"多分化能を有する細胞およびそれらから分化誘導された細胞または脱調節された増殖能を有する細胞からなる群から選択される少なくとも1種の第一の細胞タイプと骨髄細胞を含む第二の細胞タイプとを、擬微小重力環境下にて共培養することを含む、三次元組織の構築方法。多分化能を有する細胞が、骨髄細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、および胚性幹細胞からなる群から選択される、請求項1に記載の方法。第一の細胞タイプが、骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を含む、請求項1または2に記載の方法。脱調節された増殖能を有する細胞が、癌細胞から選択される、請求項1に記載の方法。第二の細胞タイプが、骨髄細胞由来の間葉系幹細胞および骨髄細胞由来の浮遊細胞成分からなる群から選択される、請求項1~4のいずれか1項に記載の方法。a第一の細胞タイプを培養液中または細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中で培養するステップ;およびb続いて、第二の細胞タイプの存在下にて、該第一の細胞タイプを擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中でさらに培養するステップ、を含む、請求項2,3および5のいずれか1項に記載の方法。分化誘導因子が、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、BMP、インシュリン、インドメタシン、3-イソブチル-1-メチルキサンチン、ニコチンアミド、上皮細胞増殖因子、線維芽細胞増殖因子―4、肝細胞増殖因子、オンコスタチンM、トランスフェリン、アルブミン、リノール酸、亜セレン酸ナトリウム、5-アザシチジン、塩基性線維芽細胞増殖因子、血管内皮細胞増殖因子およびハイドロコルチゾンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、請求項6に記載の方法。a骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下、内皮細胞分化誘導因子を含む培地中で培養するステップ;およびb続いて、骨髄細胞由来の間葉系幹細胞または骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下にて、該骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を擬微小重力環境下、骨分化誘導因子を含む培地中でさらに培養するステップ、を含む、請求項6に記載の方法。内皮細胞分化誘導因子が、EGF、bFGFおよびVEGFからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、請求項8に記載の方法。骨分化誘導因子が、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェートおよびBMPからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、請求項8または9に記載の方法。細胞足場材料が、ハイドロキシアパタイト、α-TCP、β-TCP、コラーゲン、ポリ乳酸、ポリグリコール酸、アガロース、ポリエチレングリコール、ポリカプロラクトンおよびそれらの誘導体からなる群より選択される材料を含む多孔性材料である、請求項6~10のいずれか1項に記載の方法。得られた三次元組織が、血管様組織および/または骨様組織を含む、請求項8~11のいずれか1項に記載の方法。擬微小重力環境が、1軸回転式バイオリアクターを用いて実現される、請求項1~12のいずれか1項に記載の方法。1軸回転式バイオリアクターがRWVRotatingWallVesselバイオリアクターである、請求項13に記載の方法。従って、本発明の目的は、移植などに有用な組織をinvitroにおいて効率的に構築する方法を提供することである。本発明者らは、擬微小重力環境下、複数の異なる細胞タイプを用いて培養を行なうことにより、移植や薬剤スクリーニング、および動物実験モデルの代替法として利用することも可能な三次元組織を構築できることを見出した。特に、本発明者らは、擬微小重力環境下、複数の異なる細胞タイプを用いて培養を行なうことにより、血管様組織を備えた移植等に有用な骨組織を構築できることを見出した。本発明の方法により構築された骨組織を移植片として用いる場合、移植後の移植組織内での血管ネットワークの構築をスムーズに実現することができる。具体的には、本発明は以下の特徴を有する。[1]多分化能を有する細胞およびそれらから分化誘導された細胞または脱調節された増殖能を有する細胞からなる群から選択される少なくとも1種の第一の細胞タイプと骨髄細胞を含む第二の細胞タイプとを、擬微小重力環境下にて共培養することを含む、三次元組織の構築方法。[2]多分化能を有する細胞が、骨髄細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、および胚性幹細胞からなる群から選択される、[1]の方法。[3]第一の細胞タイプが、骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を含む、[1]または[2]の方法。[4]脱調節された増殖能を有する細胞が、癌細胞から選択される、[1]の方法。[5]第二の細胞タイプが、骨髄細胞由来の間葉系幹細胞および骨髄細胞由来の浮遊細胞成分からなる群から選択される、[1]~[4]のいずれかの方法。