"治療に有効な量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを組み合わせて対象に投与するステップを含むヒトの対象中のがんを治療する方法。VEGF-C拮抗剤は、VEGF-C抗体、VEGF-C変異体、VEGFR-3抗体、VEGF-Cに特異的な受容体、VEGFR-3受容体、VEGF-CまたはVEGF-Cに特異的な受容体をブロック可能なアプタマー、VEGFR-3チロシンキナーゼの低分子量阻害剤から選択される請求項1に記載の方法。VEGF-C抗体は、ハイブリドーマATCCPTA-4095により生成されたVEGF-Cのモノクローナル抗体69D09と同じエピトープに結合する請求項2に記載の方法。VEGF-C抗体がヒト抗体である請求項2または3に記載の方法。VEGF-C抗体がヒト化抗体である請求項2または3に記載の方法。VEGF-C抗体は、ヒト化69D09抗体またはそのフラグメントである請求項5に記載の方法。VEGF-C抗体は、配列番号3として提供される重鎖および/または配列番号4として提供される軽鎖を含む請求項2または3に記載の方法。VEGF-C抗体はモノクローナル抗体である請求項2~7のいずれか1項に記載の方法。VEGF-C抗体は静脈内投与される請求項2~8のいずれか1項に記載の方法。抗脈管形成療法または抗リンパ管新生治療を含む請求項1~9のいずれか1項に記載の方法。抗脈管形成療法は、対象に血管新生阻害剤を投与することを含む請求項10に記載の方法。抗腫瘍性組成物は、血管新生阻害剤を含む請求項1~9のいずれか1項に記載の方法。血管新生阻害剤は、血管新生抑制抗体を含む請求項11または12に記載の方法。血管新生抑制抗体は、VEGF-A抗体を含む請求項13に記載の方法。VEGF-A抗体は、ハイブリドーマATCCHB10709によって産生されたモノクローナルVEGF-A抗体A4.6.1と同じエピトープに結合する請求項14に記載の方法。VEGF-A抗体は、ヒト抗体またはヒト化抗体である請求項14または15に記載の方法。VEGF-A抗体は、ヒト化A4.6.1抗体またはそのフラグメントである請求項16に記載の方法。VEGF-A抗体は、ベバシズマブである請求項17に記載の方法。血管新生抑制抗体は、モノクローナル抗体である請求項12~18のいずれか1項に記載の方法。血管新生抑制抗体は、静脈内投与される請求項12~19のいずれか1項に記載の方法。抗腫瘍性組成物は、化学療法剤を含む請求項1~20のいずれか1項に記載の方法。化学療法剤は、アルキル化剤、代謝拮抗物質、葉酸類似物質、ピリミジン類似物質、プリン類似物質および関連する阻害剤、ビンカアルカロイド、エピポドフィロトキシン、抗生物質、L-アスパラギナーゼ、トポイソメラーゼ阻害剤、インターフェロン、白金配位複合体、アントラセンジオン置換尿素、メチルヒドラジン誘導体、副腎皮質抑制剤、副腎皮質ステロイド、プロゲスチン、エストロゲン、抗エストロゲン剤、アンドロゲン、抗アンドロゲン、およびゴナドトロピン放出ホルモン類似物質から選択される請求項21に記載の方法。化学療法剤は、ドセタキセル、5-フルオロウラシル5-FU、テモゾロマイドTMZ、ゲムシタビン、オキサリプラチン、パクリタキセル、カルボプラチンおよびイリノテカンから構成される群から選択される請求項21または22に記載の方法。抗腫瘍性組成物は、血管新生阻害剤および化学療法剤を含む請求項1~23のいずれか1項に記載の方法。血管新生阻害剤は、VEGF-A拮抗剤である請求項24に記載の方法。化学療法剤はドセタキセル、5-フルオロウラシル5-FU、テモゾロマイドTMZ、ゲムシタビン、オキサリプラチン、パクリタキセル、カルボプラチンおよびイリノテカンから選択され、血管新生阻害剤はベバシズマブである請求項24または25に記載の方法。抗腫瘍性組成物は、少なくとも2つの化学療法剤を含む請求項1~23のいずれか1項に記載の方法。抗腫瘍性組成物は、VEGF-C拮抗剤を含む請求項1~23のいずれか1項に記載の方法。腫瘍成長用の別の拮抗剤を対象に投与するステップをさらに含む請求項1~28のいずれか1項に記載の方法。腫瘍成長用の別の拮抗剤は、EGFR、ErbB2HER2、ErbB3、ErbB4、TNF、VEGF-AまたはVEGFRの拮抗剤である請求項29に記載の方法。サイトカイン、細胞毒性薬、成長抑制薬、または低分子VEGFR拮抗剤を対象に投与するステップをさらに含む請求項1~30のいずれか1項に記載の方法。治療されるがん用の標準治療を含む請求項1~31のいずれか1項に記載の方法。標準治療は、治療されるがん用の標準化学療法剤を含む請求項32に記載の方法。標準化学療法剤は、ドセタキセル、5-フルオロウラシル5-FU、テモゾロマイドTMZ、ゲムシタビン、オキサリプラチン、パクリタキセル、カルボプラチンおよびイリノテカンから選択される請求項33に記載の方法。標準化学療法剤は5-FUであって、対象にロイコボリンを投与するステップをさらに含む請求項34に記載の方法。がんは、原発性、ステージIまたはステージIIである請求項1~35のいずれか1項に記載の方法。がんは、転移性、ステージIIIまたはステージIVである請求項1~35のいずれか1項に記載の方法。がんは、切除できない請求項1~37のいずれか1項に記載の方法。がんは、抵抗性を有する請求項1~38のいずれか1項に記載の方法。がんは、VEGF-A拮抗剤に対して抵抗性を有する請求項39に記載の方法。がんは、ベバシズマブに対して抵抗性を有する請求項39または40に記載の方法。がんは、再発性である請求項1~41のいずれか1項に記載の方法。がんは、局所的に再発性である請求項42に記載の方法。がんは、固形腫瘍を含む請求項1~43のいずれか1項に記載の方法。固形腫瘍は、血管が新生されている請求項44に記載の方法。固形腫瘍は、肉腫、上皮性悪性腫瘍、リンパ腫、黒色腫および芽細胞腫から選択される請求項44または45に記載の方法。がんは、肺がん、気管支がん、結腸直腸がん、前立腺がん、膵臓がん、肝臓がん、食道がん、膀胱腺urinaryがん、膀胱bladderがん、腎臓、腎臓がん、乳がん、卵巣がんおよび脳腫瘍、膠芽細胞腫、および非ホジキンリンパ腫から選択される請求項1~46のいずれか1項に記載の方法。