光合成研究
第23巻第2号（通巻67号）2013年8月

NEWS LETTER Vol. 23 NO. 2 August 2013
THE JAPANESE SOCIETY OF PHOTOSYNTHESIS RESEARCH

研究紹介

緑色硫黄細菌の光合成反応中心への部位特異的な変異導入浅井 智広（立命館大）!

大岡 宏造（大阪大）!

! 44

!

! 48

西山 佳孝（埼玉大）!

! 49

西山 佳孝（埼玉大）!

! 50

高橋 俊一（ANU）!

! 57

小口 理一（東北大）!

! 64

寺島 一郎（東京大）!

! 71

解説特集「光阻害」!
序文!
解説

光化学系IIの光阻害：光損傷と修復阻害のメカニズム!
解説 過剰な光エネルギーで起こる光阻害とその防御について!

解説 光阻害の原因が複数のメカニズムの同時寄与である可能性!
解説

光化学系II光阻害の修復過程
宮田 一範

!
解説

光阻害における光化学系II反応中心タンパク質D1の分解と葉緑体プロテアーゼ
加藤 裕介

!

坂本 亘（岡山大 資源植物科学研）!

! 79

解説 光化学系IIの光阻害に対するチラコイド膜内腔タンパク質の役割
伊福 健太郎（京都大!
報告記事

JSTさきがけ）!

第4回日本光合成学会（年会・公開シンポジウム）開催報告!

!
報告記事

第4回日本光合成学会優秀ポスター賞受賞者!

報告記事

若手の会活動報告!

報告記事

光合成学会若手の会第八回セミナーに参加して !

!

! 86
!

日原 由香子（埼玉大）!

! 94

!

! 96

浅井 智広（立命館大）!

! 97

門脇 太朗（埼玉大）!

! 98

事務局からのお知らせ!

! 99

日本光合成学会会員入会申込書!

! 100

日本光合成学会会則!

!

!

! 101

幹事会名簿!

!

!

! 103

編集後記!

!

!

! 104

記事募集!

!

!

! 104

賛助法人会員広告光合成研究 23 (2) 2013

研究紹介

緑色硫黄細菌の光合成反応中心への部位特異的な変異導入§
12立命館大学 生命科学部 生命情報学科

大阪大学 大学院理学研究科 生物科学専攻
浅井 智広1,*

大岡 宏造2

緑色硫黄細菌やヘリオバクテリアがもつ、ホモダイマー型光合成反応中心（RC）の構造と機能の解明は、RCの進化過程を理解するための鍵であり、残された最後の難題でもある。ホモダイマー型RCには、すでに解明された
他の光合成反応中心の結晶構造からは類推できない特異な性質が数多くある。部位特異的な変異導入は分子レベ
ルでの解析においては常套手段だが、ホモダイマー型RCの研究に適用することは不可能であると考えられてきた。ここでは、ホモダイマー型RCを研究する意義を解説し、私たちが考案した部位特異的変異の導入方法を紹介したい。現在この方法で、緑色硫黄細菌のRC内への変異導入と解析を進めており、今後の研究の新展開が期待される。

1. 緑色硫黄細菌のRCを研究する意義

RC2）が機能している。これら計4種類のRCには構造

光合成反応中心（R C）は、多数の色素と膜貫通タと機能に数多くの共通点が見られ 1,2) 、全てのRCは共ンパク質からなる超分子複合体である1)。RCは、光誘通の祖先型RCから進化してきたと考えられている3)。

起電荷分離反応とそれに続く電子移動反応によって、現在の進化モデルにおける祖先型 R C の最大の特徴

光合成電子伝達系を駆動するという、光合成初期反応

は、電子伝達コファクターを結合するコアタンパク質において最も重要な役割を担っている。葉緑体とシアがホモダイマー構造をもつことである。結晶構造が明ノバクテリアが行う酸素発生型の光合成では、光化学

らかになっている3種類のRC（PS1、PS2、RC2）はヘ系I（PS1）と光化学系II（PS2）という2種類のRCがテロダイマー構造であり、そこには、使用頻度が異な

協調的に機能している。一方、シアノバクテリア以外

る2本の電子移動経路が対称的に配置されている1)（図の原核光合成生物が行う非酸素発生型の光合成では、

1）。従って、RCは進化の過程でコアタンパク質をヘ

P S 1 か P S 2 のどちらかに似た１種類の R C （ R C 1 、テロダイマー化し、2本の電子移動経路を機能的に非

図1 RCの全体構造と電子移動経路の模式図R C 1 以外の電子伝達コファク
ターの配置は結晶構造（ P D B
ID: PS1, 1JB0; PS2, 2AXT; RC2,
1PCR）から抽出した。
§ 第3回日本光合成学会シンポジウム

ポスター発表賞受賞論文* 連絡先 E-mail: cazai@fc.ritsumei.ac.jp44

光合成研究対称化してきたと推測されている3)。

23 (2) 2013

もう一つの大きな特徴は、二次電子受容体として機緑色硫黄細菌は絶対嫌気性の光合成細菌で、還元型能するキノン分子の結合部位が見当たらない点であるの硫黄化合物を電子源とした非酸素発生型の光合成で4,6)。キノンはRC1を除く全てのRCで電子受容体として生育する。そのR CはR C 1に分類されるが、１種類の存在することが確認されており、P S 1においてはフィポリペプチドから成るホモダイマー構造のコアタンパ

ロキノンが疎水的な結合ポケットに強く結合していク質をもつ 4 ) 。そのため R C の構造と機能には祖先型る。この結合にはT r p残基が主要な役割を果たしておR C と共通した性質が数多く残されていると考えらり、側鎖のインドール環とフィロキノンのナフトキノ

れ、祖先型R Cのモデル分子として古くから研究され

ン環がπ-πスタッキングしている1,6)（図2A）。また、てきた。しかし、緑色硫黄細菌のR Cは酸素に対して

フィロキノンの 4 位のケトカルボニル基は、近接した極度に不安定であり、生化学や分光学による解析が難L e u残基の主鎖のアミド基と水素結合を形成している

しく、可能な研究方法には限界がある。そのため、現1,6)。ホモダイマー型RCでは、Leu残基は保存されてい時点で結晶構造および電子移動反応の全容は未解明のるものの、疎水ポケットを形成するTr p残基は親水的ままであり、祖先型R Cのモデルとしての役割を果たなArg残基に置き換わっている4,6) （図2B）。従って、せていない。この状況を打破するために、私たちは、

ホモダイマー型RCにキノン分子は結合していないと主好熱性の緑色硫黄細菌Chlorobaculum (Cba.) tepidumに張する研究者もいる。一方、極低温ESR測定では電子おいて独自に遺伝子発現系を構築し、分子生物学的な受容体として機能するキノン分子の存在が示されてお研究手法の導入を模索してきたことを、過去に本誌でり4)、構造予測から導き出される主張と矛盾する。

も紹介している5)。

さらに緑色硫黄細菌のR C自体が内包する特異な謎もある。光誘起F T I R差スペクトルでは、一次電子供

2. ホモダイマー型RCの構造をめぐる謎

与体 P 8 4 0 を構成するバクテリオクロロフィル（ BChl）aの13 1 位ケトカルボニル基に帰属されるピーク

R Cコアポリペプチドのアミノ酸配列を4種類のR C間で比較すると、10-20%程度の低い相同性しか示さない 2) 。一方、一次構造の高度な多様性とは裏腹に、現在明らかになっているヘテロダイマー型 R C の結晶構造では、 2 本の電子移動経路を構成するコファク
ターの分子種や配置、その周辺のタンパク質構造はよく似ている 1) （図1）。これは、RCの機能である光誘起電子移動反応の制御がいかに強い進化的な選択圧であるかを物語っている。したがってホモダイマー型
R Cも類似の構造をもつと考えられているが 1 , 4 ) 、このことによってホモダイマー型 R C の不思議な特徴が浮かび上がってくる。
最大の特徴は、RC1に分類される全てのRCがホモダ
イマー型となる点である 6 ) 。コアタンパク質のヘテロダイマー化はPS1、PS2、RC2において独立に起こったと考えられているので2,3)、ヘテロダイマー化は比較的起こりやすい事象であり、2本の電子移動経路は必ずしも対称である必要はないことになる。実際、PS1では2本の経路の使用頻度が生物種で異なっており、経路の対称性は光誘起電子移動反応の効率には影響して

図2 キノン電子受容体と末端電子受容体FX周辺の構造モデル（Ａ）PS1の結晶構造（PDB ID: 1JB0）と（B）緑色硫黄
細菌Cba. tepidum RCのホモロジーモデル。

いない。全てのRC1が30億年以上もホモダイマー構造を保っているという事実は、電子移動経路の対称性とRC1の機能に密接な関係があることを示唆している。

45

光合成研究 23 (2) 2013

が、酸化状態（P840 +）で2本に分裂する7)。同様の現象はヘテロダイマー型R Cでも観測されるが、この原因は非対称なタンパク質構造によって一次電子供与体を構成する2つの(B)Chl a に正電荷が不均等に分布するためと考えられている 8 ) 。しかし、ホモダイマー構造である緑色硫黄細菌のR Cには、このような解釈は適用できない。

3. ホモダイマー型RCの部位特異的変異体の作製
前項で述べたホモダイマー型R Cの特徴は、ヘテロダイマー型R Cの結晶構造をもとにしたモデルでは解釈し難い。しかし部位特異的な変異導入によって、関係するアミノ酸残基ひとつひとつの機能を解析できる
ならば、コファクターの結合部位の決定やスペクトルの帰属は容易であろう。また、ホモダイマー型 R C
で、片方のコアポリペプチドだけに変異を導入できる

図3 HisタグとStrepタグのタンデムアフィニティクロマト
グラフィーによる変異体RCの特異的精製の戦略「RCコアタンパク質遺伝子の偽二倍体化」では、3種類のRCが発現する（Solubilized Membrane）。Hisタグ精製ではStrep/Strep-RCが脱落し（His-tag RC）、その後のStrepタグ
精製ではHis/His-RCが脱落する（His/Strep-tag RC）。

ならば、局所的なヘテロダイマー化が機能にどのように影響するかを調べることもできる。
しかしながら、ホモダイマー型RCの部位特異的変異体の作製はこれまで不可能と考えられてきた。その主な理由は、ホモダイマー型RCを持つ生物種の中で、唯一形質転換が可能なCba. tepidum は光独立栄養細菌で今回、試行実験として、本来の遺伝子座にStrepタグ

あり、R C上の重要な機能変異はほぼ全て致死となる付きpscA遺伝子を持つ株に、変異を加えていないHisためである。私たちは過去に、「RCコアタンパク質遺タグ付きpscA遺伝子を別の遺伝子座に導入し、3種類

伝子の偽二倍体化」という方法を考案し 9 ) 、これを克の R C の分離を試みた。別の遺伝子座から発現した服できる可能性を示した。変異導入したRCコアタンパ

PscAにはHisタグが付加されていることを利用し、粗ク質遺伝子（pscA遺伝子）を本来とは異なる遺伝子座

精製膜標品を可溶化後、まずNi 2+固定化樹脂に吸着すに組み込むことで、本来の遺伝子座から発現する野生る画分をHis-RC標品として回収した。次に、His-RC

型RCで生育を補償しつつ、任意の変異型RCを発現さ

標品中のホモダイマーにはH i sタグしか付加されていせる方法である。この方法では、実際に野生型と変異ないこと、ヘテロダイマーにはさらにStrepタグも付加型のコアポリペプチドから成る人工的なヘテロダイされていることを利用し、His-RC標品をStrep-tactin固

マーRCを創出することができるが9)、その解析には、定化樹脂に掛け、吸着画分（His/Strep-RC）と素通り

野生型のホモダイマー、変異体のヘテロダイマー、変した画分（His/His-RC）に分けた。精製操作を全て嫌異体のホモダイマーの3種類のRCを生化学的に分離す

気的な環境で行うことで、過去に報告されたR C標品

ることが不可欠である。過去に私たちは、 C b a .

に匹敵する十分な光活性を有する標品が得られた。

tepdiumにおいてRCコアポリペプチドPscAのN末端に

H i sタグとS t r e pタグに対する特異的抗体をもちいた

6 x H i sタグを付加することで、高い光活性を保持した

ウェスタンブロット解析では、His/Strep-RCにはHisタ

RC複合体を高純度に精製できることを報告した9)。そグとStrepタグがほぼ同量検出された（図4）。また、

こで、本来の遺伝子座にある野生型pscA遺伝子にはN

His/His-RC画分に混入したHis/Strep-RCは1%以下と見末端にStrepタグを付加し、変異型pscA遺伝子にはN末積もられ、99%以上の純度でHis/His-RCを精製できる

端6 x H i sタグを付加して導入することで、H i sタグとことがわかった。これは、HisタグとStrepタグのタン

Strepタグのタンデムアフィニティクロマトグラフィー

デムアフィニティ精製によって、3種類のRCを厳密にによって3種類のRCを分離する方法を考えた（図3）。

分離できることを示している。

46

光合成研究23 (2) 2013

したい。

Received July 12, 2013, Accepted July 17, 2013, Published
August 31, 2013

参考文献
1. Heathcote, P., Fyfe, P. K., and Jones, M. R. (2002)
Reaction centres: the structure and evolution of
biological solar power. Trends Biochem. Sci. 27, 79-87.
2. Sadekar, S., Raymond, J., and Blankenship, R. E.
(2006) Conservation of distantly related membraneproteins: photosynthetic reaction centers share acommon structural core. Mol. Biol. Evol. 23,
2001-2007.
3. Hohmann-Marriott, M. F. and Blankenship, R. E.
(2011) Evolution of photosynthesis, Annu. Rev. Plant
Biol. 62, 515-548.
4. Hauska, G., Schoedl, T., Remigy, H., and Tsiotis, G.
(2001) The reaction center of green sulfur bacteria.
Biochim. Biophys. Acta 1507, 260-277.
5. 浅井 智広、大岡 宏造 (2011) 絶対嫌気性の光合成細菌 Chlorobaculum tepidum における外来遺伝子発現系. 光合成研究 21, 95-101.
6. Heathcote, P., Jones, M. R., and Fyfe, P. K. (2003) TypeI photosynthetic reaction centres: structure andfunction. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 358,
231-243.
7. Noguchi, T., Kusumoto, N., Inoue, Y., and Sakurai, H.
(1996) Electronic and vibrational structure of theradical cation of P840 in the putative homodimeric
reaction center from Chlorobium tepidum as studied by
FTIR spectroscopy. Biochemistry 35, 15428-15435.
8. Noguchi, T. (2010) Fourier transform infrared
spectroscopy of special pair bacteriochlorophylls inhomodimeric reaction centers of heliobacteria andgreen sulfur bacteria. Photosynth. Res. 104, 321-331.
9. Azai, C., Kim, K., Kondo, T., Harada, J., Itoh, S., andOh-oka, H. (2011) A heterogeneous tag-attachment to
the homodimeric type 1 photosynthetic reaction centercore protein in the green sulfur bacterium
Chlorobaculum tepidum. Biochim. Biophys. Acta 1807,
803-812.

図4 His/Strep-RCのウェスタンブロット解析
His/His-RCとStrep/Strep-RCは、それぞれのタグ付きPscAのみを発現する変異株から精製し、コントロールとして用いた。各標品中のR C濃度をQ y 吸収ピークで揃え、各レーンには等モルのRCを泳動した。左は抗Hisタグ抗体、右は抗Strepタグ抗体でそれぞれ免疫染色している。

4. 今後の展望
今回、緑色硫黄細菌において、ホモダイマー型 R Cの部位特異的変異体を作製、精製できる方法を紹介した。現在、P840の周辺構造を改変した変異体RCの作製に成功し、F T I Rや分光電気化学による解析から緑色硫黄細菌R Cの構造に関する新たな知見が得られはじめている。それ以外の変異体R Cの作製も進めており、ホモダイマー型R Cの構造機能相関を分子レベルで解明していきたいと考えている。

謝辞
本稿を執筆するにあたり、名古屋大学理学研究科の野口巧博士と加藤祐樹博士には、適切なご助言をいた
だくことができた。この場を借りて、両氏に深く感謝

Site-directed Mutagenesis on the Photosynthetic Reaction Center ofGreen Sulfur Bacteria
Chihiro Azai1,*, Hirozo Oh-oka2,

2

1
Department of Bioinformatics, College of Life Sciences, Ritsumeikan University
Department of Biological Sciences, Graduate School of Science, Osaka University47

光合成研究 23 (2) 2013

解説特集
「光阻害」

Editor: 西山 佳孝（埼玉大学 大学院理工学研究科）

序文
西山 佳孝（埼玉大学 大学院理工学研究科）
P. 49

光化学系IIの光阻害：光損傷と修復阻害のメカニズム
西山 佳孝（埼玉大学 大学院理工学研究科）
P. 50 〜 56

過剰な光エネルギーで起こる光阻害とその防御について
高橋 俊一（Research School of Biology, Australian National University）
P. 57 〜 63

