"ヒト由来の多能性幹細胞を分化させる方法であって、前記ヒト由来の多能性幹細胞を、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞との共培養下で分化誘導する方法。前記多能性幹細胞が、ES細胞及びiPS細胞からなる群から選択される少なくとも一の細胞である請求項1に記載の方法。前記間葉系幹細胞が、ヒト由来の血小板溶解液の存在下でヒト由来の多能性幹細胞から樹立した細胞である請求項1又は2に記載の方法。前記間葉系幹細胞と前記ヒト由来の多能性幹細胞とが同一人に由来する請求項1~3のうちのいずれか一項に記載の方法。前記分化誘導が、血液細胞への分化誘導である請求項1~4のうちのいずれか一項に記載の方法。請求項1~5のうちのいずれか一項に記載の方法に用いられる、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞。請求項1~6のうちのいずれか一項に記載の方法によって得られる、ヒト由来の多能性幹細胞から分化した細胞。本発明は、上記従来技術の有する課題に鑑みてなされたものであり、異種細胞を用いずにヒト由来の多能性幹細胞を分化させる方法を提供することを目的とする。本発明者らは、上記目的を達成すべく鋭意研究を重ねた結果、ヒト由来の多能性幹細胞を共培養するためのフィーダー細胞として、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞mesenchymalstromalcell、MSCを用いた場合には、ヒト由来の多能性幹細胞を分化させることができることを見出した。このことは、従来、ヒト由来の多能性幹細胞とヒト由来フィーダー細胞との共培養系ではヒト多能性幹細胞を分化させることが困難であったことに鑑みれば、驚くべき知見である。また、本発明者らは、ヒト由来の多能性幹細胞からの間葉系幹細胞の樹立においても、異種動物由来の血清やフィーダー細胞を用いることなく、ヒト由来の血小板溶解液を用いることによって行うことができることを見出した。さらに、前記間葉系幹細胞と多能性幹細胞とが同一人に由来するものであっても、該多能性幹細胞を分化誘導させることができることを見出した。このように本発明者らは、異種細胞の使用を一切排除して、ヒト由来の多能性幹細胞を分化誘導する系を確立することに世界で初めて成功し、本発明を完成するに至った。本発明は、より詳しくは、以下の発明を提供するものである。1ヒト由来の多能性幹細胞を分化させる方法であって、前記ヒト由来の多能性幹細胞を、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞との共培養下で分化誘導する方法。2前記多能性幹細胞が、ES細胞及びiPS細胞からなる群から選択される少なくとも一の細胞である1に記載の方法。3前記間葉系幹細胞が、ヒト由来の血小板溶解液の存在下でヒト由来の多能性幹細胞から樹立した細胞である1又は2に記載の方法。4前記間葉系幹細胞と前記ヒト由来の多能性幹細胞とが同一人に由来する1~3のうちのいずれかに記載の方法。5前記分化誘導が、血液細胞への分化誘導である1~4のうちのいずれかに記載の方法。61~5のうちのいずれかに記載の方法に用いられる、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞。71~6のうちのいずれかに記載の方法によって得られる、ヒト由来の多能性幹細胞から分化した細胞。本発明によれば、異種細胞を用いることなく、ヒト多能性幹細胞から分化誘導された種々の細胞を産生することが可能となる。従って、本発明により、ヒトに投与する場合でも高い安全性を有する形態で、ヒト多能性幹細胞から分化誘導された種々の細胞を提供することが可能となる。本発明は、ヒト由来の多能性幹細胞を分化させる方法であって、前記ヒト由来の多能性幹細胞を、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞との共培養下で分化誘導する方法である。