"i免疫不全であること、ii肝障害を受けていること、およびiii内在性のCyp3a遺伝子の機能が欠失していること、を特徴とする非ヒト動物に、ヒト肝細胞を移植することを含む、該非ヒト動物の薬物代謝系が欠失または抑制され、かつ該ヒト肝細胞による薬物代謝系を備えるキメラ非ヒト動物の作出方法。前記非ヒト動物がマウスである、請求項1に記載の方法。前記非ヒト動物が、遺伝的免疫不全症の非ヒト動物またはその子孫、遺伝的に肝障害を有する非ヒト動物またはその子孫、ならびに内在性のCyp3a遺伝子の機能が遺伝的に欠失している非ヒト動物またはその子孫を用いて三元交配する工程を含む作出方法により得られる、請求項1または2に記載の方法。前記非ヒト動物が、遺伝的免疫不全症であり、かつ遺伝的に肝障害を有する非ヒト動物またはその子孫と内在性のCyp3a遺伝子の機能が遺伝的に欠失している非ヒト動物またはその子孫を用いて交配する工程を含む作出方法により得られる、請求項1または2に記載の方法。前記非ヒト動物が、uPASCIDマウスとcyp3aマウスを用いて交配する工程、ならびに各遺伝的要素をホモに有する動物をスクリーニングする工程を含む作出方法により得られる、請求項1~4のいずれか1項に記載の方法。前記非ヒト動物が、cyp3auPASCIDマウスである、請求項1~5のいずれか1項に記載の方法。請求項1~6のいずれか1項に記載の方法によって得られる、キメラ非ヒト動物。内在性のCyp3a遺伝子の機能が欠失しており、かつヒト肝細胞を体内に担持することを特徴とするキメラ非ヒト動物。非ヒト動物の薬物代謝系が欠失または抑制されており、かつヒト肝細胞による薬物代謝系を備える、請求項8に記載のキメラ非ヒト動物。前記非ヒト動物がマウスである、請求項8または9に記載のキメラ非ヒト動物。請求項7~10のいずれか1項に記載のキメラ非ヒト動物に、被験物質を投与する工程、および該被験物質がヒト肝細胞に与える影響を評価する工程を含む、該被験物質の毒性試験方法。請求項7~10のいずれか1項に記載のキメラ非ヒト動物に、被験物質を投与する工程、および該被験物質に対するヒト肝細胞の代謝能を評価する工程を含む、ヒト肝細胞の該被験物質に対する代謝能試験方法。本発明は、非ヒト動物の内在性の細胞による薬物代謝の影響を抑制または欠失させた、ヒトの肝細胞集団を体内に有するキメラ非ヒト動物を提供することを目的とする。本発明者らは、上記課題を解決するために鋭意検討を重ねた結果、内在性のCyp遺伝子の機能を欠失または抑制させた非ヒト動物の肝臓における肝細胞集団を、ヒトの肝細胞集団に置換することによって、ヒトの薬物代謝系を反映するキメラ非ヒト動物が得られることを見いだし、本発明を完成するに至った。本発明は以下を包含する。[1]i免疫不全であること、ii肝障害を受けていること、およびiii内在性のCyp3a遺伝子の機能が欠失していること、を特徴とする非ヒト動物に、ヒト肝細胞を移植することを含む、該非ヒト動物の薬物代謝系が欠失または抑制され、かつ該ヒト肝細胞による薬物代謝系を備えるキメラ非ヒト動物の作出方法。[2]前記非ヒト動物がマウスである、[1]の方法。[3]前記非ヒト動物が、遺伝的免疫不全症の非ヒト動物またはその子孫、遺伝的に肝障害を有する非ヒト動物またはその子孫、ならびに内在性のCyp3a遺伝子の機能が遺伝的に欠失している非ヒト動物またはその子孫を用いて三元交配する工程を含む作出方法により得られる、[1]または[2]の方法。[4]前記非ヒト動物が、遺伝的免疫不全症であり、かつ遺伝的に肝障害を有する非ヒト動物またはその子孫と内在性のCyp3a遺伝子の機能が遺伝的に欠失している非ヒト動物またはその子孫を用いて交配する工程を含む作出方法により得られる、[1]または[2]の方法。[5]前記非ヒト動物が、uPASCIDマウスとcyp3aマウスを用いて交配する工程、ならびに各遺伝的要素をホモに有する動物をスクリーニングする工程を含む作出方法により得られる、[1]~[4]のいずれかの方法。[6]前記非ヒト動物が、cyp3auPASCIDマウスである、[1]~[5]のいずれかの方法。[7][1]~[6]のいずれかの方法によって得られる、キメラ非ヒト動物。[8]内在性のCyp3a遺伝子の機能が欠失しており、かつヒト肝細胞を体内に担持することを特徴とするキメラ非ヒト動物。[9]非ヒト動物の薬物代謝系が欠失または抑制されており、かつヒト肝細胞による薬物代謝系を備える、[8]のキメラ非ヒト動物。[10]前記非ヒト動物がマウスである、[8]または[9]のキメラ非ヒト動物。[11][7]~[10]のいずれかのキメラ非ヒト動物に、被験物質を投与する工程、および該被験物質がヒト肝細胞に与える影響を評価する工程を含む、該被験物質の毒性試験方法。