光阻害の原因が複数のメカニズムの同時寄与である可能性
小口 理一（東北大学 大学院生命科学研究科）
P. 64 〜 70

光化学系II光阻害の修復過程
宮田 一範

寺島 一郎（東京大学 大学院理学系研究科）
P. 71 〜 78

光阻害における光化学系II反応中心タンパク質D1の分解と葉緑体プロテアーゼ
加藤 裕介

坂本 亘（岡山大学 資源植物科学研究所）
P. 79 ~ 85

光化学系IIの光阻害に対するチラコイド膜内腔タンパク質の役割
伊福 健太郎（京都大学 大学院生命科学研究科／JSTさきがけ）
P. 86 ~ 9348

光合成研究23 (2) 2013

解説序文‡
埼玉大学 大学院理工学研究科 生命科学部門
西山 佳孝*

過剰エネルギーが光化学系IIを壊す――。これまで何度となく見てきたフレーズだ。先日、PNASに最近掲載された論文を読んでいたら、「NPQが光化学系IIを過剰エネルギーによる損傷から守る」とあった。一見もっともらしく見えるが、本当だろうか。
光阻害の研究は歴史が古い。文献を辿ると、Kokらによる1950年代の仕事に遡る。これまで半世紀以上に渡って多くの研究者に取り上げられ、そのメカニズムに関して多くの仮説が立てられてきた。一つの最盛期は1990年
代であろう。アクセプターサイド説やドナーサイド説など過剰エネルギーを損傷の根拠とした仮説が次々に立てられた。筆者は、学位を取得して間もない1994年の夏、イタリアで開かれたNATO（北大西洋条約機構）主催の光合成サマースクールに参加したが、「アクセプターサイド説、ドナーサイド説のどちらを信じる？」と若者の間で日夜議論していたことを思い出す。光阻害研究に物理化学者が続々と参入し、チラコイド膜やBBY（光化学系II標品）を材料に難しい理論やモデルを組み立てていた時代だ。ところが、2000年を過ぎた頃に状況が一変する。生物学的な視点で光阻害を見直すと、従来の過剰エネルギー説では説明できないことが出てきた。そこで2005年に登場したのが、従来の説とは根本的に異なるTwo-step説だった。この説は、酸素発生系マンガンクラス
ターの光吸収と崩壊が光損傷の引き金となると論じている。過剰エネルギー説とは様々な点で相容れないため、過剰エネルギー論者たちは一丸となって反撃に転じた。この論争は現在でも続いている。どことなく原子論を巡るボルツマン-マッハ論争の構図に似ている。
紆余曲折のためか、光合成研究者の間でも光阻害は少し距離を置かれているように思える。対岸の火事なのかもしれない。一方で、一般の植物研究者にはほとんど状況が伝わっていないようだ。ところが、彼らも苦心して得た変異株の表現型を示すときに、しばしば光阻害の解析結果を出してくる。PAMでFv/Fmを測定すれば、瞬時にデータが得られるのも手伝っているのだろう。その結果の解釈で引き合いに出されるのが、植物生理学の教科書（テイツ＆ザイガー著など）に記述されている過剰エネルギー説だ。前述のPNAS論文もその一例であろう。
光阻害研究の現状を一般の植物研究者に知ってもらうことを目的に、2013年3月に岡山で開催された第54回日
本植物生理学会年会のシンポジウムで、”New paradigm in photoinhibition research”と題するシンポジウムを企画した。これを踏まえ本特集では、シンポジウムの講演者を中心に、各自の考えに基づいて光阻害を論じていただいた。シンポジウムの関係上、少しTwo-step説に偏った人選になってしまったことをお許し願いたい。本特集の企画・編集にあたり、叱咤激励やご助言をいただいた編集長の野口 航氏、編集委員の園池 公毅氏、田中 亮一氏、
ならびに会長の田中 歩氏には心から感謝申し上げる。

‡

解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: nishiyama@molbiol.saitama-u.ac.jp49

光合成研究 23 (2) 2013

解説
光化学系IIの光阻害：光損傷と修復阻害のメカニズム‡
埼玉大学 大学院理工学研究科 生命科学部門
西山 佳孝*
光化学系IIの光阻害のメカニズムに関して、これまで多くの仮説が立てられてきた。その多くは、活性酸素による光化学系IIの損傷、つまり過剰エネルギーによる損傷を根拠にしている。しかし近年、光阻害を光損傷と修復の2つの過程に分けて再検討した研究から、光損傷の過程は活性酸素とは独立に起こり、修復の過程が活性酸素の作用で阻害されることが示唆されている。過剰エネルギーによらない光損傷のメカニズムとして、新たにTwo-step説が提唱されている。一方、活性酸素による修復阻害は、タンパク質合成の抑制によることもわかってきた。本稿では、最新の知見を紹介して、光損傷と修復阻害のメカニズムを解説する。

1. はじめに

光阻害を考えてみよう。その際、まず重要な点は、光光化学系IIは強光に対して感受性が高く、強光下で化学系IIの代謝回転である。生細胞では、光の作用では容易に失活してしまう。この現象は光阻害と呼ば損傷を受けた光化学系IIは、すみやかに修復されてもれ、強光下で植物の成長や物質生産を妨げる要因だとの状態になる。すなわち、強光下では光化学系IIのと考えられている。そのため、光阻害は古くから植物

光損傷とその修復が同時に進行しており、光化学系II

生理学や農学の重要課題として取り上げられてきた。

の活性は、光損傷と修復のバランスに依存している。

その最大の関心事は、何と言っても、光阻害のメカ

言い換えれば、光阻害は、光損傷の速度が修復の速ニズム解明である。光阻害がなぜ・どのように起こる度を上回ったときに起こる。したがって、光阻害のメのか、というメカニズムを理解するのは基礎学問とカニズムを理解するには、光損傷と修復の2つのプロ

して興味深いし、メカニズムを知れば強光耐性植物のセスに分けて解析する必要がある。なお、光阻害と分子育種につながるからである。

光損傷を同じ意味で取り扱っている文献を目にする

これまで50年以上にわたって、数多くの研究者が光ことがあるが、本稿では厳密に区別する。

阻害の研究に携わり、メカニズムに関して多くの仮説

光損傷のプロセスを解析するには、クロラムフェニが立てられてきた。しかし、いまだにメカニズムをコールやリンコマイシンなどタンパク質合成阻害剤の巡って議論が紛糾しており、全容解明にはほど遠い状存在下で光化学系II活性をモニターする。一方、修復況である。なぜか。一つは、光化学系IIの高度な機能のプロセスを解析するには、過度の強光で光化学系IIと複雑な性質にあると思われる。エネルギー変換装

活性を 2 0 ％程度まで落とした後に、弱光下で光化学置としての機能すら正確に理解できていないのに、そ系II活性の回復をモニターする。この方法論をシアノ

れが壊れる仕組みはさらに複雑であろう。次に、研バクテリアや植物に用いることによって、光阻害のメ

究者の物の見方も要因となる。物理化学の視点でカニズムにまったく新たな側面が見えてきた 1 - 3 ) 。本は、光阻害をエネルギー変換装置という物体の崩壊

稿では、新たな知見を紹介して、光阻害研究の新展開として捉えがちで、生物学の視点では、生理活性の低をわかりやすく解説する。

下として捉えがちである。どちらも一長一短がある

2. 従来の光損傷説が、前者は生命のダイナミズムを見過ごし、後者は個々の変化の意味を見逃してしまう可能性がある。

光によって光合成が駆動するとき、光合成電子伝達

生命のダイナミズムと個々の変化の双方を踏まえて‡系から不可避的に活性酸素が発生する。電子伝達の解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: nishiyama@molbiol.saitama-u.ac.jp50

光合成研究23 (2) 2013

際にスーパーオキサイドや過酸化水素、ヒドロキシラ

変わらず、修復能力が増大する10)。つまり、電子伝達ジカルが、励起エネルギーの移動の際に一重項酸素

由来の活性酸素は修復を阻害するものの、光損傷をが発生する 4) 。強光下ではこれらの活性酸素の発生が促進するものではないことが言える。

促進する。細胞内には、これらの活性酸素を消去す

同様に、ローズベンガルなどの光増感剤を細胞懸濁る酵素や抗酸化剤が多種多様に存在するが、抗酸化液に添加して、細胞内で一重項酸素を発生させても、機構の消去能力を超えて発生する場合、酸化ストレス

光損傷には影響を与えず、修復を阻害する11)。一重項が生じる。

酸素の効率的な消去物質であるα-トコフェロールを欠従来、これらの活性酸素が光化学系IIを攻撃して損損させると、光損傷の速度は変わらないが、修復能傷を及ぼすと考えられてきた。その代表的な説に、ア

力が低下する12)。カロテノイドの欠損も同様の効果をクセプターサイド説や電荷再結合説がある。アクセプ

もたらす（未発表）。したがって、これまで光損傷のターサイド説では、強光下でQ A が二電子還元を受け元凶とみなされてきた一重項酸素も、光損傷を引き起光化学系IIから脱離することに端を発し、電荷再結合

こすのではなく、修復を阻害する作用があることがの際に、反応中心で三重項状態のクロロフィルが生成考えられる。

する。その励起エネルギーが三重項状態の酸素分子

光損傷の初速度を光強度に対してプロットすると、に移動して、一重項酸素が生成し、これが D 1 タンパ

両者は直線的な比例関係になる（図1）。つまり、光ク質に損傷を与えると考えられている 5 ) 。電荷再結合

損傷は弱光下でも起こり、その速度は光強度に依存説も基本的には同様で、Q A の二電子還元が伴わなくする11,13)。この関係は、シアノバクテリアのみならずても、弱光下で電荷再結合の際に一重項酸素が生成

植物（カボチャ）でも見られ、その直線性は従来のして D 1 タンパク質に損傷を及ぼすと考えられているアクセプターサイド説や電荷再結合説、ドナーサイド6 ) 。これ以外の説として、過酸化水素やヒドロキシラ説では説明できない。さらに、この直線関係は電子ジカルなど電子伝達由来の活性酸素が直接D 1タンパ

伝達阻害剤D C M Uの存在下でも、嫌気的条件下でもク質に損傷を与えるという説もある 7) 。また、活性酸影響を受けない11)。従来の説では、光損傷はすべて電素には依存しない説として、古くからドナーサイド説

子伝達に依存するので矛盾するし、酸素を極力減らが提唱されている 8 ) 。この説では、電子伝達に伴ってしても影響を受けないことは、そもそも活性酸素が光

チラコイド膜内腔のp Hが低下し、その結果、酸素発損傷の直接的な原因ではないことを示唆している。

生系が不安定化して光損傷が起こると考えられている。これらの説の共通点は、クロロフィルが吸収するエネルギーによって光損傷が起こると捉えることである。また、これらの説は、おもに単離チラコイド膜や光化学系II複合体をもとに立てられたものである。
修復能力を欠くinvitro系で得られた結論であり、invivoの状態を直接反映しているとは言いがたい。

3. 活性酸素の作用機構
本当に活性酸素が光損傷の原因なのだろうか？光
阻害を光損傷と修復の2つのプロセスに分けて、活性酸素の作用がin vivoで調べられた。シアノバクテリアの懸濁液に低濃度の過酸化水素やメチルビオローゲ
ンを添加すると、光化学系IIの修復はすみやかに阻害されるが、光損傷は影響しない 9) 。カタラーゼとペル

図1 光強度と光損傷の関係
Synechocystis sp. PCC 6803の細胞で、クロラムフェニコール
の存在下で光化学系 I I の光損傷の光強度依存性を調べた。
データはNishiyama et al.11)から改変。

オキシダーゼの二重欠損株では、野生株に比べ修復能力が低下するが、光損傷の速度は変わらない 9) 。逆に高活性のカタラーゼを過剰発現させると、光損傷は51

光合成研究 23 (2) 2013

4. Two-step説
光損傷が活性酸素によらないとすると、光損傷はどのようにして起こるのか？その謎を解く鍵は、光損傷の作用スペクトルにあった。1 9 6 0年代から植物やシアノバクテリアで光損傷の作用スペクトルがとられてきた14-17)。すべての作用スペクトルに共通して、UVや青色光は効果的に光損傷を起こし、長波長になればなるほどその効果が弱まる（図2 A）。このスペク
トルは、クロロフィルの吸収スペクトルとは似ても似つかないことから、クロロフィルが吸収する光によって光損傷が起こるのではないことが予想できる。つまり、ここでも過剰エネルギーを拠り所にしている従来の説では説明できない。
光化学系IIの部分反応を調べてみると、酸素発生を経由した光化学系IIの全電子伝達反応（H2O→DCIP）
は、反応中心のみの電子伝達反応（DPC→DCIP）に比べ、UVや青色光でより速く損傷を受ける 15) 。つまり、酸素発生系が最も光損傷を受けやすく、UVや青色光に弱いことがわかる。チラコイド膜をTris処理して酸素発生系を取り除いてみると、光損傷の作用スペ
図2 光損傷の作用スペクトル
Thermosynechococcus elongatusのチラコイド膜で、光化学系
IIの光損傷の作用スペクトルを調べた。(A) 光化学系IIの全電子伝達反応（H2O→DCIP）、(B) 反応中心のみの電子伝
達反応（DPC→DCIP）の光損傷の作用スペクトル。データ
はOhnishi et al.15)から改変。

クトルは、先ほどとは一変し、クロロフィルの吸収ス
ペクトルとよく似た形になる（図 2 B ） 1 5 ) 。ここに
Two-step説が誕生する。Two-step説では、光損傷は2段階で起こるとする（図 3 ）。まず、酸素発生系が光（主にUVや青色光）を吸収して損傷を受ける（第1段階）。その後、クロロフィルが吸収する可視光によっ素発生系が機能しなくなると、水から電子が供給されて反応中心が損傷を受ける（第2段階）。基本的に同ず、反応中心がP680+の状態で長く停滞する。P680+のじ内容の説がシアノバクテリアを使った日本のグルー

強力な酸化力によって、D1タンパク質などの近傍に位プと、植物を使ったフィンランドのグループによって置するアミノ酸残基が酸化され、反応中心が損傷する

同時期に発表されている15,16)。

というシナリオが考えられる19)。一方、酸素発生系が酸素発生系の光損傷とは何か？光損傷の作用スペ崩壊すると、酸素分子が反応中心にアクセスしやすく

クトルが、種々のマンガン化合物の吸収スペクトルになり、反応中心で一重項酸素など活性酸素が発生して

よ く 似 て い る こ と か ら 、 マン ガ ンク ラス タ ー

反応中心に損傷を与えるという可能性も考えられる（Mn4CaO5）が直接光を吸収して崩壊することが酸素

1 9 ) 。この場合、第2段階では活性酸素の影響は排除で発生系の損傷の原因だと考えられている15,16)。チラコ

きないが、酸素発生系の損傷が起こらない限り反応中

イド膜にUVや強い白色光を照射したとき、Mn 2+イオ

心の損傷が起こらないことには変わらない。反応中心

ンが解離することも観察されている18)。しかし、マンの損傷メカニズムを解明するには、酸素発生系のみをガンクラスターがどのように崩壊するのか、そのメカ損傷した中間体を得て、詳細に解析することが必要でニズムは不明である。また、マンガン化合物が余りある。

吸収しない長波長の可視光（たとえば赤色光）に

しかし、光損傷のメカニズムを巡って論争が続いてよって、なぜマンガンクタスターが損傷を受けるか、いる。UVによる光損傷はTwo-step説で概ね合意が得など解明すべき点は多い。

られているが、可視光での光損傷は、一重項酸素説（アクセプターサイド説と電荷再結合説を組み合わせ

第2段階の損傷メカニズムはさらに不明である。酸52

光合成研究23 (2) 2013

図3 Two-step説のモデル図
酸素発生系が光（主にUVや青色光）を吸収して損傷を受ける（第1段階）。その後、クロロフィルが吸収する可視光によって反応中心が損傷を受ける（第2段階）。

たもの）が声高に主張されている20,21)。本特集でも紹な研究から、翻訳伸長因子E F - Gが活性酸素の標的の介されているが、Two-step説と一重項酸素説を融合す一つになっていることがわかった29)。活性酸素の作用る見方もある22)。

により特定のシステイン残基間で分子内ジスルフィド結合が形成され、EF-Gは失活する 30) 。しかし、失活

5. 修復阻害のメカニズムしたE F - Gは、チオレドキシンにより還元され再活性

なぜ修復過程が活性酸素で阻害されやすいのか？修

化される（図4）。チオレドキシンによるEF-Gの還元

復は、損傷を受けたD1タンパク質を酵素的に分解する

は、in vivoでも確認できている30)。

ところから始まる。D1タンパク質の分解というと、損

6. タンパク質合成の制御と光阻害傷のプロセスだとみなされることが多いが、本特集でも紹介されているように、すでに修復のプロセスであEF-Gとチオレドキシンの関係は、光合成の光応答にる。修復の詳細はシアノバクテリアと植物では若干異関して新たな制御機構の存在を示唆している 1 ) 。光照

なるが、基本的にはD1タンパク質の新規合成と光化学

射下では、光合成電子伝達に由来する還元力がチオレ

系I Iへの挿入、光化学系I Iの再活性化というプロセス

ドキシンを介してEF-Gに到達し、タンパク質合成が活を経る23,24)。本特集で取り上げられているように、当然、酸素発生系の修復も必須のプロセスであり、今後解決されるべき重要課題である。この一連の流れで、
D 1タンパク質の新規合成のプロセスが、活性酸素の標的となり阻害されることがシアノバクテリアや緑藻、植物を用いた研究でわかっている9,11,25-28)。
シアノバクテリアの場合、活性酸素の標的が次第に明らかになってきた。ポリソーム解析から、D 1タン
パク質合成の阻害が、翻訳のペプチド鎖伸長段階で起きていることがわかった 9,11) 。次に、活性酸素による阻害が、D 1タンパク質の合成だけではなく、ほとん
どすべてのタンパク質の合成に見られることから、タンパク質合成装置そのものが活性酸素に対して感受性が高いことがわかった 9 , 11 ) 。タンパク質合成装置の構
成因子のうち、何かが標的となっているに違いない。
シアノバクテリアのin vitro翻訳系を使った生化学的図4 光合成の光応答におけるタンパク質合成制御の役割
光合成電子伝達に由来する還元力がチオレドキシン（Trx）を介してEF-Gに到達し、タンパク質合成が活性化する。その結果、光化学系IIの修復が促進する。強光下では、活性酸素（ROS）による酸化作用が、チオレドキシンによる還元作用と拮抗し、タンパク質合成が抑制され、修復が阻害される。

53

光合成研究 23 (2) 2013

性化する。その結果、光化学系IIの修復が促進するのる。しかし、光が強すぎたり、他の環境ストレスが重だろう（図4）。D1タンパク質の光誘導的な合成も、なったりすると、修復にブレーキがかかる。つまり、この仕組みで部分的に説明できるかもしれない。一光阻害は光損傷と修復阻害の相乗効果の結果だと言え方、強光下では、活性酸素による酸化作用が、チオレる。修復阻害は光合成機能を低下させるマイナス要因

ドキシンによる還元作用と拮抗し、タンパク質合成がに見えるが、これも光合成生物にとってストレスに対抑制され、修復が阻害されるのだろう（図4）。

処するための生存戦略なのかもしれない。逆に、スト

活性酸素の標的システイン残基を改変すればどうなレス耐性が修復能力で決まるなら、修復能力を強化するか？シアノバクテリアではEF-Gの標的システイン残れば光合成のストレス耐性が向上するかもしれない。

基をすべて改変することは不可能であった。しかこの両者の見方は矛盾しているように見えるが、光阻し、改変したEF-Gを野生型EF-Gと共発現する株を作

害の分子機構や生理学的意義に対する理解が深まれ製することができた。この株では、強光下でタンパク

ば、どこかで折り合えるように思える。

質合成および光化学系IIの修復が促進し、光阻害が緩和した31)。ただ、この改変は生育には何の影響も及ぼ

Received July 19, 2013, Accepted July 29, 2013, Published

さず、長期的には不利なのか、その遺伝子型はやがて

August 31, 2013

野生型に戻っていく。
活性酸素による阻害は、我々が考えるほどネガティ
ブなものではなく、合目的な制御なのかもしれな

参考文献

い。もし、強光下でタンパク質合成に制御がかからず

1. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2011) Protein synthesis is the primary target ofreactive oxygen species in the photoinhibition ofphotosystem II. Physiol. Plant. 142, 35-46.
2. Murata, N., Allakhverdiev, S. I., and Nishiyama, Y.
(2012) The mechanism of photoinhibition in vivo: Reevaluation of the roles of catalase, α-tocopherol, nonphotochemical quenching, and electron transport.
Biochim. Biophys. Acta 1817, 1127-1133.
3. Takahashi, S. and Badger, M. R. (2011) Photoprotectionin plants: a new light on photosystem II damage. Trends
Plant Sci. 16, 53-60.
4. Asada, K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts:
scavenging of active oxygens and dissipation of excess
photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 50,
601-639.
5. Vass, I., Styring, S., Hundal, T., Koivuniemi, A., Aro,E., and Andersson, B. (1992) Reversible andirreversible intermediates during photoinhibition ofphotosystem II: stable reduced QA species promote
chlorophyll triplet formation. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 89, 1408-1412.
6. Keren, N., Berg, A., van Kan, P. J., Levanon, H., andOhad, I. (1997) Mechanism of photosystem IIphotoinactivation and D1 protein degradation at low
light: the role of back electron flow. Proc. Natl. Acad.
Sci. USA 94, 1579-1584.
7. Miyao, M., Ikeuchi, M., Yamamoto, N., and Ono, T.
(1995) Specific degradation of the D1 protein ofphotosystem II by treatment with hydrogen peroxide in
darkness: implications for the mechanism ofdegradation of the D1 protein under illumination.
Biochemistry 34, 10019-10026.
8. Callahan, F. E., Becker, D. W., and Cheniae, G. M.

