成形性、滅菌性の点においてポリスチレン樹脂が特に好ましい。上記樹脂材料から本発明の培養容器を製造する場合、例えば射出成形、ブロー成形、インジェクションブロー成形により、製造することができる。また、本発明においては、各ウェルの底部内面の曲率半径Rを3.5mm以下、好ましくは3.0mm以下とする。これにより細胞同士が充分な密度で集まり、より質の高い細胞凝集塊を形成することを可能にする。また、底部内面の曲率半径Rが3.5mmを越える従来の培養容器に比べて、ウェル形状が底部2に向けて細くなるため、底部2から同じ高さで培地を吸引した場合の培地交換効率培地全体量に対する吸引除去する培地量の割合に優れる点も本発明の大きな特徴の一つである。更に、曲率半径Rを1.0mm以上とすることにより、培養時に発生する死細胞の底面への凝集が高密度になりすぎることなく倒立顕微鏡による顕鏡性に優れる為、ウェル内の細胞または胚様体の観察を正確に行うことができる。また、前述の略円形の開口部3の直径を4.0mm以上とすることでマルチディスペンサーを使用する場合の操作性に優れ、11.0mm以下とすることで培養容器1枚あたり48個以上の複数のウェルを設けることができる。ウェル1の容量は80μL以上、500μL以下であることが好ましい。こうすることで、1ウェルあたり1個の細胞、例えばマウスES細胞やヒトES細胞の胚様EB体を形成するに必要充分な量の培地を添加することができる。より好ましくは80μL以上、200μL以下である。こうすることで、培地や試薬の使用量を減らすことができる。各培養ウェルは、以下の構造とすることがさらに好ましい。すなわち、図1に示すように、培養ウェル1の側面の稜線を上記培養ウェルの底部2を越えて延長した直線aと、上記開口部3の中心から垂直に前記培養ウェルの底部2を越えて延長した直線bと、が交差する角度θが3°以上、30°以下であることが好ましい。こうすることで、培地中の細胞がより底部2に集まりやすくなり、更に培地交換の際のディスペンサーチップ操作も容易となる。5°以上、15°以下である。こうすることで略U字形状の底部2と側面がよりなだらかにつながる形状となり培地中の細胞が更に集まりやすくなり、より良好な形状のEB体を形成させることができる。また、図2に示したように、各ウェルの最下部面に細胞低接着性の表面を有するくぼみ4が少なくとも1つ内設されているのが好ましく、この構成により、播種した細胞が効率よくウェル最下部のくぼみに集まるため、細胞凝集塊の形成性に優れる。このくぼみ4の容量は限定されないが、1.0×10-8mL以上、5.0×10-2mL以下であれば、くぼみの中に細胞凝集塊が形成され、培地交換の際にくぼみの中の細胞凝集塊を吸い取らずに古い培地をディスペンサーで吸引する作業を容易におこなう事が出来る。くぼみの容量が、2.0×10-7mL以上、2.0×10-2mL以下であれば、くぼみの中の細胞凝集塊が成長しても、くぼみからはみ出すことなく、培地交換の際には古い培地の残量を少なくする事が出来るため好ましい。更に好ましくは、1.0×10-6mL以上、2.0×10-3mL以下であれば分化誘導研究に適したサイズの胚性幹細胞胚様体や刺激応答研究に適したサイズの上皮細胞凝集塊に対して効率よく培地交換をおこなう事が出来る。くぼみ4の形状は特に限定するものではないが、断面形状が略U字、略V字、略台形等の様に細胞が底部に集まりやすい形状であることが好ましく、略U字形状であれば細胞の凝集性に優れ、凝集塊形成後の位置的な安定性に優れるため特に好ましい。ひとつのウェルに内接されるくぼみの数は特に限定されず、必要に応じて1~複数個形成してもよい。但し、ウェルに播種した細胞がくぼみに集まるように、くぼみはウェルの最下部に形成されている必要がある。また、本発明においては、上述した各態様において、ウェルの細胞低接着性の表面は、以下の細胞低接着化処理または細胞非接着化処理を行うことで形成することができる。この細胞非接着化処理としては、基材表面の親水化処理であることが好ましい。ここで言うところの表面親水化処理には以下の処理方法がある。