対象は、以前治療を受けていない請求項1~38のいずれか1項に記載の方法。従来のがん療法をさらに含む請求項1~48のいずれか1項に記載の方法。従来のがん療法は、外科手術、放射線治療、または化学療法である請求項49に記載の方法。VEGF-C拮抗剤および抗腫瘍性組成物による治療を完了するに際して、対象は1以上の化学療法剤を用いたさらなる化学療法を受ける請求項1~50のいずれか1項に記載の方法。対象は、目立った毒性または副作用を経験しない請求項1~51のいずれか1項に記載の方法。対象にVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物を効果的に投与する、つまり腫瘍退縮をもたらす、腫瘍の質量または大きさを減少させる、あるいは増殖抑制期間、生存期間、無進行生存の持続時間、ヒトの対象の奏功期間、ヒトのある対象群の全奏効率、またはQOLを向上させる請求項1~52のいずれか1項に記載の方法。ヒトの対象に有効量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを併用して投与するステップを含む、がんの影響を受けやすいか、またはがんであると診断されたヒトの対象の生存期間を延ばすための方法。ヒトの対象に有効量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを併用して投与するステップを含む、がんの影響を受けやすいか、またはがんであると診断されたヒトの対象の無進行生存を延ばすための方法。ヒトの対象群に有効量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを併用して投与するステップを含む、がんの影響を受けやすいか、またはがんであると診断されたヒトの対象群を治療するための方法。ヒトの対象群に有効量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを併用して投与するステップを含む、がんの影響を受けやすいか、またはがんであると診断されたヒトの対象群の奏功期間を延ばすための方法。ヒトの対象またはヒトの対象群に、有効量のVEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物とを併用して投与するステップを含み、抗腫瘍性組成物は1以上の化学療法剤を含み、VEGF-C拮抗剤と抗腫瘍性組成物の投与によって、治療されたヒトの対象またはヒトの対象群に対して、生存期間、無進行生存、奏効率または奏功期間によって測定された統計的に有意で臨床的に意義のある改善がもたらされる、転移性結腸直腸がん、前立腺がん、膵臓がんまたは膠芽細胞腫に罹患したヒトの対象またはヒトの対象群を治療するための方法。ヒトの対象のがんを治療する際に使用されるVEGF-C拮抗剤を含み、当該VEGF-C拮抗剤は、抗腫瘍性組成物と併用して対象に投与するためのものであるキット。抗腫瘍性組成物をさらに含む請求項59に記載のキット。実施例実施例1直接結合ELISAによって、捕獲抗原としてVEGF-C、VEGF-DまたはVEGFRDSystems社および結合型VGX-100を用いて、ウサギ抗ヒトIgG-HRPAbcam社によって検出することによって、VEGF-C抗体VGX-100が評価された。結果が図14に示されている。ELISAによってKD=1.8nMBiaCoreにて、VGX-100はVEGF-Cを選択的に認識して結合した。VEGF-CのVEGFR-2またはVEGFR-3の細胞外ドメインへの結合を測定するためのバイオアッセイが、BA/F3-VEGFR-2またはBA/F3-VEGFR-3/EpoR細胞を用いて行われた。リガンドおよびVGX-100に対する反応が、[3H]チミジンの取り込みによって48時間の暴露に続いて測定された。結果が図15に示されている。VGX-100はBa/F3バイオアッセイにおいて、aVEGFR-2およびbVEGFR-3へのVEGF-Cの結合を阻害した。HUVEC増殖アッセイが48時間実行され、細胞数がWST-1試薬を用いて測定されたRoche社。結果が図16に示されている。VGX-100は、VEGF-Cによって刺激されたHUVECの増殖を抑制した。実施例2:前立腺がんPC-3単剤療法実験を開始するために、100μlの培地/マトリゲル1:1混合物に懸濁された5×106個のPC-3細胞が、ヌードマウスの右側の領域へと皮下的に埋め込まれた。細胞は80匹のマウスに移植された。マウスの腫瘍成長が毎日細胞の埋め込み後に監視された。腫瘍体積が80~100mm3に達したときに、平均値に最も近い腫瘍体積を有するマウスのみを用いて、マウスはそれぞれ10個体を含む5つのグループへと無作為に分けられた。大きすぎるまたは小さすぎる腫瘍体積を有するマウスは、実験から除外された。公式V=L×W×H×π/6を用いて腫瘍体積が測定された。式中、LおよびWは腫瘍の最大直径および最小直径を表す。Hは腫瘍の高さを表す。薬剤による治療は、無作為化の翌日から開始された。コントロールの賦形剤、試験抗体およびVEGF-A抗体ベバシズマブは、腹腔内注射によって投与あたり68~108μlに及ぶ体積にて投与された。ベバシズマブは、水溶液に入った薬剤として25mg/mlの濃度にて供給され、PBSを用いて10倍希釈された。治療は21日間にわたって週に2回実行された。全実験の間にわたって、腫瘍体積は週に2回測定され、体重は週に1回測定された。マウスは、本薬剤治療によって起こりうる中毒作用が観察された。腫瘍体積が1500mm3超に達した場合、マウスが本来の体重の25超を失った場合、腫瘍の潰瘍形成が現れた場合、またはマウスが瀕死状態になった場合、不定期の屠殺sacrificesが実行された。実験の最後に、各治療群の腫瘍成長率対コントロールの腫瘍成長率に関して、統計解析が実行された。最終的にマウスは、腫瘍が除去され、OCT中に置かれ、IHC解析用に-80°Cにて保存された。肝臓、肺、脾臓、腎臓、精巣および前立腺に対して肉眼的検査が実行された。これらの器官において異常な観察が見られなかった場合には、組織が廃棄された。VEGF-C抗体VGX-10040mg/kgは、VEGF-A抗体ベバシズマブに対する同等の有効性とともに、皮下PC-3異種移植腫瘍モデルにおいて著しい単剤活性を示した図5。