植物病原菌の増殖抑制能を有し、コリモナスCollimonas属に属する微生物。請求項1記載の微生物を培養し、当該培養した微生物を植物土壌に植菌することを特徴とする植物病原菌の増殖抑制方法。請求項1記載の微生物は、培地成分を希釈しない培地上で培養されたことを特徴とする請求項2記載の植物病原菌の増殖抑制方法。請求項1記載の微生物が、培地成分を希釈しない固体培地上で培養され、バイオフィルムを形成することを特徴とする請求項3記載の植物病原菌の増殖抑制方法。請求項1記載の微生物が、寄託番号NITEP-1104の菌株、コリモナスCollimonasNBRC3740、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622の中から選択される微生物であることを特徴とする請求項4記載の植物病原菌の増殖抑制方法。植物病原菌は、リゾクトニアRhizoctonia属又はフザリウムFusarium属に属する糸状菌であることを特徴とする請求項1乃至5いずれか1項記載の植物病原菌の増殖抑制方法。コリモナスCollimonas属細菌は、貧栄養環境で増殖をする微生物、例えば、TSB培地を10倍に希釈した1/10TSB培地或いはR2A培地において増殖し、栄養分が多い培地では増殖し難い微生物として知られている非特許文献5。また、コリモナスCollimonas属細菌は、植物性病原菌の食菌作用として知られているが、この食菌作用は植物性病原菌の他に栄養源がない場合に発現するものであり、豊富な栄養源の培地で発現されるということは確認されていない。そこで本発明は、コリモナスCollimonas属細菌を用いて植物性病原菌の増殖を抑制する新規な方法を提供することを目的とする。発明者らは、上記課題を解決するため、平成23年6月9日付けで独立行政法人製品評価技術基盤機構特許微生物寄託センター日本国千葉県木更津市かずさ鎌足2-5-8に寄託番号NITEP-1104として寄託されているコリモナスCollimonas属細菌D-25株以下、D-25株というを用いて、1/10TSB培地等とは異なる条件での培養を試み、また、この菌株が植物性病原菌の増殖を抑制することが可能か検討を行った。その結果、D-25株が栄養分の多い培地上で良好に増殖すること、及び植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖を、栄養分の多い培地上で抑制することを発見し、本発明に至った。なお、コリモナスCollimonas属細菌が植物性病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖を、明確に抑制するという報告は、従前の貧栄養の培地条件であっても、栄養源が豊富な培地条件であっても、未だなされていない。即ち、本発明は、植物病原菌の増殖抑制能を有し、コリモナスCollimonas属に属する微生物を培養し、当該培養した微生物を植物土壌に植菌することを特徴する植物病原菌の増殖抑制方法である。前記微生物は、培地成分を希釈しない培地上で培養して、バイオフィルムを形成することで植物病原菌の増殖を効果的に抑制することができる。また、前記微生物は、寄託番号NITEP-1104として寄託されているD-25株、コリモナスCollimonasNBRC3740株、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株の中から選択される微生物である。また、植物病原菌は、リゾクトニアRhizoctonia属又はフザリウムFusarium属に属する糸状菌である。本発明によれば、コリモナスCollimonas属細菌を用いて植物性病原菌の増殖を抑制する新規な方法を提供することができる。以下、添付図面を参照して本発明の一実施形態を説明する。D-25株の異なる培地条件下における増殖特性本発明に係るD-25株を固体および液体培地を用いて培養した。用いた培地は、液体培地としてTSB培地、TSB培地を10倍に希釈した1/10TSB培地、固体培地として前記2種の液体培地をそれぞれ寒天で固化したTSA培地、1/10TSA培地、およびR2A培地の5種である。前記培地の成分は以下のとおりである。TSB培地1Lポリペプトン20gグルコース2.5gNaCl5gK2HPO42.5g1/10TSB培地1Lポリペプトン2gグルコース0.25gNaCl0.5gK2HPO40.25gTSA培地TSB培地を1.5寒天で固化したもの。1/10TSA培地1/10TSB培地を1.5寒天で固化したもの。R2A培地1Lポリペプトン0.5g酵母エキス0.5gカザミノ酸0.5gグルコース0.5g溶性デンプン0.5gピルビン酸Na0.3gK2HPO40.3gMgSO40.05g寒天15g前記各培地でのD-25株の増殖試験の結果、液体培地1/10TSB培地上において、24°C、30°CでD-25株の増殖が認められた。また、固体培地R2A培地、1/10TSA培地上においても、24°C、30°CでD-25株の増殖が認められた。しかし、37°Cにおける前記各培地上ではD-25株の増殖は認められなかった。また、D-25株の植菌量として一般的な1植菌の場合、24°Cにおいて増殖開始が認められるまで数時間を要したが、植菌量を2に増加することにより、速やかな増殖が認められることが示された図10。なお、菌数は定常状態で約1.6×108cfu/mlであった。ここでコリモナスCollimonas属細菌は、前記1/10TSB培地、1/10TSA培地のような貧栄養状態を好む微生物であること、また、豊富な栄養条件では増殖が認められないことが知られており、これらの事実を検証すべく前記TSA培地を用いて確認実験を行った。