[6]a第一の細胞タイプを培養液中または細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中で培養するステップ;およびb続いて、第二の細胞タイプの存在下にて、該第一の細胞タイプを擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中でさらに培養するステップ、を含む、[1]~[5]のいずれかの方法。[7]分化誘導因子が、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、BMP、インシュリン、インドメタシン、3-イソブチル-1-メチルキサンチン、ニコチンアミド、上皮細胞増殖因子、線維芽細胞増殖因子―4、肝細胞増殖因子、オンコスタチンM、トランスフェリン、アルブミン、リノール酸、亜セレン酸ナトリウム、5-アザシチジン、塩基性線維芽細胞増殖因子、血管内皮細胞増殖因子およびハイドロコルチゾンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、[6]の方法。[8]a骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下、内皮細胞分化誘導因子を含む培地中で培養するステップ;およびb続いて、骨髄細胞由来の間葉系幹細胞または骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下にて、該骨髄細胞から分化誘導した内皮細胞を擬微小重力環境下、骨分化誘導因子を含む培地中でさらに培養するステップ、を含む、[6]の方法。[9]内皮細胞分化誘導因子が、EGF、bFGFおよびVEGFからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、[8]の方法。[10]骨分化誘導因子が、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、およびBMPからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を含む、[8]または[9]の方法。[11]細胞足場材料が、ハイドロキシアパタイト、α-TCP、β-TCP、コラーゲン、ポリ乳酸、ポリグリコール酸、アガロース、ポリエチレングリコール、ポリカプロラクトンおよびそれらの誘導体からなる群より選択される材料を含む多孔性材料である、[6]~[10]のいずれかの方法。[12]得られた三次元組織が、血管様組織および/または骨様組織を含む、[8]~[11]のいずれかの方法。[13]擬微小重力環境が、1軸回転式バイオリアクターを用いて実現される、[1]~[12]のいずれかの方法。[14]1軸回転式バイオリアクターがRWVRotatingWallVesselバイオリアクターである、[13]の方法。また、本発明は以下の特徴を有する。1以下のステップ:a第1の細胞タイプを培養液中又は細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下で培養するステップ、及びb続いて、第1の細胞タイプとは異なる第2の細胞タイプを播種し、擬微小重力環境下でさらに培養するステップを含む、血管様構造を備えた骨組織構築方法。2ステップaの培養が内皮細胞への分化を誘導する条件下で行なわれる、上記1に記載の方法。3第1の細胞タイプが、骨髄細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、胚性幹細胞、樹立細胞株細胞、癌細胞、骨髄細胞から分化誘導した血管内皮細胞様細胞、及びそれらのいずれかの混合物からなる群より選択され、第2の細胞タイプが、骨髄細胞、骨髄細胞由来細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、胚性幹細胞、樹立細胞株細胞、癌細胞、及びそれらのいずれかの混合物からなる群より選択される、上記1又は2に記載の方法。4第1の細胞タイプが骨髄細胞から分化誘導した血管内皮細胞様細胞であり、第2の細胞タイプが骨髄細胞又は間葉系幹細胞である、上記1~3のいずれか1つに記載の方法。5内皮細胞への分化誘導が、EGF、bFGF、VEGF、及びこれらの組み合わせからなる群より選択される成長因子を用いて行なわれる、上記2~4のいずれか1つに記載の方法。6擬微小重力環境が、時間平均して地球の重力の1/100~1/10に相当する重力を物体に与える環境である、上記1~5のいずれか1つに記載の方法。7擬微小重力環境が、1軸回転式バイオリアクターを用いて実現される、上記1~6のいずれか1つに記載の方法。81軸回転式バイオリアクターがRWVRotatingWallVesselバイオリアクターである、上記7に記載の方法。9細胞足場材料が、ハイドロキシアパタイト、α-TCP、β-TCP、コラーゲン、ポリ乳酸、ポリグリコール酸、それらの誘導体、及びそれらの2種以上から構成される複合体からなる群より選択される多孔性足場材料である、上記1~8のいずれか1つに記載の方法。10細胞培養を、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、BMP、及びこれらのうちいずれか2種以上の混合物からなる群より選択される骨分化誘導因子の存在下で行なう、上記1~9のいずれか1つに記載の方法。本発明によれば、様々な三次元組織を構築することができる。より詳細には、本発明によれば、骨移植等に有用な三次元骨組織を取得することができる。本発明により得られる骨組織を用いれば、移植組織内での血管ネットワークの構築がスムーズに実現されるため、移植組織がより確実に定着する。本発明は、多分化能を有する細胞およびそれらから分化誘導された細胞または脱調節された増殖能を有する細胞からなる群から選択される少なくとも1種の第一の細胞タイプと骨髄細胞を含む第二の細胞タイプとを、擬微小重力環境下にて共培養することを含む。本発明において三次元組織とは、少なくとも1種の細胞を三次元培養することによって得られる立体的な集合体三次元集合体を意味する。