実施例3:前立腺がんPC-3異種移植モデルにおける併用療法本実験は、確立されたオスヌードマウスにおけるPC-3ヒト前立腺上皮性悪性腫瘍異種移植に対して、VEGF-C抗体VGX-100単独の場合、およびVEGF-A抗体ベバシズマブ、化学療法剤ドセタキセル、およびベバシズマブドセタキセルと組み合わせた場合の抗がん効果を評価した。具体的には、以下の治療が評価された:iVGX-100ベバシズマブ;iiVGX-100ドセタキセル;iiiVGX-100ドセタキセルベバシズマブ;ivドセタキセル;およびvドセタキセルベバシズマブ。VGX-100およびベバシズマブが実験の継続期間に対して3日ごとに10mg/kgにて2回の注射、続いて3日の休止をはさんで3日空けて各週2回、腹腔内に投与された。ドセタキセルは、毎週3回の注射10mg/kgにて静脈内投与された。材料と方法化学物質HIgG1アイソタイプコントロール-ヒト化抗体6.4~12.36mg/mlおよびVGX-1005.53mg/mlおよび5.75mg/mlが、ダルベッコのリン酸緩衝生理食塩水DPBSに入った凍った無色の原液として準備され、-80°Cにて遮光して保存された。原液は解凍され、治療開始時に4°Cにて保存された。原液をDPBSで希釈することによって、投与用溶液0.2ml/20gの体重中に40mg/kgが調整された。得られた製剤は、pH=7.02~7.21で透明であった。投与用バイアルは、投与中に濡れた氷上に保持され、穏やかにピペットで取られ、投与中以外は針によって吸引されなかった。投与用溶液は、毎週DPBS中で調整され、使用しないときは4°Cにて遮光して保存された。ベバシズマブロット:773313、25mg/mlはMcKessonSpecialtyCareSolutions社から無色の溶液として取得され、4°Cにて保存された。ベバシズマブは、原液を水pH=6.5で希釈することによって、投与の前に速やかに調整された。ドセタキセルロット番号:D9A095は、Sanofi-Aventis社によって製造され、50エタノール/50Tween80に入った淡黄色の溶液としてMcKesson社から取得された。ドセタキセルは、4°Cにて遮光して保存された。ドセタキセルが添付文書の指示に従って、添付の希釈剤滅菌水を用いて希釈されることによって、透明で無色の10mg/ml原液が得られた。各治療日には、新鮮な10mg/mlストックが調整され、水を用いてさらに希釈されることによって、適切な濃度にされた。得られた溶液は透明で無色であり、pH=7.16であった。すべての被験物質は、調整後2時間以内に投与された。併用療法を受けるグループに対して、表1に示した順序にて、互いに30分以内に薬剤が投与された。動物および飼育HusbandryTaconic社からオスのNCRNCRNU-M胸腺欠損マウスが取得された。実験1日目には、これらのマウスは6~7週齢であった。マウスには放射線を照射したRodentDiet5053LabDiet登録商標および水が自由に与えられた。マウスは、Biobubble登録商標クリーンルームの内部に、Bed-O’Cobs登録商標床敷を備え固定されたケージ中に収容された。Biobubble登録商標クリーンルームは、1時間あたり100回の完全な換気にてドーム室bubble環境中にHEPAフィルターを通した空気を供給する。すべての治療、体重の測定、および腫瘍の測定は、ドーム室環境中で行われた。この環境は、21.1±1.1°C70±2°Fの範囲の温度および30~70の範囲の湿度に制御された。試験マウスは、第0日目に皮下的に移植された。すべてのマウスに関し、毎日少なくとも1回、臨床的兆候が観察された。2g超の腫瘍を有するマウス、または潰瘍化した腫瘍を有するマウスは、安楽死させられた。明らかな苦痛を有すると分かったマウス、または瀕死の状態にあると分かったマウスも同様である。本実験において行われたすべての手順は、すべての法律、制御、国立衛生研究所NIHのガイドライン、およびDiscoveryandImagingServices社のAnnArbor’sDIS-AAAnimalCareandUse委員会の承認に従って実行された。細胞調整ATCC社からPC-3細胞が取得され、37°Cにて5二酸化炭素雰囲気下で、10のウシ胎児血清および1のペニシリン-ストレプトマイシン-グルタミンを追加されたHamのF-12培地を用いて増殖された。増殖が完了したときに、トリプシンCellGro登録商標を用いて細胞が回収され、トリプシンは中和され、細胞が移植用にプールされた。PC-3細胞10代継代の懸濁液は、トリパンブルー防湿exclusionを用いて血球計によって計算された。細胞懸濁液は、エッペンドルフ社の5810R遠心分離機を用いて1500rpm300×gにて5分間、4°Cにてペレットになるまで濃縮された。2.5×107細胞/mlの懸濁液が50無血清培地および50Matrigel登録商標中に準備された。注射前の生存率は97.7であった。試験用マウスには、27口径針およびシリンジを用いて、第0日目において5×106個の細胞/マウス0.2mlが皮下的に移植された。細胞懸濁液が濡れた氷上に保持されることによって生存率の損失が最小化された。また、細胞懸濁液が頻繁に逆さにされることによって、接種手順中に均一な細胞懸濁液が維持された。治療試験中の全てのグループに対する平均推定腫瘍塊が129mgグループの平均は、123~134mgに及んだであった第8日目に、治療が開始された。治療開始時には、すべてのマウスの体重は19.2g以上であった。最初の治療時における平均グループ体重は、拮抗していたグループ平均の範囲は21.5~22.8g。すべてのマウスは、治療日における個々の体重に従って投与された0.2ml/20g。測定および評価項目endpoints体重および腫瘍の測定は、毎週3回記録された。単位密度を仮定した長楕円の体積に対する以下の公式を用いて、キャリパー測定から腫瘍組織量mgが推定された:腫瘍組織量mg=L×W2/2。式中、LとWはそれぞれ直行する腫瘍の長さと幅の測定値mmである。