Trace Nutrients Research 29 : 106−109（2012）

原著

かき肉エキスによるラット海馬中総グルタチオン増強効果
福田卓，春松槙，松井博之，松田

芳和＊（日本クリニック㈱・中央研究所 ）Effect of oyster extract on the enhancement of glutathione in rat hippocampus
Suguru FUKUDA, Shin HARUMATSU, Hiroyuki MATSUI, Yoshikazu MATSUDA
Central Research Institute, Japan Clinic Co., Ltd

Summary
In our previous study, we reported the enhancement of glutathione in rat hippocampus with combined administrationof oyster extract and warfarin. However, the eﬀect of sole administration of oyster extract on glutathione in rat hippocampus was not investigated. Therefore, the principal aim of the present study was to determine if oyster extract increases glutathione in rat hippocampus and various organs. Moreover, the eﬀect of oyster extract on glutathione S-transferase (GST) activity was investigated.
In the ﬁrst experiment, after 7-week-old male Sprague-Dawley rats were administered oyster extract (200 or 500 mg/kg
body weight P.O.) (high-volume group or low-volume group) or vehicle (control group) for 1 week, these various organs
were isolated. The concentration of glutathione in these organs was determined. The concentrations of glutathione in hippocampus of the high-volume group and the low-volume group were twofold higher than that of the control group, withsigniﬁcant diﬀerences.
In the second experiment, after 7-week-old male Sprague-Dawley rats were administered oyster extract (500 mg/kg
body weight P.O.) (oyster extract group) or vehicle (control group) for 1 week, these various organs were isolated. The
concentration of glutathione and GST activity in these organs were determined. The concentration of glutathione in kidney in the treated group was signiﬁcantly higher than that in the control group. GST activity in the hippocampus in theoyster extract group was signiﬁcantly higher than that in the control group.
The present results suggest that oyster extract produces anti-oxidant eﬀects in hippocampus and kidney.

5）グルタチオンはグルタミン酸，システイン，グリシンかすることを示した 。しかし，この実験ではかき肉エキスらなるトリペプチドであり，内在性の抗酸化物質として重単独投与による海馬中総グルタチオン量の増強効果につい要な役割を担っている。グルタチオンは，細胞中のチオーては未検討であった。そこで，本実験ではかき肉エキス単

ル基酸化還元調整，酸化障害に対する防御，活性型金属イ独による海馬中総グルタチオン量の変動を検討した。また，オンおよび求電子性物質の解毒作用およびシステインの貯様々な臓器における総グルタチオン量に対するかき肉エキ

1）

蔵 と 輸 送 に 必 要 と さ れ る 。 ま た， タ ン パ ク 質 お よ び

スの効果を検討した。そして，グルタチオンと共役的に解DNA の合成，細胞増殖サイクルの調整，細胞分化などに毒作用を担っているグルタチオン -S- トランスフェラーゼ1）活性（以下 GST 活性）に対する影響を調べた。

も関わっている 。
かき肉エキスには，多様な抗酸化作用があることが報告

実験方法されている。その中でも，in vitro および in vivo の実験系において，かき肉エキスによるグルタチオン増強効果が報告されている。しかし，これまでに脳内中のグルタチオンに対するかき肉エキスの影響は検討されていなかった（実験 1）2‑4）。

体 重 130 〜 150 g の 5 週 齢 Sprague-Dawley 系 雄 ラ ッ ト

昨年，われわれは，ラットにかき肉エキスおよびワル18 匹を 1 週間，馴化飼育した後に 3 群（各群 6 匹）に分けファリンを投与した場合，海馬中総グルタチオン量が増強た。次にラットに 1 日 1 回 7 日間，溶媒（蒸留水），かき

所在地：京都市右京区太秦開日町10‑1（〒616‑8555）＊― 106 ―（統計学的分析）

肉エキスパウダーを経口投与した。かき肉エキスの投与量実験 1 の各測定値は，一元配置分散分析により検定し，は 200 mg/kg body weight（低用量群）および 500 mg/kg有意（危険率 < 0.05）であった場合には，Fisfer PLSD にbody weight（高用量群）とした。
飼育期間終了後，ラットをエーテル麻酔下で開腹し，肝よって群間の比較を行った。また，実験 2 の測定値は，T

