環境省請負事業

平成 22 年度マリンワーカー事業（オニヒトデ駆除手法調査事業）
実施報告書

平成 23 年 3 月
財団法人 黒潮生物研究財団

目

１．背景と目的次……………………………………………………………………… 1

２．試験に使用した薬品 ……………………………………………………………………… 2
３．試験に使用した器具 ……………………………………………………………………… 6
４．試験結果……………………………………………………………………… 7（１）野外実験①

有効な薬剤の検索（２）野外実験②

有効な薬剤の検索・増粘剤添加の効果確認（３）水槽実験②

アンモニウム塩・有機酸の増粘効果確認（４）水槽実験①

最適酢酸濃度の検討（５）野外実験③

酢酸濃度、増粘剤添加の効果確認（６）野外実験④

酢酸濃度、注射量の検討（７）試験駆除

実際に海域で酢酸と連続注射器を用いた駆除を試験的に実施

５．効果的な駆除方法について……………………………………………………………14

６．酢酸を注射されたオニヒトデについて …………………………………………………15
７．調査写真集
資料編………………………………………………………………………16

１．背景と目的
近年、足摺宇和海国立公園をはじめ沖縄諸島、奄美諸島、九州西岸、紀伊半島南岸など
我が国の広範囲な海域において、サンゴ類を食するオニヒトデの大量発生が確認され、サンゴ群集に多大な被害を及ぼしている。そのため、サンゴ群集保全を目的とした駆除活動が各地の地方自治体や地元住民、ボランティア等により実施されている。
オニヒトデの駆除は従来、手カギや魚バサミ、火バサミなどを用いて 1 匹ずつ捕獲し、カゴや網袋、土嚢袋などに獲りためて船上にとりあげ、陸揚げしてトラックなどにより処分場に運んで焼却または埋設によって処理されるのが一般的である。
しかしオニヒトデの表面に密生している棘には強い毒が含まれているため、捕獲･陸揚げによる方法では、オニヒトデを網袋などに入れる際、オニヒトデを入れた網袋などを引いて海中を移動する際、オニヒトデを入れた網袋などを船上に取り上げる際などに、駆除作業に従事するダイバーがオニヒトデの毒棘に刺される事故が後を絶たない。また、海上での輸送時や港湾においてトラックなどに積み替える際に作業員が刺される事故も少なからずあり、中には病院で治療を受けなければならない重症例もでている。
さらに、オニヒトデは水分含量が高いため、一度に大量のオニヒトデを焼却することが困難な上、臭気を嫌って埋設処分場が多量のオニヒトデの受入を拒む例があり、処分に高額な費用がかかること、高知県や鹿児島県においてはオニヒトデの駆除を行うにあたり漁業調整規則における特別採捕の許可が必要であるなど、駆除を行う上でさまざまな問題点が指摘されている。
これらの問題点の多くを解決する手段として、薬剤注射によるオニヒトデ駆除法があり、既に国内外においてさまざまな薬品を用いた手法が試されている（Great Barrier Reef Marine
Park Authority 1995, 特開 2007-161691 など）。有識者からは、注射による駆除は薬品の安全性や注射に用いる器具の価格や利便性が高ければ高い効果が得られる可能性があると指摘されているが、これまでのところ決め手となる手法は確立できていない。
そこで、薬物注射を用いた安全･安価で充分なオニヒトデ駆除効果を上げられる手法の確立を目指すと共に、国立公園の海中景観の保全に資することを目的として本調査が実施された。

1２．試験に使用した薬品
既存の資料により公開されている、オニヒトデに薬剤を注射することによる駆除で使用される薬品は、以下の通りである。
・硫酸水素ナトリウム NaHSO4
Great Barrier Reef Marine Park Authority 1995 によれば、硫酸水素ナトリウム 140g／1 リッ
トル海水溶液を使用し、オニヒトデ成体 1 個体当たり 25cc 注射する（資料参照 p.資 6）。
・アンモニウム塩（高分子化合物による増粘）特許公開番号2007-161691（P2007-161691A）によれば、塩化アンモニウム、硫酸アンモニ
ウム、硝酸アンモニウム、炭酸アンモニウム、ギ酸アンモニウム、酢酸アンモニウムなどのアンモニウム塩（安全性の高い食品添加物で、分解性も良好な塩化アンモニウム、硫酸
アンモニウム、炭酸アンモニウムが望ましい）の、1％以上（10～60％を推奨）の水溶液を使用し、30％アンモニウム塩で10ml以上（実験では40ml）注入する。増粘する場合はキサンタンガム（プルラン、グアーガム、ゼラチン、ペクチンでもよい）を0.1～20％で用いる（資料参照 p.資7-8）。
・現在は使用されていない薬品として、アンモニア、硫酸銅、ホルマリンが過去に試用されたことがある。
本試験では、駆除に使用することによって海域生態系に与える影響をできるだけ小さくするため、また、駆除作業員が誤用しても健康を害することがないよう、主として天然に存在し、オニヒトデの駆除に使用される程度の量が海中に放流されることによる影響が小さいと考えられるか、あるいは生分解性が高く、海中に放流されても短期間のうちに分解されると考えられる薬剤で、食品添加物として認められる程度に経口毒性の低い薬剤を用いることを基本とした。以下に本試験で用いた薬剤の選定理由等についてまとめる。
まず既存の文献資料等に公開されている薬剤として、硫酸水素ナトリウム、塩化アンモ
ニウム、硫酸アンモニウムを試験に供した。
硫酸水素ナトリウムの水溶液は強酸性を示し、これをオニヒトデの体内に注射したことにより酸による化学熱傷、アシドーシス、神経撹乱などが生じて細胞が壊死するのではな
いかと考えられたため、生分解性に優れた有機酸等による試験を行うこととし、ギ酸、酢酸、乳酸、クエン酸を試験に供した。自然界に普通に存在する酸として他にリン酸を、また、逆に強いアルカリ成分として水酸化ナトリウムと珪酸ナトリウム(水ガラス)を試験に供した。
高濃度の塩類を注射することによって体内のイオンバランスを急激に変化させ、あるいは体液の浸透圧を部分的に変化させることにより神経撹乱や調節機能不全が生じることを期待して塩化カリウム、塩化カルシウム、硫酸マグネシウム、炭酸水素ナトリウムなどの塩類を試験に供した。
その他、環境毒性の低い殺虫成分として利用されているホウ酸、天然由来の害虫忌避剤として利用されているハッカ油、天然由来の除虫剤として利用されている木酢、一般家庭
2

用漂白剤、殺菌剤として手軽に利用されている次亜塩素酸ナトリウム溶液(ハイター)を試験に供した。
過去に試用された薬剤のアンモニア、硫酸銅、ホルマリンはいずれも環境に対する影響が大きいため、本試験では使用しなかった。
本試験で用いた薬剤と、その薬剤に期待された効果、その薬剤の経口投与による毒性を
表 1 にまとめて示す。経口毒性において、LD50 とは、試験に供された動物における 50％致
死量、LDLo とは、試験に供された動物における最小致死量である。一般に LD50 の値から判定される毒性の目安は、
LD50 値

毒性の目安

1 mg/kg 以下

極めて毒性が強い

1～50 mg/kg

毒性が強く厳重な注意が必要

50～500 mg/kg

毒性的には中程度だが注意が必要

500～5000 mg/kg

毒性は弱い

5000～15000 mg/kg

毒性は極めて弱い

15000 mg/kg 以上

ほとんど無害30 mg/kg 以下「毒物」の基準値

30～300 mg/kg「劇物」の基準値となっており、今回試験に供した薬剤の内、水酸化ナトリウムが「毒物および劇物取締法」に基づく劇物に指定されている他は、毒性に関して特に注意を要する薬剤は使用していない。
なお、ハッカ油、木酢、ハイターについては複数の成分を含有する製品であり、揮発性の成分を含むため、製品の個体や製造されてからの経過時間により成分にばらつきがある。
そのため毒性等の数値情報を検討することができなかった。