当該三次元集合体において、細胞は三次元的に増殖することが可能であり、細胞が細胞培養用プレートなどの上に張り付くように二次元的に延伸する細胞培養二次元細胞培養によって得られる組織モデルと比べて、より生体内に近い細胞環境を実現することができるために、実際の組織の細胞に近い機能を有することができる。本発明において構築される三次元組織としては、特に限定されないが、皮膚、毛髪、骨軟骨、歯、角膜、血管、心臓、肝臓、膵臓、神経、食道などの生体組織や固形癌モデル特に限定されないが、胃癌、食道癌、大腸癌、結腸癌、直腸癌、膵臓癌、乳癌、卵巣癌、前立腺癌、腎細胞癌、肝癌などが挙げられる。好ましくは、骨組織であり、さらに好ましくは血管様組織を備える骨組織である。多分化能を有する細胞には、骨髄細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、胚性幹細胞が含まれる。ここで第一の細胞タイプにおける骨髄細胞には、骨髄間葉系幹細胞および骨髄細胞由来の浮遊細胞成分に特定されることなく、骨髄より採取された分化増殖能力を有する未分化の細胞が全て含まれる。本発明に用いられる間葉系幹細胞、造血幹細胞、体性幹細胞、iPS細胞、胚性幹細胞は、当業者であれば公知の手法を用いて取得することができる例えば、HaynesworthSEetal.,Bone1992,13:81-88;YooJUetal.,J.BoneJointSurg.1998,80:1745-1757;OhyabuYetal.,Biotechnol.Bioeng.2006,955:1003-8などを参照されたい。特に骨髄間葉系幹細胞が好ましい。骨髄間葉系幹細胞は採取が比較的容易であり、増殖能力が高い。これらの細胞は、樹立された培養細胞株であっても良く、また患者の生体から単離された細胞を好適に用いて調製することができる。また、常法により一次培養を行い、予め増殖させてから用いてもよい。さらに、これらの細胞は、凍結保存されたものであってもよい。つまり、予め採取した細胞を凍結保存しておき、必要に応じて利用することもできる。分化誘導された細胞とは、多分化能を有する細胞を分化誘導して得られた分化細胞を意味する。今日、多分化能を有する細胞を様々な分化細胞、例えば、表皮細胞、神経細胞、骨細胞、軟骨細胞、脂肪細胞、血管細胞、筋細胞、肝細胞、内皮細胞などに分化誘導する方法が明らかにされているByrne,JA.,et.al,2006,CurrStemCellResTher.12127-138;Hwang,NS.,2009,WileyInterdiscipRevSystBiolMed.11,97-106;BiancoP.,2001,Nature,414,118-121。例えば、このような細胞としては、骨髄細胞を分化誘導して得られる内皮細胞様細胞が挙げられる。骨髄細胞の内皮細胞様細胞への分化誘導は常法に従って行なうことができる。例えば、骨髄細胞を、EGF、bFGF、VEGF、又はこれらの組み合わせを含有する内皮細胞用培地中で培養することにより内皮細胞様細胞へ分化を誘導することができる。内皮細胞様細胞へ分化したことの確認は、内皮細胞のマーカー遺伝子またはタンパク質例えば、フォンウィルブラント因子などの発現を検出することによって行うことができる。なお、本明細書において、多分化能を有する細胞より分化誘導された内皮細胞様細胞を、単に内皮細胞と呼ぶこともある。脱調節された増殖能を有する細胞には、癌細胞が含まれる。癌細胞は固形癌に由来するものが好ましい。第二の細胞タイプとしての骨髄細胞には、骨髄間葉系幹細胞または骨髄細胞由来の浮遊細胞成分が含まれる。骨髄細胞由来の浮遊細胞成分には、骨細胞、骨芽細胞、破骨細胞、造血幹細胞、脂肪細胞、血球、顆粒球、巨核球特に、これらに限定されないからなる群から選択される少なくとも1種の細胞が含まれる。骨髄細胞由来の浮遊細胞成分は、従来公知の手法によって採取することが可能であるSakai,S.,etal.,2008,793,445-448;Dobson,K.R.,etal.,1999,655,411-413。すなわち、T-フラスコBD社製など骨髄間葉系細胞の培養に一般的に用いられる培養フラスコに、採取されたまたは保存された骨髄細胞を播種して適当な培地中例えば、10FBS含有α-MEMSigma社製などにて1~24時間培養し、培養フラスコに接着していない細胞を回収すればよい。これら骨髄間葉系幹細胞および骨髄細胞由来の浮遊細胞成分は、樹立された培養細胞株のほか、患者の生体から単離された骨髄細胞を好適に用いて調製することができる。また、常法により一次培養を行い、予め増殖させてから用いてもよい。さらに、患者から採取した骨髄細胞は、凍結保存されたものであってもよい。つまり、予め採取した骨髄細胞を凍結保存しておき、必要に応じて利用することもできる。本発明において擬微小重力環境とは、宇宙空間における微小重力環境を模して人工的に作り出された微小重力simulatedmicrogravity環境を意味する。こうした擬微小重力環境は、例えば、回転で生じる応力によって地球の重力を相殺することにより実現される。すなわち、回転している物体は、地球の重力と応力とのベクトル和で表される力を受けるため、その大きさと方向は時間により変化する。したがって、時間平均すると物体には地球の重力gよりもはるかに小さな重力しか作用しないこととなり、宇宙空間によく似た擬微小重力環境が実現される。擬微小重力環境は、細胞が沈降することなく均一に分散した状態で増殖分化し、3次元的に凝集して、組織塊を形成できるような環境であることが必要である。言い換えれば、播種細胞の沈降速度に同調するように回転速度を調節して、細胞に対する地球の重力の影響を最小化することが望まれる。具体的には、培養細胞にかかる微小重力は、時間平均して地球の重力gの1/100~1/10倍程度であることが望ましい。本発明では、擬微小重力環境を実現するために、好ましくは、回転式のバイオリアクターを使用する。