臓，肺，腹部大動脈，海馬，大脳皮質，大腿骨，心臓，脾

Test によって群間の比較を行った（危険率 < 0.05）。以上

臓，膵臓，小腸および大腸を採取した。その後，臓器は，の計算には統計解析ソフトである StatView-J 5.0 を用いた。

総グルタチオン測定を行うまで ‑ 30ºC で保管した。総グ結

ルタチオン測定は Glutathione Quantiﬁcation Kit（㈱同人果化学）を用いて測定した。
（実験 1）（実験 2）

海馬において，対照群に比べ低用量群および高用量群で体重 130 〜 150 g の 5 週齢 Sprague-Dawley 系雄ラット

総グルタチオン量が約 2 倍，有意に上昇した（Fig. 1）。

24 匹を 1 週間，馴化飼育した後に 2 群（各群 12 匹）に分

このことから，かき肉エキスは単独で海馬中総グルタチオけた。次にラットに 1 日 1 回 7 日間，溶媒（滅菌水），かン量を増強することが分った。また，肺において対照群にき肉エキスパウダーを経口投与した。かき肉エキスの投与比べ，高用量群で総グルタチオン量が若干減少していた。

量は 500 mg/kg body weight とした。

しかし，実験 2 において，再測定を行ったところ有意な差

飼育期間終了後，ラットをエーテル麻酔下で開腹し，肝は認められなかった。また，その他の臓器においても対照

臓，腎臓，肺，海馬，心臓，大腿四頭筋（大腿直筋），精群とかき肉エキス投与群の総グルタチオン量に有意な差は巣上体および血ぺいを採取した。その後，腎臓は直ちに見られなかった（Table 1）。

10% スルホサリチル酸溶液で処理した後，総グルタチオン測定用の検体とした。また，その他の臓器は，総グルタ（実験 2）

チオン測定もしくは GST 活性測定を行うまで ‑30ºC で保海馬において，対照群に比べかき肉エキス投与群で管した。総グルタチオン測定および GST 活性測定は Glu-GST 活性が有意に上昇した（Fig. 2）。また，腎臓においtathione Quantiﬁcation Kit（㈱同人化学）および Gluta-て，対照群に比べかき肉エキス投与群で総グルタチオン量

thione-S-Transferase Assay Kit（Sigma-aldrich 社）を用が有意に上昇した。しかしながら，対照群に比べ，かき肉いて測定した。

エキス投与群において，腎臓における GST 活性に有意なHippocampus total glutathione

Table 1 Eﬀect of oyster extract on glutathione in various rat organs.

2.50

Group

*

2.00

(umol/g tissue)

Organ
C

*1

LiverHippocampus

1.50

BoneArteryHeart

0.50

C

LV

HV

Fig. 1 Eﬀect of oyster extract on glutathione in
rat hippocampus.
Abbreviations for the experimental groups
are as follows: C, rats orally administered distilled water; LV, rats orally administered
200mg/kg body weight oyster extract; HV, rats
orally administered 500 mg/kg body weight oyster extract. Data represent the mean ± SEM(n = 6). Values are considered signiﬁcantly diﬀerent at * P <0.05 vs. C. Unit is µmol/g tissue.

0.85 ± 0.27
11.75 ± 0.69

11.32 ± 0.54

10.15 ± 0.16

1SpleenLung

12Brain cortex

1.00

0.00

3.08 ± 0.52

2.12 ± 0.24
1

3.09 ± 0.34

11.61 ± 0.23

Pancres1Large intestine
Small iintestine

0.35 ± 0.35
111.65 ± 0.24
2.61 ± 0.64

LVaaaaaaaaaaa

2.96 ± 0.81
1.49 ± 0.60
12.01 ± 0.67
0.96 ± 0.65
0.24 ± 0.05
2.16 ± 0.18
3.07 ± 0.18
1.50 ± 0.25
0.33 ± 0.31
1.80 ± 0.57
2.83 ± 0.22

HVaabaaaaaaaaa

3.42 ± 0.51
1.59 ± 0.18
11.94 ± 0.47
1.13 ± 0.78
0.20 ± 0.13
2.05 ± 0.39
2.88 ± 0.28
1.31 ± 0.13
0.27 ± 0.16
1.39 ± 0.62
2.67 ± 0.25

aaaaaaabaaa

Abbreviations for the experimental groups are as follows: C, rats orally administered distilled water; LV, rats orally administered 200mg/kg body weight oyster extract; HV, rats orally administered 500mg/kg body weight oyster extract.
Data represent the mean ± SEM (n = 6). Values not sharing a common superscript are signiﬁcantly diﬀerent (P < 0.05).
1 Unit is µmol/g tissue.
2 Unit is mM.
― 107 ―

Table 2 Eﬀect of oyster extract on glutathione in various rat organs.