暴走したら、光化学系IIは修復され、光合成電子伝達系は働き続ける。その結果、活性酸素は増産され、酸化ストレスはますます悪化していくのだろう。タン
パク質合成を止めることは、安全弁としての役割を果たしていることかもしれない。酸素発生系やD 1タン
パク質の壊れやすさも、生存戦略上、セイフティネッ
トとしての役割があるのかもしれない32)。
植物の葉緑体ではどうか？今のところ、シアノバク
テリアのようにタンパク質合成がEF-Gで制御されているのではなく、むしろ別の因子で制御されている可能性が高い。意外なことに、EF-Gによるタンパク質合成の制御は、大腸菌で保存されていた33)。また最近、シアノバクテリアのタンパク質合成制御に、別の翻訳因子EF-Tuも重要な役割を担っていることがわかってきた。今後、タンパク質合成の制御機構に関して、そのメカニズムの全容や生理学的意義、生物種を超えた保存性と差異を明らかにする必要がある。

7. おわりに光が当たれば、光化学系IIは損傷する。光化学系IIにとって、光損傷は避けることのできない宿命のようなものかもしれない。光損傷を抑えるには、本特集でも紹介されているように、光から逃げるか、光を遮る物
質で覆うしかない。この宿命に対して、光合成生物は壊れた光化学系I Iを絶えず修復して恒常性を保ってい54

光合成研究(1986) Studies on the photoactivation of the wateroxidizing enzyme: II. Characterization of weak light
photoinhibition of PSII and its light-induced recovery.
Plant Physiol. 82, 261-269.
9. Nishiyama, Y., Yamamoto, H., Allakhverdiev, S. I.,
Inaba, M., Yokota, A., and Murata, N. (2001) Oxidative
stress inhibits the repair of photodamage to thephotosynthetic machinery. EMBO J. 20, 5587-5594.
10. Jimbo, H., Noda, A., Hayashi, H., Nagano, T., Yumoto,I., Orikasa, Y., Okuyama, H., and Nishiyama, Y. (2013)
Expression of a highly active catalase VktA in the
cyanobacterium Synechococcus elongatus PCC 7942
alleviates the photoinhibition of photosystem II.
Photosynth. Res., doi: 10.1007/s11120-013-9804-7, inpress.
11. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., Yamamoto, H.,
Hayashi, H., and Murata, N. (2004) Singlet oxygen
inhibits the repair of photosystem II by suppressing thetranslation elongation of the D1 protein in Synechocystis
sp. PCC 6803. Biochemistry 43, 11321-11330.
12. Inoue, S., Ejima, K., Iwai, E., Hayashi, H., Appel, J.,
Tyystjärvi, E., Murata, N., and Nishiyama, Y. (2011)
Protection by α-tocopherol of the repair of photosystem
II during photoinhibition in Synechocystis sp. PCC
6803. Biochim. Biophys. Acta 1807, 236-241.
13. Allakhverdiev, S. I., and Murata, N. (2004)
Environmental stress inhibits the synthesis de novo ofproteins involved in the photodamage-repair cycle ofphotosystem II in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochim.
Biophys. Acta 1657, 23-32.
14. Jones, L. W. and Kok, B. (1966) Photoinhibition ofchloroplast reactions. I. Kinetics and action spectra.
Plant Physiol. 41 1037-1043.
15. Ohnishi, N., Allakhverdiev, S. I., Takahashi, S.,
Higashi, S., Watanabe, M., Nishiyama, Y., and Murata,
N. (2005) Two-step mechanism of photodamage tophotosystem II: step 1 occurs at the oxygen-evolving
complex and step 2 occurs at the photochemical
reaction center. Biochemistry 44, 8494-8499.
16. Hakala, M., Tuominen, I., Keränen, M., Tyystjärvi, T.,
and Tyystjärvi, E. (2005) Evidence for the role of theoxygen-evolving manganese complex in photoinhibitionof photosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1706, 68-80.
17. Takahashi, S., Milward, S. E., Yamori, W., Evans, J. R.,
Hillier, W., and Badger, M. R. (2010) The solar action
spectrum of photosystem II damage. Plant Physiol.
153, 988-993.
18. Zsiros, O., Allakhverdiev, S. I., Higashi, S., Watanabe,M., Nishiyama, Y., and Murata, N. (2006) Very strong
UV-A light temporally separates the photoinhibition ofphotosystem II into light-induced inactivation andrepair. Biochim. Biophys. Acta 1757, 123-129.
19. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2006) A new paradigm for the action of reactive
oxygen species in the photoinhibition of photosystem
II. Biochim. Biophys. Acta 1757, 742-749.
20. Krieger-Liszkay, A., Fufezan, C., and Trebst, A. (2008)23 (2) 2013

Singlet oxygen production in photosystem II andrelated protection mechanism. Photosynth. Res. 98,
551-564.
21. Vass, I. (2012) Molecular mechanisms of photodamage
in the photosystem II complex. Biochim. Biophys. Acta
1817, 209-217.
22. Oguchi, R., Terashima, I., Kou, J., and Chow, W. S.
(2011) Operation of dual mechanisms that both lead tophotoinactivation of Photosystem II in leaves by visible
light. Physiol. Plant. 142, 47-55.
23. Aro, E. M., Virgin, I., and Andersson, B. (1993)
Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein
damage and turnover. Biochim. Biophys. Acta 1143,
113-134.
24. Mulo, P., Sakurai, I., and Aro, E. M. (2012) Strategies
for psbA gene expression in cyanobacteria, green algae
and higher plants: from transcription to PSII repair.
Biochim. Biophys. Acta 1817, 247-257.
25. Takahashi, S. and Murata, N. (2005) Interruption of theCalvin cycle inhibits the repair of photosystem II fromphotodamage. Biochim. Biophys. Acta 1708, 352-361.
26. Takahashi, S. and Murata, N. (2006) Glycerate-3phosphate, produced by CO2 fixation in the Calvincycle, is critical for the synthesis of the D1 protein ofphotosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1757, 198-205.
27. Takahashi, S., Bauwe, H., and Badger, M. (2007)
Impairment of the photorespiratory pathway accelerates
photoinhibition of photosystem II by suppression of
repair but not acceleration of damage processes in
Arabidopsis. Plant Physiol. 144, 487-494.
28. Takahashi, S., Milward, S. E., Fan, D. Y., Chow, W. S.,
and Badger, M. R. (2009) How does cyclic electron
flow alleviate photoinhibition in Arabidopsis?, Plant
Physiol. 149, 1560-1567.
29. Kojima, K., Oshita, M., Nanjo, Y., Kasai, K., Tozawa,Y., Hayashi, H., and Nishiyama, Y. (2007) Oxidation ofelongation factor G inhibits the synthesis of the D1
protein of photosystem II. Mol. Microbiol. 65, 936-947.
30. Kojima, K., Motohashi, K., Morota, T., Oshita, M.,
Hisabori, T., Hayashi, H., and Nishiyama, Y. (2009)
Regulation of translation by the redox state ofelongation factor G in the cyanobacterium
Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biol. Chem. 284,
18685-18691.
31. Ejima, K., Kawaharada, T., Inoue, S., Kojima, K., andNishiyama, Y. (2012) A change in the sensitivity ofelongation factor G to oxidation protects photosystem
II from photoinhibition in Synechocystis sp. PCC 6803.
FEBS Lett. 586, 778-783.
32. Sonoike, K. (1996) Photoinhibition of photosystem I:
its physiological significance in the chilling sensitivityof plants. Plant Cell Physiol. 37, 239-247.
33. Nagano, T., Kojima, K., Hisabori, T., Hayashi, H.,
Morita, E. H., Kanamori, T., Miyagi, T., Ueda, T., andNishiyama, Y. (2012) Elongation factor G is a criticaltarget during oxidative damage to the translation systemof Escherichia coli. J. Biol. Chem. 287, 28697-28704.

55

光合成研究 23 (2) 2013

Photoinhibition of Photosystem II: Mechanisms of Photodamage
and Repair Inhibition
Yoshitaka Nishiyama*
Division of Life Science, Graduate School of Science and Engineering, Saitama University

56

光合成研究23 (2) 2013

解説
過剰な光エネルギーで起こる光阻害とその防御について‡
Research School of Biology, Australian National University
高橋 俊一
光は光合成を駆動すると同時に、光化学系II (PSII) の損傷を起こし、光合成活性（及び効率）の低下を導くことがある。この現象は光阻害と呼ばれる。光阻害は光過剰な条件下で起こることから、光合成色素に吸収された過剰な光エネルギーがPSIIの光損傷を引き起こすと考えられてきた。そのため、過剰な光エネルギーの消去に働く光防御機構（活性酸素消去や熱放散や光呼吸回路）は、PSIIの光損傷を抑え、光阻害を防ぐと考えられてきた。しかし、最近の一連の研究により、光合成色素に過剰に吸収された光エネルギーは、PSIIの光損傷を促進するのではなく、光損傷を受けたPSIIの修復を阻害することが明らかになっている。また、上記の光防御機構は、過剰な光エネル
ギーによるPSII修復機構の阻害の抑制に働き、光損傷の抑制には働かないこともまた明らかになっている。本稿では、光過剰な環境下で起こる光阻害の機構と、それを防ぐ光防御機構に関し、最近の知見をもとに考察する。

1. はじめに御機構は、光損傷の抑制に働くと考えられてきた 5 ) 。

光合成活性は光強度の上昇と共に上がり、ある光強

しかし、最近の一連の研究は、これらの従来の考えと度で飽和に達する。しかし、さらに光強度を上げ、長全く異なる結果を示している。

時間光照射すると、光合成活性の低下が見られる。こ2. 過剰な光エネルギーとPSII光損傷との関係

れは、光化学系II（PSII）が光損傷を受け、不活性化

光損傷を受けて不活性化したPSIIはPSII修復機構にすることに起因する。この現象は、光によって光合成より速やかに再活性化される。そのため、光損傷をが阻害されたように見えることから、光阻害と呼ばれ研究する場合、PSII修復が起こらない条件で行う必要る。光阻害は全ての光合成生物で見られる現象で、植がある。単離されたチラコイド膜やPSIIを用いる場合

物では成長や収量の低下の原因となる。光損傷を受けて不活性化したPSIIは、PSII修復機構により速やかには、 P S Ⅱ修復は起こらないので、気にする必要はな

再活性化される 1 ) 。そのため、光阻害は光損傷速度がい。生葉（in vivo）で研究する場合には、PSII修復に

修復速度を上回る条件でのみ起こり始める。植物には不可欠なD 1タンパク質の合成を抗生物質（クロラム
フェニコールやリンコマイシン）で阻害するとよい。

光阻害を防ぐ光防御機構が備わっており、光損傷速度

その際注意すべきことは、それぞれの材料や実験環境

が修復速度を上回るのを防いでいる 2 ) 。そのため、光で抗生物質がD 1タンパク質を完全に阻害しているこ

阻害は最適生育環境下では見られず、環境ストレス下とを確認することである。特に、弱光下や長時間の（強光、高温、低温、高塩、乾燥）で特異的に見られ実験の場合は、D 1タンパク質の合成が完全に阻害さる 3 ) 。光阻害は、光合成においてエネルギー（AT Pやれていないと、光損傷の程度が低く見積もられる。抗NADPH）の供給がその需要を超える条件（光過剰）

生物質を加えてPSII修復を完全に阻害すると、光損傷で起こりやすくなる。そのため、光合成色素に過剰に速度は光強度と正比例する（修復が完全に阻害されて吸収された光エネルギーがPSIIの光損傷を起こすと考いない場合、弱光下での光損傷速度が過少評価さえられてきた（アクセプターサイド光阻害説とドナーれ、正比例にならない）6)。

サイド光阻害説） 4 ) 。また、過剰に吸収された光エネ

光阻害が光過剰な条件下で見られることから、PSII

ルギーの消去に働く活性酸素消去機構、サイクリックの光損傷が過剰な光エネルギーで起こると考えられて電子伝達―熱放散システム、光呼吸回路といった光防‡解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: shunichi.takahashi@anu.edu.au57光合成研究 23 (2) 2013

図1 従来の光損傷説（左）と新しいツーステップ光損傷説（右）従 来 の アク セ プタ ー サイ ド や ドナーサイド光阻害説では、光合成色素に過剰に吸収された光エネル
ギーにより、反応中心が光損傷を受ける。一方、新しいTwo-step光損傷説では、マンガンクラスター（マンガン）に吸収された光により、最初に酸素発生部位が光損傷を受け、二次的に、光合成色素に吸収された光エネルギーにより反応中心が光損傷を受ける。

いた 4) 。しかし、この考えには問題がある。例えば、

ターに類似の物質は、青から紫外に向けて高い光吸環境ストレス等でカルビンサイクルの炭酸固定活性が収を持つ。 P S I I の光損傷のアクションスペクトルに低下し、光合成色素に吸収された光エネルギーが過は、青や赤にピークは見られず、青から紫外に向けて剰になると、PSIIの光損傷が促進されると考えられて高くなる8,11)。この結果は、Two-step光損傷説を支持きた（アクセプターサイド光阻害説やドナーサイド光するものである。また、太陽光の下で、どの波長が最阻害説）。しかし、カルビンサイクルで働くリブロー

もPSIIの光損傷の原因となっているかを調べた実験でス−5−リン酸キナーゼの特異的な阻害剤（グリコーも、最も損傷に効果的なのが紫外、次に効果的なのルアルデヒド）により、光阻害は促進されるが、光が黄色の波長域の光であることが示されている12)。こ

損傷は全く促進されない（光阻害の促進は、PSII修復の実験結果もまた、Tw o - s t e p光損傷説を支持していの阻害に起因する） 7 , 8 ) 。これは、弱光から強光まる。光損傷速度に影響を与える要因として、光強度

で、どの光強度でも同じことが言える 7 ) 。また、一般

6) 、光質（光の波長） 8,11) 、チラコイド膜内のpH 13) が的に電子伝達阻害剤として使われるDCMUでも同じで挙げられる。後に詳しく述べるが、活性酸素消去14)やある9)。DCMUにより光阻害は促進されるが、PSIIの熱放散13)や光呼吸回路15)といった光防御機構は、PSII

光損傷は全く促進されない（D C M Uによる光阻害もの光損傷には影響を及ぼさない（いずれの変異体もPSII修復の阻害に起因する）。これらの結果は、光合

光損傷速度は野生種と変わらない）。これらの研究

成色素に吸収された光エネルギーが過剰かどうか

結果も、Two-step光損傷説と矛盾しない。

は、光損傷に全く関係ないことを示している。

3. 過剰な光エネルギーによるPSII修復機構の阻では、光損傷はどのように起こるのか？これに関し害ては、諸説あり、未だに議論されている（図1）。代表的な仮説として、光合成色素に吸収された光エネル

光損傷を受けて不活性化したPSIIは、PSII修復機構

ギーが光損傷を起こすという説（アクセプターサイド

を介して再び活性化される。この修復機構には、 ( 1 )光阻害説やドナーサイド光阻害説） 4,10) と、PSIIのマ

PSIIを構成するタンパク質の部分的離脱、(2) PSIIのグ

ンガンクラスター（マンガン）に吸収された光エネル

ラナ側からチラコイド側への移動、(3)ギーにより、酸素発生部位が光損傷を受け、二次的タンパク質）の分解と新規合成、(4) PSIIを構成するタに反応中心が光損傷を受けるという説（Two-step光損

ンパク質の再結合が含まれている 1 6 ) 。修復機構の中傷説） 8,11) がある。この二つの説の大きな違いは、光で、その速度に大きく影響するのがD1タンパク質の分損傷の原因となる光を吸収する物質の違いであり、解と合成である。D1タンパク質の分解にはFtsHプロテ