有効性を評価するために使用した主要評価項目は以下の通りである:腫瘍成長遅延、T/C治療群の腫瘍塊の平均を対照群の腫瘍塊の平均で割って100を乗じた値として定義される、完全および部分腫瘍反応、および実験の最後において腫瘍になっていない生存個体の数。式中、TとCはそれぞれ、選択された評価サイズである750mgまで成長するために、治療群および対照群の腫瘍に必要となる日数の平均である。本実験に対して腫瘍成長の遅延は、T-C値として表された。本実験では、コントロールの平均が1gに達したときにT/Cが評価された。完全寛解つまり完全縮小CRは、検出できない大きさ50mg未満まで腫瘍塊が縮小することとして定義される。本願明細書で使用されるように、完全縮小CRは最初の治療後の任意の時点において、腫瘍組織量が測定できない体積にまで縮小した場合に動物に対して認められる。3mm未満の腫瘍のあらゆる測定値は、0として記録する。これは国立癌研究所の慣例を順守しており、それらの小さなサイズにて測定される不確定な生態現象biologyに加えて、そのような測定値における内在する許容できないほど高い機械的誤差を反映している。部分反応つまり部分縮小PRは、最初の治療時からの腫瘍塊または全身腫瘍組織量の50以上の減少として定義される。部分縮小PRは、腫瘍を有さない生存個体TFSと同様に、完全縮小CRには含まれない。腫瘍を有さない生存個体TFSとは、治療最終日において測定可能な病気の証拠を有さない任意の動物をいう。この値は完全縮小CRには含まれない。腫瘍倍増時間Tdは、体積の倍加時間日として表された腫瘍の成長速度をいう。腫瘍倍増時間Tdは、腫瘍成長曲線の指数関数部分の対数線形最小二乗回帰から計算される。評価サイズに達する時間は、腫瘍が所定の評価サイズに達するまでにかかる時間日をいう。評価サイズに達する時間は、最終的な治療後の腫瘍成長曲線の指数関数部分に対して、腫瘍組織量対時間の対数線形最小二乗の最良適合から計算される。この値は、実験中の各動物に対して計算される。群の中央値は、次に腫瘍成長の遅れを計算するために使用される。集団foldの成長の終点に達する時間は、不定期なすべての群にわたる最初の平均腫瘍組織量が十分に一致していない場合であることが多い状況をいう。この状況では、集団foldの成長の観点から、有効性のパラメータを示すことが有利である。この場合、選択された評価項目は、最初の腫瘍組織量に対する選択された倍数にまで到達するまでにかかる時間である。これは、最初の腫瘍サイズが一致しないという妨害作用を除外することによって、統計的に有意な治療効果を明らかにする可能性を増大させる。集団の成長の終点に達する時間は、評価サイズに達する時間で説明されたように、集団の成長データから計算される。最後の処方薬Rxにおける腫瘍組織量は、治療最終日における腫瘍組織量をいう。この値は、最終的な治療後の腫瘍成長曲線の指数関数部分に対して、腫瘍組織量対時間の対数線形最小二乗の最良適合から計算される。腫瘍成長の遅れT-Cは、治療群と対照群表2の1つめの群が所定の評価サイズに達するのにかかる平均期間の差異をいう。腫瘍成長の遅れT-Cは、中央値の成長曲線の補間からではなく、群中の各動物に対する評価サイズに達する平均期間から計算される。明らかな正味の腫瘍細胞の死滅とは、最初と最後の治療間における腫瘍組織量対数で測定されるにおける正味の変化をいう。補間によって、各動物に対する対数線形回帰直線が使用されることによって、コントロールと治療群に対して、治療の開始時における腫瘍の質量TW、治療の終了時におけるTWがそれぞれ計算される。各治療群に対して、中央値TW治療の終了時が中央値コントロールTW治療の開始時から引かれることによって、明らかな正味の細胞の死滅対数単位が計算される。実験を通じた様々な時点において摘出された腫瘍のLYVE-1とCD31による免疫組織化学染色が実行されるであろう。副作用の評価すべてのマウスに対して、臨床兆候が毎日観察された。マウスは毎治療日に体重測定され、その後少なくとも毎週2回体重測定された。個々の体重は毎週2回記録された。死亡または安楽死時には、すべてのマウスは解剖されることによって、死亡の潜在的な原因および毒性を受けたと推定される標的器官の一般的な評価が提供された。転移の存在/不存在も記録された。個体および群の毒性の知見が表1および2に要約されている。結果実施例3の結果が表1、2および図6~9に示されている。腫瘍成長/一般的な観察/対照群腫瘍成長の遅れの有効性を評価するために、750mgの腫瘍組織量が選択された。コントロール腫瘍の中央値は、20日目に評価サイズに達した。対照群の腫瘍体積倍加時間は、6.1日であった表2。対照群のマウスは、25日目までに体重が11減少し、その後ゆっくりと回復した。対照群には自発的な腫瘍退縮は見られなかった。本実験の移植に使用された腫瘍細胞の3つのチオグリコレート培養物はすべて、全体の細菌汚染が観察されなかった。このモデルに対する病歴データに基づいて、対照群の生態現象が正常であると判断された。これは約7時間という以前から使われてきた腫瘍体積倍加時間に基づく。有効性有効性に関する最初の測定は、22日目コントロールの腫瘍組織量の中央値が1gに達する日における腫瘍成長の遅れ、部分的または完全な腫瘍退縮、および腫瘍を有さない生存個体であった。集められた有効性のデータおよびグラフは、表1,2および図6,7に示されている。マウスの生存率は、図8に示されている。単剤3日おきに2回;3日間の休止×22回Q3Dx2;3daysoff×22という10mg/kgのベバシズマブを用いた投与では、5.6日という有意でないP>0.05腫瘍成長の遅れしか示さず、22日目におけるT/C値は70であった。腫瘍退縮は観察されなかった。3日おきに2回;3日間の休止×9回という40mg/kgのVGX-100を用いた投与は有効ではなく、2.2日という有意でない腫瘍成長の遅れしか示さず、22日目におけるT/C値は87であった。腫瘍退縮は観察されなかった。7日おきに3回という10mg/kgのドセタキセルを用いた投与は非常に有効であって、56.5日という有意なP<0.05腫瘍成長の遅れを示し、正味の腫瘍細胞の死滅は正の1.13logsであって、22日目におけるT/C値は8であった。完全な腫瘍退縮の発生は100であった。反応したマウスの20は、160日目の実験終了時において、がんを有さない状態を維持していた。