3

表１．本試験で使用した薬剤の一覧
試薬名

化学式

期待された効果

備考

経口毒性

CH2O2

一価の脂肪族カルボン酸の中では最も強い酸であることに加えて腐食 脂溶性大性。細胞の壊死を期待
腐食性

ラット LD50 1085mg/kg
マウス LD50 700mg/kg

2 酢酸

C2H4O2

水・油に対して浸透性が良く、細胞の壊死を期待

脂溶性大
ラット LD50 3310mg/kg
食品添加物

3 乳酸

C3H6O3

乳酸の蓄積によるアシドーシスの促進

食品添加物

ラット LD50 3730mg/kg
マウス LD50 4875mg/kg

4 クエン酸C6H8O7

体内におけるクエン酸回路への阻害（ホスホフルクトキナーゼ活性をフィードバック阻害）

食品添加物

ラット LD50 3000mg/kg
マウス LD50 5040mg/kg

5 リン酸

H3PO4

強酸性による細胞の壊死

腐食性
脂溶性大

ラット LD50 1530mg/kg

6 硫酸水素ナトリウムNaHSO4

強酸性による細胞の壊死

腐食性

ラット LD50 2490mg/kg

7 水酸化ナトリウム

NaOH

強アルカリ性による細胞の壊死

劇物

ウサギ LD50 325mg/kg

ケイ酸ナトリウム（水ガラス）

Na2O・
nSiO2

粘性があり溶液はアルカリ性を示す 代謝不良を期待

ラット LD50 >2000mg/kg

9 ホウ酸

H3BO3

殺菌性・殺虫性を期待

ラット LD50 3241mg/kg
マウス LD50 3450mg/kg

10 塩化カリウム

KCl

体内イオンバランスの急激な変化を利用した浸透圧不全の促進

ラット LD50 2600mg/kg
マウス LD50 1500mg/kg

11 塩化カルシウム

CaCl2

体内イオンバランスの急激な変化を利用した浸透圧不全の促進

12 硫酸マグネシウム

MgSO4

体内イオンバランスの急激な変化を利用した浸透圧不全の促進

炭酸水素ナトリウム（重曹）

NaHSO4体内イオンバランスの急激な変化を利用した浸透圧不全の促進

14 塩化アンモニウム

NH4Cl

アンモニウムイオンによる毒性を期待

ラット LD50 1650mg/kg

15 硫酸アンモニウム(NH4)2SO4

アンモニウムイオンによる毒性を期待

ラット LD50 3900 mg/kg

4

1 ギ酸

8

13

4

融雪剤（約
73％含有）

ラット LD50 1000mg/kg
マウス LDLo 5000mg/kg

食品添加物

ラット LD50 4220mg/kg
マウス LD50 3360mg/kg

試薬名

化学式

期待された効果

16 ハッカ油

虫除け･殺菌効果を期待

17 木酢

酢酸を含有する 細胞の壊死を期待

ハイター
18 （次亜塩素酸ナトリウ NaOCl 等
ム）

強い酸化力と殺菌力に期待

備考

腐食性
食品添加物

5
5

経口毒性

３．試験に使用した器具
既存の資料において、オニヒトデに薬剤を注射するにあたって効果的であるとされている器具は、以下の通りである。
・Great Barrier Reef Marine Park Authority 1995 には、オーストラリアでは DuPont 社の Veldspar
Spot Gun に 50cm 以上の長さの注射針と 5 リットルの plastic bladder をセットして使うことが推奨されている（資料参照 p.資 6）。
・特許公開番号 2007-161691（P2007-161691A）によれば、増粘したアンモニウム塩水溶液
をコーキングガンの容器に充填して、オニヒトデの上部肛門から、あるいは 3～4 ヶ所から注入する方法が効果的であると記されている（資料参照 p.資 8）。
これらの情報に基づき DuPont 社の Veldspar Spot Gun という製品を探したがそのような製品は見つからず、類似の製品に関する充分な情報も得られなかった。ただしこの製品は、いわゆる動物用連続注射器であることがわかったため、類似の製品を探索したところ、日本製、外国製を問わず数社の製品が見つかった。
ところが多くの製品は海中での使用や酸やアルカリなど腐食性の薬品を使用することを想定していないため、ステンレス等の金属を多用した製品であった。その中で、ニュージーランドの Simcro 社製のバリアブルシリンジ STV という製品は、ほとんどの部品がプラス
ティック製で、シリンジ部分がねじ込み式で簡単に着脱でき、様々な容量のシリンジに交
換可能、価格が 1 台 3000 円程度と安価であるなどの特徴があり、本調査ではこの製品（5ml
シリンジを装着：型番 ST5V）を主に使用した（資料参照 p.資 9-14）。本製品の日本代理店
はフロンティア

インターナショナル株式会社（http://www.frontier-intl.co.jp/）である。バリ

アブルシリンジに装着できる注射針は一般的な動物用注射器に使用するもので、長さは20cm 程度のものまで様々な長さの製品がある（p.16 写真１）。
なお、増粘した薬剤を注射する場合には、増粘剤の濃度にもよるが薬液の粘度が高いた
め連続注射器を使用することができない。そのためこのような場合にはコーキングガンを用いて注射をおこなうこととした（p.16 写真２）。コーキングガンは市販の安価なもので充分だが、これらの製品は海水中で使用されることを想定していないため多くは鉄製で、使用後淡水でよく洗浄･乾燥して機械油を塗布しておかないとすぐに錆びて使用できなくなる。コーキングガンの容器には通常プラスティック製の円錐形の蓋が付いており、これをカットして薬剤を注入することになるが、この方法では岩のすきまに入り込んだオニヒト
デに注射することは容易でない。そのため金属製の注射針を使用したが、粘性の高い薬剤を注射するためには大口径の針が必要であり、市販品は存在しないため注文して製作した。

6

４．試験結果
薬剤の注射による効果的なオニヒトデ駆除手法を確立する目的で、以下に示す実験を行った。なお、野外実験①と②については本業務請負前に黒潮生物研究所および岡山理科大学の共同研究として実施していた実験であるが、本業務はこれを引き継ぐ形で実施されたため、ここで実験結果を引用しておく。
●業務外
・野外実験①

2009 年 11 月 18 日～24 日

有効な薬剤の検索

・野外実験②

2010 年 5 月 22 日～27 日

有効な薬剤の検索・増粘剤添加の効果確認

・水槽実験①

2010 年 9 月 18 日～23 日

最適酢酸濃度の検討

・野外実験③2010 年 10 月 8 日～13 日

酢酸濃度、増粘剤添加の効果確認

・水槽実験②

2010 年 10 月 8 日～13 日

アンモニウム塩・有機酸の増粘効果確認

・試験駆除①

2010 年 12 月 14 日

●本業務

実際に海域で酢酸と連続注射器を用いた駆除を試験的に実施

・野外実験④2011 年 2 月 26 日～3 月 3 日（１）野外実験①

酢酸濃度、注入量の検討

有効な薬剤の検索（p.16 写真４－５）

実験実施日時：2009 年 11 月 18 日～24 日
実験実施場所：大月町西泊港内
実験法：船上のバットの上で非増粘薬剤はバリアブルシリンジを用いて、増粘薬剤はコー
キングガン、コーキング容器、専用針を用いて注射し、海面に浮かした蓋付きの籠の中に収容した。
実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 5 個体
実験期間：5～6 日間
実験結果：
薬剤の種類および濃度
1
2
3
4
5
6
7

塩化カリウム 30％（淡水希釈）
塩化カルシウム 30％（淡水希釈）
硫酸マグネシウム 20％（淡水希釈）
酢酸 50％ （海水希釈）
乳酸 50％ （海水希釈）
木酢 50％ （海水希釈）
リン酸 50％（海水希釈）

注入量

供試
生残数 斃死数 斃死率
個体数

9ml

5

3

2

40

9ml

5

1

4

80

9ml

5

5

0

0

9ml
9ml
9ml

5
5
5

2
5
5

3
0
0

60
0
0

12ml

5

2

3

60

7

観察期
間

備考

6days

2009/11/18 開始

8

リン酸 10％（海水希釈）
水酸化ナトリウム 10％9（淡水希釈）
クエン酸 30％10（淡水希釈）
ハッカ油 50％11（海水希釈）
12 乳酸 50％ （海水希釈）
ホウ酸 10％13（淡水希釈）
14 重曹 10％ （淡水希釈）
ハイター50％15（海水希釈）
硫酸水素ナトリウム 14％
16（海水希釈）

6ml

5

5

0

0

15ml

5

2

3

60

15ml

5

5

0

0

15ml

5

5

0

0

15ml

5

1

4

80

15ml

5

4

1

20

15ml

5

5

0

0

15ml

5

1

4

80

6ml

4

2

2

50

5days

2009/11/19 開始

塩化カルシウム 30％9ml、酢酸 50％9ml、リン酸 50％12ml、水酸化ナトリウム 10％15ml、
乳酸 50％15ml、ハイター50％15ml が高い効果を上げた。
（２）野外実験②

有効な薬剤の検索・増粘剤添加の効果確認

実験実施日時：2010 年 5 月 22 日～27 日
実験実施場所：大月町西泊港内
実験法：船上のバットの上で非増粘薬剤はバリアブルシリンジを用いて、増粘薬剤はコー
キングガン、コーキング容器、専用針を用いて注射し、海面に浮かした蓋付きの籠の中に収容した。
実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 5 個体
実験期間：4～5 日間
実験結果：
薬剤の種類および濃度
注入量 供試個体数 生残数 斃死数 斃死率 観察期間
備考
1 海水
10ml
5
4
1
20
硫酸水素ナトリウム 14％
2
10ml
5
2
3
60
（海水希釈）
ケイ酸ナトリウム 50％
3
10ml
5
3
2
40
（海水希釈）
4 酢酸 25%
10ml
5
1
4
80
大雨により
5days
5 酢酸 50%
10ml
5
3
2
40
塩分濃度
低下の影響
塩化カルシウム 30％
6
10ml
5
4
1
20
あり
（淡水希釈）
7 酢酸 50%＋増粘剤（5％） 10ml
51
480
8 酢酸 25%＋増粘剤（5％） 10ml
51480
9 乳酸 25%＋増粘剤（5％） 10ml
51
480
ケイ酸ナトリウム 90％
10
10ml
5
1
4
80
4days
(大型個体）

8

11

酢酸 25%＋増粘剤（5％）(大型個体）

10ml

5

0

5

100

硫酸水素ナトリウム 14％10ml、酢酸 25％10ml、ケイ酸ナトリウム 90％10ml が高い効果を上げた。また、酢酸および乳酸について、増粘することで効果が高まる可能性が示唆された。
（３）水槽実験②

アンモニウム塩・有機酸の増粘効果確認

実験実施日時：2010 年 10 月 8 日～13 日
実験実施場所：黒潮生物研究所

実験水槽内

実験法：バットの上で非増粘薬剤はバリアブルシリンジを用い、増粘された薬剤はコーキ
ングガン、コーキング容器、専用針を用いて注射し、水槽内に収容して経過を観察した。
実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 5 個体
実験期間：5 日間
実験結果：
薬剤の種類および濃度