本発明において分化させる対象とするヒト由来の多能性幹細胞は、ヒトを構成する種々の細胞に分化できる多能性と自己複製能とを有する細胞であり、例えば、ヒト由来の胚性幹細胞ES細胞、ヒト由来の人工多能性幹細胞iPS細胞、ヒト由来の胚性腫瘍細胞EC細胞、ヒト由来の胚性生殖細胞EG細胞が挙げられる。これらの中では、生物学的特性の解析が格段に進んでいるという観点から、ES細胞及びiPS細胞からなる群から選択される少なくとも一の細胞であることが好ましい。また、胚を壊すことなく作製することができるという倫理的な観点から、さらに再生医療等に用いる際に、多能性幹細胞から分化した細胞を移植する患者と血液型の点において適合させ易いという観点から、本発明にかかるヒト由来の多能性幹細胞としてヒト由来のiPS細胞を用いることがより好ましい。さらにまた、多能性幹細胞から分化した細胞を移植する患者と血液型が完全に一致するという観点から、本発明にかかるヒト由来の多能性幹細胞として患者由来の体細胞から樹立したiPS細胞を用いることが特に好ましい。なお、本発明における血液型とは、赤血球の型ABO、RHのみならず、白血球の型HLAをも意味する。本発明においては、ヒト由来の多能性幹細胞と共培養を行うための間葉系幹細胞として、それ自体が、ヒト由来の多能性幹細胞例えば、前述のiPS細胞、ES細胞等から樹立した間葉系幹細胞を用いることを特徴とする。当該間葉系幹細胞は、ヒト由来の多能性幹細胞を分化誘導させる際のフィーダー細胞として機能する。間葉系幹細胞は、脂肪細胞、軟骨細胞、骨芽細胞、筋細胞等の種々の間葉系の細胞へ分化する能力と自己複製能とを有する細胞である。また、本発明に用いる間葉系幹細胞としては、再生医療等に用いる際に、多能性幹細胞から分化した細胞を移植する患者への拒絶反応が起こらないようにするという観点から、血液型の点において、分化させるヒト由来の多能性幹細胞と適合している間葉系幹細胞であることが好ましく、分化させるヒト由来の多能性幹細胞と同一人に由来する間葉系幹細胞であることがより好ましい。本発明にかかる間葉系幹細胞をヒト由来の多能性幹細胞から樹立する方法としては特に制限されることなく、例えば、Wangら、StemCells、2005年、23巻、1221~1227ページやHwangら、PNAS、2008年、105巻、20641~20646ページに記載されているような、胚樣体を形成した後、異種動物由来の血清を含む培養液を用いて間葉系幹細胞に誘導する方法、Lianら、Circulation、2010年、121巻、1113~1123ページに記載されているような、最初に無血清の状態で培養した細胞から抗ヒトCD24抗体及び抗ヒトCD105抗体を用いてCD34-CD105細胞を分画した後、異種動物由来の血清を用いて間葉系幹細胞に誘導する方法が挙げられる。またDoucetら、JCellPhysiol、2005年、205巻、228~236ページやMirabetら、CellTissueBank、2008年、9巻、1~10ページに記載されているような、ヒト由来の血小板溶解液PLを用いて間葉系幹細胞に誘導する方法や、後述の実施例において示すような、ヒト由来の血小板溶解液PLを用いて、ヒト由来の多能性幹細胞から間葉系幹細胞を樹立する方法Ebiharaら、HumanembryonicstemEScell-derivedmesenchymalstemcellscapableofefficientlymaintaininghumanESandinducedpluripotentstemcellsunderanimalserum-freeconditions.、7thMeetingofInternationalSocietyforStemCellResearch、2009年、海老原ら、ヒトES細胞維持能を有するヒトES細胞由来ストローマ細胞、第8回日本再生医療学会、2009年等参照が挙げられる。これらの方法の中では、異種動物由来の血清を用いることなく間葉系幹細胞を樹立することができるという観点から、フィーダー細胞を用いることなく、ヒト由来の血清、ヒト由来の血漿、ヒト由来の血小板溶解液plateletlysate、PLからなる群から選択される少なくとも一の血液成分を用いて、ヒト由来の多能性幹細胞から間葉系幹細胞を樹立する方法であることが好ましい。