そのようなバイオリアクターとしては、例えば、RWVRatating-WallVessel:米国特許第5,002,890号、RCCSRotaryCellCultureSystemTM:SyntheconIncorporated、3Dクリノスタット、並びに特開平8-173143号、特開平9-37767号、及び特開2002-45173号に記載されているものなどを用いることができる。なかでも、RWV及びRCCSはガス交換機能を備えているという点で優れている。また、1軸式と2軸式では、1軸式の回転式バイオリアクターの方が好ましい。2軸式例えば、2軸式クリノスタット等では、ずり応力シェアストレスを最小化することができず、またサンプル自体も回転するため、1軸式バイオリアクターのようにベッセル内にサンプルがふわふわと浮かんだ状態を再現することができないからである。このふわふわと浮かんだ状態が、特別な足場材料がない場合でも大きな3次元組織塊を得るために重要である。本発明の実施例で用いられているRWVは、NASAによって開発されたガス交換機能を備えた1軸式の回転式バイオリアクターである。RWVを用いる場合、横向き円筒形バイオリアクター内に培養液を満たし、細胞を播種した後、その円筒の水平軸方向に沿って回転しながら培養が行われる。バイオリアクター内には、回転による応力のため、実質的に地球の重力よりもはるかに小さい微小重力環境が実現される。この擬微小重力環境下において、細胞は培養液内に均一に懸濁され、最小のずり応力下で必要時間にわたって培養され、凝集して組織塊を形成する。足場材料を用いる培養の場合、細胞は足場材料全体に均一に広がり、良好に増殖する。RWVを用いる場合の好ましい回転速度は、ベッセルの直径並びに組織塊の大きさ及び質量に応じて適宜設定され、例えば直径5cmのベッセルを用いる場合であれば5~25rpm程度、好ましくは7.5~17rpmであることが望ましい。この条件であれば、播種細胞の沈降速度とベッセルの回転速度とが同調し、細胞に対する地球の重力の影響が最小化されるからである。この場合、ベッセル内の細胞に作用する重力は実質的に地上の重力gの1/100~1/10倍程度となる。本発明における擬微小重力環境下での細胞培養は、細胞足場材料の存在下で行なってもよいし、足場材料なしで細胞懸濁液の状態から開始してもよい。好ましくは、細胞足場材料の存在下で行う。本発明における細胞足場材料としては多孔性ポリマー材料が好ましく用いられる。多孔性ポリマー材料とは、ポリマー材料であって、多孔質構造を形成しているものを指す。多孔質構造とは、数μm~数10μm程度の無数の孔空隙が存在する構造であり、本発明においては、多孔質構造の空隙率全体積に比した空隙部分の体積の割合は40~90、より好ましくは60~90である。空隙率が低すぎると、細胞の侵入が不十分になり、空隙率が高すぎると、構造の強度を保つことができない。ポリマー材料は、ハイドロキシアパタイト、α-TCP、β-TCP、コラーゲン、ポリ乳酸、ポリグリコール酸、アガロース、ポリエチレングリコール、ポリカプロラクトンおよびそれらの誘導体からなる群から選択される1又は2以上の化合物を含む。上記の材料の列挙は例示であって、限定的なものではない。特に、ポリカプロラクトン及びポリグリコール酸は、細胞との接着性が高く、適度な力学的強度を有することから、本発明の方法に好適である。これら化合物の誘導体には、上記化合物の表面にタンパク質や高分子が固定化またはコーティングされた複合体が含まれる。細胞足場材料の形状は、特に限定されず、球状、ディスク状、粒子状、ブロック状など任意の形状を用いることができる。細胞足場材料の大きさは、特に限定されず、例えば最長部の長さ直径などを、0.2mm~30mmの範囲より適宜選択することができる。細胞足場材料は、市販のもの特に限定されないが、OPLA登録商標スキャホールドBD社製などを利用することができる。細胞の培養に用いられる培地としては、MEM培地、α-MEM培地、DMEM培地等、所望の細胞タイプの培養に通常用いられる培地を、細胞の特性に合わせて適宜選択して用いることができる。また、該培地には、FBSウシ胎児血清、Antibiotic-AntimycoticGIBCOBRL社製等の抗生物質などを添加してもよい。培地には、細胞の分化誘導因子を添加する。分化誘導因子とは、上記多分化能を有する細胞を特定の分化状態へと誘導することができる、一または複数種の化合物を意味する。分化誘導因子としては、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、BMP、インシュリン、インドメタシン、3-イソブチル-1-メチルキサンチン、ニコチンアミド、上皮細胞増殖因子、線維芽細胞増殖因子―4、肝細胞増殖因子、オンコスタチンM、トランスフェリン、アルブミン、リノール酸、亜セレン酸ナトリウム、5-アザシチジン、塩基性線維芽細胞増殖因子、血管内皮細胞増殖因子、ハイドロコルチゾンなどが挙げられ、目的とする組織に応じて、これら化合物の少なくとも1種を培地に含めることができる。上記のとおり多分化能を保持する細胞の分化を誘導する方法は公知であり、本発明においてはそれらを利用することができる。例えば、細胞の血管内皮への分化を誘導するためには、EBM内皮細胞基本培地中に、EGF、bFGF、VEGF、アスコルビン酸およびハイドロコルチゾンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した内皮細胞用培地を用いることができる。細胞の骨分化を誘導するためには、α-MEM等の基本培地に、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェート、およびBMPからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した骨分化誘導培地を用いて培養を行えばよい。