"治療を必要とする患者における免疫応答の抑制に使用するためのsiaアルファ2,3-結合抗原。前記患者は、自己免疫疾患を患っていることを特徴とする、請求項1に記載の使用のためのsiaアルファ2,3-結合抗原。前記自己免疫疾患は、多発性硬化症、関節リウマチ、1型糖尿病、胃炎および炎症性腸疾患からなる群から選択されることを特徴とする、請求項2に記載の使用のためのsiaアルファ2,3-結合抗原。前記患者は、炎症性疾患を患っていることを特徴とする、請求項1に記載の使用のためのsiaアルファ2,3-結合抗原。前記炎症性疾患は、乾癬、アレルギー、アルツハイマー病、パーキンソン病および移植からなる群から選択されることを特徴とする、請求項4に記載の使用のためのsiaアルファ2,3-結合抗原。前記抗原は、表1に記載された抗原からなる群から選択されることを特徴とする、請求項1~6のいずれか1項に記載の使用のためのsiaアルファ2,3-結合抗原。治療を必要とする患者の免疫応答を抑制する方法であって、siaアルファ2,3修飾抗原が前記患者に投与されることを特徴とする方法。前記患者は、自己免疫疾患を患っていることを特徴とする、請求項7に記載の方法。前記自己免疫疾患は、多発性硬化症、関節リウマチ、1型糖尿病、胃炎および炎症性腸疾患からなる群から選択されることを特徴とする、請求項8に記載の方法。前記患者は、炎症性疾患を患っていることを特徴とする、請求項7に記載の方法。前記炎症性疾患は、乾癬、アレルギー、アルツハイマー病、パーキンソン病および移植からなる群から選択されることを特徴とする、請求項10に記載の方法。前記抗原は、表1に記載された抗原からなる群から選択されることを特徴とする、請求項7~11のいずれか1項に記載の方法。実施例1:マウスC57BL/6マウスをチャールスリバーから購入し、8~12週齢で用いた。OT-IおよびOT-IITCRトランスジェニックマウスを、特定の病原体を含まない条件下において発明者の動物施設で飼育した。全ての実験は、VUmcの動物実験委員会によって承認された。実施例2:骨髄由来DC以前にLutzによって記載された方法を少し改変してBMDCを培養したLutzetalJIMethods22377921999。マウスの大腿骨および脛骨を除去し、両端を切断し、骨髄をイスコフ改変ダルベッコ培地IMDMGibcoCAUSAで洗い流した。得られた骨髄懸濁液を、単一細胞懸濁液を得るために100μmのガーゼを通した。洗浄後、100mmディシュGreinerBioOneAlphenaandeRijnTheNetherlandsあたり2×106細胞を、10FCS、2mML-グルタミン、50U/mlペニシリン、50ug/mlストレプトマイシンBioWhittakerWalkersvilleMD、および50μMβ-メルカプトエタノールMerckDamstadtGermany=IMDMcを補充し、30ng/mlのリコンビナントマウスGM-CSFrmGM-CSFを含む10mlのIMDM中に播種した。2日目に、30ng/mlrmGM-CSFを含む10mlの培地を添加した。5日目に、別の30ng/mlrmGM-CSFを各プレートに添加した。6日目以降から、非接着DCを回収し、その後の実験に用いた。実施例3:抗体非結合マウス抗鶏卵アルブミンOVA抗体OVA-14をシグマアルドリッチから購入した。用いたFITC-標識抗体は、抗CD11cクローンN418および抗CD4クローンGK1.5である。PE標識抗体は、抗IL-4クローン11B11、抗IL-17クローンeBioTC11-18H10.1、抗CD40クローンMR1、抗CD80クローン16-10-A1、抗CD86クローンGL-1、抗MHCクラスIIクローン、用いたAPC標識抗体は、抗CD11cクローンN418、抗IFNγクローンXMG1.2、および抗FoxP3クローンFJK-16sである。全ての抗体は、e-バイオサイエンスBelgiumまたはBDバイオサイエンスBelgiumから購入した。本研究において用いた二次抗体は、ペルオキシダーゼ標識ヤギ抗ヒトIgGおよびヤギ抗マウスIgGであったJacksonWestgrovePAUSA。