[12][7]~[10]のいずれかのキメラ非ヒト動物に、被験物質を投与する工程、および該被験物質に対するヒト肝細胞の代謝能を評価する工程を含む、ヒト肝細胞の該被験物質に対する代謝能試験方法。本発明によれば、非ヒト動物の細胞による薬物代謝の影響を抑制または欠失させた、ヒトの肝細胞集団を体内に有するキメラ非ヒト動物を提供することができる。本発明におけるキメラ非ヒト動物は、i免疫不全であること、ii肝障害を受けていること、iii内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能が欠失していること、を特徴とする非ヒト動物に、ヒト肝細胞を移植することによって作製することができる。ここで非ヒト動物としては、ヒトを除く哺乳動物が挙げられ、好ましくはげっ歯類に属する哺乳動物である。げっ歯類に属する哺乳動物としては、マウス、ラットなどが挙げられるがこれらに限定はされない。好ましくは、本発明において非ヒト動物はマウスである。本明細書において免疫不全とは、異種動物由来の細胞特に肝細胞に対して拒絶反応を示さないことを意味する。免疫不全は、当該非ヒト動物に対して、免疫抑制剤の投与や胸腺摘出などの免疫不全処置を施すことによって後天的に獲得されたものであっても良いが、当該非ヒト動物が先天的に免疫不全であることが好ましい。すなわち、当該非ヒト動物は、遺伝的免疫不全症の動物またはその子孫であることが好ましい。遺伝的免疫不全症の動物としては、T細胞およびB細胞系不全を示す重症複合免疫不全症SCID:severecombinedimmunodeficiencyの動物、遺伝的な胸腺の欠損によりT細胞機能を失った動物、RAG2遺伝子を公知のジーンターゲッティング法Science244128812921989によりノックアウトした動物などが挙げられるが、これらに限定はされない。例えば、SCIDマウス、NUDEマウス、RAG2ノックアウトマウスなどが挙げられ、好ましくはSCIDマウスである。本明細書において肝障害を受けているとは、非ヒト動物本来の肝臓の細胞特に、肝細胞の少なくとも60、少なくとも70、少なくとも80、少なくとも90、少なくとも95またはそれ以上が障害を受けている、増殖が抑制されている、および/または壊死を生じていることを意味する。非ヒト動物が肝障害を受けていることによって、移植されたヒト肝細胞は効率的に生着増殖することができる。肝障害は、非ヒト動物に対して、四塩化炭素、黄リン、Dガラクトサミン、2アセチルアミノフルオレン、ピロロジンアルカロイドのような肝障害誘発物質の投与や、肝臓の部分切除による外科的処置などの肝障害誘発処置を施すことによって後天的に獲得されたものであっても良いが、当該非ヒト動物が先天的に肝障害を有する動物であることが好ましい。すなわち、当該非ヒト動物は、遺伝的に肝障害を有する動物またはその子孫であることが好ましい。遺伝的に肝障害を有する動物としては、肝細胞特異的に発現するタンパク質のエンハンサーおよび/またはプロモーターの制御下において、肝障害誘発タンパク質を発現するトランスジェニック動物や、肝機能を担う遺伝子をノックアウトした動物などが挙げられるが、これらに限定はされない。例えば、ウロキナーゼプラスミノーゲンアクチベーター、ティッシュープラスミノーゲンアクチベーター、チミジンキナーゼなどを肝臓特異的に発現するトランスジェニックマウスや、フマリルアセト酢酸ヒドラーゼFah遺伝子のノックアウトマウスなどが挙げられる。遺伝的に肝障害を有する動物には、必要に応じて、肝障害を惹起するための薬物を投与しても良い例えば、チミジンキナーゼを肝臓特異的に発現するトランスジェニックマウスに対して、ガンシクロビルGCVを投与することができる。本明細書において内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能が欠失しているとは、非ヒト動物の内在性の一または複数のCyp遺伝子における塩基の置換、欠失、付加または挿入などの変異により、当該Cyp遺伝子にコードされる機能性タンパク質の正常な発現および/または機能が喪失していることを意味する。すなわち、当該非ヒト動物は、内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能が遺伝的に欠失している動物またはその子孫である。CYPは大きく4群に分類されるスーパーファミリーを形成しており、そのアミノ酸配列により、ファミリー、さらにはサブファミリーへと分類される。本発明において、Cyp遺伝子とは、このスーパーファミリー、ファミリーまたはサブファミリーより選択することができる。本発明においてCyp遺伝子とは、医薬品や化学物質などの代謝に寄与するCyp遺伝子が挙げられ、例えば、Cyp1遺伝子、Cyp2遺伝子、Cyp3遺伝子、Cyp4遺伝子などが挙げられる。