この治療計画によりもたらされた腫瘍成長の遅れは、統計的に有意であった。この治療計画の抗がん活性はまた、ベバシズマブおよびVGX-100よりも統計的に優れていた。併用治療計画ベバシズマブドセタキセルの併用療法いずれも10mg/kgにて投与は、非常に有効であって、76.7日という有意なP<0.05腫瘍成長の遅れを示し、22日目におけるT/C値は8であった。完全な腫瘍退縮の発生は70であった。腫瘍を有さない生存個体は存在しなかった。この治療計画の抗がん活性は、腫瘍成長の遅れの解析に基づくと、ドセタキセルを単剤として用いた場合よりも統計的に優れているわけではなかった。この治療計画によってもたらされた正味の腫瘍細胞の死滅-2.20logsは、ドセタキセルを単剤として用いた場合よりもはるかに低かった。40mg/kgのVGX-100と10mg/kgのドセタキセルの併用療法は、非常に非常に有効であって、110.3日という有意なP<0.05腫瘍成長の遅れを示し、22日目におけるT/C値は8であった。完全な腫瘍退縮の発生は100であった。反応したマウスの20は、160日目の実験終了時において、がんを有さない状態を維持していた。この治療計画の抗がん活性は、曲線の下側の領域つまり時間に対する腫瘍組織量の解析に基づくと、ドセタキセルを単剤として用いた場合よりも統計的に有意であった。この治療計画によってもたらされた正味の腫瘍細胞の死滅-2.06logsは、ドセタキセルを単剤として用いた場合よりもはるかに低かった。40mg/kgのVGX-100と10mg/kgのベバシズマブの併用療法は、8.2日という有意ではないP>0.05腫瘍成長の遅れしか示さず、22日目におけるT/C値は76であった。腫瘍退縮は見られなかった。この治療計画の抗がん活性は、腫瘍成長の遅れの解析に基づくと、ベバシズマブまたはVGX-100のいずれかを単剤として用いた場合よりも統計的に優れているわけではなかった。40mg/kgのVGX-100と10mg/kgのベバシズマブの併用療法は、非常に非常に有効であって、140日超という有意なP<0.05腫瘍成長の遅れを示し、22日目におけるT/C値は7であった。完全な腫瘍退縮の発生は100であった。反応したマウスの40は、160日目の実験終了時において、がんを有さない状態を維持していた。この治療計画によってもたらされた腫瘍成長の遅れは、ベバシズマブドセタキセルという2薬を組み合わせた場合よりも有意に低かった。議論図6は、VGX-100およびこの前立腺がんモデルではベバシズマブが化学療法の抗がん効率を著しく促進することを示す。ドセタキセルはこのモデルに対しては単剤として非常に有効であり、長期の腫瘍成長の遅れ、腫瘍退縮および腫瘍を有さない生存個体をもたらす。ベバシズマブとVGX-100はいずれも有効である。しかし、ドセタキセルにVGX-100を加えると、腫瘍成長抑制において統計的に有意な改善が見られる。さらに、ベバシズマブドセタキセルの組み合わせにVGX-100を加えると、ベバシズマブドセタキセルに比べて、腫瘍成長抑制において著しい改善がもたらされる。図7は、PC-3モデルにおける腫瘍成長抑制を要約する。実験の最後160日目において、VGX-100ベバシズマブドセタキセルという3薬の組み合わせによって治療されたマウス中の腫瘍は、コントロールマウスの腫瘍サイズの16.5であった表3参照。3薬の組み合わせによる腫瘍成長抑制は、ベバシズマブドセタキセルよりも優れていたP値=0.0001。これは0.0167という統計的有意性の標準を上回る。VGX-100ドセタキセルは、ドセタキセル単独よりも優れていたP値=0.0065。これも統計的有意性の閾値を上回る。P値は、曲線測定下にある領域のANOVAを用いて計算された。0.0167というボンフェローニ調整αレベルが統計的有意性の閾値として決定された。図8は、異なる治療群におけるマウスの生存率を要約する。VGX-100をドセタキセルベバシズマブに追加することによって、この前立腺がんモデルにおける生存率が向上する。図の左側は、本実験の各治療群における生存したマウスの百分率を時間の関数として示す。VGX-100ドセタキセルベバシズマブという3薬の組み合わせによって治療した群におけるマウスの生存率が最も高く80、ドセタキセルベバシズマブのみにより治療した群の生存率を統計的に有意な差により上回ったP値=0.0161。表4は、各治療群に対する平均生存期間を要約する。3薬の組み合わせにより治療したマウスの40は、実験の終了時において検出できる腫瘍を有さなかった腫瘍を有さない生存個体:TFS。これは、ベバシズマブドセタキセルで治療されたマウスやドセタキセル単独で治療されたマウスの20とは比較にならない。2g超の腫瘍を有するマウスは、安楽死させられた。実施例3に従った第2の研究の結果が図9に示されている。実施例4:前立腺がんPC-3同所性モデルにおける併用療法実験方法オスのSCIDマウス3~4週齢がARC社パースから取得された。マウスは鎮痛剤カルプロフェンが注射され、ケタミン/キシラジンを用いて麻酔され、続いてイソフルレンが持続された。前立腺が外科的に露出され、105個/10μlの細胞が注射された。毎週2回の体重測定と目視検査によって、マウスの一般的な健康が監視された。腫瘍成長と播種性転移disseminationが触診および長期的longitudinal生体内イメージング少なくとも週1回行われるX線および蛍光イメージングの組み合わせにより監視された。マウスの健康の悪化または過剰な腫瘍組織量が記録されない限り、実験は8週間継続された。その後、マウスは麻酔され、心穿刺によって血液が収集され、腫瘍が重量測定おそび計測され、最終的な画像が撮影され、組織学的分析用に器官が摘出された。また転移も解析された。実験計画以下のように、群あたり12個体であった。VGX-100の投与は、週に2~3回であった。ドセタキセルの投与と抗脈管形成療法が決定された。投与は腫瘍を接種して1日後に開始された。A.PC-3腫瘍異種移植:単剤用量反応実験。単剤療法PC-3異種移植実験では、群A~Hを用いた表5。VGX-100、ドセタキセル、ビカルタミドおよびGNRHの単剤としての準最大投与量および最大投与量が決定された。