"ヒドロゲル又は膜の形態の植物由来の機械的に崩壊させたセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を含むことを特徴とする、細胞培養又は細胞送達組成物。セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体におけるセルロースナノファイバー又はナノファイバーの束の直径が、1μm未満、好ましくは200nm未満、より好ましくは100nm未満であることを特徴とする、請求項1に記載の組成物。セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体が、セルロースナノファイバー又はナノファイバーの束の化学的に又は物理的に修飾された誘導体を含むことを特徴とする、請求項1又は2に記載の組成物。組成物が、細胞外マトリックス成分、血清、成長因子、及びタンパク質からなる群より選択される添加物をさらに含むことを特徴とする、請求項1~3のいずれか1項に記載の組成物。マトリックスが、生細胞及びヒドロゲルを形成している請求項1~4のいずれか1項に記載の組成物を含み、且つ該細胞が前記マトリックスにおいて三次元又は二次元の配置で存在することを特徴とする、細胞培養又は細胞送達マトリックス。細胞が真核細胞又は原核細胞であることを特徴とする、請求項5に記載のマトリックス。-植物由来の、機械的に崩壊させたセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を提供する工程、-前記セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を水と混合する工程、を含むことを特徴とする、請求項1~4のいずれか1項に記載の組成物を製造する方法。該方法が、混合物を適切な薬物と組み合わせることをさらに含むことを特徴とする、請求項7に記載の方法。-細胞培養培地及び細胞を含む材料を提供する工程;-前記材料を水性又は非水性液体で希釈する工程;-任意で、細胞及び細胞凝集体を沈降させるために該材料を遠心する工程;-デカンテーションによりセルロースナノファイバーを除去する工程、を含むことを特徴とする、細胞培養材料から植物ベースのセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を除去する方法。-細胞培養培地及び細胞を含む材料を提供する工程;-該細胞培養材料を分解酵素と接触させる工程;-任意で、細胞及び細胞凝集体を沈降させるために該材料を遠心する工程;-デカンテーションによりセルロースナノファイバーを除去する工程、を含むことを特徴とする、細胞培養材料から植物ベースのセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を除去する方法。植物由来の、機械的に崩壊させたセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を含む、細胞送達材料としての使用のための、ヒドロゲル又は膜。invitroで細胞を維持するための培地又は培地の化合物として、研究及び/又は産業目的のための、植物由来の、機械的に崩壊させたセルロースナノファイバー及び/若しくはその誘導体、又は請求項1~4のいずれか1項に記載の組成物の微生物学的使用。細胞又は酵素を固定化するための、請求項1~4のいずれか1項に記載の組成物の使用。-細胞を提供する工程;-該細胞を請求項1~4のいずれかに記載の組成物と接触させ、マトリックスを形成する工程;-前記マトリックス内で三次元又は二次元の配置で該細胞を培養する工程、を含むことを特徴とする、細胞を培養する方法。培養の前に、マトリックスを細胞培養又は細胞送達のための環境へ移動させる又は配置させることを特徴とする、請求項14に記載の方法。細胞が真核細胞である、1以上の上記請求項に記載の組成物、方法、又は使用。細胞が原核細胞である、1以上の上記請求項に記載の組成物、方法、又は使用。本発明は、2D及び3Dの細胞培養マトリックスにおけるセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体の使用に基づいている。本発明は、細胞培養マトリックスにおけるセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体の使用を提供する。セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体の2D及び3Dの細胞培養マトリックスとしての使用は、セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を含むマトリックス上での細胞の増殖を高めるため及び達成するための、動物ベースの添加物の使用の必要性を廃止する。本発明者は、驚いたことに、植物由来のCNFヒドロゲルが、3D細胞培養のための生体模倣ヒトECMとして、いかなる修飾もすることなく使用可能であることを見出した。細胞増殖及び生存率のデータは、CNFヒドロゲルが、薬剤開発、薬剤毒性試験、及び再生医療、さらにはinvivoでの細胞送達における、進化した機能的な細胞ベースのハイスループットスクリーニングアッセイのための3Dの細胞の足場のための最適な生体材料であることを示唆する。本発明者らは、植物由来のCNFヒドロゲルの物理的及び生体適合性の特性を初めて記述する。植物のセルロースは製紙及び繊維産業において広く使用されており、天然に豊富に存在する。天然のセルロースナノファーバーヒドロゲルは不透明である。機械的な崩壊の前のセルロースパルプの化学修飾は、光学的に透明なヒドロゲルを生じる。本発明は、水性環境において分散したセルロースナノファイバーCNFからなるヒドロゲルに関する実験研究に基づいている。該ナノファイバーは、セルロースポリマーのヒドロキシル官能性に起因して高度に親水性であり、部分的にヘミセルロース多糖で覆われている。従って、本発明は最初の態様として、ヒドロゲル又は膜の形態であるセルロースナノファイバー又はその誘導体を含む、細胞培養又は細胞送達組成物を提供する。本発明の重要な利点は、細胞外で生じる動物又はヒトベースの化学物質の無い、生体材料培地上で又は生体材料培地中で、細胞を維持する及び増殖させることが可能であるということである。細胞は、セルロースナノファイバー又はその誘導体を含む、培地/マトリックス上又は培地/マトリックス中で、均一に分散する。細胞は培地上又は培地中で分裂し、増殖を開始し、細胞培養プラットフォームの底に細胞を蓄積させることなく、細胞塊が自然発生的に成長を開始する。セルロースナノファイバー又はその誘導体における細胞の均質な分裂は、生体材料が3D細胞培養培地として機能するための必要条件である。