キャンディダユティリスの培養中に培養液のpHを上方に調節するための方法であって、培養液中に硝酸塩を添加することを含んでなる、方法。添加される硝酸塩が、キャンディダユティリスによって資化される主要な窒素源として培養液に存在する、請求項1に記載の方法。キャンディダユティリスを培養することにより有機酸を製造する方法であって、培養液中に硝酸塩を添加することを含んでなる、方法。添加される硝酸塩が、キャンディダユティリスによって資化される主要な窒素源として培養液に存在する、請求項3に記載の方法。前記有機酸がL-乳酸またはD-乳酸である、請求項3または4に記載の方法。キャンディダユティリスが遺伝的に改変された菌株である、請求項3~5のいずれか一項に記載の方法。前記菌株が、キャンディダユティリスの野生株に対して、D-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドをコードする遺伝子の発現を可能にするプロモーター配列が機能的に結合した該遺伝子の少なくとも1コピーにより形質転換されており、かつ、ピルビン酸脱炭酸酵素の活性を有するポリペプチドをコードしている内因性遺伝子が破壊されているものである、請求項6に記載の方法。硝酸塩を含んでなる、キャンディダユティリスの培養中に培養液のpHを上方に調節するためのpH調節剤。D-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドをコードする遺伝子の発現を可能にするプロモーター配列が機能的に結合した該遺伝子の少なくとも1コピーにより形質転換されてなり、かつ、ピルビン酸脱炭酸酵素の活性を有するポリペプチドをコードしている内因性遺伝子が破壊されている、キャンディダユティリスの酵母菌株。D-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドが、a配列番号2で表されるアミノ酸配列を含むポリペプチド、またはb配列番号2で表されるアミノ酸配列において、1もしくは数個のアミノ酸が欠失、置換、付加もしくは挿入されたアミノ酸配列を含み、かつD-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドである、請求項9に記載の酵母菌株。D-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドをコードしている遺伝子が、a配列番号1で表されるヌクレオチド配列、b配列番号1で表されるヌクレオチド配列と85以上の相同性があり、かつD-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドをコードするヌクレオチド配列、またはc配列番号1で表されるヌクレオチド配列もしくはその相補配列とストリンジェントな条件下でハイブリダイズし、かつD-乳酸脱水素酵素の活性を有するポリペプチドをコードするヌクレオチド配列を含むものである、請求項9または10に記載の酵母菌株。ピルビン酸脱炭酸酵素の活性を有するポリペプチドをコードしている内因性遺伝子が、配列番号8で表されるアミノ酸配列をコードするヌクレオチド配列、または配列番号7で表されるヌクレオチド配列を含むものである、請求項9~11のいずれか一項に記載の酵母菌株。以下、実施例によって本発明をより具体例に説明するが、これら実施例は本発明の技術的範囲を制限するものではない。実施例1:D-LDH遺伝子を導入したキャンディダユティリス株の構築トルラ酵母キャンディダユティリスCandidautilisのNBRC0988株において、ピルビン酸脱炭酸酵素をコードするCuPDC1遺伝子が完全に欠損した株:Cupdc1delta4株が既にIkushimaらによって構築されている[BiosciBiotechnolBiochemVol73p181824]。この株に、乳酸菌Lactobacillushelveticus由来のD-乳酸脱水素酵素D-LDH遺伝子を導入した。ここで用いたDNA断片は、アミノ酸の置換がないようにコドン使用頻度をキャンディダユティリスに適合させて人工合成したものである配列番号1。その断片を含むプラスミドをpDLDHとした。以下、導入に用いたプラスミドの構築手順を示す。まず、次の3種類のポリメラーゼ連鎖反応PCRを行った:1CutilisNBRC0988株のゲノムDNAを鋳型として、IM341配列番号3:actcgcggccgctctagaCACCAACTTTGAAGATAGGGとIM678配列番号4:gtaggcgaagaccttggtcatGGTATCGATTGTTTTAGTTTTGTTTGTTTGTTGTGTATAACGGGをプライマーとしてPCRを行い伸長反応2分、CuPDC1遺伝子のプロモーター領域を増幅した;2pDLDHを鋳型とし、IM671配列番号5:cccgttatacacaacaaacaaacaaaactaaaacaatcgataccATGACCAAGGTCTTCGCCTACとIM672配列番号6:atactcagatctTCATCAGAACTTGTTCTTGTTCをプライマーとしてPCRを行い伸長反応1分、D-LDH構造遺伝子を増幅した;3鋳型として1および2で増幅したDNA断片を用い、プライマーとしてIM341とIM672を用いてPCRを行った伸長反応3分。次に、3で増幅したDNA断片をNotIとBglIIで消化し、得られたDNA断片を、NotIとBamHIで切断したpCU675別名:pPGtHPtに連結した。ここで、pCU675は、Ikushimaらによって既に構築されているプラスミドである[BiosciBiotechnolBiochemVol73p181824]。上述の工程を経て得られたプラスミドpCU871は、pBluescriptIISKのBssHII部位に、順に、CuPDC1遺伝子プロモーター領域、D-LDH構造遺伝子、PGK3-ホスホグリセロキナーゼ遺伝子ターミネーター、loxP、PGK遺伝子プロモーター、HPT遺伝子ハイグロマイシンB耐性遺伝子、GAPグリセルアルデヒド3リン酸脱水素酵素遺伝子ターミネーター、loxP、CuPDC1遺伝子の下流領域からなるDNA断片が挿入されている。