さらに、得られる間葉系幹細胞において染色体異常の発生する可能性が非常に低いこという観点から、血小板溶解液を用いて樹立する方法であることがより好ましく、また、血液型特にHLAの型を完全に一致させるという観点から、多能性幹細胞から分化した細胞を移植する患者由来の血小板溶解液や血清等を用いて樹立する方法であることが特に好ましい。さらに、かかる間葉系幹細胞の増殖を抑えるという観点から、ヒト由来の多能性幹細胞との共培養に際しては、放射線例えば、15~18Gyを照射しておくことが好ましい。本発明は、本発明の方法に用いられる、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞をも提供するものである。本発明においては、こうしてヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞との共培養下でヒト由来の多能性幹細胞を分化誘導する。多能性幹細胞を血液細胞に分化誘導する場合、例えば、所望の血液細胞に分化させ得る因子を培地中に添加して培養すればよい。このような因子としては、例えば、幹細胞因子SCF、血管内皮増殖因子VEGF、トロンボポエチンTPO、顆粒球コロニー刺激因子G-CSF、マクロファージコロニー刺激因子M-CSF、顆粒球マクロファージコロニー刺激因子GM-CSF、エリスロポエチンEPO、塩基性線維芽細胞増殖因子bFGF、血小板由来成長因子PDGF、上皮成長因子EGF、白血病抑制因子LIF、骨形成タンパク質4BMP-4、TNF-α、Flt3リガンド、ヘパリン、インターロイキンIL-1α、IL-2、IL-3、IL-4、IL-5、IL-7、IL-9、IL-11、IL-15、IL-6、融合蛋白質-6IL-6と可溶性IL-6受容体との複合体等からなる群より選択される少なくとも一のサイトカインが挙げられる。本発明においては、10~500ng/mLヒト幹細胞因子hSCF、10~500ng/mLヒト血管内皮増殖因子hVEGF、10~1000ng/mLヒト融合蛋白質-6ヒトインターロイキン-IL-6とヒト可溶性IL-6受容体との複合体、hFP-6、5~100ng/mLhIL-3、5~100ng/mLヒトトロンボポエチンhTPO、5~100ng/mL顆粒球コロニー刺激因子G-CSF、1~20U/mLヒトエリスロポエチンhEPO、1~100ng/mLhbFGF、及び、1~100ng/mLヒト骨形成タンパク質hBMP-4からなるサイトカインカクテルを添加して培養する方法が特に好ましい。そして、これらの因子を添加した培地中において本発明にかかる間葉系幹細胞と共培養することにより、ヒト由来の多能性幹細胞を、赤血球、白血球、血小板といった血液細胞の基となる造血幹細胞や種々の造血前駆細胞に分化誘導することができる。さらに、得られた造血幹細胞や造血前駆細胞を、例えば、後述の実施例に示すような血清やサイトカイン等が添加されているメチルセルロース培地例えば、StemCellTechnologiesInc.社製のMethocultH4435を用いた血液コロニ―培養や、Suiら、ProcNatlAcadSciUSA、1995年、92巻、2859~2863ページ、Suiら、JExpMed、1996年、183巻、837~845ページに記載の無血清の条件下での血液コロニ―培養法や浮遊血液培養法によって、成熟した血液細胞とすることができる。また、後述の実施例に示す通り、多能性幹細胞から分化した細胞を移植する患者由来の血清自家血清等を用いた血液コロニー培養法によっても成熟した血液細胞とすることができる。これらの方法の中では、異種動物血清FBS等のみならず、allogeneic同種異系抗原をも混入していない成熟した血液細胞が得られるという観点から、自家血清等を用いた血液コロニ―培養法が好ましい。多能性幹細胞を血液細胞以外の細胞に分化誘導する方法としては、ドーパミン産生神経細胞に分化誘導する場合には、例えば、Zengら、StemCells、2004年、22巻、925~940ページに記載の、ヒトES細胞と、マウス骨髄間質細胞由来の前脂肪細胞であるPA6細胞とを共培養する方法が挙げられる。また、血管内皮細胞に分化誘導する場合には、例えば、Soneら、ArteriosclerThrombVascBiol.