細胞の脂肪細胞への分化を誘導するためには、基本培地に、インシュリン、インドメタシン、3-イソブチル-1-メチルキサンチンおよびデキサメタゾンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した脂肪細胞分化誘導培地を用いて培養を行えばよい。細胞の心筋細胞への分化を誘導するためには、基本培地に、リノール酸、亜セレン酸ナトリウム、5-アザシチジン、デキサメタゾン、アスコルビン酸、トランスフェリンおよびインシュリンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した心筋細胞分化誘導培地を用いて培養を行えばよい。細胞の肝細胞への分化を誘導するためには、基本培地に、ニコチンアミド、上皮細胞増殖因子、線維芽細胞増殖因子―4、肝細胞増殖因子、オンコスタチンMおよびデキサメタゾンからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した肝細胞分化誘導培地を用いて培養を行えばよい。なお、上記第一の細胞タイプおよび/または第二の細胞タイプは、擬微小重力環境下にて共培養する前に、別個の分化誘導因子を添加したそれぞれ培地中で予め培養されていてもよい。それぞれの細胞を別個に分化誘導することによって、構築される組織に複数の組織を含めることが可能となると共に、他方の分化誘導因子の干渉例えば、細胞増殖の阻害などを避けることができる。すなわち、本発明は以下のステップを含み得る。a第一の細胞タイプを培養液中または細胞足場材料に播種し、擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中で培養するステップ;およびb続いて、第二の細胞タイプの存在下にて、該第一の細胞タイプを擬微小重力環境下、分化誘導因子を含む培地中でさらに培養するステップ。本発明の一実施形態において、ステップaでは、第一の細胞タイプの血管内皮への分化を誘導するために、EBM内皮細胞基本培地中に、EGF、bFGFおよびVEGFからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した内皮細胞用培地を用いて、多分化能を有する細胞および/またはそれらから分化誘導された内皮細胞の培養を行ない、ステップbでは、ステップaで得られた内皮細胞を含む培養組織塊と第二の細胞タイプ骨髄間葉系幹細胞または骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の骨分化を誘導するために、当該培養組織塊と第二の細胞タイプをα-MEM等の基本培地に、デキサメタゾン、アスコルビン酸、β-グリセロホスフェートおよびBMPからなる群より選択される少なくとも1種の化合物を添加した骨分化誘導培地を用いて共培養を行なう。本発明において、多分化能を有する細胞として、骨髄間葉系幹細胞を利用することが好ましい。また、骨髄間葉系幹細胞は骨に分化するのみならず、血管内皮細胞に分化することも報告されているAsahara,T.,etal.,CircRes,1999.853:p.221-8.。さらに、血管周囲の細胞の供給源となり血管を安定化させることができるCrisan,M.,etal.,CellStemCell,2008.33:p.301-13.;Au,P.,etal.,Blood,2008.1119:p.4551-8.。すなわち、骨髄間葉系幹細胞は骨成分の細胞を供給し、さらに血管を形成、安定化させることが期待できる。ステップbにおいて、第二の細胞タイプ骨髄間葉系幹細胞または骨髄細胞由来の浮遊細胞成分はステップaで得られた培養組織塊に播種してもよいし、培地中に添加してもよい。また、下記表1に示すとおり、第二の細胞タイプは使用せずに、目的の三次元組織を構築することも可能である。本実施形態においては、血管様組織を備えた骨様組織からなる三次元組織を構築することができる。本発明において、血管様組織とは、顕微鏡的に観察される内皮細胞例えば、内皮細胞のマーカーを発現している細胞の管状構造、網状構造等を意味する。なお、本明細書において、血管様組織を単に、血管組織と呼ぶこともある。また、本発明において、骨様組織とは、顕微鏡的に観察される骨組織の構造例えば、細胞がマトリックスに埋もれている状態を有する、また例えばアリザリンレッドS染色、オステオポンチン染色、オステオカルシン染色など骨組織を染色する手法により染色される組織を意味する。なお、本明細書において、骨様組織を単に、骨組織と呼ぶこともある。また、本発明において、第一の細胞タイプ、第二の細胞タイプおよび培地に添加する分化誘導因子を適宜組み合わせることによって、様々な組織を分化誘導することが可能である。以下に第一の細胞タイプ、第二の細胞タイプおよび培地に添加する分化誘導因子の組み合わせの代表的な実施形態を挙げる。目的とする組織の分化を誘導するために、下記細胞および分化誘導因子を適宜選択して使用することができる。ただし、本発明は、これらの組み合わせに限定されるものではない。細胞の培養は、3~10CO2、30~40°C、特に5CO2、37°Cの条件下で行なうことが望ましい。培養期間は特に限定されないが、例えば、ステップa及びbがそれぞれ、少なくとも3日間、好ましくは少なくとも5日間、最も好ましくは少なくとも7日間である。足場材料を使用する培養では、好ましくは第一の細胞タイプを1cm3の足場材料あたり1×107~5×109細胞の密度で、足場材料を使用しない培養では、好ましくは第一の細胞タイプを1×105~1×107/cmの密度で播種する。また、第二の細胞タイプについては、足場材料を使用する培養では、1cm3の足場材料あたり1×107~5×109細胞の密度で、足場材料を使用しない培養では、1×105~1×107/cmの密度で播種または添加することができる。