は　じ　め　に
鶏卵は，我々の食生活の貴重な動物性蛋白源であり，蛋白食品群の中でも極めて栄養価が高い上にミネラル,ピタミン等の栄養素もパランスよく含まれた消化吸収のよい食品であり，日本の食生活の中で重要な地位を占めている。すなわち，平成12年度における年間1人当たりの鶏卵消費量は，17.0 kgであり，昭和40年度の約1.5倍となっている（農林水産省「食料需給表」）。このような消費拡大には，所得の向上に加え，獲鶏産業の生産性の飛躍的な向上により鶏卵の小売価格が安定的に推移し，安価で良質の蛋白質食品としての評価が定着していることが大きく寄与している。日本は，世界有数の鶏卵消費国であり，年間約250万トンが生産され，鶏卵の年問粗生産額は，平成10年の場合で3,858億円にものぼる(平成12年養鶏問題談会調べ)。養鶏場において生産された鶏卵は，末端消費者に至る過程において種々の要因により破卵が発生し，平均5～ 6%,多い場合では, 10%以上発生することも少なくなく産業上の損失は大きい。国内において破卵による損失の発生状況を調査した報告は見当たらないが，全米において破卵による損失を8,100万羽を対象に農場における生産段階から鶏卵が販売されるまでに生じる破卵の発生割合を調査し、破卵による損失をRoland (1988)は試算している。その報告では，農場での集卵可能な破卵と無燃卵の合計は1.6%であり，集卵できない鶏卵の割合は6.1%に達している。さらに，鶏卵処理場における破卵は1.16%,処理場で発生した破卵は4%,加えて破卵の正常卵への処理場における混入が5%，輸送や店頭における不適切な取り扱いにより2%の破卵が発生し，生産から販売過程における破卵の合計は19.86%に達するとしている。破卵の程度の差により損失金額は異なるので，損失金額を1ダース当たり18.4～87.8円として，全米における2億4,000万羽のニワトリに適用した結果，年間の破卵による損失金額は621億2,700万円と試算されている。鶏種能力，飼育環境，飼料，環境等が日本と異なることが予想されるため，直接的な比較はできないが，同一比率で破卵が発生すると仮定した場合，日本におけるニワトリの飼養羽数は全米の半分程度であることから,破卵による損失は年間約300億円以上と見込まれる。これらの破卵による経済的損失を少なくするために数多くの研究が行われているが十分な解決策がないのが現状である。そこで，本稿では，卵殻質改善による産業上の経済的な収益向上を目的とし、卵殻形成に関連したカルシウム結合蛋白質（CaBP ; calcium binding protein）の関与について概説した。 1.卵の形成と卵殻卵生の鳥類は、哺乳類とは違った卵管の構造を持っており，卵形成の機能面から湯斗部(infundibulum)，膨大部(magmun),狭部(isthmus),卵殻腺部(shell gland),膣部(vagina)の5つの部位に分かれている。それぞれの機能は次の様である。まず排卵された卵は漏斗部に入る。漏斗部は受精が行われる部位で，次に膨大部において卵白が付着される。そして狭部において内外2層の卵殻膜が形成され，卵殻腺部で卵殻が形成されて，最後に膣部から卵が放卵される。これらの過程において、卵が漏斗部に入って膣部から放卵されるまでの時間は24〜27時間であり，それぞれの部位の滞留時間は，揭斗部が約18分，膨大部が約3時間，狭部が約1時間15分，卵殻腺部が19～22時間と卵殻腺部が滑留時間のほとんどを占めている（Warren and Scott, 1935)。卵殻は，95%以上が炭酸カルシウム（CaCO 3 ）からできており，血中のカルシウム（Ca）が卵殻腺で炭酸Caとなって沈着することによってできる。炭酸Caの沈着
