173
DEC
12,2022

アウトリーチ活動の一環として、長崎県五島列島の三井楽小学校と五島南高校で課外授業をしました。

Contents
ミニレビュー 1 ・ ・・・・・・・・・・・・・ 2・
レトロトランスポゾンLINE-1によるゲノムの改変機構

第46回放射線生物研究連絡会議総会議事録・ 10
ATW2023のご案内・・・・・・・・・・・・ 10

ミニレビュー 2 ・ ・・・・・・・・・・・・・ 6・
P ho sphor e gula t ion o f HORM A domain
p r o t e i n H I M -3 p r o m o t e s a s y m m e t r i c
s ynap t onemal comple x disassembly inmeiotic prophase in Caenorhabditis elegans

高田穣教授退職記念ミニシンポジウムのご案内・ 11
放生研からのお知らせ・ ・・・・・・・・・・ 12
編集後記 ・・・・・・・・・・・・・・・・ 12（線虫において HORMA ドメインタンパク質 HIM-3 のリン酸化制御が、減数分裂前期におけるシナプトネマ複合体の非 対称な解体を促す）（1）

ミニレビュー1

レトロトランスポゾンLINE-1によるゲノムの改変機構
はじめに性の反復 DNA 配列からなる。驚くべきことに、トランスポゾンは

ヒトゲノム配列の最初のドラフトが公開されてから約20年が経ヒトゲノムのほぼ半分を構成しており、これらの転移性配列は生過した[1]。タンパク質をコードする領域は、
ヒトゲノムのごく一部（約1.5％）しかカバーしていないと推定されている。残るゲノム

領域は、一般にノンコーディング領域で構成されていると考えら物の表現型の変化や疾患発症に寄与しているが、その転移機構についてはまだほとんど解明されていない。本レビューでは、ヒトレトロトランスポゾンであるLong INterspersed Element-1

れており、当初は“ジャンクD N A ”と見なされていた。しかし、そ（LINE-1または L1）の転移機構について概説し、いかに疾患御する配列の他に、リボソーム、トランスファー、ヘアピン、マイ軽減するための生体防御システムについても言及する。

の後の研究により、非コードDNA 領域はmRNA への転写を制クロRNA などの機能性の非コードRNAに加えて、長鎖非コード（ln c）R N Aなどとして転写されることがわかってきた。これらの非コードDNA 領域の残りは、主にトランスポゾンなどの可動原因となり得るのか、またL1によって引き起こされる負の影響をレトロトランスポゾンL1について

トランスポゾンは DNA 型とレトロ型に区別され、前者は自身

図1 レトロトランスポゾンの転移機構とヒトゲノム内での割合
  （A）DNAトランスポゾンとレトロトランスポゾン
   DNAトランスポゾンは、元の部位から取り除かれ別の場所へ挿入される「カット＆ペースト」方式によって転移する。転写されたレトロトラン
スポゾンのRNAは逆転写酵素によってcDNAに変換される「コピー＆ペースト」方式によって転移する。
  （B）ヒトのレトロトランスポゾンの分類とゲノム内での割合
  円グラフは、ヒトゲノムに存在するトランスポゾンの割合を表す。各レトロトランスポゾンの配列構造、塩基長、コピー数を右図に示す。L1の全長は約6kbであり、5'UTR（非翻訳領域）にRNA ポリメラーゼ IIのプロモーター、RNA 結合タンパク質 ORF1pと、エンドヌクレアーゼ（EN）と逆転写酵素（RT）活性を持つORF2pをコードしている。

（2）

のDNA 配列を切り取って別の場所へと挿入する「カット＆ペース

もつながるため、レトロトランスポゾンは我々が考えるよりもはる

ンは転写された後、そのRNA が cDNAに逆転写され、いわゆる[8,9]。このような転移による負の効果を抑制するためにL1配列ト」方式によって転移する。一方で L1などのレトロトランスポゾ

かに大きなインパクトをゲノム上にもたらしてきたのかもしれない「コピー& ペースト」方式によって転移する（図1）。L1はヒトゲノを標的とした転写抑制因子が存在する。興味深いことに、現生人

Short Interspersed Element（SINE）に属するレトロトランス

抑制因子による認識配列が欠失しており、宿主（細胞）による抑ムの約16.9%を占め、Alu（~10.6%）、SVA（~0.2%）といった類のゲノム上において活発に転移するL1ファミリーにはこの転写