Hippocampus
GST speciﬁc activity

Group

8.00

Organ(nmol/min/g tissue)

*C

6.00

4.00

Kidney3.12 ± 0.32

Muscle1.23 ± 0.43

Blood-Clot

1.74 ± 1.37

OEa3.53 ± 0.43

a1.01 ± 0.37

a1.50 ± 0.93

baaAbbreviations for the experimental groups are as follows: C, rats orally administered distilled water; OE, rats orally administered 500 mg/kg bodyweight oyster extract. Data represent the mean ± SEM (n = 6). Values notsharing a common superscript are significantly different (P < 0.05). Unit isµmol/g tissue.

2.000.0010）

C

量には限りがある 。そのため，内在性のグルタチオン量OEを増やすことで神経変性を抑制する様々なアプローチがな

Fig. 2 Effect of oyster extract on GST specificactivity in rat hippocampus.

されている。
上記を踏まえると，かき肉エキスが単独でラット海馬のAbbreviations for the experimental groups are
as follows: C, rats orally administered distilledwater; OE, rats orally administered 500 mg/kg
body weight oyster extract. Data represent themean ± SEM (n = 6). Values are considered significantly different at * P < 0.05 vs. C. Unit is
nmol/min/g tissue.

総グルタチオン量を劇的に増強させたことは，かき肉エキスが AD などの治療に有用であることを示唆している。
また，海馬だけでなく，黒質中のグルタチオンを増強している可能性もあるので，PD 治療への可能性もあるのかもしれない。かき肉エキス中には，グルタチオンの材料となるアミノ酸（グルタミン酸，システイン，グリシン）も含差は見られなかった。また，その他の臓器においてもまれているが，その他の食品に比べ，特段に多い訳ではな

GST 活性に有意な差は見られなかった（Table 2）。

い。このことから，かき肉エキスは細胞内のアミノ酸から合成されるグルタチオン量を増加させていると考えられる。

考察

かき肉エキス中の成分が海馬シグナル伝達物質として働き，グルタチオン生合成酵素などの発現を誘導している可能性

海馬において，対照群に比べかき肉エキス投与群で総グがある。

ルタチオン量および GST 活性が有意に上昇した。これら

かき肉エキス中には，グリコーゲン，タウリンなどのアのことから，海馬において，かき肉エキスの抗酸化作用がミノ酸およびミネラルやビタミンなどの微量栄養素が含ま示唆された。

れている。タウリンは中枢神経系に最も多く含まれるアミ

パーキンソン病（以下 PD）では，黒質のドーパミン作ノ酸であり ，細胞膜の安定性，浸透圧調節および神経細15 ‑ 17）

動性ニューロンが変性・脱落することが発症原因である。

胞保護に重要な役割を果しているドーパミン代謝において，フリーラジカルや活性酸素が発ウリンを経口投与することで，extracellular signal-regu-生し，これらが神経変性を引起している

6, 7）。また，ラットにタ。そして，PDlated kinase1/2 (ERK1/2)，protein kinase B (Akt)，gly-患者において，黒質中のグルタチオン量が減少しているとcogen synthase kinase3 beta (GSK3b) お よ び cAMP re-いう報告もある

8, 9）

sponse element-binding protein (CREB) などの海馬におけ。

18）

アルツハイマー病（以下 AD）には，前脳基底核のコリるリン酸化の増加が報告されている 。このことから，かン動作性神経，大脳皮質および海馬において，錐体ニュー

き肉エキス中のタウリンが海馬シグナル伝達物質として働ロンが減少する特徴がある 。そして，βアミロイド沈着，

10）

き，グルタチオン生合成を増強している可能性は大きい。

τタンパク質凝集，細胞中の酸化ストレスなどの顕著な特

しかしながら，かき肉エキス中の他の成分がそのシグナル11, 12）。βアミロイドによりフリーラジカルが伝達に相加的もしくは相乗的に働いている可能性もある。

産生され，それに付随して酸化ストレスが神経変性をもた

これらのことから，グルタチオン増強に関わっているかき13）

肉エキス成分を特定するために，さらなる研究が必要であ徴も見られる

らすことも分ってきている 。さらに，AD 病態時にグル14）

タチオン代謝が変化することが分っている 。例えば，る。

AD 患者の大脳皮質において，還元型グルタチオンレベルが低下しているという報告がある。グルタチオンは，安定性および生物学的利用率が低く，中枢神経系に輸送される― 108 ―

参考文献

F Pinnen (2012) Recent advances in the treatment ofneurodegenerative diseases based on GSH delivery
systems. Oxid Med Cell Longev. volume 2012, 12.