、2007年、27巻、2127~2134ページに記載のヒトES細胞と、マウス新生児の頭蓋冠から分離したOP9細胞とを共培養し、その後出現してくるVEGF-R2TRA1-60-VE-cadherin細胞を分離し、コラーゲンIVコーティング上で培養する方法が挙げられる。さらに、心筋細胞に分化誘導する場合には、例えば、Yamashitaら、FASEBJ.、2005年、19巻、1534~1536ページに記載のマウスES細胞をコラーゲンIVコーティング上において、LIFを含有していない培養液中で培養し、その後出現してくるFlk-1細胞とOP-9細胞とを共培養する方法が挙げられる。そして、これらの方法において用いられる異種動物由来のフィーダー細胞PA6細胞やOP9細胞の代わりに、本発明にかかる間葉系幹細胞を用いることにより、異種細胞を用いずにヒト由来の多能性幹細胞をドーパミン産生神経細胞、血管内皮細胞、心筋細胞等の機能細胞に分化することが可能となる。間葉系幹細胞との共培養下でヒト由来の多能性幹細胞の分化誘導を行う段階においては、ヒト由来の多能性幹細胞は、高い増殖能を有しているという観点から、未分化コロニ―を形成している状態となっていることが好ましい。ヒト由来の多能性幹細胞の未分化コロニ―の形成は、例えば、ヒト由来のES細胞を用いる場合は、後述のHES1培養液中で、ヒト由来のiPS細胞を用いる場合は、後述のHES2培養液中で、6~10日程度培養することにより行うことができる。本発明は、上記の本発明の方法により得られる、ヒト由来の多能性幹細胞から分化した細胞をも提供するものである。以下、実施例に基づいて本発明をより具体的に説明するが、本発明は以下の実施例に限定されるものではない。<ヒトES細胞及びiPS細胞の維持培養>ヒトES細胞としてはH1ヒトES細胞WiCellResearchInstitute製又は、京都大学中辻憲夫教授から供与されたKhES-1細胞を用いた。ヒトiPS細胞としては、京都大学山中伸弥教授から供与されたヒトiPS細胞253G1ヒトiPS細胞を用いた。そして、これらヒトES細胞及びiPS細胞は、マウス胎仔繊維芽細胞MEFとの共培養により維持し、継代は6~8日毎に実施した。H1ヒトES細胞の共培養のための培養液としては、ダルベッコ変法イーグル培地DMEMとHam’snutrientmixtureF-12Sigma社製とを1:1で混合し、これに0.1mM2-メルカプトエタノールWako社製、200mML-グルタミンInvitrogen社製、1MHEPESInvitrogen社製、最小必須培地MEM-非必須アミノ酸溶液Invitrogen社製、5ng/mLヒト組み換え塩基性線維芽細胞増殖因子bFGFRD社製と20ノックアウト血清代替物KSRInvitrogen社製を加えたものを用いた以下、HES1培養液とも称する。KhES-1細胞又はヒトiPS細胞253G1ヒトiPS細胞の維持培養のための培養液としては、DMEMとHam’snutrientmixtureF-12とを1:1で混入し、これに0.1mM2-メルカプトエタノール、200mML-グルタミン、1MHEPES、MEM-非必須アミノ酸溶液、4ng/mLヒト組み換えbFGFと20KSRとを加えものを用いた以下、HES2培養液とも称する。また、未分化なヒトES細胞コロニーであることの確認は、組織免疫染色によるOct-4、Sox-2、TRA-1-60、Nanogの発現、及び免疫不全NOD-scidマウスの腎被膜下への移植によるテラトーマ形成能によった。<ヒトES細胞及びiPS細胞から間葉系幹細胞への分化誘導>血小板採取装置により得られたヒト血小板濃厚血漿を-80°Cで冷凍した後解凍することにより血小板を破壊した後、900gで遠心分離して上清を回収し、血小板溶解液plateletlysate、PLを作製した。ヒト多能性幹細胞から間葉系幹細胞を分化誘導するために、MEF上で維持培養されていたヒトES細胞やiPS細胞を回収して、又は凍結されていたヒトES細胞やiPS細胞を解凍して、フィーダー細胞を敷かないゼラチンコートされた10cm培養皿に播種し、HES1培養液又はHES2培養液に、5PLと10,000Uノボ-ヘパリン持田製薬株式会社製とを添加し以下、PL培養液とも称する、37°C、5CO2の条件下で培養した。