注入量

供試個体数

生残数

斃死数

斃死率

1

硫酸水素ナトリウム 14％

10ml

5

4

1

20

2

塩化アンモニウム 30％

10ml

5

4

1

20

3

硫酸アンモニウム 30％

10ml

5

5

0

0

4

乳酸 7.5％＋増粘剤 3.5％

10ml

5

2

3

60

5

ギ酸 7.5％＋増粘剤 3.5％

10ml

5

0

5

100

6

酢酸 7.5％＋増粘剤 3.5％

10ml

5

1

4

80

増粘した有機酸は低濃度でも高い効果を上げたが、アンモニウム塩は十分な効果が得られなかった。
ここまでの実験により、効果があると考えられた薬剤は、・硫酸水素ナトリウム 14％
・塩化カルシウム 30％
・ギ酸 7.5％（増粘）・酢酸 7.5％（増粘）、25％・50％
・乳酸 7.5％（増粘）、25％（増粘）、50％、・リン酸 50％・水酸化ナトリウム 10％・ケイ酸ナトリウム 90％
9・ハイター50％であった。
これらの薬剤の内、酢酸と乳酸はラットまたはマウスの LD50 が 3000mg/kg 以上と毒性が低く、安全性が高い。酢酸は食品添加物用として 90％または 99％(氷酢酸)の液体 20kg が¥15,000～¥20,000 程度で容易に入手でき、乳酸も食品添加物用として 50％の液体 20kg が¥20,000～¥25,000 程度で容易に入手できる。
実験による薬剤の効果、安全性、価格等から総合的に判断して、オニヒトデの駆除に用いる薬剤は酢酸を用いるのが最適と判断し、駆除に用いる濃度および注射量を決定するためにさらに実験を行った。
（４）水槽実験①

最適酢酸濃度の検討（p.17 写真６－９）

実験実施日時：2010 年 9 月 18 日～23 日
実験実施場所：黒潮生物研究所

実験水槽内

実験法：水槽内でバリアブルシリンジを用いて薬液を注射し、経過を観察した実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 2～6 個体
実験期間：5 日間
実験結果：
薬剤の種類および濃度

注入量

供試個体数

生残数

斃死数

斃死率

1

海水（Control）

10ml

2

2

0

0

2

5％酢酸

10ml

6

2

4

67

3

10％酢酸

10ml

6

1

5

83

4

15％酢酸

10ml

6

0

6

100

5

20％酢酸

10ml

6

1

5

83

6

25％酢酸

10ml

6

0

6

100

7

30％酢酸

10ml

6

0

6

100

酢酸は全て海水で希釈し、注射量は 1 個体当たり 10ml に統一した。10％以上の濃度でほぼ全数が斃死した。なお、20％酢酸における生残個体はまったく何の損傷もなかったため、注射のし忘れであると考えられる。また、狭い（55×55×55cm）水槽に 6 個体のオニヒトデを収容して実験を行ったところ、酢酸を注射されたオニヒトデから多量の粘液が分泌されるのが観察された。
（５）野外実験③

酢酸濃度、増粘剤添加の効果確認（p.18 写真１１－１５）

実験実施日時：2010 年 10 月 8 日～13 日
実験実施場所：大月町西泊 黒潮生物研究所前海域
実験法：海底に金属製のケージを設置し、付近に係留した船の舷側に設置したカゴの中で、10

非増粘薬剤はバリアブルシリンジを用い、増粘された薬剤はコーキングガン、コーキング容器、専用針を用いて注射し、ケージ内に収容して経過を観察した。
実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 40 個体（コントロール 10 個体）
実験期間：5 日間
実験結果：
薬剤の種類および濃度

注入量

供試個体数

生残数

斃死数

斃死率

1

硫酸水素ナトリウム１４％

10ml

40

34

6

15

2

酢酸 15％

10ml

40

24

16

40

3

酢酸 7.5％＋増粘剤 3.5％

10ml

40

23

17

42.5

4

酢酸 7.5％

10ml

40

36

4

10

5

海水

10ml

10

10

0

0

他の実験に比べて斃死率が著しく低い。実験当日波浪の影響があったため、船上の不安定な状態で注射を行ったため、確実に薬剤が注入されなかった可能性がある。
（６）野外実験④

酢酸濃度、注射量の検討（p.19 写真１６－２１）

実験実施日時：2011 年 2 月 26 日～3 月 3 日
実験実施場所：大月町西泊 黒潮生物研究所前海域
実験法：海底に金属製のケージを設置し、バリアブルシリンジを用いてケージ内に収容されたオニヒトデに薬剤を注射して経過を観察した。
実験に使用したオニヒトデ個体数：各実験区 20 個体
実験期間：5 日間
実験結果：
酢酸濃度および注入量

供試
個体数

生残数
（生残したヒトデのサイズ）

斃死数

斃死率

1

濃度 18％・注入量 20ml※1

20

0

20

100

2

濃度 18％・注入量 10ml※2

20

19

95

3

濃度 9％・注入量 20ml※1

20

19

95

4

濃度 9％・注入量 10ml※2

20

15

75

※1：5ml×4 回注入

1（30-40cm）
1（30-40cm）
5（20-30cm：2、30-40cm：3）※2：2.5ml×4 回注入

酢酸は高濃度になると 15～16℃で氷結するため、食品添加物としては 99％のものを氷酢
11

酸、90％以下のものを酢酸と称して流通している。冬季に氷結すると作業性が悪くなるため、オニヒトデの駆除には 90％の酢酸を使うことが予想され、これを 5 倍または 10 倍に希釈して使用すると考えて、今回の実験濃度は 18％および 9％とした。実験の結果は、いず
れの濃度、注入量においても水槽実験①とほぼ同様の高い斃死率が示された。
以上の実験結果から、実際に海中でオニヒトデの駆除を行う際には、濃度 15％以上の酢酸を、10ml 以上オニヒトデの体内に注入することとし、オニヒトデが大型の場合には注入量を多くすることにより、ほぼ 100%の個体が斃死するものと考えられる。
（７）試験駆除

実際に海域で酢酸と連続注射器を用いた駆除を試験的に実施（p.20-21 写真２２－２９）

実施日時：2010 年 12 月 14 日
実施場所：土佐清水市竜串地先

日ノ浦周辺

対象：みんなの海を育てる会メンバー（土佐清水市竜串）5 名
うち 2 名は薬剤注射による駆除の経験あり
試験実施状況：・作業時間はタンク 1 本（1 潜水）あたり 50 分間
・作業回数：2 回
・1 本目はオニヒトデの低密度分布域（泳ぎ回って探索・注射）
・2 本目はオニヒトデ高密度分布（ほとんど移動せずに駆除）・酢酸注入に使用した器具とオニヒトデへの注入方法
動物用連続注射器を用いて 20％酢酸をオニヒトデ 1 個体当たり 20ml（1 回 5ml×4回）海中で注入した。器具は家畜の予防接種等に使用する畜産用の連続注射器（SIMCRO 社製バリアブルシリンジ ST5V）とステンレス製の注射針（ソコレックス
SH 用ニードル LL）を使用し、薬液容器として 500ml のポリエチレン製洗浄ビンを使用し、観賞魚飼育の際のエアレーションに使うシリコンホースで連続注射器と連結した。トリガーとなっているハンドル部分を握ると、1 回 5ml 以下で任意に設定できる
分量の薬液がチューブを介して連結された薬液タンクから供給され、注入される仕組みとなっており、水中での使用が可能である。使用したニードルは長さ 20cm のものと 10cm のものを使い比べてもらった。
オニヒトデへの注入は、体の中心部に当たる体盤の部分に 1 回 5ml の薬液を 4 ヶ所
注入してもらった。
試験結果：
作業終了後に簡単なアンケートを行った結果、作業に参加したダイバー全員が、従来の取り上げ方式の駆除と比べて、薬剤注射による駆除の方が作業の負担が少ないと答えていた。その理由としては、「オニヒトデを入れた重い袋を持って泳がなくてもいい」「陸上での作業が少ない」「駆除用具のメンテナンス作業がない」などであった。また、作業の安全12性についても全員が薬剤注射駆除の方が高いと思うと答えた。
駆除の効率に関しては取り上げ方式の駆除より薬剤注射による駆除のほうが効率がよいと答えたのは 1 名のみで、1 名は従来の取り上げ方式による駆除のほうが効率がよいと答え、ほかの 3 名はどちらともいえないという意見だった。その理由としては「注射になれていなかったのであまり効率が上げられなかった」、「今日はうねりがあったのでオニヒトデに薬液を注入する作業が困難だった」、「確実に注射を打つために岩の隙間からオニヒトデを引っ張り出すのが大変だった」「注射駆除の作業に慣れれば、もっと効率を上げられると思う。トレーニングが必要」などであった。
今回の駆除結果を見ると 1 本目のオニヒトデが低密度で分布していた範囲では総駆除数が 86 個体、ダイバー1 名あたり駆除数は 17 個体／50 分、2 本目のオニヒトデが高密度に見られた範囲では総駆除数は 172 個体、1 名あたり駆除数は 34 個体／50 分となっており、取り上げ方式に比べて 1 名あたりの駆除数は特に多くも少なくもなかった。
3 日後に同メンバーが注射駆除地点の状況を観察したところ、体の一部が生き残ったオニ
ヒトデが多数観察されたという報告を受けている。これは作業当日にややうねりがあり、安定した作業ができなかったことに加え、作業者が器具等の扱いに不慣れで、注射駆除に習熟していなかったことなどが影響しているものと考えられた。
使用した注入器具についての使用感、改善点としては「薬液容器の大きさは適当で携帯性は悪くない」、「薬液容器はもう少し柔らかくつぶれやすい素材のものの方が薬液を最後まで使い切れる」、「注射器の針先はもっと鋭い方がいい」などの意見が得られた。なお、今回は連続注射器に取り付けた注射針は、20cm の長さのものと 10cm の長さのものを両方試してもらったが、全員が短い方の注射針の方が使いやすいと答えた。