その結果、TSA培地上では、24°C、一日の培養ではD-25株の増殖は認められないか、ごく微弱な増殖が一部に認められるだけであった。しかし、2日目には、良好な増殖を示すことが見出された図1。減菌土壌中におけるコリモナスCollimonas属細菌の菌数変化次に、コリモナスCollimonas属細菌の土壌中における生存菌数の確認実験を行った。まず、コリモナスCollimonas属細菌を1/10TSB培地で2日間、24°C、200rpmの条件下で培養した。その後、500mlフラスコに1/10TSB培地を100ml加え、そこに前記コリモナスCollimonas属細菌を植菌し、24°C、200rpmで一晩培養した。前記培養したコリモナスCollimonas属細菌を滅菌済みの遠心チューブを用いて遠心分離し、その菌体を集めた。集めた菌体の上清を除去後、滅菌水40mlで懸濁した。一方、土10gを100mlビーカーに入れ滅菌し、この滅菌済みの土に前記滅菌水で懸濁したコリモナスCollimonas属細菌全量を加え、薬さじで混合後、菌数の変化を測定した。サンプリングは、ビーカー内5か所から少しずつ土を採取したものとし、重量測定後に滅菌水を用いて10倍に希釈した後、希釈系列を作成して菌数算定を行った。サンプルは、実験開始初日、2日目、7日目、14日目に採取し、それぞれのコリモナスCollimonas属細菌を菌数算定した。その結果、土壌1gあたりの菌数に換算して、初日から14日目迄で、ほぼ106cfu/g-soilの菌数が検出された。同様の実験を3回行った結果、土壌粒子とコリモナスCollimonas属細菌の菌体との相互作用により十分に菌体が回収されないため、測定値で二桁程度100倍の誤差が実験であったものの、滅菌土壌に接種した菌体の生存が認められた。通常、生物農薬に使用されるバチルスBacillus属細菌は、栄養要求性が高い為、栄養源の乏しい土壌環境では芽胞を形成して休眠状態で不活性となる為、農薬としての効果が安定しないことが度々報告されている。一方、コリモナスCollimonas属細菌に関しては、2桁程度100倍程度の誤差が実験間で認められたが、フラスコ内で培養した菌体が、平均して106cfu/g-soilの生存性があることがフラスコ外の貧栄養環境にある滅菌土壌中で証明出来た。尚、過去の実験データ等から、コリモナスCollimonas属細菌の土壌での生育数は、105cfu/g-soilとの報告がなされていることから、今回の実験結果は、ほぼ、コリモナスCollimonas属細菌の生態に即したデータであると判断することができる。D-25株による植物病原菌増殖抑制効果D-25株を用いて、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに対する増殖抑制実験を行ったが、R2A培地や1/10TSA培地、あるいは糸状菌用のPDA培地などにおいては、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制はまったく認められず、D-25株は、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに覆われた。そこで、TSA培地を用いて、24°Cにおける植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに対する増殖抑制効果を調べたところ、図2に示すようにD-25株の存在により、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖が阻止されるように見える現象が認められた。前記のように、培地成分を希釈していない固体培地TSA培地にて、D-25株の増殖が認められたこと、及び当該TSA培地上におけるD-25株による植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を阻止する現象が認められたことから、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumのD-25株による増殖抑制効果の再現性を試みた。実験方法11R2A培地からTSA培地にD-25株を植菌し、2日間24°Cで培養した。2シャーレに格子状に線を引いた紙を張り付け、前記TSA培地にD-25株を前記線に沿って塗布した。3一晩24°Cで培養した。4シャーレの中心に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniあるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌し24°Cで培養した。5比較の基準となるコントロール培地として、D-25株を塗布していないTSA培地に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumのみを植菌し、24°Cで培養したものを用意し、これらと前記D-25株を塗布したTSA培地に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌したものと比較した。その結果、図3b、dに示すように、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖が、TSA培地上で培養されたD-25株により完全に抑制され、シャーレの中央にとどまることが示された。