1）CL Hammond, Lee TK, Ballatori N (2001) Novel roles
for glutathione I gene expression, cell death, and11）L. F. Lau, M. A Brodney (2008) Therapeutic ap-membrane transport of organic solutes. J Hepatol

proaches for the treatment of Alzheimerʼs disease:34 : 946‑954.

an overview. Topics in Medicinal Chemistry, vol. 2,pp. 1‑24.

2）H Tapiero, KD Tew (1996) Increased glutathion expression in cells induced by Crassostera gigas ex-12）S Varadarajan, S Yatin, M Aksenova, D. A Butterﬁeld(2000) Review: Alzheimerʼs amyloid β-peptide-tract (JCOE). Biomed & Pharmacother 50 : 149.
3）L Gate, M Schltz, E Walsh, S Dhalluin, G Nguyenba,

associated free radical oxidative stress and neurotox-

H Tapiero, KD Tew (1998) Impact of dietary supple-icity. Journal of Structural Biology, vol. 130, no. 2‑3,pp. 184‑208.

ment of Crassostera gigas extract (JCOE) on glutathione levels and S-transferase activity in rat tissues.

13）Maltsev A. V, Bystryak S, and Galzitskaya O. V (2011)
The role of β-amyloid peptide in neurodegenerative

In vivo 12 : 299.
4）H Tapiero, KD Tew, S Dhalluin, G Nguyenba, Vdiseases. Ageing Research Reviews, vol. 10, pp. 440‑452.

Soupramanien, J Kouyate (1998) The antioxidant ef-14）M Lee, T Cho, N Jantaratnotai, Y.T Wang, E McGeer,

fects of Crassostera gigas extract (JCOE) in humanP.L McGeer. (2010) Depletion of GSH in glial cells in-volunteers. In vivo12 : 305.

duces neurotoxicity: relevance to aging and degenerative neurological diseases. The FASEB Journal,5）西堀頼史，鈴木陽子，岸浪昌礼，藤澤紘，永岡茂樹，vol. 24, no. 7, pp. 2533‑2545.

山崎則之，松井博之，松田芳和（2012）カキ抽出エキ
スパウダーの安全性および機能性に関する報告 . 微量

15）M Gu, AD Owen, SE Toﬀa, JM Cooper, DT Dexter,P Jenner, CD Marsden, AH Schapira (1998) Mito-

栄養素研究 28：40‑44.
6）ELK Soﬁc, K Jellinger, P Riederer (1992) Reduced andchondrial function, GSH and iron in neurodegenera-oxidized glutathione in the substantial nigra of patientstion and Lewybody diseases. Journal of the Neuro-with Parkinsonʼs disease. Neurosci. Lett ; 142 : 128‑30.

logical Sciences, vol. 158, no. 1, pp. 24‑29.

7）JD Jr Adams, ML Chang, L Klaidman (2001) Parkinsonʼs16）N Hussy, C Deleuze, MG Desarme´nien, FC Moos

disease--redox mechanisms. Curr Med Chem.Jun ; 8(7) :(2000) Osmotic regulation of neuronal activity: a new809‑14.

role for taurine and glial cells in a hypothalamic neuroendocrine structure. Prog Neurobiol 62 : 113‑134.

8）J Sian, DT Dexter, AJ Lees, S Daniel, Y Agid, F
Javoy-Agid, P Jenner, CD Marsden (1994) Alterations17）I Tamai, M Senmaru, T Terasaki, A Tsuji (1995)

in glutathione levels in Parkinsonʼs disease and otherNa(+)- and Cl(‑)- dependent transport of taurine at theneurodegenerative disorders affecting basal ganglia.

blood‒brain barrier. Biochem Pharmacol 50 : 1783‑1793.
18）M Tanabe, A Nitta, H Ono (2010) Neuroprotection via

Annals of Neurology, vol. 36, no. 3, 348‑355.
9）P Damier, E. C Hirsch, P Zhang, Y Agid F Javoy-strychninesensitive glycine receptors during post-

Agid (1993) Glutathione peroxidase, glial cells andischemic recovery of excitatory synaptic transmission

Parkinsonʼs disease. Neuroscience, vol. 52, no. 1, 1‑6in the hippocampus. J Pharmacol Sci 113 : 378‑386.

10）I Cacciatore, L Baldassarre, E Fornasari, A Mollica,― 109 ―