藻類 Jpn. J. Phycol. (Sôrui) 66: 157-163, November 10, 2018157

研究技術紹介
衣料繊維または粘着テープを支持体として用いた
微細藻類生細胞の顕微鏡観察法
仲田崇志 *

慶應義塾大学先端生命科学研究所（〒 997-0052 山形県鶴岡市覚岸寺字水上 246-2）
慶應義塾大学大学院政策・メディア研究科先端生命科学研究会（〒 252-0882 神奈川県藤沢市遠藤 5322）
Takashi Nakada*: Methods for supporting cover slip during light microscopy of unfixed microalgae, using clothing fibers or adhesive tapes.
Jpn. J. Phycol. (Sôrui) 66: 157–163, November 10, 2018
Cells of unfixed microalgae are easily flattened by the cover slip for light microscopy. To ease the pressure of cover slip, clothing chemical
fibers (of stockings, pantyhoses, and drain nets) and single- and double-face adhesive tapes were compared as separators between cover slips
and slides. Given their thickness, common adhesive tapes were suitable for large algal cells or colonial individuals (> 50 µm thick), clothingfibers for medium-sized cells (ca. 10–50 µm thick), and super-thin film tapes for smaller cells (< 10 µm thick). The preparation methods aredescribed with illustrations.
Key Index Words: adhesive tape, chemical fiber, light microscopy, microalgae, slide preparation, unfixed cells
Institute for Advanced Biosciences, Keio University, Tsuruoka, Yamagata 997-0052, Japan.
Systems Biology Program, Graduate School of Media and Governance, Keio University, Fujisawa, Kanagawa 252-0882, Japan.
*Author for correspondence: naktak@ttck.keio.ac.jp

微細藻類の細胞を光学顕微鏡観察する場合，化学固定による細胞構造への影響を避けるため，あるいは収縮胞など動的な構造を観察するため，固定されていない生細胞を用いるこまたは工業用極薄フィルム両面テープを支持体に用いたプレ
パラート作製法を紹介する。
本稿でのプレパラート作製には，いずれもスライドグラスとも多い。遊走細胞を観察する場合には細胞の動きを抑える

白縁磨 No. 1（76必要があり，しばしばカバーガラスとスライドガラスで弱く

カバーグラス 18でも細胞が潰れて変形してしまう。比較的大型の単細胞藻類

26 0.8–1.0 mm，松浪硝子工業），角
18 No. 1（18 18 0.12–0.17 mm，松浪硝子工業）を用いた。支持体には，2018 年 3 月から 7 月の間に購入した製品（表 1 脚注）の本体部（ストッキングはや群体性微細藻類の観察には，ホールスライドガラスや，穴

膝から腿の部分，水切りネットはネット部分）の繊維，またを開けたビニルテープをカバーガラスとスライドガラスの間はテープを使用した。スライドガラスとカバーガラスの間隔挟む方法が用いられる。しかしこの方法では数分程度の観察に挟む手法（ビニル／ビニールテープ法；野﨑 1999，丸岡の測定には VHX-5000 デジタルマイクロスコープ（キーエ2003 など）が用いられるが，小型の単細胞藻類（幅 5–30µm）に対してはホールの深さ（0.5 mm 程度）もビニルテー
プの厚み（0.2 mm 程度）も過大である。ゾウリムシ類（幅40–80 µm）の観察方法として脱脂綿やティッシュペーパー
繊維を挟む方法も知られるが（見上 1983a，丸岡 2004），分

ンス，大阪）を用い，2 枚のガラスの縁を揃えた上で適量の量の調整に経験が必要で，より小型の細胞への使用は難しいだろう。

水を隙間に加えてカバーガラスを固定した。その他，ストッキング生地や藻類細胞の撮影にはノマルスキー微分干渉装置（Leica，ヴェッツラー，ドイツ）と Olympus DP71 デジタaCover slipb