好ましくは、Cyp1a遺伝子、Cyp1b遺伝子、Cyp1e遺伝子、Cyp2a遺伝子、Cyp2c遺伝子、Cyp2d遺伝子、Cyp3a遺伝子、Cyp4a遺伝子であり、さらに好ましくはCyp3a遺伝子である。CYP3Aは、多くの医薬品や化学物質などの代謝に寄与する代表的な薬物代謝酵素として知られている。一般的に、Cyp遺伝子は、複数の分子種をコードする遺伝子クラスターの構造を有しており、Cyp遺伝子にコードされる分子種の数は、用いる非ヒト動物によって、またスーパーファミリーやファミリーによって様々であり得る。本発明においては、選択されたCyp遺伝子にコードされる全ての分子種の発現および/または機能が欠失していても良いし、コードされる分子種のうちの一部の発現および/または機能が欠失していても良い。例えば、非ヒト動物がマウスである場合、Cyp3a遺伝子には、Cyp3a11、Cyp3a13、Cyp3a16、Cyp3a25、Cyp3a41、Cyp3a44、Cyp3a57、Cyp3a59などの分子種がコードされており、この内の1,2,3,4,5,6,7,8またはそれ以上の分子種の発現および/または機能を欠失させることができる。例えば、少なくとも、Cyp3a11、Cyp3a13、Cyp3a25、およびCyp3a44の発現および/または機能を欠失させる。好ましくは、Cyp3a遺伝子にコードされる全ての分子種の発現および/または機能を欠失させる。Cyp遺伝子の機能の欠失は、当該分野において一般的に用いられるジーンターゲティング法などを用いて行うことができる。当該遺伝子機能の欠失は、当業者に公知である一般的な手法によって確認することができ、例えば、得られた非ヒト動物より抽出したゲノムDNAを用いたサザン解析、PCR等により内在性のCyp遺伝子における塩基の置換、欠失、付加または挿入などの変異を確認することにより行うことができる。また、RTPCR法を用いて、標的とするCyp遺伝子の発現が欠失していることを確認することにより行うことができる。上記i~iiiの形質を有する非ヒト動物は、上記遺伝的免疫不全症の動物またはその子孫、遺伝的に肝障害を有する動物またはその子孫、ならびに内在性のCyp遺伝子の機能が遺伝的に欠失している動物またはその子孫について、同種のものを交配させる、すなわち、三元交配させる、ことによって得ることができる。各動物における各形質はそれぞれ、メンデルの法則に従って次の世代へと遺伝的要素が受け継がれる。交配に用いる動物は、各形質に関する遺伝的要素についてホモ接合体であっても、ヘテロ接合体であっても良い。交配の組み合わせには、様々なパターンが含まれるが、例えば以下の方法によって上記i~iiiの形質を有する非ヒト動物を得ることができるただし、これに限定はされない。すなわち、遺伝的免疫不全症の動物またはその子孫と、遺伝的に肝障害を有する動物またはその子孫を交配して仔を得て、常法に従って、一または複数回の自家交配および戻し交配を行い、各形質に関する遺伝的要素をホモ接合体またはヘテロ接合体に有する動物を得る。続いて、得られた動物と内在性のCyp遺伝子の機能が遺伝的に欠失している動物またはその子孫を交配して仔を得る。必要に応じて、常法に従って、一または複数回の自家交配、および戻し交配を行い、最終的に各種形質についてホモ接合体である動物を選択する。本発明者らは既に、免疫不全肝障害マウスであるuPASCIDマウスを作製し、報告しているWO2008001614。また、本発明者らは既に、内在性のCyp3a遺伝子の機能が遺伝的に欠失しているマウスcyp3aマウスを作製し、報告しているWO2009063722。上記交配においては、これらのマウスを好適に利用することができる。上記i~iiiの形質を有する非ヒト動物への移植に用いるヒト肝細胞は、従来公知の手法に基づいて調製することができる。すなわち、正常なヒト肝臓組織から、コラゲナーゼ灌流法を用いて単離することができる。ヒト肝細胞は、様々な年齢のヒトより単離したものを利用することが可能であるが、好ましくは14歳以下の小児のヒトの肝細胞を利用する。14歳以下の小児のヒトの肝細胞は、移植後のキメラ非ヒト動物の肝組織において良好に増殖できヒト肝細胞の割合を高めることができる。ヒト肝細胞として、invivoにおいて高い増殖能を示す増殖性ヒト肝細胞を利用しても良い。増殖性ヒト肝細胞とは、培養条件下invitroにおいて、単一細胞種の集団からなるコロニーを形成しながら増殖クローン性増殖するヒト肝細胞を意味する。増殖性ヒト肝細胞は、継代培養によって細胞数を増加することが可能であり、継代培養によって細胞数を十分に増やした後に移植に用いることができる。増殖性ヒト肝細胞としては、ヒト小型肝細胞特開平10179148号公報が挙げられるこれに限定はされない。ヒト小型肝細胞は、高い増殖能を有するとともに、比較的未分化な細胞であるために様々な肝機能を持つ肝細胞に分化する能力を有する。