一方、コントロール培地に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniあるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumのみを培養したシャーレでは、前記2種の植物病原菌が同一期間内で良好な増殖を示しており図3a、c、このことからも植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖は、TSA培地、すなわち培地成分を希釈していない培地上で培養されたD-25株によって阻害されていることが認められた。実験方法21R2A培地からTSA培地にD-25株を植菌し、1日間24°Cで培養した。2R2A培地からTSA培地にD-25株を植菌し、2日間24°Cで培養した。3シャーレに正方形に線を引いた紙を張り付け、前記2種のTSA培地それぞれにD-25株を前記線に沿って塗布した。4所定期間D-25株をさらに培養した。5前記2種のTSA培地のシャーレの中心にそれぞれ植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniあるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌し7日間24°Cで培養した。6比較の基準となるコントロール培地として、D-25株を塗布していないTSA培地に植物病原菌リゾクトニアソラニ、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumのみを植菌し、7日間24°Cで培養したものを用意し、これらと前記D-25株を塗布したTSA培地に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌したものと比較した。図4b、図5bに示されるように、D-25株の植菌量を図3の格子状から正方形の形状に減らしたにもかかわらず、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖はD-25株により阻害されていることが認められた。また、図4c、図5cに示されるように、D-25株が十分に増殖する2日後の方が、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖の阻害能力が高いことも示された。コリモナスCollimonas属細菌が1/10TSB培地、1/10TSA培地のような貧栄養培地においてのみ増殖することが知られているため、上述のように見出された通常の栄養培地におけるD-25株の増殖により、何らかの変化変異が生じている可能性が考えられる。そこで、貧栄養培地であるR2A培地から富栄養培地TSA培地にD-25株を植菌し、増殖させ、当該増殖したD-25株を再びR2A培地に植菌し、増殖させる。その後、前記R2A培地で増殖したD-25株を再びTSA培地に植菌し、そこで増殖したD-25株を用いて植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumに対する増殖抑制能を調べた。本実施例では、R2A培地からTSA培地に移すサイクルを2回行った後に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを同時に植菌したものをそれぞれ用意した。また、前記サイクルを2回行った後のTSA培地でD-25株を1日培養させ、その後に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌したものをそれぞれ用意した。なお、比較の基準となるコントロール培地は前記実施例と同一なので説明を省略する。図6b、c、図7b、cに示されるように、D-25株と植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの同時植菌、D-25株の1日培養後のもの共に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖抑制効果が認められた。従って、培地成分を希釈していないTSA培地を経由しても、植物病原菌の増殖抑制能について、変異が生じていないことが認められた。上述のように、D-25株が培地成分を希釈していないTSA培地を経由しても植物病原菌の増殖抑制能に変化が生じないことが示されたが、培地を移す回数が多くなっても植物病原菌の増殖抑制能が変化しないことを確認するために、D-25株をR2A培地からTSA培地に移すサイクルをさらに増やして観察を試みた。D-25株をR2A培地からTSA培地に移すサイクルを前記2回から4回とし、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを同時に植菌したものをそれぞれ用意した。また、前記サイクルを4回行った後のTSA培地でD-25株を1日培養させ、その後に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、あるいはフザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumを植菌したものをそれぞれ用意した。なお、比較の基準となるコントロール培地は前記実施例と同一なので説明を省略する。図8b、c及び図9b、cに示されるように、D-25株を貧栄養培地R2A培地から富栄養培地TSA培地に移すサイクルを4回に増やしても、D-25株の植物病原菌の増殖抑制能力に変化は認められなかった。このことから、D-25株をTSA培地で大量に増殖させても、菌の性質に影響を与えることはないことが示された。次に、D-25株を植物に用いて植物病原菌の増殖を抑制できるかいくつかの実験を行った。