培養液交換は週2回行い、2~3週毎に継代培養し、培養6~8週目に、ヒトES細胞やiPS細胞を均一な紡錘形の細胞へと分化させた。得られた結果を図1~3に示す。<間葉系幹細胞の性状の解析>前記の通りにして得られた均一な紡錘形の細胞の細胞表面マーカーをFACS製品名:FACSCaliburinstrument、BDMedicalSystems社製を用いて検出し、FlowJoソフトウェアTomyDigitalBiology社製を用いて解析した。また、得られた均一な紡錘形の細胞の遺伝子発現を、表1に示すプライマーを用いてRT-PCRで検討した。さらに、NHOsteoDiffMedium、NHAdipoDiffMediumMiltenyiBiotec社製を用いて、得られた均一な紡錘形の細胞から脂肪細胞や骨芽細胞への分化誘導を行い、各々オイルレッドOOilredO染色、アルカリフォスファターゼALP染色により各細胞に分化誘導されていることを確認した。得られた結果を図4~7に示す。さらに、H1ヒトES細胞又は253G1ヒトiPS細胞から分化誘導された均一な紡錘形の細胞50細胞については、染色体検査を実施した。図1に示した結果から明らかなように、MEF上で維持されていたヒトES細胞H1ヒトES細胞を回収して、フィーダー細胞を用いず、ゼラチンをコートした10cm培養皿に播種し、PL培養液で37°C、5CO2の条件下で培養すると、6~8週後に均一な紡錘形の細胞、すなわち間葉系幹細胞が分化誘導された。また、同様の方法を用いて、khES-1細胞や253G1ヒトiPS細胞からも、図2~3に示した結果から明らかなように、間葉系幹細胞を分化誘導することができた。さらに、これらの細胞の表面抗原をFACS法にて解析すると、図4に示した結果から明らかなように、前記均一な紡錘形の細胞は、血液細胞、血管内皮細胞、未分化なES細胞のマーカーであるCD45、CD34、CD14、CD31、SSEA-4は発現しておらず、間葉系幹細胞のマーカーであるCD105、CD166を発現していた。さらに、骨芽細胞や脂肪細胞へ分化誘導すると、図5~6に示した結果から明らかなように、ALP染色陽性の骨芽細胞やオイルレッド染色陽性の脂肪細胞に分化したことより、前記の方法によって樹立された細胞は間葉系幹細胞であることが確認された。また、樹立された間葉系幹細胞のRT-PCR法による解析では、図7に示した結果から明らかなように、未分化なヒトES細胞のマーカーであり、hESCH1ヒトES細胞においては遺伝子発現が確認されたOct-4の発現は認められなかった。また、マウス細胞由来のmHPRTの発現もH1ヒトES細胞から樹立された間葉系幹細胞hESC由来MSCにおいては認められなかったため、かかる間葉系幹細胞において、未分化なヒトES細胞やMEFの残存又は混入はないことが確認された。さらに、図には示さないが、H1ヒトES細胞、253G1ヒトiPS細胞から分化誘導された間葉系幹細胞については染色体検査を実施し、いずれも、解析された50細胞全てが正常核型であることを確認した。従って、ヒトPL血小板溶解液を用いて6~8週間培養することにより、異種動物由来の血清を用いることなく、ヒトES細胞から間葉系幹細胞へ分化誘導でき、これらには未分化なヒトES細胞やMEFも混入していないことが確認された。また、かかるヒトPLを用いたヒト多能性幹細胞から間葉系幹細胞への分化誘導法は、ヒト由来のES細胞、ヒト由来のiPS細胞いずれにも適応可能で有り、染色体異常の発生する可能性は非常に低いことを示している。<ヒトES細胞及びiPS細胞の未分化コロニーの形成>前記の通りにして、6wellプレート上でヒトES細胞やiPS細胞から分化誘導された間葉系幹細胞を、15~18Gyの放射線照射した後にヒトES細胞やiPS細胞と共培養した。すなわち、この際の培養液として、間葉系幹細胞上に播種する細胞がH1ヒトES細胞であればHES1培養液を、253G1ヒトiPS細胞であればHES2培養液を用いて、間葉系幹細胞との共培養を行い、ヒトES細胞及びiPS細胞の未分化コロニーの形成を行った。得られた結果を図8~10に示す。