ポゾンがこれに続く[1]。この他にもレトロウイルスと類似のLTR

制戦略を巧みに逃れ、新たに出現したファミリーだと考えられて型レトロトランスポゾン（~8.3%）が存在する。L1はヒトゲノム上いる[10]。

することが可能な唯一の配列である。ほとんどの L1配列上にはL1の自己複製＝転移サイクル

で最も豊富なトランスポゾン配列であると同時に、自律的に転移L1が転写された後、細胞質においてL1 RNAから2つのタン

既に様々な変異が蓄積しており、転移する能力を失っているがパク質（ORF1pとORF2p）が翻訳される。真核生物ではこの[2,3]、ヒトゲノムには依然として高い転移能をもつ L1配列が約80-100コピーほど存在すると予想されている[4,5]。L1は逆転

ようなbicistronicな翻訳は効率的ではないと思われ、ORF1p

ノンコーディング配列であるSINEファミリーのRNAにも作用し、術的な困難をともなう。これら2つのタンパク質は、自身をコード

写酵素 ORF2pをコードしており、これは自身のRNAだけでなくに比べてORF2pのタンパク質量は極めて低く、その検出には技

これらを逆転写して転移させることができる[6]。すなわちヒトゲノ

するRNAと優先的に結合してribonucleoprotein（RNP）を言い換えることができる。L1やSINEファミリーの転移は、挿入

L1 RNP 形成に重要であると考えられているが、その詳細な機ムのおおよそ1/3は、L1の逆転写酵素によって合成されたものと形成する（図2）。RNA 結合タンパク質であるORF1p は、この変異による遺伝子破壊にもつながるため、これまでに様々な疾患

能はよくわかっていない。ORF2pはエンドヌクレアーゼ（EN）おを誘発することが報告されている[7]。さらに転移は、挿入変異だ

よび逆転写酵素（RT）活性を有し、これらの活性はL1の転移にけでなく、染色体欠失や重複、転座などの大規模なゲノム変化に不可欠である[11,12]。エピトープタグを付加することにより、近図2 L1の転移機構とこれを制御する宿主因子群
  L1 RNA は転写後、細胞質へ輸送され、ORF1pとORF2p が翻訳される。この2つのタンパク質は自身をコードするL1 RNAと結合してribonucleoprotein（RNP）複合体を形成する。このL1 RNP が核に移行すると、ORF2pのエンドヌクレアーゼ活性により5'-TTTT/AA-3'などのコンセンサス配列（スラッシュはORF2p 切断部位を示す）が切断されニックが形成される。次にこの切断端をプライマーとして、ORF2pによる逆転写反応が開始される。PARP2はORF2pによって切断された部位を認識してリクルートされる。
このとき、PARP2によってpoly（ADP-ribose）の合成がおこり、これを目印として一本鎖 DNA 結合タンパク質であるRPA が L1の転移部位に集積する。RNase H2などの細胞内 RNase Hは、逆転写後のL1 RNA/cDNA ハイブリッドのRNA 除去に寄与していると予想される。その後、RPA はL1の一本鎖 cDNAを保護し、転移を促進すると考えられる。また、DNA ポリメラーゼのスライディングクランプとして機能するPCNAはORF2pと直接相互作用し、L1の転移を促進する。
二本鎖 L1 cDNAの形成やL1 cDNAのゲノムDNA への連結といった詳細な転移機構は未解明である。

（3）

年ようやく様々な培養細胞でORF2pを検出することが可能となシステム、例えば転写抑制機構を進化の過程で獲得してきたが、り、そのRNP 複合体の解析を通して、我々を含めた複数のグルー

これを補完するように転移プロセスそのものを標的としたDNA転移の第一段階では、ORF2pのエンドヌクレアーゼ活性によっらの抑制機構に屈することなく自己複製を続けるために、L1はでたDNA 端からORF2pが L1 RNAと相補的なcDNAを逆転写

いるのかもしれない。そうすれば、仮にいずれかの経路が宿主にプからL1の転移制御因子の同定が進められてきた[13,14]。

編集酵素の存在も知られている[21]。宿主が構築してきたこれてゲノムDNAが切断されニックが形成される。その後、切断されきるだけ多くの宿主経路を利用するという生存戦略を展開して合成することによって転移過程が進行すると考えられている[15 -よって遮断されても、L1は容易に他の経路へと乗り換えて転移（TPRT）とよばれるが、その詳細な機序やその後の転移プロと、L1と宿主の関係はウイルスと宿主の関係とよく類似している。