D-25株を2mlの1/10TSB培地で2日間、24°C、200rpmで培養した。そして、種子殺菌を行ったトマトSolanumlycopersicumとキュウリCucumissativusの種子を寒天培地上で前発芽させた後に、それぞれの種子を前記D-25株の培養液に浸し、PDA培地上に接種した。また、前記培養液に浸していないトマトSolanumlycopersicumとキュウリCucumissativusの種子それぞれをコントロールとして前記PDA培地に接種した。前記種子の接種後、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを前記PDA培地上の中心に植菌し、前記培養液に浸した種子及び浸していない種子への発病を観察した。図11a、bに示すように、前記培養液に浸した種子図11a、b中、左の3種子及び浸していない種子図11a、b中、右の3種子共に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに感染し、D-25株による植物病原菌の増殖抑制は認められなかった。上記実験では、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniをPDA培地の中心に置いたため、D-25株との距離が短いことが考えられた。そこでD-25株と植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniとの距離を長くする実験を行ったが、結果は図11c、dに示すように植物病原菌の増殖抑制は認められなかった。D-25株を2mlの1/10TSB培地で2日間、200rpm、24°Cで培養した。500mlフラスコに100mlの1/10TSBを加え、そこに前記D-25株を2植菌し、120rpmで培養した。培養後、遠心分離により前記D-25株を集菌し、滅菌蒸留水1mlで再懸濁した。1/10PDA培地Agar0.6を試験管に35ml加え、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子と共に、前記D-25株の懸濁液0.1mlを前記1/10PDA培地に接種した。この培地に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを植菌し、種子への発病を観察した。比較の基準として、前記1/10PDA培地に種子殺菌済みで前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を接種したものコントロール4-1、前記1/10PDA培地に種子殺菌済みで前発芽させたキュウリCucumissativusの種子及び植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを植菌したものコントロール4-2を用意した。図12に示されるように、コントロール4-1ではキュウリCucumissativusの種子は特に問題なく生育しているが図12a、b、コントロール4-2ではキュウリCucumissativusの種子が植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに感染し、茎は茶色く変色し、根にも菌糸が感染し、枯死している図12c、d。また、図12e、fに示されるように、前記D-25株の懸濁液0.1mlを接種した場合においても、キュウリCucumissativusの種子が植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに感染し、根、茎の成長が見られず茶色く変色し枯死した。本実施例では、液体培地をTSB培地とした。D-25株をTSB培地で培養し、500mlフラスコに100mlのTSBを加えたものを用意し、そこに前記D-25株を植菌し培養した。培養後、遠心分離により前記D-25株を集菌し、滅菌蒸留水40mlで再懸濁した。このD-25株の懸濁液10mlを1/10PDA培地が入れられた試験管に加え、以下の試験体を用意して植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能を観察した。試験体5-1TSB培地で培養したD-25株を接種した1/10PDA培地に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、種子殺菌済みで前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を接種したもの。試験体5-2TSB培地で培養したD-25株を接種した1/10PDA培地に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、種子殺菌済みで前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を接種し、前記D-25株の濃縮液を200μl滴下したもの。試験体5-3TSB培地で培養したD-25株を接種した1/10PDA培地に、前記D-25の培養液に浸したキュウリCucumissativusの種子、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを接種し、前記D-25株の濃縮液を200μl滴下したもの。試験体5-1のキュウリCucumissativusの種子については、その生育はあまり良くないが、実施例4のコントロール4-2のキュウリCucumissativusの種子に比べて茎が枯れることなく、病気の進行が遅くなっている現象が認められた図13a。