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は，卵が卵殻腺部に入ってから最初の3～5時間は緩やかに沈着し，その後活発になり，22時間後に終わりに近づく(Eastin and Spaziani, 1978)。卵殻は，乳頭突起層(mammillary layer),卵殻の厚さの3/4を占めるスポンジ層(palisade layer),クチクラ層(cuticle)の3層からなっている。卵殻の表面には,多数の小さい気孔があって，スポンジ層を通って乳頭突起簡間の空間に通じている。この孔は呼吸孔で，卵の胚の呼吸に必要な酸素を供給し、内部に発生したCO 2を排出し，同時に水分の調整も行う。気孔の総数は，約6,000 ～8,000個で，卵殻の全体にわたって均一に分布しているのではなく，鋭端部は最も少なく，鈍端部では最も多くなっている。産卵鶏の生体内における全Ca量は20～30 g  (Taylor and  Stringer,  1965) で，その内約98%が骨に存在し(Common, 1938), 骨の支持成分としての役割を果たすと共に，産卵しているニワトリでは体内Caの約10%に相当するCaが卵殻と卵黄などに消費されている。ニワトリにおいても，骨がCaの貯蔵庫としての役割を果たしていることは知られている(Duckworth and Hill, 1953)。ニワトリでは１個の卵を産むのに約２gと体内Ca量の10%近くのCaを必要とするので，ニワトリを含めて鳥類では，支持組織としての骨（cortical bone :皮骨）よりも10〜15倍Caの代謝回転率が高い骨髄骨(medullary bone)と呼ばれる特殊な骨がエストロジェンとアンドロジェンの共同作用によって大腿骨陸に産卵の開始前に形成され，産卵などにおけるCa需要の増加に対応する機構が発達している (Simkiss, 1975)。卵殻形成は，飼料から摂取したCaと骨髄骨から供給されるCaによって行われる（Driggers and Comar, 1949)が,卵殻形成のために消費されるCa頭は大部分(60～75%)が飼料であって，それ以外は一旦骨髄骨（medullary bone）に貯蔵されてから血中に放出される。卵生のニワトリの全血中のCaは，20～30 mgであり，卵1個を形成するのに約2 gのCaが必要である。卵殻形成時には, Caは約100～150 mg/hの割合で卵殻腺部から分泌され(Schraer and Schrear, 1971), 大量のCaが消費されるため十二指腸からのCa吸収と脅代謝によるCa供給が必要となる。さもなければ8～18分で血中のCaは消費されてしまうこととなる。
2. Caの給与時期と卵殻質
卵殻へのCaの沈着を増加させることは，卵殻を強化し，破卵による経済的損失を防止する上で重要であると考えられる。卵殻へのCaは，飼料から供給されることから飼料中のCaを効率的に利用させる方法を検討したChah (1971)は，エネルギー，蛋白質，Caを産卵鶏に選択的に摂取できるように給与した場合，エネルギーと蛋白質摂取量は排卵後卵白の形成が行われる午前11時以降と午後6時から消灯までにかけて増加する2相性のピークがあること，およびCa摂取量は卵殻形成が行われる午後2時以降急激に増加することを見出し，卵殻形成にCaと蛋白質およびエネルギーの給与に適する時期があることを報告した。また，卵殻へのCa沈着におけるCa利用は午前中にCaを給与した場合はCaの多くは骨を介して卵殻に沈着するが，午後に給与した場合はCaは骨を介さず直接卵殻に沈着することが多くなる(Roland and Farmer, 1984)という。放射性Caを使用した実験では，卵殻形成に利用されるCaの内，骨からのCaが占める割合が高くなるにつれて卵殻質は劣る(Roland and Farmer, 1984)ことが報告され、また，産卵鶏において0.4%の低Ca飼料を給与し，午前8時または午後４時に３ｇのCaを強制給与すると，卵殻形成時期でない午前８時にCaを強制給与した場合には卵殻質が悪化すること(Lennards and Roland, 1981),午前に低Ca飼料，午後に高Ca飼料を給与すると卵殻質が改善されること(Cason and Britton, 1981 ; Bootwalla et al., 1982 ; Hellwig et al., 1982)から,午後にCaをより多く摂取させた方が卵殻質を向上させる可能性が示唆されている。さらに，生産農場において6万羽のニワトリを供試した実用面での検討結果においても，午前に低Ca飼料，午後に高Ca飼料を給与することにより1日内のCa摂取量を同一としても卵殻質が改善され破卵率が減少し，3万羽規模の鶏群で1日約1.7万円の収益性が向上することが示されている（後藤ら，2002 d）。