実施例4:sia-2,3-OVAの生成3’-シアリルラクトースNeu5Acα2-3Galβ1-4Glc、DextralabsUKを卵白アルブミンCalbiochemDarmstadtGermanyに結合させ、二官能性架橋剤4-N-マレイミドフェニル酪酸ヒドラジド、MPBH、PierceRockfordUSAを用いてOVA-sia-2,3を作製した。つまり、還元的アミノ化によって、リンカのヒドラジド部分は炭水化物の還元末端に共有結合される。ここで、混合物を70°Cで2時間培養した。室温に冷却後、1mlの氷冷イソプロパノールHPCグレード;RiedeldeHaanSeelzeGermanyを添加し、混合物をさらに1時間、-20°Cで培養した。続いて、沈殿した誘導体化炭水化物をペレット化し、1mMのHCl中に溶解した。卵白アルブミンを1:10のモル比OVA:炭水化物で誘導体化炭水化物に添加し、結合を4°Cで一晩行った。新規の複合糖質を、PD-10脱塩カラムPierceRockfordUSAを用いて反応の還元剤から分離した。OVAの濃度は、ビシンコニン酸アッセイPierceRockfordIllを用いて測定した。潜在的なエンドトキシン混入を、発色LALエンドトキシンアッセイキットfabrikantを用いて測定した。OVA-sia2,3および天然OVAの両者は、全くエンドトキシンを欠いていた補足図1A。また、Dylight549-N-ヒドロキシスクシンイミドNHS標識ThermoScientificRockfordUSAを、OVAまたはOVA-sia-2,3に共有結合させたDylight-549-OVA。遊離標識は、PD-10カラムPierceを用いて除去した。OVA上のsia-2,3の提示をELISAによって測定した。簡潔には、OVA-sia-2,3をELISAプレートNUNCMaxisorbRoskildeDenmarkに直接コートし、植物レクチンであるイヌエンジュMAA、VectorLaboratoriesIncの結合を{Singh,201090/id}に記載されたように測定した。データは、補足図1Bに示されている。実施例5:結合/摂取アッセイ5×104BMDCを96ウェル丸底プレートで培養し、Dylight549標識抗原30μg/mlを添加した。細胞を抗原と共に30分間4°Cで培養し、結合を測定し、37°Cで1時間、2時間および4時間培養し結合/摂取を測定した。MHCクラスIおよびクラスII-制限された抗原提示アッセイBMDC2.5×104/ウェルを、96ウェル丸底プレート中の抗原の指示濃度で4時間培養した。洗浄後、5×104の精製されたOVA特異的CD4またはCD8T細胞のいずれかを各ウェルに添加した。OVA特異的CD4およびCD8T細胞を、それぞれOT-IまたはOT-IIマウスのリンパ組織から単離した。簡潔には、リンパ節および脾臓を回収し、100μmのガーゼを通し、脾臓およびリンパ節を濾過することによって単一細胞懸濁液を得た。赤血球をACK溶解緩衝液において培養することによって希釈し、CD4またはCD8T細胞を、DynalマウスCD4またはCD8陰性単離キットInvitrogenCAUSAを用いて、製造者の手順に従って単一細胞懸濁液から単離した。増殖を3H-チミジンの取り込みによって評価した。3H-チミジン1μCi/ウェル;AmershamBiosciencesNJUSAを、3日間の培養における最後の16時間の間に添加した。細胞をフィルター上に採取し、3H-チミジンの取り込みを、WallacマイクロベータカウンターPerkinElmerUSAを用いて評価した。実施例6:インビトロにおけるCD4Tヘルパー分化アッセイ104のBMDCを96ウェル丸底プレートにおいて30μg/mlの新規複合糖質または天然OVAと共に培養した。洗浄後、5×104の精製されたナイーブCD4CD62LhiCD25-T細胞をOT-IIマウスから単離し、各ウェルに添加した。2日目に、10IUrmIL-2を添加した。7日目に、FoxP3の発現を、FoxP3染色キットeBioscienceを用いて分析した。また、IFNg、IL4、またはIL17AT細胞の発生頻度を細胞内染色によって測定した。ここで、ブレフェルジンASigmaの存在下で6時間の間、T細胞をPMAおよびイオノマイシン100ng/mlおよび1μg/ml;Sigmaで活性化した。細胞をCD4について共染色し、FACSキャリバーを用いて分析した。