13

５．効果的な駆除方法について
薬物注射を用いた安全･安価で充分なオニヒトデ駆除効果を上げられる手法の確立を目指して、既存の資料により示唆された駆除に使用できそうな 18 種類の薬剤を用いて試験を行ったところ、薬剤の効果、安全性、価格等から総合的に判断して、オニヒトデの駆除に用いる薬剤は酢酸を用いるのが最適と判断された。
酢酸は食品添加物として広く流通しており、急性毒性は経口毒性で区分 5（毒性は極めて弱い）、経皮毒性で区分 4（毒性は弱い）と弱いが、高濃度では皮膚や眼に対する刺激性が強いため、高濃度の原液を希釈するときなどには皮膚や眼に原液が付かないよう注意が必要である。
水生動物に対する毒性については、オオミジンコの 50 ％遊泳阻害濃度 EC50 は 47mg/L
で区分 3（毒性的には中程度だが注意が必要）であるが、BOD による分解度は 74％で急速分解性があり、オニヒトデの駆除に用いても早期に分解されて残留しないものと考えられる。2010 年 5 月 23 日～28 日に造礁サンゴ（スギノキミドリイシ）、マガキガイ、アオヒト
デ、シラヒゲウニ、クマノミなどと共に 25％酢酸 10ml を注射したオニヒトデ 3 個体を 5 日間（腐敗するまで）43×43×40cm の水槽に入れ、他の生物の成育に影響がないことを確認した（p.17 写真１０）。
実際に海中でオニヒトデの駆除を行う際には、濃度 15％以上の酢酸を、10ml 以上オニヒ
トデの体内に注入することとし、オニヒトデが大型の場合には注入量を多くすることにより、ほぼ 100%の個体が斃死するものと考えられる。薬剤はできるだけオニヒトデの体盤の全域に行き渡るように注入することが望ましく、そのためには 1 回の注入量を少なくして、体盤の各所に複数回注入するのが効果的である。
希酢酸の注射には家畜の予防接種等に使用する畜産用の連続注射器（ニュージーランドの SIMCRO 社製バリアブルシリンジ ST5V）とステンレス製の注射針（ソコレックス SH 用ニードル）または同等品を使用し、注射針の長さは 10cm 程度のものが使いやすい。
薬液容器は 500ml のポリエチレン製洗浄ビンを使用し、観賞魚飼育の際のエアレーショ
ンに使うシリコンホースで連続注射器と連結する。ホースの長さは 50～70cm 程度にし、薬液タンクをダイビング用浮力調節ベストのポケットに入れておくと使いやすい。
計算上は薬液容器 1 本について 500ml÷10～20ml＝25～50 個体のオニヒトデを駆除することができることになるが、ポリエチレン製洗浄ビンは材質がやや硬いため、実際には 20～30 個体程度しか駆除できない。薬液を吸えなくなった容器はホースをはずし、携行した新しい薬液容器と交換すれば、連続的に駆除を続ける事ができる。なお、薬液容器については、点滴用輸液バッグなどもう少し柔らかい材質のものがあると薬液を最後まで使用することができ、より効率があがると思われ、検討の余地がある。
一日の作業が終わった後は、水道水をためた容器の中でホースをはずした連続注射器を10～20 回程度作動させて薬液の流路に残った希酢酸を完全に洗い出し、ねじ込み式の透明14

なシリンジ部分をはずして内部の水を振り出し、完全に乾燥させてから組み立てて収納する。薬液容器とシリコンホースも、同様に水道水で洗浄、乾燥後収納する。
なお、実験から薬液を増粘すると駆除効果が上がることが示唆されているが、粘性の高い薬液は連続注射器を用いてオニヒトデに注入することができない。本試験で用いたコー
キングガンとコーキング容器、大口径の専用針を用いた注入装置は必ずしも使い勝手がよ
くなく、増粘剤の種類や濃度、増粘された薬液の注入装置などについてさらに検討することによって、より効率のよい駆除が行える可能性がある。
６．酢酸を注射されたオニヒトデについて
12 月に行われた試験駆除の 3 日後に注射駆除地点の状況を観察したところ、体の一部が生き残ったオニヒトデが多数観察されたという報告がある。水槽またはケージ等を使った
野外における実験でも、注射駆除によって体の主要部分は壊死したものの、腕の一部が生き残って活動していることが少なからず見られた。ヒトデは再生力の強い動物であり、ホウキボシの仲間などは自切した 1 本の腕から個体が再生する能力を持っているが、オニヒ
トデでは体盤を失って腕だけになったものが 1 個体に再生することはない。腕には摂餌を行う機能はないので、しばらく動き回っていてもサンゴに被害を与えることはなく、やがて活動を停止して斃死する。
薬液を注射されたオニヒトデが腐敗して体内にガスがたまり、海面に浮上して岸に打ち上がり、砂浜で遊ぶ人間に危害を加える可能性を心配する声があるが、薬液を注射された
オニヒトデは、薬液に触れた部分から壊死して組織がくずれ、内部にガスがたまって浮上した例は見られなかった。また、水温や海況等により必要な時間は様々であるが、死んだ
オニヒトデは速やかに腐敗し、10 日～2 週間後には針と骨片だけが残る（p.21 写真３０）。
オニヒトデの毒は皮膚の中に含まれている水溶性のサポニンであり、組織が腐敗すると毒はなくなる。そのため海底に散乱した針に刺傷の危険はない。
注射による駆除では、薬液を注射されたオニヒトデと未だ注射されていないオニヒトデを見分けることが困難で、同一個体に複数の作業員が注射したり、注射されていると見誤って駆除されないことがあるという指摘がある。薬液を注射されたオニヒトデは管足を収縮するため、容易にサンゴから引きはがすことができる。そこでこれまで捕獲に使用していた魚バサミなどを用いて、薬液を注射したオニヒトデをサンゴから引きはがして海底に落としておけば、重複して注射したり注射されないまま放置されたりする可能性が減少するものと考えられる。

15

７．調査写真集

写真１．連続注射器による薬液注射セット 写真２．コーキングガンとコーキング容器

写真３．連続注射器による薬剤注入の様子

写真４．野外実験①西泊港のオニヒトデ

写真５．野外実験①薬液の注射

生け簀

16

写真６．水槽実験①濃度を調整した酢酸と 写真７．水槽実験①薬剤の注射
注射器

写真８．水槽実験①

写真９．水槽実験①

10%酢酸 10ml 注射 24 時間後海水注射 control 48 時間後

写真１０．酢酸を注射したオニヒトデが他の生物に与える影響の調査
左：水槽設置状況

右：実験の経過17写真１１．野外実験で使用した金属製のケージ 内側に目の細かい網を張ってある

写真１２．屋外実験③注射の状況

写真１３．屋外実験③オニヒトデの状態確認

写真１４．屋外実験③ケージ内部の状況

写真１５．屋外実験③ケージ内部の状況

18

写真１６．野外実験④酢酸 9% 20ml 注射前 写真１７．野外実験④酢酸 9% 20ml 注射直後

写真１８．野外実験④24 時間後

写真１９．野外実験④48 時間後

写真２０．野外実験④72 時間後

写真２１．野外実験④108 時間後

19写真２２．試験駆除

写真２３．試験駆除

海中での注射作業

みんなの海を育てる会駆除メンバー

写真２４．試験駆除

3 日後

斃死個体

写真２５．試験駆除

3 日後

斃死個体

写真２６．試験駆除

3 日後

斃死個体

写真２７．試験駆除

3 日後

斃死個体

20

写真２８．試験駆除

3 日後

写真２９．試験駆除 3 日後

体の一部が生きている

写真３０．斃死したオニヒトデの針と骨片

21

斃死個体

資

料

編

Great Barrier Reef Marine Park Authority 1995 Controlling Crown-of Thorns Starfish … 資 1
ヒトデの駆除方法 特開 2007-161691 j-tokkyo ホームページより…………… 資 7

Simcro 社製のバリアブルシリンジ STV のカタログ ………………………………… 資 9
酢酸を注入したオニヒトデの反応と経時的な変化 ………………………………… 資 15

Controlling Crown-of Thorns Starfish© Great Barrier Reef Marine Park Authority 1995
Published April 1995
by the Great Barrier Reef Marine Park Authority
Disclaimer
The opinions expressed in this document are not necessarily those of the Great Barrier Reef Marine Park
Authority.
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Subject only to any contrary non-excludable statutory obligations neither the Great Barrier Reef Marine Park
Authority nor its personnel will be responsible to any party using this information, or any other person
claiming through that party, for any consequence of its use or application (whether in whole or part).
National Library of Australia Cataloguing-in-Publication data:
Lassig, Brian.
Controlling crown-of-thorns starfish.
ISBN 0 642 17421 0.
1. Crown-of-thorns starfish - Queensland - Great Barrier Reef.
2. Great Barrier Reef Marine Park (Qld.).
I. Great Barrier Reef Marine Park Authority (Australia).
II. Title.
593.93
PO Box 1379
Townsville Queensland 4810
Australia
Telephone: (07) 4781 8811
Facsimile: (07) 4772 6093

CONTENTS
When are Controls Necessary?
Success of Controls
The Cost of Controls
Labour and Organisation
Control Techniques
Injection of Poison
Cutting Up
Removal and Burial Ashore
Underwater Fences
Assessing the Situation: Survey Techniques
Searching for Starfish
Permits
Reporting Results
First Aid
Further Reading
Appendix 1
Details of Poison Injection and First Aid

When are Controls Necessary?
The crown-of-thorns starfish (Acanthaster planci) is a natural inhabitant of coral reefs throughout the
Indo-Pacific Region. 'Normal' (non-outbreaking) densities of starfish range from about 1 per hectare (an area

-資1-

100 m x 100 m) to 15 per hectare depending on the amount of coral cover (food) available. When in low
densities the damage to corals as a result of the starfish's feeding can besustained with no apparent long-term damage to the reefs. While individual
starfish consume between 5 m2 and 13 m2 of coral a year, they prefer the fastergrowing Acropora coral species. This means that damaged corals are fairly quickly
replaced.
According to some theories the feeding starfish may help to maintain highdiversity on coral reefs by allowing other species to colonise space created whencorals are killed. Because this is a natural process the Great Barrier Reef Marine
Park Authority (GBRMPA) does not recommend that starfish be killed when their
numbers are low.