前者では光合成色素、後者ではマンガンクラスターでアーゼが主に働いている16,17)。最近の研究により、光ある。それならば、それらの物質の光吸収スペクト

損傷を受けたPSIIからCP43が離れると、FtsHプロテ

ルと光損傷の作用スペクトルを比較することで、どちアーゼがD1タンパク質にアクセスできるようになり、らの説が正しいか推測できるはずである。光合成色

分解がスタートすることが示唆されている1,18)。

素は、青と赤に高い光吸収を持つ。マンガンクラス

58

PSII（主にD1

光合成研究23 (2) 2013

図2 光過剰環境下で起こるPSII修復の阻害
環境ストレスにより、カルビンサイクルの炭酸固定が阻害されると、光合成色素に過剰に吸収された光エネルギーが酸素に渡り、活性酸素種の過酸化水素（H2O2）が生成される。過酸化水素は、D1タンパク質合成の翻訳段階を阻害し、光損傷を受けた
PSIIの修復を阻害する。それにより、光損傷速度が修復速度を上回り、光阻害が起こる。PSIIで生成される一重項酸素（1O2）も同様にD1タンパク質の合成を阻害する。

修復速度は植物の育った光環境で異なり、強光下生成される。いずれもD 1タンパク質の合成を翻訳ので育った植物の方が弱光下で育った植物よりも早い段階で阻害する27,28)。例えばシアノバクテリアでは、

19,20)。これは、D1タンパク質の分解速度の違いに起因

一重項酸素の消去に働くトコフェロールの合成欠損株

することが明らかになっている。このことは、D 1タ29)や過酸化水素の消去に働くカタラーゼ・チオレドキ

ンパク質の分解が修復の律速要因となることを示して

シンペルオキシダーゼの二重欠損株では28)、強光下でいる。

D1タンパク質の合成が阻害され、PSIIの修復が阻害されることが示されている。

D1タンパク質が分解された後、新たなD1タンパク質がチラコイド膜上で合成される。D 1タンパク質の合成は翻訳段階で活性調節されており、光合成の電子4. 過剰な光エネルギーによる光阻害を抑える光伝達（還元力と AT P ）がその活性化に関わっている

防御機構

2 1 , 2 2 ) 。そのため、暗条件や電子伝達阻害剤（例えば植物には、過剰に吸収された光エネルギーによる

DCMU）存在下では、D1タンパク質の合成が起こら

光阻害の回避に働く光防御機構が備わっている 2) 。こず、修復も起こらない。光は D 1 タンパク質の合成にれらの働きについて、以下にまとめる。

不可欠だが、過剰な光は逆に阻害に働く。例えば、炭酸固定活性をグリコールアルデヒドで低下させる

葉や葉緑体の運動と、D1タンパク質の合成が阻害され、PSIIの修復も阻

植物の葉や葉緑体は外界の光環境に応じて動くこ害される 7,23) 。これは、環境ストレスにより直接的まとができる。いずれの場合にも光を集める動きと光たは間接的（気孔の閉口）に炭酸固定活性が低下すを避ける動きとがあり、光を避ける運動は光防御機

ると、PSIIの修復が阻害され、光阻害が起こりやすく構として働く。また、植物に水やりを忘れて葉が萎れなることを示唆している（図 2 ）。実際、高温、低るといった現象も、一種の光防御機構といえる。前温、高塩ストレスなどによりPSIIの修復が阻害され、述したように、PSIIの光損傷速度は光強度に比例してD1光阻害が促進されることが示されている3,24)。

上がる。そのため、光合成装置に届く光量を減らす

過剰な光環境下で、D 1タンパク質合成が阻害され

葉 3 0 , 3 1 ) や葉緑体の運動 3 2 ) は光損傷の抑制に働く（図る要因として最も有力なものが、活性酸素種（特に過3）。実際、それらの運動を阻害した場合、PSIIの光

酸化水素）の生成である 14,25,26) （図2）。光合成色素

損傷速度が速くなることが示されている。また、葉やに吸収された光エネルギーが過剰な場合、PSIIでは一葉緑体の運動は、過剰な光による活性酸素の生成を

重項酸素（１ O 2）が、PSIでは過酸化水素（H 2 O 2）が59

光合成研究 23 (2) 2013

抑え、PSII修復機構の阻害を抑制する働きもあると考ように、カルビンサイクルの阻害は光損傷の促進ではえられる（図3）。

なく、 P S I I 修復機構を阻害し、光阻害を引き起こす
7 , 2 3 ) 。また、光呼吸回路を欠失した変異体を用いた実

光呼吸回路

験でも、強光下で D 1 タンパク質の合成が阻害され、炭酸固定に働くルビスコは、リブロース-1,5-ビスリ

PSIIの修復が阻害されることが示されている15)。さらン酸のカルボキシラーゼ反応（リブロース-1,5-ビスリに、光呼吸回路の欠損は、光損傷速度に全く影響しな

ン酸 → 2 x 3-ホスホグリセリン酸）を触媒すると同時

いことも示されている。炭酸固定の阻害は、活性酸素に、そのオキシゲナーゼ反応（リブロース-1,5-ビスリの生成を促進し、D1タンパク質の合成を阻害する。そン酸 → 3-ホスホグリセリン酸 + グリコール酸）をものため、光呼吸回路は、二酸化炭素欠乏時に、カルビ触媒する。この両反応は互いに競合しているため、二ンサイクル阻害による活性酸素の生成を抑え、PSIIの酸化炭素が欠乏するとカルボキシラーゼ反応が抑制

修復阻害を防いでいると考えられる（図3）。

され、オキシゲナーゼ反応が促進される。オキシゲ
ナーゼ反応が活発になると、3-ホスホグリセリン酸のサイクリック電子伝達−熱放散システム

生成速度が減ると同時に、カルビンサイクルの中間代

PSIIのアンテナタンパク質にはクロロフィルの他、謝産物の枯渇が起き、カルビンサイクルが徐々に阻害

キサントフィルが存在している。弱光下では、キサンされる。そこで、オキシゲナーゼ反応で生成されたグ

トフィルの多くはビオラザンチンとして存在しておリコール酸から3-ホスホグリセリン酸を生成し、カルり、光合成色素として働いている。しかし、強光下でビンサイクルの阻害を防ぐ働きをしているのが、光呼は、ビオラキサンチンがビオラキサンチンデポキシ

吸回路である。実際、光呼吸回路に働く酵素を欠失

ダーゼの触媒によりアンテラキサンチンを経てゼアキした変異体では、強光下でカルビンサイクルの炭酸固

サンチンへと変化する。ゼアキサンチンに吸収され定活性が低下する15)。

た光エネルギーは、光合成には使われず、熱として放従来、カルビンサイクルの阻害はPSIIの光損傷を促出される 5) 。これが熱放散である。熱放散には、ビオ

進し、光阻害を引き起こすと考えられてきた。そのた

ラキサンチンデポキシダーゼの他、PSIIのPsbSタンパ

め、光呼吸回路は、二酸化炭素欠乏時に、PSIIの光損クが重要な働きをしている。そのため、いずれか一方傷の抑制に働くと考えられてきた。しかし、前述したを欠失したシロイヌナズナの変異体では、熱放散が見られなくなる 3 3 , 3 4 ) 。熱放散の誘導には、チラコイドの内側（ルーメン側 ） の 酸 性 化 が 必 要 で、 サイ ク
リック電子伝達によるチラコイド
膜の外側から内側へのプロトン輸送が重要な働きをしている。サイクリック電子伝達には、PGR5タン
パク質依存経路とN D H複合体依存経路の二つの経路がある。シロイ
ヌナズナでは前者が主要な経路として働いており、PGR5を欠失した変異体では熱放散の誘導が阻害さ
図3 光防御機構による光阻害の抑制
PSIIは光によって損傷を受け不活性化する。
不活性化したPSIIは修復機構により再び活性化される。光損傷速度が修復速度を上回ると、光阻害が起こる。植物に備わった光防御機構は、光損傷の抑制と修復阻害の抑制により、光阻害を防いでいる。

60

光合成研究れる35,36)。

23 (2) 2013

チン、ルテイン）が主に働く。一方、スーパーオキシ

熱放散やサイクリック電子伝達を欠失したシロイヌ

ドと過酸化水素の消去にはスーパーオキシドジスム

ナズナの変異体では、光阻害が起こりやすくなること

ターゼ（スーパーオキシドから過酸化水素への反応をから、以前からこれらが光防御に働くことは知られて触媒）とアスコルビン酸ペルオキシダーゼ（過酸化水

いた33-36)。プロトン勾配を無くす試薬で熱放散を阻害

素から水への反応を触媒）が働く。

すると、P S I Iの光損傷が速く起こるため、熱放散が以前は、光過剰環境下で生成される活性酸素種がPSIIの光損傷の抑制に働くと考えられてきた。また、

PSIIの光損傷を引き起こすと考えられてきた。そのた

このことは、過剰に吸収された光エネルギーがPSIIのめ、活性酸素消去機構は光損傷を抑えて、光阻害を防光損傷を引き起こす証拠としても使われてきた。しかぐと考えられてきた。しかし、実際には、上述したよ

し、熱放散を欠失した変異体では、PSIIの光損傷速度

うに、活性酸素消去機構を欠失した変異体では光阻に野生種と違いは全くない13)。ただ、プロトン勾配を害が起こりやすくなるが、それは、PSIIの光損傷が促形成できないPGR5変異体では、PSIIの光損傷が野生進されるからではなく、PSII修復機構（D1タンパク質種よりも速く起こる13)。これらの結果は、プロトン勾合成の翻訳）が阻害されるからである 1 4 , 2 5 , 2 6 ) 。つま配は光損傷の抑制に働くが、それは熱放散とは無関

り、活性酸素消去機構は、光過剰な環境下で生成さ係ということを意味している。プロトン勾配がどのよれる活性酸素を消去することで、活性酸素によるPSII

うに光損傷を抑制するのかは不明だが、プロトン勾の修復阻害を抑え、光阻害を防いでいる（図3）。

配によってチラコイド膜内に取り込まれるカルシウム

5. おわりに（PSIIの安定化に働く）が関与していることが予想されている。

従来、PSIIの光損傷は光合成色素に吸収された過剰では、熱放散はどのように光阻害を防ぐのか？熱放な光エネルギーにより生成された活性酸素種による散を欠失した変異体でも、PGR5を欠失した変異体でものと考えられてきた。また、過剰に吸収された光エも共通に見られるのが、強光下でのD 1タンパク質合

ネルギーの消去（熱放散や光呼吸回路）や活性酸素成の阻害と、それによるPSII修復の阻害である13)。この消去に働く光防御機構は、PSIIの光損傷を抑え、光れは、サイクリック電子伝達で誘導される熱放散が、阻害を防いでいると考えられてきた。これらのこと

過剰な光による修復阻害（ D 1 タンパク質の合成阻は、多くの論文や教科書的な本に書かれていたことな害）を抑制し、光阻害を防いでいることを示していので、多くの研究者が、既に実験的に証明された事る。過剰な光は活性酸素の生成を引き起こす。そのた実だと思っていたに違いない。きっと、未だにそうめ、熱放散による過剰な光エネルギーの放出は、活思っている人も多いと思う。では、そのことを証明し性酸素の生成を抑制し、活性酸素によるPSIIの修復阻た論文はどれかと質問されて、答えられるだろうか。

害を防いでいると考えられる（図3）。

きっと答えられないのではないだろうか。なぜなら、そのような論文はないからである。実は、最近

活性酸素消去機構の研究結果というのは、以前と異なる研究結果が出

光合成色素に吸収された光エネルギーが過剰な場てきたという事ではない。ただ単に、実際には調べ合、そのエネルギーが酸素に渡り、活性酸素種が生られていなかったことを調べたら、従来の考え（仮成される37)。主な活性酸素の生成部位は、PSIとPSII説）と異なる結果が出てきたという事なのである。

で、発生機構も発生する活性酸素種も異なる。PSIで光阻害研究の盲点だったのである。

は電子が酸素に渡りスーパーオキシド（O 2 - ）を介し謝辞て過酸化水素（H2O2）が生成され、PSIIでは励起された三重項クロロフィルと酸素との反応で一重項酸素

本稿で紹介した研究の多くは、基礎生物学研究所の（ 1 O 2 ）が生成される。これに対し、葉緑体には活性村田紀夫先生の研究室、オーストラリア国立大学の酸素の消去に働く、活性酸素消去機構が備わっていMurray Badger先生の研究室に私が在籍中に、多くの共る37)。一重項酸素の消去には、抗酸化物質のトコフェ同研究者と共に行われました。お二人の先生、及び協ロールやカロチノイド（ゼアキサンチン、ネオキサン

力して下さった共同研究者の皆様に心から感謝申し上61

光合成研究 23 (2) 2013

13. Takahashi, S., Milward, S. E., Fan, D.-Y., Chow, W.S.,
and Badger, M. R. (2009) How does cyclic electron
flow alleviate photoinhibition in Arabidopsis? Plant
Physiol. 149, 1560-1567.
14. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2005) Inhibition of the repair of photosystem II byoxidative stress in cyanobacteria. Photosynth. Res. 84,
1-7.
15. Takahashi, S., Bauwe, H., and Badger, M. (2007)
Impairment of the photorespiratory pathway accelerates
photoinhibition of photosystem II by suppression of
repair process and not acceleration of damage process in
Arabidopsis thaliana. Plant Physiol. 144, 487-494.
16. Komenda, J., Sobotka, R., and Nixon, P. J. (2012)
Assembling and maintaining the Photosystem II
complex in chloroplasts and cyanobacteria. Curr. Opin.
Plant Biol. 15, 245-251.
17. Sakamoto, W. (2006) Protein degradation machineries
in plastids. Annu. Rev. Plant Biol. 57, 599-621.
18. Boehm, M., Yu, J. Reisinger, V., Beckova, M.,
Eichacker, L. A., Schlodder, E., Komenda, J., andNixon, P. J. (2012) Subunit composition of CP43-lessphotosystem II complexes of Synechocystis sp PCC
6803: implications for the assembly and repair ofphotosystem II. Philos. Trans. R. Soc. B-Biol. Sci. 367,
3444-3454.
19. Aro, E. M., McCaffery, S., and Anderson, J. M. (1993)
Photoinhibition and D1 protein degradation in peas
acclimated to different growth irradiances. Plant
Physiol. 103, 835-843.
20. Aro, E. M., McCaffery, S., and Anderson, J. M. (1994)
Recovery from photoinhibition in peas (Pisum SativumL.) acclimated to varying growth irradiances: role ofD1 protein turnover. Plant Physiol. 104, 1033-1041.
21. Mattoo, A. K., Hoffman-Falk, H., Marder, J. B., andEdelman, M. (1984) Regulation of protein metabolism:
coupling of photosynthetic electron transport to in vivo
degradation of the rapidly metabolized 32-kilodalton
protein of the chloroplast membranes. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 81, 1380-1384.
22. Danon, A. (2002) Redox reactions of regulatory
proteins: do kinetics promote specificity? Trends
Biochem. Sci. 27, 197-203.
23. Takahashi, S., and Murata, N. (2006) Glycerate-3phosphate, produced by CO2 fixation in the Calvincycle, is critical for the synthesis of the D1 protein ofphotosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1757, 198-205.
24. Murata, N., Takahashi, S., Nishiyama, Y., andAllakhverdiev, S. I. (2007) Photoinhibition ofphotosystem II under environmental stress. Biochim.
Biophys. Acta 1767, 414-421.
25. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2006) A new paradigm for the action of reactive
oxygen species in the photoinhibition of photosystem
II. Biochim. Biophys. Acta 1757, 742-749.
26. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2011) Protein synthesis is the primary target of reactive

げる。また、今回、執筆の機会を与えて下さった､埼玉大学の西山佳孝先生に心から感謝申し上げる。

Received July 19, 2013, Accepted July 23, 2013, Published
August 31, 2013

参考文献
1. Nixon, P. J., Michoux, F., Yu, J. F., Boehm, M., andKomenda, J. (2010) Recent advances in understanding
the assembly and repair of photosystem II. Ann. Bot.
106, 1-16.
2. Takahashi, S., and Badger, M. R. (2011) Photoprotectionin plants: a new light on photosystem II damage. Trends
Plant Sci. 16, 53-60.
3. Takahashi, S., and Murata, N. (2008) How doenvironmental stresses accelerate photoinhibition?
Trends Plant Sci. 13, 178-182.
4. Melis, A. (1999) Photosystem II damage and repair cyclein chloroplasts: what modulates the rate of photodamage
in vivo? Trends Plant Sci. 4, 130-135.
5. Niyogi, K. K. (1999) Photoprotection revisited: genetic
and molecular approaches. Annu. Rev. Plant Physiol.
Plant Mol. Biol. 50, 333-359.
6. Tyystjärvi, E., and Aro, E. M. (1996) The rate constantof photoinhibition, measured in lincomycin-treatedleaves, is directly proportional to light intensity. Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 93, 2213-2218.
7. Takahashi, S., and Murata, N. (2005) Interruption of theCalvin cycle inhibits the repair of photosystem II fromphotodamage. Biochim. Biophys. Acta 1708, 352-361.
8. Hakala, M., Tuominen, I., Keränen, M., Tyystjärvi, T.,
and Tyystjärvi, E. (2005) Evidence for the role of theoxygen-evolving manganese complex in photoinhibition of Photosystem II. Biochim. Biophys. Acta
1706, 68-80.
9. Allakhverdiev, S. I., Nishiyama, Y., Takahashi, S.,
Miyairi, S., Suzuki, I., and Murata, N. (2005) Systematic
analysis of the relation of electron transport and ATP
synthesis to the photodamage and repair of photosystem
II in Synechocystis. Plant Physiol. 137, 263-273.
10. Vass, I., and Cser, K. (2009) Janus-faced charge
recombinations in photosystem II photoinhibition.
Trends Plant Sci. 14, 200-205.
11. Ohnishi, N., Allakhverdiev, S. I., Takahashi, S., Higashi,S., Watanabe, M., Nishiyama, Y., and Murata, N. (2005)
Two-step mechanism of photodamage to photosystem II:
step 1 occurs at the oxygen-evolving complex and step 2
occurs at the photochemical reaction center.
Biochemistry 44, 8494-8499.
12. Takahashi, S., Milward, S. E., Yamori, W., Evans, J. R.,
Hillier, W., and Badger, M. R. (2010) The solar action
spectrum of photosystem II damage. Plant Physiol.
153, 988-993.

