SIGNIFICANCE OF BROAD-HOST RANGE GENE TRANSFER PARTICLES IN THE ECOSYSTEMCHIURA, Hiroshi Xavier,Department of Biology, Division of Natural Sciences
International Christian University
3-10-2 Osawa, Mitaka, Tokyo 181-8585, Japan
Tel: 0422-33-3244; Fax: 0422-33-1449; E-mail: chiura@icu.ac.jp(Received April 27, 2004 Accepted May 24, 2004)

As whole-genome sequencing projects advance, it is becoming clear that gene exchange among organisms ofthe microbial consortia is constitutive. On average, 2.6 prophages per specie have been found in free-living
bacteria, and between 3% and 10% of various bacterial genomes’ DNA are composed of prophages. Based upon
data, it has been suggested that Escherichia coli and Salmonella separated ca 100 million years ago. Although therRNA operon is highly conserved, E. coli has an extremely variable genome size ranging from 4.5 to 5.5 Mb, of
which ca 10% consists of acquired genes as the result of horizontal gene transfer. The genome of the E. coli
strain O157 Sakai has a large amount of strain-specific DNA (1.44 Mb), and contains 18 prophages or prophage
remnants accounting for ca 50% of the strain-specific sequences. Moreover, six large chromosome segments,
which seem to represent prophage-like genetic elements, are found in O157. Thus, phage genes are an integral
part of O157 genome, indicating that virus-mediated high frequency horizontal gene transfer played apredominant role in the emergence of this strain. Direct evidence of such horizontal gene transfer is provided byprophages or prophage remnant sequences in O157 as well as in other strains.
The case of E. coli is an example of how viruses might have influenced evolutionary diversification andspeciation. Therefore, it is clear that virus-mediated horizontal gene transfer would have had much more impact
in the environment than previously considered.

The discovery of non-specific gene transfer mediators,

especially in thermal environments, is evidence that such particles might be widespread, contributing toevolutionary diversification and speciation. Viruses may have evolved to sustain ‘selfish’ genes for their coats,
and consequently underwent restriction of specific host range. “Transduction” may have major effects on thegenetic structure and evolution of the global population of bacteria and other organisms in the naturalenvironment. “Broad-host range gene transporters” conserved in the environment could be descendants of anancestral “gene transfer apparatus” that likely provided the main role of conserving genetic resources anddistributing novel genes to microbial communities in early evolutionary history.

(Keywords) ecosystem, evolution, Earth, microbial loop, virus-like particle (VLP), Aquificales, Non-specificgene transfer, Xenotrophic virus, Thermal environments

Viva Origino 32 (2004) 118 - 137© 2004 by SSOEL Japan- 118 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

生態系における広宿主域ϸ伝子伝達粒子の意義
千浦

博 (国際基督教大学)

国際基督教大学 教養学ശ 理学科 生物学教室
181-8585 東京ஞ三鷹市大沢 3-10-2

地球上での生命誕生から今日の生物圏確立ま生物種多様性の獲得に不可欠な事象が，変異で，約 30 数億年の時間が経過し，その内の 30の蓄積であることは間違いないとして，単なる億年は海洋が生物進化と多様性の拡大の舞台で点突然変異の蓄積だけでは，現在の多様性の実あったと考えられている（本特集、山本：微生

態を期待出来ない．換‫ۄ‬すれば，水平ϸ伝子伝

物生態系の進化過程 参照）．生物種多様性獲得

達が生物の進化と多様性獲得に大きく寄与しての原因が，ϸ伝的性࠽の変異であることは良くきたと考えられる．ところで，自然界でのϸ伝知られている．ある生物集団（個体群）を「一情報伝搬に関わる agent としてのウイルス（バつの纏まりを持ったϸ伝的要素の集まり」 即ち，クテリオファ−ジ）の寄与は殆ど無視されてき集団ϸ伝学用۰でのϸ伝子プール(gene pool)或いたが，現在にわかに注目を集めるようになった．

はϸ伝子給源と考えよう．本来の用۰は，互い本小論では，バクテリオファ−ジの，群集密度に交配可能な同種の生物集団の持つϸ伝子の総制御と水平ϸ伝子伝搬機構，伝達頻度，伝達の量を意味し，この原則に従えば，ϸ伝子プール障害となる要素についての現況と，これまで見を形作る生物集団は雄性と雌性の交配によって過ごされてきた広宿主域ϸ伝子伝達粒子の，普子孫を残す生物集団に限られ，微生物の場合に遍的存在の可能性，並びに生態系における該粒は，接合性のものしか対象にならないが，微視子の意義をӂ説する．

的な視点からܼ素ϸ伝子や機能タンパク࠽ϸ伝子に着目することで，微生物も立派なϸ伝子プールを形作る生物集団であると考え得る．

1. 自然 界でのϸ 伝子伝播形 式の生物 学と，その生態系への寄与

生物の情報݄分子であるϸ伝物࠽は一ശのウ
イルス（RNA ウイルス）を除き DNA である．

先ず初めに，実験的事実として現在知られて約 40 億年前に始原生物が誕生し，ほぼ同時に進いる環 境中でのϸ 伝子伝播 形式を纏め てみよ化を始めたと考えるのが妥当だろう．そして核

う：

酸塩基やアミノ酸は，その時から現生まで生物

i. 形࠽転換（Transformation）：実験的には，あϸ伝子や生体݄分子を形作る DNA やタンパクる生物系統（供与体）から化学的に抽出，精製

࠽を構成する単位であり続けてきた．従って，されたDNAを，他の系統（受容体）に与えたと微生物が形作るϸ伝子プールは「生物の進化のき，そのDNAが受容体に取込まれ，受容体のDNA過程を蓄積した時間࠰ϸ伝子プール」と考え得との間でϸ伝的組換えを֙こし，供与体が持っる．現在ではこの考え方に基づいて，リボソーていた形࠽が発現するとともに，ϸ伝的に子孫

ム RNA の塩基配列を比ԁすることで，生物の系に伝えられてゆく現象を‫ۄ‬い，1928年に Griffith,

統進化に時間࠰が付加されている（本特集、山Avery らによってϸ伝子の本体がDNAであるこ

本：微生物生態系の進化過程 参照）．

とを決定的に証明した最初の実験系となった．

- 119 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

この現象は全ての生物に普遍的に見られること

補性の有無の検定等に有力な手段である．受容はないが，枯草菌でのϸ伝ӂ析に広く用いられ，菌に運び込まれた供与菌の染色体断片は，乗換

更に，種々の工夫により，プラスミドを用いてえにより受容菌染色体に組込まれて安定化し，の組換えDNA技術が大腸菌やܼ母をも受容菌と受容菌のϸ伝子型そのものを変えるか，受容菌して利用可能になったことから，ϸ伝子工学の染色体に組込まれる事無く細胞࠽中に留まって，発展に大きく寄与した．細胞外のDNAが細胞内受容菌をശ分接合体（merozygote）の状態にしに導入される仕組みは菌種によって異なる．

ておくかの何れかである．後者の場合には持ち

猶，染色体DNAの代わりに精製したファ−ジ

込まれた断片上のϸ伝子は，その断片を持つ細DNAを用いると同様の機構で細胞内に取込まれ，胞中では情報発現可能だが，通常複製されず線感染状態が成立する．この現象を transfection と形ϸ伝現象を示し，細胞分裂を繰り൶す過程でいう（後述）．これらの現象が֙こるには，細受容菌染色体との間で乗換えを֙こして組込み胞が外来性のDNAを取込みうる能力を持たねばが行われない限り，当該ϸ伝子はやがて集団か

ならず，この受容能をコンピテンスと‫ۄ‬い，取ら消失する．前者を完全導入，後者を不稔導入

込みうる状態になった細胞をコンピテント細胞と‫ۄ‬い通常出現頻度の比率は約1：10である．形と呼ぶ[1,2]．

࠽導入能を持つファ−ジは通常溶原性ファ−ジであるが，この現象は溶菌性ファ−ジが受容菌

ii. 接合（Conjugation）：核，細胞，個体レベル

を全て溶菌してしまうことによるので，溶菌性での会合，或いは合一の現象を‫ۄ‬うが，微生物

ファ−ジでも増殖に関しての温度感受性やナン

ϸ伝学の立場からは稔性（伝達性，接合性）プ

センス突然変異株を用いて，増殖制限環境下でラスミド（性因子）を保持する菌（供与菌）か感染させれば形࠽導入を行いえる．この現象はら保持しない菌（受容菌）に対しϸ伝物࠽を伝大腸菌Ｔ1ファ−ジなどで知られ，また，自然で達する現象を‫ۄ‬う．稔性プラスミドは接合によ