試験体5-2キュウリCucumissativusの種子については、1/PDA培地上に前記D-25株の濃縮液を滴下しても試験体5-1と同様に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに感染した図13b。試験体5-3のキュウリCucumissativusの種子については、D-25株の培養液に浸しても試験体5-1と同様に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniに感染した図13c。前記実施例3乃至5から、寒天培地の表面に液体が存在すると、D-25株の植物病原菌の抑制能力が発揮される前に、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの菌糸が伸び、植物種子への感染が進行しやすくなることが推測される。従って、D-25株の植物病原菌の抑制においては、TSA培地上で観察されるような粘性のあるD-25株を、なるべく自由な液体が存在しない状態で接種する必要があることが判明した。本実施例では、D-25株を培養する培地を液体培地から固体培地TSA培地に代えた。TSA培地で培養したD-25株をスパチュラで集め、以下の試験体を用意して植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能を観察した。試験体6-1アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を前記1/10PDA培地に接種したもの。試験体6-2アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを前記1/10PDA培地に接種したもの。試験体6-3アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、TSA培地で培養したD-25株TSA1枚分を前記1/10PDA培地に接種したもの。試験体6-4アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、TSA培地で培養したD-25株TSA1枚分、及び植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを前記1/10PDA培地に接種したもの。試験体6-5アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、TSA培地で培養したD-25株TSA3枚分、及び植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを前記1/10PDA培地に接種したもの。図14に示されるように、TSA培地上から集積された、粘性のあるD-25株のコロニーにより、植物病原菌の感染までの時間を長くすることができることが示され、前記粘性のあるD-25株の接種方法を工夫することで、植物病原菌の増殖抑制効果がさらに顕著になることが期待された。そこで、D-25株のさらに下記の試験体を用意し、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能を観察した。試験体6-6アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を接種したもの。試験体6-7アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを接種したもの。試験体6-8アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、TSA培地で培養したD-25株TSA2枚分を培地全体に塗布し、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子を接種したもの。試験体6-9アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、TSA培地で培養したD-25株TSA2枚分を培地全体に塗布し、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを接種したもの。試験体6-10アグリポットに1/10PDA培地Agar0.6を入れ、TSA培地で培養したD-25株TSA1枚分を培地全体に塗布し、種子殺菌後に前発芽させたキュウリCucumissativusの種子、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを接種したもの。図15c、d、eに示されるように、実験開始から7日までの間、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖に有利な培地、及び本実施例のような小型で閉鎖的である感染に有利な実験環境であるにも関わらず、キュウリCucumissativusの種子への植物病原菌の感染は防除された。これらの一連の結果から、D-25株の植物病原菌の増殖抑制能は、TSA培地のような固体培地での培養によって、粘性のあるスライム状のコロニーを形成した場合に顕著であることが示された。このような手段で培養されたコロニーは、一般には、バイオフィルムBiofilmと呼ばれ、主として、菌体外多糖類により構成される細菌の自然界での集落であり、非特許文献6にて公知の如く、通常、生物農薬で用いられる通気攪拌培養による栄養細胞planktoniccellとは異なる遺伝子の発現系の存在が示唆されている。