17]。このモデルはtarget-site primed reverse transcription

することができるのではないだろうか。このような視点から捉える

セスなどはほとんど解明されていないのが現状である。既知の転移を抑制する防御システム：
自然免疫とゲノム恒常性維持

ORF2p 相互作用因子として、DNA ポリメラーゼのスライディン

グクランプとして機能するPCNA が報告されている[13]。おそらく逆転写酵素であるORF2p のスライディングクランプとして機

近年、ウイルス感染のない状況でも自然免疫が活性化され、能し、逆転写合成を促進する役割があるのだろう。我々はDNA

場合によっては持続的な炎症反応へとつながり慢性炎症疾患の修復因子として知られているpoly（ADP-ribose）polymerase 2

ような病態を示すことが知られている。このような免疫応答に異（PARP2）が、ORF2pによって切断された箇所を特異的に認識常を示す遺伝性疾患の原因遺伝子として単離されたものの多くするセンサーとして働くことを見出した[14]（図2）。さらに、核内が、L1などレトロトランスポゾンを抑制する役割をもつことがわの主要な一本鎖 DNA 結合タンパク質であるRPAが、PARP2にかってきた[22]。これは、自然免疫がウイルスや病原性細菌に対よって合成されたpoly（ADP-ribose）を介してL1の転移開始部

する防御システムとして作用するだけでなく、レトロトランスポゾ位に集積し、転移過程で現れるL1の一本鎖 cDNA 領域を保護す

ンを抑制する作用も併せ持つことを示している。我々はさらにL1

リッド二本鎖からRNAを除去する仕組みはまだよくわかっていな

いるL1の抑制因子に加え、様々な自然免疫応答因子も含まれて

L1 RNAの分解後に一本鎖 DNAから二本鎖 DNA への合成を促

I 型インターフェロンの応答が亢進するなど、L1の高発現と自然ることを突き止めた。L1の転移中間体であるRNA/cDNAハイブ

RNP 複合体について詳細な解析を進めたところ、既に知られていが、RNase H2が L1の転移に関与することが示唆されており、いることがわかった[23]。また、L1を細胞内で強制発現すると進するのではないかと予想されている[18]。

免疫応答との密接な関係が示唆された。興味深いことに、このL1転移の最終段階であるL1 cDNAとゲノムDNAの連結過程

もよくわかっていない。この過程では前述したPCNA、PARP2、反応は L1の転移を介さず、L1 RNA によって誘導されることもわかってきた。すなわち転移によって生じるゲノム上の変化にとRPAに加えて、DNAリガーゼも関与するDNA 修復経路が極め

どまらず、L1の転写産物は何らかの細胞内センサーによって感細胞では、二本鎖切断損傷（DNA double-strand break:る。L1などレトロトランスポゾンがゲノム上において占める割合て重要な役割を担っていることは間違いない。ニワトリのDT40

知され、自然免疫応答を促進するトリガーとなることが予想されDSB）修復経路である非相同末端結合（no nh o m o l o gous

を考慮すると、その転写産物が細胞運命に変化を与えるという

end-joining: NHEJ）が L1の転移に必要であることが報告され可能性はより広範な生物学的意義を想起させる。例えば哺乳類ている[19]。一方で、ゲノムDNAと挿入されたL1配列の5' 末端の発生過程や腫瘍細胞ではレトロトランスポゾンに対する転写

イクロホモロジーを利用したalternative NHEJ 経路の関与もいる。これらの状況下において自然免疫はどのように応答し、発与するPARP1はL1 RNPと相互作用し、PARP1ノックダウンま

よって自然免疫応答が活性化された場合、免疫細胞によるがん[13,14]。おそらくL1の転移機構は、単一の DNA 修復・連結

うか？ L1が転写されゲノムに組み込まれるまでの自己複製サイ可能性が高いと我々は予想している。実際、我々が単離したL1

ようとしている。L1の宿主制御因子は何か、またその機序を明との連結部には、高頻度で短い相同配列が観察されており、マ抑制が解除され、L1などが一時的に高発現することが知られて示唆されている[20]。実際、このalternative NHEJ 経路に関生や腫瘍形成に影響を与えるのだろうか？ またL1の高発現にたはPARP 阻害剤処理によってL1の転移効率が大きく減少する細胞などに対する抗腫瘍作用にどのような影響を与えるのだろ経路に依存しているのではなく、様々な経路を利用して転移する