When the numbers of A. planci exceed the capacity of the reef to cope withfeeding by the starfish, the damage can be dramatic and recovery can take a longtime. The 'flip' from non-outbreaking to outbreaking populations is usually very
obvious, involving perhaps a 10-fold (or more) increase in starfish numbers. In
severe outbreaks the starfish will eat most corals, including massive forms suchas brain corals which can take decades to centuries to recover because of their slow growth rates.
The causes of outbreaks are still unknown despite considerable research into the problem. Outbreaks almost
certainly occur naturally, but they may be made more frequent or more intense by human activities (mostlikely through effects on water quality and perhaps overfishing of their natural predators).
GBRMPA has a general policy of not interfering with natural processes. The policy regarding crown-of-thorns
starfish is that, unless it can be proven that outbreaks are caused or exacerbated by human activity, controls
should be limited to small-scale tactical measures in areas important to tourism or science. A permit isneeded to conduct crown-of-thorns starfish controls on the Great Barrier Reef.

Success of Controls
Despite numerous attempts throughout the Pacific Region, no large-scale control programs (involving morethan 20,000 A. planci) have successfully protected corals or eradicated the starfish. The main reasons whylarge scale control programs failed included the high cost; long delays in getting the programs underway;
inefficiency of currently available control methods which involve treatment of individual starfish; movementof starfish into cleared areas; and early termination of programs.
To give control programs the best chance of success the following points need to be considered:
The program needs to be of a realistic scale - about 2 to 4 hectares is the maximum reef areathat can be protected using the available manual control techniques (the size of the area that
could be protected will depend on the resources available);
Adequate funding and resources must be allocated for the task;
The program needs to be initiated as soon as possible after an outbreak has been detected;
Areas should be surveyed before controls are started to gauge the extent of the problem andthe likelihood of other starfish moving into cleared areas (GBRMPA can provide advice on
survey techniques and we may also be able to organise for surveys in your area);
Surveys should be conducted regularly to monitor the success of the program;
Cleared areas must be visited regularly (initially every 4-5 days) to 'mop up' starfish that were
missed and immigrants to the area; andThere must be a commitment to continue the program until starfish densities are reduced to
below the area's capacity to cope with the numbers present.

The Cost of Controls
Costs of control programs vary enormously, depending on the situation (area to be protected; distance fromprovincial centres; land- or shore-based; vessel availability and requirements; number of divers involved;
labour costs; depth, number and dispersion of the starfish etc.).
On the Great Barrier Reef costs of controls ranged from about A$0.5 to A$40 per starfish. A survey of thearea to estimate the number of starfish and to assess their extent of aggregation and location will help toestablish the likely cost of the program.
Control programs are rarely once-off operations. Because starfish will move into cleared areas and new
individuals will settle on the reef over time the effort must be sustained, in some cases for several years.
Preservation of a limited area (2-4 hectares) of reef on the Great Barrier Reef might cost between A$20,000
to A$200,000 over 3 years.

-資2-

Labour and Organisation
Three categories of personnel have been used to conduct control programs: bounty collectors (where people
are paid an amount for each starfish collected), volunteers and paid staff. Generally the bounty system has
been the most efficient method for large outbreaks but it has not worked well for smaller outbreaks. It has
been most successful when the area is accessible by road (or transportation is provided) and the starfish areclose to shore in shallow water where they can be collected by wading or snorkelling. Bounty collectors areusually not thorough and they concentrate on large aggregations which provide the quickest return. When
starfish numbers are lower or the starfish are dispersed, collection becomes an uneconomical proposition forthe collectors even though there may be enough starfish to continue todamage the reef.
Volunteers have been successfully used in a number of situations but theytend not to be particularly efficient or thorough. Inexperienced divers typically
don't have the necessary discipline and long-term commitment and their 'kill
rates' are usually much lower than professional divers. Trained Armed
Services personnel have been involved in control programs on the Great
Barrier Reef to overcome these problems. Although volunteers may be lesscostly than paid staff in the short term, they still require substantial support
and, because they are less efficient, there is a greater risk of the program failing.
For local controls, paid divers are likely to be the most efficient and effective option. The biggest problem isrecruiting a sufficiently large team quickly to eliminate the starfish before they cause significant damage.
Someone must take responsibility for organising and supervising controls. This may be the operator, a divemaster, boat skipper or a contracted diver. In all cases it is extremely important to maintain continuity of thesupervision (and keep accurate records) to avoid duplication of effort or missing large numbers of starfish.
A variety of techniques have been used to kill crown-of-thorns starfish. All involve treatment of individual
starfish. Injection with poison is the most cost-effective.

Control Techniques
Injection of Poison
This is the most efficient technique, taking just a few seconds to inject each starfish. Rates of treatment of up
to 120 starfish per diver hour have been recorded during trial control operations.
Until recently, the recommended poison was copper sulphate (CuSO4), also called 'blue stone'. It wasrecommended because it was effective, inexpensive, widely available and safe when handled correctly.
Other poisons that have been used include formalin; concentrated aqua ammonia solution and hydrochloric
acid. These aren't as effective as copper sulphate, they tend to damage the injection guns and they areusually more hazardous to use (particularly in a rocking boat). Getting the dose right was critical - using lessor more than the recommended doses resulted in fewer starfish dying from the treatment.
The main concern over using copper sulphate was the potential for heavy metal pollution in areas wherecontrol operations were conducted. Even relatively small doses of heavy metals can affect the health of reef
animals and plants and with sufficient exposure result in death.
Trials of alternative poisons by GBRMPA staff resulted in the identification of a commonly available swimming
pool chemical 'Dry Acid' (sodium bisulphate) as the poison of choice for killing crown-of-thorns starfish. It is
widely available, inexpensive (about $4 per kilogram), considered to be safe to handle (when manufacturer's
instructions are followed) and, most importantly, it eventually breaks down in seawater to completely benign
components (it won't harm anything).

Details of the technique for injecting sodium bisulphate are described in appendix 1.
Cutting Up
Cutting starfish into a number of pieces was one of the first methods tried, however its use was stopped
because of concerns that the pieces would regenerate creating an even bigger problem. Some starfish (likethe blue starfish Linckia) do regenerate entire bodies from substantial pieces but the survival of A. planci
after having been cut into separate quarters in the field appears to be very low. Tests of the effectiveness of
this method were conducted by GBRMPA staff. When starfish were cut into quarters or their central disk wasremoved, most of the pieces were still alive after 2 weeks. We don't know if these remains would haveregenerated but it seems unlikely.

-資3-

The biggest problem with this method is that the starfish have to be extracted from the coral to be treated.
This will usually damage the corals as the starfish can be entwined securely around branching forms. The riskof a diver being spiked is quite high (see section on First Aid). Because poisons are not involved the method
has the advantage of being environmentally 'friendly' (as long as coral is not damaged in extracting thestarfish) and special equipment is not needed.
Trials conducted by GBRMPA showed that this method is 10 times slower than injecting poison and the diverdoing the cutting up was spiked 3 times during the treatment of 20 starfish.
Removal and Burial Ashore
Strong sharpened sticks, barbeque tongs or a hooked steel rod are best for pulling starfish out from undercorals. The collected starfish can then be taken to a strategically placed floating or sunken bin for transfer toa small boat. Long-handled barbeque tongs are best for carrying starfish (above- and under-water). Becauseof the multiple handling of each starfish removed, manual removal is highly inefficient and there is a highrisk of serious spiking of the divers and people involved in the transfers in and out of the boat.
Underwater Fences
The need to continually remove starfish that move into cleared areas of reef adds significantly to the cost ofcontrol programs. Research conducted for GBRMPA found that the most effective barrier to crown-of-thorns
starfish was a fence made of rigid steel wire mesh (12.5 mm square), 1 metre in height and having ahorizontal 60 cm overhang at the top. Materials for this fencing cost about A$10 per metre.
Fences have not been tested on a large scale but they could provide an answer to the problem of adultstarfish moving into cleared areas. However, there are a number of problems with the fencing approach:
They cannot stop immigration of the starfish's larvae or small juveniles;
The cost is high, especially when maintenance is taken into account;
They are difficult to construct in rugged areas as the bottom of the fences must be in close
contact with the substrate;
They are prone to damage in heavy seas and cyclones; andThey are ugly.

Assessing the Situation: Survey Techniques
It is important that the area in which there is a problem, and the surrounding reef, are surveyed regularly
during an outbreak to determine the scale of the problem and the success of control action. Manta towing is
the quickest way of seeing a large section of reef. A snorkel diver holds onto the grips of a manta board whichis towed 5-10 m behind an outboard powered dinghy (rubber dinghies arebest) at a speed of about 1-2 knots. Because of rapid ascents when manta
towing, never use SCUBA. The diver can steer and dive by turning the manta
board to carefully scan the bottom to note the number of crown-of-thorns
starfish and the amount of white recently dead coral. The dinghy operator
should stop after 2 minutes of towing (a distance of about 150-200 m) andrecord the path on an aerial photograph of the reef (laminated in plastic tomake it waterproof). The diver should record (or tell the dinghy operator whothen records) the number of starfish seen, and the amount of dead coral.
Because of the speed of the diver's movement and the tendency of starfish tohide, probably less than 5% of the adult starfish in an area will be seen using this technique. Juvenile starfish(smaller than 15 cm diameter) are very rarely seen.
The manta tow technique works reasonably well for continuous areas of reef but not for patch reefs orbommie fields in back reef areas or where the water visibility is less than 10 m. Where the reef is very
patchy, short (20 minute) spot SCUBA dives are best. The number of starfish and an estimate of the amountof recently dead coral should be recorded during or immediately following the dive.
A combination of manta towing and spot dives will probably give the best description of the situation. Manta
towing can be used to locate the aggregations of starfish and spot dives can be used to get a good estimate of
the number of starfish at those sites.