ヒト小型肝細胞は、移植された非ヒト動物の体内で急速に増殖し、正常な肝機能を発揮しうるヒト肝細胞集団を短時間で形成することができる。ヒト小型肝細胞は、従来公知の手法に基づいて調製することができ、すなわち、遠心分離を用いた方法、エルトリエーターやFACS等の細胞分画装置を用いた方法、ヒト小型肝細胞を特異的に認識するモノクローナル抗体を用いた免疫学的手法などを利用することができる特開平10179148号公報、特開平8112092号公報、特開平8112092号公報。また、移植に用いるヒト肝細胞としては、肝炎ウイルス感染細胞または遺伝的疾患を有する患者由来の肝細胞を利用することができる。このような肝細胞を移植して得られたキメラ非ヒト動物は、当該患者と同様の症状を呈するため、肝炎やその他の疾患に関する病態モデル動物として利用することができ、抗ウイルス剤や疾患に対する薬剤の開発試験において有用である。この他、移植に用いるヒト肝細胞としては、invitroで増殖させたヒト肝細胞、凍結保存肝細胞、テロメラーゼ遺伝子等の導入により不死化させた肝細胞、これらの肝細胞と非実質細胞を混合させたものも利用できる。調製されたヒト肝細胞は、以下の手法により上記非ヒト動物に移植することできる。ヒト肝細胞は、上記非ヒト動物の脾臓または門脈に注入することによって、脾臓または門脈を経由して非ヒト動物の肝臓へ移植することができる。移植に用いるヒト肝細胞の数は、約1~200万個、好ましくは約10万~100万個とすることができる。移植したヒト肝細胞のうち約5~15、好ましくは約10が非ヒト動物の類洞から肝細胞索へ侵入し、生着増殖する。上記ヒト肝細胞が移植される非ヒト動物の日齢は、特に限定されないが、好ましくは低日齢または低週齢のものを用いる。低日齢または低週齢の非ヒト動物にヒト肝細胞を移植することによって、移植されたヒト肝細胞は良好に生着増殖することができる。非ヒト動物がマウスである場合には、生後0~48日程度、好ましくは、生後約8~28日のマウスを使用する。ヒト肝細胞が移植されたキメラ非ヒト動物は、常法により、飼育することができる。移植後、40~200日間程度飼育することにより、肝臓における肝細胞の50、60、70、75、80、85、90、95、99またはそれ以上がヒト肝細胞に置換される。ヒト肝細胞の検出は、当該分野において公知の手法によって行うことができ、例えば、ヒト肝細胞に特異的な抗体を用いた免疫学的手法によって行うことができる。本発明のキメラ非ヒト動物における肝臓は、肝臓における肝細胞の50、60、70、75、80、85、90、95、99またはそれ以上がヒト肝細胞からなり、非ヒト動物の非実質細胞類洞内皮細胞、星細胞、クッパー細胞なども一部に含む。本発明のキメラ非ヒト動物における肝臓は、ヒトの薬物代謝酵素を発現している。ヒトの薬物代謝酵素としては、CYP等が挙げられ、例えば、少なくともCYP1A2、CYP2B6、CYP2C8、CYP2C9、CYP2C19、CYP2D6、CYP3A4等の分子種を検出することができるこれらに限定はされない。当該分子種の検出は、RTPCRやノーザンブロッティングなど核酸解析において一般的に用いられる方法によって行うことができる。また、本発明のキメラ非ヒト動物における肝臓は、非ヒト動物の内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能が欠失している。さらに、本発明のキメラ非ヒト動物における肝臓においては、一部のCyp遺伝子の機能が欠失することにより生じる、その他のCyp遺伝子の代償的な発現増加が顕著に抑制されている。一般的に、Cyp3aノックアウトマウスにおいては、Cyp2遺伝子をはじめとする様々な内在性のCyp遺伝子の発現量が増加することが知られているvanWaterschootRAら、MolPharmacol20087310291036。一方、下記実施例にて詳述するとおり、Cyp3a遺伝子を欠失している非ヒト動物マウスを用いて得られたキメラ非ヒト動物の肝臓においては、非ヒト動物の内在性のCyp3a遺伝子にコードされる複数の分子種の発現が欠失されているとともに、Cyp3aノックアウトマウスと比べて、他の内在性Cyp遺伝子の発現量が顕著に低い。上記のとおり、本発明のキメラ非ヒト動物における肝臓は、ヒトの薬物代謝酵素を発現する一方、非ヒト動物の内在性のCyp分子種の干渉を低減または排除することができるために、よりヒト肝臓に近い、またはヒト肝臓と同一の生理学的特徴、特に薬物代謝プロファイルを備える。本発明のキメラ非ヒト動物の肝臓が、ヒト肝臓型の薬物代謝プロファイルを有することは、以下の手法により確認することができる。