クルは、分子生物学的な手法によって近年ようやく明らかにされ

RNP 複合体構成因子の中から、上記とは異なるDNA 修復経路

らかにする過程で、基礎的なメカニズムの解明から上記のような低下することを見出している（未発表）。前述のようにL1やL1がンスポゾンが関与する疾患への対処法にもつながることが期待に関与する因子をノックダウンした場合でも、L1の転移効率が疑問に対する答えもおのずと導き出され、将来的にはレトロトラ

誘導するSINEファミリーの転移は疾患にもつながるゲノム不安される。

定化を引き起こすため、宿主である細胞はこれを抑制するための

（4）

謝辞

ポスドク時代の恩師であるミシガン大学のJohn V. Moran 博

14士、研究の機会を与えていただいた京都大学大学院生命科学研

Mol Cell 75, 1286-1298 e1212, doi:10.1016/

す。また本稿で紹介した研究の一部は、日本学術振興会科研費、
京都大学研究開発プログラムいしずえ、武田科学振興財団、日15

本応用酵素協会、住友財団、アステラス病態代謝研究会からの16

17● 引用文献

3.

5.

6.

7.

8.

9.

Luan, D. D., Korman, M. H., Jakubczak, J. L. & Eickbush,
T. H. Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by
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Cost, G. J., Feng, Q., Jacquier, A. & Boeke, J. D. Human

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j.molcel.2015.10.012 (2015).

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4.

j.molcel.2019.07.018 (2019).

a nick at the chromosomal target site: a mechanism for

研究助成の支援を受けて行われました。

2.

Polymerase 2 Recruits Replication Protein A to Sites

of LINE-1 Integration to Facilitate Retrotransposition.

究科の石川冬木先生、そして当研究室の皆様に深く感謝致しま1.

Miyoshi, T., Makino, T. & Moran, J. V. Poly(ADP-Ribose)

microbiolspec.MDNA3-0061-2014 (2015).

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Brouha, B. et al . Hot L1s account for the bulk ofmodel for 5'-end attachment requiring microhomology-

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pnas.0831042100 (2003).

Sassaman, D. M. et al . Many human L1 elements are

Richardson, S. R., Narvaiza, I., Planegger, R. A.,

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22

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retrotransposons. Nature 516, 242-245, doi:10.1038/

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13. Taylor, M. S. et al . Affinity proteomics reveals human三好 知一郎host factors implicated in discrete stages of LINE-1

retrotransposition. Cell 155, 1034-1048, doi:10.1016/

京都大学大学院
生命科学研究科細胞周期学
同附属放射線生物研究センター
放射線ストレス応答研究部門

j.cell.2013.10.021 (2013).

（5）

ミニレビュー2

Phosphoregulation of HORMA domain protein HIM-3
promotes asymmetric synaptonemal complex disassemblyin meiotic prophase in Caenorhabditis elegans（線虫において HORMA ドメインタンパク質 HIM-3 のリン酸化制御が、減数分裂前期におけるシナプトネマ複合体の非 対称な解体を促す）
PLOS Genetics, 2020

able to hold together pairs of homologous chromosomes

https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1008968

because recombination between them often leads to

Aya Sato-Carlton, Chihiro Nakamura-Tabuchi, Xuan Li,

molecules. Segregation of chromosomes is enabled

Authors:

crossovers, exchanges of continuity between DNA

Hendrik Boog, Madison K. Lehmer, Scott C. Rosenberg,

during cell division by the removal and proteolytic

Corbett, Peter Mark Carlton

pairing and segregation of homologous chromosomes

Consuelo Barroso, Enrique Martinez-Perez, Kevin D.

destruction of cohesin. The orchestration between(a full list of authors and affiliations is at the end of thisenables the stable maintenance of correct chromosome

manuscript)

number through generations. Errors in this process,however, can lead to meiotic mistakes and incorrect

Each species has a particular number of chromosomes

chromosome number.

that contain all the genetic information its cells need

Since the chromosomes that must segregate away fromt o s u r v i v e . F o r e x a m p l e , h u m a n c e l l s c o n t a i n 46

chromosomes, of which 23 are paternally-derived

each other in meiosis II must stay linked together until

egg). With few exceptions, all 46 chromosomes areconnecting chromosomes can be destroyed in meiosis

A chromosome number that is fewer or greater has the

be degraded in two steps, first enabling one division in(from sperm), and 23 are maternally-derived (from thethe point of chromosome separation, not all the cohesin