Searching for Starfish
If the control program is to be successful, nearly all of the crown-of-thorns starfish have to be removed from
affected areas. Divers searching for starfish must swim very close to the bottom, paying special attention tocrevices, cracks and overhangs where the starfish may be hiding. While doing this it is very easy to get-資4-disoriented and lose track of where you've been unless the area is quite small. Systematic searches will add
considerably to the effectiveness of the program. Searches should be repeated to minimise the number ofstarfish missed.
Having a large-scale map or aerial photograph will help in recording the areas checked for starfish. These canbe obtained from the Australian Surveying and Land Information Group (AUSLIG) (Freecall telephone number
008 800 173) or from GBRMPA. Where the affected area is mainly patch reefs several divers should workaround the sides of the patches at different depths. One diver could search say 0-3 m, another diver 3-6 m
and so on to cover the full height of the reef. Obvious white feeding scars indicate that a starfish is close by
and can be used to locate hidden starfish.
Where the reef patches are large or where the reef is continuous it is best to lay down weighted ropes so thatdefined areas between the lines can be searched systematically. The ropes should be about 2.5 m apart andmarked with a buoy for easy location. Although this preparation involves extra time and effort it will help toensure that few starfish are missed and the program is successful.

Permits
A permit from GBRMPA and the Queensland Department of Environment and Heritage is needed to conduct
crown-of-thorns starfish control programs on the Great Barrier Reef. Permit application forms can be obtained
from either of these organisations. Applications should state that the activity is not for commercial purposes(or else it will attract a processing fee) and it should be lodged several weeks prior to when the activity will
be undertaken.

Reporting Results
Permit holders are required to keep a log of the numbers and sizes of starfish killed or collected. The
following additional information may help in developing more effective and efficient local control techniques:
Starfish numbers in the area before and after the program;
Methods used for surveys and killing or removing starfish;
The size and depth of the area affected;
Diver hours spent injecting; andCosts etc.

First Aid
The spines of the crown-of-thorns starfish are very sharp, about 5 cm in length and prone to breaking off inwounds. The covering of the spines produces a venom which is deposited in the tissues on penetration. Skin
penetration by the spines is painful and can lead to secondary infection and continued swelling. The pain is
usually immediate, very severe and it may persist for a few hours. Vomiting may commence about one hour
after the injury and recur every few hours for the next few days. Localised allergic reactions may also occur
in susceptible individuals. Repeated spikings (even if months or years apart) may result in progressively more
severe reactions.

Details of first aid are described in appendix 1.
Further Reading
Birkeland, C. and Lucas, J.S. (1990) Acanthaster planci: major management problem of coral reefs. CRC
Press, Boca Raton, USA. 257 pages.
Engelhardt, U. and Lassig, B. (1992) Crown-of-Thorns Starfish Research Update 1991/92. Great Barrier Reef
Marine Park Authority, Townsville, Australia. 19 pages.
English, S., Wilkinson, C. and Baker, V. (1994) Survey manual for tropical marine resources. ASEAN Australian Marine Science Project: Living Coastal Resources. Australian Institute of Marine Science,Townsville, Australia. 368 pages.
Moran, P.J. (1986) The Acanthaster phenomenon. Oceanogr. Mar. Biol. Ann. Rev. 24: 379-480.
Zann, L.P. and Eager, E. (1987) The crown-of-thorns starfish. Aust. Sci. Mag 3: 14-55.

Appendix 1-資5-

First Aid
First aid treatment is the same as that given for all venomous fish stings:
1. Remove any very loose spines. Spines that are embedded should be left until medical help isavailable. Avoid excessive tugging at spines as the tips may break off and be difficult to locate.
2. Place the injured part into hot, but not boiling water. The temperature of the water should betested by someone other than the patient before use.
3. Apply local anaesthetic around the wound to provide pain relief.
4. Clean the wound, washing out with sterile hot saline solution.
5. Dress and loosely bandage the wound.
6. Arrange bed rest and antibiotic treatment as appropriate.
7. Supervise any further pain relief.
Note: Do not apply an arterial tourniquet, nor a pressure or immobilisation bandage.
Although there is no physiological explanation, a widespread traditional remedy for spinings is to hold thestarfish's lower surface (with the suction feet) against the wound. This allegedly relieves pain and disability.
Poison Injection
Sodium bisulphate, or 'dry acid', is the best choice. Add about 1/3 cup (140 grams) of the chemical to each
litre of seawater. One litre of the solution is enough to kill about 40 adults starfish. Because the solution iscolourless and difficult to see underwater, add a food colouring as well.
The mixture can be injected using a standard agricultural injection gun. In Australia, the DuPont Veldspar
Spot Gun fitted with a longer 50 cm needle and 5-litre plastic bladder is recommended. To inject the starfish,
set the dose meter on the gun to 2 ml. Push the needle under the skin of the central disk of the starfish andpull the trigger. Inject the starfish three times this way.

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For enquiries please contact info@crcreef.com-資6-

http://www.j-tokkyo.com/2007/A01N/JP2007-161691.shtml

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生活必需品::A01
::A01 農業;
農業;林業;
林業;畜産;狩猟;捕獲;
捕獲;漁業

有害鳥獣
有害鳥獣防止柵【発明の名称】

ヒトデの駆除方法

イノシシ猿から農作物を守ります さるコンは被害を受けません
www.eco-block.jp/index…

【氏名】奥薗 一彦

【発明者】
明者】

鳥害対
鳥害対策専門低コストで抜群の効果。 鳥害対策専門のリューエイ産業
chogai.com【課題】
課題】本発明により、オニヒトデに刺される可能性が少なく、簡単にオニヒトデを駆除することができる方法を提供すること。
【解決手段】
解決手段】海中のヒトデにアンモニウム塩を注入する方法により、安全かつ簡単にヒトデを駆除することができる。

【特許請求の特許請求の範囲】【請求項１】
海中のヒトデに、アンモニウム塩を注入する方法によりヒトデを駆除する方法。
【請求項２】
アンモニウム塩が、塩化アンモニウム、硫酸アンモニウム、硝酸アンモニウム、炭酸アンモニウム、ギ酸アンモニウム、酢酸アン
モニウムの中の１種以上であることを特徴とする請求項１記載のヒトデの駆除方法。
【請求項３】
高分子化合物を含有することを特徴とする請求項１・２記載のヒトデの駆除方法。
【請求項４】
高分子化合物が、キサンタンガム・プルラン・グアーガム・ゼラチン・ペクチン等の天然高分子であることを特徴とする請求項１～３記載のヒトデ駆除方法。

鳩ジェル販
ジェル販売のアーバンス
簡単塗布の忌避剤ハートジェル ハト対策用器具の通信販売
takeurbans.co.jp/「高純度化学薬
高純度化学薬品
学薬品」
なら豊かな社会の実現に貢献する 富山薬品工業株式会社
www.tomypure.co.jp

食品充填
食品充填
【発明の詳細な
詳細な説明】【技術分野】【０００１】
本発明は、海水中にてヒトデを駆除する方法に関する。
【背景技術】【０００２】
ヒトデ類は、海底に生息し二枚貝を主食とし、蛤・アサリ等の増殖を阻害している。ヒトデの食害により、国内におけるアサリの収穫量が年々減少してきているし、ホタテ・アワビ等の養殖を行っている採苗器にヒトデが混入し食害にあったという報告も多数報告されている。
最近では、温暖化による海水温の上昇等種々の要因により、ヒトデの繁殖がさらに加速され、海中のヒトデの量が増加し、ヒトデ食害による貝類の被害が激増している。
【０００３】
例えば、建網漁により漁を行っていると、２００ｍの建網に魚は数匹しかかからないが、ヒトデは２００～３００個かかってくる。ヒト
デは網に絡まっているため、次の漁をするために、大量のヒトデを網から取り外さなければならない。
しかし、ヒトデは表面に固い棘を持っているため、無理にヒトデを取り外そうとすると網を破いてしまう。建網漁では、網破れとヒトデの除去作業の手間が大きな問題となっている。
【０００４】
そこで、簡単に漁網からヒトデを駆除し取り外すことのできる駆除剤もしくは駆除方法の開発が切望されていた。
【０００５】
本発明者は、建網漁において、大量にかかるヒトデの駆除剤の開発を検討した結果、船上にてアンモニウム塩を溶解してヒトデを浸漬処理もしくは散布、又は粉末状のものをヒトデの表面に塗布することにより駆除できることを見出した（特許文献１）。網に絡まったヒトデを駆除し除去する目的で、ヒトデ駆除剤を溶解した溶液に浸漬すると、ヒトデは浸漬後すぐに死滅し腕がバラバラになり網から自然とはずれてしまうのである。
【０００６】
しかし、最も大きな被害をもたらすヒトデは、沖縄におけるサンゴ礁を食い荒らすオニヒトデのような毒を持ったヒトデ類である。サンゴ礁を食い荒らされることにより、海藻や魚が存在しない状態になり、魚礁がなくなり、環境破壊にもつながっている。
サンゴ礁には多くの生物が高い密度で生息し、代謝や石灰化などを通して、様々な物質を循環させている。その中でも炭素と栄養塩の循環は特に重要であり、生態系の維持に深く関ってきた可能性がある。サンゴ礁を守るために、オニヒトデの駆除は不可欠な問題である。
【０００７】
現状では、オニヒトデを除去するために、ダイバーが潜ってオニヒトデを槍で突き刺し海上まで持っていく作業を何度も繰り返さなければならない。そのため、駆除する度にオニヒトデに刺される人が現れ、オニヒトデの毒によるアナフラキーショックで病院に入院する事故が発生している。この方法では、減圧症の疑いのあるダイバーも発生し、ダイバーの健康状態にも大きなダメージを与えている。
又、オニヒトデを槍で突き刺した後に、水中から陸上まで上げて、陸上にてオニヒトデの駆除を行わざるを得ないため大変な作業となっている。又、ヒトデの廃棄処分にも多大な費用がかかっている。
ダイバーに安全で、簡単に駆除できる方法の開発が切望されているのである。
【特許文献１】特開２００２－３６３０１５号公報【発明の開示】【発明が解決しようとする課題】【０００８】
本発明の目的は、オニヒトデを海中で駆除する方法を提供することである。
【課題を解決するための手段】【０００９】
本発明者は、上記の課題を達成するために鋭意検討した結果、アンモニウム塩を容器に充填し、海中のヒトデに注入する方法
によりヒトデを駆除できることを見出した。
【００１０】
すなわち、本発明は次の通りである。
（１）海中のヒトデに、アンモニウム塩を注入する方法によりヒトデを駆除する方法。