すなわち、特定の化合物を、上記キメラ非ヒト動物、ならびにヒトおよび/または非ヒト動物に投与し、それぞれに由来するサンプル中の当該化合物の代謝産物を検出同定し、当該キメラ非ヒト動物に由来するサンプル中にて検出同定された代謝産物と、ヒトおよび/または非ヒト動物に由来するサンプル中にて検出同定された代謝産物とを比較して、当該キメラ非ヒト動物の代謝様式がヒト型であるか、非ヒト動物型であるかを決定する。上記方法に用いる化合物としては、ネファゾドンMayolRFetalDrugMetabDispos22304111994などが挙げられるが、これに限定はされない。ヒトまたは非ヒト動物においてその代謝様式が既に公知である化合物を利用しても良い。サンプルとしては、血液血漿、血清、尿、リンパ液、胆汁などの体液や、肝臓、その他の臓器、糞などを利用することができる。サンプル中の代謝産物の検出および同定は、当該分野において公知である各種クロマトグラフィーや質量分析法を適宜組み合わせて用いることができる。例えば、下記実施例にて詳述するとおり、本発明のキメラ非ヒト動物にネファゾドンを投与した場合、非ヒト動物マウスよりヒト型に近い代謝様式を示している。したがって、代謝様式がヒト型であるか、非ヒト動物型であるかは容易に、判断することができる。肝臓と同じく、小腸にもCYPが存在しており、薬物代謝に関与している。本発明のキメラ非ヒト動物における小腸は、非ヒト動物の内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能が欠失している。さらに、本発明のキメラ非ヒト動物における小腸においては、一部のCyp遺伝子の機能が欠失することにより生じる、その他のCyp遺伝子の代償的な発現増加が顕著に抑制されている。一般的に、Cyp3aノックアウトマウスにおいては、Cyp2遺伝子をはじめとする様々な内在性のCyp遺伝子の発現量が増加することが知られている上記。一方、下記実施例にて詳述するとおり、Cyp3a遺伝子を欠失している非ヒト動物マウスを用いて得られたキメラ動物の小腸においては、非ヒト動物の内在性のCyp3a遺伝子にコードされる複数の分子種の発現が欠失されているとともに、Cyp3aノックアウトマウスと比べて、他の内在性Cyp遺伝子の発現量が顕著に低い。上記のとおり本発明のキメラ非ヒト動物は、ヒト肝細胞を体内に担持すると共に、非ヒト動物の内在性の一または複数のCyp遺伝子の機能の欠失により、非ヒト動物の内在性の薬物代謝系が欠失または抑制されている。このため、本発明のキメラ非ヒト動物は、ヒト肝細胞による薬物代謝系を備え、薬物代謝試験や毒性試験などにおける実験モデルとして好適に利用することができる。薬物代謝試験や毒性試験の方法は、一般的な手法により行うことができる。すなわち本発明のキメラ非ヒト動物に被験物質医薬品、化学物質などを投与し、ヒト肝細胞のこの投与物質に対する代謝能や、ヒト肝細胞に対するこの投与物質の毒性を評価することにより行う。被験物質は、キメラ非ヒト動物に対して経口投与または非経口投与静脈内投与、筋肉内投与、皮下投与、経皮投与、経鼻投与、経肺投与などすることができる。キメラ非ヒト動物におけるヒト肝細胞の被験物質に対する代謝能は、当該分野において一般的な手法によって評価測定を行うことができ、すなわち、被験物質投与後のキメラ動物よりサンプル例えば、血液血漿、血清、尿、リンパ液、胆汁などの体液、肝臓、その他の臓器、糞などを採取し、代謝物の検出、同定および/または測定を行う。代謝物の検出、同定および測定には、各種クロマトグラフィーや質量分析法を用いることができる。被験物質のヒト肝細胞に対する毒性は、当該分野において一般的な手法によって評価することができる。すなわち、被験物質投与後のキメラ非ヒト動物の肝臓の一部肝細胞集団を採取して、顕微鏡観察により肝臓の状態を評価する。あるいは、被験物質投与後のキメラ動物より血液全血、血漿、血清サンプルを採取して、血液中に含まれる肝細胞機能の指標となるタンパク質や化合物の増減を指標として評価することができる。肝細胞機能の指標となるタンパク質や化合物としては、アルブミン、コリンエステラーゼ、コレステロール、γグロブリン、IV型コラーゲン、ヒアルロン酸、血小板などが挙げられるが、これらに限定はされない。以下、実施例により本発明をより詳細に説明するが、本発明の技術的範囲は以下の実施例に限定されるものではない。実施例1:Cyp3a遺伝子がノックアウトされた、免疫不全肝障害マウスの作製本発明者が作製したcyp3aマウスWO2009063722の凍結精子を融解し、本発明者が作製したuPASCIDマウスWO2008001614の未受精卵と人工授精後、仮腹に戻した。生まれた子マウスのうち、遺伝子型がcyp3auPASCIDマウスF1を選択し、自然交配にてuPASCIDマウスに2度目のバッククロスを行い、cyp3auPASCIDマウスN2を得た。