また、一部の実験では、ヒト多能性幹細胞由来間葉系幹細胞と共培養されたヒト多能性幹細胞の未分化性を確認するために、未分化なヒトES細胞のマーカーであるOct-4、Sox-2、TRA-1-60、Nanogの発現を検討した。すなわち、蛍光標識した各々のマーカータンパク質を認識する抗体を用いて、形成されたコロニ―を染色し、蛍光顕微鏡を用いて観察した。得られた結果を図11~14に示す。さらに、形成されたコロニ―を構成する細胞が未分化性を維持していることを確認するため、H1ヒトES細胞由来間葉系幹細胞上で培養されたH1ヒトES細胞又は253G1ヒトiPS細胞をNOD-scidマウスに移植し、テラトーマが形成されるかどうかを検証した。図8~10に示した結果から明らかなように、前記の方法を用いてヒトES細胞やiPS細胞から間葉系幹細胞を分化誘導し、15~18Gyの放射線照射した後、その上に自己、非自己のヒトES細胞やiPS細胞を播種して6~10日間共培養すると、MEFによる継代培養中のヒトES細胞やiPS細胞、あるいは解凍直後のヒトES細胞やiPS細胞であっても、未分化コロニーの形成を認めた。また、図11~14に示した結果から明らかなように、H1ヒトES細胞由来間葉系幹細胞上で培養されたH1ヒトES細胞は、いずれも未分化なヒトES細胞マーカーを発現していた。さらに、図には示さないが、H1ヒトES細胞由来間葉系幹細胞上で培養されたH1ヒトES細胞、253G1ヒトiPS細胞をNOD-scidマウスに移植すると、内胚樣、中胚葉、外胚葉由来の細胞からなるテラトーマが形成され、これらのヒト多能性幹細胞では未分化性が維持されていることが確認できた。実施例1<ヒトES細胞及びiPS細胞から血液細胞への分化誘導>前記の通りにして、ヒトES細胞やiPS細胞の未分化コロニーの形成が認められる培養6~10日目に、2mMグルタミンと、4×10-4MモノチオグリセロールMTG、Sigma社製と50mg/mLアスコルビン酸Sigma社製とを含む無血清培地であるStemPro-34Invitrogen社製培養液に、100ng/mLヒト幹細胞因子hSCF、100ng/mLヒト血管内皮増殖因子hVEGF、100ng/mLヒト融合蛋白質-6ヒトインターロイキン-IL-6とヒト可溶性IL-6受容体との複合体、hFP-6、20ng/mLhIL-3、10ng/mLヒトトロンボポエチンhTPO、10ng/mL顆粒球コロニー刺激因子G-CSF、5U/mLヒトエリスロポエチンhEPO、10ng/mLhbFGF、10ng/mLヒト骨形成タンパク質hBMP-4からなるサイトカインカクテルを添加して、培養液を週2回交換しながら、培養を継続した。得られた結果を図15~17、26に示す。<血液細胞の同定>前記の通りにして、10~14日間共培養して得られた細胞を、ウシ胎児血清FBS等を含むMethocultH4435StemCellTechnologiesInc.社製を用いて、血液コロニー培養し、血液コロニーの形成を行った。また、形成された血液コロニーについては、各コロニーのサイトスピン標本を作製し、May-Grunwald-Giemsa染色又は組織免疫染色して、コロニーを構成している細胞の同定を行った。なお、組織免疫染色は、前記の通りにして得られた細胞を、4パラホルムアルデヒドPFAにて固定した後、Oct-4、Sox-2、TRA-1-60、Nanog、glycophorinAGPA、ヘモグロビンHb、βグロビンの発現を、免疫染色により検討した。また、核染色を、Hoechst33342MolecularProbes社製を用いて行った。得られた結果を図18~25、27~31に示す。図15~17に示した結果から明らかなように、前述のように15~18Gyの放射線照射したH1ヒトES細胞由来の間葉系幹細胞との共培養によりH1ヒトES細胞の未分化コロニー図15参照が形成される培養6~10日目に、前記サイトカインカクテル等を含むStemPro-34培養液に変更して、培養を継続し、培養液を変更してから10~14日目にヒトES細胞から形成されたコロニーの中に、未分化な血液細胞が間葉系幹細胞下で増殖していることを示す敷石状細胞群造血幹細胞や種々の造血前駆細胞等が確認された図16参照。