は溶菌性ファ−ジが感染後，環境温度の低下にり自己 伝達能を持 つϸ伝物 ࠽で，環状 二本鎖より細胞中で溶菌に至らないまま保持される現DNAであり，代表的な F プラスミド以外に薬剤象がPseudomonas 等で知られる．形࠽導入には耐性因子である R プラスミドや Col プラスミド形࠽導入ファ−ジにより二つに໸別される．その一ശなどがあげられる．これら性因子は自律の一方は普遍（一般）形࠽導入と呼ばれ，供与増殖状態と染色体に組込まれた状態となりうる

菌ゲノムの何れのϸ伝子も何れかの形࠽導入フ能力を持つ [1]．

ァ−ジで受容菌に伝達され得るもので，サルモネラ菌のP22 大腸菌のP1 等が典型的な例としてiii. Transduction（形࠽導入）：細菌ウイルス（バ知られる．特定のϸ伝子に着目した場合の形࠽

クテリオファ−ジ）によって供与細菌の染色体導入頻度はファ−ジ粒子あたり10-7 ~10-5 程度での一ശが受容細菌に運び込まれ，結果として供ある．他方は，特殊形࠽導入と呼ばれ，ファ−

与菌のϸ伝形࠽が受容菌で発現する現象を‫ۄ‬う．

ジが導入するϸ伝子群が供与菌ゲノムのごく一

通常，ファ−ジ1個が伝達できる供与菌染色体断ശの特定ശ分に限定される．この典型例は大腸片の大きさは，細菌全ゲノムの1％以下で，個々菌のλファ−ジ（ガラクト−ス発ܼ性関連ϸ伝のϸ伝子の微細構造分析，2つの突然変異間の相子群）やø80ファ−ジ（トリプトファン合成関連- 120 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

ϸ伝子群）で，これらのファ−ジ・ゲノム中に放出機構の存在も知られている．今日までに，14は宿主菌ゲノムと親和性を示すശ位が当該ϸ伝種のグラムД性細菌から染色体やプラスミドの子群に夫々1箇所存在し，感染に際し必ずそのശDNAを内包した membrane-derived vesicles が観位での相互作用により溶原化する．これらのフ測されている．自然界ではこのようなmembrane-

ァ−ジの溶原菌の宿主誘発でも，普遍導入ファ

derived vesicle によるϸ伝子伝達の機構があるら−ジ同様，誤りにより細菌ゲノムを一ശ取込ん

しい [1,4,5]．

だファ−ジ粒子が低頻度で生成ずるが，取込まれる細菌ゲノムശ分が溶原化時の相互作用ശ位

vi. キャプシダクション(Capsiduction)：光合成細‫ة‬傍に限定されることから，取込み対象ϸ伝子菌の一種 Rohdobacter には，染色体断片を内包群が特定され，結果として特殊形࠽導入現象をした膜小胞を分泌するものがある．Gene transfer

生ずる．通常のファ−ジ溶菌液では，特定のϸ

agent (GTA) と呼ばれるこの粒子に内包される伝子に関する形࠽導入粒子の出現頻度は10-7 ~DNAは約4.5kbpであり，同属同種の細菌に対し10-5 程度である．また，本来のファ−ジゲノムをϸ伝子を伝達する能力がある．同様の現象はメ

一ശ或いは大ശ分欠失し，欠陥品ファ−ジタン生産菌Methanococcus voltaeの生産するVoltae（defective phage）であり正常なファ−ジとしてtransfer agent (VTA)でも見られている[6-13]．

の増殖が不能である[1]．
20 世紀末の約 20 年間に，自然界でのϸ伝子伝
以上が実験的に知られている主な水平ϸ伝子伝達過程について数多くの研究が実施され，培養達様式であるが，他にも余り知られておらず，

系に依拠した細菌ϸ伝学的な手法による知見のまた，特異性の݄い様式も存在する．

蓄積が得られたが[14,15]，自然環境中でのϸ伝
子伝達の実態と，その媒介経路については未だ

iv. トランスフォーマゾーム（Transformasome）：

十分に明らかにされてはいない．環境中の微生

コンピテンス発現では，細胞膜の組成変化や構物相互間での，ϸ伝子伝達の実態がӂ明できな

造再編がおこることが知られている．

い理由の多くは，環境微生物のほんの僅かなശ

Haemophilus influenza, H. parainfluenza の コ ン ピ

分，海洋に例を採れば<1%の群集しか人工培地

テンス発現時に，細胞膜が外ശに35nm伸張しでの培養が不可能な事実[16]であり，人工培養

20nmøの球状突֙が，細胞当たり10~12個形成に基準を置いたパストゥール以来の細菌学的方されることがஏ顕的に観察されている．周囲に法のみでは多くを期待できない．これらに代っ形࠽転換DNAが存在すると，特異な吸着点でこて分子生物学的方法論の採用により，平板培養

れを捕捉し，二重鎖DNAを内ശに取込む．この出来ない数多くの『種』が明らかにされ[17,18]，

粒子は細胞周囲に放出され，また，この粒子か

またこれらの知見により培養技術についても可ら一重鎖DNAを細胞内ശに取込むことが出来る也の改善が行われてきた．所謂，『界の境界を[1,3]．

э え る ϸ 伝 子 伝 達 ： Trans-kingdom Gene
Transfer 』が֙こることが報告されてはいるがv. 膜小胞（membrane-derived vesicles (blebs)）：[19-21]，人為的な操作を加えずに達成できたの分泌や溶菌による݄分子量DNA放出機構以外のは Ti plasmid 以外には知られていない[22].

- 121 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

今日まで自然界での微生物のϸ伝子伝達の程また，dsDNA ファージは現在の細胞構造による度と，その進化に対するインパクトについては，

分໸体系の基本となる 3 ドメインの分科以前に，確立を見ていないが，環境中では接合が最も広種として確立したと考えられている[36]．ウイ

範囲に֙こっている伝達形式であるとされ、ϸ

ルスは芯になるϸ伝物࠽（一重鎖または二重鎖伝子伝搬 (gene flux)に大きく寄与していると考の DNA または RNA）と，それを包む蛋白࠽（脂えられてきた [1,23]．このような情況下に，筆࠽を含んでいることもある）の殻から成る，直者の行ってきた環境ウイルス様粒子の研究は，

径 20 – 300 nm の微小な粒子である．バクテリオ

伝統的なϸ伝子伝達の体系では֙こり得ないとファージ（bacteriophage, phage）は細菌を宿主とされてきた事項[1,24]に対しての，再考を促す内するウイルスで，多くは殻に付随した伸縮性か容であった[25-32]．これらについてӂ説する前೗伸縮性の尾ശ構造を持っている．ウイルス自に，自然界でのウイルスの分布について述べよ

身には代ࡑ活性はなく，宿主細胞に依存した絶う．

対寄生性の増殖方式をとる．このウイルス-宿主
関係には厳密な制限（宿主特異性）があると考

2.

ウイルスの天然での分布えられている．1 種のウイルスが感染・増殖できる宿主の範囲（宿主域）は，ほとんどの場合

海洋での炭素 1 次生産総量のおよそ半量は細1 生物種に限定される．複数の宿主に感染でき菌の増殖によるので，細菌数は増加し続けて当る場合でも，同属種に限られる場合が大多数で然であるが，海洋での細菌密度はほぼ同一に維ある．ウイルスの中には 1 属レベルをଢえる宿持されている．その機構として，ウイルス

主域（広宿主域）を示す場合もみられるが，こ（bacteriophage）の寄与が，従属栄養的プロチスのようなものは全ウイルス群集の中で 0.5 % 未

タによる捕िと同様に重要な要因であることが満であるとされている[34,35]．本来の“Virus”

1990 年代からの研究によって明らかになった．

の呼び名は，増殖できる宿主との関係が明確な

1989 年，Bergen 大学の研究者達は，自然水圏にこのような寄生生物種にのみ与えられる．海洋

夥しい数のウイルス（ウイルス様粒子）が存在をはじめとする水圏には，典型的なバクテリオ

している事実を発表した[33]．その時まで，環ファージとは異なり，尾ശはなく球状の形態を境中にそんなに多数のウイルスが居るとは考え持ちウイルスのように見える粒子がஏ子顕微؈

られていなかった．環境中のウイルスは主に微で多数観察される．ウイルスのように見えるこ生物֙源であり，微生物群集の個体数は環境のれらの粒子をウイルス様粒子（virus-like particle,

栄養状態に大きく依存している．水圏での細菌VLP）と呼んでいる．大きさは 20 – 750 nm で，の平均的な個体数は 106cells/ml で，ウイルスは60 – 80 nm のものが最も多く観察される[1,34,37]．

大体その約 10~100 倍程度までおり，৊潮のブルームの時などは更に多い[34,35]．
ウイルスは自己複製のために必要なすべてのウイルスの増殖には基本的に 3 種の形式が知られている[1,34,35]：

情報を含む，最小の生物学的構造である．細胞1.