本発明のさらなる利点として:セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体は不活性であり、蛍光バックグラウンドを付与しない、ということが挙げられる。セルロースナノファイバー又はその誘導体を含む培地は注入可能である。注入性は流動学的特性により説明される。注入は、細胞がマトリックス内部で安定して留まり、それらが注入後にマトリックス中で均一に分散するように行うことができる。発明の詳細な説明本発明は、セルロースナノファイバー又はその誘導体がヒドロゲル又は膜の形態である、セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を含む、細胞培養又は送達組成物に関する。セルロースナノファイバー又はその誘導体は、植物材料を含む原料等の、非動物ベースの材料から得ることができる。特別の定めがない限り、本明細書及び特許請求の範囲で使用される用語は、細胞培養において一般に使用される意味を有する。具体的には、以下の用語は以下に示す意味を有する。用語細胞培養又は送達組成物は、セルロースナノファイバー又はセルロースナノファイバーの誘導体を含み、細胞培養培地として又は細胞送達のために使用される材料のことをいう。前記組成物は、細胞又は細胞塊を移動するのにも使用できる。セルロースナノファイバーは、ヒドロゲル又は膜の形態であり得る。前記組成物は、特別な細胞外マトリックス成分、血清、成長因子、及びタンパク質等の様々な添加物をさらに含み得る。用語セルロース原料は、セルロースパルプ、精製パルプ、又はセルロースナノファイバーの生産に使用できる、いかなるセルロース原料源をもいう。該原料はセルロースを含むいかなる植物材料に基づいたものでもあり得る。植物材料は木であり得る。木は、トウヒ、マツ、モミ、カラマツ、ダグラスモミ若しくはツガ等の軟材の木からのもの、又はカバノキ、アスペン、ポプラ、ハンノキ、ユーカリ若しくはアカシア等の硬材の木からのもの、又は軟材及び硬材の混合物からのものであり得る。非木材の材料は、農業残渣、草、又は綿、トウモロコシ、小麦、オート麦、ライ麦、大麦、米、亜麻、麻、マニラ麻、サイザル麻、ジュート、ラミー、ケナフ、バガス、竹、又は葦からの、わら、葉、樹皮、種子、殻、花、野菜若しくは果実等のその他の植物材料からのものであり得る。用語セルロースパルプは、化学的、機械的、熱機械的、又は化学熱機械的なパルプ化工程を使用して、任意のセルロース原料から分離したセルロースファイバーをいう。通常、ファイバーの直径は15~25μmの間で変動し、長さは500μmを超えるが、本発明はこれらのパラメーターに限定されることを意図しない。本発明におけるセルロースは構造的にI型セルロースである。用語セルロースナノファイバーは、分離したセルロースナノファイバーCNFの集まり、又はセルロース原料若しくはセルロースパルプ由来のナノファイバーの束をいう。ナノファイバーは通常、高いアスペクト比を有する:数平均直径は通常200nm未満であるが、長さは1μmを超え得る。また、ナノファイバーの束の直径はより大きいものであり得るが、一般的には1μm未満である。最も小さいナノファイバーは、通常直径2~12nmであるいわゆるエレメンタリーフィブリルelementaryfibrilに類似する。フィブリル又はフィブリルの束の大きさは、原料及び崩壊方法に依存する。セルロースナノファイバーは、いくらかのヘミセルロースも含み得る;その量は植物源に依存する。セルロース原料、セルロースパルプ、又は精製パルプからのセルロースナノファイバーの機械的な崩壊は、精製機、グラインダー、ホモジナイザー、コロイダーcolloider、摩擦グラインダー、超音波処理装置、マイクロフリューダイザーmicrofluidizer、マクロフリューダイザーmacrofluidizer又は流動化型ホモジナイザーなどのフリューダイザー等の適切な機器を用いて実施される。好ましくは、セルロースナノファイバーは機械的に崩壊させた材料である。セルロースナノファイバー又はセルロースナノファイバー及び/又はその誘導体は、セルロースナノファイバー又はナノファイバーの束の、いかなる化学的又は物理的に修飾された誘導体でもあり得る。化学的修飾は、例えば、セルロース分子のTEMPO酸化、エステル化、又はエーテル化反応等のカルボキシメチル化、酸化に基づいたものであり得る。修飾は、セルロース表面上の、アニオン性、カチオン性、若しくは非イオン性物質、又はこれらの任意の組み合わせの物理的吸着によっても実現することができる。前記修飾は、セルロースナノファイバーの製造前、製造後、又は製造中に実施することができる。特定の修飾は、ヒトの体内で分解可能なCNF材料をもたらし得る。適切に、セルロースパルプ等のセルロース原料を、機械的な崩壊の前に酸及び塩基で前処理する。該前処理は、セルロースパルプを、酸で処理し1より多い電荷を有するいかなる正電荷イオンをも除くために、好ましくは塩酸を用いる、次いで、1の電荷を有する正電荷イオンを含む無機塩基好ましくはNaOH、Naイオンがそれ以前のイオンを置換するで処理することで効果を生じる。この前処理は、セルロースナノファイバーに優れたゲル化特性及び透明性を提供する。この前処理された産物は、酸-塩基で前処理された、又はイオン交換された、セルロースナノファイバーと称される。セルロースナノファイバーの微生物純度は細胞培養を行う上で必須である。従って、セルロースナノファイバーを、ヒドロゲル又は膜の形態で細胞培養実験の前に滅菌する。それに加え、細線維化の前及び細線維化中に該産物の微生物混入を最小化することが重要である。細線維化に先立って、パルプがまだ無菌である漂白工程の後すぐに、パルプ製造機からセルロースパルプを無菌的に収集することは有利である。いくつかの広く使用されているセルロースナノファイバーの同義語が存在する。例えば:ナノセルロース、ナノフィブリル化セルロースnanofibrillatedcelluloseCNF、ナノフィブリルセルロースnanofibrillarcellulose、セルロースナノファイバー、ナノスケールフィブリル化セルロース、ミクロフィブリルセルロースmicrofibrillarcellulose、ミクロフィブリル化セルロースmicrofibrillatedcelluloseCNF、又はセルロースミクロフィブリルcellulosemicrofibril。特定の微生物により生産されたセルロースナノファイバーは、細菌性セルロース、微生物性セルロースMC、バイオセルロース、ナタデココNDC、又はココデナタcocodenata等の様々な同義語を有する。本発明に記載のセルロースナノファイバーは、いわゆるセルロースウィスカーセルロースナノウィスカー、セルロースナノ結晶、セルロースナノロッド、棒状セルロース微結晶、又はセルロースナノワイヤーとしても知られると同じ材料ではない。いくつかの場合において、両材料について類似した用語が使用される。