実施例7:cDNA合成およびリアルタイムPCRmRNAキャプチャーキットRocheBaselSwitzerlandを用いて、ストレプトアビジン被覆チューブ内においてポリARNAを捕捉することによってmRNAを単離した。製造業者のガイドラインに従って逆転写システムキットPromegaWIUSAを用いてcDNAを合成した。リアルタイムPCR反応は、ABI7900HT配列検出システムAppliedBiosystemsにおいてSYBRグリーン法を用いて行った。実施例8:Treg誘導のインビトロ分析エクスビボで単離された脾臓DCのインビトロにおけるSia-OVAの装填は、ナイーブCD4Tヘルパー細胞のTreg系統への分化を誘導する免疫寛容誘発性DCの生成をもたらす。104のBMDCを、30μg/mlのSia-OVA、または天然OVAと共に96ウェル丸底プレート中で4時間培養した。洗浄後、OT-IITgマウスの二次リンパ組織から単離された、5×104の精製されたナイーブCD4CD62LhiCD25-T細胞を、各ウェルに添加した。2日目、10IUrmIL-2を添加した。7日目に、FoxP3の発現を、FoxP3染色キットeBioscienceを用いて分析した。また、IFNγ、IL4およびIL17AT細胞の発現頻度を細胞内染色によって測定した。ここで、T細胞を、ブレフェルジンAシグマ社の存在下で、PMAおよびイオノマイシン100ng/mlおよび1μg/ml;Sigmaで6時間活性化させた。細胞を、CD4について共染色し、FACSキャリバーを用いて分析した。また、発明者は、エクスビボで単離され、Sia-OVAを装填された脾臓DCと共にナイーブなOVA特異的CD4T細胞を培養すると、天然OVAを装填されたDCと比べてFoxP3CD4T細胞の生成を増加させることを認めた図4A。IFNγ産生T細胞は、ほとんど検出されなかった図4B。IL4-、IL17-産生T細胞のどちらも、SIA-OVAまたは天然OVA装填DCによって刺激されたT細胞において検出されなかった図示せず。誘導されたFoxP3T細胞は、それらの抑制能力について試験された。ここで、それらはナイーブCD4OT-IIレスポンダーT細胞およびOVA装填DCの共培養物に添加された。レスポンダーT細胞をCFSEで標識することによって、それらの増殖をフローサイトメトリーによって分析することができる。Sia-OVAを装填されたDCによって刺激されたT細胞のみがレスポンダーT細胞の増殖を抑制した図4C。OVA装填DCまたはナイーブT細胞によって刺激されたT細胞は、レスポンダーT細胞の増殖に影響を及ぼさなかった。SIA-OVA摂取によるDC調節の強さひいては継続的な免疫応答を有する患者におけるシアリル化抗原を投与の妥当性を評価するために、発明者は、LPSの存在下100ng/mlにおいて、エクスビボで単離された脾臓DCにSia-OVAを装填した。この環境においても、FoxP3T細胞の生成が検出された。さらに、OVA-LPS装填DCはOVA-反応性T細胞においてIFNγ産生を誘導したが、このことはSia-OVA-LPSを装填されたDCとの培養においては認められなかった図5A。培養上清の分析は、T細胞およびDC-OVA-LPSからの培養上清よりも減少したTNFα、IFNγおよびIL6濃度を示した図5B。実施例9:インビボ実験インビボにおいて寛容を誘導するためのシアリル化抗原の有効性を、異なるモデルで分析した。C57BL/6マウスにCFSEで標識されたCD4OT-IIT細胞を養子移入した。1日後、マウスに100μgのOVA-SIAまたは天然OVAを静脈注射または皮下注射し、3日後、リンパ組織を、移入されたOVA特異的CD4T細胞の増殖について分析した。コントロールマウスは、移入されたCD4T細胞の増殖を導かないPBSを与えた図6A。発明者は、注射の用いられた部位静脈内または皮下にかかわりなく、OVAの注入が大規模な増殖を導くこと図6Aを認めた。しかしながら、静脈内へのSia-OVAの注入は、移入されたOT-IIT細胞増殖の低下をもたらした。増殖の低下は、全身脾臓およびリンパ節において認められた。Sia-OVAの皮下注射は、OVAと比較して、流入領域リンパ節においてOT-IIT細胞の増殖に対する顕著な効果を示さなかった図6B。移入されたOT-II細胞の表現型を分析した際、発明者は、Sia-OVAを注入したマウスのみにおいて、T細胞がFoxP3に陽性であることを認めた図6C。