溶菌的感染（Lytic infection）：ウイルスから成るすべての生物には，その細胞を宿主とは宿主細胞に吸着し，その核酸を細胞内に注入するウイルスが存在すると考えられている[1]．

し，細胞が多数の娘ウイルスを生産するように- 122 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

方向づける．生産された娘ウイルスは，細胞のて変化し，ウイルスの生産݄は宿主細胞の活性致死的溶ӂにより放出され，再度宿主細胞に吸に依存する[38]ことから，ウイルス個体数は環

着・核酸の注入（感染）を繰り൶す．

境栄養状態に依存することになる．Table 1 における培養に供した分離株はバルト海，インド洋

慢性的感染（Chronic infection）：宿主細および太平洋から得らたものであるが，培養液

胞は世代をଢえて娘ウイルスを，突出あるいは中での細胞群集密度が自然水圏のものに比べて出芽により放出する．この感染形態は宿主に致

約 1000 倍になっている[27,31]．このことからも，死的作用を引き֙こさない．

自然水圏での栄養供給量は೗常に制限されてい2.

ることが理ӂ出来る． Calvi，Toyoha ならびに
3.

溶原的感染（Lysogeny）：ウイルスが宿主細胞に吸着し，その核酸を細胞内に注入する

Suiyo から得られたウイルス様粒子のஏ子顕微؈
写真を Fig. 1 に示した．

ところまでは溶菌的感染と同じだが，場合によってウイルスのゲノムは宿主染色体の一ശに組み込まれ（この状態のウイルスを prophage 或いは provirus と呼ぶ），細胞の増殖に伴って世代をଢえて娘細胞に受け継がれる．細胞が֜餓などによる望ましくない情況に立ち至ると，多数の娘ウイルスを生産するように方向づけるスイッチが入り，溶菌的感染と同様の経路をたどる．

このように，ウイルス感染は細菌群集の致死要因として考えられている．海洋をはじめ水圏にどの程度のウイルス（あるいは VLP）が存在するのかの例として，筆者がこれまでに検定したࠌ料の一ശを，海洋分離細菌株の 100 時間培
養液での例を含めて Table 1 に示した[28,31]．表からも明らかなように，地中海 (Calvi) や太平洋
(Pacific)，陸水 (Alte Donau) のみならず温泉源泉
水 (Nakanoyu)，地下熱水脈 (Toyoha: 地下 550 m)，

Fig. 1. Electron micrographic images of VLPs
collected from natural water columns [31]. VLPs
were examined with electron microscopy according
to Børsheim et al [39]. Following staining for 30 sec
with 2 % uranyl acetate, grids were examined at x
75,000 at an accelerating voltage of 80 kV with a
JEM-1200EX electron microscope (JEOL Inc.,
Japan)[27-32]. A: West Mediterranean Sea near by
Calvi, Corsica; B: Geothermal vent in the drift way
of Toyoha Mine (-550 m from the ground level),
Hokkaido; C: APSK07 hydrothermal fluid at Suiyo
Seamount (1386 m from the surface) in IzuOgasawara arch.

海底火山熱水噴出口 (Suiyo; 水深 約 1400 m) のい
ずれの水ࠌ料からも細菌個体数と同じ位かそれを上回るウイルス様粒子数が観察された．既に述べたように，一般的な海洋での細菌個体密度は 106cells/ml で，ウイルス個体数はその数倍から 100 倍程度まで存在が知られている[34,35]．
細菌の個体数は環境の栄養状態に大きく依存し- 123 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

Table 1. Abundance of Virus-Like Particle and Cell in Various Water Columns [31]Temp 2, ˚Cn

VLP ± SD/ml

Cell ± SD/ml

Agrobacterium kieliense 125

97.10 ± 4.34 x 109

1.29 ± 0.62 x 1010 9.0 ± 2.3 (n = 800)

Flavobacterium sp I1604 1
Alc 2331

25
25

9
6

1.60 ± 0.86 x 109
4.51 ± 3.60 x 108

2.32 ± 0.86 x 109
2.39 ± 0.62 x 108

Alc 2521

25

65.88 ± 3.34 x 109

4.67 ± 0.62 x 109

Sample, Date

FVIC, % 3

6.4 ± 2.6 (n = 1000)

Calvi '950620-28
17.6-19.8
27
5.89 ± 2.75 x 10
1.94 ± 0.11 x 105 3.1 ± 2.2 (n = 620)
Calvi '961015-19 4
16.4-17.6
12
1.17 ± 0.11 x 108
1.07 ± 0.11 x 106 5.3 ± 2.8 (n = 485)
6
Pacific '970518
24.5
3
1.28 ± 1.70 x 10
8.81 ± 2.13 x 105
6
Pacific '970519
21.0
33.20 ± 7.12 x 10
3.77 ± 1.02 x 105
6
Pacific '970519
19.6
3
6.26 ± 1.93 x 10
1.17 ± 0.14 x 106
Pacific '970521
15.6
3
7.82 ± 1.43 x 106
7.11 ± 0.13 x 106
6
Pacific '970522
18.3
3
1.56 ± 2.32 x 10
2.26 ± 0.71 x 105
58
Toyoha A '001220
63.5
129.60 ± 0.29 x 10
3.61 ± 0.14 x 106
8
Toyoha B '001220
71.0
126.50 ± 0.28 x 10
2.40 ± 0.12 x 106
Toyoha C '001220
48.3
121.98 ± 0.07 x 107
3.61 ± 0.26 x 106
6
Suiyo APSK04 '010802 21.0 ± 6.25 6
6.03 ± 4.32 x 10
8.26 ± 6.43 x 106
4
Suiyo APSK05 '010808 304.7 ± 6.70 6
2.52 ± 1.05 x 10
5.33 ± 2.19 x 104
6
4
Suiyo APSK07 '010803
250.5 ± 6.25 6
1.85 ± 1.64 x 10
3.23 ± 2.32 x 104
Alte Donau '970302
7.5
61.89 ± 0.88 x 106
2.85 ± 1.27 x 106
7
Alte Donau '970808
5.62 ± 3.59 x 10
8.00 ± 1.21 x 106
17.5
67Alte Donau '970826
18.0
65.11 ± 3.29 x 10
1.01 ± 2.07 x 107
5
Nakanoyu '930301
65.3
66.77 ± 4.34 x 10
6.50 ± 4.78 x 105 7.0 ± 3.6 (n = 530)
5
Nakanoyu '930623
63.8
6
3.41 ± 1.70 x 10
2.70 ± 1.73 x 105 6.7 ± 3.8 (n = 895)
5
Nakanoyu '950520
60.4
61.18 ± 0.73 x 10
2.24 ± 1.23 x 105 7.5 ± 3.9 (n = 720)
7
7
Nakanoyu '970613
79.8
61.41 ± 1.70 x 10
1.70 ± 2.73 x 105 6.5 ± 4.4 (n = 341)
1, 100 h incubated culture broth of marine isolates. Electron microscopic images of particles are given in Fig. 3 C.
2, temperature of culture and sampling site.
3, Frequency of visibly infected cell: Proportion of particle bearing cells to total cell population.
4, electron microscopic image of particles is given in Fig. 1 panel A
5, electron microscopic image of particles is given in Fig. 1 panel B
6, electron microscopic image of particles is given in Fig. 1 panel C7, electron microscopic images of particles are given in Fig. 4
Sampling from Toyoha & Suiyo were supported by “Archaean Park Project”.
5

スの宿主域は厳密に֖定されており，本方法に
3.