3.   血中Ca濃度
血中におけるCaは，蛋白質と結合した蛋白結合Ca,イオン化したCaイオンおよび無機物と化合物を形成したCa化合物として存在しているが，大部分は蛋白結合CaとCaイオンであり，これらで血中全Caの98%近くを占めている（Copp et al., 1969)。卵殻にCaが寄稿することから，卵殻へのCa蓋積との関連で，血中における総Ca濃度（Hodges, 1969 ; Luck and Scanes, 1979 ; Parson and Combs, 1981 ; Nys et al, 1986a ; Kolling  et al., 1992), 非透過性Ca濃度（Paul  and Snetsinger, 1969 ; Mueller et al, 1973 ; Nys et al, 1986 b ;後藤ら,  2002c)およびCaイオン濃度（Luck and Scanes, 1979 ; Parson and Combs, 1981 ; Nys et al., 1986 a ; Singh et al, 1986 ;後藤ら, 2002 a, c）の変動の様相が報告されている。ニワトリにおいては卵殻形成のために十二指腸でのCa吸収や骨代謝によって血中のCa濃度を維持しているが，哺乳類においても血中Ca濃度が一定の範囲を超後藤:卵殻形成とCaBP-Dwx遺伝子発現えるとそれだけでテタニーやてんかんのような重要な障害が起こるので，常に血中のCa濃度を一定に保つ必要がある。その重要な役割を果たしているのが主に副甲状腺から分泌される副甲状腺ホルモン(parathyroid hor¬ mone ;  PTH),鳥類においては鰓後腺(uitimo¬ branchial gland),哺乳類では甲状腺のC細胞から分泌されるカルシトニン(calcitonin ; CT),腎臓で最終的に活性化される活性化ビタミンDのla, 25 dehydroxy- vitamin D 3  (1α, 25(OH) 2 D 3 ）であり，それらのホルモンによるCa調節の概略は次のようである。すなわち，血中のCa濃度が低下すると，副甲状腺からPTHが分泌され，骨に作用して骨吸収を促進し，Caやリンを溶出させる。一方で，PTHは腎臓においては遠位尿細管でCaの再吸収を促進すると同時に不活性型の25-hydroxyvitamin D 3 (25-(OH)D 3をla-hydroxy- lase（1α-水酸化酵素）によって活性型の1α, 25(OH) 2 D 3に代謝し，これが腸管でのCa吸収を促進する。この結果，血中Ca濃度が上昇する。逆に，血中のCa濃度が上昇すると，CTが分泌され，破骨鋼胞に直接作用して，骨吸収を抑制して、血中Caを低下させる(Simkiss, 1975)。
4. Ca結合蛋白質
WassermanとTaylor  (1963)がビタミンDsを給与したヒナにおいて，腸管上澄液中にCaと結合する物質があると報告し，その物質が蛋白質であると最初に報告したのはWassermanとTaylor (1966)である。飼料からのCaは主に小腸から吸収されるが，小腸でのCa吸収能は十二指腸，空腸，回腸の順で低くなり，この順位と同じ様な関係で，Ca結合蛋白質（CaBP；calcium binding protein）濃度が低くなる(Taylor and Was¬ serman, 1967）ことなどから，小腸におけるCa吸収はCaBPを介していると考えられるようになった。さらに，Wasserman et al. (1968)によりニワトリヒナの十二指陽粘膜からCaBPが分離，精製され，その分子最が28,000であることが明らかにされた。