Cover slip

カバーガラスで細胞を押さえる場合，楕円体の細胞は横倒しになるため側面から観察できる（図 1a）。一方，一部の鞭毛性藻類はしばしば鞭毛でカバーガラスに貼り付くため，カバーガラスとスライドガラスの間に十分な間隔があれば，細胞を頂面から観察することもできる（図 1b）。しかし間隔が厚すぎると視野絞り像が標本面に結像できず，最適なケーラー照明ができなくなる。そこで細胞の大きさや観察目的に応じた厚さのプレパラート作製法が望まれる。
本稿では簡便なプレパラート作製法として，筆者らが鞭毛性単細胞緑藻類の観察に用いている（例えば Nakada et al.
2018），ストッキングや水切りネットに使われる化学繊維，

Slide

Slide

図 1．プレパラートの厚みと細胞の状態。a. 動きを止められた横倒しの細胞。b. 鞭毛でカバーガラスに付着した細胞。

Fig. 1. Thickness of preparation and algal cell direction. a. animmobilized cell lying sideways. b. a cell attaching to the cover slip
with its flagella.

158

仲田

ルカメラ（オリンパス，東京）を備えた Leica DM2500 顕

1. ハサミやピンセットでストッキング生地の一部を破り，繊微鏡を用いた。

維をほぐす。

2. 目的の太さの繊維を引き出し，一端をセロハンテープ（ス

繊維法

ライドガラス幅より短く切る）に貼り付ける。

材料（表 1）
ストッキング・水切りネット（ストッキングタイプ）などの化学繊維やその複合糸（サポート糸）。主にナイロン，ポリウレタン，ポリエステルを素材とする。
プレパラート作製手順（図 2a）3. スライドガラスの一端に，繊維が逆側端を向いて出るようにテープを貼る（図 2a1）。
4. スライドガラスを横断するように繊維をぴんと張り，ガラスのもう一方の端にテープで固定する（図 2a2）。
5. スライドガラスの縁で余分な繊維を切る。
6. 手順 2 から手順 5 を繰り返し，2 本（または 3 本）の繊維

表 1．支持体の種類ごとの厚さ・太さ。テープ類の厚さは箱書きや製造元ウェブサイトの商品説明（通常 mm 単位）を参照し，衣料繊維の太さは光学顕微鏡下で測定した。
Table 1. Separators and their approximate thickness. Thicknesses of tapes are from packaging labels or the makersʼ website, and thoseof fibers were measured under a light microscope.
支持体

Separators
製品

素材

厚さ・太さ

Product

Material

Thickness

ナイロン

15–20 µm

繊維類

Fibers
ストッキング（ナイロン 100%）*1

Stockings/pantyhoses (100% nylon)

*1

Nylon

ストッキング（サポート糸使用）*2

Stockings/pantyhoses (combined yarns)
ストッキング水切りネット

ナイロンとポリウレタン
*2

*3

*3

Expandible drain nets

25–40 µm

Naylon and polyurethane (spandex)
ポリエステル40–55 µm (and 15 µm*4)