また、その後造血細胞、または血液細胞と推測される小型円形細胞の増殖が確認された図17参照。さらに、図18~23に示した結果から明らかなように、それらの細胞を回収して、血液コロニー培養すると、赤血球系細胞から構成される赤血球系コロニー、好中球、マクロファージや単球等の骨髄球系細胞から構成される骨髄球系コロニー、赤血球系細胞、骨髄球系細胞及び巨核球系細胞から構成される混合コロニーが形成された。また、図24及び図25に示した結果から明らかなように、これらの赤血球系コロニーに含まれる細胞は、赤血球系細胞のマーカーであるGPAやHbを発現する赤血球系細胞であることを確認した。さらに、これらの赤血球系細胞が、未熟な一次造血を起源とする胚性赤血球であるか、二次造血を起源とする成人型赤血球であるかを検討したところ、これらの赤血球の95以上が、二次造血に特異的なβグロビンの発現する成人型赤血球であることを確認した図24参照。なお、図には示さないが、Oct-4、Sox-2、TRA-1-60、Nanogといった未分化マーカーはこれら細胞において発現していないことも確認された。また、図26~28に示した結果から明らかなように、253G1ヒトiPS細胞由来間葉系幹細胞と253G1ヒトiPS細胞との共培養においても、253G1ヒトiPS細胞から形成されたコロニー中に敷石状細胞群が確認され図26参照、10~14日後に、それらの細胞を回収して血液コロニー培養すると、血液コロニーが形成され図27参照、マクロファージ、骨髄球系細胞等の血液細胞が含まれていた図28参照。さらに、図29~31に示した結果から明らかなように、253G1ヒトiPS細胞由来間葉系幹細胞とH1ヒトES細胞との共培養においても、H1ヒトES細胞から形成されたコロニー中に敷石状細胞群造血幹細胞や種々の造血前駆細胞等が確認され図示せず、10~14日後に、それらの細胞を回収して血液コロニー培養すると、赤血球コロニー、混合コロニー、骨髄球系コロニー等様々な血液コロニーが形成された。従って、ヒト由来の多能性幹細胞を、ヒト由来の多能性幹細胞から樹立した間葉系幹細胞との共培養下で分化誘導することによって、血液細胞といった分化した細胞を得ることができることが明らかになった。さらには、従前のヒト多能性幹細胞から胚樣体を介して血液細胞に分化誘導する方法非特許文献1~2参照では得ることが困難だった二次造血に特異的な成人型赤血球も、前述の通り、本発明の方法では95以上と極めて効率良く得ることができることも明らかになった。また、分化誘導させられる多能性幹細胞と、かかる間葉系幹細胞とが同一人由来のものであっても前記、H1ヒトES細胞由来の間葉系幹細胞とH1ヒトES細胞との共培養の例、及び、253G1ヒトiPS細胞由来間葉系幹細胞と253G1ヒトiPS細胞との共培養の例参照、異なる人由来のものであっても前記、253G1ヒトiPS細胞由来間葉系幹細胞とH1ヒトES細胞との共培養の例参照、同様にヒト由来の多能性幹細胞から分化した細胞を得ることができることも明らかになった。次に、ヒトPL血小板溶解液の代わりに自家血清を含む培地にて培養することにより、ヒトiPS細胞から自家由来の間葉系幹細胞を樹立し、さらに当該ヒトiPS細胞を当該間葉系幹細胞との共培養下で、自家血清を用いて血球系細胞に分化させることができるかどうかを以下に示す通り検証した。<ヒトiPS細胞の維持培養>先ず、NTakayamaら、JournalofExperimentalMedicine、2010年12月、207巻、13号、2817~2830ページの記載に従って、健常成人由来の繊維芽細胞からヒトiPS細胞SPH-0103を樹立し、<ヒトES細胞及びiPS細胞の維持培養>に記載の方法と同様の方法にて、MEF上で維持した図32参照。<ヒトiPS細胞SPH-0103から間葉系幹細胞への分化誘導>次に、MEF上にて維持されていたヒトiPS細胞SPH-0103を回収して、フィーダー細胞を敷かないゼラチンコートした10cm培養皿に移し、5前記健常成人由来の血清自家血清を加えたHES1培養液自家培地にて、37°C、5CO2の条件下で培養した。その結果、培養6~8週ぐらいで図33に示すような均一な紡錘形の細胞間葉系幹細胞が分化誘導された。