例えば、KuthcarlapatiらMetalsMaterialsandProcesses203073142008により、彼らは明らかにセルロースナノウィスカーについて言及していたが、研究された材料はセルロースナノファイバーと呼ばれた。通常、これらの材料は、セルロースナノファイバーのようにフィブリル構造に沿った非結晶部分を有さず、このことがより堅固な構造をもたらす。セルロースウィスカーもセルロースナノファイバーよりも短い;通常、長さは1μm未満である。個々のセルロースナノファイバーの大きさは、上記のECMにおけるコラーゲンファイバーの大きさ即ち4~10nmに非常に近い。従って、CNFベースのヒドロゲルは3D細胞培養マトリックスとして使用することができる。本発明の細胞培養実験において、2種類のセルロースナノファイバーが使用された:不透明な天然のCNF、及びTEMPO-酸化されたセルロースである光学的に透明なCNF。該材料の詳細な説明は、本願実施例の材料及び方法のセクションに示す。用語セルロースナノファイバーヒドロゲルは、セルロースナノファイバーの水性分散物をいう。用語セルロースナノファイバー膜は、セルロースファイバーの湿った又は乾燥したシート状形成物をいう。該膜は、通常、適切なフィルターを用いた真空濾過装置による低濃度のセルロースナノファイバー分散液の濾過により製造される。溶媒キャスティングSolventcastingも、上記膜構造を得るのに使用し得る。得られた膜は、使用前に湿った状態又は乾燥状態として使用することができる。本発明のセルロースナノファイバー又はその誘導体は、セルロースナノファイバー又はナノファイバーの束の、化学的又は物理的に修飾した誘導体を含み得る。本発明の細胞培養又は薬剤送達組成物は、特別な細胞外マトリックス成分、血清、成長因子、及びタンパク質からなる群より選択される適切な添加物をさらに含み得る。本発明は、細胞培養又は細胞送達マトリックスであって、該マトリックスが生細胞及びヒドロゲルを形成する細胞培養又は細胞送達組成物を含み、該細胞がマトリックス中で3次元又は2次元の配置で存在する、細胞培養又は細胞送達マトリックスにも関連する。細胞はいかなる細胞でもあり得る。細菌細胞等の原核細胞に加えて、動物細胞、植物細胞、及び真菌細胞等のいかなる真核細胞も、本発明の範囲にある。細胞株に依存して、実験は2D又は3Dで行われる即ち、細胞はCNF膜若しくはゲル上で培養される、又は細胞はCNFヒドロゲル若しくはCNF膜において均一に分散される。本発明の特定の実施例は、自発的に生じた網膜色素上皮ARPE-19細胞は単層を形成し、一方で、ヒト肝細胞癌HepG2細胞は、単層又は細胞コロニーのいずれかを生じることを開示する。細胞は、当該技術分野で公知の任意の検出方法又は色素を使用して検出し得る。本発明は、セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を提供する工程;任意で前記セルロースナノファイバー及び/又はその誘導体を水と混合する工程;並びに、該セルロースナノファイバー及び/若しくはその誘導体、又は得られた該混合物を、細胞培養又は送達のための適切な環境へ移動又は配置する工程、を含む前述の特許請求の範囲のいずれかの組成物を製造する方法にも関連する。セルロースナノファイバーヒドロゲル若しくは膜、又はそれらの誘導体、又は本発明の組成物は、細胞送達材料として使用することができる。セルロースナノファイバーヒドロゲル若しくは膜、又はそれらの誘導体、又は細胞培養若しくは細胞送達組成物は、臨床での使用のための送達材料のために使用することができる。本発明は、invitroで細胞を維持するための培地若しくは培地の化合物としての研究及び/又は産業目的のための、セルロースナノファイバー若しくはその誘導体、又は本発明の組成物の微生物学的使用に関連する。セルロースナノファイバー又はその誘導体を含む組成物は、細胞又は酵素を固定化するために使用することができる。本発明は、細胞を培養する方法であって、該方法が、細胞を提供する工程;セルロースナノファイバー又はその誘導体を含む細胞培養組成物と、細胞を接触させ、マトリックスを形成する工程;及び、3次元又は2次元の配置で前記マトリックス内で細胞を培養する工程、を含む方法にも関連する。本発明は、該細胞が真核細胞である、組成物、方法又は使用にさらに関連する。本発明は、該細胞が原核細胞である、組成物、方法又は使用にさらに関連する。原核細胞は、好気性若しくは嫌気性細菌、ウイルス、又は真菌酵母やカビ等などの微生物を含む。本発明は、該細胞が幹細胞である、組成物、方法又は使用をさらに提供する。セルロースナノファイバーの除去は、例えば、セルロース分子の酵素分解を利用して酵素を用いて行うことができる。適切な酵素としては、例えば、市販のセルラーゼがある。培養した細胞株は、培養システムへ必要とされる酵素タンパク質を産生するように遺伝子操作することもできる。本発明は、細胞増殖又は細胞培養材料からセルロースナノファイバー又はその誘導体を除く方法であって、該方法が、細胞増殖培地及び細胞、並びに任意で薬物を含む材料を提供する工程;前記材料を水性又は非水性の液体で希釈する工程;並びに、デカンテーションによりセルロースナノファイバーを除く工程、を含む方法にも関連する。デカンテーションの前に細胞及び細胞凝集物を沈降させるために、適度な遠心を利用することができる。本発明者らは、驚いたことに、植物由来のCNFヒドロゲルが、3D細胞培養のための生体模倣ヒトECMとして、いかなる修飾も無く使用することができることを見出した。細胞増殖及び生存率のデータは、CNFヒドロゲルが、薬剤開発、薬剤毒性試験、及び再生医療、さらにはinvivoでの細胞送達における、進化した機能的な細胞ベースのハイスループットスクリーニングアッセイのための3Dの細胞の足場のための最適な生体材料であることを示唆する。本発明は、植物由来のCNFヒドロゲルの物理的及び生体適合性の特性を初めて開示する。植物のセルロースは製紙及び繊維産業において広く使用されており、天然に豊富に存在する。天然のセルロースナノファーバーヒドロゲルは不透明である。機械的な崩壊の前のセルロースパルプの化学修飾は、光学的に透明なヒドロゲルを生じる。本発明のセルロースナノファイバーは、ヒドロゲル、又は乾燥した若しくは湿った膜の形態で使用することができる。CNFヒドロゲルのゲル強度は、希釈により容易に変更できる。セルロースナノファイバー又は類似の特性を有するその誘導体は、細胞に対し有毒ではない。セルロースナノファイバーヒドロゲルを、ヒアルロン酸又はPEGヒドロゲルの様なUV架橋可能な細胞培養ヒドロゲルと比較した場合、CNF材料ははるかに毒性が低いと考えられる。UV架橋可能なゲルにおいては、ゲル化を開始するのに、有害な光開始剤を要するが、一方で、CNFヒドロゲルは自発的に形成される。CNFヒドロゲルの非共有結合性の性質が、希釈による多孔度の調節も可能にする。