Polyester

両面テープ

Double-face adhesive tapes
工業用極薄フィルム両面テープ *5

ポリエステル6XSHUWKLQGRXEOHIDFHDGKHVLYHÀOPWDSHV*5

Polyester

市販両面テープ *6

再生紙

Commercial double-face adhesive tapes*6

Recycled paper

6 µm, 10 µm
90 µm

片面テープ

Single-face adhesive tapes
ビニルテープ *7
*7

塩化ビニル

Vinyl tapes

Polyvinyl chloride

OPP tapes*8

Polypropylene

梱包用透明テープ *8

ポリプロピレン

200 µm70 µm*1 涼感パンティストッキング “Cool-feeling pantyhose”（大創産業 Daiso Industries）；ノーサポートパンティストッキング “Covered-yarn
free pantyhose”（ディノス・セシール Dinos Cecile）；ガーターフリーストッキング “Garterless stocking”（グンゼ Gunze）*2 アスティーグ・肌 ASTIGU “Hada”（アツギ Atsugi）；アスティーグ・圧 ASTIGU “Atsu”（アツギ Atsugi）；サブリナ・ナチュラル
SABRINA Natural（グンゼ Gunze）*3 水切りネット ストッキング・浅型 “Shallow-type expandible drain net”（大創産業 Daiso Industries）；浅型排水口用水切りゴミ袋“Shallow-type expandible drain net”（三山 Miyama）；ごみシャット 細型排水口用 “Narrow-type drain net”（ボンスター販売 Bonstar）； 抗菌ストッキング水切りネット浅型 “Shallow-type antibacterial expandible drain net”（ストリックス デザイン Strix Design）*4 水切りネット ストッキング・浅型 “Shallow-type expandible drain net”（大創産業 Daiso Industries）*5 フィルム両面テープ No. 7054W Double-coated adhesive film tape No. 7054W（6 µm；寺岡製作所 Teraoka Seisakusho）；フィルム両面テープ No. 7070W Double-coated adhesive film tape No. 7070W（10 µm；寺岡製作所 Teraoka Seisakusho）*6 ナイスタック一般タイプ NICETACKTM for general use（ニチバン Nichiban）*7 ビニルテープ No. 21 黄 Vinyl Tape No. 21, Yellow（ニトムズ Nitoms）*8 透明梱包用テープ No. 3303 OPP Packaging Tape No. 3303（ニトムズ Nitoms）

159

微細藻類生細胞の顕微鏡観察法

aa๛. Tape one end of
the fiber on a slideb b๛. Apply tapes on both sides c c๛. Cut adhesive tapeof the thin double-face tape

Adhesive facea๜. Tape the fiber on theother end of the slide

Double-face tapeb๜. Separate both tapes
Release liner Adhesive filmc๜. Apply the tape on a slideb๝. Apply the tape on a slidea๝. Tape second fiber,and drop your sample
SampleAdhesive facec๝. Place sample and water
drops on a cover slip

Remove release liner

SampleWater

b๞. Drop your sample✓

a๞. Place cover slip

X

Place the edge
parallel to the fibers

Cover slip

Samplec๞. Flip the cover slip on the tape

Not on the fibers
Add waterb๟. Place cover slip
The water sticks the cover slip
with the tape

図 2．支持体を用いたプレパラート作製法。a. 繊維法，b. 細型テープ法，c. 切抜テープ法。

Fig. 2. Preparations using separators. a. fiber method, b. narrow tape method, c. holed tape method.

を平行に張る。

7. 繊維の間（または繊維を挟んだ数ヶ所）に適量（数 µL）の試料を滴下する（図 2a3）。
＊カバーガラスが 18 18 mm で厚さ 15 µm の場合，5–6µL。太めの繊維を使用する場合（細胞の頂面観を観察す

備考
ナイロン繊維のみで編まれたストッキング（“ウーリータイプ”；図 3a）や水切りネットからは比較的容易に繊維が引き出せた。素材にポリウレタンとナイロンを含むストッキン
グには，ポリウレタン繊維にナイロン繊維を巻き付けたサる場合など）や，繊維と試料の接触を避けたい場合，中ポート糸を使用していた（図 3b）。サポート糸を引き出して心部のみに液滴を作ってもよい（例えば太さ 40 µm に対そのまま支持体に使用することは難しくないが，サポート糸して約 0.5 µL）。
8. 繊維と平行にカバーガラスの縁を置き，そこから倒すようにして試料にかぶせる（図 2a4）。

からナイロン繊維やポリウレタン繊維を切れないように分離＊カバーガラスを繊維の上に立てると，細い繊維が切れることがある。
＊試料を中心部のみに置く場合，繊維より外側を水で満たすことでカバーガラスを固定する必要がある。

することは非常に難しかった。
繊維の太さは顕微鏡下で測定し，記録して使い分けの参考にするとよい。ただし繊維の断面は円形とは限らず，扁平や星型のものもある。また繊維の素材によっては伸張・収縮によって繊維の太さが大きく変化する。サポート糸は太めの繊維としては有用だが構成繊維のポリウレタンは経年劣化するため，購入日も記録しておくとよい。