B.PC-3腫瘍異種移植:用量反応実験における化学療法との組み合わせ。併用療法PC-3異種移植実験には、群A~Eを用いた表6。C.PC-3腫瘍異種移植:抗a-血管形成Txベバシズマブなど用量反応実験との組み合わせ。併用療法PC-3異種移植実験には、群A~Fが用いられる表7。腫瘍成長および転移の監視腫瘍の大きさが週に1回以上、触診と、X線法および蛍光法の組み合わせを用いた長期的生体内イメージングと、によって記録された。腫瘍全体の横断面を代表する切片を得るために、腫瘍は一定で再現可能な方法にて中央を通って切断された。以下のように初期および転移性腫瘍のサンプルが取得され、解析された:凍結切片:CD31染色パラフィンブロック:腫瘍サンプルはホルマリン中で固定され、パラフィン中に包埋された。切片はHE、抗a-LYVE-1抗体リンパ管検出用および抗a-CD34血管検出用を用いて染色された。IHC/IF解析:抗a-LYVE-1、抗a-CD34または抗a-CD31染色に加えて、IHC/IF法を用いてVEGF、VEGF-C、VEGF-D、VEGFR-1、VEGFR-2およびVEGFR-3タンパク質の発現量が決定された。FFPEおよび凍結切片の両方が入手可能な抗体の特性に応じてこの解析に使用された。血清サンプル:血清は心穿刺によって実験の最後に収集された。PSAの発現量は測定されなかった。PC-3細胞はPSAを産生しないからである。残りの血清は、将来の解析用に凍結された。実施例4の結果は図10に示されている。実施例5:前立腺がんLNCaP同所性モデルにおける併用療法LNCaP前立腺がん細胞がPC-3前立腺がん細胞に置き換えられた以外は、実施例4と同じプロトコールを用いた。単剤用量反応実験Aでは、表3に沿って、群A~LがLNCaPの実験に含められる。化学療法用量反応実験との組み合わせBでは、表6に沿って、群A~IがLNCaPの実験に含められる。実施例5のLNCaPの実験では、PSAの発現量が測定された。実施例6:膠芽細胞腫U87MG異種移植モデルにおける単剤療法実験を開始するために、100μlの培地/マトリゲル1:1混合液中に懸濁された5×106個のU-87細胞がヌードマウスの右側腹部に皮下的に移植された。がん細胞は、80匹のマウスに移植された。マウスは細胞移植後に毎日、腫瘍成長が監視された。腫瘍体積が80~100mm3に達したときに、マウスはそれぞれ10匹ずつの5つの群に無作為化された。各群には、平均値に最も近い腫瘍体積を有するマウスのみを使用した。腫瘍体積が大きすぎるまたは小さすぎるマウスは、実験から除外された。公式V=L×W×H×π/6を用いて腫瘍体積が測定された。式中、LとWは、腫瘍の最大および最小の直径を表す。Hは腫瘍の高さを表す。薬剤を用いた治療は、無作為化の翌日から開始された。賦形剤のコントロール、試験抗体およびベバシズマブは、腹腔内注射によって投与あたり64~108μlの体積にて投与された。ベバシズマブGenentech社は、濃度が25mg/mlである水溶液中の薬剤として供給され、PBSを用いて10倍に希釈された。治療は毎週2回、27日間にわたって行われた。実験の間ずっと、腫瘍体積は毎週2回、体重は毎週1回測定された。マウスは、本薬剤治療によって起こりうる中毒作用も観察された。腫瘍体積が1500mm3超に達した場合、マウスが本来の体重の25超を失った場合、腫瘍の潰瘍形成が現れた場合、またはマウスが瀕死状態になった場合、不定期の屠殺が実行された。最終的にマウスは、腫瘍が除去され、最適切削温度OCT中に置かれ、IHC解析用に-80°Cにて保存された。肝臓、肺、脾臓、腎臓、精巣および前立腺に対して肉眼的検査が実行された。これらの器官において異常な観察が見られなかった場合には、組織が廃棄された。VEGF-C抗体VGX-10040mg/kgは、単剤U87MG異種移植実験における賦形剤コントロールと比べて腫瘍成長を有意に抑制した図11。実施例7:膠芽細胞腫U87MG異種移植モデルにおける併用療法この実験は、U87MG膠芽細胞腫細胞がPC-3前立腺がん細胞と置き換えられた点以外は概して実施例3に従って行われた。ヒト膠芽細胞腫腫瘍株U87MGに由来する細胞がマウスに皮下的に移植され、腫瘍が約150mgの平均サイズに達するまで育てられた。マウスは毎週2回、VGX-10040mg/kg、ベバシズマブ10mg/kg、これら2つの組み合わせ、またはネガティブコントロール抗体アイソタイプコントロールのいずれかを用いて治療された。腫瘍サイズは、キャリパーを用いて毎週2~3回測定された。垂直の棒は、各治療群の各時点に対する腫瘍の質量の平均の標準誤差を示す。治療群あたり10匹のマウスが含まれた。単独で投与された場合には、U87MG脳腫瘍腫瘍の成長を遅くするのに、ベバシズマブはわずかな効果しか有さなかった。またVGX-100は有意な効果を有さなかった。しかし組み合わせて使用されると、VGX-100ベバシズマブは49日目における腫瘍成長において、42の減少を実現することができた図12参照。実施例8:膵臓がんKP4異種移植モデルにおける併用療法実験を開始するために、100μlの培地/マトリゲル1:1混合液中に懸濁された5×106個のKP4細胞がヌードマウスの右側腹部に皮下的に移植された。がん細胞は、90匹のマウスに移植された。マウスは細胞移植後に毎日、腫瘍成長が監視された。腫瘍体積が80~100mm3に達したときに、マウスはそれぞれ10匹ずつの5つの群に無作為化された。各群には、平均値に最も近い腫瘍体積を有するマウスのみを使用した。腫瘍体積が大きすぎるまたは小さすぎるマウスは、実験から除外された。公式V=L×W×H×π/6を用いて腫瘍体積が測定された。式中、LとWは、腫瘍の最大および最小の直径を表す。Hは腫瘍の高さを表す。薬剤を用いた治療は、無作為化の翌日から開始された。賦形剤のコントロール、試験抗体およびベバシズマブは、腹腔内注射によって投与あたり68~122μlの体積にて投与された。ベバシズマブは、濃度が25mg/mlである水溶液中の薬剤として供給され、PBSを用いて10倍に希釈された。すべての治療薬は毎週2回、30日間にわたって腹腔内に投与された。