細胞は、セルロースナノファイバーヒドロゲル中に均等に拡散し、細胞培養プラットフォームの底への沈降なく、自然と複製を開始し、3Dの細胞塊へと成長し得る。全ての現在使用されている市販の3D細胞培養培地は、細胞が細胞培養プラットフォーム上に3D構造を形成するように、接着ペプチドの添加を必要とする。本発明のセルロースナノファイバー又はその誘導体は、接着ペプチドを用いずに使用することができる。細胞はプラットフォームに付着し、セルロースナノファイバーヒドロゲル中へ自発的に均一に分布する。細胞は、セルロースナノファイバーのファイバーにより提供される機械的な支持に起因して連続相へ均一に懸濁される。著しく高い降伏応力は、沈降に対して細胞及び成長した細胞塊を安定化する。植物起源のセルロースナノファイバーヒドロゲルは、接着ぺプチド及び/又は個々に適した多孔性なしで機能するが、一方で、細菌性セルロースナノファイバーは接着ペプチドを必要とする。細菌性セルロースは発酵後、直接使用されてきたが、その場合、もたらされる膜構造は本発明のヒドロゲル即ち、セルロースナノファイバーからのヒドロゲルよりもかなり堅固である。従って、先行技術の方法は、ヒドロゲルマトリックスをより多孔性にするためにさらなる過程を必要とする。ゲル形態においてセルロースナノファイバーを含む細胞培養培地の堅固さは、細胞培養の特性に影響することなく調節することができる。また、細菌から派生するセルロースナノファイバーは、その他の起源からのセルロースナノファイバーよりも厚く、それ故、細胞培養のために自由に修飾することができない。細胞は3Dマトリックス中で又はマトリックス上で成長する。前記材料は、注入可能であり得、又は適切な表面トポロジーを有するシート状の膜であり得る。CNFの特性は、3D細胞培養について最適に近い:透明、毒性がない、高度に粘性、高い懸濁力、高い水分保持、良好な機械的接着、非動物ベース、ECMの大きさと類似する、塩、温度又はpHに非感受性、分解可能でない、自家蛍光がない。CNFは、材料の化学構造に起因して、無視できる程度の蛍光バックグラウンドを有する。さらに、CNFゲルは細胞に対し有毒ではない。細胞はCNFゲル上で、長時間例えば、2~7日間又はより長く培養又は成長させることができる。また、細胞はヒドロゲル中で短時間例えば、数分~数時間培養又は懸濁のみを行うことができる。細胞は、ナノセルロースファイバーマトリックスを、プラットフォームとして使用される成長の足場/支持として使用する。細胞は塊を形成し、従って、セルロースナノファイバーの3D細胞培養の足場としての有用性を示している。細胞は、沈着の方法及び細胞種に依存して、CNFゲル上又はCNFゲル中で、層又は細胞凝集物として成長する。非毒性のCNFヒドロゲルは、ヒトECMベースのMaxGelTM同様、調査した細胞については等しく良好なECMである。細胞の生存率は、PuraMatrixTM又はHydroMatrixTM中よりもさらに高い。ヒト又は動物ベースのECM成分のいずれも、CNFヒドロゲルへ添加していない。しかしながら、フィブロネクチン又はコラーゲンIVのCNFベースシステムへの添加は、いくつかの場合において有益であり得る。拡散研究に基づいて、CNFヒドロゲルは高度に浸透性であり、酸素、栄養分、及び細胞の水溶性代謝物の自由な交換を促進する。クライオ透過型電子顕微鏡は、CNFヒドロゲルが個々のセルロースナノフィブリル及びファイバーの束の混合物から構成されることを示している。CNFの大きさは、天然のECM成分であり、細胞の支持として一般に使用される、天然のヒトコラーゲンに類似する。CNFヒドロゲルの強度弾性は、使用した振動数0.01~1Hzに応じてほぼ一定である。流動学的データは、停止中低せん断応力ではおよそ数百キロパスカルのせん断粘度であり、1パスカル以内のせん断応力で数パスカルまで落ちることを明らかにしている。そのような挙動は生体材料ヒドロゲルについてはかなり特有のものである。それは極めて良好な懸濁能力及び細胞の支持を可能にし、せん断で希薄になる挙動により、望みの容易な分散を可能にし、使用した針のサイズに関わらずCNFヒドロゲル中の細胞の注入を可能にするこれら挙動は、他の細胞培養生体材料ヒドロゲルについて、以前には得られていない。弾性及び剛性の機械的特性は、3D細胞培養増殖及び細胞の注入に関して、CNFヒドロゲルは最適である。本発明の利点は、セルロースナノファイバー又はその誘導体のフィブリルネットワークの大きさが、コラーゲンナノファイバーの天然ECMネットワークに非常に近似していることである。さらに、セルロースナノファイバー又はその誘導体は、非動物ベースの材料であり、即ち、疾患の伝達のリスクがない。現在、市販製品のほとんどは動物から単離される。さらに、ヒドロゲルから膜までのCNF材料を利用できるので、本発明は、物理的形態を調節する可能性を提供する。注入可能なヒドロゲルは、非常に高い降伏応力に起因して、細胞の周囲に支持マトリックスを形成する。CNF膜は透明で高度に多孔性である。大量生産は代替物と比べ容易である。天然のセルロースナノファイバーは細胞に対し毒性がない。細胞の増殖は、セルロースナノファイバー又はその誘導体の場合は、コントロール細胞のみと比較して、ほぼ倍増する。細胞はCNFヒドロゲル上で長時間例えば、2~7日間制御可能である。細胞はセルロースナノファイバーマトリックスを成長プラットフォームとして使用する。細胞は塊を形成し、これはセルロースナノファイバー又はその誘導体の3D細胞培養の足場としての有用性を示している。細胞はCNFゲル中で層として成長する。セルロースナノファイバー又はその誘導体はわずかな蛍光バックグラウンドを有する。セルロースナノファイバーヒドロゲルは、3D及び2D細胞培養マトリックスとして使用される、最適な弾性、剛性、せん断応力、機械的接着、及び多孔性を有する。水性の環境において、セルロースナノファイバーは、分散したナノファイバー又はナノファイバーの束の連続的なヒドロゲルネットワークを形成する。該ゲルは、非常に低濃度においてでさえ互いに絡み合う、高度に水和したフィブリルにより形成される。該フィブリルは水素結合を介しても相互作用し得る。巨視的構造は、機械的な攪拌で容易に破壊される即ち、高いせん断応力でゲルが流動を開始する。セルロースナノファイバーヒドロゲル及び/又はその誘導体は、細胞培養材料として使用されることが以前には述べられていない。本発明の応用として、バイオテクノロジー研究のために細胞培養材料を提供することが挙げられる。CNFを含む細胞増殖又は細胞培養培地は、細胞を維持する及び育てるため、並びに細胞を移動するために使用し得る。本発明は、例えば、組織工学及び創傷治癒において利用可能な、細胞培養培地を提供する。その他の応用として、例えば、薬剤用量適用、バイオテクノロジー的又は生物学的医薬、及びそれらの用量、並びに3D薬剤の機能的細胞試験アッセイが挙げられる。