160

仲田
表 2．支持体の種類と特性

Table 2. Separators and its characteristics
繊維類

極薄両面テープ

市販両面テープ

FibersSuper-thin double-face adhesive tapes

Commercial double-face adhesive tapes Single-face adhesive tapes

15–55 µmPe.g. 90 µm

70–200 µm

種類

多い

多い

少ない

少ない

Variation

Many

Many

Few

Few

入手

容易

やや困難

容易

容易

Availability

High

Slightly low

High

High

取扱い

容易

やや難しい

容易

容易

Handling

Easy

6OLJKWO\GLIÀFXOW

Easy

Easy

厚さ・太さ

片面テープ

Thickness

プレパラート 繊維法
作製法
Fiber

細型テープ法

切抜テープ法細型テープ法

切抜テープ法

切抜テープ法

Narrow tape

Holed tape

Narrow tape

Holed tape

Holed tape

Preparation
method
乾燥

早い

早い

遅い

早い

遅い

遅い

Drying

Rapid

Rapid

Slow

Rapid

Slow

Slow

細型テープ法材料（表 1）

工業用の極薄ポリエステルフィルム両面テープや市販の紙製両面テープ。幅 5–10 mm のもの（幅 20 mm 以上の市販
両面テープは，後述の切抜テープ法に適している）。
プレパラート作製手順（図 2b）1. 両面テープ 2 枚を，カバーガラスと同程度の長さに切り出す。太いものは幅 5 mm 程度に切る。
2. 両面テープの一端の両面に，粘着面同士が付かないよう互
いに逆向きに 2 枚のセロハンテープを貼る（図 2b1）。
＊剥離紙が容易に剥がれる市販の両面テープの場合，手順 2・
3・5 は簡略化できる。
3. セロハンテープ同士を引き離して片側の剥離フィルムを剥図 3．ストッキングの拡大写真。いずれも伸ばした状態で撮影。a. ナイ
ロン繊維のみのもの（涼感パンティストッキング，大創産業）。b. ナイロ
ン繊維（細い繊維）をポリウレタン繊維（太い繊維）に巻き付けたサポー
ト糸を使用したもの（アスティーグ・圧，アツギ）。スケールバー：0.3
mm。

Fig. 3. Close-up photographs of stretched pantyhoses. a. 100% nylon
pantyhose ( “Cool-feeling pantyhose” , Daiso Industries). b. pantyhoseusing combined yarns of thick core polyuretane (spandex) and thinwinding nylon fibers (ASTIGU “Atsu” , Atsugi). Scale bars: 0.3 mm.

がす（図 2b2）。内側を軽くなぞって剥離フィルムと粘着フィルムを区別する。

4. 皺ができないよう注意して，スライドガラス長辺と平行に（セロハンテープを貼ったまま）2 枚の両面テープを貼り付け，よく押しつける（図 2b3）。
5.（セロハンテープを使って）残りの剥離フィルムを剥がす。
うまく剥がれなければ，新しいセロハンテープを貼り直して再度剥がす（図 2b3）。
6. 両面テープの間に試料を適量滴下し（図 2b4），カバーガ
ラスをかけて指で密着させる（図 2b5）。
＊両面テープの間隔が 8 mm，厚さ 10 µm の場合，2–3 µL
程度。厚い市販の両面テープを使用する場合，中心部のみに液滴を作るとよい（繊維法参照；厚さ 90 µm に対して 1.0–1.5 µL）。

図 4．Volvox tertius Art. Meyer NIES-544（緑藻綱，オオヒゲマワリ目）。a．
切抜テープ法（ビニルテープ，厚さ 200 µm，2 枚重ね）を用いて動きを止めた栄養群体。b．支持体を使用せず，潰れた栄養群体の一部。スケー
ルバー：300 µm。

Fig. 4. Volvox tertius Art. Meyer NIES-544 (Volvocales, Chlorophyceae).
a. a vegetative colony immobilized using holed tape method (double
stacked vinyl tape, 200 µm thick). b. part of a punctured vegetativecolony without using supporters. Scale bars: 300 µm.