2つのBssHII認識配列の挿入DNA断片側には、当該認識配列の直後にBglII認識配列が備わっている。そこで、pCU871をBglIIで消化することにより、上述のCuPDC1遺伝子プロモーターからCuPDC1遺伝子の下流領域からなるDNA断片を取得し、これを用いて電気パルス法でcupdc1delta4の形質転換を行った。ここで、パルス条件は、Ikushimaらの方法に従った[BiosciBiotechnolBiochemVol73p87984]。陽性クローンとしては、600μg/mlのハイグロマイシンBを含むYPD培地1酵母エキス、2ペプトン、2グルコースで生育した株を選抜した。これをCDLA01株と命名した。こうして得られたCDLA01株を、500mlスケールの坂口フラスコを用い、100mlのYPD液体培地1酵母エキス、2ペプトン、2グルコース中、30°Cで好気的に24時間振とう培養した。この株を、100ml三角フラスコに入った15mlの富栄養培地1酵母エキス、2ペプトン、90.7g/lグルコースに、OD600が0.3となるように接種した。なお、この培地には、45g/lの炭酸カルシウムを中和剤として添加した。培養開始24時間後には、全ての糖が消費され、代わりに、光学純度が99.9のD-乳酸が86.8g/lの濃度で生産された。培地中に含まれる糖から理論的に最大でD-乳酸が作られる場合を収率100とすると、今回の収率は95を越えている。次に、CDLA01株を、300mLスケールの坂口フラスコ中において、YPD2液体培地1酵母エキス、2ペプトン、2グルコース中、30°Cで好気的に振盪培養した。この株を、5Lスケールのジャーファーメンターにおいて、2.0Lの糖蜜培地18廃糖蜜、2ペプトンに初期OD600が0.1となるように接種し、35°Cで攪拌培養した。通気量は1.0vvm、撹拌速度は300rpmとし、10NNaOHおよび10NHClを中和剤として用いることでpHを5.0に維持した。培養開始から72時間が経過した時点で、99.5を上回る光学純度のD-乳酸が160g/Lの濃度で生産された図1。これは、当該時点で消費された糖に対する変換効率で100に達する値である。実施例2:硝酸塩を唯一の窒素源とする培地におけるキャンディダユティリスの培養CutilisNBRC0988野生株を30°Cで好気的に振盪培養した。この株を、5Lスケールのジャーファーメンターにおいて、2.0Lの合成培地5グルコース、0.17YeastNitrogenBase、50mM硝酸ナトリウムに初期OD600が0.5となるように接種し、30°Cで撹拌培養した。通気量は2.0L/min、撹拌速度は300rpmとした。その結果、培養液のpHは経時的に上昇し、培養開始27時間後にはpH8.6にまで達した図2。次に、CDLA01株について、上述の合成培地を用いて同様の試験を行ったところ、中和剤を添加すること無く、培養液のpHは3程度で安定し、乳酸が蓄積しても極端な酸性域に偏ることはなかった。この効果によって、pHの低下による酵母の死滅を回避することができた。この結果、培養開始27時間後には15.4g/LのD-乳酸が生産された図3。実施例3:硝酸塩と他の窒素含有物質を窒素源とする培地におけるキャンディダユティリスの培養窒素源として25mM硝酸ナトリウムおよび25mM塩化アンモニウムの組み合わせを含む合成培地において、実施例2と同様にCutilisNBRC0988野生株の培養を行った。塩化アンモニウムを単一窒素源とした場合には、通常、pHの急激な低下とともに、培養24時間程度で生菌数の大幅な低下が生じる。これに対して、塩化アンモニウムと同じモル濃度の硝酸ナトリウムを混合した場合には、pHの低下が抑制され、40時間以上にわたって培養を継続できることが明らかとなった図4。この結果から、硝酸塩を窒素源として含む培地におけるキャンディダユティリスの培養において、他の窒素源が共存したとしても、硝酸塩によるpH上昇効果が阻害されないことが示される。実施例4:様々な硝酸塩を唯一の窒素源とする培地におけるキャンディダユティリスの培養50mM硝酸ナトリウムに代えて、50mM硝酸カリウムまたは25mM硝酸カルシウムを単一窒素源として加えた培地を用いて、実施例2と同様にCutilisNBRC0988野生株の培養を行った。その結果、いずれの場合においても、硝酸ナトリウムを用いたときと同様の経時的なpHの上昇を示した図5。この結果から、硝酸塩を窒素源として含む培地におけるキャンディダユティリスの培養において、硝酸塩によるpH上昇効果は硝酸塩のカチオンの種類に影響されないことが示される。実施例5:硝酸塩を唯一の窒素源とする培地におけるキャンディダユティリスの様々な株の培養キャンディダユティリスのATCC15239株、NBRC0619株、NBRC0626株、およびNBRC10708株を用いて、培養液のpH上昇効果を試験した。具体的には、200mLスケールの三角フラスコにおいて、各株を、実施例2に記載の硝酸培地50mLに初期OD600が0.5となるように接種し、30°Cで振盪培養した。その結果、いずれの株においても、NBRC0988株と同様に経時的な培養液のpH上昇が認められた図6。この結果から、硝酸塩を窒素源として含む培地におけるキャンディダユティリスの培養において、硝酸塩によるpH上昇効果は、株の違いに影響されず、キャンディダユティリス全般に認められることが示される。実施例6:硝酸塩を唯一の窒素源とする培地におけるキャンディダユティリス以外の酵母の培養硝酸塩を単一窒素源として生育できるキャンディダユティリス以外の酵母として、ピキアアングスタPichiaangusta、パキソレンタンノフィルスPachysolentannophilus、およびハンセヌラポリモルファHansenulapolymorphaの3種を用いて、実施例5と同様の培養試験を行った。その結果を表1に示す。表1から明らかなように、3種の酵母のいずれを培養した場合にも、キャンディダユティリスに見られたような急激なpHの上昇は認められなかった。