注入されたOT-IIT細胞はCD25-CD4T細胞であったので、CD25CD4の欠陥は天然にTregを生じ、これらのデータはSia-OVAの注入がFoxP3Tregの新規誘導をもたらすことを示している図6D。さらに、これらのデータは、シアル酸の受容体が特に脾臓のDCなどの抗原提示細胞上に主に存在することを示唆している。Sia-OVAの静脈内注入は、インビボでのFoxP3T細胞生成においてこのような顕著な効果を有したので、発明者は、これらの細胞がエフェクターT細胞の生成を抑制することができるかどうかを評価した。ここで、C57BL/6マウスを免疫前にSia-OVAで処理した。この群をOVAで処理したマウスと比較した。一週間後に、マウスを25μgのaCD40およびポリI:Cと混合された100μgのOVAの静脈注入によって免疫した。免疫の一週間後、脾臓を採取し、FoxP3CD4T細胞の発現頻度をフローサイトメトリーによって分析した。ナイーブコントロールマウスと比較して、Sia-OVAの脾臓で検出されたFoxP3T細胞の割合において有意な増加があったが、ナイーブOVA処置マウスでは増加しなかった。この割合は、天然OVA処置マウスの脾臓において検出された割合図7A左パネルよりも有意に高く、総脾臓細胞においてRT-PCRによって確認された図7A右パネル。また、CD8およびCD4エフェクターT細胞の存在を、OVAペプチドそれぞれOVA257-264およびOVA265-279を用いたインビトロ再刺激、および細胞内サイトカイン染色によって測定した。IFNγ産生CD8T細胞の割合は、OVA処置されたマウスと比較して、Sia-OVA処置されたマウスにおいて有意に減少した図7B、左。このことは、パラレル培養の上清におけるIFNγ量を測定するときに確認された図7B、右。CD4T細胞によるIFNg産生の分析は、有意差を示さなかった図7C。このことは、誘導されたTregがIFNγをよく産生するという事実によるものであるかもしれないたとえば、Tr1細胞。ここで、これらのIL10およびIFNγを産生するTregをIFNγ産生エフェクターT細胞から区別するために、IL10について刺激分析を将来実施するべきである。IL10産生CD4T細胞の分析は、SIA-OVA処置マウスの脾臓におけるIL10分泌T細胞の割合を有意に増加させることを示した。しかしながら、これは、天然OVA処置マウスの脾臓で見られた割合と有意差はなかった図7D、左。一晩培養後、脾細胞の上清を分析するとき、これらのデータを確認した図7D、右。さらに、発明者の実験は、発明者がインビトロにおいてSIA-OVAを装填されたDCをC57BL/6マウスに注入し、続いてOVACpGを抗原投与したとき、発明者がFoxP3Tregの強い誘導とエフェクターCD4T細胞誘導の減少とを認めたことを明確に示している。このことは、インビボにおける寛容の誘導が、DCによって調節されることを明らかに示している。実施例10:DCの調節発明者は、Sia-OVAの摂取後にDCの表現型を分析し、それを天然OVA摂取DCの表現型と比較した。このことを、LPSの不在下および存在下の両者で行った。OVAを装填されたDCと比較すると、CD40は、Sia-OVA装填DC上に一貫して少ないことが示された。Sia-OVAを装填されたDCによる寛容誘導の基本的な機構におけるより多くの知見を得るために、発明者はマイクロアレイ解析を行った。ここで、DCを50μg/mlのSia-OVAまたは天然OVAと培養し、1時間および6時間の培養後、DCを回収し、ヌクレオスピンキットを用いてRNAを抽出した。DNase処理を用いてゲノムDNAを除去した。RNAの品質および完全性は、サービスXSLeidenによって確認した。良い品質のものに基づいて、RNAを増幅し、標識し、BeadChipアレイMouseWG6V2、Illumina上にハイブリダイズさせた。発明者は、Sia-OVADCとOVA-DCとの標準化された遺伝子発現を比較した。全ての試料は表2に示されるように10倍以上の差より多いまたはより少ないを示している。最も興味深い遺伝子は、AIRESia-OVADCにおいて高いと、I型IFN経路を作動させる遺伝子であると考えられる。両者は、寛容に関連しており、お互いに関係しているようである。"