62

光合成研究oxygen species in the photoinhibition of photosystem II.
Physiol. Plant. 142, 35-46.
27. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., Yamamoto, H.,
Hayashi, H., and Murata, N. (2004) Singlet oxygen
inhibits the repair of photosystem II by suppressing thetranslation elongation of the D1 protein in
Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry 43,
11321-11330.
28. Nishiyama, Y., Yamamoto, H., Allakhverdiev, S. I.,
Inaba, M., Yokota, A., and Murata, N. (2001) Oxidative
stress inhibits the repair of photodamage to thephotosynthetic machinery. EMBO J. 20, 5587-5594.
29. Inoue, S., Ejima, K., Iwai, E., Hayashi, H., Appel, J.,
Tyystjärvi, E., Murata, N., and Nishiyama, Y.,(2011)
Protection by α-tocopherol of the repair ofphotosystem II during photoinhibition in Synechocystis
sp PCC 6803. Biochim. Biophys. Acta. 1807, 236-241.
30. Kao, W. Y., and Forseth, I. N. (1992) Dirunal leaf
movement, chlorophyll fluorescence and carbon
assimilation in soybean grown under different nitrogen
and water availabilities. Plant Cell Environ. 15,
703-710.
31. Pastenes, C., Pimentel, P., and Lillo, J. (2005) Leaf
movements and photoinhibition in relation to water
stress in field-grown beans. J. Exp. Bot. 56, 425-433.

23 (2) 2013

32. Kasahara, M., Kagawa, T., Oikawa, K., Suetsugu, N.,
Miyao, M., and Wada, M. (2002) Chloroplast
avoidance movement reduces photodamage in plants.
Nature 420, 829-832.
33. Havaux, M., and Niyogi, K. K. (1999) The violaxanthin
cycle protects plants from photooxidative damage bymore than one mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA
96, 8762-8767.
34. Li, X. P., Muller-Moule, P., Gilmore, A. M., andNiyogi, K. K. (2002) PsbS-dependent enhancement offeedback de-excitation protects photosystem II fromphotoinhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99,
15222-15227.
35. Munekage, Y., Hashimoto, M., Miyake, C., Tomizawa,
K.-I., Endo, T., Tasaka, M., and Shikanai, T. (2004)
Cyclic electron flow around photosystem I is essential
for photosynthesis. Nature 429, 579-582.
36. Munekage, Y., Hojo, M., Meurer, J., Endo, T., Tasaka,M., and Shikanai, T. (2002) PGR5 is involved in cyclic
electron flow around photosystem I and is essential forphotoprotection in Arabidopsis. Cell 110, 361-371.
37. Asada, K. (1999) The water-water cycle inchloroplasts: scavenging of active oxygens anddissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant
Physiol. Plant Mol. Biol. 50, 601-639.

Photoinhibition and Photoprotection Mechanisms under Excessive Light Conditions
Shunichi Takahashi
Research School of Biology, Australian National University

63

光合成研究 23 (2) 2013

解説
光阻害の原因が複数のメカニズムの同時寄与である可能性‡
東北大学 大学院生命科学研究科
小口 理一*
光阻害のメカニズムには未だ不明な点が多く、複数の仮説間で論争が続いている。大きな論点の一つとして、光阻害の最初の原因が、クロロフィルによる吸光なのか酸素発生複合体内のマンガンによる吸光なのかという問題がある。クロロフィルとマンガンの吸光スペクトルには大きな差がある点、クロロフィルが吸収した光エネル
ギーは光合成等で消費される一方でマンガンによる吸光はそのままマンガンの遊離につながる点、光阻害を測定するクロロフィル蛍光法は高等植物の葉のどの深さを測定しているか解らない点に注目し、光の色と強度を変えて光阻害実験を行うとともに、葉内での光阻害強度の変化を調べた。実験は光化学系II修復阻害剤を与えて行った。クロロフィルによる吸光とマンガンによる吸光が同時に関わらなければ説明できない結果となり、複数のメカニズムが同時に関わる可能性が示唆された。また、葉内には光阻害の勾配があり、クロロフィル蛍光による光阻害強度測定には有意な誤差が生じている事が明らかになった。

1. はじめに逆的な傷害も含まれるが、本稿では、主要な原因で光は植物にとって欠くことのできない資源である一ある光化学系IIの不活性化について述べる。光化学系

方、そのエネルギー故に光合成器官に損傷を与える

IIの不活性化のメカニズムについて現在、大きく分け1-4)。光阻害は強光環境でよく観察されるが、光強度はて二つの仮説が提唱されている。一つ目は、光化学系

太陽の動きや、気象条件、上層の葉群の動態などにIIのクロロフィルが受けた光エネルギーのうち光合成

よって、時間的にも変化するため、特に弱い光強度かや熱放散などで消費しきれない過剰な光エネルギー

ら強い光強度への変化が光阻害につながりやすいこと

がダメージを引き起こすとし、Excess energy仮説と呼が知られている 5 ) 。また、陰生植物や陰葉の方が陽生ばれる13,14)。二つ目は、光化学系IIの酸素発生複合体

植物や陽葉よりも光阻害を受けやすい6)。

に存在するマンガンが光によって励起されることで遊光阻害は農・林業生産物の収量低下をもたらすとと離し、酸素発生複合体が機能を失った状態で、光化

もに、高・低温や乾燥、不適な土壌といったストレス

学系IIの反応中心が励起されることがダメージを引き環境下で強まるため、荒廃地・不適土壌といった場所

起こすというもので、Mn説もしくはTwo-step仮説とでの森林再生の妨げにもなっている 7 , 8 ) 。このことか呼ばれる15,16)。前者では、過剰な光エネルギーが発生

ら、光阻害のメカニズムの解明は、農・林業の生産向

しない弱光環境では光化学系IIの光阻害は起こらない

上、バイオ燃料生産技術の向上、砂漠地帯や荒廃地ではずであるのに対し、後者では弱光環境であってもの森林再生技術の向上を介して、食料問題や地球温暖

一定確率でマンガンが光を吸収するために光阻害は化問題といった持続可能社会実現に向けた大きな課題

起こるはずである。このように二つの説には根本的の解決に貢献できると考えられている。そのため、光な違いがあるが、論争に決着がついていない。

阻害のメカニズム及び光阻害耐性機構については多く

著者らは、これまでの研究ではこれらの複数のメの研究が進められてきた 9 - 1 2 ) 。しかし、未だそのメカ

カニズムが光阻害に同時に関わる可能性が考えられてニズムには不明な部分が多い。

こなかったことに注目した。そこで、複数のメカニズ

光阻害は広義には、熱放散による光合成効率の低ムが同時に起きている可能性を考慮し、これらのメ下や、活性酸素種の発生による葉緑体や細胞の不可カニズムの寄与を定量することを目的とする研究を‡解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: riichi@biology.tohoku.ac.jp64光合成研究行った。

23 (2) 2013

長があるため、excess energyメカニズムでは青色と赤

また、これらの研究にともない、現在光阻害の測色で緑色に比べて光阻害が大きくなるはずであるが、定で最も広く用いられているクロロフィル蛍光法におマンガンは紫外線域に極大吸収波長があり、青色からいて、高等植物の葉の測定では有意な誤差が生じる事

赤色にかけて吸光度が低下していくためM nメカニズが明らかになったので、それについても紹介する。

ムでは光阻害の強さは青色、緑色、赤色の順になると考えられている。よって、異なる色のLED光源を用い

2. 異なる光強度および波長下での光阻害速度

た光阻害実験により、各メカニズムの影響の大きさを

まず著者らは、以下の2点を工夫した実験系を考案推定することができると考えた。

した。

また、これまでのM n仮説を支持する研究が単離チ1. 過剰なエネルギーが生じない30 μmol m-2 s-1ほどのラコイド膜や切り葉で行われてきたことにも注目し

弱光ではexcess energyメカニズムによる光阻害は起こた。単離チラコイド膜や切り葉の状態では光合成活らないのに対しM nメカニズムによる光阻害は起こる

性を高い状態に保つことが難しい。光合成活性が低ため、この光環境での光阻害を測定することでM nメ下して行くことで、一定光強度下であっても徐々にカニズムによる光阻害の大きさを推定できる。まexcess energyが高まり、excess energyによる光阻害へた、過剰エネルギーが高まる強光環境での光阻害強の影響を正しく評価できなくなる可能性が高い。そ度と比較することで、excess energyメカニズムによるこで、我々はin vivoの弱光環境で実際に光阻害が起こ

光阻害への寄与の推定も可能である。

るのかを確かめるため、切除していない葉の光阻害を

2. excess energyメカニズムではクロロフィルによる吸

非破壊的に観察することにした。植物には光阻害に

光が光阻害の原因となるのに対しM nメカニズムではよる損傷を修復する能力があるため、光阻害の程度

マンガンによる吸光が光阻害の原因であるが、クロロは損傷速度と修復速度のバランスで決まる。本研究

フィルとマンガンでは吸収スペクトルが大きく異なる

では修復速度の影響を排除するために、根から光化（図1）。クロロフィルは青色と赤色域に極大吸収波

学系の修復阻害剤であるリンコマイシンを吸わせた個体を用いて実験を行った19)。
光阻害処理は、白色、青色（ピーク: 460 nm）、緑色（ピーク: 530 nm）、赤色（ピーク: 640 nm）発光ダイオード（LED）を用いて、弱光、中光、強光（それぞれ30、60、950 μmol m-2 s-1）環境で行った。葉が受ける受光量を一定にするために、強光下では最長
8 0分間の処理を行う一方で、弱光下では最長4 2時間半の処理を行った。修復阻害剤を根から吸わせた切除していない葉を用いることで、この長時間の光阻害処理が可能となった。
光阻害強度の測定には、非破壊的に繰り返し測定するため、クロロフィル蛍光測定装置（PAM101, Walz）
を用いた。光阻害処理後30分間暗所におき、熱放散を緩和させた状態で、最小蛍光強度（F o）および最大蛍光強度（Fm）を求めた。ここでFv = Fm – Foとすると、
Fv /Fmは最大光化学系II効率と呼ばれ、光化学系II活性と強い相関を持つことが知られている20)。Fv/Fmの低下

図1 クロロフィルa/bの吸光スペクトル (a) およびMnクラス
ターの予測吸光スペクトル (b)縦軸は分子吸光係数。(b)はMnクラスターの25%が3価のマン
ガン、75%が4価のマンガンであることを仮定している。(a)のデータはOhashi et al.17)より。(b)のデータはBodini et al.18)より。

の大きさから光阻害の程度を推定した。（後述するように、クロロフィル蛍光法による光阻害の程度の測定には定量的な誤差が生じるが、定性的には問題はない。詳しくは第4節を参照のこと。）

65

光合成研究 23 (2) 2013

結果は、過剰エネルギーがほとんどない弱光や中の程度の2倍ほどであったことから、excessenergyメ

光でも光阻害が起きており、光阻害の強度はマンガ

カニズムによる貢献とM nメカニズムによる貢献はほンの吸光スペクトルに従って青色、白色、緑色、赤色

ぼ同じ程度であることが推測されるが、この研究での順となっていた（図2）。これはMnメカニズムによは異なる光強度条件での受光量を一定にするため、る貢献を意味する。一方で、受光量あたりの光阻害

照射時間を大きく変えており、それに伴う、順化やの強度は、弱光や中光よりも強光で有意に高かっ

老化の影響を含んでいる可能性を否定できない。また。この実験では強光では阻害時間を短く、弱光でた、種や環境条件によって貢献度が変化する可能性もは阻害時間を長くして一定の光量子量を当てているたある。それぞれのメカニズムの貢献度を明らかにす

め、励起されるマンガンの量は光強度によらず等しるには今後の研究の発展が期待される。

い。M n説だけが正しいとすると、どの光強度でも阻

3. 葉内での光阻害の勾配と光阻害スペクトル

害の程度は一緒になるはずだが、過剰エネルギーが高くなる強光で光阻害が大きくなっていたことは、森林などの群落では群落上部から下部にかけて光excess energyメカニズムによる貢献を意味する。これ

強度の勾配が見られるが、一枚の葉の内部でも光強らの結果から、excess energyメカニズムとMnメカニズ

度の勾配が見られる。これは群落で葉が光を吸収す

ムの両方が同時に起きていることが示唆された21)。

ることで光強度が減衰していくのと同様に、葉の内部

強光での光阻害の程度は、弱光や中光での光阻害

では葉緑体が光を吸収することで葉の表側から裏側にかけて光強度が減衰していくためである22)。
光阻害は光エネルギーによって引き起こされるため、光強度が強いほど光阻害の程度は強くなる。このため、葉内での光強度の勾配は、葉内での光阻害の程度にも勾配をもたらすと考えられる23)。また、光はその波長・色によって葉緑体による吸光度が異なる。葉や葉緑体が緑色をしていることからも解るように、赤や青色の波長の光に比べると緑色の波長の光は、葉緑体に吸収されにくく、葉内でより深くまで光が届いている24)。このような波長・色による葉内での光強度の勾配の差は、葉内での光阻害の程度の勾配にも差をもたらすと考えられる。
これらの仮説を確かめるため、光ファイバーを用いて葉内のクロロフィル蛍光を測定するシステムを立ち上げた。光ファイバーを用いてクロロフィル蛍光を測定することが出来る蛍光測定装置（Microfiber

PAM,Walz）の光ファイバー１本の先端をバーナーで熱して引き延ばし、先端の細さを直径30 μm程に細くすることで、ファイバーが葉内に刺さるようにした。マイク
ロマニュピレーターを用いてマイクロメーター単位で葉に差し込んでいくことで、葉内の各深さでの光阻害の程度の測定を可能にした。青色光（400-500 nm）、
緑色光（500-600 nm）、赤色光（600-700 nm）で光阻

図2 Capsicum annuumの葉が同一量（4.6 mol m-2）の光量子を受けたときの各色での光阻害強度 (a) および、同一条件での各光強度での光阻害強度 (b: 阻害を受けた光化学系IIの割合)(a) は強光で阻害した結果のみを、(b) は白色光での結果のみを示した。

害した結果、予測通り、赤や青色の波長の光に比べて緑色の波長の光の方が葉内での光阻害の程度の勾配が弱いことが示された（図3）。また、葉の表面付
近では青、赤、緑の順で光阻害が強く起こっていた66

光合成研究23 (2) 2013

4. クロロフィル蛍光法の誤差と、新しい光阻害・光化学系II活性測定法
現在、光阻害や光化学系IIの活性の測定にはクロロ
フィル蛍光法が最も広く用いられている27-29)。クロロ
フィル蛍光法は非破壊的に短時間で測定することが可能であり、野外でも用いることが出来るため、様々な分野で利用されている。しかし、クロロフィル蛍光法
は測定光を葉の表面に当て、それによって励起されたクロロフィルから放出される蛍光を測定しているが、測定光も蛍光も可視光域の光であるため、クロロフィ
ルによってよく吸収されてしまい、葉の表面の光化学系I Iの状態は測れても、葉の深くの光化学系I Iの状態

図3 Capsicum annuumの葉内での各深さにおける光阻害の程度
光阻害の程度は先端を30 μm程に細くして葉に刺さるようにした光ファイバーを葉内に挿入することで各深さでのク
ロロフィル蛍光を測定した。阻害処理前の光化学系IIの活性を100%としたときの割合で示す。□は青色光（400 - 500nm）、○は緑色光（500 - 600 nm）、△は赤色光（600 700 nm）で光阻害したサンプルを、誤差線は標準誤差を示す。Oguchi et al.25)のデータを用いて図を改訂した。

を測ることが出来ないと考えられる。光阻害を受けた
葉の活性状態を測るときなどは、前節で述べたように、葉の表面の光化学系は強い光を受けるために強い光阻害を受けているが、葉の裏面の光化学系IIは葉の組織を通過してきた弱い光しか受けないためにほとん
ど光阻害を受けていないような状況が生まれている（図3）。これにより、葉のどの深さを測るかによっが、葉の内部では赤と緑の順番が逆転していた。葉のて、測定値に誤差が生じることが予想される。

表面付近の光阻害の程度はクロロフィルの吸光スペク

実際、葉全体の光阻害を測定できる方法による結トルに従っており、excess energyメカニズムを指示す

果と、測定光の色などの特徴が異なる複数のクロロる結果であった。一方で、葉の深い場所でも常に青フィル蛍光測定装置で測定した光化学系IIの活性の結色による光阻害は赤色による光阻害よりも程度が大果を比較すると図4のようになる。光阻害時間を変えきくなっていた。青色光は赤色光よりもクロロフィルる事により様々な光化学系IIの活性を得ているが、横によって吸収されやすいために、葉の深い場所には赤

軸の一点は一つのサンプルであり、その一つのサン

色光の方がより届いている26)。よって、excessenergyプルを複数のクロロフィル蛍光測定装置で測定してい説だけが正しいとすると、赤色光の方が葉の深くでる。理想的にはどの機械も同じ値を示すべきだが、縦は光阻害の程度が高くなるはずである。しかし、青に複数の点がある結果になっている。つまり同じサ

色光による光阻害の程度が大きくなっていたのは、ンプルを測定しても機械によって測定値が異なってし

青色の吸収が強いM nメカニズムによる貢献があったまっていることを意味する。また、白抜きのシンボルためと考えられる。さらに、各深さの光阻害の程度

は赤色の測定光を使って測定したもの、黒塗りのシと光化学系IIの分布から、葉全体の光阻害の程度を計

ンボルは青色の測定光を使って測定したものを意味す

算したところ、光阻害の程度は青色、緑色、赤色のるが、全体的に赤色で測定したものが対角線の上側順になっており、こちらもM nメカニズムによる貢献に、青色で測定したものが下側に来ている。これを示唆した。よって、これらの結果は、Excess energy

は、赤色の測定光を使う機械は光阻害後の光合成活説とM n説の両者が光阻害に関わっていることを支持

性を過大評価しており、青色の測定光を使う機械は過するものであった25)。

小評価していることを示唆する。この差は、赤色光はまた、このことは、葉のどの深さを測定しているか

青色光よりもクロロフィルによる吸光が弱いため（図によって、光阻害スペクトルや光阻害の程度が変化し1a）26)、より深くの組織に測定光が達していたためとうることを意味する。測定機械や、材料によって変化考えられる。つまり、青色光は葉の表付近ですぐにしうることに注意して研究を行う必要がある。