微細藻類生細胞の顕微鏡観察法

161

図 6．Microglena monadina Ehrenberg SAG 55.72（緑藻綱，オオヒゲマワリ目）の頂面観。繊維法（ポリエステル繊維，太さ 42–45 µm，試料0.5 µL）を使用。a. 2 本の鞭毛でカバーガラスに付着した栄養細胞。b.
細胞前部に見られる 2 個の収縮胞。スケールバー：10 µm。

Fig. 6. Microglena monadina Ehrenberg SAG 55.72 (Volvocales,
Chlorophyceae). Fiber method (polyester fiber, 42–45 µm thick, 0.5 µL
sample). a. a vegetative cell attached to the cover slip with two flagella.
b. two contractile vacuols at the apex of the cell. Scale bars: 10 µm.

備考
電子部品の固定などに使用される極薄のポリエステルフィ
ルム両面テープには厚さ 5–10 µm のものがあり，寺岡製作所，日東電工，3M などで製造されている。一般向けにはほとんど流通していないが，一部インターネット通販（Amazon.

co.jp，モノタロウ，その他両面テープ専門店など）で入手できるものもあった。

切抜テープ法材料（表 1）

市販のビニルテープや延伸プロピレンテープ，紙製両面テープなど。幅 20 mm 以上のもの（穴を開けられないような細いものには，前述の細型テープ法が適している）。幅の広い工業用の極薄ポリエステルフィルム両面テープにも応用できるが，皺や気泡ができやすく，細型テープ法よりも操作が難しいかもしれない。なおセロハンテープは水を吸って皺が寄るため支持体には適さない。
プレパラート作製手順（図 2c；野﨑 1999 を改変）

1. カバーガラスより長めに切ったテープを粘着面を外側にし
図 5．支持体の有無と細胞形態の変化（a, c, e, g，プレパラート作製直。a–d．Microglena monadina Ehrenberg SAG
後； b, d, f, h，10 分 後 ）55.72（緑藻綱，オオヒゲマワリ目）。a, b．繊維法（ポリエステル繊維，
太さ 15 µm，試料 5 µL）を使用。c, d．支持体なし（試料 5 µL）。e–h．
Chlamydomonas perpusilla Gerloff SkCr-10（= NIES-1849；緑藻綱，オオヒゲマワリ目）。e, f．細型テープ法（ポリエステルフィルム，厚さ 6µm，試料 1.5 µL）を使用。g, h．支持体なし（試料 3 µL）。スケールバー：
a–d，10 µm；e–h，5 µm。

Fig. 5. Algal cell observations with (a, b, e, f) or without (c, d, g, h)using separators (a, c, e, g, just after preparations; b, d, f, h, 10 min
after preparations). a–d. Microglena monadina Ehrenberg SAG 55.72(Volvocales, Chlorophyceae). a, b. fiber method (polyester fiber,
15 µm thick, 5 µL sample). c, d. no separators (5 µL sample). e–h.
Chlamydomonas perpusilla Gerloff SkCr-10 (= NIES-1849; Volvocales,
Chlorophyceae). e, f. narrow tape method (polyester film tape, 6 µm
thick, 1.5 µL sample). g, h. no separators (3 µL sample). Scale bars: 10µm (a–d), 5 µm (e–h).