I. To correctly segregate chromosomes, cohesin mustneeded for each cell to carry out its normal functions.

meiosis I, and finally enabling the second division. Many

potential to lead to catastrophic problems. It is therefore

essential that all gametes are created with the correctorganisms orchestrate these two steps by protecting
cohesin at the centromere in meiosis I, and destroying

number of chromosomes. To accomplish this, sexually-

reproducing organisms use a special program of cell

centromeric cohesin at meiosis II. However, manyorganisms do not have localized centromeres, and thesedivision called meiosis, which consists of two cell divisions

in a row after one round of DNA replication. In the firstorganisms must use a different strategy to carry out

paternal chromosome pairs find each other, recombine,these organisms, the best understood is the nematodethe same two-step destruction of cohesin ( Figure1). Of

division, called meiosis I, homologous maternal andworm Caenorhabditis elegans , a well-developedand segregate away from each other into complementary

sets of chromosomes. The separation of pairs ofmodel system. C. elegans uses the location of genetic

in two haploid genomes, containing half the chromosome

two unequal-sized segments called the short arm anddivision, called meiosis II, replicated DNA strands (sisteron the short arm, allowing chromosomes to separate.

recombination to partition its six chromosome pairs intohomologous chromosomes after recombination results

the long arm. During meiosis I, cohesin is degraded only

number of the original diploid genome. In the second

The long arm then behaves similarly to a centromere, as

chromatids) segregate away from each other in acohesin is protected from destruction on the long arm,manner similar to a normal mitotic cell division. Before

and long arms are pulled by the spindle into opposite

each round of chromosome segregation, chromosomes

daughter cells. In other words, while C. elegans does

are held together by a protein complex known as cohesin

not have centromeres, it can temporarily designate athat holds together replicated DNA strands. Cohesin is（6）part of its chromosome to behave in a centromere-liketheir removal from the short arm, is critically importantfashion during a single cell division, meiosis I. Our groupfor the downstream steps of chromosome segregation.

and others have elucidated that chromosomes cancompare the size of partitions, and recruit different sets

In this work, we have focused on the role played by

In particular, specific recruitment of the phosphorylated

human homologs are called HORMAD1 and HORMAD2.

of proteins to the partitions in a size-dependent manner.

phosphorylation of the conserved protein HIM-3, whose

form of the chromosome-binding protein SYP-1 to

HIM-3 forms part of the synaptonemal complex, athe short arm, and its loss from the long arm, andprotein polymer that helps hold chromosomes together

conversely the recruitment of two closely related meiotic

before and during recombination. The synaptonemal

chromosome axis proteins, HTP-1/2, to the long arm andcomplex is composed of lateral elements, formed by the

Figure1
Chromosome segregation patterns of monocentric andholocentric chromosomes . Top, a diagram of chromosome
segregation in the first meiotic division. In the monocentricchromosome shown at left, cohesin (magenta circles)
is degraded everywhere except the centromere (large
green circle) to enable the first division. In the holocentricchromosome at right, cohesin is degraded on the shorterof the two interfaces (the “short arm”) between thechromosomes. Bottom, the second meiotic division isshown, in which all remaining cohesin is degraded, enabling
segregation of chromosomes in a manner similar to mitosis
for both monocentric and holocentric chromosomes.

Figure2
Phosphorylated HIM-3 partitions to the shorter arm of
meiotic chromosomes. A, a diagram of the synaptonemal
complex, showing the position of the axial elements(blue circles; including HIM-3) between each of the twohomologous pairs of chromosomes, and the central elements(green ovals, including SYP-1) connecting the axial elements
together. B, top, a diagram showing the position of thecrossover and the partitioning of the chromosome into shortand long arms. Bottom, the phosphorylated form of HIM-3 isrestricted to the short arms (yellow arrows).