吸収されてしまうため、葉の表付近の光阻害が強い部分しか測定できていないため光合成活性を過小評価

67光合成研究 23 (2) 2013

し、赤色光は葉の奥深くまで届くため、葉の裏の光でないと測定できないという欠点があった。そこで、

阻害がほとんど起こっていない部分も測定すること

著者らはオーストラリア国立大学のC h o w教授の下、で、光合成活性を過大評価していると考えられる。

全組織的な光阻害・光化学系II活性の測定法を考案し

葉組織全体の正しい光化学系IIの活性、光阻害の状た。この測定法は光化学系 I の酸化還元状態を測るこ態を調べるためには、酸素電極を用いて、光化学系I Iとで光化学系IIの活性を測定するものである。光化学を一回だけ励起するsingle turnover flashを複数回当て、系 I の酸化還元状態が変化すると葉の吸光スペクトル

発生する酸素量から光化学系の活性を求めるという方が変化する。この変化は810 nm / 870 nmというクロロ法をとる必要があった30)。しかし、この酸素電極によフィルなどの葉の色素によってほとんど吸収されないる方法は、single turnover flashによるごくわずかな酸素

波長においても見ることが出来るため、測定光は葉の発生量を測る必要があるために、一回の測定に30分ほ

全組織に行き渡り、全組織的な測定を行うことが可能

どかかってしまうことと、植物個体から切り離した葉である31)。光化学系IIにはほとんど吸収されないが光化学系Iにより良く吸収されるfar-red光を当てて、光化

図4 クロロフィル蛍光法による光阻害処理後の光化学系II活性測定の誤差
縦軸は測定光の波長や光センサー用のフィルターなどが少しずつことなる複数の蛍光測定装置を用いて、色々な程度に光阻害した葉について、同じサンプルを複数の機械で測定した。中抜きのシンボルは赤色測定光を用いた機種で、それぞれ○: PAM101 (Walz)、◇: miniPAM (Walz)、▽:PEAmeter (Hansatech)、□: PAM100 (Walz) を示す。黒塗りのシンボルは青色測定光を用いたPAM101を示し、■: 710
nm以上の蛍光を測定、●: 660 - 710 nmの蛍光を測定、▲:
660 nm以下の蛍光を測定。横軸は図5で示す光化学系Iの酸化還元速度から光化学系IIの活性を求めたもので、葉組織全体の活性を測定できる。(a) はCapsicum annuum、(b) はSpinacia oleraceaを用いた。図はOguchi et al.25)を改訂。

図5 P700（光化学系I反応中心）の酸化還元反応速度を利用した、光化学系II活性測定法 (a) およびsingle turnover
flashあたりの酸素発生量から求めた光化学系II活性との比較 (b)(a) は光化学系Iの酸化還元状態から光化学系IIの活性を測定した結果の一例。Flashを当てる前の定常状態とFlashによる光化学系IIからの電子の流れが終わった後の定常状態とを結んだ直線と、F l a s hを当てた直後のカーブとの間の面積が光化学系IIの活性と比例する。図中の0~6 hと示されているラインは光阻害処理を0から6時間行った後の結果である。カーブと定常状態との間の面積が光阻害処理時間を長くすると小さくなることが解る。

68

光合成研究学系Iのみを酸化状態にしたあとに、single

5. Naidu, S. L., and Delucia, E. H. (1997) Acclimation ofshade-developed leaves on saplings exposed to lateseason canopy gaps. Tree Physiol. 17, 367-376.
6. Demmig-Adams, B., and Adams, W. W. (1992)
Photoprotection and other responses of plants to highlight stress. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol.
43, 599-626.
7. Long, S. P., Humphries, S., and Falkowski, P. G. (1994)
Photoinhibition of Photosynthesis in Nature. Annu. Rev.
Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 45, 633-662.
8. Alves, P., Magalhaes, A. C. N., and Barja, P. R. (2002)
The phenomenon of photoinhibition of photosynthesis
and its importance in reforestation, Bot. Rev. 68,
193-208.
9. Oguchi, R., Terashima, I., Kou, J. C., and Chow, W. S.
(2011) Operation of dual mechanisms that both lead tophotoinactivation of Photosystem II in leaves by visible
light. Physiol. Plant. 142, 47-55.
10. Vass, I. (2011) Role of charge recombination processesin photodamage and photoprotection of thephotosystem II complex. Physiol. Plant. 142, 6-16.
11. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2011) Protein synthesis is the primary target ofreactive oxygen species in the photoinhibition ofphotosystem II. Physiol. Plant. 142, 35-46.
12. Takahashi, S., and Badger, M. R. (2011) Photoprotectionin plants: a new light on photosystem II damage. Trends
Plant Sci. 16, 53-60.
13. Ögren, E., Öquist, G., and Hallgren, J. E. (1984)
Photoinhibition of photosynthesis in lemna-gibba as
induced by the interaction between light andtemperature.1. Photosynthesis in vivo. Physiol. Plant.
62, 181-186.
14. Vass, I., Styring, S., Hundal, T., Koivuniemi, A., Aro,E., and Andersson, B. (1992) Reversible andirreversible intermediates during photoinhibition ofphotosystem II: stable reduced QA species promote
chlorophyll triplet formation. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 89, 1408-1412.
15. Hakala, M., Tuominen, I., Keränen, M., Tyystjärvi, T.,
and Tyystjärvi, E. (2005) Evidence for the role of theoxygen-evolving manganese complex in photoinhibition of Photosystem II. Biochim. Biophys. Acta
1706, 68-80.
16. Ohnishi, N., Allakhverdiev, S. I., Takahashi, S.,
Higashi, S., Watanabe, M., Nishiyama, Y., and Murata,
N. (2005) Two-step mechanism of photodamage tophotosystem II: Step 1 occurs at the oxygen-evolving
complex and step 2 occurs at the photochemical
reaction center. Biochemistry 44, 8494-8499.
17. Ohashi, S., Miyashita, H., Okada, N., Iemura, T.,
Watanabe, T., and Kobayashi, M. (2008) Uniquephotosystems in Acaryochloris marina. Photosynth.
Res. 98, 141-149.
18. Bodini, M. E., Willis, L. A., Riechel, T. L., and Sawyer,
D. T. (1976) Electrochemical and spectroscopic studies
of manganese(II), -(III), and -(IV) gluconate complexes.

turnoverflashを当てると、光化学系Iが完全に酸化された後、光化学系I Iから電子が流れてくるために、光化学系は一度還元され、またその後、far-red光によって酸化されて定常状態に戻るということが起きる（図5a）。光
化学系I Iから流れてきた電子の量は活性状態にある光化学系IIの量と一致するため、定常状態からの変化量（具体的には光化学系 I 酸化還元の定常状態を結んだ線とsingle turnover flash直後のキネティクスカーブとの間の面積）が光化学系IIの活性と比例することを利用
する32)。この測定を様々な種で行い、酸素発生による
光化学系II活性の結果と比較したところ、葉の厚さの違いに関わらず、ほぼ原点を通る直線で回帰され、どちらの測定方法も全葉組織的な測定が行われていることが示された32)。図5bではCapsicum

23 (2) 2013

annuumを測定した例を示す。

謝辞
本稿で紹介した研究においてご指導頂いた、オース
トラリア国立大学 Wah Soon Chow教授、東京大学 寺
島一郎教授、および共同研究者であるPeter Douwstra
氏、藤田貴志氏、Pasquale Losciale博士に感謝申し上げたい。

Received July 12, 2013, Accepted July 22, 2013, Published
August 31, 2013

参考文献 	

1. Osmond, C. B. (1994) What is photoinhibition? Some
insights from comparisons of shade and sun plants. in
Photoinhibition of Photosynthesis from Molecular
Mechanisms to the Field (Baker, N. R. and Bowyer, J.
R., Eds.) pp 1-24, BIOS Scientific Publishing Ltd.,
Oxford, UK.
2. Osmond, B., Badger, M., Maxwell, K., Björkman, O.,
and Leegood, R. (1997) Too many photos:
Photorespiration, photoinhibition and photooxidation.
Trends Plant Sci. 2, 119-121.
3. Chow, W. S., Lee, H. Y., He, J., Hendrickson, L., Hong,
Y. N., and Matsubara, S. (2005) Photoinactivation of
Photosystem II in leaves. Photosynth. Res. 84, 35-41.
4. Demmig-Adams, B., and Adams, W. W., III (2006)
Photoprotection in an ecological context: theremarkable complexity of thermal energy dissipation.
New Phytol. 172, 11-21.

69

光合成研究 23 (2) 2013

1. Formulas and oxidation-reduction stoichiometry.
Inorg. Chem. 15, 1538-1543.
19. Noren, H., Svensson, P., and Andersson, B. (1999)
Auxiliary photosynthetic functions of Arabidopsis
thaliana - Studies in vitro and in vivo. Biosci. Rep. 19,
499-509.
20. Krause, G. H., and Weis, E. (1991) Chlorophyll
fluorescence and photosynthesis: The basics. Annu. Rev.
Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 42, 313-349.
21. Oguchi, R., Terashima, I., and Chow, W. S. (2009) The
involvement of dual mechanisms of photoinactivationof photosystem II in Capsicum annuum L. plants. Plant
Cell Physiol. 50, 1815-1825.
22. Terashima, I., and Saeki, T. (1983) Light environment
within a leaf I. Optical properties of paradermal
sections of camellia leaves with special reference todifferences in the optical properties of palisade andspongy tissues. Plant Cell Physiol. 24, 1493-1501.
23. Schreiber, U., Kuhl, M., Klimant, I., and Reising, H.
(1996) Measurement of chlorophyll fluorescencewithin leaves using a modified PAM Fluorometer witha fiber-optic microprobe. Photosynth. Res. 47, 103-109.
24. Vogelmann, T. C. and Han, T. (2000) Measurement ofgradients of absorbed light in spinach leaves fromchlorophyll fluorescence profiles. Plant Cell Environ.
23, 1303-1311.
25. Oguchi, R., Douwstra, P., Fujita, T., Chow, W. S., andTerashima, I. (2011) Intra-leaf gradients ofphotoinhibition induced by different color lights:
implications for the dual mechanisms of photoinhibition

and for the application of conventional chlorophyll
fluorometers. New Phytol. 191, 146-159.
26. Vogelmann, T. C., and Evans, J. R. (2002) Profiles oflight absorption and chlorophyll within spinach leaves
from chlorophyll fluorescence. Plant Cell Environ. 25,
1313-1323.
27. Genty, B., Briantais, J. M., and Baker, N. R. (1989) The
relationship between the quantum yield of photosynthetic
electron-transport and quenching of chlorophyll
fluorescence. Biochim. Biophys. Acta 990, 87-92.
28. Baker, N. R. (2008) Chlorophyll fluorescence: A probeof photosynthesis in vivo. Annu. Rev. Plant Biol. 59,
89-113.
29. Evans, J. R. (2009) Potential errors in electrontransport rates calculated from chlorophyll fluorescence
as revealed by a multilayer leaf model. Plant Cell
Physiol. 50, 698-706.
30. Chow, W. S., Hope, A. B., and Anderson, J. M. (1989)
Oxygen per flash from leaf-disks quantifies
Photosystem-II. Biochim. Biophys. Acta 973, 105-108.
31. Sacksteder, C. A., and Kramer, D. M. (2000) Darkinterval relaxation kinetics (DIRK) of absorbancechanges as a quantitative probe of steady-state electrontransfer. Photosynth. Res. 66, 145-158.
32. Losciale, P., Oguchi, R., Hendrickson, L., Hope, A. B.,
Corelli-Grappadelli, L., and Chow, W. S. (2008) A
rapid, whole-tissue determination of the functional
fraction of PSII after photoinhibition of leaves based on
flash-induced P700 redox kinetics. Physiol. Plant. 132,
23-32.

Possibility of the Involvement of Multi-Mechanisms in Photoinhibition
Riichi Oguchi*
Graduate School of Life Sciences, Tohoku University70

光合成研究23 (2) 2013

解説
光化学系II光阻害の修復過程‡
東京大学 大学院理学系研究科
宮田 一範* 寺島 一郎
光は植物にとって必要不可欠な資源である。しかし、葉への入射光が強いと葉の光合成系は光阻害を受ける。光阻害の程度は、光化学系IIの光による不活性化と、不活性化後の修復とのバランスによって決まる。これまで、最も有力な光阻害のメカニズムを説明する仮説は過剰エネルギー説であったが、2005年に2ステップ説が発表された。これは、光阻害における光化学系IIの不活性化が2段階に渡って起こるという説である。光化学系IIが2段階で不活性化されるなら、修復も2段階で起こる必要があるため、光阻害の修復過程も再検討する必要がでてきた。本稿では、MnクラスターとD1タンパク質の2つの修復過程について紹介する。

1. はじめにで、見かけ上の光阻害は起こらない。特に、PSII修復

植物の光合成において光は必須である。しかし、速度を決定づける D 1 タンパク質のターンオーバーは

入射光が強すぎると光合成速度は低下し、光合成の速い 8 ) 。修復は暗黒下では起こらず、修復には最適な光阻害と呼ばれる現象が起こる。光阻害研究のパイ

光強度があることがわかっている9)。本稿では、Mnク

オニアは、クロレラを用いた実験を行ったKokである

ラスターの修復と、D 1タンパク質の修復について解

1) 。Kokは光阻害を「光合成生物において過剰な強さ説する。

の可視光が光合成活性を低下させる現象」と定義し

2. 光阻害中の2つの修復過程た。この定義は、植物を用いた研究でも踏襲されている 2 ) 。光阻害の主な原因は、光エネルギーによって光植物における光阻害の修復には、葉緑体由来のタ化学系II（以下PSII）が不活性化されることである。

ンパク質ターンオーバーが必要である10)。植物、緑藻

PSIIが不活性化する仕組みについては様々な説が唱えそしてシアノバクテリアも光阻害を受けることを考えられてきた。現在有力なものは、PSII中のD1タンパク

ると、光阻害は光合成生物にとって避けられない現質が過剰エネルギーにより損傷されるとする過剰エ象であり、修復過程もまたよく保存されてきた必須のネルギー説3,4)と、PSII酸素発生複合体中のMnクラス過程であると考えられる。葉緑体における光阻害のターが不活性化された後に、PSII中のD1タンパク質が修復過程には光が必要である9)。特に、psbA mRNAの損傷されるという 2 ステップ説である。この 2 ステッ

発現量は強光によって増加する11)。また、D1タンパクプ説は植物5)と好熱性のシアノバクテリア6)を用いた実質を分解するFtsHの6量体形成12)や、D1タンパク質の験結果に基づいて提唱された。どちらの説が正しい

チラコイド膜への取り込みに、光によって形成されるのか、どちらの説も正しいのかの決着は未だ付いてチラコイド膜のΔpHが必要である13)。タンパク質の分いない。ただし、どちらの説でも、PSIIの反応中心を解と生合成にはATPも必要である。その量は葉緑体の擁するD 1 タンパク質が光エネルギーによって損傷さ光リン酸化活性で賄うことができる量である14)。

れることは共通している。損傷されたD 1タンパク質

一方、psbA

mRNAの翻訳は活性酸素種によって阻は新規に合成された D 1 タンパク質と差し替えられ害される15,16)。これらにより、照射光の上昇とともにる。この修復活性は高いので、正味の光阻害の程度

修復速度定数が増加するが、活性酸素種が生じがちは損傷と修復のバランスから決定される 7) 。入射光がな 1000 µmol photon m–2 s–1を超えるような強光下では弱いとPSII修復速度がPSII損傷速度に充分追随するの

修復速度定数が低下することが説明できる9,14,17)。

‡

解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: rinoduka@gmail.com

71

光合成研究 23 (2) 2013

光阻害の修復に必要となるエネルギーは、強光回の構造ゆえか、MnイオンがMnクラスターから遊離し避反応によって減らすことができる18)。一方、反応中たことにより不活化した酸素発生複合体の再活性化

心への過剰エネルギーを減らす方法としては、 n o n -には、MnイオンとともにCaイオンも必要である21)。

photochemical

quenchingによって熱として散逸する仕これらのことはin vitroにおける実験によって明らかに組みなどがある。これら強光の回避と過剰エネルされた。さらに、葉でも同様にして酸素発生複合体のギーの熱散逸機構とにかかるエネルギーについては活性の修復が起きているであろうことが確かめられて

すでに総説にまとめられており19)、話が修復過程からいる25,26)。最後の1つはD1タンパク質である。PSII中

離れてしまうので割愛する。

において酸素を発生するM nクラスターの構造維持とD1タンパク質ターンオーバーにはΔpHやATPが必要

機能制御にはD1タンパク質のYzの他、複数のアミノな過程がいくつかある一方、M nクラスターの修復過酸残基が関わっている27-29)。さらに、酸素発生複合体

程においては、これらが必要な過程は確認されていなの光再活性化には他のPSIIのタンパク質も関与していい。ただし、遊離したMnイオンがMnクラスターに戻ることが明らかになっている30)。

るには光エネルギーが必要である20,21)。本稿では、ま光エネルギーによってMnイオンが遊離したMnクラず、酸素発生系の修復について述べる。この問題につスターは、どのようにして再活性化されうるだろう

いては、O n o 2 2 ) の総説があること、光阻害を受けたか。予想される模式図（図1）を用いて整理しよう。

PSIIのMnクラスターの修復に、この知見が全て適用

1. 光エネルギーがMnクラスター中のMnに吸収されされるとは言い切れないことから、ここでは概要だる。

2. 光エネルギーによって励起されたMnは、Mnクラ

けを説明する。

スターより遊離する。

3. 遊離したM n 2 + はD 1タンパク質の残基と不安定に

3. Mnクラスターの修復
単離した葉緑体をTrisもしくはNH2OHで処理すると結合する。

酸素発生複合体からM nイオンが遊離する。この酸素

4. 光エネルギーによって P S Ⅱで電子伝達が起こる発生複合体の活性の修復には、大きく分けて3つの要と、 D 1 タンパク質が電子伝達により失った電子素が必要となる。 1 つは光である。遊離した M n 2 + がをMn(II)より引き込む。