また，以前から腸管のCa吸収にビタミンDが不可欠であることが知られていたためCaBPの発現に対するビタミンDの関与が多くの研究者により研究され，十二指腸におけるCaBPの発現が1α, 25(OH)ε D εにより制御されていることが明らかにされ(Taylor and Wasserman,1970 ; Corradino, 1984 ; Corradino and Fullmer, 1991 ; Nys et al, 1992 b)，CaBPがCaBP-D sexと呼ばれるようになった。また、卵殻形成部位である卵管の卵殻腺部においても，腸管と同じCaBPが存在し（Corradino　et al., 1968),しかもこの蛋白量とCaBP-D ess  mRNA濃度が卵殻形成との関連で変動する(Nys et al., 1989 ; Striem and Bar, 1991 ; Bar et al., 1992 ; Ieda et al., 1995)ことから，卵殻腺部における卵殻へのCa蓄積においてもCaBP-D 21Kが関与していると考えられている。しかし,卵殻腺部におけるCaBP-D sskの発現機構は必ずしも十分に明らかにされていない。先に述べた様に，今日では腸管からのCa吸収と卵殻腺部におけるCa沈着にCaBP-D sakが関与していることが明らかにされているが，今日では腸管や卵殻腺部以外にも，腎臓（Clemens et al, 1989),骨(Christakos and Norman, 1978), 膵臓(King and Norman, 1986), 小脳(Taylor and Brindak, 1974),精巣(Inpanbutr and Taylor, 1992),卵黄黄(Ono and Tuan, 1991)などにおいてもCaBP-D 23Kの存在が報告されている。一方,哺乳類においても十二指腸（Kallfelz et al., 1967),腎臓(Pansini and Christakos, 1984),子宮(Delorme et al., 1983)などにCaBPが存在していることが明らかにされてる。しかし，その分子量は9 kDaであり，鳥類で見られる28 kDaのCaBPとは違う遺伝子上に存在している(Hunziker, 1986)。また腎臓においては9 kDaのCaBP以外に28 kDaのCaBPが存在していることが知られているが，この哺乳類に存在している28 kDaのCaBPと鳥類に存在している28 kDaのCaBPとは構造的に異なっている（Clemens et al., 1988)。分子量28 kDaのCaBPの構造には，約40のアミノ酸の6つの繰り返しが見られる(Hunziker, 1986)。これはE-Fハンドと呼ばれるCa結合部位であり，この6つのE-Fハンドのうち2個はCaとの結合に必須なアミノ酸部分に変異があるためCaと結合できず，残りの4個がCaと結合する(Hunziker, 1986)。このE-Fハンド構造はカルモデュリンやトロポニンＣのようなCaに対する高い親和性を持っているタンパク質に存在しており, [α-ヘリックスーループ-ヘリックス]と呼ばれるペプチド構造をとっており，CaBPのCaに対する結合能は約10 −6 Mと高い。しかし、CaBPのCaに結合する能力以外の生理的役割は未だほとんど知られていない。
5.
今日では，ビタミンDレセプターが腸管細胞の細胞核に存在していることも明らかにされており(Brum- baugh and Haussler, 1975),その制御機構は, 1α, 25 (OH)ε D εがCaBP-D εεκの遺伝子の制御部位のビタミンD反応エレメントに結合することでCaBP-Dank進伝子の転写制御をしている（Lowe et al., 1992）という報告からも、1α, 25(OH)² D³がCaBP-D²¤遺伝子に直接作用してCaBP-D sexの遺伝子発現を促していることは疑う余地もない。十二指腸におけるCa吸収はCaが腸管腔から血中へJ136