-資7-

食品充填の自動化で工数削減
www.iai-netstore.com/

IPC分類
A 生活必需品

B 処理操作 運輸

C 化学 冶金

D 繊維 紙E 固定構造物

F 機械工学 照明

加熱 武器 爆破
G 物理学

H 電気

http://www.j-tokkyo.com/2007/A01N/JP2007-161691.shtml

（２）アンモニウム塩が、塩化アンモニウム、硫酸アンモニウム、硝酸アンモニウム、炭酸アンモニウム、ギ酸アンモニウム、酢酸
アンモニウムの中の１種以上であることを特徴とする（２）記載のヒトデの駆除方法。
（３）高分子化合物を含有することを特徴とする（１）・（２）記載のヒトデの駆除方法。
（４）高分子化合物が、キサンタンガム・プルラン・グアーガム・ゼラチン・ペクチン等の天然高分子であることを特徴とする（１）～（３）記載のヒトデ駆除方法。
【発明の効果】【００１１】
本発明者は、アンモニウム塩を溶解した液に、ヒトデを浸浸することにより、網にかかったヒトデを簡単に駆除できることを見出した。この方法は、陸上又は船上で駆除する方法であったため、海中に生息するヒトデ（特にオニヒトデ）を海中で駆除する方法には適さなかった。
海中で簡単に駆除する方法について検討した結果、アンモニウム塩を溶解した液を海中にてヒトデに注入することにより、ヒトデを駆除できることを見出した。
注入できる突起物を持った容器に、アンモニウム塩を充填し、ダイバーが潜ってサンゴ礁を食い荒らすオニヒトデに突き刺し注入することにより、簡単に効率よく駆除することができるのである。
【発明を実施するための最良の形態】【００１２】
本発明は、海中にてヒトデを駆除する方法に関する。
本発明は、塩化アンモニウム等のアンモニウム塩を溶解し、注入する突起物を備えた容器に充填し、ダイバーが海中に潜り、サンゴ礁を食い荒らすヒトデに注入し駆除する方法である。
【００１３】
注入するための容器は、ヒトデに突き刺すことができ、中のアンモニウム塩溶液を注入できる容器になってあればよい。例えば、注射器やコーキングガンのような形態でも良い。
【００１４】
使用するアンモニウム塩としては、塩化アンモニウム、硫酸アンモニウム、硝酸アンモニウム、炭酸アンモニウム、ギ酸アンモニ
ウム、酢酸アンモニウムの中の１種以上が使用される。環境に対する安全性を考慮すると、使用基準がなく無制限に使用できる
安全性の高い食品添加物でもあり、分解性も良好な、塩化アンモニウム・硫酸アンモニウム・炭酸アンモニウムの使用が好ましい。
【００１５】
アンモニウム塩の濃度としては、１％以上の濃度の液を調整して使用する。好ましくは、１０～６０％の濃度で使用する。
【００１６】
粘性をもたせるために、高分子化合物を溶解して使用することもできる。粘性を持った製品とすることは、海中における容器から流出を防ぐことができ、かつ、ヒトデに注入した後ヒトデの内部に留まりやすくすることができ、経済的にも効果的にも優れているからである。
【００１７】
使用する高分子化合物は全て使用することができるが、キサンタンガム・プルラン・グアーガム・ゼラチン・ペクチンといった天然高分子の使用が好ましい。中でも、長期保存しても粘性が低下しないキサンタンガムが最も好ましいと言える。
【００１８】
薬剤中の高分子化合物の濃度は、０．１～２０％が好ましい。０．１％未満の濃度では粘性が小さすぎるし、２０％を超えると粘度が高すぎて注入作業が困難となるからである。
【００１９】
オニヒトデは、大きいもので６０ｃｍ位のものが存在する。３０ｃｍ位程の大きさのヒトデの場合で、３０％のアンモニウム塩を注入すると、１０ｍｌ以上注入することにより死亡させることができる。注入する方法としては、上部肛門から注入する方法が効果的である。また、３～４カ所に注入する方法も効果的である。
【実施例】【００２０】（試験１）
表１の組成の薬剤を調整し、コーキングガンの容器に充填し、ヒトデ駆除用の注入容器を製造した。海中に潜り、大きさ約３０ｃｍのオニヒトデに、薬剤を４０ｍｌ注入し死亡の有無を確認した。
結果を表２に示す。
【００２１】【表１】【００２２】【表２】【産業上の利用可能性】【００２３】
本発明により、安全かつ効果的にオニヒトデを駆除することができる。

【出願人】
出願人】

【識別番号】０００２０８７８７【氏名又は名称】第一製網株式会社

【出願日】
出願日】

平成１７年１２月１７日（２００５．１２．１７）

【代理人】
代理人】

【公開番号
公開番号】

特開２００７－１６１６９１（Ｐ２００７－１６１６９１Ａ）

【公開日】
公開日】

平成１９年６月２８日（２００７．６．２８）

【出願番号
出願番号】

特願２００５－３６４１５５（Ｐ２００５－３６４１５５）-資8-@2009 All Rights Reserved J-Tokkyo

Syringes,
Applicators
andAccessories

Animal Health
Delivery Systems-資9-

Simcro Syringes STF/STVDESCRIPTION

MAX. DOSES

CODE

1ml
2ml
5ml
10ml

ST1
ST2
ST5
ST10

2ml
5ml

ST2B
ST5B

• Robust metal luer tip - no needle nut. Facilitates
quick needle changes and eliminates breakages.
• Extremely accurate repeating dose.
• 12ml Draxxin syringe dose selected by cattle weight.
• High flow valve system which facilitates fast filling,
especially on viscous products, is a standard
feature on the 5ml, 10ml, 12ml and 15ml.

2ml
5ml
10ml
12ml Draxxin
12ml Hi Viscosity
15ml

ST2V
ST5V
ST10V
ST12V DX
ST12V HV
ST15V

Simcro STV Syringe Bottle Mount

2ml
2ml both collars
2ml shroud
6ml
6ml both collars
6ml shroud

ST2V B
ST2V B BC
ST2V B SH
ST6V B
ST6V B BC
ST6V B SH

0.5ml
0.5ml both collars
0.5ml shroud
1.5ml
1.5ml both collars
1.5ml shroud

ST0.5V B
ST0.5V B BC
ST0.5V B SH
ST1.5V B
ST1.5V B BC
ST1.5V B SH

1ml STF
2ml STF
5ml STF
10ml STF
2ml STV
5ml STV
10ml STV
2ml BM
5ml STF BM
2ml STV BM
0.5ml STV BM
1.5ml STV BM

ST1CYLST2CYLST5CYLST10CYL
ST2VMCYL
ST5VMCYL
ST10VMCYL
ST2BCYL
ST5BCYLST2VBCYL
ST0.5SVBCYL
ST1.5SVBCYL

Simcro STF Syringe

1ml /2ml /5ml /10ml• Extremely accurate repeating dose - variable dose
adjustment.
• Durable construction, materials inert to virtually all
actives and carriers.
• Award winning design.

Simcro STF Syringe Bottle Mount

2ml /5ml• Extremely accurate repeating dose - variable dose
adjustment.
• Durable, robust construction and materials.
• Suitable for 20 - 250ml glass bottles and plastic
bottles.

Simcro STV Syringe

2ml /5ml /10ml
12ml /15ml

2ml /6ml• Extremely accurate repeating dose - simple dose
adjustment.
• Durable, robust construction and materials.
• Suitable for 20 - 250ml glass bottles and plastic
bottles.
• Available with bottle protecting shroud (SH).

Simcro STV Syringe
Selectable Dose Bottle Mount

0.5ml
1.5ml

• Selectable dose - simple-to adjust-settings.
• Suitable for 20 - 250ml glass bottles and plastic
bottles if purchased with both bottle collars (BC).
• Available in:
0.5ml, 5 stop, 0.1ml increments
1.5ml, 11 stop, 0.1ml increments

Simcro STF Syringe & STV Replacement Barrels• Easy to replace.
• Clear dose adjustments marked.
• Replacement barrels are available for all types andsizes of syringes.

- 資 10 -Simcro Syringe Accessories
DESCRIPTION

SIZE

CODE

100ml
250ml
500ml

NZBC100
NZBC250
NZBC500

20mm
27mm
33mm

D-O-S
D-O-S
D-O-XL

Simcro Bottle Cradles• To hold glass bottles or plastic containers securely
around operator’s neck or on livestock chute.
• Complete with neck tie.
• Leaves a hand free for easier operation.
• Available in a range of sizes to fit 100ml, 250ml,
and 500ml containers.

Simcro Vented Draw-off• To empty glass or plastic bottles where a vacuum
restriction is likely to occur.
• To fit bottles from 20ml to 500ml.
33mm comes with standard delivery tube.
20mm = 20-100 ml bottles
27mm = 250-500 ml US bottles
33mm = 250-500 ml European bottles

20mm/27mm/33mm

Upright Draw-off Spike• Adapts to 100ml, 250ml & 500ml bottles.
• Allows the bottle to remain upright in work tray or
pocket.
• Has built-in air inlet.