ウイルスによる細菌群集の個体数制御

よる測定では実態は把握出来ない．1990 年代初
頭にଢ遠心機とஏ子顕微؈を組み合わせた方法

天然 水界 中に存 在す る夥し い数の ウイ ルス[39]により，天然水圏でのウイルスの分布につ（VLP）群集の殆どは，細菌が宿主であると認いて，知見が得られるようになり，さらに，核࠭されている[34,35]．ウイルスによる細菌群集

酸の特異的蛍光色素による染色と蛍光顕微؈のの個体数制御，‫ۄ‬換えれば細菌死滅要因として組み合わせにより[34]，研究船での採水ࠌ料をの寄与の程度を評価するためには，先ず VLP を研究室に持ち帰ることなく，直ちに船上での検‫ٽ‬数しなければならない．バクリオファージの定が可能となった．一般的に蛍光染色法はஏ子‫ٽ‬数は感染できる宿主細菌を指示菌として溶菌

顕微؈による方法に比べ約 30%程度݄い‫ٽ‬数値

斑測定法 (plaque forming assay) によって行われを与えるが，ஏ子顕微؈による形態観察からウていた[1]．しかし，先にも述べたようにウイル

イルスとは認めなかった粒子も核酸を含めば蛍- 124 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

光染色では‫ٽ‬数されることに֙因する[34,35]．
このようにして得られた水圏でのウイルス密度は，季節変動に伴うウイルス生産の動力学を示し 1.2 x 103 - 1.5 x 109 particles/ml と報告されている[34,35,37,40]．ウイルスの細菌感染に伴う溶菌の結果，DNA を含む生体݄分子の細胞外への放出が֙こる．それ故，ウイルス感染は細菌群集の死滅のみならず，環境への݄分子量 DNA 給
源として重要な要素である．また，ウイルス自身の存在が環境中の݄分子量 DNA pool の重要なശ分を形成する[2,17,35]．
微生物群集の死滅要因であるウイルスの作用

Fig. 2. Cells under virus induction [31].
inclusion bodies found in the cells are viruses.

として，先ず初めに考えられるのは溶菌的感染

Denseによるものである．また同時に，溶原的感染に応答を行い[1,34,35]，その際，prophage の repressor

ついても，それが一般的であると考慮する必要が破壊されることで，溶菌サイクルが誘導されがある．採集したࠌ料をஏ子顕微؈的に調べる

ファージ生産が始まる．誘発処理後，ஏ子顕微と，Fig. 2 に示したように細胞内に粒子が見える؈で検定すると，細胞内に粒子が見えるように細菌がみつかる場合がある．海洋では通常，細なる（Fig. 2 参照）．この個体数がࠌ料とした群菌群集の 0.8 - 4.3 %にウイルス増殖中を示す細集に対してどの程度であるかを検定し，溶原菌

胞内のウイルス様粒子が見出される[37]．通常，

頻度を算出する．所謂，環境汚染物࠽は多くの細胞内に粒子を含む個体数の 10 倍が感染を受け場合，自然界での誘発剤となることが知られてていると考えられ，8 – 43 %の群集に対してウイいる[34,35,44]．これまでに報告されたデータにルスが 死滅要因と して寄与 していると される

よると，環境微生物群集中の Lysogen 頻度は[35,40,41,42]．

0%-121% [44-46]までの開きがある．しかし，一般的な傾向として，栄養豊富な沿岸ശでは溶菌

4.

自然界での溶原菌（Lysogen）頻度性ウイルスが多く溶原菌頻度は 5%以下だが，貧栄養化する傾向が強くなる沖に行くに従い，溶環境中での溶原菌頻度がどの程度であるのか

原菌頻度の増加が見られ 0.1-7.4%程度であるとについて，全てを包括する知見が蓄積してはいされている[47]．自然水圏での死滅要因としてないが，検定が比ԁ的容易な水圏環境について

溶原菌の誘発による効果は，日照により：0%-の知見は，精力的な収集が実施されている

22.2%（平均：8.8%）；環境汚染物࠽などの誘[34,35,43]．通常，環境分離細菌が溶原菌である発剤により：0.6-36.3%の範囲で平均は 15.4%程

か否かを調べるには，採集したࠌ水に溶原性ウ

度の死滅要因になっているとされる．これらをイルス誘発剤（inducing reagents：mitomycine C が総合するとウイルスによる細菌群集の死滅要因

一般的に用いられる）を加えたり UV 照射を行のうち，溶原性ウイルスによるものは，3% 程度

う．これらの処理により，溶原化した細菌は SOS

で 97% は溶菌性ウイルスの寄与によると推定さ- 125 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

れる[34,35]．

が実証的に報告されているのは，プラスミドに

自然水圏でのウイルスの誘発頻度は Table 1 のより伝達されるもののみと‫ۄ‬って良い[2,20,52]．

例にも示したが，群集の数%に通常観測される．

形࠽導入の水平ϸ伝子伝達に対する寄与は，殆しかし，多くの研究報告がある l phage が溶原

ど無視されてきた．一つには，ウイルスの宿主化した大腸菌からの自然誘発率は 0.5%であり[1]，

域が極めて狭隘であると考えられてきたことや，

また phage Mu の場合には 0.01%で，mitomycine

細菌細胞は外来ϸ伝子の取込を抑制する機構をで誘発されない[48]． 自然水圏での誘発率を考持っており，制限修飾系の存在で種を異にする慮する と，大きな 乖離が見 られる．病 院での細菌間でのϸ伝子伝達の潜在的可能性が，೗常Salmonella 分離株は 90%以上が一般型形࠽導入に僅少になると考えられることによる[24]．ま

粒子を作る溶原菌だった事実[49]が報告され，た，先に述べたように広宿主域に感染出来るウ

Lysogen や溶原性ウイルスの自然界での頻度はイルスの割合は，ウイルス全群集の 0.5%未満で僅少とするこれまでの常࠭が，大きな変革を迫あるとされている．更に，形࠽導入はϸ伝子のられている．自然界での死滅要因としての供与体となる細胞が，形࠽導入粒子を生ずる際

Lysogen の寄与がどの程度あるかについては，に 溶 ӂ し て 消 滅 す る 減 衰 的 過 程 （ reductive

今後一層の知見の蓄積が必要であるが，これまprocess）である[53]．このように形࠽導入のϸでの『常࠭』変更の必然性は間違いない．

伝子伝達に対する寄与については，否定的な見ӂが主流であった．しかし，細胞から遊離し浮5.

自然 界 で の水 平 ϸ 伝 子伝 達 に 対す る 形

遊状態にあるウイルスは，ウイルス個体維持に

࠽導入の寄与細胞を最早必要としない形態であり，且つ周囲からは外套により保۲されているので，ϸ伝子

細菌細胞の立場から考えた場合に，ϸ伝子伝の保存並びに伝播と‫ۄ‬う視点からは形࠽導入が達は伝達に必要なܼ素や機構の維持管理など明理想的な方法論である[35]．Bergh らにより見いらかにコストが掛かる側面を持つと同時に，組だされた環境ウイルスの豊富な存在は[33]，微換によるϸ伝子獲得は生存に有利な機会を獲得

生物社会構成員のウイルス感染性（感受性）がする利益も認められる．更に，環境ストレスに個体数の制御程度を決定するのみならず，形࠽

対しより良く適応を可能とするϸ伝子の獲得は，導入による染色体上ϸ伝子や染色体外ϸ伝子の結果として進化と多様性を推進めると考えてよ

再編は微生物群集にとってのϸ伝子給源としていだろう．もしも，ϸ伝子伝達が֙こらない場

機能すると‫ۄ‬う視点の検討を促した[33-35,43]．

合には，『ϸ伝子複製での誤り』が蓄積するこ

20 世紀最後の 10 年間に急速な進捗を遂げたとを考えると，ϸ伝子伝達は群集安定化に資す

微生物全ゲノム DNA 塩基配列ӂ析の結果は，

る『ϸ伝子修復機構』としても作用していると

೗常に系統的໸縁性の遠い古細菌・真正細菌間考えられる[5]．今日，細菌ϸ伝子構造の研究かでも頻繁な水平ϸ伝子伝播が行なわれた証拠をらも，最‫ة‬の進化的過程で水平ϸ伝子伝達が֙提示し，生物間での水平ϸ伝子伝達は実験室内こり続けていることは明らかである[2,50,51]．

での単なる奇妙な事象ではなく，微生物社会で現状では，自然界で『動くϸ伝子』の細菌種やの構成的な要素であることを実証するに到った．

属をэえた『節操のない（promiscuous）』動態

水圏での浮遊細菌種のゲノムには平均 2.6 の溶- 126 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

原化ウイルスが存在し，数多くの細菌ゲノムのている時期に細胞の状態をஏ子顕微؈で観察し3-10％がプロファージ DNA から構成されている

たところ，出芽様機構での粒子生産を認めた[29].