（7）

proteins HTP-3, HTP-1/2, and HIM-3; and the central

A n a l y s i s o f 3D s t r u c t u r e s d e r i v e d f r o m x - r a yelement, formed by the SYP proteins (SYP-1 throughcrystallography suggested that phosphorylation of HIM-3

SYP-6) (Figure2, top). Null mutants that do not haveat S282 might sterically interfere with the ability of HTP-

HIM-3 protein cannot complete meiosis successfully,

1/2 to bind. To test whether phosphorylation of HIM-3

making HIM-3 an essential protein for reproduction.

actually prevents the binding of HTP-1/2, we performed

an in vitro fluorescence polarization anisotropy assay,

We previously performed a mass spectrometry analysis

testing the binding of purified HTP-2 protein to both non-found that HIM-3 protein becomes phosphorylated

from HIM-3. We found that phosphorylation of HIM-3

of C. elegans phosphoproteins that act in meiosis andphosphorylated and phosphorylated peptides derived

at multiple conserved sites. Interestingly, these sites

prevented the binding of HTP-2. This result implies thatthe phosphorylation state of HIM-3 in vivo may affect theare located at a region that was previously foundt o b e b o u n d b y H T P -1/2. U s i n g a n t i b o d i e s t h a tbinding of proteins to the chromosome axis.

3, we performed immunofluorescence microscopy to

Next, to directly test the role of HIM-3 phosphorylation

nuclei. While HIM-3 protein localizes along the entire

expressing either non-phosphorylatable (serine towas found to gradually concentrate only on the shortglutamic acid) versions of HIM-3 at the endogenous

specifically detect the phosphorylated form of HIMlocalize phosphorylated HIM-3 within C. elegans meiotic

in meiosis, we created transgenic C. elegans strains

chromosome axis, the phosphorylated form of HIM-3

alanine) or phosphomimetic (serine to aspartic acid orarm (from the crossover to the nearest chromosome

gene locus, using CRISPR/Cas9 genome editing.

end), while only non-phosphorylated HIM-3 remains

We discovered that both sets of mutations led toon the long arm (Figure2, bottom). By examining thedefects in the correct establishment of long and short

localization of phosphorylated HIM-3 in spo-11 mutant

arms, as assessed by the localization of HTP-1 andanimals that do not initiate meiotic recombination

phosphorylated SYP-1. (Figure3) While HTP-1 andand thus lack crossovers, we found no partitioning

phosphorylated SYP-1 normally partition to the short andof phosphorylated HIM-3 to the short arms. This waslong arms, respectively, we found that phosphomimetic

expected, since partitioning depends on the presenceHIM-3 mutants resulted in the localization of phospho-of crossovers. However, spontaneous DNA damage

SYP-1 to both long and short arms in 75-80% of cases,

occurring at a low level in the pre-meiotic divisions ofand localization of HTP-1 to both long and short arms

these mutants gives rise to recombination intermediatesin 25-30% of cases. Phosphomimetic mutants had athat recruit components of the crossover machinery on

stronger effect than non-phosphorylatable mutants onroughly 1-2% of chromosomes. Phosphorylated HIM-

partitioning, suggesting that this partitioning defect3 also accumulated on these rare chromosomes, but

could be mediated by the binding of HTP-1/2 to HIM-3.

interestingly, it did not partition to the short arm. Thisobservation led us to wonder whether HIM-3 partitioning

Although chromosome partitioning defects were seencrossovers was not achieved, or because spontaneousvery limited effects on reproductive capacity: only 2-5%

failed in these cases because a minimum number ofin late meiotic prophase, all HIM-3 phosphomutants had

DNA breaks could not provide the correct environmentof progeny found to be inviable in phosphomimetic HIM-

f o r p a r t i t i o n i n g t o o c c u r. To t e s t t h i s , w e t e s t e d

3 mutants. Since the effect of these mutants on theanother mutant, dsb-2 , which has a reduced number

localization of phospho-SYP-1 and HTP-1 is much larger,

In dsb-2 mutants, we found that phosphorylated HIM-

rescue correct chromosome segregation even if HIM-3

of crossovers, ranging from zero to six per nucleus.

we conclude that redundant mechanisms can act to3 could partition to the short arm when the number ofcannot contribute to correct partitioning.

crossovers was 5 or 6, but either partitioned partially or

not at all when the number was 4 or fewer. This result

Finally, we assessed whether HIM-3 phosphorylation

sensitive to the number of crossovers in the entire

partitioning. In budding yeast, phosphorylation of aindicates that the partitioning of chromosomes is globally

might play another role in addition to chromosome

nucleus.

related chromosome axis protein, Hop1, was found to

be required for the preferential use of the homologous（8）chromosome, rather than the sister chromatid, as areflect a novel function that is not conserved in animals.

phosphorylation of HIM-3 was similarly required for

In conclusion, we have found that phosphorylation

We tested this possibility in two different ways. Previous

chromosome axis, is required for maximal meiotic

BRCA1 (brc-1 ) gene is required for all sister chromatid

partitioning of chromosome-binding proteins to the longrepair template during meiosis. We wondered whethero f H I M -3, a n e s s e n t i a l c o m p o n e n t o f t h e m e i o t i cenforcing the choice of the homolog as a repair template.