CNFヒドロゲルの特有の流動学的特性は、眼内、筋肉内、又は皮下治療におけるCNFヒドロゲル中の細胞又は薬剤の注入のような、ヒドロゲルの注入性に基づいた、いくつかの応用を可能にする。以下の実施例は、本発明をさらに説明するために記載されており、本発明の範囲を限定することを意図しない。本明細書に基づいて、当業者は多くの方法で本発明を修飾することができるであろう。材料及び方法CNFヒドロゲルの調製不透明な天然CNFヒドロゲル1.7重量を、湿セルロースパルプファイバーの高圧ホモジナイゼーションにより得た。従って、該過程の直接の産物は希釈セルロースナノファイバーヒドロゲルである。透明なCNFヒドロゲル0.9重量は、化学的に修飾されたセルロースパルプTEMPO-酸化したセルロースパルプの同様のホモジナイゼーション過程により得た。該サンプルはオートクレーブで滅菌した。細胞の研究については、該CNFヒドロゲルを適切な濃度に希釈し、機械的な混合又はソニケーションでホモジナイズした。天然CNF及び透明CNFのクライオ-TEMの写真を図1に示す。天然のセルロースナノファイバーヒドロゲルは、個々のセルロースナノフィブリル及びファイバーの束の混合物で構成される図1A。最も小さいファイバーの直径はおよそ7nmであるが、セルロース材料の大部分は束の構造内で50~100nmを形成している。正確な長さのスケールは、材料の絡み合い束ねられている性質に起因して、写真から推定することはできないが、個々のナノファイバーが数マイクロメーター長であることは明白であると思われる。光学的に透明なCNFヒドロゲルのクライオTEMの写真は、均一に分布した個々のセルロースナノファイバーのネットワークを示す。これらのナノファイバーの直径はおよそ7nmであり、長さは1マイクロメーターを超える。該ナノファイバーは、100~200nm長の直線部分を有し、ファイバーのアクセルaxelに沿って急なねじれが続く。これらの直線部分は高結晶質のセルロース領域からなり、曲がっている部分は非結晶部により形成される。CNF膜の調製CNF膜は、水性0.2重量の天然CNFの分散液の真空濾過により調製した。濾過後、湿った膜を55°Cのオーブンで48時間、重りの下で乾燥させた。乾燥した薄い膜は、坪量70~80g/m2で、滑らかで不透明であった。酵素的加水分解CNFヒドロゲルの酵素分解を、Celluclast15LFGCCN0367NovozymespHopt5、タンパク質90mg/mlを用いて0.5ヒドロゲルを含む砂利を加水分解することにより示した。天然CNFの分解をpH5、50°Cで4日間、及び透明CNFの分解をpH7、21°Cで1時間行った。酵素量は1グラムのCNFに対し5mgの酵素であった。HepG2細胞HepG2細胞の起源ヒト肝細胞癌HepG2細胞を、アメリカンタイプカルチャーコレクションATCC,Manassas,VA,USAから得た。HepG2細胞の維持培養HepG2細胞は、10ウシ胎児血清、ペニシリン/ストレプトマイシンGibco、2mML-グルタミンGibco、100mMピルビン酸ナトリウムGibcoを補充した、ダルベッコ変法イーグル培地DMEM,Gibco中で維持した。該細胞は、75cm2培養フラスコ中で、95RT湿度、5CO2雰囲気中のインキュベーター内で、37°Cで維持した。細胞は、トリプシン処理により1:10で、週2回、1:4の分割比で継代した。培地は48時間おきに交換し、細胞は90コンフルエンシーで継代培養した。HepG2細胞のCNFヒドロゲルにおける3D培養セルロースナノファイバーヒドロゲルを96ウェル組織培養プレートの底に配置し、ウェル当り25000~50000細胞を含む増殖培地中のHepG2細胞の懸濁液を、CNFヒドロゲルの上に播種したか、又はCNFヒドロゲルと混合した。CNFヒドロゲルの濃度は0.01~1に及ぶ。ARPE-19細胞ARPE-19細胞の起源自発的に生じた網膜色素上皮ARPE-19細胞は、アメリカンタイプカルチャーコレクションATCC,Manassas,VA,USAから得た。ARPE-19細胞の維持培養ARPE-19細胞は、10ウシ胎児血清FBS、2mML-グルタミン、100U/mlペニシリン及び100U/mlストレプトマイシンを補充した、ダルベッコ変法イーグル培地DMEM:栄養混合物F12,1:1混合物で培養した。該細胞は37°C、7CO2雰囲気中において培養した。増殖培地は2~3日ごとに交換し、培養は24~30継代で使用した。CNF膜上でのARPE-19細胞の培養セルロースナノファイバーヒドロゲルを、96ウェル組織培養プレートの底に配置し、ウェル当り25000~50000細胞を含む増殖培地中のARPE-19細胞の懸濁液を、該ヒドロゲル上に播種したか、又は該ヒドロゲルと混合した。ヒドロゲルの濃度は0.01~1に及ぶ。ヒトES細胞由来肝前駆細胞ヒト胚性幹細胞の維持培養ヒト胚性幹hES細胞株H9WisconsinInternationalStemCellBankWiCellresearchInstitute内WISCBank,Madison,WI,USAを本研究に使用した。H9細胞は、mTeSR1培地中においてMatrigelでコートした組織培養プレート上で定期的に培養し、1mg/mlディスパーゼStemCellTechnologiesを使用して継代した。本条件において、幹細胞は2次元2Dの単層コロニーを形成する。CNFにおけるhES細胞の3D培養H9細胞のコロニーを0.3の天然CNF又は0.3の透明CNFのいずれかと混合し、mTeSR1培地中で培養した。CNFにおけるhES細胞は3Dの細胞塊を形成する。いくつかの実験において、0.3CNFを58μg/mlヒトフィブロネクチンSigmaAldrichと混合した。CNFにおけるH9細胞に由来する肝前駆細胞の3D培養公表されたプロトコール[HayDCZhaoDFletcherJHewittZAMcLeanDUrruticoecheaUriguenABlackJRElcombeCRossJAWolfRCuiWEfficientdifferentiationofhepatocytesfromhumanembryonicstemcellsexhibitingmarkersrecapitulatingliverdevelopmentinvivoStemCells2008Apr26894902]に従って、H9細胞を11日間肝前駆細胞へ分化させた。誘導された肝前駆細胞は、0.3天然CNF又は0.3透明CNFのいずれかを使用して、7日間、3Dの環境で培養した。いくつかの実験において、0.3CNFを13μg/mlマウスIV型コラーゲンSigmaAldrichと混合した。生/死染色CNFにおけるH9細胞塊及び肝前駆細胞を、生細胞についてはCellTrackerBlueCMAC20μMで、死細胞についてはヨウ化プロピジウム25μg/mlで共染色した。