今回の実験結果から、D-25株による植物病原菌の増殖抑制には、固体培養、或いは、その他の培養手段による当該細菌のバイオフィルムBiofilm組成が有効であることが示された。植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を抑制する物質がD-25株から生成されるかどうかを確認するため、D-25株の上清を用いてRhizoctoniasolaniの増殖抑制実験を行った。D-25株を2mlの1/10TSB培地で2日間培養した。その後、500mlフラスコに1/10TSB培地を100ml加え、そこに前記D-25株を2植菌し、24°C、120rpmで5日間培養した。前記培養したD-25株を15000rpmで遠心分離し、0.2μmADVANTECフィルター滅菌を行い、D-25株の上清を得る。前記得た上清1、3、5mlに対してそれぞれTSA培地を9、7、5mlずつ加えて全体が10mlになるようにした。コントロールとして、上清の代わりに1/10TSA培地1、3、5mlを用意し、各試験体について植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能を調べた。図16fに示されるように、D-25株の培養液の上清を5ml使用しても植物病原菌の増殖抑制能が観察されなかったことから、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を抑制する抗菌活性物質はD-25株から生産されていないと判断した。つまり、D-25株は、通常生物農薬で用いられる細菌が生成する抗生物質に頼らずに、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を抑制することができる。本実施例では、D-25株以外のコリモナスCollimonas属細菌を用いて植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制実験を行った。使用するコリモナスCollimonas属細菌をNBRC3740株旧名:Janthinobacteriumlividumとし、液体培養のNBRC3740株において、寒天培地上で増殖したNBRC3740株を用いてD-25株と植物病原菌の増殖抑制能を比較した。D-25株はTSA培地を用いて培養し、NBRC3740株は複水培地を用いて増殖させて、それぞれ菌体を集めて植物病原菌の増殖抑制能の比較を行った。NBRC3740株の菌数が少ないことが懸念されたため、複水培地15枚にNBRC3740株を塗布後、スパチュラにより集菌した。集菌したそれぞれの菌をシャーレに塗布後、中心に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを植菌し、24°Cで3日間培養を行った。図17aで示されるように、D-25株は植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を抑制しているが、NBRC3740株は外側の囲いまで菌糸が増殖している。D-25株はTSA培地1枚分で、NBRC3740株は復水培地15枚分の菌体を用いており、図17bからも明らかなように、NBRC3740株の菌体はD-25株の菌体に比べても十分に多く用いている。しかし、D-25株に比較して顕著な抑制は認められなかった。以上の液体培養、固体培養の菌体を用いた結果から、NBRC3740株を固体培地で培養しバイオフィルムを形成した場合、植物病害抑制能は、非常に弱いが少なからず備えていると判断された。本実施例では、他のコリモナスCollimonas属細菌であるコリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株を用いて植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制実験を行った。1/10TSA培地にそれぞれD-25株とコリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株を格子状に塗布する。その後、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを培地中央に植菌して植物病原菌の増殖抑制能を比較した。図18に示されるように、2種類のコリモナスCollimonas属細菌のいずれも、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制の強さに差は認められず、ともに植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖を抑制することはなかった。つまり、D-25株が抑制できない1/10TSA培地のような低栄養条件においては、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransも増殖抑制能を示すことはなかった。そこで、培養する培地をTSA培地に代え、D-25株とコリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株の植物病原菌の抑制能の比較を行った。D-25株及びコリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株をTSA培地上で二重に囲むように四角形に塗布後、植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを前記培地の中心に植菌し、25°Cで培養ご、前記2種の菌株による植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能力を比較した。