マウスはVGX-10020または40mg/kg、ベバシズマブ10mg/kg、これら2薬の組み合わせ40mg/kgのVGX-10010mg/kgのベバシズマブ、またはアイソタイプのネガティブコントロール抗体のいずれかを用いて治療された。実験の間ずっと、腫瘍体積は毎週2回、体重は毎週1回測定された。マウスは、本薬剤治療によって起こりうる中毒作用も観察された。腫瘍体積が2000mm3超に達した場合、マウスが本来の体重の25超を失った場合、腫瘍の潰瘍形成が現れた場合、またはマウスが瀕死状態になった場合、不定期の屠殺が実行された。実験の最後においてマウスは、腫瘍が除去され、最適切削温度OCT中に置かれ、IHC解析用に-80°Cにて保存された。肝臓、肺、脾臓、腎臓、精巣および前立腺に対して肉眼的検査が実行された。これらの器官において異常な観察が見られなかった場合には、組織が廃棄された。図13は、各治療群における経時的な平均腫瘍組織量を示す。40mg/kgのVGX-100で治療されたマウスの膵臓腫瘍は、平均してコントロールマウスの腫瘍の大きさの35.3であった。これはベバシズマブで治療した腫瘍のサイズ30.4と類似している。アスタリスクは、治療群における腫瘍の平均サイズに、コントロールと比較して統計的に有意な差が存在することを示すANOVAを用いた解析。腫瘍のサイズは、キャリパーを用いて毎週2~3回測定された。コントロールと比較した腫瘍のサイズは、治療30日後に計算された。垂直の棒は、各治療群の各時点に対する腫瘍の質量の平均の標準誤差を示す。LYVE-1とCD31のリンパ節組織における免疫組織化学的染色と定量が行われた。ホルマリン固定凍結KP4腫瘍を用いて、血管とリンパ管の免疫組織化学的染色および定量が行われた。実施例10:結腸直腸の上皮性悪性腫瘍HCT-116併用療法モデルこの実験は、HCT-116結腸直腸の上皮性悪性腫瘍細胞がPC-3前立腺がん細胞と置き換えられた点、および化学療法剤としてフルオロウラシルがドセタキセルと置き換えられた点、以外は概して実施例3に従って行われた。マウスは以下の治療群に分けられた:アイソタイプコントロール;ベバシズマブ単独;VGX-100単独;5-FU単独;ベバシズマブ5-FU;VGX-1005-FU;VGX-100ベバシズマブ;VGX-100ベバシズマブ5-FU。使用時には、5-FUは実験の継続期間中、毎週2回、50mg/kgにて静脈内に投与された。VGX-100は実験の継続期間中、毎週2回、40mg/kgにて腹腔内に投与された。ベバシズマブは実験の継続期間中、毎週2回、10mg/kgにて腹腔内に投与された。結果が図17に示されている。ベバシズマブと組み合わせた場合のVEGF-C抗体VGX-100の腫瘍に対する小さな相加効果が観察された。同様に、VGX-100がフルオロウラシル化学療法と組み合わせられた場合の小さな相加効果に関する証拠が見られた。実施例11:肺の上皮性悪性腫瘍H292併用療法腫瘍モデル実施例3で説明されたものと類似したプロトコールが使用された。H292細胞5×105個がヌードマウスの右腋窩の上部に皮下的に移植された。マウスは平均腫瘍組織量が75~175mgの場合に各治療群10個体/群へと割り振られた。腫瘍組織量は、公式:腫瘍組織量mg=L×W2/2を用いてキャリパー測定から推定された。式中、LとWはそれぞれ直交する腫瘍の長さと幅の測定値mmである。抗体は、腹腔内注射によって週2回投与されたアイソタイプコントロールとVGX-100は40mg/kg;ベバシズマブは10mg/kg。ドセタキセル10mg/kgは3週間にわたって毎週、静脈内に投与された。結果が図18に示されている。実施例12:卵巣の上皮性悪性腫瘍OVCAR-8併用療法モデル実施例3で説明されたものと類似したプロトコールが使用された。OVCAR-8細胞1×107個がヌードマウスの右腋窩の上部に皮下的に移植された。マウスは平均腫瘍組織量が75~175mgの場合に各治療群10個体/群へと割り振られた。腫瘍組織量は、公式:腫瘍組織量mg=L×W2/2を用いてキャリパー測定から推定された。式中、LとWはそれぞれ直交する腫瘍の長さと幅の測定値mmである。抗体は、腹腔内注射によって週2回投与されたアイソタイプコントロールとVGX-100は40mg/kg;ベバシズマブは10mg/kg。ドセタキセル10mg/kgは3週間にわたって毎週、静脈内に投与された。結果が図19に示されている。実施例13:前立腺がんPC-3同所性モデルにおける単剤療法PC-3-GFPヒト前立腺がん同所性MetaMouse登録商標モデルがAntiCancer社によって実行された。PC-3-GFP腫瘍フラグメントは、外科的に前立腺の腹葉に移植され、縫合糸を用いて縫合された。治療は手術3日後に開始された60mg/kg、週3回、腹腔内。GFP可視化腫瘍の確立後に、GFP発現腫瘍の全身イメージングが週1回、生きたマウス中で実行された。原発腫瘍サイズは、キャリパー測定および公式L×W2/2によって計算された腫瘍体積mm3を用いて週1回推定された。結果が図20に示されている。実験の詳細は以下の通りである。実験動物:本実験では、オスのNCrヌードマウス5~6週齢が使用された。元々のつがいはTaconic社ニューヨーク州ジャーマンタウンから購入された。試験用マウスは、繁殖されてHEPAフィルターを通した環境下で実験用に維持された。ケージ、えさ、床敷はオートクレーブされた。マウスのえさは、PMINutritionInternational社ミズーリ州ブレントウッドから取得された。実験用の化合物と薬剤の調製:賦形剤、VGX-100およびアイソタイプは、使用するまで-20°Cにて保存された。VGX-100とアイソタイプは、使用前にPBSを用いて適切な濃度7.5mg/mlおよび7.5mg/mlに希釈された。PC-3-GFPヒト前立腺がん同所性メタマウス登録商標モデル:ヒト前立腺がん細胞株P-C-3は、ATCC社から購入された。a.GFP発現ベクター:内部リボソーム侵入部位を有し、強化型GFPおよびネオマイシン耐性遺伝子を同一の2シストロン性のコンストラクトmessage上で発現するpLEINレトロウイルスベクターCLONTECH社が腫瘍細胞に形質導入するために使用された。b.細胞培養物のパッケージング、ベクターの作製、トランスフェクション、およびサブクローニング:10Alウイルス外皮を発現し、NIH3T3に由来するパッケージング細胞株であるPT67がCLONTECH社から購入された。