1水溶性樹脂の培養容器内面での架橋固定2親水性樹脂による表面塗布まず、1の方法について詳しく述べる。この方法は、水溶性樹脂を培養容器内面に被覆させて架橋し水溶性被覆層を形成する水溶性樹脂被覆層を形成させることを特徴とする。ここで言う水溶性樹脂とは、水分子とのイオンもしくは水素結合により水和し、その結果として水に溶解するものであり、言い換えれば、水溶性樹脂とは水に溶解するために分子内の主鎖に対して必要充分な量のイオン性もしくは極性の側鎖を持つ樹脂である。なお、ここで水溶性樹脂とは、25°Cの水100gに対して1.0g以上溶解可能なものをいう。上記水溶性樹脂としては、例えば、ポリ酢酸ビニルのケン化物、ポリビニルピロリドン、ポリエチレングリコール、ポリアクリルアミド、ポリメタアクリルアミド、ポリヒドロキシエチルメタアクリレート、ポリペンタエリスリトールトリアクリレート、ポリペンタエリスリトールテトラアクリレート、ポリジエチレングリコールジアクリレート、およびそれらを構成するモノマー同士の共重合体、また2-メタクリロイルオキシエチルホスホリルコリンと他のモノマー例えばブチルメタクリレート等との共重合体等が挙げられる。これらの中でもポリ酢酸ビニルのケン化物、ポリビニルピロリドン、ポリエチレングリコールの中から選ばれる1種以上と上記反応基からなる構造が好ましい。これにより、種々の細胞に対する刺激を抑制し、細胞凝集塊の形成速度、形成率、および形成した細胞凝集塊の質を向上することができる。ここで、ポリ酢酸ビニルのケン化物とは、例えば、ポリビニルアルコールまたはビニルアルコールと他の化合物との共重合体をいう。さらには、例えば、ビニルアルコールと、親水基変性、疎水基変性、アニオン変性、カチオン変性、アミド基変性またはアセトアセチル基のような反応基変性させた変性酢酸ビニルのケン化物等も含まれる。また、前記水溶性樹脂として重合体を用いる場合、その平均重合度は、特に限定されないが、100~10,000が好ましく、特に200~5,000が好ましい。平均重合度が前記下限値未満であると細胞培養容器の表面に均一に皮膜を成形するのが困難となる場合があり、前記上限値を超えると前記水溶性樹脂の粘度が高くなり作業性が低下する場合がある。また、上記ポリ酢酸ビニルのケン化物を用いる場合、上記ポリ酢酸ビニルのケン化物のケン化度は特に限定されないが、該ポリ酢酸ビニル全体の20mol以上、100mol以下が好ましく、特に50mol以上、95mol以下が好ましい。このような水溶性樹脂としては、例えば下記式IaまたはIbで表される構成単位を含むものが好ましい。これにより、実用的な300~500nmの波長で均一な皮膜を形成する事ができ、細胞の接着量を低減し、細胞凝集塊形成効果を低減する効果を特に向上することができる。前記水溶性樹脂の式IaまたはIbで表されるRはカルボニルとアミンを有するアルキル基であれば特に限定するものではないが、例えば下記式IIで表されるものが好ましい。これにより前記極性の側鎖の合成が容易におこなえる。細胞培養容器を、水溶性樹脂に浸漬する際、水溶性樹脂を溶媒に溶解した状態で浸漬することが好ましく、その際に使用する溶媒は水もしくは溶解度を高めるために水と有機溶媒の混合物を使用することができる。例えば、前記式IaまたはIbで示される水溶性樹脂を使用する場合には、5ないし40容量のアルコール水溶液を前記溶媒に使用することで、水溶性樹脂の溶解性が高くなり、均一な被覆層を形成することができる。溶解する水溶性樹脂の濃度は0.01ないし30重量が好ましく、特に0.1ないし10重量が好ましい。ここで水溶性樹脂の濃度が低すぎても、高すぎても、均一な被覆層が得られず、充分な細胞の接着低減効果が得られず良好な細胞凝集塊が形成されない。上記水溶性樹脂を用いた被覆層の厚みとしては、100nm以上5,000nm以下が好ましく、150nm以上1,000nm以下がより好ましい。被覆層の厚みを上記下限値以上にすることにより細胞が基材から受ける物理的な刺激をより抑えることができ、厚みを上記上限値以下とすることにより被覆層に取り込まれるたんぱく質の量を少なくし、たんぱく質を介した細胞の接着を抑えることが出来るため、細胞凝集塊形成率を更に向上させることができる。