図19は培養4日目の写真であるが、前記2種の菌株の植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniの増殖抑制能力は同等で、共に植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolaniを中心部分の四角内に閉じ込めていた。但し、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株は、D-25株に比して増殖スピードが速く、尚且つ、粘着力が強いことが認められた。本実施例及び実施例8の実験結果から、コリモナスCollimonas属細菌には、植物病原菌の増殖抑制能は、種による能力の差は存在するものの、固体バイオフィルムBiofilm培養によって新たに出現する事が確認された。結論実施例7において示された如く、コリモナスCollimonas属細菌による植物病原菌の増殖抑制は、バチルスBacillus属細菌などのように、生物農薬で一般的に用いられる抗生物質を生成することによる、植物病害抑制能力とは異なることが確認された。また、実施例9において、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransDMZ17622株を試用に供したが、この菌種は、公知となっているキチナーゼによる食菌作用に依ることが判明している非特許文献7。これらの実験結果から、コリモナスCollimonas属細菌における植物病原菌の増殖抑制能は、菌体が生成するキチナーゼが主たる活性メカニズムであることが強く示唆された。本願発明の実施形態で使用した3菌体は、過去の実験で供されている1/10TSBなどの貧栄養培地においては、顕著な抑制活性は示さないことが確認されたが、その隠れたる防除能力が、一般的に細菌の培養で用いられる通気攪拌培養などによる栄養細胞状態では無く、栄養源が普通に存在する固体バイオフィルム培養を供する事により、顕著に出現することが確認された。また、植物病原菌の増殖抑制能力には差はあれ、少なからずコリモナスCollimonas属細菌全体に本来備わっているものと言って差し支えない。尚、非特許文献8に記載されている通り、細菌の生成するバイオフィルムBiofilmの主たる組成物である菌体外多糖類には、抗菌活性を持つものも報告されているので、コリモナスCollimonas属細菌のキチナーゼと、菌体外多糖類による相乗効果であることも考えられる。非特許文献9において、コリモナスCollimonas属細菌が、貧栄養条件下において、植物病原菌と出会った場合、及び過度のストレス状態にある場合に、スライム状バイオフィルムを指しているものと示唆されるになることで抗菌活性が発現していることが示されている。さらに、この文献では、キサントモナスXanthomonas属細菌が、酸によるストレスと成長停止状態で、過度の炭素源を散逸させる為にスライム状になることを引用して、コリモナスCollimonas属細菌でも同じ現象が起きる可能性を示唆している。しかし、非特許文献9では、コリモナスフンギボランスCollimonasfungivoransTer331株という1/10TSBのような貧栄養環境においても植物病原菌の増殖抑制能が出現する菌株を試用し、最終的に、コリモナスCollimonas属細菌の食菌能を司る遺伝子発現は、貧栄養環境下であることと結論付けている。一方、本願発明は、貧栄養環境においては顕著な植物病原菌の増殖抑制能を出現させない菌体であっても、富栄養化でバイオフィルム化することで、その能力を出現させることに成功した。キサントモナスXanthomonas属細菌の場合は、酸によるストレスなどにより、成長が停止することで、過剰な炭素源を散逸させる為にスライム状になると示唆されているが、本願発明は、培養当初から富栄養環境でコリモナスCollimonas属細菌の生育旺盛なスライム状のコロニーを十分生育させた後、その植物病原菌の増殖抑制能の出現方法を供している。従って、コリモナスCollimonas属細菌による植物病原菌の増殖抑制能の発現において、スライム状のバイオフィルム培養することにより、細菌が本来持っている食菌能力が発現或いは増幅されるが、それは必ずしも貧栄養下に晒されることが絶対条件では無く、寧ろ栄養成分が普通に存在する固体培地であって、過度の水分が存在しない環境下におけるスライム状のバイオフィルム発現を供することが、この細菌の植物病原菌防除に有効であると判断出来る。さらに、上述の減菌土壌中におけるコリモナスCollimonas属細菌の菌数変化の実験で示された如く、コリモナスCollimonas属細菌は、自然界とは異なる培養環境によるコロニーであっても、それを外来土壌に投入した場合、その土壌中が貧栄養環境であっても、通常自然界に生息する菌数と同等の生存性を維持することから、植物病原菌の増殖抑制効果発現の安定性を期待することができる。以上、添付図面を参照して本発明の好ましい実施形態を説明したが、本発明はかかる実施形態に限定されるものではなく、特許請求の範囲の記載から把握される技術的範囲において種々の形態に変更可能である。例えば、D-25株、NBRC3740株、及びDMZ17622株以外のコリモナスCollimonas属に属する菌株についても、上記実施形態で示された植物病原菌リゾクトニアソラニRhizoctoniasolani、フザリウムオキシスポラムFusariumoxysporumの増殖抑制効果を発揮し得ると考えられる。