細胞の写真は、共焦点レーザー走査顕微鏡LeicaTCSSP5MPSMDFLIMにより、CellTrackerBlueCMACについては405nmの励起波長で、ヨウ化プロピジウムについては514nmで取得した。細胞生存率/増殖についてのAlamarBlueアッセイ細胞生存率は、AlamarBlueTMCellViabilityAssayKitBiotiumIncHaywardCAUSAにより定量化した。セルロースナノファイバーヒドロゲルを、96ウェル組織培養プレートの底に配置し、ウェル当り25000~50000細胞を含む増殖培地中のHepG2/ARPE-19細胞の懸濁液を、該ヒドロゲル上に播種したか、又は該ヒドロゲルと混合した。ヒドロゲルの濃度は1~0.01に及ぶ。細胞生存率及び増殖は、37°C、5CO2、及び95相対湿度のインキュベーターで、セルロースナノファイバーヒドロゲルにおいて細胞を培養した後の日の関数として測定した。48時間後、AlamarBlueを96ウェルプレート中の培養培地へ、最終濃度10で直接添加した。プレートを5時間インキュベートし、530nmの励起波長、及び蛍光測定のための590nmでの発光へ曝露した。生存率パーセントは、セルロースナノファイバーヒドロゲルの非存在下プラスチック表面上で細胞を育てるでの生存率のパーセンテージとしての、CNFヒドロゲル存在下での蛍光数値として表した。バックグラウンドの蛍光測定値ネガティブコントロールは、ヒドロゲル及び色素試薬を培養培地中に含むが、細胞を含まないウェルから決定した。全ての蛍光測定値についての平均値及び標準偏差を計算した後、バックグラウンドに対して補正し、相対蛍光として表した。共焦点レーザー顕微鏡ヒドロゲルで培養したHepG2細胞の生存率及び3DのHepG2球状体の形成を、カルセインAM及びエチジウムホモダイマーからなる、LiveDead登録商標ViabilityCytotoxicityAssayKitで評価した。簡潔に述べれば、HepG2細胞を、フィブロネクチンとともに又はフィブロネクチン無しで、1の天然及び透明CNFヒドロゲル中で懸濁した。ヒドロゲル中の該細胞懸濁液を細胞とともに各ウェルへ移した。細胞培養培地を各ウェルに添加した。ヒドロゲルに封入したHepG2細胞を5日間培養し、培地は48時間ごとに新しくした。5日後、培地をウェルから除き、封入した細胞をPBSで洗い、0.2μMカルセインAM及び1.0μMエチジウムホモダイマーを含む生/死溶液中で、約45分間、室温でインキュベートした。アルゴンレーザー488nm35mW、HCPLAPO10x04CS及びHCPLAPO20x07CSair対物レンズ、空気加温システムを有するインキュベーターボックスLifeImagingServicesSwitzerland、並びにCO2攪拌機Okolabを備えた、共焦点レーザー走査顕微鏡CLSMLeicaSP2invertedmicroscopeZurichSwitzerlandを使用して、生細胞を撮像した。写真は2つの検出器から取得した1つはカルセインについて、他の1つはエチジウムホモダイマーについて。写真はImaris70Bitplaneを用いて作成し、編集した。デコンボリューションは行わなかった。実施例1様々な細胞培養材料におけるHepG2細胞の細胞生存率の比較セルロースナノファイバーヒドロゲルを、96ウェル組織培養プレートの底に配置し、ウェル当り25000~50000細胞を含む維持増殖培地中のHepG2細胞の懸濁液を、該ヒドロゲル上に播種したか、又は該ヒドロゲルと混合した。ヒドロゲル濃度は1~0.01に及ぶ。細胞生存率及び増殖を示す蛍光強度は、37°C、5CO2、及び95相対湿度のインキュベーターで、セルロースナノファイバーヒドロゲルで細胞を培養した後の日の関数として測定した。3つの市販の細胞培養材料を参照の3D培養材料として使用した:MaxGelTMSigmaAldrich、HydroMatrixTMSigmaAldrich及びPuraMatrixTM3DMInc。実験設定は全ての調査材料について同一であった。HepG2細胞の生存率は、上記の材料及び方法、細胞生存率/増殖についてのAlamarBlueアッセイ、において示されているように、AlamarBlueTMCellViabilityAssayKitBiotiumIncHaywardCAUSAにより定量した。調査した材料についてのHepG2細胞の生存率パーセントを図2に示す。両種のセルロースナノファイバーヒドロゲル即ち、天然及び透明CNFは、市販のHydromatrixTM又はPuraMatrixTM参照材料よりも高い生存率の値を示す。CNFヒドロゲルにフィブロネクチンを添加する場合、生存率は市販のMaxGelTMに近似する。さらに、増殖及び細胞生存率は、両ヒドロゲルにおける細胞濃度の関数として直線的に増加する。本観測は、ヒドロゲルがヒトECM成分を模倣するという仮説を支持する。それはECMの全ての重要な組成を有する。実施例2注射針を用いたARPE-19細胞の移動ARPE-19細胞ウェル当り25000細胞を、96ウェルプレートの底面上のCNFマトリックスに播種し、培養した。様々なサイズの注射針を用いて細胞を移動した後のARPE-19細胞の生存率を、図3に示す。同様の現象が、HepG2及びES細胞のような他の細胞種でも得ることができる。注射針を用いたARPE-19細胞の移動のより詳細な説明は以下である:図3の移動1において、該細胞を、1.66CNFを用いて48時間インキュベートし、その後、該細胞を注射器20G~27Gで約100μlを96ウェルプレートへ移動した。注射器を用いた移動の後、該細胞を24時間インキュベートし、CNFにおける該細胞の生存率を測定した。移動2では、1.66CNFにおいて24時間インキュベートした該細胞を27Gの注射器約2mlを用いて新たな培地へ移動した。移動の後、該細胞を24時間インキュベートし、その後、該細胞を再び注射器20G~27Gを用いて約100μlを96ウェルプレートへ移動し、再び24時間インキュベートし、1.66CNFにおいて二重に移動した細胞の生存率を測定した。これらの実験は、CNFヒドロゲル中の細胞を移動することが可能であり、移動の過程に成功し、該細胞は生存していて、注射器を用いた移動の間生存し続けたことを証明する。その現象は、最小の針のサイズ27Gでさえ得られ、移動の過程に使用された針のサイズに関してカットオフは得られなかった。2回移動したサンプル移動2は、おそらく実験開始の際の24時間短いインキュベーションの時間に起因して、より低い増殖率を示した。プレートに接着した細胞は移動しないトリプシン処理無しので、CNFヒドロゲル中の細胞の移動は、該細胞が実際にヒドロゲル内にあり、そこに留まっていたことを証明する。これらの実験は、該細胞が移動の間生存したままであったことを示した。実施例3幹細胞hES細胞由来の肝前駆細胞の生/死染色ヒトES細胞由来の肝前駆細胞を天然CNFヒドロゲル中に包埋し図15、IV型コラーゲン有り及び無しで7日間培養した。