上記水溶性樹脂を培養容器内面に被覆させる方法としては、例えば、スピンコート、ディッピング、または上記水溶性樹脂溶液を培養容器内面に分注した後、容器を傾けて溶液を排出する方法を用いることができる。この様な方法で培養容器内面に水溶性樹脂を接触させた後、培養容器内面に残留した水溶性樹脂溶液を乾燥させることで水溶性樹脂被覆層を形成することができる。本発明の製造方法においては、上記工程後に、上記水溶性樹脂被覆層を硬化させて非水溶性硬化皮膜層に変性する非水溶性硬化皮膜変性工程を有することを特徴とする。上記水溶性樹脂被覆層を非水溶性硬化皮膜層とすることで、密度の高いイオン性もしくは極性の側鎖を持つ表面を構築することができる。この表面に構築されたイオン性もしくは極性の側鎖は、培養液と接触した際に、静電相互作用もしくは水素結合により水分子と水和し、培養容器表面は実質的に水分子の密な水和層となり、この水和層は細胞に対する基材表面からの刺激を抑制し、質的に良好な細胞凝集塊が迅速に形成されることとなる。こうすることで、培養液を接触させた際に、水溶性樹脂の被覆層が溶解、遊離することを防ぎ、培養容器として必要な耐水性を獲得することができる。上記水溶性樹脂被覆層を硬化させる方法は、特に限定するものではなく、水溶性樹脂の側鎖に、硬化させるための官能基、例えば放射線反応性、感光性、熱反応性の官能基を有する水溶性樹脂を導入し、この部分を硬化させることで可能となる。例えば、感光性の官能基であれば、ジアゾ基、アジド基、シンモナイル基等が挙げられ、また、熱反応性および放射線反応性の官能基であれば、ビニル基、エポキシ基等を挙げることができる。これらの中でも硬化処理を迅速におこなうことができ、簡易な設備で硬化させることができる感光性の官能基を有する水溶性樹脂が特に好ましい。上記感光性の官能基としては、式Ia、Ibに示したように、アジド基を含む官能基が特に好ましい。これを用いることにより、実用的な230~500nmの波長で反応させることができ、更に優れた解像性により皮膜の形成性を向上することができる。このように、表面に予め水溶性樹脂被覆層を形成し、該被覆層を硬化させて非水溶性硬化皮膜層に変性する工程によって上記の厚みの被覆層と同等の厚みの皮膜層を得ることができる。水溶性樹脂を使用するもう一つの利点としては、硬化後に表面を水で洗浄することで、未反応の樹脂を容易に洗い流すことができるという点である。もし、硬化反応性が悪い等の原因で溶出物が確認された場合は、硬化後に洗浄工程を入れることにより、溶出物を低減し、更に良好な細胞凝集塊生成率を得ることができる。次に、2の方法について述べる。塗布する親水性樹脂としては、ポリ-2-ヒドロキシエチルメタクリレートポリ-HEMA、ホスホリルコリン基含有高分子化合物、ポリエチレングリコール鎖含有高分子化合物等があるが、特にこれらに限定する物ではない。例えば、ポリ-HEMAの2エタノール溶液を、容器内に100μL分注しエタノールを蒸発させ容器表面にポリ-HEMAの層を形成させることができる。蒸発後、超純水や緩衝液で洗浄することで、容器表面に吸着していない余分なポリ-HEMA分子を除去することができる。1の方法に比べ、2の方法は表面の親水化が高分子化合物の容器表面への吸着現象だけであるので効果は弱いが、方法が簡便であることが利点である。培養容器の必須条件である滅菌に関しては、例えば、エチレンオキサイドガス滅菌、乾熱滅菌、蒸気滅菌、放射線滅菌等が挙げられるが、γ線あるいは電子線を用いた放射線滅菌が好ましく、大量生産を行う場合は放射線透過性の点でγ線滅菌が特に好ましい。放射線の吸収線量については特に限定するものではないが、吸収線量が低すぎると滅菌性は確保されず、高すぎると細胞培養容器および被覆層が劣化してしまう場合がある。前記のようにして作製された培養容器は、以下の特徴を有する。基材表面が細胞非接着処理された円錐状、または半球状であるので細胞が底部に集まり易く、細胞凝集塊を形成しやすい。