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移行する現象であり，３つのステップに分けて考えることができる。すなわち①剧子緑膜(brush border mem¬ brane ; BB)を通してのCaの取り込み ②副子縁膜から漿膜側への細胞質内のCaの移動③獎膜(baso- lateral membrane ; BL)を横切り細胞外へのCaの排出である。この十二指腸におけるCaの吸収段階の中でのCaBPの生理的役割に関して， CaBPが細胞質中に存在していること(Morrissey et al., 1978)から, CaBPは上記の②の役割を果たしていると考えられている。これに関連して,  Stein  (1992)らは,細胞膜におけるCa透過性が増し、その結果細胞内に入り込んだCaイオンの過剰による弊害を防ぐためCaBPが合成され，過剰なCaを細胞外に排出させているのではと推察し，CaBPは細胞内Ca濃度の緩衝剤として働くのではないかと推察している。また，ビタミンDが欠乏しているニットリやラットへの1α, 25(OH), D,投与によって起こる十二指腸でのCaBPとCaBPmRNA濃度の増加はCa吸収の増加の少し後に起こることから、1α, 25(OH), Ds投与初期におけるCa吸収へのCaBPの関与を否定している報告(Spencer, 1976 ; Harmeyer and DeLuca, 1969)もある。一方，①や③の機構においてもまだ明らかになっていないが，剧子緑膜においてはCaの濃度勾配を通してCaが受動的に取り込まれ，樊膜においては樊膜内に存在しているCaポンプ（Ca²+, Mg²+-ATPase）によるエネルギーに依存した取り込みが行われ，しかもこの取り込みは1α, 25(OH)2D3が関与しているという（Bikle et al., 1983 ; Chandler et al., 1984)。十二指馬におけるCaBPは腸管から栄養素の吸収が行われるようになる孵化１日目にすでに認められる(Moriuchi and DeLuca, 1974)が、産卵の開始に先立ち，十二指腸におけるCaBP濃度とCaBP-D ssk mRNA濃度が増加すること(Bar and Hurwitz, 1973 ; Striem and Bar, 1991),また，血中性ステロイドホルモンと1α, 25(OH)s Ds濃度も増加すること(Castillo et al., 1979),さらに，未成熟鶏に性ステロイドホルモンを投与すると腎酸中の1 α-hydroxylase活性が刺激されること(Tanaka et al., 1976, 1978), および産卵に先立った十二指腸におけるCaBPの合成は，その時期に増加するエストロジェンとテストステロン(testosterone : T)によって血中の1α, 25(OH)ε Dε濃度が増加し、それによって十二指腸のCaBP合成が刺激されるとの報告（Nys et al., 1992b)などは,性ステロイドホルモンが性成熟過程における十二指腸でのCaBP合成に関与していることを示している。 6. 卵殻腺部における発現
6–1.   ビタミンD
卵殻腺部において十二指腸と同様にCaBPが存在していることを最初に報告したのはCorradinoら (1968)である。その後，卵殻腺部のCaBPが産卵の最初の卵殻形成中に増加すること (Nys et al., 1989 ; Striem and Bar,1991 ; Bar and Hurwitz, 1973), 歓卵鶏や休産鶏の卵殻腺部のCaBP濃度は正常な産卵鶏より少ないこと(Nys et al., 1992b, 1989 ; Bar et al., 1990),排卵周期中の卵殻腺部におけるCaBP-D 28K mRNAレベルが卵殻形成の行われている時期に増加すること(Ieda et al., 1995 ; Nys et al, 1992b, 1989 ;後藤ら, 2002a, c)などは，卵殻腺部におけるCaBP-D ₂甚κは卵殻形成に関与していることを示している。すでに述べたように，十二指腸におけるCaBPの発現は1α, 25(OH)ε D 3により制御させていることは明らかであるが、卵殻腺部におけるCaBPの発現調節機構においては様々な見解がある。