て折り，折り目をハサミでくの字に切り取る（テープを開くと菱形の穴になる；図 2c1）。

＊穴の大きさはカバーガラスよりもやや小さく。
＊穴開けパンチなどで小さく穴を開け，十分な試料で満たす
方法もある（丸岡 2003）。

2. 皺ができないよう注意して，テープをスライドガラスに貼り付ける（図 2c2）。
3. カバーガラスの中心付近に少量（厚さ 70–200 µm の場合，
1–3 µL）の試料を，四隅に各 0.5 µL 程度の水を滴下する（図 2c3）。
＊両面テープを用いる場合，四隅の水滴は不要。

＊液滴がテープに接すると試料が穴の縁に沿って広がり観察が困難になるため，試料はテープに接しないようにする。

162

仲田

四隅の水滴はテープとの密着性を高めてカバーガラスの度の細胞にはストッキング繊維または糸を用いた繊維法が，ずれと試料の乾燥を防ぐ。

5–15 µm 程度の細胞には極薄のフィルム両面テープを用い

4. カバーガラスを裏返してテープに乗せる（ゆっくり乗せるた細型テープ法が，それぞれ適していると考えられた。製品と試料が端に動くため，弱くはじくようにして伏せる）。

ごとの差も考慮すれば，さらに細かい選択も可能であろう。

軽く押さえてカバーガラスとテープを密着させる（図

鞭毛性単細胞緑藻類の観察において筆者らは主に，厚さ 62c4）。

µm と 10 µm のフィルム両面テープ（寺岡製作所）と，水切
りネット（大創産業）から取り出せる太さ 15 µm と 42–45µm のポリエステル繊維を使用している。

備考
野﨑（1999）や丸岡（2003）では支持体としてビニルテー

その他，入手や取扱いの容易さ，試料の密閉性（繊維法やプを，野﨑（1999）ではまた梱包テープ（おそらく延伸ポリ細型テープ法は密閉性が低く，試料の蒸発が進みやすい）な

プロピレンテープ）を使用する方法が紹介されている。ここども支持体や手法を選ぶ際の参考になるだろう（表 2）。また，

では液量やカバーガラスの固定法を補足した。

繊維法において太さの異なる 2 本の繊維を使用する（あるい

各手法の使い分け

製品や伸ばし方による差もあるが，ウーリータイプのス

トッキングからは太さ 15–20 µm 程度の繊維を，サポート糸を用いたストッキングからは太さ 25–40 µm 程度の糸を，水切りネットからは通常 40–55 µm 程度の繊維を（水切りネッ

は 1 本しか用いない）ことで試料の厚みに勾配をつけたり，
細型・切抜テープ法でテープを重ね貼りして厚みを調節したり，さらなる工夫の余地もあるだろう。

用例と応用

繊維法も細型・切抜テープ法もカバーガラスを物理的に支

ト・ストッキング・浅型，大創産業からは 15 µm 繊維も）えることを意図しており，細胞の大きさに合わせた繊維・テーそれぞれ容易に引き出せた（表 1）。サポート糸を構成する

プを選択することで幅広い微細藻類に活用できると考えられ

繊維には太さ 10 µm 程度のもの（アスティーグ・圧，アツギ；る。一部の衣料用繊維で使用される抗菌・防臭剤やテープの図 3b）もあったが，切らずに構成繊維を分離することは至接着剤が感受性の高い藻類細胞に影響する可能性は否定でき難であった。

ないが，いくつかの単細胞緑藻類（主にオオヒゲマワリ目）

極薄のフィルム両面テープは厚さ 5 µm のものから製造さで観察した限り，淡水・海水を問わず，培地中への顕著な溶れているようだが，今回は厚さ 6 µm と 10 µm のものが入出や藻類への影響は認められなかった。感受性の高い藻類を手できた（表 1）。市販の両面テープは厚さ 90 µm と梱包用観察する場合には，試料の液量を支持体に接しない程度に抑透明テープ（70 µm）と同程度で，ビニルテープ（200 µm）

えることで（図 2）影響を防げるだろう。

の半分程度であった（表 1）。

切抜テープ法は（時にビニル／ビニールテープ法として）前述の手順に沿ってプレパラートを作製した場合，作製直野﨑（1999）や丸岡（2003）などで紹介されている。直径