と‫ۄ‬う[54,55]．大腸菌とサルモネラ菌は約 1 億生産様式としては慢性的感染（chronic infection）

年前に 種として分 化したと 考えられて いる．

に໸似すると判断した．精製した粒子を，ϸ伝

rRNA ϸ伝子はこれら 2 種で極めてよく保存さ系統が superfamily level で異なる大腸菌を受容菌

れているが，大腸菌ゲノムの大きさは 4.5-5.5 Mb

として感染させたところ，大腸菌の平板効率がの範囲で変化しており，その内の約 10％は種分

6%–96 % 減少した．さらに興味深いことに，溶化後のこの 1 億年の間に水平ϸ伝子伝達の結果

菌ファージの代表格である T4 の大腸菌致死効率として獲得されてきたと考えられる[55]．また，が 7 オーダー抑制される条件で粒子を紫外線処

最‫ة‬新聞紙上で騒がれ，衆目を集める病原性大理した場合にも，この受容菌致死効果は殆ど変腸菌 O-157 株は 1.44 Mb に及ぶ該菌株特異的な化しなかった．従って，この粒子による受容菌

DNA を持つが，このうちの 50％に相当するശ

致死効果は溶菌性ウイルスのそれとは異なって

分はプロファージまたはプロファージ残余配列いると考えられる[27-29]．また，先にも述べたから構成されていた[56]．更に，O-157 株ゲノム

ようにウイルスが 1 属レベルをଢえる宿主域をにはプロファージ様ϸ伝因子と見られる大きな示す場合を広宿主域と呼ぶが，この粒子は属以6 個の染色体断片が組込まれており[56]，該菌株

上の広い宿主に対しても効果を示し，広宿主域の種分化にウイルスの媒介による水平ϸ伝子伝に対する生理作用を保持した．

達：即ち形࠽導入が݄頻度且つ主要な役割を演

溶原性ウイルスの一種と考えられるこれら海じたと考えられている[57]．このように，自然洋細菌֙源粒子の，広宿主域へのϸ伝子伝達の界での形࠽導入頻度は，これまでの予想をはる

可否を検討するために，致死効果検定と同様にかに凌ҿする程度であると考えて良い．

rDNA の系統的には粒子が由来する菌株と少な
くとも Superfamily level で異なる大腸菌の突然6.

自然界での広宿主域ϸ伝子伝達粒子

変異株を受容菌に選び，複数の栄養要求性ϸ伝
子標࠭を用い要求性の復帰を指標に形࠽導入実

通常生菌数として分離される細菌（Lysogen）

験 を 行 っ た と こ ろ 10-7cfu/particle-10-2cfu/particleの中に，これまで知られているものとは全く性の範囲（平均：10-4cfu/particle）の効率で形࠽導࠽を異にするものがいることを筆者らが見出し入体を生じた．由来した海洋細菌種により形࠽た[25-32,58]．

導入頻度にはばらつきがあるが，一つの種からある種の海洋分離細菌を 100 時間以上培養し得られた粒子での各標࠭についての伝達頻度は続けたところ，培養液中にウイルス様粒子が細大略一定で，一般型形࠽導入が行われていると菌群集密度の 1/10~1/1 程度の割合で蓄積するこ考えられる[27,28,30]．このように，海洋分離細とを見出した．粒子生産は細菌が定常期に入る

菌により生産された粒子は広宿主域の性格を示と自己誘発的に開始された[25]．この粒子を精したが，その範囲を検定するࠌみとして，枯草製し，細菌の死滅要因として有効か否かを検討

菌への作用を検討したところ平板効率が約 65%した．少なくともこの粒子の溶原菌を平板培養となり，相互作用の存在を示したが，形࠽導入

しても plaque は生じない．粒子生産が誘導されは確認出来なかった（Chiura unpublished data）．

- 127 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

今日まで環境中での形࠽導入とウイルス-宿主

amount, 2.23 x 1011; particle size, 104.4 ± 9.2 nm in

相互関係の知見の殆どは，中温性細菌群集につdiameter; proportion, 40.1%; protein/nucleic acid

いて得られたもので[53,59-62]，݄熱水系でのウ

ratio, 23.93)が保持する核酸種は DNase に感受性

イルス様粒子の分布やそれらの生態学的役割にで，dsDNA として約 406.4 kb の分子量であった．

ついての知見は殆ど得られていない．熱水噴出

該 VLPs の受容菌致死効果は，海洋細菌֙源の口からの噴出水中に粒子状 DNA が存在してい粒子と同様に，粒子の紫外線処理の如何に拘らたとの報告はあるが[63]，温泉や海底熱水系のず認められた．また，栄養要求性回復を指標とような極限環境下でのウイルス-宿主関係は，全した形࠽導入株が 10-6–10-7 transductants/particle

く検証されて来なかった．݄熱環境下の微生物の頻度で生じた[30]．この知見により，最も古は，宿主細胞の培養が困難であることやウイルい系統に属する細菌を宿主としていたウイルス

ス生産に要する時間がଥいことなどの障害にਝ様粒子は，系統的に最も新֖な細菌に対してϸ

まれ，古細菌に感染する二三のウイルスについ伝子伝達を行い得たことが実証された．更に，ての報告[64]があるのみである．70℃以上の温大腸菌形࠽導入株（ST-E-trans）から再生産によ

泉は，低酸素分圧で極限環境の好例である[65]．

り生じたウイルス様粒子（STEVP）を枯草菌に

筆者らはଥ野県中ノ湯温泉(36˚12'N, 137˚36'E)に感染させたところ，紫外線処理の如何に拘らず棲息する微生物マットである硫ѻ芝（Sulphur-

約 30%の受容枯草菌致死効果を示し，ϸ伝子伝turf）に注目し，該温泉から好熱菌由来のウイル

達 頻 度 と し てス様粒子を採集した[29]．Table 1. に示した通り，

transductants/particle が得られ（Chiura et al, Abstr.

1997 年の採集時のみ温泉水温度が略 80℃あり，Marine Biotech. Conf. 2003），形࠽導入頻度は同時にウイルス様粒子の群集密度はそれまでの

ST-VLP にԁべ若干の低下が認められた．しか採集時と比ԁして約 100 倍だった．硫ѻ芝を形し，一般にグラムД性菌のϸ伝子は，人為的な成する主要微生物であるଥい桿菌は，いまだに操作を施したプラスミドや例外的なトランスポ

人工培養不能であるが，山本らにより 16S rDNA

ゾン Tn916 によらなければ，機構の異なるグラ

塩基配列の検討から，細菌ドメインでの最も深ムຕ性菌では発現出来ないと考えられている[2]．

い分岐系統に属する Aquificales に属しているこ

それ故この知見は，自然界での『形࠽導入が微とが明らかにされた[66]．1997 年の採集時には生物群集の多様性増進に，極めて大きな役割を

Aquificales に属する細菌が全棲息微生物群集の果たす』潜在的可能性を，実証した初めての例

97.4%に達しており，群集を占有していると考えである[30]．また，受容菌の範囲を広げ，古細て良い状態で，採集したウイルス様粒子は菌として Sulfolobus acidocaldarius，真核生物とAquificales ֙源であるとして問題ない状況証拠

して出芽ܼ母 Saccharomyces cerevisiae を受容菌が得られた．生命の֙源は݄熱環境に求められとして検討した場合にも，同程度の受容菌致死る（本特集、山本：微生物生態系の進化過程 参効果に加えて 10-8–10-3 transductants/particle の形照）ので，より広宿主域を示すウイルス様粒子

࠽導入頻度が得られた(Chiura et al, Abstr. Marine

を好熱菌に求め得る可能性が݄いと判断し，受Biotech. Conf. 2003)． このように，系統的に最容菌として大腸菌に枯草菌も加えて検定を行っも深い分岐を持つ好熱性細菌֙源のウイルス様た．精製した粒子(ST-VLP: r25, 1.2892 ± 0.0188;