results in C. elegans showed that the product of theefficiency through promoting the correct and timely

recombination in meiosis, making the combined loss

and short arms. Prevention of HIM-3 phosphorylationof brc-1 and genes that prevent sister recombination

results in failure to segregate specific proteins orhighly lethal. We first constructed double mutants ofphosphoproteins to both the short and long arms.

brc-1 with non-phosphorylatable and phosphomimetic

However, due to the low level of lethality compared withfound no synergy between the two mutations. Secondly,

defects, we conclude that redundant compensatory

mutants of him-3 , and assessed embryonic viability, andthe high level of observed chromosome partitioning

informed by previous results that excess DNA damage

mechanisms must exist that can promote correct

during meiosis must be repaired by sister chromatid-

chromosome segregation even of chromosomes thatto γ-rays at 75Gy, a level shown to cause significant

3, are also known to be phosphorylated, and it has

templated repair, we exposed him-3 phosphomutants

had been mispartitioned. The human homologs of HIM-

lethality in brc-1 mutants. However, we found no increase

been hypothesized that this phosphorylation serves asin embryonic lethality in these animals. We conclude thata marker for the status of chromosome pairing. Thus,

phosphorylation of HIM-3, unlike its homolog Hop1 inphosphorylation of synaptonemal complex components

budding yeast, does not enforce repair pathway choice inis likely to play diverse roles in different organisms,

C. elegans . Therefore, the function of Hop1 in yeast may

making it an area of intense ongoing investigation.

Peter Mark Carlton1,4,5
Aya Sato-Carlton1,
Chihiro Nakamura-Tabuchi1,6,
Xuan Li1, Hendrik Boog1,7,Madison K Lehmer 2b,8,
Scott C Rosenberg 2b,9,Consuelo Barroso3,
Enrique Martinez-Perez3,
Kevin D Corbett 2a, 2b, 2c,1
Kyoto University, Graduate School of Biostudies
Department of Cellular and Molecular Medicine, University of California,
San Diego, La Jolla CA 92093 USA
2b
Department of Chemistry and Biochemistry, University of California,
San Diego, La Jolla CA 92093 USA
2c
Ludwig Institute for Cancer Research, San Diego Branch, La Jolla CA
92093 USA
3  
MRC London Institute of Medical Sciences, Imperial College, London
W12 0NN, UK
4  
Kyoto University, Radiation Biology Center
5  
Institute for Integrated Cell-Material Sciences (iCeMS), Kyoto University
6  
Present address: Department of Nutritional Sciences and Toxicology,
University of California, Berkeley, CA 94720 USA
7  
Present address: Institut für Pharmazie und Molekulare Biotechnologie(IPMB), Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld
364, 69120 Heidelberg, DE
8  
Present address: Molecular and Cell Biology Graduate Program,
University of California Berkeley, Berkeley CA 94720 USA
9  
Present address: Genentech, Inc., South San Francisco, CA 94080
USA
1  
2a

Figure 3
Phosphomimetic mutants of HIM-3 lead to failure ofchromosome partitioning.
The top row shows the distribution of SYP-1 and HTP-1
on condensed wild-type chromosomes just before the firstmeiotic division. SYP-1 is present at the short arm (horizontal  magenta band in diagram), and HTP-1 is present at the longarm (vertical green band). The bottom two rows show two
different phosphomimetic mutants of HIM-3. In these mutants,
both SYP-1 and HTP-1 are found in both orientations,indicating that chromosome partitioning is lost. Individual
channels are shown in grayscale; scale bar is 1 micron.