特に、上記血管様組織を備えた骨組織からなる三次元組織を構築する実施形態についていえば、ステップaにおいて足場材料あたり1×106~5×107細胞を播種し、1~2週間培養することができる。ただし、培養期間は足場材料に播種する細胞量および足場材料の大きさなどの要因によって適宜変更することができる。例えば、直径5mm×高さ2mmのサイズを有する足場材料あたり、5×106細胞を播種して14日培養すると、細胞が足場材料の外周を覆ってしまい、内部が壊死することがある。この場合は、最適な培養期間は14日よりも少ない日数である。本発明の方法を再生医療に応用すれば、自己由来の細胞を利用した組織の再生が可能になる。すなわち、患者から採取した骨髄細胞等を擬微小重力環境下で3次元的に培養して、障害欠損を有する組織に移植可能な新たな組織を構築し、該患者に移植することができる。また、本発明の方法により構築された組織は拒絶反応の危険性がない上、自家骨移植と比較して正常組織の侵襲が少なく、また生体内での血管ネットワークの構築もスムーズであるため、より安全かつ確実な組織再生を実現することができる。また、本発明の方法により構築される三次元組織は、生体内に近い細胞環境を実現することができるために、実際の組織に近い機能を有し、薬剤スクリーニング、および動物実験モデルの代替法として利用することも可能である。以下に、本発明を実施例によりさらに詳細に説明するが、本発明はこれらの実施例により何ら限定されるものではない。本明細書中で引用する全ての特許文献、刊行物、技術文書は、それらが本明細書に記載されているのと同程度に参照により本明細書に組み入れられる。実施例1:骨髄由来間葉系幹細胞MSCから内皮細胞ECへの分化日本白色家兎JW/SCK、10日齢、メスより骨髄細胞を採取し、T-75フラスコ底面積:75cm2;BD社製に播種した。1~3週間の培養後、T-25フラスコ底面積:25cm2;BD社製に2×105細胞/cm2の密度で継代した。骨髄細胞の培養は、α-MEMSigma社製、10FBS中で行ない、継代後は内皮細胞用培地EGM-2-MV培地;Lonza社製中で行なった。EGM-2-MV培地の組成は以下の通りである内皮細胞添加因子セットEGM登録商標-2SingleQuotsカタログ番号:CC-4176:EGM-2-MVEBM内皮細胞基本培地500mLhEGF組換えヒト上皮細胞成長因子約0.5mLhFGF-B組換えヒト線維芽細胞成長因子約2mLVEGF血管内皮細胞成長因子約0.5mLアスコルビン酸約0.5mLヒドロコルチゾン約0.2mLR3-IGFインスリン様成長因子-1約0.5mLGA-100050mg/mLゲンタマイシン、50μg/mLアンホテリシン-B約0.5mLFBSウシ胎児血清約25mL5骨髄細胞から内皮細胞への分化を確認するため、フォンウィルブラント因子vWFについての蛍光免疫染色、及び細胞表面CD31発現解析を行った。播種3日後と1週間後の細胞をガラスボトムディッシュ底面積:1cm2;IWAKIに継代し、24時間培養した。リン酸緩衝液PBSで洗浄後、4パラホルムアルデヒドリン酸緩衝液で固定し、0.2TritonX-100/PBS溶液中で1FITC標識抗フォンウィルブラント因子vWF抗体ヒツジポリクローナル;abcam社より入手PBS中と30分間反応させた。蛍光顕微鏡を用いて染色像を観察した。得られた画像の蛍光強度を、AxioVisionRel4.6カールツァイス社製を用いて測定し、細胞の面積あたりの蛍光強度を算出し、分化前のMSCについての蛍光強度と比較した。各サンプルから8個の細胞を無作為に選定し、その平均値を算出したn=1。さらに、播種1週間後の細胞表面におけるCD31血小板細胞接着因子PECAMの発現をFACSBD社製FACSAriaTMセルソーターにより解析した。各密度で播種した細胞を1×106個ずつ回収し、PBSで洗浄した後、PBS-2FBS中で1FITC標識抗CD31抗体マウスモノクローナルWM-59;abcam社より入手と30分間、氷上で反応させた。PBSで洗浄後、200μg/mLPIヨウ化プロピジウムを加え、FACSで解析した。結果vWFの免疫蛍光染色の結果図1から、1×104細胞/cm2、2×105細胞/cm2で播種した細胞は、培養日数が増えるにつれ蛍光強度が増加することが観察された。一方、1×103細胞/cm2で播種した細胞は、培養1週間では蛍光強度の増加は観察されなかった。図2に示されるように、1週間培養した細胞のCD31発現について調べたところ、2×105細胞/cm2で播種した細胞は、1×103細胞/cm2、1×104細胞/cm2で播種した細胞と比較してCD31を多く発現していた。CD31は成熟した内皮細胞が発現するマーカーとして知られているためJoachim,O.,etal.,StemCells,2004.223:p.377-384.、1×103細胞/cm2、1×104細胞/cm2で播種した細胞は1週間の培養では成熟していないと考えられる。結果から、高密度で細胞を播種し、培養することにより、分化を促進することができることが確認された。実施例2:骨髄由来間葉系幹細胞MSCと骨髄由来間葉系幹細胞由来内皮細胞MSC-derivedECの回転培養実施例1に記載のように調製した内皮細胞ECを、細胞足場材料であるOPLA登録商標スキャホールドBD社製直径5mm×高さ2mmに、足場材料あたり1×106~5×107細胞の密度で播種し、減圧100mmHg、5分間により細胞懸濁液を足場材料内部に取り込ませたDong,J.,etal.,BiomedMaterEng,2002.122:p.203-9.;Uemura,T.,etal.,Biomaterials,2003.2413:p.2277-86.。5CO2、37°Cで3時間インキュベートした後、回転培養装置RWVバイオリアクター;Synthecon社製で培養を行なった。