<ヒトiPS細胞SPH-0103の未分化コロニーの形成>そして、ヒトiPS細胞SPH-0103から分化誘導された間葉系幹細胞に15~18Gyの放射線を照射した後に、その上で自家iPS細胞SPH-0103を共培養することにより、図34に示すように、自家iPS細胞はコロニーを形成し、未分化な状態で維持された。また、前記未分化コロニーついて、未分化なヒトES細胞のマーカーであるOct-4、Sox-2、SSEA-4、TRA-1-60、Nanogの発現を<ヒトES細胞及びiPS細胞の未分化コロニーの形成>に記載の方法と同様に検討した。その結果、図35に示す通りTRA-1-60については図には示さないが、ヒトiPS細胞SPH-0103由来の間葉系幹細胞上で培養されたヒトiPS細胞SPH-0103は、いずれも未分化なヒトES細胞マーカーを発現しており、未分化性が維持されていることが確認できた。実施例2<ヒトiPS細胞SPH-0103から血液細胞への分化誘導>前記の通りにして、ヒトiPS細胞SPH-0103の未分化コロニーの形成が認められる培養6~10日目に、100ng/mLhSCF、100ng/mLhVEGF、100ng/mLhFP-6、20ng/mLhIL-3、10ng/mLhTPO、10ng/mLG-CSF、5U/mLhEPO、10ng/mLhbFGF、10ng/mLhBMP-4からなるサイトカインカクテルを添加した、2mMグルタミン及び4×10-4MMTGと50mg/mLアスコルビン酸を含む無血清培地StemPro-34培養液に変更して培養を継続した。培養液を変更してから10~14日目の結果を図36に示す。図36に示した結果から明らかなように、培養液を変更してから10~14日目の、ヒトiPS細胞SPH-0103から形成されたコロニーの中に、小型円形細胞の増殖が確認された図36のa。また、一部には未分化な血液細胞が間葉系幹細胞下にて増殖していることを示す敷石状細胞群が確認された図36のbの矢印が示す箇所。さらに、その後、それらの細胞を回収して、FBSの代わりに自家血清を用いて血液コロニー培養を行った。すなわち、当該細胞を、30自家血清、0.9メチルセルロース、1BSA純度100、50μM2-メルカプトエタノール、100ng/mlhSCF、20ng/mlhIL-3、100ng/mlhIL-6、10ng/mlヒトG-CSF、5U/mlhEPO、10ng/mlhTPO及びαメディウムからなる培養液にて、37°C、5CO2の条件下で血液コロニー培養を行った。得られた結果を図37及び38に示す。図37に示した結果から明らかなように、前記自家血清を用いた血液コロニー培養によって、赤血球系細胞から構成される赤血球系コロニー図37a、d、好中球、マクロファージ単球等の骨髄球系細胞から構成される骨髄球系コロニー図37b、e、赤血球系細胞、骨髄球系細胞及び巨核球系細胞から構成される混合コロニー図37c、fが形成された。また、表2に、独立して4回施行した自家間葉系幹細胞との共培養によって形成された血液コロニーについての結果を示す。なお表中、iPSコロニーの数は、1回の前記自家血清を用いた血液コロニー培養に供したiPS細胞のコロニーの数を示す。また、これらの赤血球コロニーに含まれる赤血球系細胞におけるβグロビン等の発現を<血液細胞の同定>に記載の方法と同様の方法にて検討したところ、ほぼ100の赤血球系細胞にαグロビン、γグロビンが、また約70の赤血球系細胞にβグロビンが発現していた図38参照。従って、これらの血液コロニーは二次造血を起源としており、約70の赤血球系細胞は成人型ヘモグロビンを合成していることが明らかになった。従って、上述のようにヒトPLを用いずとも、自家血清を用いて、間葉系幹細胞を分化誘導し、分化誘導された間葉系幹細胞と自家iPS細胞とを共培養することで、ヒトiPS細胞から異種動物血清FBS等やallogeneic同種異系血清を用いずに、血液細胞を誘導できることが明らかになった。また、実際に、一人のドナーから樹立されたiPS細胞SPH-0103から、そのドナーの血清を用いて、動物細胞動物血清を用いることなく、赤血球、白血球、巨核球等の血液細胞が分化誘導できることも明らかになった。"