uPA遺伝子型およびSCID遺伝子型の識別は、従来公知の手法に従って行った特開WO2008001614。すなわち、uPA遺伝子型の識別はuPA遺伝子に特異的な配列を含むプライマーを用いたゲノムPCR法により、また、SCID遺伝子型の識別は、PCRRFLP法により行った。Cyp3a遺伝子型の識別は、子マウスの尾よりゲノムDNAを抽出し、ゲノムPCR法により行った株クロモセンターに委託。ゲノムPCR法の結果から、相同染色体交差のないcyp3auPASCIDマウスおよび/またはcyp3auPASCIDマウスを選択した。尚、N2の相同染色体交差による組み換え率は、12であった。次に、得られたcyp3auPASCIDマウスN2同士を交配させ、cyp3auPASCIDN2F1を得て、以下のヒト肝細胞の移植実験に用いた。また、cyp3auPASCIDマウスN2F1へのヒト肝細胞の生着、置換率が低かったため、cyp3auPASCIDN2マウスをさらに、自然交配でuPASCIDマウスに2回バッククロスし、cyp3auPASCIDマウスN3、N4を得、さらに、cyp3auPASCIDマウスN4同士を掛け合わせ、cyp3auPASCIDマウスN4F1を得た。得られたcyp3auPASCIDマウスN4F1についても、以下のヒト肝細胞の移植実験に用いた。尚、相同染色体交差による組み換え率は、N2F1にて12、N3にて0、N4にて36、N4F1にて24~29であった。実施例2:ヒト肝細胞移植1ヒト肝細胞としては、BDGentest社より購入した肝細胞LotNoBD85、男児、2才を使用した。この凍結肝細胞を、従来公知の手法ChiseTatenoら、AmJPathol1659019122004に従って融解して用いた。実施例1にて得られたcyp3auPASCIDマウスN2F1生後2~4週齢29匹をエーテルで麻酔し、左腹部を約5mm切開し、脾頭より25~100×105個のヒト肝細胞を注入した後、脾臓を腹腔に戻し縫合した。また、対照として、uPASCIDマウスにも、同様にヒト肝細胞を移植した。移植後3週、6週、その後は毎週、マウス尾静脈より2uLの血液を採取し、LXBuffer栄研化学株式会社200uLに添加した。免疫比濁法により自動分析装置JEOLBM6050日本電子を用いて、マウス血中のヒトアルブミン濃度を測定した。その結果、ヒト肝細胞を移植したcyp3auPASCIDマウスuPASCIDキメラマウスと記載ではヒトアルブミンの増加が認められ、ヒトアルブミン>7mgmlのものが6匹認められた21、図1a。ヒト肝細胞を移植したuPASCIDマウス以下、PXBマウスと記載においては、約80のマウスでヒトアルブミン>7mgmlを示すことから、cyp3auPASCIDキメラマウスにおけるヒト肝細胞の生着および置換率は、PXBマウスと比べて低いことを示唆する。また、いずれのマウスも順調な体重増加が観察された図1b。移植後10~11週14週齢に各キメラマウスおよび非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1を解剖し、肝臓、小腸、血液を採取した。採取した肝臓および小腸は適当な大きさにカットした後、1mLのRNALater中に浸漬して4°Cで1昼夜保存した後、80°Cで保存した。また、1部の肝臓、小腸は凍結切片作製用としてOCTコンパウンドティッシュテックに封入し、液体窒素で凍結保存した。余った小腸および肝臓から遠心分離等の操作によりミクロソームを調製した。調製したミクロソームは80°Cで保存した。実施例3:RTPCR法による肝臓におけるヒトおよびマウスCypmRNA発現解析上記実施例2で作製したcyp3auPASCIDキメラマウスN2F1およびPXBマウスならびに非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1の肝臓における、ヒトまたはマウスの各種CYPおよびβactin補正遺伝子をコードするmRNAの発現量を、RTPCR法を用いて測定した。肝臓におけるヒトCYP1A2、2B6、2C8、2C9、2C19、2D6および3A4をコードするmRNA発現量の解析結果を、図2に示す。肝臓におけるこれらCYPをコードするmRNAの発現量について、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1とPXBマウスを比較した場合、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1における発現量は、PXBマウスにおける発現量のおよそ70~117であり、ほぼ同程度の遺伝子発現量が認められた。次に、肝臓におけるマウスCyp1a2、2b10、2c29、2c37、2c55および3a11をコードするmRNA発現量の解析結果を、図3に示す。cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1および非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1においては、マウスにおいて代表的なCyp3a分子種であるCyp3a11をコードするmRNA発現は検出されなかった図3f。cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1とPXBマウスを比べた場合、Cyp1a2、2b10および2c37をコードするmRNA発現量は、両者においてほぼ同程度であり図3a、b、d、Cyp2c29および2c55をコードするmRNA発現量はcyp3auPASCIDキメラマウスN2F1の方が、PXBマウスよりも高値を示した図3c、e。また、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1と非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1を比べた場合、非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1の方が、Cyp1a2、2b10、2c29、2c37および2c55をコードするmRNAについていずれも高い発現量を示した図3a-e。実施例4:RTPCR法による小腸におけるマウスCYPmRNA発現解析上記実施例2で作製したcyp3auPASCIDキメラマウスN2F1およびPXBマウスならびに非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1の小腸における、マウスの各種CYPをコードするmRNAの発現量を、RTPCR法を用いて測定した。小腸におけるマウスCyp2b10、2c55および3a11をコードするmRNA発現量の解析結果を、図4に示す。cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1および非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1においては、マウスにおいて代表的なCyp3a分子種であるCyp3a11をコードするmRNA発現は検出されなかった図4c。また、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1と非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1を比べた場合、非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1の方が、Cyp2b10および2c55をコードするmRNAがいずれも高い発現量を示した図4a、b。実施例5:免疫染色法による肝臓におけるマウスCyp3a発現解析上記実施例2で作製したcyp3auPASCIDキメラマウスN2F1およびPXBマウスの外側左葉の凍結切片を作製し、ヒト特異的サイトケラチン818hCK818抗体PROGENおよびマウスCyp3a抗体SANTACREUZを用いて、肝臓の免疫染色を行った。結果を、図5に示す。肝臓においては、PXBマウスでは、hCK818陰性のマウス肝細胞に一致してマウスCyp3aが陽性であった図5a。一方、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1では、hCK818陰性のマウス肝細胞においてマウスCyp3aは陰性であった図5b。実施例6:免疫染色法による小腸におけるマウスCyp3a発現解析上記実施例2で作製したcyp3auPASCIDキメラマウスN2F1およびPXBマウスの小腸の凍結切片を作製し、マウスCyp3a抗体を用いて、小腸の免疫染色を行った。結果を、図6に示す。小腸においては、PXBマウスでは、小腸上皮においてマウスCyp3aが陽性であった図6a。一方、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1では、マウスCyp3aは陰性であった図6b。実施例7:肝臓および小腸におけるミダゾラムMDZ代謝活性上記実施例2にて調製した各マウスの肝臓および小腸に由来するミクロソームを用いてMDZ代謝活性を測定した。肝ミクロソームを用いた実験では、終濃度50umolLのMDZを終濃度01mgmL肝ミクロソーム中にて37°C下で5分間インキュベーションさせた。小腸ミクロソームを用いた実験では、終濃度50umolLのMDZを終濃度05mgmL小腸ミクロソーム中にて37°Cで10分間インキュベーションさせた。MDZの1’位および4位水酸化代謝物はLCMSMSを用いて測定した。結果を図7に示す。cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1とPXBマウスを比べた場合、肝ミクロソーム中のMDZ代謝活性は両者において同程度であった図7a。一方、小腸ミクロソーム中のMDZ代謝活性については、cyp3auPASCIDキメラマウスN2F1は、PXBマウスよりも低く、非移植のcyp3auPASCIDマウスN2F1とほぼ同程度であった図7b。cyp3auPASCIDキメラマウスではPXBマウスに比べ、小腸におけるマウスCyp3aによる代謝が抑制されていることが示された。実施例8:ヒト肝細胞移植2上記実施例2と同様にヒト肝細胞を調製し、実施例1にて得られたcyp3auPASCIDマウスN4F1生後2~4週齢8匹に、上記実施例2と同様に50×105個のヒト肝細胞を移植した。移植後3週、6週、その後は毎週、マウス尾静脈より2ulの血液を採取し、LXBuffer200ulに添加した。免疫比濁法により自動分析装置JEOLBM6050日本電子を用いて、マウス血中のヒトアルブミン濃度を測定した。その結果、ヒトアルブミンの増加が認められ、ヒトアルブミン>7mgmlのものが5匹認められた図8。そのうち、4匹のキメラマウス雄2匹、雌2匹を用いて、以下の試験を実施した。また、これらのマウスは順調な体重増加を示した図8。マウス血中ヒトアルブミン濃度より、移植したヒト肝細胞の生着および置換率は、cyp3auPASCIDマウスN2F1と比べて、cyp3auPASCIDマウスN4F1に移植した場合において高いと考えられた。このように、得られたマウスをuPASCIDマウスへバッククロスすることにより、ヒト肝細胞の生着、置換率の上昇が認められた。cyp3auPASCIDキメラマウスN4F1を11または14週で解剖し、各葉の肝臓の凍結切片を作製した。凍結切片をhCK818抗体で染色し、マウス肝臓切片当たりのhCK818抗体陽性面積を求め、ヒト肝細胞による置換率RIとした。解剖時のマウス血中ヒトアルブミンの濃度と置換率をプロットしたところ、PXBマウスと同様の相関を示した図8c。実施例9:塩酸ネファゾドンの代謝試験上記実施例8で得られた、ヒト肝細胞が移植されたcyp3auPASCIDマウスN4F1移植後8週11週齢4匹雄2匹、雌2匹に用量10mgfreekgbwになるよう、05メチルセルロースに懸濁した8mgfreemL塩酸ネファゾドンを5mLkgbwの容量で2回強制経口投与した。塩酸ネファゾドンの1回目の経口投与後、動物を直ちに代謝ケージに収容し、投与後0~8時間および8~24時間までの尿をそれぞれ室温下にて採取した。尿採取後、2回目の塩酸ネファゾドンの経口投与を行い、投与1時間後に採血ならびに小腸および肝臓の採取を行った。採血後は速やかに遠心分離を行い血漿を調製した。採取後の尿および血漿はただちに80°Cで保存した。PXBマウスおよびSCIDマウスも同様に処理し、血漿および尿を得た。得られた血漿および尿に等量のアセトニトリルを加えて除タンパクした後、遠心ろ過し遠心ろ過チューブ:UltrafreeMC045μm9500×g2min4°C、ろ液を分析試料とした。上記の試料を分析した結果、PXBマウスおよびSCIDマウスの血漿中にはネファゾドンの未変化体が検出されず、代謝物としてTriazoledione体のみが検出された。一方で、cyp3auPASCIDキメラマウスN4F1の血漿中には未変化体およびTriazoledione体に加えてヒト型代謝物であるOHNEFおよびpOHNEFMayolRFら、DrugMetabDispos22304111994が検出された図9a。また、PXBマウスおよびSCIDマウスの尿中には代謝物として代謝産物Cのみが検出されたのに対して、cyp3auPASCIDキメラマウスN4F1の尿中には代謝産物Cに加えて、ヒト型代謝物2種mCPPおよび代謝産物DMayolRFら、DrugMetabDispos22304111994を含む6種の代謝物が検出された図9b。以上の実施例の結果より、cyp3auPASCIDキメラマウスの肝臓および小腸においては、マウスCyp3aの発現が欠失していることに加え、各種マウスCypの発現量の増加が抑制されている。一方、移植されたヒト肝細胞は肝臓に生着増殖し、各種ヒトCYPを発現していることが明らかとなった。これらの結果は、cyp3auPASCIDキメラマウスは、ヒト肝細胞に基づくヒト代謝系を備え、マウス細胞による内在性の肝代謝および消化管代謝が有意に抑制または欠失されていることを示す。実際、cyp3auPASCIDキメラマウスの塩酸ネファゾドンの代謝様式は、PXBマウスやSCIDマウスと異なり、ヒト薬物代謝系を反映していることが明らかとなった。したがって、cyp3auPASCIDキメラマウスは、ヒトinvivo薬物動態の予測モデル動物として有用であることが示された。"