EGM-2-MV培地中で1週間培養し、MSC1×106~5×106細胞/足場材料を播き足し、さらに1週間、下記の組成を有する骨分化誘導培地中で培養した。培地は3日おきに交換した。回転速度は、培養サンプルの沈降の様子を確認しながら調節した7.5~12rpm。骨分化誘導培地α-MEM10mMβ-グリセロホスフェート50μg/mLL-アスコルビン酸10nMデキサメタゾン実施例3:組織学的評価実施例2に記載のように、EC1×106細胞/足場材料をEGM-2-MV培地中で1週間培養し、MSC1×106細胞/足場材料を播き足した後に、骨分化誘導培地中で1週間培養した図3、右。対照として、EC1×106細胞/足場材料をEGM-2-MV培地中で1週間培養し、MSCを添加せずに骨分化誘導培地中で1週間培養した図3、左。図4に示すHE染色の結果から、MSCを播き足したサンプルでは、足場材料の中心部付近に細胞が集まり、MSCを添加していないサンプルでは、足場材料全体に細胞が点在していた。また、いずれのサンプルにおいても、アリザリンレッドS染色に対して陽性であり、骨組織が形成されていることが確認された図4、右。さらに、レクチン染色図5により、MSCを添加したサンプルでは血管様の細胞が観察された。ECの播種密度について検討したところ、図6のHE染色の結果から示されるように、細胞の播種密度が上昇するにつれ、細胞が足場材料内に多く侵入し、1×107細胞/足場材料でプラトーに達していた。また、図7-1に示すレクチン染色の結果から、足場材料内により多くの細胞が取り込まれたサンプル1×107及び5×107細胞/足場材料では、血管様の構造が観察された。また、分岐を有する血管様の構造も観察された図7-2。さらに実施例2に記載のように、MSC由来のEC5×106細胞/足場材料をEGM-2-MV培地中で1週間培養し、MSC5×106細胞/足場材料を播き足した後に、骨分化誘導培地中で1週間培養した。得られた組織の切片を公知の手法に基づいて作製し、ヘマトキシリンエオジンHE染色、オステオポンチン染色およびオステオカルシン染色を行った。各染色結果を図8に示す。図8より明らかなように、得られた組織はオステオポンチン図8bおよびオステオカルシン図8c染色に対し陽性であることから、得られた組織中に骨組織が形成されたことが示された。実施例4:骨髄細胞由来の浮遊細胞成分存在下における骨髄由来間葉系幹細胞MSC由来内皮細胞MSC-derivedECの回転培養1骨髄間葉系幹細胞MSCから内皮細胞ECへの分化上記実施例1と同様に、MSCからECを調製した。調製後の細胞は、内皮細胞の表現系の代表的なマーカーである、フォンウィルブラント因子vWFとCD31血小板細胞接着因子PECAMの発現を解析することで分化を確認した。2骨髄細胞からの浮遊細胞成分の分離上記MSCを採取したウサギとは異なる個体より骨髄細胞を採取し、T-75フラスコ底面積:75cm2;BD社製に播種した。α-MEMSigma社製および10FBSを含む培地中、インキュベーターで24時間培養後、フラスコに接着していない細胞を回収した。回収した浮遊細胞成分は、遠心処理によりチューブに集め、使用時まではインキュベーター中に保管した。3骨髄間葉系幹細胞由来内皮細胞と浮遊細胞成分とのRWV回転共培養上記1にて調製したMSC由来のECをOPLA登録商標スキャホールドBD社製直径5mm×高さ2mmに播種し5×106細胞/足場材料、または1×107細胞/足場材料、減圧100mmHg,5minにより細胞懸濁液を足場材料内部へ浸透させDong,J.,etal.,上掲;Uemura,T.,etal.,上掲、内皮細胞用培地EGM-2-MV培地;Lonza社製中で2時間培養した。EGM-2-MV培地の組成は上記の通りである。その後、回転培養装置RWVバイオリアクター;Synthecon社製で回転培養を行った。EGM-2-MV培地中にて3日または1週間培養を行った後、骨分化誘導培地に切り替えて培養を行った。骨分化誘導培地の組成は上記のとおりである。骨分化誘導培地には、上記2にて調製した浮遊細胞成分を添加して用いた。浮遊細胞成分は、一羽のウサギから採取できる量の12分の1量を骨分化誘導培地に添加した。培養は、5CO2,37°Cにて、浮遊細胞成分を添加した骨分化誘導培地を用いて、2日おきに培地交換を行った。回転速度は、培養サンプルの沈降の様子を確認しながら調節した7.5~30rpm。4組織学的評価上記3で得られた各組織を4パラホルムアルデヒドリン酸緩衝液中で固定し4°C、3日間、その後、0.1Mtris-0.5MEDTA溶液で脱灰25°C、3日間を行い、パラフィンに包埋しパラフィンブロックを作製した。なお、当該組織は約3mmの直径を有した図9。さらに、上記3で得られた各組織を凍結包埋剤4カルボキシメチルセルロースCMCLeicaで包埋し、凍結ブロックを作製した。パラフィンブロックおよび凍結ブロックをミクロトームで5μmの厚さの切片にし、トルイジンブルー、ヘマトキシリンエオジンHEで染色し、組織学的評価を行った。また、各切片上の組織をプロテイナーゼK溶液DakoCytomationでタンパク質除去し、PeroxidaseBlockingRegentDakoCytomation、BlockingRegentRocheDiagnosticsと反応させた後に、抗コラーゲンI抗体第一ファインケミカル株式会社またはFluoresceinLycopersiconEsculentumTomatoLectinVectorLaboratoriesを、製造元のプロトコルに従って用いて免疫染色を行った。MSC由来のECを5×106細胞/足場材料にて足場材料に播種し、内皮細胞用培地EGM-2-MV培地で1週間培養した後、骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下、骨分化誘導培地中で1週間培養して得られた組織の染色像を図10および11に示す。