また、形成した細胞凝集塊をそのままのプレートで蛍光、発光測定に用いることが可能である。以下、本発明を実施例に基づいて詳細に説明するが、本発明はこれに限定されるものではない。実施例1~5樹脂材料としてポリスチレン樹脂樹脂を用いて、射出成形により96ウェルマルチウェルプレートを成形した。各ウェルの形状は、図1に示したとおりであり、実施例1~5のそれぞれにおいて、縮径部の角度を3°、5°、10°、20°、30°とした。得られたプレートにプラズマ処理装置BRANSON/IPC社製SERIES7000を用いてプラズマ処理酸素プラズマ10分を行い、前処理としてプレート表面に濡れ性を付与した。次に、水溶性樹脂として側鎖にアジド基を有するポリビニルアルコール東洋合成工業社製AWP:式Iaの化合物水溶性樹脂の平均重合度1600、感光基の導入率0.65molを着色樹脂にて遮光したポリプロプレン容器中で、25容量エタノール水溶液に溶解し、0.3重量の溶液を調整した。上述のプレートに、自動分注機BioTec社製、オートセラウォッシャーAMW-96SXを使用し、1ウェルにつき100μLの前述の水溶性樹脂溶液を加え、1分間浸漬した後、プレートを裏返して溶液を充分廃棄し、25°Cで17時間一次乾燥した後、UVランプで250nmのUV光を2.0mW/cm2×30秒間照射して水溶性樹脂を硬化した後、超純水で3回繰り返し洗浄し、乾燥後、γ線を吸収線量5.8kGyで照射ラジエ工業株式会社して、本発明の培養容器プレートを得た。比較例1実施例1において、プラズマ処理により親水性を付与する工程から水溶性樹脂への浸漬、及び水溶性樹脂への浸漬、硬化、洗浄、乾燥までの各工程を除いた以外は、実施例1と同様にして培養容器プレートを得た。比較例296ウェルマルチプレートの各ウェルの縮径部の角度を2°とし、それ以外は実施例1と同様にして培養容器プレートを得た。比較例396ウェルマルチプレートの各ウェルの縮径部の角度を35°とし、それ以外は実施例1と同様にして培養容器プレートを得た。比較例4ウェルの底面が平面である96ウェルマルチプレート住友ベークライト社製、MS-8096Fを用意し、それ以外は実施例1と同様にして培養容器プレートを得た。実施例1~5および比較例1~4にて得られた培養容器のそれぞれについて、以下の評価を行った。1マウスES細胞を用いた胚様体形成マウスES細胞を培養液ダルベッコ改変MEM15ウシ胎児血清に7,500cells/mLの濃度で分散させた細胞懸濁液を調製し、前述のプレートに100μL/ウェルずつ、96ウェルに分注し、37°C、5CO2雰囲気下にて5日間培養した。5日後各ウェルについて、胚様体の形成を顕微鏡下で確認した。2マウスES細胞胚葉体の心筋への分化の確認次いで、培養された胚様体を24ウェルマルチプレート住友ベークライト社製、MS-80240に1個/ウェルずつ移し替えた後、培養液ダルベッコ改変MEM15ウシ胎児血清を500μL/ウェルずつ分注し、5CO2雰囲気下にて5日間培養した。5日後、各ウェルについて、心筋細胞特有の拍動を顕微鏡下で確認した。その結果は表1に示した通りで、本発明の容器を用いた実施例1~5においては、いずれも、全ウェルで球状かつ単一の胚様体の形成が認められた。また、得られた胚葉体はいずれも心筋細胞特有の拍動が確認された。一方、比較例1では全てのウェルで細胞は接着伸展し、胚様体は形成せず、心筋細胞特有の拍動は全く確認できなかった。比較例2では全てのウェルで胚様体の形成が確認されたが、胚様体の周辺に死細胞が沈殿しており、心筋細胞特有の拍動が見られたウェルの割合は大幅に落ちて11.5であった。比較例3では全てのウェルで胚様体の形成が確認されたが、半数以上のウェル内に複数の胚様体の形成が認められた。心筋細胞特有の拍動が見られたウェルの割合は半分以下の47.9であった。また、比較例4では全てのウェルで胚様体の形成が確認されたが、80以上のウェル内に複数の胚様体の形成が認められた。心筋細胞特有の拍動が見られたウェルの大幅に落ちて27.1であった。"