バックグラウンドは検出されなかった。ヒトES細胞由来肝前駆細胞を透明CNFヒドロゲル中に包埋し、IV型コラーゲン有り及び無しで7日間培養した。バックグラウンドは検出されず、このことは本材料を本背景において極めて容易に使用可能にする。例えば、MatriGel及びMaxGelなどの通常使用される他の材料は顕著な蛍光バックグラウンドを有し、従って、それらのマトリックスとともに作業するのは困難である。ES細胞をCNFヒドロゲルにおいて維持することは可能であり、それらは生存し、それ故、この材料でそれらを生存したまま維持することができる。さらに、ES細胞は3D構造も形成し、これは、いかなる他の材料を用いても以前には観察されていない。実施例4CNFヒドロゲルを介したデキストランの拡散細胞培養材料の拡散特性についての詳細な知見は重要である。細胞培養材料は、栄養分及び酸素を培養細胞へ拡散させるのを可能にするため、及び細胞からの代謝物の効率的な拡散を可能にするために十分に多孔性であるべきである。CNFヒドロゲルの拡散特性は、以下の方法で様々な分子量のデキストランを用いて示した:400μlの透明又は不透明CNF1を、TranswellTMフィルターウェルプレートフィルター孔サイズ0.4μmの頂端側区画上へフィルター当りに植えた。1mlのPBSを基底外側へ添加し、100μl25μgの蛍光標識したデキストランを、ヒドロゲル上へ添加したMW20k、70k、及び250k。プレートをしっかりと固定し、ウェルプレートロッカー上に静置した。100μlのサンプルを基底外側から採取し、等量をPBSで置き換えた。最初のサンプルは15分間隔で採取し、その他のサンプルは30分~2時間におよぶ様々な時点で採取し、最後のサンプルは24時間で採取した。全168サンプルを採取した。励起波長及び発光波長をそれぞれ490nm及び520nmで、標的プレートOptiPlateTM96Fを測定した。1の天然セルロースナノファイバーゲルを介した、様々な分子量のデキストランの拡散を図4に示す。モデル化合物の拡散は一定の割合で起き、それは化合物の分子量サイズにかなり依存する。CNFヒドロゲルの構造は細胞懸濁液を安定化するのに十分堅固であるが、該ゲル中で分子は効率的に拡散することができることが明白である。観察された拡散特性は、様々な薬剤送達の製剤及び適用においても利用することができる。薬剤の拡散は、薬剤分子若しくはタンパク質薬剤として使用されるのサイズの関数として、又はCNFヒドロゲル濃度として、制御することができる。明らかな持続した放出特性は、特にペプチド又はタンパク質薬剤の場合のような、より長い放出が好ましい特定の治療に対し特に有益である。実施例5CNF膜上でのARPE19細胞の増殖天然CNF膜を96ウェル組織培養プレートの底に配置し、ウェル当り25000~50000細胞を含む維持増殖培地中の細胞懸濁液を、該膜上に播種した。膜濃度は1.6~0.01に及ぶ。細胞の生存率及び増殖は、37°C、5CO2、及び95相対湿度のインキュベーター内で、天然CNF膜上で細胞を培養した後の日の関数として測定した。天然CNF膜上のARPE-19細胞を光学顕微鏡で撮像した。該CNF膜は、写真の上部において細胞の増殖を支持し図5、ARPE-19細胞はCNF膜上で2Dで成長することができ、CNF膜は2D細胞増殖マトリックスとして有用であることを示している。ARPE-19細胞は、使用した細胞濃度とは無関係にヒドロゲル中でよく増殖した。ヒドロゲル間では顕著な違いは見られない。ヒドロゲル上で培養した場合、ヒドロゲル非存在下で培養した細胞と比べ、細胞増殖は~2倍増加した。実施例63D培養したHepG2細胞塊の形態共焦点レーザー顕微鏡生細胞イメージングのために、レーザー共焦点顕微鏡を使用した。CNFヒドロゲルに封入されたHepG2細胞の球形状は、該細胞がヒドロゲル内に捕捉され、三次元に成長していることを明白に示唆している図6。5日間の培養後の細胞が両ヒドロゲルにおける3Dの球状体内で生存可能であることを示す、該細胞から取得した写真を図6で示す。細胞の生存率は、全ての培養における時間の関数として増加した、ヒドロゲル中の細胞濃度、及び球状体のサイズとは関係していなかった図6。培地は48時間ごとに新たにし、球状体のサイズは培養時間の関数として増加する。CNFヒドロゲルにフィブロネクチンを添加した場合、3Dの球状体内の細胞の生存率は増加した。生/死染色の共焦点顕微鏡写真は、細胞が5日間の培養の間生存したままであったことを明らかにした。これらの知見はAlamarblueの細胞増殖アッセイの結果に関連する図2。この観測は、CNFヒドロゲルがヒトECM成分を模倣するという我々の仮説を支持する。それは、フィブロネクチンを除くECMの全ての重要な成分を有している。従って、フィブロネクチンの添加は3Dの集団における細胞の生存率を改善する。フィブロネクチンはHepG2細胞の接着及び生存率を促進した。フィブロネクチンは、以前に、肝細胞の生存を増加し、インテグリンβ1への結合を介したアポトーシスを減ずることが示されている。このように、CNFヒドロゲル以外の、任意の他の支持材料又はECM成分なしで得られたHepG2細胞の3D構造を示すことが可能である。これは、CNFヒドロゲルを3D細胞培養マトリックスとして使用することの有用性及び容易性を証明する。実施例7ゲル強度3D細胞培養培地の重要な機能は、細胞をマトリックス中で均一に懸濁された状態に保ち、沈降を防ぐことである。CNFは、非常に低い濃度0.5でゲルネットワークを形成するその性能により、この要求を満たす。CNFのゲル様構造は、動的振動流動学的測定によりその粘弾性特性を決定することで示された。振動数掃引の結果は、典型的なゲル様の挙動を示す。貯蔵率G’は、損失率G’よりも桁違いに高く、振動数にはほぼ無関係であり、これは弾性固体様特性が、粘性液体様の特徴よりも、より明白であることを意味する図7。また、ゲルは通常、G’及びG’’が両方とも振動数とは相対的に独立している。CNFゲルの粘弾性特性は、0.1のストレインstrainでのレオメーターARG2TAInstrumentsによる発振振動数掃引測定で決定した。実施例8CNFヒドロゲルの流動特性CNFヒドロゲルの流動学的な流動特性は、細胞培養での使用において有益ないくつかの特徴を示す。該ヒドロゲルは、低せん断又は休止では、細胞の最適な懸濁能力のための、高い粘性を有するが、より高いせん断率ではせん断で希薄になる挙動も示し、容易な調剤及び注入を可能にする。これらの種の流動学的特性を提供するCNFの性能は、CNF分散液の粘性を回転式レオメーターARG2TAInstrumentsUKで広範なせん断応力率に渡って測定した試験シリーズにおいて示された。図8に示されているように、CNF分散液は、その他の水溶性ポリマーよりもかなり高いゼロせん断粘性小さなせん断応力での定常粘性の領域を示す。