粒子は，ドメインを異にする受容微生物に対し- 128 -

2

x

10-8

-

1

x

10-7

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

水平ϸ伝子伝達を達成することが明らかとなり，
今日のウイルス概念[67]では説明が困難な事実が示された．今日までの概念では，ウイルス形
࠽導入粒子によるϸ伝子伝達は不稔感染ゆえに，環境中での水平ϸ伝子伝達への寄与は無視しても差支えない程度だと理ӂされてきた[46]．ところが上述のように，海洋細菌や好熱菌から得られた粒子による形࠽導入の結果生じた復帰変異株は粒子生産能をも獲得し，再生産された粒
子も元の粒子と同様，受容菌に対し致死効果とϸ伝子伝達能を示した．海洋分離細菌により生産された粒子並びに海洋や温泉から分離精製したウイルス様粒子による，受容菌致死効果・ϸ
伝子導入効率と多重感染度との関係を粒子の例
とともに Fig. 3 に示す[27-30]．
ここで，この様な粒子特徴を持つ粒子を Vector
Particle (VP)と呼ぶことにする．
これまで実施した調査の結果，同様の VP 粒
子生産を確認出来たものは，海洋細菌
Proteobacteria a & g subdivision：20 株，好熱硫ѻ
酸 化 細 菌 Aquificales ： 1 株 ， ଢ ݄ 熱 古 細 菌
Thermococcus：1 株からであった[27-32]．好熱硫

Fig. 3. Lethal effect expressed as efficiency ofplating (EOP) and transduction frequencies under
different multiplicity of infection (MOI) [27-31].
A: EOP of Virus-Like Particles (VLPs) on
Escherichia coli at various MOI (Source: ◇coliphage T4 as control; n Agrobacterium kieliense;l A. kieliense derived VLP mediated E. colitransductant produced VLP; s Alc 096; ◆ Alc 233;
□ Alc 252; ○ Flavobacterium sp I1604; △ West
Mediterranean Sea; ' Aquificales sp derived VLP
mediated E. coli transductant produced VLP).
Closed diamond symbol with “UV” letter inside
represents UV irradiated coliphage T4 (15 W UVsterilising tube from 15 cm distance for 15 min).
B: Transduction frequency on an auxotrophic E. coli
at various MOI (Source VLPs: n Agrobacterium
kieliense; l A. kieliense derived VLP mediated E.
coli transductant produced VLP; s Alc 096; ◆ Alc
233; □ Alc 252; ○ Flavobacterium sp I1604; △West Mediterranean Sea; ' Aquificales sp derived
VLP mediated E. coli transductant produced VLP).
C: Electron micrographic images of VLPs [31].
VLPs in culture were examined with electron
microscopy, using the methods given in Fig. 1.
VLPs produced from marine isolates.

ѻ酸化細菌 Aquificales からの粒子生産の様子をFig. 4 に示した．得られたϸ伝子伝達実験の結果
を分子系統樹の上に纏めて Fig. 5 に示した．
このようにして明らかに出来た実験的な事実
は，Levin と Lenski により提出された『ウイルスは、溶原性という能力により，宿主に対する
gene pool の役割を果たしつつ共進化する』という概念を支持している[68]．生物の合目的性を考えるとありそうなことである．

- 129 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

Fig.3 - Continued

Fig. 4. Electron microscopic images of virus-like particles production from the cell [28-31]. A: Ultrathin section of
Aquificales cell under particle induction taken from the sulphur-turf. An inclusion body is able to observe on the left end of
the cell. B: “Budding-like” particle production of the Aquificales cell. Procedure of the particle production was observed in
the end of cell from the left to the right panel. C: “Budding-like” particle production from an E. coli transductant cell, which
was generated by the reproduced particle from an Aquificales derived particle-mediated E. coli transductant. D: “Buddinglike” particle production from a Bacillus subtilis transductant cell, which was generated by the reproduced particle from an
Aquificales derived particle-mediated E. coli transductant.

6.
- 130 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

Fig. 5. Universal phylogenetic tree and gene flux with the aid of sulphur-turf bacterium originating “ST-VLP” andvector particles produced by “ST-VLP”-mediated E. coli transductant (STE-trans).
Arrows show the gene flow mediated by “ST-VLP” from sulphur-turf bacterium to recipient B. subtilis and E. coli.
Reproduced particles from STE-trans (STEVP) were further transferred genes towards variety of recipients. Gene flow
back towards E. coli was also found.

7. 広宿主域ϸ伝子伝達粒子の生産様式

つ宿主に，このような性格の粒子が今日まで保
存されている事実は，細胞が緊急事態に備え備

極めて広い範囲の受容菌と相互作用を示す好熱硫ѻ酸化細菌 Aquificales を֙源とする粒子は，蓄した染色体ϸ伝子の貯蔵庫がウイルスの֙源だったと想像を逞しくさせる．

生産に際して出芽様の機構を採り（Fig. 4 参照），

今日，出芽機構の生産方式を採るウイルスは，

生産݄は 1 細胞当たり平均約 3 個（1-5 個の範囲）

動物のウイルス中の enveloped virus に数多く見である[27-32]．この生産に際しての性࠽は，自られるが[70,71]，細菌ウイルスとしては僅かに己誘発的に生産され広宿主域を示した他の粒子

Pseudomonas の dsRNA virus である ø6 とその少に つ い て も 見 ら れ た ． ST-VLP の 本 来 の 宿 主

数の໸縁にのみ見出される[72,73]．出芽機構に

Aquifex sp の全ゲノム塩基配列は未だ明らかにさより生産されるウイルスは細胞から遊離する際れていないが，既に全ゲノム配列の明らかになに細胞の破壊を伴わず，また，細胞に侵入するっている Aquifex aeolicus [69]と同程度のゲノム際は細胞膜と融合することが知られる[71]．現

サイズ（1.55 Mb）であるとすれば，1 個当たり

在，ST-VLP や同様の性格を持つ粒子が如何にの ST-VLP が粒子内ശに取込める宿主染色体断して受容菌に入り，また，どのようにして生産片のଥさは約 1/4 ゲノムサイズとなる．生産݄

されるのかについての分子機構は全くӂっていの知見を併せて考えると，この粒子の本来の目ないが，動物ウイルスと໸似した性格を持つ原的は宿主ϸ伝子の backup としての機能ではない

核細胞を֙源とするウイルス様粒子の存在は，だろうか．細菌の系統として最も深い分岐を持極めて興味深い．

- 131 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

海洋細菌が生産する粒子のうち Agrobacterium

ଥさの断片がその殆どを占めていると考えられ

kieliense の粒子は envelope の中に直径が約 120

るが[32]，粒子生産様式や生産される粒子系がnm の粒子を 1~5 個の含み，envelope の大きさ

均一ではないことなど，真核生物ウイルスに見は 200~500 nm に分布するが[27]，他の殆どはられる性格と໸似した特徴を備えていることは

夫々概ね均一の直径で一定の浮遊密度を与える．

興味深い．今日までの一般的な概念による形࠽

一方，好熱菌から大腸菌に形࠽導入して得られ導入と出芽様機構による『Serial-transduction』のた STEVP 粒子は，再度の形࠽導入に際して粒子概念図を Fig. 6 に示した．

径を分級し可及的に均一化して用いても，再生

これらの知見を糾合して考えてみると，現在産される粒子系が均一にならず，浮遊密度も異の水圏に豊富に見られるウイルス様粒子群集中なった subpopulation が得られる[32]．

に，広い宿主域に対しϸ伝子を水平伝達する媒現在知られているウイルスの中で，大きさの体が保存されている可能性は೗常に現実味を帯

異なる virion を生産するものは動物ウイルスのびている．検討してきた広宿主域ϸ伝子伝達粒

うちの Paramyxovirus のみであり，nucleocapsid

子の中で，特に系統的に『古い』好熱細菌を本には ssRNA が含まれる[70,74]．STEVP 粒子に含来の宿主とするものは，現在のウイルスの原形

まれる核酸種は DNA で，宿主染色体の一定の的な性࠽を今日まで保存しているかに見える．

Fig. 6. A schematic representation of ordinary transduction and “serial transduction”. Left half panel shows a life cycle oflysogens, and production of transducing particle. Note transducing particle would not be capable of producing progeny
virus from the transductant. Right half shows the serial transduction with the aid of “broad-host range gene transfer
particles” discussed in this article. Transductants generated with the “particles” acquire particle production withoutaccompanying cell lysis.