すなわち，産卵鶏にビタミンDを含まない飼料を与えると，産卵の停止まで累進的により薄い殻の卵を産み，同時に卵殻腺部のCaBP濃度も減少したが，標準の飼料に戻すことで卵殻とCaBP濃度はもとに戻ったこと(Corradino et al, 1968),卵殻腺部に1α, 25(OH), D,に対するレセプターが存在し(Coty, 1980),性成熟に伴って増加すること (Yoshimura et al, 1997),排卵周期中における血中1α, 25(OH) 2 D 3濃度が軟卵を産んでいるニワトリでは変動が認められないが正常な卵を産んでいるニワトリでは卵殻形成時にかけて増加すること（Nys et al, 1986 a), さらに, 排卵周期中において卵殻腺部のCaBP-D2ax mRNA濃度とビタミンDレセプター mRNA濃度がともに卵殻形成時にかけて増加し，次の排卵時にかけて減少したこと（Ieda et al., 1995）などは，十二指腸と同様に卵殻腺部においても1α, 25(OH)z DgによってCaBP合成が創御されていることを支持している。一方，産卵の休止中は，卵殻腺部のCaBP濃度とCaBP-Dask mRNA濃度は減少するのに対して，血中における1α, 25(OH)s Ds濃度と卵殻腺部におけるビタミンDレセプター濃度には変化が認められないこと (Bar et al., 1990),産卵鶏に1α, 25(OH)εDsを給与すると給与量の増加に伴い十二指腸のCaBP最は増加するのに対し、卵殻腺部においては変化が認められないこと(Bar et al., 1990),卵殻形成中において卵殻腺部のCaBP-D28K mRNAは増加するのに対し，血中と卵殻腺部の1α, 25 (OH)s Ds濃度には変化が認められず，また卵殻の薄い卵と厚い卵を形成するニワトリにおいても卵殻腺部のCaBP濃度は厚い卵殻を形成しているニワトリの方が高いのにも関わらず，血中と卵殻腺部の1α, 25(OH), Ds濃後藤:卵殻形成とCaBP-D￼к遺伝子発現度には違いが見られないこと(Bar et al, 1984),軟卵鶏に1α, 25(OH)² D²を投与しても卵殻腺部のCaBP濃度は変化しないこと (Nys and Laage, 1984), 卵殻沈着の過程におけるCaBP-Duk mRNA濃度の増加が血中の1α, 25(OH)2D3レベルの増加より早く起こる（Castillo et al., 1979)こと、さらにニワトリの卵殻腺部にビタミンDレセブターが存在しているが，そのレベルは十二指腸の1/6〜1/7であることなどが報告されている。これらの報告から，卵殻腺部におけるCaBP-D 2skの発現は， Iα, 25 (OH)ε D 1が関与するとしてもその関与は少なく，十二指腸の場合とは異なった機構で制御がなされているのではないかと推察されている。 6–2.性ステロイドホルモンすでに腸管において，性成熟過程におけるCaBP合成に性ステロイドホルモンが関与していると述べたが，卵殼腺部のCaBP合成についても，性成熟過程においては，性ステロイドホルモンが関与するとの報告は多く見られる。すなわち，卵殻腺部のCaBP濃度は性成熟に伴う子宮の成長と共に増加し，最初の卵殻形成でさらに増加することが見出され(Nys et al., 1989 ; Bar and Hurwitz., 1973 ; Striem and Bar, 1991),また、Nysら(1992a)はビタミンD欠乏によるくる病ヒナとビタミンDを十分に与えたヒナにエストラジオール-17β (estradiol-17β : E2）を投与すると，何れのヒナにおいても卵殻腺部のCaBP-Daik mRNA濃度が増加したことから，ヒナの卵殼腺部のCaBP合成に，E2が主体的に関与しているのではないかと報告している。さらに， in vitroの実験において, CorradinoとAlaimo (1995)は, 2週間E2を投与して子宮を早熟させたビタミンD不足のヒナの卵殼腺部の粘膜細胞において，1α, 25(OH), D,単独添加によりCaBPレベルは増加したが，E2単独添加ではCaBPレベルに対する影響は認められず, E2と1α, 25 (OH)² Dsの両方を同時に添加するとCaBPレベルは増加したこと,また,プロジェステロン(progesterone : P4)単独ではCaBPレベルに影響を与えないが，同時に1α, 25(OH)ε D 3を投与すると, 1α, 25(OH)ε D 3によるCaBP濃度の増加を妨げたことから, 1α, 25(OH)ε D 3は卵殻腺部におけるCaBP合成を直接刺激し，その1α, 25(OH) 2 D 3の作用をE2とP4が調節するような作用でE2とP4がCaBP合成に関与していると報告している。