（9）

議事録

第46回放射線生物研究連絡会議総会議事録
日時：令和4年9月26日（木） 16時00分 ～16時50分
本総会は昨年度同様、大会とは別日程にてオンライン会議にて執り行われた。議長に田代聡氏、書記に古谷寛治氏を指名して議事に入った。
1）  連絡会議幹事、田代聡氏による報告
連絡会議幹事代表、田代聡氏により令和4年度の 京都大学大学院生命科学研究科附属放射線生物研究センター各種委員及び連絡会議幹事の選挙の結果報告及び現委員の任期についての確認がなされた。
2）  京都大学大学院生命科学研究科附属放射線生物研究センター（以下放生研）からの現状報告
原田浩センター長より、放生研の近況報告があった。沿革及び、現各種委員の確認があり、運営体制、教員の異動についての報告がなされた。昨年度主催したワークショップ等の報告、JSPS 研究拠点形成事業（国際共同研究ネットワーク
形成）の紹介、確認がなされた。
次に放生研の共同利用・共同研究拠点事業に関する報告が行われた。令和3年度をもって共同利用、共同利用拠点認定が終了し、今年度より新たに「Collaborative Research and Education in Radiation Biology（CORE）
Program」を開始（令和4～9年度）したことを報告した。現時点での研究課題は51課題であり、年末にさらに課題募集が行われる旨が述べられた。今年度の活動状況としては新型コロナウイルスへの対応が徐々に緩和され、活動を受け入れていることが報告された。また、令和4年度の放生研シンポジウムとして国際 ATワークショップを京都、歴彩館 (3/2-3/5)
にて高田穣氏の主催で行われることが発表された。
3）  その他
放生研各種委員 および連絡会議幹事選挙の準備にはいることが告知された。
（文責 : 古谷・田代）

ATW2023のご案内
2023年3月2日～5日、放生研メンバーを中心とした実行委員会のお世話で、第19回
Ataxia-Telegangiectasia Workshop（ATW2023）を京都で開催します。放生研国際シンポとしても位置づけています。以前同じATWを放生研の小松賢志先生、東京医科歯科大の水谷修紀先生が主催されたことをご記憶の方もいらっしゃると思います。海外スタイルの学会ですので、登録費用は国内学会に比べ高額ですが、放射線影響に関連した分子生物学、生化学、臨床医学など広範な先端トピックを多数のトップクラス研究者が討論する価値ある研究集会です。
参加登録と演題登録を開始していますので、詳しくはホームページをご覧ください。
http://atworkshop2023.com/ ぜひご参加を検討ください。
事前参加登録（早期割引）：2023年1月20日まで
事前参加登録（通常）：2023年2月20日
一般演題登録：2022年12月31日
オーガナイザー：高田 穣、原田 浩（10）高田穣教授退職記念ミニシンポジウムのご案内
2023年3月をもって挽発効果研究部門の高田穣教授がご退職されます。記念事業として、以下のミニシンポジウムを開催いたします。多くの皆さまにご参集頂きます様、お願い申し上げます。
日時 2023年3月6日（月）13:30 ～17: 00（予定）場所 京都大学・基礎医学記念講堂（地図内の7番の建物です）
プログラム
13:30〜

13:35 〜15: 45

開会のご挨拶
指定講演佐藤 浩一 先生
Oncode Institute, Hubrecht Institute–KNAW and University Medical Center Utrecht, Netherlands.
北尾 洋之 先生
福岡歯科大学口腔医学研究センター
胡桃坂 仁志 先生
東京大学定量生命科学研究所
中西 真 先生
東京大学医科学研究所

16: 00 〜17: 00

特別講演高田 穣 先生
京都大学大学院生命科学研究科附属放射線生物研究センター

17: 00

閉会

7基礎医学記念講堂（11）放生研からのお知らせ
放生研ホームページに2021年度の年報を掲載しました。
12月5日より、令和5年度 CORE Programにおける放生研共同利用と共同研究の募集を開始しました。詳しくは放生研
ホームページをご確認ください。

編 集 後 記サッカーワールドカップ（W 杯）カタール大会での日本勢の活躍は、皆さまの記憶に新しいところと存じます。格上のチームを相手に、自分たちの良さを存分に発揮して互角に戦い、善戦を繰り広げた姿は世界中の注目を集めました。

そして、決勝トーナメント進出後のクロアチア戦で勝利するには、この先どのような課題を乗り越えていくべきでしょう。そのように思いを馳せると、日本はさらに強くなれる余地があると期待され、今後の日本チームの進化と成長を楽しみにしたいと思います。

末筆ながら、本年も放射線生物研究センターの活動に皆さまのご支援ご協力を賜りありがとうございました。令和5年も変わらぬご愛顧のほど何卒よろしくお願い申し上げます。

（いけだ）京都大学大学院 生命科学研究科附属 放射線生物研究センター〒 606-8501 京都市左京区吉田近衛町
編集委員

原田 浩、南 ジンミン、小林 稔、池田 幸恵

お問い合わせTel: (075)753-7551

E-mail: 150hosei-jimu@mail2.adm.kyoto-u.ac.jp（12）