後のスライドガラスとカバーガラスの間隔は支持体の厚さ・太さに比べて広くも狭くもなった。太めの糸・繊維（ 

数百 µm の群体を形成するオオヒゲマワリ属（ Volvox）を観察する場合，支持体がなければ群体が潰れてしまうが，ビµm 程度）を使用した繊維法では，しばしば糸や繊維の太さ

ニルテープを 2 枚重ねた切抜テープ法では良好に観察でき

よりも 5–20 µm 程度ほど広くなったが，より細い繊維（ た（図 4）。単細胞性緑藻類の観察においては，繊維法や細25 µm）を使用した場合にはむしろ 5 µm ほど狭くなる傾向

型テープ法（極薄フィルムテープ使用時）を使用した場合があった。テープを使用した場合，細型テープ法であれ切抜も，支持体を使用しなかった場合も同様に良好な写真を撮影

テープ法であれ，厚みとほぼ同じか，5–10 µm ほど広くなっできた（図 5a, c, e, g）。しかし支持体を使用しなかった場合た。

には細胞が潰れるまでの間隔が短かった一方で，支持体を使

ただし支持体を使用した場合，カバーガラスのたわみによ用した場合には 10 分以上経過した後も形態を維持した個体

り，しばしば中央付近でスライドガラスとの間隔が狭まる。

が（特に支持体付近で）多く見られた（図 5b, d, f, h）。た

水分の蒸発が進むとたわみはより強くなり，中心部分の細胞だし小型の細胞（幅 10 µm 以下）の場合，支持体を使用しが潰れることもある。支持体同士の間隔を狭めることで，あなくてもプレパラートの状態や位置によっては長時間形態を

るいは繊維法では 3 本の繊維を用いることでカバーガラスの保つ細胞が見られた（気泡が支持体の役割を果たすこともあ

たわみを抑えることもできるが，たわみを利用して支持体よる）。比較的大型（> 20 µm）の細胞は小型細胞に比べて潰り細い細胞を弱く押さえることもできる。支持体付近ではたれやすいため，繊維法や切抜・細型テープ法はより有用であわみの影響が少ないため，カバーガラスの中心から支持体付
近の間で細胞の動きと潰れ具合の兼ね合いが取れる場所を探ろう。Nakada et al. (2018) では，太さ 15 µm の繊維を用いて幅 9–16 µm の細胞の収縮胞を 10 分以上にわたって観察すとよい。

し，太さ 22 µm の繊維を用いてほぼ潰れていない幅 20 µm以上より，大型の細胞や群体性の細胞に対しては市販のの大型細胞の直径を測定した。細胞をより長時間観察する場

テープを用いた細型ないし切抜テープ法が，幅 10–50 µm 程合には片面テープ（あるいはホールスライドガラス）を用い

微細藻類生細胞の顕微鏡観察法て周辺を水で閉じるか，超低温融解アガロース包埋法（Reize& Melkonian 1989，野﨑 1999）などを用いるとよいだろう。
鞭毛細胞の頂面観を観察する場合（図 1b），細胞長よりも太め・厚めの支持体（またはホールスライドガラス）を使用する。この場合，プレパラートの中心に直径 3–4 mm 程度の液滴を挟むとよい。Nakada et al.（2016）や Nakada &Tomita（2017）などでは，深さ 0.6 mm のホールスライド
ガラスと 5 µL の試料を用いてパピラの頂面観や収縮胞の個数と配置を観察したが，この場合，ガラスの厚さのため視野絞り像が標本面に結像できず，最適なケーラー照明ができなかった（ホールスライドガラスは通常のスライドガラスよりも厚い）。一方で太め（例えば太さ 42–45 µm）の繊維と少量（0.5 µL）の試料を用いた場合には良好なケーラー照明の下で観察が可能であった（図 6）。なお液滴をカバーガラスのみに付着させる懸滴法（hanging drop preparation；微生物研究法懇談会 1975，pp. 134–135）も知られるが，やはり照明上の問題がある（観察した細胞を再回収する場合には有用）。
支持体を用いた観察方法は，0.1–50 mM の Ni2+（塩化ニッ
ケルまたは硫酸ニッケル）で鞭毛運動を抑制する Ni2+ 麻酔法（ 桧 垣 1968， 楠 元 1980a, b， 見 上 1983b， 丸 岡 2003，