その他にも未成熟鶏においてはE2が卵殻腺部のCaBPの合成を刺激しているという報告は多くなされている(Nys et al., 1989 ; Navickis et al., 1979 ; Corradino, 1993 ; Corra¬ dino et al., 1993)。一方，すでに卵を産んでいる産卵鶏においても，性ステロイドホルモンが卵形成に関与することから、卵殻腺部におけるCaBP発現に性ステロイドホルモンが関与するか否かが検討されている。 Iedaら(1995)は，性ステロイドホルモンの合成を阻苦することが知られているAminoglutethimideを産卵鶏に投与することにより、卵殻腺部のCaBP-D 28K mRNA濃度と卵蛋量に対する卵殻蛋量の割合が有意に減少したことから，性ステロイドホルモンが，卵殻腺部におけるCaBP-D zex遺伝子発現を刺激して，卵殻へのCa沈着を促すと推察している。これに対して，排卵周期中における卵殻腺部のCaBP-D 18K  mRNA濃度の増加(Nys et al., 1989 ; Striem and Bar, 1991 ; Bar et al., 1992 ; Ieda et al., 1995)が血中性ステロイドホルモン濃度の増加を伴っていないこと(Jonhson, 1990),正常の卵を産んでいる産卵鶏に比べ，軟卵鶏の卵殻腺部のCaBPとCaBP-D sik mRNA濃度は減少するが，排卵周期中の血中性ステロイドホルモン濃度の変動の様相は産卵鶏のそれと変わらないこと (Nys et al., 1986b)などから，性ステロイドホルモンがCaBP-Dssx発現に促進的には関わらないとの推察もなされている。さらに， Barら(1996)は産卵鶏にプロジェステロン(P4),テストステロン(T)またはエストラジオール(E2)をそれぞれ投与し，それらが卵殻腺部におけるCaBP-Dzak mRNA濃度に及ぼす影響を検討しているが，その結果においてCaBP-D 288 mRNA濃度は，TとE2の投与によっては殆ど影響が認められないが，P4投与により減少し，しかもP4の投与により卵の卵管内滞留時間が長くなったにも関わらず，明殻へのCa沈着が減少したことから，産卵鶏の卵殻腺部におけるCaBP-D²¤κ mRNAの発現にE2とTはほとんど影響を与えないが，P4が抑制的な作用で関与していると報告している。後藤ら（2002 b）は，産卵鶏に毎日，妊馬血清性腺刺激ホルモン（PMSG）を投与し内因性の性ステロイドホルモンを増加させたところ、卵殻腺部におけるCaBP-D 21K mRNA濃度は，PMG投与5日後に減少したこと，さらに，排卵10時間後にE2，TまたはP4を投与した結果,卵殻腺部のCaBP-D 28x mRNA濃度と卵殻腺部に存在する卵の卵殻中Ca含量は，E2とTの投与では影響が認められず，P4を投与した場合においてのみ減少したことから，性ステロイドホルモンが産卵鶏の卵殻腺部におけるCaBP-D 288連伝子発現を刺激する可能性は少なく,章ろ，P4により抑制され，結果として卵殻へのCa沈着が抑制されることを推察している。 6-3.   Caイオン卵殻腺部におけるCaBP-D28xとCaBP-D28x mRNAの発現は， 卵殻形成と共に増加し（Nys et al., 1989 ;