- 132 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

今日のウイルスが『誤って』宿主染色体の一ശ

[5] Levy, S.B. and Miller, R.V. Gene transfer in theを粒子に取込み，形࠽導入を通じてϸ伝子の水environment, MacGraw-Hill, New York, 1989.

平伝達に与る事実は，ウイルスが何故生物界に[6] Bertani, G. Transduction-like gene transfer in the

存在する必然があったのかを，今に伝える縁なmethanogen Methanococcus voltae, J. Bacteriol.

のではなかろうか？

181, 2992-3002 (1999).
[7] Eiserling, F., Pushkin, A., Gingery, M. and

筆者の最‫ة‬の研究は，文ശ科学省・日本学術

Bertani, G. Bacteriophage-like particle

振 興 会 科 学 研 究 費 助 成 金 No.10490012 ，

associated with the gene transfer agent of

No.12490009 ， No.14208063 ， No.14405016 ，Methanococcus voltae, PS. J Gen. Virol. 80,

No.16310031，文ശ科学省科学振興調整費総合研

3305-3308 (1999).

究ҭ題「海底熱水系における生物・地࠽相互作[8] Lang, A. S. and Beatty, J. T. Genetic analysis of

用のӂ明に関する国際共同研究」（アーキアン・

a bacterial genetic exchange element: The geneパーク‫ٽ‬画）における「熱水循環系の比ԁと総transfer agent of Rhodobacter capsulatus, Proc.

合的モデルの構築」並びに協和発ܼ工業株式会

Natl. Acad. Sci. USA 97, 859- 864 (2000).

社奨学寄付金の支援を受け，文ശ科学省私立大[9] Solioz, M. and Marrs, B. The gene transfer agent

学（2003-2007 年度 国際基督教大学）学術フロ

of Rhodopseudomonas capsulata, Arch. Biochem.

ンティア推進事業の中で実施中である．

Biophys. 181, 300-307 (1977).
[10] Wall, J. D., Weaver, P. F. and Gest, H. Gene

参考文献

transfer agents, bacteriophages, and bacteriocins
of Rhodopseudomonas capsulata, Arch.

[1] Birge, E. A. Bacterial and bacteriophage genetics- 3rd edn, pp. 264-266, Springer-Verlag, New

Microbiol. 105, 217-224 (1975).
[11] Wood, A. G., Whiteman, W. B. and Konisky, J.

York, 1994.

Isolation and characterization of an[2] Lorenz, M. G. and Wackernagel, W. Bacterial

archaebacterial virus-like particle fromgene transfer by natural genetic transformation in

Methanococcus voltae A3, J. Bacteriol. 171, 93-

the environment, Microbiol. Rev. 58, 293-316

98 (1989).

(1994).

[12] Yen, H. C. and Marrs, B. L. Map of genes for[3] Kahn, M. G., Barany, F. and Smith, H. O.
Transformasomes:

Specialized

carotenoid and bacteriochlorophyll biosynthesis

membranous

in Rhodopseudomonas capsulata, J. Mol. Biol.

structures that protect DNA during Haemophilustransformation. Proc Natl Acad Sci. 80, 6927-

126, 619-629 (1976).
[13] Yen, H. C., Hu, N. T. and Marrs, B. L.

6931 (1983).

Characterization of the gene transfer agent made[4] Doward, D. W., Garon, C. F. and Judd, R. C.

by an overproducer mutant ofExport and intercellular transfer of DNA via

Rhodopseudomonas capsulata, J. Mol. Biol. 131,

membrane blebs of Neisseria gonorrhoeae, J

157-168 (1979).

Bacteriol. 171, 2499-2505 (1989).

[14] Ambile-Cuevas, C. F. and Chicurel, M. E.

- 133 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

Bacterial plasmid and gene flux, Cell 70, 189199 (1992).

322, 706-712 (1986).
[23] Miller, R. V. Bacterial gene swapping in nature,[15] Gauthier, M. J. and Breittmayer, V. A. Genetransfer in marine environments, In J.C. Fry and

Scientific American Jan. 66-71 (1998).
[24] Streips, U. N. and Yasbin, R. E. Modern

M.J. Day (ed.), Bacterial Genetics in Natural
Environments, pp. 100-110, Chapman and Hall,

microbial genetics. Wiley-Liss, New York, 1991.
[25] Chiura, H. X. and Takagi, J. Phage-like particles

London, UK, 1990.

production and gene transfer by marine bacteria,[16] Steward, G. F., Smith, D. C. and Azam, F.

Bull. Jpn. Soc. Microb. Eco. 19, 74-90 (1994).

Abundance and production of bacteria and[26] Chiura, H. X., Kato, K. and Takagi, J. Phage-likeviruses in the Bering and Chukchi seas, Mar.

particles released by a marine bacterium, Wien.

Ecol. Prog. Ser. 131, 287-300 (1996).

Mitteil. 128, 149-157 (1995).

[17] Giovannoni, S. and Rappé, M. Evolution,[27] Chiura, H. X. Generalized gene transfer by virus-

diversity, and molecular ecology of marine

like particles from marine bacteria, Aquat.

prokaryotes. In Kirchman, D. (ed.). Microbial

Microb. Ecol. 13, 74-85 (1997).

Ecology of the Oceans, pp. 47-84, Wiley-Liss,[28] Chiura, H. X., Velimirov, B. and Kogure, K.

New York, 2000.

Virus-like particles in microbial population[18] Stackebrandt, E. and Goebel, B. M. Taxonomic

control and horizontal gene transfer in aquatic

note: a place for DNA-DNA reassociation andenvironments, In C. R. Bell, M. Brylinsky and P.

16S rRNA sequence analysis in the present

Johnson-Green (ed.), pp. 167-173, Microbial

species definition in bacteriology, Appl. Environ.

Biosystems, New Frontiers, Proceedings of theMicrobiol. 44, 846-849 (1994).

8th International Symposium on Microbial[19] Heineman, J. A. and Sprague, G. F. Jr. Bacterial

Ecology, Atlantic Canada Society for Microbial

conjugative plasmids mobilize DNA transfer
between bacteria and yeast, Nature 340, 205-209

Ecology, Halifax, Canada, 2000.
[29] Chiura, H. X., Yamamoto, H. Koketsu, D. Naito,(1989).

H. and Kato, K. Virus-like particle derived from[20] Sikorski, R. S., Michaud, W., Levin, H. L.,a bacterium belonging to the oldest lineage of the

Boeke, J. D. and Hieter, P. Trans-kingdom

Domain Bacteria, Microbes Environ. 17, 48-52

promiscuity, Nature 345, 581-582 (1990).

(2002).

[21] Suttle, C. A., Chan, A. M. and Cottrell, M. T.

[30] Chiura, H. X. Broad host range xenotrophic gene

Infection of phytoplankton by viruses andtransfer by virus-like particle from a hot spring,

reduction of primary productivity, Nature 347,

Microbes Environ. 17, 53-58 (2002).

467–469 (1990).

[31] Chiura, H. X. Marine lysogenic virus, Kaiyo[22] Stachel, S. E., Timmerman, B. and Zambryski, P.

33,137-145 (2003).

Generation of single-stranded T-DNA molecules[32] Chiura, H. X. and Umitsu, M. Isolation andduring the initial stages of T-DNA transfer fromcharacterisation of broad-host range gene

Agrobacterium tumefaciens to plant cells, Naturetransporter particles from geo-thermal vent of- 134 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

Toyoha Mine, Microbes Environ. 19, 20-30

infection in organic particle flux, Mar. Ecol.

(2004).

Prog. Ser. 69, 133-142 (1991).

[33] Bergh, Ø., Børsheim, K.Y., Bratbak, G. and[43] Weinbauer, M. G. and Rassoulzadegan, F. Are

Heldal, M. High abundance of viruses found inviruses driving microbial diversification andaquatic environments, Nature 340, 467-468

diversity? Environ. Microbiol. 6, 1-11 (2003).

(1989).

[44] Cochran, P. K., Kellogg, C. A. and Paul, J. H.

[34] Fuhrman, J. A. Marine viruses and their

Prophage induction of indigenous marine

biochemical and ecological effects, Nature 399,

lysogenic bacteria by environmental pollutants,

541-548 (1999).

Mar. Ecol. Prog. Ser. 164, 124-133 (1998).

[35] Wommack, K. E. and Colwell, R. R.