CNFのゼロせん断粘性は、開始材料の先行する化学的前処理により誘導されるより小さいナノフィブリルの直径により顕著に増加する。せん断で希薄になる挙動が開始する応力降伏応力も、CNFの分散ではかなり高い。降伏応力が高くなるほど、材料の懸濁性能はより良くなる。細胞は、高いゼロせん断粘性、及び高い降伏応力、及び高い貯蔵率の組み合わされた効果により、沈降に対して効果的に安定化される。細胞により適用される重力は降伏応力よりもはるかに弱い。従って、懸濁された細胞は、CNFと混合した場合にはゲルマトリックス内部で凍結され、又はゲル上に沈着させた場合にはゲル上で凍結される。図9において、粘性は測定したせん断率の関数として示している。この図9から、CNF分散液の粘性は相対的に小さいせん断率で下降し、せん断率約200s-1で、参照材料について測定したのと同様なレベルに達することは明白である。CNFのネットワーク構造はせん断後崩壊する図7。特定の応力の適用後、該システムの粘性は劇的に落ち、固体様挙動から液体様挙動への移行が起きる。適度な機械的せん断により細胞のCNF懸濁液中での均一な混合を可能にするため、この種の挙動は有益である。凝集CNF分散液等の二相の液体をせん断した場合例えば、レオメーター内で又はチューブ内で、分散した相は固体界面から遠ざかるように動く傾向があり、これは容器の壁において、液体のより低い粘性の層を生じさせる図10。この現象は、流れに対する抵抗性即ち、粘性は、分散液の大部分よりも界面においてより低いことを意味するBarnes1995。注射器及び針を用いた、又はピペットを用いたCNFヒドロゲルの注入は、それぞれ、高濃度1~4においてさえ容易である。当該現象は、最少の細胞の障害での細胞懸濁液の容易な分配も可能にする即ち、大部分の細胞は針の中央部に位置し実質的に静止状態にある図10。注入可能な製剤を考慮する場合、CNFヒドロゲルの容易な注入性も重要な特徴である。実施例6に記載されたように、CNFヒドロゲルは持続した及び制御された薬剤放出の適用において利用し得る放出特性を有する。CNFヒドロゲルについてのこれら2つの知見は、眼内、筋肉内、皮下治療、又は例えば、粘弾性の点眼製剤のような、様々な潜在的な薬剤治療の応用を可能にする。実施例9せん断停止後の構造回復CNFヒドロゲルのさらなる重要な流動学的特性は、せん断例えば、注入又は混合が停止した後に、高レベルの粘性が保持されることである。CNF分散液の構造回復は、初めに材料をレオメーターStressTechReologicaInstrumentsAb内で高せん断率でせん断し、せん断を停止した後、ゲル強度G’の回復を振動時間掃引測定で観測する試験シリーズにより示された。せん断サイクルは、同心円筒形状内で61秒間40Paの一定応力で行った。この試験の間のせん断率及び粘性の漸進的変化を図10に示す。当該材料を、相対的に高いせん断率1000s-1で、少なくとも40秒間せん断し、その間に、該材料の粘性は40mPasを下回るまで下降した。せん断を停止した後、G’ゲル強度の指標値の漸進的変化を、一定振動数1Hz及び小さい応力0.5Paでの振動測定により調査した。該測定は、せん断を停止した後、正確に10sで開始した。図11から、CNF分散液を高せん断率でせん断した後に該CNF分散液を静止させる場合、ゲルネットワークが非常に迅速に形成されることが明白である。実質的な構造回復は、せん断停止後10sですでに観測される図11の時間0と同等。CNF分散液を静止状態に10分未満の間維持した後、一定の貯蔵率G’レベルに達する。広範にせん断したCNF分散液が生じたG’レベルは、構造回復試験前にガラス棒で穏やかに混合しただけのCNF分散液のものと同程度であった。0.7の天然CNF分散液を、レオメーターの同心円筒形状内で、40Paの一定応力でせん断した際の、せん断率及び粘性の漸進的変化を図11に示す。高せん断率でのせん断後と、ガラス棒を用いて穏やかに混合した後とを比較した、0.7の天然CNF分散液の構造回復を図12に示す。速い構造回復は、2つの理由でヒドロゲル型の細胞培養材料では重要である。第1に、それは、細胞をヒドロゲルと混合した後のCNFヒドロゲル中で、細胞が均一に分配されることを可能にする。第2に、例えば細胞移植を考慮した際に、CNFヒドロゲルが培養した細胞を運搬するのに使用される場合、ゲル構造の速い回復は細胞を望ましい場所へ効率的に捕捉し、移動が最小となる。速い回復は、注入可能な薬剤放出製剤においても必須である。実施例10安定性実施例1に示されたように、CNFの非常に希薄な分散液でさえ、低せん断率で非常に高い粘性を有する。注入等のせん断を停止すると、ヒドロゲル構造も回復する。静止状態において、CNFは高い弾性率及び非常に高い降伏応力を有するヒドロゲルネットワークを形成する。これらの特性に起因して、CNFは、非常に低濃度においてでさえ、固体粒子の非常に高い懸濁力を有する。静止状態での懸濁性能は砂利の懸濁液を用いて示される。天然CNF及び透明CNFの0.5分散液は、2~3mmサイズの砂利の粒子でさえ、非常に長期間安定化することができる図13を参照。透明CNFは天然CNFよりも低い濃度で粒子懸濁液を安定化することができるということは注目すべきである。実施例11酵素加水分解特定の酵素セルラーゼはセルロース中のβ-1-4-結合を加水分解することができることが一般に知られている。例えば、鎖の末端から離れたランダムな位置においてセルロース鎖を標的とするエンド-1,4-β-グルカナーゼEG;セロビオースダイマーを産生しながら鎖の両端から分子を切り離すことによりセルロースを分解するエキソグルカナーゼ又はエキソセロビオヒドロラーゼCBH;及びセロビオース単位EG及びCBHの攻撃間に産生されるをグルコースへ加水分解するβ-グルコシダーゼBGL。それぞれ、セルロースナノファイバーは、セルラーゼを活用して酵素的にグルコースへ加水分解され得るAholaSTuronXOsterbergMLaineJRojasOJLangmuir2008241159211599。セルロースの酵素加水分解は、様々な理由で、細胞培養システムを含むセルロースナノファイバーに利用することができる。CNFヒドロゲルの加水分解後、培地の粘性は劇的に低くなり、培養した細胞構造へ容易にアクセス可能である例えば、染色のために。また、加水分解後、細胞構造は、セルロース含有材料なしで移動又は移植することができる。分解産物であるグルコースは、通常、細胞に対し非毒性であり、細胞培養において栄養分として使用できる。セルロースナノファイバーの酵素加水分解は、様々なセルラーゼを活用して、様々な環境で行うことができる。図14において、ゲルの懸濁力に対する市販のCelluclast酵素の効果が示されている。天然及び透明CNFヒドロゲルは両方とも、ゲル構造の酵素分解に起因して懸濁力を緩める。また、培養細胞株は、培養システムへ必要な酵素タンパク質を産生するように遺伝的に操作し得る。"