MnクラスターにMn(II)の形で結合した後、PSII

5. 電子を失ったMn(III)は残りのMnと結合し、Mnク

core

ラスターが復活する。

complexで電子伝達が起こるとMn(II)はMn(III)とな
り、 M n クラスターとして安定して P S Ⅱに結合する

光エネルギーによって不活性化した M n クラスター

21,22)。葉緑体全体の電子伝達は必要なく、PSII

core

は、以上のようにして光再活性化されうる。しかし、complexにおける電子伝達が重要である23)。もう1つは2ステップ説においてMnイオンが光エネルギーによっ陽イオンである。酸素発生複合体の要であるM nクラてM nクラスターから遊離する際の量子収率と、そのスターは4つのMnと1つのCaそして5つのOが歪んだ椅

後の光再活性化の量子収率は、ともに研究例がな子構造をとっていることが明らかになっている24)。そい。したがって、2ステップ説を前提としたMnクラス

図1 Mnクラスターの不活性化と光再活性化の過程
D1、D2、CP43、CP47、LHCII
は、PSII-LHCII超複合体中の各タンパク質を表す。太字のMnは酸素発生複合体中に存在しているM n原子を表し、細字のM nは
M n クラスターより遊離した M n
イオンを表す。YzとP680はD1タ
ンパク質の電子伝達に関る部位を表し、 e – は電子伝達される電
子を表す。

72

光合成研究ターの光再活性化の研究は今後の課題である。ま23 (2) 2013

損傷されたD1タンパク質の分解

た、M nイオンが外れた酸素発生複合体のフラッシュ

光エネルギーによって損傷されたD 1 タンパク質が光による光再活性化時に、H 2 O 2 が存在すると活性が

PSII中にあると、PSIIによる電子伝達が行われない。

阻害されることも知られている20)。活性酸素種によるしたがって、不活性化したPSIIからD1タンパク質を取修復系阻害のターゲットとして酸素発生複合体の光再り除く必要がある。PSIIは集光複合体II

活性化過程も考慮する必要があるだろう。

複合体を形成しているので事態は複雑である。まず、(LHCII)と超PSIIのD1, D2, CP43がSTN8によってリン酸化され32)、

4. D1タンパク質の修復

PSII-LHCII超複合体が解体される。このリン酸化を制不活性化したPSIIの反応中心であるD1タンパク質の限すると、損傷したD 1タンパク質の分解速度も制限

修復は、D1タンパク質の分解と新規生合成との2つのされる33)。このことから、PSIIのリン酸化は、不活性過程に分けられる。 D 1 タンパク質のターンオーバー化されたPSIIを識別する他、複合体から不活性化されには様々な酵素が関っているが、それらの全てが植たPSIIを引き離す役割があると予想されている34)。解物、緑藻そしてシアノバクテリアに共通して発見され体されたPSIIは、グラナスタッキングから解放されてているわけではない31)。本稿では植物に関する知見をストロマに面しているチラコイド膜へと移動すると考基に解説する。

えられてきた35)。しかし、損傷したD1タンパク質を分解する6量体FtsHがPSII近傍のグラナに存在していることから、グラナがアンスタックしたり36,37)、グラナ部チラコイドが水平方向に収縮することにより38)、膜タンパク質の行き来やストロマチラ
コイドとの物質のやりとりが可能になるという説が唱えられている。
その後、解体されたPSIIは脱リン酸化され、損傷を受けた D 1 タンパク質の分解が始まる39)。
損傷 D 1 タンパク質の分解は、主にATP依存のFtsHとATP非依存のDegが行う40)。はじめに、D1タンパク質はDeg2によって10 kDと23 kDに分かれる41)。その後、23kDの断片は主にFtsHによって分解され42,43)、残りの10 kDはDeg1やClpなどによって分解される44,45)。ただし、Deg2の欠損
図2 D1タンパク質の修復サイクル
D1、D2、CP43、CP47、LHCIIは、PSII-LHCII超複合体中の各タンパク質を表し、OECは酸素発生複合体を表す。Degは、ATP
非依存性タンパク質分解酵素を表し、FtsH、CtpAはATP依存性タンパク質分解酵素を表す。cpSecYは合成中のD1タンパク質をチラコイド膜へ嵌め込むtransloconである。Chl ribosomeは葉緑体リボソームを表し、psbA mRNAはD1タンパク質をコードした
mRNAである。(i) 過剰エネルギーによってD1タンパク質が不活性化される。(ii) 不活性化されたD1タンパク質を含むPSIIは
リン酸化され、グラナスタッキングから外れる。(iii) ストロマチラコイドとなった部分で、不活性化されたD1タンパク質はDegによって開裂される。(iv) 開裂されたもの、開裂されていないものも含め、不活性化されたD1タンパク質は主にFtsHによって分解される。(v) 葉緑体リボソームがcpSecYと結合し、psbA mRNAにより新しいD1タンパク質を合成しつつ、PSII corecomplex中のチラコイド膜へ挿入する。(vi) 新生合成D1タンパク質はCtpAによるプロセッシングで成熟する。(vii) 成熟D1タ
ンパク質を含んだPSII core complexに酸素発生複合体が結合する（ストロマチラコイドからグラナチラコイドへの移動は不明な部分が多いので、灰色の矢印で示した）。(viii) 修復されたPSIIは、PSII-LHCII超複合体となり、グラナスタッキングに組み込
まれ、再び電子伝達に寄与する。

73

光合成研究 23 (2) 2013

した変異体において光阻害に影響が見られないこと46)

グによる成熟は、C P 4 3の結合の他、酸素発生複合体から、現在では、FtsHによるD1タンパク質の分解が主の結合に必須である35,49,50)。

な経路であり、Degによる分解は補助的なものである

修復されたP S I Iは再びグラナチラコイドへと移動と考えられている45)。

し、PSII-LHCII超複合体を形成して電子伝達反応に従事する。この最後の過程には多様な補助タンパク質が新しいD1タンパク質の生合成必要となることが明らかになっているが31)、各々の役
割まではっきりと明らかになっているわけではな

PSII core complexから損傷されたD1タンパク質が除去された後は、D 1タンパク質を新規に合成しなけれい。以上の全体像を図2にまとめた。

ばならない。D 1タンパク質は葉緑体にコードされており、psbA

5. 光阻害の修復過程

mRNAと葉緑体リボソームによって合成される。D1タンパク質は、合成されながらPSII

core

これまで挙げてきた2つの修復過程を基にして、光c o m p l e xに挿入されなければならない。そのために阻害における修復過程を考えると、3つの場合が想定

は、cpSecYとよばれる葉緑体コードのtransloconが、される。①M nクラスターの修復のみが起こる場合、葉緑体リボソームと結合し、合成されていくD 1タン② D 1 タンパク質のターンオーバーのみが起こる場

パク質をストロマチラコイド膜中のPSII core complex

合、③ D 1 タンパク質のターンオーバー＋ M n クラスに埋め込む13,47)。新規合成D1タンパク質は、そのまま

ターの修復が起こる場合である。③ではまずD 1タン

では活性を持たず、CtpAによって、C末端においてプ

パク質が分解されると予想されている 5 1 ) 。また、D 1

ロセッシングを受けて成熟する48)。このプロセッシン

タンパク質のターンオーバー中、PSII core complexには、本来、酸素発生複合体が結合する付近にP s b 2 7が結合しており、これによってPSII core complexは不活性化されている 5 2 , 5 3 ) 。実
際、P s b 2 7が欠損した変異
体では光阻害による修復活
性が大幅に減少する 5 4 ) 。
Psb27がPSII core complexから離れ、酸素発生複合体がPSII core complexに結合するまでの間にP r a t A様のタ
ンパク質LPA1によってMn
イオンがD1タンパク質に結合すると考えられる 55,56) 。
PratAはシアノバクテリアに

図3 2ステップ説に基づいた光阻害の修復サイクル
各タンパク質やイオンは図1、2と共通している。Psb27とLPA1については本文を参照。a. 光エネルギーがMnクラスター中のMnに吸収されると、励起されたMnは、Mnクラスターより遊離する。b.
不活性化された酸素発生複合体を持つPSIIが過剰エネル
ギーによって不活性化される。c. 不活性化されたD1タンパク質を含むPSIIはリン酸化され、グラナスタッキングから外れ、OECが外れたPSII反応中心にPsb27が結合する。d–g. 図2 (ii)–(v)と同様である。h. 成熟D1タンパク質を含んだPSII core complexから
Psb27が外れ、LPA1がMnイオンをD1タンパク質に運ぶ。i. 運ばれたMnイオンは、D1タンパク質の残基に不安定に結合する。i–j. 光エネルギーによってPSIIで電子伝達が起こると、D1タンパク質が電子伝達により失った電子をMn(II)より引き込む。電子を失ったMn(II)はMn(III)となり、D1タンパク質と安定して結合する。j. 光エネルギーによってMnイオンがD1タンパク質と結合し、Mnクラスターが再活性化される。k. 酸素発生複合体タンパク質が結合する。l. 修復されたPSIIは、PSII-LHCII超複合体となり、グラナスタッキングに組み込まれ、再び電子伝達に寄与する。

74

光合成研究23 (2) 2013

おいて、新規に構築されるPSII core complexにMnイオ

キュウリ葉において得られたものなので、強光によるンを運ぶMn transporterであることが示されている55)。

酸素発生系の再活性化の阻害は、M nクラスターもし

植物にはPratAのhomologはないが、植物のLPA1が、

くはD 1タンパク質の修復活性が下がっていたことに緑藻のREP27と同様の機能を持つと予想されている56–

よる可能性がある。また、MnクラスターからMnイオ59)。Psb27がPSII修復過程のみならず、新規に構築されンが2つ外れてしまうと26)、Mnクラスターの修復が光るPSII core complexでも働くことから60)、LPA1も両方によって阻害されやすくなる可能性もあるだろう。

の過程で働いている可能性がある。M nイオンを結合

2ステップ説により光阻害の新たな損傷のメカニズ

したPSII core complexは、光活性化によってMnクラス

ムが提唱された。しかし、光阻害の修復過程や、修ターを構築する。おそらくその後に、P S I I

core

復後のPSIIとMnクラスターの動態が不明確なままでcomplexの内腔側で酸素発生複合体が結合する。③のあるために、2ステップ説を前提とした修復過程はま

過程は図3にまとめた。

だ闇に包まれている。修復された P S Ⅱに M n クラス

しかし、48時間の4°Cにおける暗黒処理によってMn

ターがどのように結合するのか、そもそも、M nクラクラスターからM nイオンを外したキュウリ葉 2 6 ) に、スターはD1タンパク質のターンオーバー中、PSII core

光を照射すると、弱光でこそ光再活性化が起こるが、complexから解離しているのかなど、光阻害の修復過

強光では再活性化が阻害される（図4）。もし、全て程におけるM nクラスターの実態解明が、今後の大きの光阻害が 2 ステップ説によって起こっていると仮定な課題である。

すると、強光下では、PSII core complexにMnが組み込
まれM nクラスターが構築される段階が阻害されると謝辞考えられ、これにより修復全体が起こらない可能性がある。そのような状況では、M nクラスターが修復さ

今回の執筆は、茨城大学 工学部 生体分子機能工学れる前にD1タンパク質が不活性化されてしまうはずだ科の小野高明教授による御指導がなければ、実現しからである。しかし、室温処理葉では、かなりの強光なかった。厚く御礼申し上げる。また、初の総説執下でもD1タンパク質の修復は起きる。

筆の機会を与えてくださった埼玉大学

図 4 のデータは、 4 ° C で暗黒下に 4 8 時間においた

大学院理工学

研究科生命科学部門の西山佳孝准教授、そして執筆を決意させてくださった神戸大学 大学院農学研究科の三宅親弘准教授に感謝申し上げたい。

Received July 12, 2013, Accepted July 23, 2013, Published
August 31, 2013

参考文献 	

1. Kok, B. (1956) On the inhibition of photosynthesis byintense light. Biochim. Biophys. Acta 21, 234–244.
2. Powles, S. B. (1984) Photoinhibition of photosynthesis
induced by visible light. Annu. Rev. Plant Physiol. 35,
15-44.
3. Ögren, E., Öquist, G., and Hällgren, J. E. (1984)
Photoinhibition of photosynthesis in Lemna gibba as
induced by the interaction between light andtemperature I. Photosynthesis in vivo. Physiol. Plant.
62, 181-186.
4. Vass, I., Styring, S., Hundal, T., Koivuniemi, A., Aro,E., and Andersson, B. (1992) Reversible andirreversible intermediates during photoinhibition ofphotosystem II: stable reduced QA species promote

図4
MnクラスターからMnイオンが外れ、不活性化したキュウリ葉の光再活性化と光強度の相関（M i y a t aandTerashima 未発表）
●は4 ° Cで暗黒下に4 8時間置いた後、様々な光強度（µ m o lphoton m–2 s–1）の光を室温で30分照射した後のPSII最大量子収率（Fv/Fm）を示す。光照射前のFv/Fmは、0 µmol photon
m–2 s–1のときのFv/Fmと同じである。■は低温処理を行うことなく、様々な光強度の光を室温で30分照射した後のPSII最大量子収率を示す。n = 3、エラーバーは標準偏差。

75

光合成研究 23 (2) 2013chlorophyll triplet formation. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 89, 1408-1412.
5. Hakala, M., Tuominen, I., Keränen, M., Tyystjärvi, T.,
and Tyystjärvi, E. (2005) Evidence for the role of theoxygen-evolving manganese complex in photoinhibitionof Photosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1706, 68-80.
6. Ohnishi, N., Allakhverdiev, S. I., Takahashi, S.,
Higashi, S., Watanabe, M., Nishiyama, Y., and Murata,
N. (2005) Two-step mechanism of photodamage tophotosystem II: step 1 occurs at the oxygen- evolving
complex and step 2 occurs at the photochemical
reaction center. Biochemistry 44, 8494-8499.
7. Aro, E. M., Virgin, I., and Andersson, B. (1993)
Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein
damage and turnover. Biochim. Biophys. Acta 1143,
113-134.
8. Greenberg, B. M., Gaba, V., Mattoo, A. K., andEdelman, M. (1987) Identification of a primary in vivo
degradation product of the rapidly-turning-over 32 kd
protein of photosystem II. EMBO J. 6, 2865-2869..
9. Chow, W. S., Lee, H. Y., He, J., Hendrickson, L., Hong.
Y. N., and Matsubara, S. (2005) Photoinactivation ofphotosystem II in leaves. Photosynth. Res. 84, 35-41.
10. Greer, D. H., Berry, J. A., and Björkman, O. (1986)
Photoinhibition of photosynthesis in intact been leaves.
Role of light and temperature, requirement forchloroplast-protein synthesis during recovery. Planta
168, 253-260.
11. Kettunen, R., Pursiheimo, S., Rintamäki, E., van Wijk,
K. J., and Aro, E. M. (1997) Transcriptional andtranslational adjustments of psbA gene expression inmature chloroplasts during photoinhibition andsubsequent repair of photosystem II. Eur. J. Biochem.
247, 441-448.
12. Yoshioka, M., and Yamamoto, Y. (2011) Quality
control of Photosystem II: Where and how does thedegradation of the D1 protein by FtsH proteases startunder light stress? – Facts and hypotheses. J.
Photochem. Photobiol. B 104, 229-235.
13. Zhang, L., Paakkarinen. V., van Wijk, K. J., and Aro, E.
M. (2000) Biogenesis of the chloroplast-encoded D1
protein: regulation of translation elongation, insertion,
and assembly into photosystem II. Plant Cell 12,
1769-1782.
14. Miyata, K., Noguchi, K., and Terashima, I. (2012) Costand benefit of the repair of photodamaged photosystem
II in spinach leaves: Roles of acclimation to growth
light. Photosynth. Res. 113, 165-180.
15. Nishiyama, Y., Yamamoto, H., Allakhverdiev, S. I.,
Inaba, M., Yokota, A., and Murata, N. (2001) Oxidative
stress inhibits the repair of photodamage to thephotosynthetic machinery. EMBO J. 20, 5587-5594.
16. Nishiyama, Y., Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2011) Protein synthesis is the primary target ofreactive oxygen species in the photoinhibition ofphotosystem II. Physiol. Plant. 142, 35-46.
17. Kato, M. C., Hikosaka, K., and Hirose, T. (2002)