[45] Cochran, P. K. and Paul, J. H. Seasonal

Virioplankton: viruses in aquatic ecosystems,

abundance of lysogenic bacteria in a subtropical

Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64, 69-114 (2000.)

estuary, Appl. Environ. Microbiol. 64, 2308-[36] Hendrix, R. The long evolutionary reach ofviruses, Curr. Biol. 9, 9914-9917 (1999).

2312 (1998).
[46] Kokjohn, T. A. Transduction: Mechanism and[37] Weinbauer, M. G. and Peduzzi, P. Frequency,

potential for gene transfer in the environment, In

size and distribution of bacteriophages in

S.B. Levy and R.V. Miller, (eds) Gene transfer indifferent marine bacterial morphotypes, Mar.

the environment, pp. 73-97, MacGraw-Hill, New

Ecol. Prog. Ser. 108, 11-20 (1994).

York, 1989.

[38] Tukagoshi, T. and Franklin, R. M. Structure and[47] Tapper, M. A. and Hicks, R. E. Temperate

synthesis of a lipid-containing bacteriophageviruses and lysogeny in Lake Superior

XIII. Studies on the origin of the viralbacterioplankton. Limnol. Oceanogr. 43, 95-103

phospholipids, Virology 59, 408-417 (1974).

(1998).

[39] Børsheim, K. Y., Bratbak, G. and Heldal, M.

[48] Howe, M. M. Phage Mu: An overview. In:

Enumeration and biomass estimation ofSymonds, N., A. Toussaint, P. Van De Putte andplanktonic bacteria and viruses by transmission

M.M. Howe (eds) Phage Mu. pp. 25-39, Coldelectron microscopy, Appl. Environ. Microbiol.

Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor,

56, 352-356 (1990).

NY, (1987).

[40] Weinbauer, M. G. and Peduzzi, P. Significance[49] Schicklmaier, P. and Schmieger, H. Frequency ofof viruses versus heterotrophic nanoflagellates

generalized transducing phages in naturalfor controlling bacterial abundance in theisolates of the Salmonella typhimurium complex,

northern Adriatic Sea, J. Plank. Res. 17, 1851-

Appl. Environ. Microbiol. 61, 1637-1640 (1995).

1856 (1995).

[50] Paul, J. H. Intergenetic natural plasmids[41] Proctor, L. M. and Fuhrman, J. A. Viraltransformation between Escherichia coli: andmortality of marine bacteria and cyanobacteria,

Vibrio species. In M.J. Gauther (ed.), Gene

Nature 343, 60-62 (1990).

Transfers and environment. Springer-Verlag KG,[42] Proctor, L. M. and Fuhrman, J. A. Roles of viral

Berlin, Germany, 1992.

- 135 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137[51] Young, J. P. W. and Wexler, M. Sym plasmid

Wellington and J.D. Van Elsas (ed.), Genetic

and chromosomal genotypes are correlated ininteractions among microorganisms in thefield population of Rhizobium leguminosarum, J.

natural environment, pp. 176-193, Pergamon

Gen. Microbiol. 134, 2731-2739 (1988).

Press, Oxford, 1992.

[52] Mazodier, P. and Davies, J. Gene transfer[60] Ogunseitan, O. A., Sayler, G. S. and Miller, R. V.

between distantly related bacteria, Annu. Rev.

Dynamic interactions of Pseudomonas

Genet. 25, 147-171 (1991).

aeruginosa and bacteriophages in lake water,[53] Miller, R. V., Ripp, S., Relicon, J., Ogunseitan,

Microb. Ecol. 19, 171-185 (1990).

O. A. and Kokjohn, T.A. Virus-mediated gene[61] Ripp, S. and Miller, R. V. Effects of suspended

transfer in freshwater environment, In M.J.

particulates on the frequency of transduction

Gauthier (ed.), Gene transfers and environment,

among Pseudomonas aeruginosa in freshwater

pp. 51-62, Springer-Verlag KG, Berlin, Germany,environments, Appl. Environ. Microbiol. 61,

1992.

1214–1219 (1995).

[54] Brüssow, H. and Hendrix, R. W. Phage[62] Saye, D. J. and Miller, R. V. The aquatic

genomics: small is beautiful, Cell. 108, 13-16

environment: Consideration of horizontal gene(2002).

transmission in a diversified habitat, In S.B.

[55] Lawrence, J. G., Hatfulland, G. F. and Hendrix,

Levy and R.V. Miller, (ed.), Gene transfer in the

R.W. Imbroglios of viral taxonomy: genetic

environment. pp. 223-259, MacGraw-Hill, New

exchange and failings of phenetic approaches, J.

York, NY, 1989.

Bacteriol. 184, 4891-4905 (2002).

[63] Straube, W. L., Deming, J. W., Somerville, C. C.,[56] Hayashi, T., Makino, K., Ohnishi, M., Kurokawa,

Colwell, R. R. and Baross, J. A.Particulate DNA

K., Ishii, K. Yokoyama, K. et al. Completein smoker fluids: evidence for existence ofgenome sequence of enterohemorrhagic

microbial populations in hot hydrothermal

Escherichia coli O157:H7 and genomic

system, Appl. Environ. Microbiol. 56, 1440-

comparison with a laboratory strain K-12, DNA

1447 (1990).

Res. 8, 11-22 (2001).

[64] Zillig, W., Reiter, W-D,. Palm, P., Gropp, F.,[57] Ohnishi, M., Kuokawa, K. and Hayashi, T.

Neumann, H. and Rettenberger, M. Viruses ofDiversification of Escherichia coli genomes: arearchaebacteria, In R. Calender (ed.), The

bacteriophages the main contributors? Trends

bacteriophage I, pp. 511-558. Plenum Press,

Microbiol. 9, 481-485 (2001).

New York, 1988.

[58] Chiura, H. X., Hirota, K. and Takagi, J.

[65] Kunshner, D. J. Microbial life in extreme

Eubacterial strains sensitive to Aphidicolin areenvironments, In E. T. Ford (ed.), Aquatic

discovered among marine bacteria, J. Gen. Appl.

microbiology, pp. 383–408, Blackwell ScientificMicrobiol. 38, 87-91 (1992).

Publications, Oxford, 1993.

[59] Miller, R. V. and Sayler, G. S. Bacteriophage-[66] Yamamoto, H., Hiraishi, A., Kato, K., Chiura, H.

host interactions in aquatic system, In E.M.H.

X., Maki, Y. and Shimizu, A. Phylogenetic- 136 -

Viva origino 32 (2004) 118 - 137

evidence for the existence of novel thermophilic

Sambrook, J. and White, D. A. The biology ofbacteria in hot spring sulfur-turf microbial matsanimal viruses, 2nd ed, Academic Press, New

in Japan, Appl. Environ. Microbiol. 64, 1680-

York, NY, 1974.

1687 (1998).

[71] Garoff, H., Hewson, R. and Opstelten, D-J. E.

[67] Ackermann, H-W. Tailed bacteriophages: theVirus maturation by budding, Microbiol. Mol.

order Caudovirales, Adv. Virus Res. 51, 135-201(1999).

Biol. Rev. 62, 1179-1190 (1998).
[72] Bamford, D. H., Romantschuk, M. and[68] Levin, B. R. and Lenski, R. E. Coevolution inSomerharju, P. J. Membrane fusion inbacteria and their viruses and plasmids, In D.J.

procaryotes: bacteriophage ø6 membrane fuses

Futuima and M. Slatkin (ed.), Coevolution, pp.

with the Pseudomonas syringae outer membrane,99-127, Sinauer, Sunderland, MA, 1983.

EMBO J. 6, 1467-1473 (1987).

[69] Deckert, G., Warren, P. V., Gaasterland, T.,[73] Vidaver, A. K., Koski, R. K. and Van Etten, J. L.

Young, W. G., Lenox, A. L, Graham, D. E.,

Bacteriophage ø6: a lipid-containing virus of

Overbeek, R., Snead, M. A., Keller, M. Aujay,

Pseudomonas phaseolicola, J. Virol. 11, 799-805

M., Huberk, R., Feldman, R. A., Short, J. M.,(1973).

Olsen, G. J. and Swanson, R. V. The complete[74] Flint, S. J., Enquist, L. W., Krug, R. M.,

genome of the hyperthermophilic bacterium

Racaniello, V. R. and Sakalka, A.M. Principle

Aquifex aeolicus, Nature 392, 353-358 (1998).

of virology, Am. Soc. Microbiol, Washington[70] Fenner, F., McAuslan, B. R., Mims, C. A.,

DC, USA, 2000.

- 137 -