2004），試料に 2–10% のメチルセルロースなど高粘度物質を加える方法（見上 1983c，丸岡 2003，2004）と併用することもできるだろう。細胞サイズを正確に測定する際には化学固定も細胞の圧迫も好ましくないため，細胞へのダメージの少ない運動抑制手法と支持体の併用は特に有効と考えられる。

謝辞

測定機器の使用に便宜を図っていただいた荒川和晴博士（慶應義塾大学），本稿の英文をご確認いただいた Josephine

Galipon 博士（慶應義塾大学），実験の一部をお手伝いいた
だいた慶應義塾大学先端生命科学研究所・高校生研究助手（山形県立鶴岡中央高校）の髙橋駿介さん・秋野利帆さん，および研究全般をご支援いただいた冨田勝教授に感謝申し上げま163

す。また本研究の一部には山形県および鶴岡市からの助成を活用しました。

引用文献

微生物研究法懇談会 編 1975．微生物学実験法．講談社．東京．
桧垣守宏 1968．ゾウリムシの実験．科学の実験 19: 392–395．
楠元守 1980a．NiCl2 溶液による Paramecium, Euglena 及び Pleodorinaの 繊 毛・ 鞭 毛 運 動 の 抑 制． 神 奈 川 県 立 教 育 セ ン タ ー 研 究 紀 要 1:
29–36．
楠元守 1980b．NiCl2 溶液による微小生物の繊毛・鞭毛運動の抑制．遺伝 34(8): 59–66．
丸岡禎 2003．教材としての原生動物（1）．原生動物学雑誌 36: 113–122．
丸岡禎 2004．教材としての原生動物（2）―ゾウリムシ I．原生動物学
雑誌 37: 19–30．
見上一幸 1983a．動物の細胞（【教材生物】ゾウリムシ，ヒメゾウリムシ）．
石原勝敏・山上健次郎（監修）図説教材生物 上．pp. 58–60．共立
出版．東京．
見上一幸 1983b．原形質流動（【教材生物】ゾウリムシ，ヒメゾウリムシ，
ミドリゾウリムシ）．石原勝敏・山上健次郎（監修）図説教材生物 上．
pp. 63–64．共立出版．東京．
見上一幸 1983c．繊毛運動（【教材生物】ゾウリムシ，ヒメゾウリムシ，
ミドリゾウリムシ）．石原勝敏・山上健次郎（監修）図説教材生物 上．
pp. 224–225．共立出版．東京．

Nakada, T., Takahashi, S. & Tomita, M. 2018. Microglena redcarensis
sp. nov. (Volvocales, Chlorophyceae), a brackish water
chlamydomonad with contractile vacuoles. Phycol. Res. 66:310–
317.
Nakada, T. & Tomita, M. 2017. Morphology and phylogeny of a newwall-less freshwater volvocalean flagellate, Hapalochloris nozakii
gen. et sp. nov. (Volvocales, Chlorophyceae). J. Phycol. 53: 108–
117.
Nakada, T., Tomita, M., Wu, J.-T. & Nozaki, H. 2016. Taxonomic
revision of Chlamydomonas subg. Amphichloris (Volvocales,
Chlorophyceae), with resurrection of the genus Dangeardinia anddescriptions of Ixipapillifera gen. nov. and Rhysamphichloris gen.
nov. J. Phycol. 52: 283–304.
野﨑久義 1999．光学顕微鏡観察．杉山純多・渡辺信・大和田紘一・黒岩常祥・
高橋秀夫・徳田元（編）新版 微生物学実験法．pp. 60–66．講談社．
東京．

Reize, I. B. & Melkonian, M. 1989. A new way to investigating living
flagellated/ciliated cells in the light microscope: immobilization ofcells in agarose. Bot. Acta 102: 145–151.