図10トルイジンブルー染色:aおよびc;HE染色:bおよびdより明らかなように、MSC由来のECを骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下で培養することにより図10aおよびb、骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の非存在下で培養した場合図10cおよびdと比べて、より高密度な組織を構築できることが確認された。図11レクチン染色:aおよびbより明らかなように、MSC由来のECを骨髄細胞由来の浮遊細胞成分と共培養して得られた組織中には、浮遊細胞成分の非存在下にて培養して得られた組織中に観察される血管様組織図11bと比べて、より太い血管様組織が観察された図11a。MSC由来のECを骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下で、骨分化誘導培地で3週間培養して得られた組織の染色像トルイジンブルー染色:a;HE染色:bを図12に示す。上記1週間の培養結果図11と比べ、組織中心部においてもマトリックスが産生されていることが観察された。また、骨細胞osteocyteの様に細胞がマトリックスに埋もれている様子が観察された図12a、丸で囲まれた領域。また、MSC由来のECの足場材料に対する播種濃度を1×107細胞/足場材料として、上記と同様の条件で培養して得られた組織切片をプロテイナーゼK溶液DakoCytomationでタンパク質除去し、PeroxidaseBlockingRegentDakoCytomation、BlockingRegentRocheDiagnosticsと反応させた後に、抗コラーゲンI抗体第一ファインケミカル株式会社またはFluoresceinLycopersiconEsculentumTomatoLectinVectorLaboratoriesを、製造元のプロトコルに従って用いて免疫染色を行った。この結果を図13に示す。図13トルイジンブルー染色:a;抗コラーゲンI抗体染色:bより明らかなように、1週間の培養により得られた組織の中心部においてもマトリックスの産生が観察された。当該組織を抗コラーゲンI抗体を用いて免疫染色した結果を図13bに示す。この結果より、産生されたマトリックスがI型コラーゲンであることが示唆された。5コントロール実験コントロール実験として、MSC由来のECを上記3と同様に足場材料に播種した後、内皮細胞用培地EGM-2-MV培地で培養することなく、上記3同様に骨髄細胞由来の浮遊細胞成分と骨分化誘導培地中で1週間共培養を行った。結果を図14に示す。図14より明らかなように、MSC由来のECを内皮細胞用培地EGM-2-MV培地で培養することなく、骨髄細胞由来の浮遊細胞成分と共に骨分化誘導に付した場合、組織はほとんど構築されず、足場材料中に細胞が点在しているのみであった。また、骨髄細胞を上記3と同様に足場材料に播種し、内皮細胞用培地EGM-2-MV培地で培養した後、上記3同様に骨髄細胞由来の浮遊細胞成分と骨分化誘導培地中で1週間共培養を行った。この場合においても、組織はほとんど構築されず、足場材料中に細胞が点在しているのみであった。以上の結果より明らかなように、骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の存在下、MSC由来のECを骨分化誘導培地中で培養することにより、骨髄細胞由来の浮遊細胞成分の非存在下にて得られる組織と比べて、invitroで太い血管様組織を備え、かつマトリックスを多く産生した三次元組織を構築することができた。心筋梗塞モデルのサルに骨髄幹細胞であるCD34細胞の移植を行った結果、局所血流と心機能の有意な改善は観察されたが、移植細胞由来の新生血管も心筋細胞もほとんど検出されなかったこと、および移植細胞は血管内皮増殖因子VEGFを分泌していることが報告されているYoshioka,T.,etal.,Repairofinfarctedmyocardiummediatedbytransplantedbonemarrow-derivedCD34stemcellsinanonhumanprimatemodel.StemCells,2005.233:p.355-64.。このことから、共培養した浮遊細胞成分により、VEGFの分泌が促進された結果として、invitroで太い血管様組織を備え、かつマトリックスを多く産生した三次元組織を構築された可能性が示唆される。また、コントロール実験においてはいずれの場合も、組織はほとんど構築されなかった。これはMSC由来のECを浮遊細胞成分と共培養させたことで、MSCを内皮細胞用培地で培養したことでそれぞれの細胞の分化が促進され、増殖が抑制されたために組織が構築できなかったことが示唆される。実施例5:細胞源と培養法の比較ヒト臍帯静脈内皮細胞HUVECとMSC由来のECの静置培養とRWV回転培養における細胞増殖について比較を行った。HUVECはBDより入手した。MSC由来のECは、上記実施例1と同様に、調製した。各細胞をOPLA登録商標スキャホールドBD社製直径5mm×高さ2mmに播種しHUVEC5×107細胞/足場材料、MSC由来のEC5×106細胞/足場材料、減圧100mmHg,5minにより細胞懸濁液を足場材料内部へ浸透させDong,J.,etal.,上掲;Uemura,T.,etal.,上掲、内皮細胞用培地EGM-2-MV培地;Lonza社製中で、静置培養または回転培養に付した。培養期間はいずれも1週間とした。EGM-2-MV培地の組成は上記の通りである。各培養方法における各細胞の増殖結果を図15に示す。図15より明らかなように、いずれの培養方法であってもMSC由来のEC図15cおよびdがHUVEC図15aおよびbに比べてより増殖した。また、いずれの細胞であっても、回転培養図15aおよびcが静置培養図15bおよびdよりも効率的に細胞を増殖させることが明らかとなった。"