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日本家禽会誌 41巻 J3号(2004) Striem and Bar, 1991 ; Bar et al., 1992 ; Ieda et al., 1995),人為的に放卵を誘起することにより減少すること (Nys et al., 1992a ; Bar et al., 1992 ; Ieda et al., 1995）から、卵が卵殻腺部に存在することがCaBP-D nexの遺伝子発現の刺激となっていると考えられている。しかし，卵の存在だけでは必ずしもCaBP-D sexの遺伝子発現の刺激を説明できないとの報告がある。すなわち，EastinとSpaziani (1978)は，産卵鶏の排卵周期中において，卵殻腺部において卵殻形成が行われている卵を排除した場合と，卵殻腺部に卵が存在せず，卵殻形成が行われていない場合とにおいて，卵殻腺部に人工密蠟卵を挿入して卵殻腺部を膨張させたときと人工密綴卵を挿入しないときにおいて，卵殻腺部におけるCa分泌状況を比較したところ、どちらの場合においてもCa分泌は人工密嫌卵により卵殻腺部を膨張させた方が多かったが，クラッチの間の休産日の無排卵日に人工密蠟卵を挿入した場合は，卵殻腺部を膨張させ刺激したにもかかわらずCa分泌に影響が認められなかったことから，卵殻腺部におけるCa分泌は，排卵現象と密接に関連し，卵殻腺部の膨張すなわち卵殻腺部における卵の存在のみでは刺激されないが１つの欠かせない因子であるとした。また,  Corradino  (1993) はin vitroの方法で、ニワトリのヒナに2週間E2を投与し早熟させた卵殼隙部の粘膜細胞に，小胞体に蓄えられているCa²+が放出され，細胞内Ca²+濃度を増加させるthapsigargin (THAPS)を添加したところ, 1α, 25(OH)2 Dsの不存在下で卵殻腺部のCaBP濃度が増加したことからCa²*自身がCaBP合成に関与していると推察している。さらに，産卵鶏の卵殻形成過程における血中Caイオン濃度と卵殻腺部におけるCaBP-D 41K mRNA濃度の変動との間で，Caイオン濃度の増加時にはCaBP-D 28R mRNA濃度が減少し，逆にCaイオン濃度の減少時にはCaBP-D 23K mRNA濃度が増加するような様相で，両濃度の間でほぼ逆の変動の様相が認められている（後藤ら，1998，2002a, c)。先にも述べた通り，午前に低Ca，午後に高Ca含有飼料を給与することにより１日内のCa摂取量を変えることなく卵殻質が改善されることが示唆されているが，このCa給与法による卵殻質の向上が血中Caイオン濃度と卵殻腺部におけるCaBP-D²sκ mRNA濃度にいかなる影響がもたらされた結果によるかを後藤ら（2002a）は檢討している。その結果，通常飼料を給与した場合に比べ, 血中Caイオン濃度は低Ca含有飼料を給与した午前は低くなるが，その後高Ca飼料に切り替えると卵殻隙部のCaBP-Desk mRNA濃度は高くなることが見出され, Ca給与時期の違いにより卵殻腺部におけるCaBP-D 28K  mRNA濃度が変化することを報告している。これらのことから，カルシウム恒常性に関与する副甲状腺ホルモンとカルシトニンの場合と同様に，Caイオンが卵殻腺部におけるCaBP-Dakの発現を調整しているのかも知れない。しかし、これらの推察にはさらなる研究が必要とされる。
お　わ　り　に
鶏卵巣界においては，卵価は，長引く景気低港による消費の減少と無秩序な増羽と乱売，さらに，鳥インフルエンザの発生により，未留有の低卵価となっている。鶏肉を含めた低相場の傾向は今後も続くことが予想され, 「安全」「安心」「安価」への取り組みがより重要となっている。卵殻質の向上は、破卵率を減少させ収益性を向上させると共に「安全」「安心」「安価」な鶏卵を生産するために必要欠くべからざる命題である。今後も，卵殻質改善を中心とした鶏卵の商品化率向上に繋がる研究を実施していきたいと考えている。
訪
結
本稿を結ぶにあたり，終始変わらぬご指導を賜りました上吉道治先生，小野珠乙先生に深厚なる謝意を表します。また，終始実験に協力戦いた弊社・中央研究所所員に感謝致します。本稿は，平成15年度日本家禽学会奨励賞受賞課題「卵殼質向上と卵殻腺部におけるカルシウム結合蛋白質(CaBP-D sak)遺伝子発現に関する研究」の内容の一部をまとめたものです。学会賞奨励賞選考委員会および本稿をまとめる機会を与えて下さった編集委員の諸先生方に深謝致します。
引用
文 散
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