EA102

Simcro Syringe Drench Nozzle

60mm /100mm• Manufactured in nickle-plated brass tube withplastic nut.
• For use with STF or special STV drench syringes.
60mm for goat and sheep. 100mm for horses.

60mm (3 inches)
100mm (4 inches)

ST10NOZ S
ST10NOZ

Simcro Flexi-Shot

Simcro Handi-Ject• Enables user to inject livestock
more remotely and enhances user
safety as stock is kept at a distance.
• Can be used with most syringes.
• For intramuscular injection especially swine.

• Allows for better control and visibility
while injecting.
• Allows subcutaneous and intramuscular injection.
• Can be used with most syringes.
• Enables user to inject stock more
remotely avoiding potential injury.

CODE

ST FLEXISHOTCODEST HANDIJECT

Simcro Horse Drenchers

10ml

Simcro STV Horse Drencher

Simcro STF Horse Drencher• Specialized equine drencher.
• 100mm drench nozzle.
• Durable plated brass construction.
• Can be fitted with different size
bottles/containers.

• Specialized equine drencher.
• 100mm drench nozzle.
• Durable plated brass construction.
• Available with 125ml bottles.

MAX. DOSE

CODE

10ml

ST10V D

10ml

- 資 11 -MAX. DOSE

CODE

10ml

ST10 EB

Simcro Applicators Pour-on /Drenchers
DESCRIPTION

MAX. DOSES

CODE

15ml
30ml

ST15 P
ST30 P

60ml

ST60 P

Simcro Applicator Pour-on Gun• Extremely reliable and durable.
• A highly respected and sought-after applicator.
• Suitable for sheep and goats.
• Available with 6.4mm and 9.5mm hose barb.

15ml /30ml

Simcro Applicator Pour-on Gun• New rose tip nozzle reduces wastage and postdelivery spurt by 90%.
• Large inlet Hi Flow system allows fast barrel
refilling.
• Handles viscous materials in cold conditions.
• Available with a 9.5mm hose barb.

60ml

NOZZLE

Simcro Applicator Drencher Gun• Accurate and reliable delivery system.
• Strong durable construction.
• Both nozzles are manufactured in durable plated brass (100mm-sheep, 150mm-cattle).
• Available with 6.4mm and 9.5mm hose barb.
• The 15ml Simcro Drencher is an industry leader.

15ml /30ml

15ml
15ml
30ml
30ml

100mm
150mm
100mm
150mm

ST15 DS
ST15 D
ST30 DS
ST30 D

Simcro Applicator Accessories
Simcro Pour-on Nozzle

Simcro Fan Spray Pour-on Nozzle• Fits 15ml and 30ml units.
• Single stream applicator.

• Fits 15ml and 30ml units.
• Spreads out pour-on over animal’sback.
• Durable plated brass construction.

CODE

ST25NOZ P

CODE
Simcro Calf/Sheep Drench Nozzle
100mm• Fits 15ml and 30ml units.
• Use for calf, sheep and goats.
• Durable plated brass construction.
• 100ml length.

CODE

ST25NOZ F

Simcro Cattle Drench Nozzle
150mm

Fits 15ml and 30ml units.
Use for cattle, 150mm length.
Durable plated brass construction.

CODE

ST25NOZ S

ST25NOZ C

Simcro Backpacks
DESCRIPTION

1L/2.5L/5L**L=Liter (3.8 liters = 1 Gallon)• Free standing for safe, easy filling and display purposes.
• 2.5L & 5L backpacks provide a unique cavity for spigot cap and strap.
• Packs allow for overfilling to cater for promotions
where additional product is supplied.
• Comes complete with straps, transit cap and spigot
cap for inverted use on back or chute.
- 資 12 -

SIZE

CODE

1 Liter
2.5 Liter
5 Liter

STBP10STBP25
STBP50Simcro Backpack Accessories
DESCRIPTIONSPIGOTSIZE

BACKPACK SIZE

CODE

6.4mm
6.4mm

2.5 Liter
5.0 liter

BP CAP U 25
BP CAP U 50

Simcro Upright Draw-off• Suitable for any anthelmintic, pour-on
or spray product.
• Customized to fit any cap or container.
• Vented to allow easy evacuation of the
product from backpack, to avoid
collapsing of backpack and also to
avoid vacuum build-up which makes
application inaccurate, slow anddifficult.

GALLON CONTAINER

6.4mm

Up to 1 gallon

NZ CAP GAL

Simcro 38mm Inverted Spigot Caps

Simcro Backpack Straps• Designed for use with inverted backpacks to allow liquid to be drawn
from the bottom of the container.
• Available in two stage (6.4 - 9.5mm) to
fit onto tubing.
• Vented to allow easy evacuation of the
product from backpack, to avoid collapsing of backpack and also to avoid
vacuum build-up which makes application inaccurate, slow and difficult.

• To be threaded on backpack, enabling
unit to be worn on user’s back.
• Also can be used to hang near thechute head for holding a container(1L, 2.5L, 5L).
• Strong and durable. Webbed tape
2500mm long x 25mm wide
incorporating a plastic buckle.

SPIGOTS

CODE

6.4 mm / 9.5mm
9.5mm

BPCAP STEP
BPCAP WIDE

CODE

BPSTRAP

Simcro 38mm Cap Transit

Simcro Tube Adaptor• To be used with Simcro Backpacks.

• To fit onto tubing to allow theconnection between various
internal diameters of tube.
• Available in size: 4.6mm - 6.4mm

SIZE

CODE

38mm

BPCAP TRAN

- 資 13 -

SIZE

CODE

4.6mm - 6.4mm

ST JOIN 1

Simcro Combinations
STF
STV
4

Accessories

Key:
1. Small draw-off fits 50 & 100ml
bottles (inverted)
2. Large draw-off fits 250 & 500ml
bottles (inverted)
3. Extra Large draw-off fits 250 &500ml European bottles
4. Spike draw-off for use with all
sized Upright bottles

STF

STV

1

2

1

3

2

ST1U

1ml

ST1

ST1S

ST1L

ST1SL

2ml

ST2

ST2 S

ST2 L

ST2 SLST2 XL

ST2 U

ST2 B

5ml

ST5

ST5 S

ST5 L

ST5 SLST5 XL

ST5 U

ST5 B

10ml

ST10

ST10 S

ST10 LST10 SL

ST10 XLST10 U

0.5ml

ST0.5SV B

1.5ml

ST1.5SV B

2ml

ST2V

ST2V S

ST2V LST2V SLST2V XLST2V U

5ml

ST5V

ST5V S

ST5V LST5V SLST5V XL

ST5V U
ST6V B

6ml
10ml

ST10V

ST10V S

ST10V L

12ml
15ml

ST2V B

ST10V SLST10V XL ST10V U

ST12SVHV SL

ST15V

ST15V S

Manufactured by:
Simcro Tech Limited
6-8 Latham Court, Box 5152,
Hamilton, New ZealandPhone: +64 7 846 7723 Fax: + 64 7 846 7738
Web: www.simcro.com
E-Mail: info@simcro.com

ST15V L

ST15V SLST15SV XL ST15V U

C O R P O R AT I O N- 資 14 -Distributed by:
Y-TEX Corporation
1825 Big Horn Avenue,
Cody, WY 82414
Phone: 888-600-YTEX
Web: www.ytex.com
E-Mail: ytexinfo@ytex.com

資料

酢酸を注入したオニヒトデの反応と経時的な変化①酢酸注入前

酢酸を注入する前のオニヒトデは、運動性が高く、動きが活発で管足を使ってケージの壁面に張り付いているものが多い。また、腹側を上にしてひっくり返すとすぐに管足と腕を動かし、起き上がる行動をとる。体全体が大きく膨らんでおり、張りがある。

②酢酸注入直後（約 0 時間後）

9％酢酸 20ml 注入直後のオニヒトデは腕を腹側に曲げ体を丸めてひっくり返ったままの状態となり、活発な移動や起き上がり行動を示さなくなる（左）。特徴的な体勢をとる酢酸
注入直後のオニヒトデ（右）。

- 資 15 -③酢酸注入 1 日後（約 24 時間後）酢酸注入 1 日後（約 24 時間後）では外見上の変化は少ないが、いずれの個体も運動性が低く、ケージの底面で動かない状態となっている。また、腕や管足の動きが弱く、起き上がり行動も見られない。

- 資 16 -④酢酸注入 2 日後（約 48 時間後）酢酸注入 2 日後（約 48 時間後）では 24 時間後と比べてさらに運動性が低下しており、腕の曲げ伸ばしや管足の活発な動きが認められる個体は少ない。体全体の膨らみが乏しくなり、棘も倒れた状態となっているものが多い。また、盤背側の体表が破れて幽門盲嚢（消化系の内臓）や生殖巣の一部が露出している個体も見られるようになる。これらの個体では口からは胃が体外に脱出しており刺激しても戻らない。しかし、腕の先端部の管足がわずかに動く個体も多く、完全に斃死したと判断される個体は少ない。

盤の背側に著しい損傷が見られる個体（左）と部分的に活動性を保っている個体（右）- 資 17 -⑤酢酸注入 3 日後（約 72 時間後）酢酸注入 3 日後（約 72 時間後）になるとほとんどの個体で部分的な腕の動きも全く見られなくなり、部分的な管足の動きも確認されなくなる。また、体組織の損傷や変質が進み、すでに全体死あるいは回復不能と判断される状態になっている個体がほとんどを占めるようになる。

- 資 18 -⑥酢酸注入 5 日後（約 120 時間後）酢酸注入 5 日後（約 120 時間後）では、ほとんどの個体が完全に斃死しており、いかな
る活動も確認できなくなる。体は原形をとどめているが、体組織の変質が全体的に進行し、体の表面は膜のようなもので覆われており、明らかに腐敗が進んでいる。

腐敗の進んだオニヒトデ。表面は膜のようなもので覆われ白っぽく見える。
- 資 19 -