PT67細胞は、加熱不活性化型の10FBSGeminiBiologicalProducts社、カリフォルニア州カラバサスを補充されたDMEMIrvineScientific社中で培養された。ベクターの作製には、パッケージング細胞PT67が、N-[1-2,3-ジオレオイルオキシプロピル]-N,N,N-トリメチルアンモニウムメチル硫酸試薬RocheMolecularBiochemicals社と飽和量のpLEINプラスミドとの沈殿混合物とともに、70の集密度confluenceにて18時間インキュベートされた。このときに新鮮な培地が補充された。細胞は、トランスフェクションの48時間後に蛍光顕微鏡法によって解析された。選択をするために、細胞は500~2000μg/mlのG418LifeTechnologies社、ニューヨーク州グランドアイランドの存在下で7日間培養された。c.レトロウイルスによる腫瘍細胞のGFP形質導入:GFP遺伝子を形質導入するために、PT67細胞のレトロウイルスの上清と10FBSGeminiBiologicalProducts社を含むRPMI1640GIBCO社との1:1の沈殿混合物とともに、25の集密度のPC-3細胞が72時間インキュベートされた。このときに新鮮な培地が補充された。細胞は、形質導入の72時間後にトリプシン-EDTAを用いて収集され、200μg/mlのG418を含む選択培地中で1:15の比にて継代培養された。G418の密度は、400μg/mlにまで段階的に増大された。GFPを安定的に発現するクローンは、クローニングシリンダーBel-ArtProducts社およびトリプシン-EDTAを用いて単離され、次に従来の培養法を用いて増幅および導入された。d.皮下異種移植:腫瘍のストックは、5×106細胞/100μlの濃度にてPC-3-GFP細胞をヌードマウスの脇腹へと皮下的に注射することによって作製された。ヌードマウスにおいて成長し、皮下注射s.c.により収集されや腫瘍細胞は、検査され、肉眼で見て壊死と分かる組織、壊死と疑われる組織、またはGFPを発現しない腫瘍組織はすべて除去された。腫瘍組織は、次に約1mm3の小さなフラグメントへと分割された。e.外科的な同所性移植SOI:マウスはケタセット、キシラジンおよびPromAceの混合物を用いて麻酔され、外科手術がされる部位はヨードおよびアルコールを用いて消毒された。滅菌した外科用メスおよび刃10を用いて、ヌードマウスの下腹部に長さ約2cmの切開が行われた。前立腺が露出され、前立腺被膜が注意深く切開された。PC-3-GFP組織の2つのフラグメント各1mm3が、滅菌した8-0外科用縫合糸ナイロン製を用いて前立腺の2つの腹葉間で縫合された。腹部は滅菌した6-0外科用縫合糸シルク製を用いて1つの層にて閉じられた。すべての手順は、HEPAフィルターを通した層流フード内で5倍の解剖顕微鏡下で実行された。実験計画:両群の治療は、外科的な同所性移植SOIの3日後に開始された。表9は実験計画を示す。蛍光光学腫瘍イメージングFOTI:FluorVivoイメージングシステムINDECBiosystems社、カリフォルニア州サンタクララが全身イメージングに使用された。GFP発現腫瘍の全身光学イメージングは、GFP可視化腫瘍が確立された後、生きたマウス中で週に1回行われた。解剖では、リンパ節への転移を調べるために、開いた状態でのイメージングが胸部および腹部にて行われた。腫瘍のサイズおよび体重の測定:原発腫瘍のサイズおよび体重は、それぞれキャリパーおよび電子はかりを用いて週に1回測定された。原発腫瘍のサイズは、直交する小さい寸法Wおよび大きい寸法Lを測定することによって、週に1回推定された。おおよその腫瘍体積mm3が公式:W2×L×1/2を用いて計算された。実験の終点:すべてのマウスは、治療開始後30日目に屠殺された。最終的な腫瘍の質量:原発腫瘍は解剖時に摘出されて解剖時に質量が測定された。組織の収集:初期の前立腺腫瘍および転移が見られたあらゆる器官は、収集された。腫瘍および器官は、各断片において腫瘍が等しく見えるようにするために、対称に切断された。各腫瘍の一方の断片および各器官は、10のNBF中で固定された。各腫瘍の他方の断片および各器官は、液体窒素中で瞬間冷凍された。本実験に用いた統計解析:実験群間で平均腫瘍体積と腫瘍の質量を比較するために、α=0.05のスチューデントt-検定が使用された。結果本実験に用いたマウスは、治療後30日目に屠殺された。腫瘍体積および腫瘍の質量は、賦形剤コントロールと治療群とを比較するために、スチューデントt-検定を用いて解析された。1.腫瘍体積に及ぼす効果:治療後28日目において、治療群の平均腫瘍体積が対照群と比較された。腫瘍体積は、治療群ではアイソタイプ対照群と比較して統計的に有意なp<0.05減少を示した表10参照。2.腫瘍の質量に及ぼす効果:治療群の腫瘍の質量の平均が、対照群の腫瘍の質量の平均と比較された。治療群ではアイソタイプ対照群と比較して、治療後30日目には統計的に有意な減少は観察されなかった表11参照。3.転移に及ぼす効果:すべての実験動物は、屠殺時に切開された。GFPを発現する転移の光学イメージングが実行された。転移の罹病率incidenceがFOTIおよびフィッシャーの正確確率検定を用いて解析された。リンパ節LNsに対する転移の罹病率の有意差P=0.019が治療群と対照群との間で見出された表12参照。4.毒性の推定:賦形剤コントロールと比較して、それほど体重を減らすことのない抗体治療群の安定した体重は、これらの実験の投与量では抗体VGX-100が明白な毒性を有さなかったことを示す。結論治療後28日目の結果に基づくと、治療群[VGX-10060mg/kg、腹腔内投与]では対照群[アイソタイプ60mg/kg、腹腔内投与]と比較して、平均腫瘍体積は統計的に有意な減少59の減少を示した。VGX-100はまた、治療群では対照群と比較して、転移の局所的なリンパ節への罹病率を55低下させた。これらの実験の投与量では抗体VGX-100およびアイソタイプが明白な毒性を有さなかったことを示す。治療群では全実験を通して、大きな体重の低下は観察されなかった。"