Photoinactivation and recovery of photosystem II in
Chenopodium aibum leaves grown at different levels ofirradiance and nitrogen availability. Funct. Plant Biol.
29, 787-795.
18. Raven, J. A. (1989) Fight or flight: the economics ofrepair and avoidance of photoinhibition ofphotosynthesis. Funct. Ecol. 3, 5-19.
19. Raven, J. A. (2011) The cost of photoinhibition.
Physiol. Plant. 142, 87-104.
20. Ono, T., and Inoue, Y. (1987) Reductant-sensitive
intermediates involved in multi-quantum process ofphotoactivation of latent O2-evolving system. Plant
Cell Physiol. 28, 1293-1299.
21. Tamura, N., and Cheniae, G. (1987) Photoactivation of
the water-oxidizing complex in Photosystem II
membranes depleted of Mn and extrinsic proteins. I.
Biochemical and kinetic characterization. Biochim.
Biophys. Acta 890, 179-194.
22. Ono, T. (2001) Metallo-radical hypothesis forphotoassembly of (Mn)4-cluster of photosynthetic
oxygen evolving complex. Biochim. Biophys. Acta
1503, 40-51.
23. Tamura, N., Kamachi, H., Hokari, N., Masumoto, H.,
and Inoué, H. (1991) Photoactivation of the wateroxidizing complex of photosystem II core complex
depleted of functional Mn. Biochim. Biophys. Acta
1060, 51-58.
24. Umena, Y., Kawakami, K., Shen, J. R., and Kamiya, N.
(2011) Crystal structure of oxygen-evolving
photosystem II at a resolution of 1.9 Å. Nature 473,
55-60.
25. Terashima, I., Huang, L. K., and Osmond, C. B. (1989)
Effects of leaf chilling on thylakoid functions,
measured at room temperature, in Cucumis sativus L.
and Oryza sativa L. Plant Cell Physiol. 30, 841-850.
26. Shen, J. R., Terashima, I., and Katoh, S. (1990) Cause
for
dark,
chilling-induced
inactivationofphotosynthetic oxygen-evolving system in cucumber
leaves. Plant Physiol. 93, 1354-1357.
27. Diner, B. A. (2001) Amino acid residues involved in
the coordination and assembly of the manganesecluster of photosystem II. Proton-coupled electrontransport of the redox-active tyrosines and its
relationship to water oxidation. Biochim. Biophys. Acta
1503, 147-163.
28. Debus, R. J. (2001) Amino acid residues that modulate
the properties of tyrosine YZ and the manganese clusterin the water oxidizing complex of photosystem II.
Biochim. Biophys. Acta 1503, 164-186.
29. Kimura, Y., and Ono, T. (2006) Structural andfunctional studies of photosynthetic oxygen evolving
Mn cluster by means of FTIR spectroscopy. Biophysics
46, 124-129
30. Ishikawa, Y., Yamamoto, Y., Otsubo, M., Theg, S. M.,
and Tamura, N. (2002) Chemical modification of aminegroups on PS II protein(s) retards photoassembly of thephotosynthetic water-oxidizing complex. Biochemistry76光合成研究41, 1972-1980.
31. Mulo, P., Sirpiö, S., Suorsa, M., and Aro, E. M. (2008)
Auxiliary proteins involved in the assembly andsustenance of photosystem II. Photosynth. Res. 98,
489-501.
32. Vainonen, J. P., Hansson, M., and Vener, A. V. (2005)
STN8 protein kinase in Arabidopsis thaliana is specificin phosphorylation of photosystem II core proteins. J.
Biol. Chem. 280, 33679-33686.
33. Aro, E. M., Kettunen, R., and Tyystjärvi, E. (1992)
ATP and light regulate D1 protein modification anddegradation. Role of D1* in photoinhibition. FEBS
Lett. 297, 29-33.
34. Yokthongwattana, K., and Melis, A. (2006)
Photoinhibition
andRecovery.
in
Oxygenic
Photosynthesis: Mechanism of a Photosystem II
Damage and Repair Cycle (Demmig-Adams, B.,
Adams III, W. W., and Mattoo, A. K., Eds.) pp.
175-191, Springer Netherlands, Heidelberg, Germany.
35. Baena-González, E., and Aro, E. M. (2002) Biogenesis,
assembly and turnover of photosystem II units. Phil.
Trans. R. Soc. Lond. B 357, 1451-1460.
36. Khatoon, M., Inagawa, K., Pospísil, P., Yamashita, A.,
Yoshioka, M., Lundin, B., Horie, J., Morita, N., Jajoo,A., Yamamoto, Y., and Yamamoto, Y. (2009) Quality
control of photosystem II: Thylakoid unstacking isnecessary to avoid further damage to the D1 protein
and to facilitate D1 degradation under light stress inspinach thylakoids. J. Biol. Chem. 284, 25343-25352.
37. Yoshioka, M., Nakayama, Y., Yoshida, K., Ohashi, K.,
Morita, N., Kobayashi, H. and Yamamoto, Y. (2010)
Quality control of photosystem II: FtsH hexamers are
localized near photosystem II at grana for the swift
repair of damage. J. Biol. Chem. 285, 41972-41981.
38. Herbstová, M., Tietz, S., Kinzel, C., Turkina, M. V.,
and Kirchhoff, H. (2012) Architectural switch in plant
photosynthetic membranes induced by light stress.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 20130-20135.
39. Rintamäki, E., Kettunen, R., and Aro, E. M. (1996)
Differential D1 dephosphorylation in functional andphotodamaged photosystem II centers. J. Biol. Chem.
271, 14870-14875.
40. Adam, Z., and Clarke, A. K. (2002) Cutting edge ofchloroplast proteolysis. Trends Plant Sci. 7, 451-456.
41. Haußühl, K., Andersson, B., and Adamska, I. (2001) A
chloroplast DegP2 protease performs the primarycleavage of the photodamaged D1 protein in plant
photosystem II. EMBO J. 20, 713-722.
42. Spetea, C., Hundal, T., Lohmann, F., and Andersson, B.
(1999) GTP bound to chloroplast thylakoid membranes
is required for light-induced, multienzyme degradationof the photosystem II D1 protein. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA. 96, 6547-6552.
43. Lindahl, M., Spetea, C., Hundal, T., Oppenheim, A. B.,
Adam, Z., and Andersson, B. (2000) The thylakoid
FtsH protease plays a role in the light-induced turnoverof the photosystem II D1 protein. Plant Cell 12,23 (2) 2013419-431.
44. Kato, Y., and Sakamoto, W. (2009) Protein quality
control in chloroplasts: a current model of D1 protein
degradation in the photosystem II repair cycle. J.
Biochem. 146, 463-469.
45. Kato, Y., Sun, X., Zhang, L., and Sakamoto, W. (2012)
Cooperative D1 degradation in the photosystem IIrepair mediated by chloroplastic proteases in
Arabidopsis. Plant Physiol. 159, 1428-1439.
46. Huesgen, P. F., Schuhmann, H., and Adamska, I. (2006)
Photodamaged D1 protein is degraded in Arabidopsis
mutants lacking the Deg2 protease. FEBS Lett. 580,
6929-6932.
47. Zhang, L., Paakkarinen, V., Suorsa, M., and Aro, E. M.
(2001) A SecY homologue is involved in chloroplastencoded D1 protein biogenesis. J. Biol. Chem. 276,
37809-37814.
48. Inagaki, N., Maitra, R., Satoh, K., and Pakrasi, H. B.
(2001) Amino acid residues that are critical for in vivo
catalytic activity of CtpA, the carboxyl-terminal
processing protease for the D1 protein of photosystem
II. J. Biol. Chem. 276, 30099-30105.
49. Diner, B. A., Ries, D. F., Cohen, B. N., and Metz, J. G..
(1988) COOH-terminal processing of polypeptide D1of the photosystem II reaction center of Scenedesmus
obliquus is necessary for the assembly of the oxygenevolving complex. J. Biol. Chem. 263, 8972-8980.
50. Roose, J. L., and Pakrasi, H. B. (2004) Evidence thatD1 processing is required for manganese binding andextrinsic protein assembly into photosystem II. J. Biol.
Chem. 279, 45417-45422.
51. Nishiyama, Y,, Allakhverdiev, S. I., and Murata, N.
(2006) A new paradigm for the action of reactive
oxygen species in the photoinhibition of photosystem
II. Biochim. Biophys. Acta 1757, 742-749.
52. Nowaczyk, M. M., Hebeler, R., Schlodder, E., Meyer,
H. E., Warscheid, B., and Rögner, M. (2006) Psb27, acyanobacterial lipoprotein, is involved in the repair
cycle of photosystem II. Plant Cell 18, 3121-3131.
53. Grasse, N., Mamedov, F., Becker, K., Styring, S.,
Rögner, M., and Nowaczyk, M. M. (2011) Role ofnovel dimeric Photosystem II (PSII)-Psb27 protein
complex in PSII repair. J. Biol. Chem. 286,
29548-29555.
54. Chen, H., Zhang, D., Guo, J., Wu, H., Jin, M., Lu, Q.,
Lu, C., and Zhang, L. (2006) A Psb27 homologue inArabidopsis thaliana is required for efficient repair ofphotodamaged photosystem II. Plant Mol. Biol. 61,
567-575.
55. Stengel, A., Gügel, I. L., Hilger, D., Rengstl, B., Jung,
H., and Nickelsen, J. (2012) Initial steps ofphotosystem II de novo assembly and preloading withmanganese take place in biogenesis centers in
Synechocystis. Plant Cell 24, 660-675.
56. Peng, L., Ma, J., Chi, W., Guo, J., Zhu, S., Lu, Q., Lu,C.,andZhang,
L.
(2006)LOW
PSII
ACCUMULATION1 is involved in efficient assembly77光合成研究 23 (2) 2013of photosystem II in Arabidopsis thaliana. Plant Cell
18, 955-969.
57. Park, S., Khamai, P., Garcia-Cerdan, J. G., and Melis,A. (2007) REP27, a tetratricopeptide repeat nuclearencoded and chloroplast-localized protein, functions in
D1/32-kD reaction center protein turnover andphotosystem II repair from photodamage. Plant
Physiol. 143, 1547-1560.
58. Dewez D, Park S, García-Cerdán JG, Lindberg P, Melis
A. (2009) Mechanism of REP27 protein action in the

D1 protein turnover and photosystem II repair fromphotodamage. Plant Physiol. 151, 88-99.
59. Nickelsen, J., and Rengstl, B. (2013) Photosystem II
assembly: from cyanobacteria to plants. Annu. Rev.
Plant Biol. 64, 609-635.
60. Becker, K., Cormann, K. U., and Nowaczyk, M. M.
(2011) Assembly of the water-oxidizing complex inphotosystem II. J. Photochem. Photobiol. B 104,204-211.

The Repair Processes of Photoinhibited Photosystem II
Kazunori Miyata*, Ichiro Terashima
Graduate School of Science, The University of Tokyo78

光合成研究23 (2) 2013

解説
光阻害における光化学系II反応中心タンパク質D1の分解と葉緑体プロテアーゼ‡
岡山大学 資源植物科学研究所
加藤 裕介* 坂本 亘
光は植物の生育に必須であるが、同時にチラコイド膜上の光合成装置に損傷をもたらし、光合成能の低下を引き起こす。光化学系における光による損傷のターゲットは光化学系IIの反応中心タンパク質D1であり、植物は損傷を受けたD1を特異的に分解し、新たなD1に置き換える修復サイクルにより光合成能を維持する。損傷を受けた
D1の分解は光化学系II修復のキープロセスと考えられ、私達はシロイヌナズナを用いてこれを担うプロテアーゼの解析を進めてきた。本稿では修復サイクルにおけるD1分解に焦点をあて、二つの原核生物型プロテアーゼ（FtsH、Deg）の役割とその協調的な分解機構について紹介する。

1. はじめにく速いことが以前から知られている 2 ) 。葉緑体におけ光合成の電子伝達反応に必要なエネルギーは文字るD1の修復過程では、①損傷を受けた光化学系Ⅱ複合

通り光であるが、同時に光合成装置に恒常的に損傷体のグラナチラコイドからストロマチラコイドへの移を与えている。特に過剰な光エネルギーは光合成装行、②酸素発生系表在タンパク質ならびにCP43タンパ

置の修復能力を超える損傷を与え、その結果、光合ク質の光化学系Ⅱ複合体からの解離、そして、③損傷

成能力の低下（光阻害）を引き起こし、植物の生育を受けた D 1 の分解が行われる。 D 1 の分解と連動しを阻害する 1 , 2 ) 。そのため、陸上植物は光阻害を避けて、④新規D1の合成とプロセッシングが行われ、続いる為に、過剰な光ストレスに対応する様々な機構をて、⑤光化学系Ⅱ複合体の再構築、⑥グラナチラコイ

個体から細胞、オルガネラのレベルで発達させていドへの移行が行われる。この一連の修復過程は機能的る。個体レベルでは、葉の形や葉面の角度を調整す

な光化学系Ⅱ複合体に戻る様子から光化学系Ⅱ修復サることで葉にあたる光の量を調整し、細胞内では葉イクル (PSII repair cycle)と呼ばれ、損傷を受けたD1の緑体の光逃避運動により光によるダメージを軽減してみを入れ換える効率の良いタンパク質複合体の品質管いる。さらに葉緑体内では、ステート遷移による励

理機構と考えられている。光化学系I I修復サイクルの起エネルギーの分配、熱放散による過剰なエネル

仕組みについては、その重要性から活発な研究が行わ

ギーの散逸、water-waterサイクル、サイクリック電子

れており、数年毎に総説が出されている。より詳細な伝達による電子伝達系の調節が行われている 3) 。それ

光化学系Ⅱ修復サイクルのメカニズムについては、そでもなお光合成装置が損傷を受けたとき、損傷を受れらを参照していただきたい5,6)。筆者らは、光化学系

けたタンパク質の修復が行われる。

Ⅱ修復サイクルに関わるプロテアーゼの解析を長らく

チラコイド膜上の光合成装置において、光による損行っており、本稿では、これまでの研究と筆者らの研傷の主なターゲットは、光化学系Ⅱ複合体の反応中心

究結果を交えて紹介する。

タンパク質D 1（以下D 1と略す）である。光合成装置の修復では損傷を受けたD 1が特異的に分解され、新2. D1タンパク質分解に関わるプロテアーゼ -FtsH-

規に合成されたD 1に置き換えられる 4 ) 。実際にD 1のシロイヌナズナを用いた研究から、植物では二種類

ターンオーバーは他の光合成タンパク質に比べ、著しの原核生物型プロテアーゼがD1の分解に関わっている‡

解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: ykato@rib.okayama-u.ac.jp79光合成研究 23 (2) 2013

ことが明らかとなってきた。そのひとつは、葉緑体チ

var2、var1変異体の特徴として、光ストレスに対しラコイド膜に局在するATP依存型の亜鉛メタロプロテて脆弱であり、光阻害を起こしやすい点がある14,15)。

アーゼFtsHである。FtsHは大腸菌で最初に報告されてまたin vitroの実験系では、FtsH1がD1の断片を分解す

解析が進み、タンパク質分解などの多様な細胞機能にることが明らかにされ 1 6 ) 、原因遺伝子の同定時から

エネルギー依存的に関わるAAA（ATPases

associatedFtsHが実際に葉緑体内でD1分解に関与することが推with diverse cellular activities）タンパク質ファミリーに定されていた。しかしながら、斑入り表現型はin vivo

属するAAAプロテアーゼの１つに分類されている7)。

でのFtsHによるD1分解の検証ならびに詳細な解析に

N末側に１つの膜貫通ドメインを持ち、続いてATPaseは不向きな点も多い。そこで筆者らは、var2変異体のドメイン、プロテアーゼモチーフが並んでいる。FtsH

斑入り表現型を抑圧する二次的なサプレッサー変異

は六量体の構造をとって機能していると考えられておを導入した変異体を用いて、この問題を解決した17)。

り、膜側にATPase部分が面している。このことから、

このサプレッサー変異は葉緑体の原核型翻訳開始因F t s H は膜内にある基質タンパク質の末端を認識し、

子2（IF2）のアミノ酸置換により生じており、葉緑体

ATPase活性によりタンパク質の折り畳み構造をほどき発達時のタンパク質合成と分解のバランスが釣り合う（アンフォールディング活性）、プロテアーゼ活性にことで葉緑体の発達異常が抑制されると考えられていより膜から引き抜くことで連続的（プロセッシブ）にる 1 8 ) 。またサプレッサー変異が入った二重変異体も基質を分解していると考えられている 7 ) 。シロイヌナ

var2変異体同様に光ストレスに対して脆弱であった。

ズナでは、12のFtsHホモログが確認されており、そのサプレッサー変異が入った二重変異体を用いて、葉緑

うちの9つが葉緑体で、残り3つがミトコンドリアで機体での新規タンパク質の合成を止める阻害剤リンコマ能すると推定されている8) 。また、FtsHの亜鉛結合モ

イシンの存在下でのD 1分解を解析した結果、強光照

チーフを欠損し、プロテアーゼ活性を失ったホモログ

射によって生じるD1の分解がFtsHの欠損により明ら

F t s H iが５つ存在し、これらも葉緑体に局在すると推かに抑制されることが示され、この結果からin vivoで測されている9)。そのうちFtsHi2、4、5は胚発生に関与のFtsHによるD1の分解を確かめることができた。

し、FtsHi1は葉緑体分裂の異常から多数の葉緑体が生じるarc1変異の原因遺伝子であることが最近報告され

3. D1タンパク質分解に関わるプロテアーゼ -Deg-ている10)。これらの機能解析についても今後の解析がFtsHと共に近年のシロイヌナズナを用いた研究から待たれる。

ATP非依存型のセリンプロテアーゼDegがD1分解に関

チラコイド膜上のFtsHは、系統的にType AとType Bの与していることが示唆された。シロイヌナズナでは16二種類のタイプに分けることができ、それぞれのタイのD e gホモログが存在し、これまで5つのD e gプロテ

プのサブユニットから成るABヘテロ六量体を構成し、アーゼ（Deg1、Deg2、Deg5、Deg7、Deg8）が葉緑体

ATPaseドメイン、プロテアーゼドメインがストロマ側に局在すると報告されている19,20) 。これら葉緑体Degに配向している8,11)。ヘテロ六量体構造は、シアノバクの局在はストロマとチラコイド内腔に分かれており、テリアでも報告されており、光合成生物を通じた特徴

Deg2、Deg7がストロマ側にDeg1、Deg5、Deg8がチラ的な構造のようである12)。シロイヌナズナでは、Type A

コイド内腔に局在し、チラコイド膜にゆるやかに結合

サブユニットはFtsH1とFtsH5、Type

Bサブユニットはし、膜タンパク質を切断すると考えられている。D1はFtsH2とFtsH8から構成されており、FtsH2、FtsH5、N末端をストロマ側に、C末端をチラコイド内腔にしF t s H 8、F t s H 1の順に存在量が多いと考えられているて、チラコイド膜を膜貫通ヘリックスによって 5 回横11,13)。特にFtsH2とFtsH5が主要な構成因子であり、その切る構造をとっている。Degはこれら膜貫通ヘリック

欠損により F t s H 複合体の存在量が大きく減少する。

ス同士をつなぐループ構造をストロマ、チラコイド内

F t s H は、チラコイド膜の形成／維持にも関与するた腔側それぞれにおいて切断すると推定されている。単め、その欠損は葉緑体の発達異常を引き起こす。この離チラコイド膜を用いたin vitroでの解析から、ヘリッ

ため、FtsH2もしくはFtsH5を欠損したシロイヌナズナ変

クスDとEを結ぶストロマ側のD-Eループの切断にDeg2

異体（yellow variegated2 [var2]ならびにvar1）では、葉が関与していることが示唆された21)。しかしながら、緑体の発達異常が生じ、斑入り表現型を示す14,15)。

deg2変異体の解析ではD1分解に異常は認められていな

80

光合成研究23 (2) 2013

いことから、Deg2のD1分解における寄与度は低いといると思われた。すなわち、FtsHは基質タンパク質の考えられた22)。Deg7もストロマ側でD1を切断するとN末端もしくはC末端部を認識してプロセッシブに分示唆されているが、その分解産物のサイズからヘリッ解するエキソペプチダーゼであるのに対し、Degは基クスBとCを結ぶ短いB-Cループを切断するのではない

質タンパク質の配列中央を切断するエンドペプチダーかと推定されている23)。

ゼである。この性質の違いは、FtsHが単独でD1の完Zhangらの研究によれば、強光条件下において野生全な分解が可能であるのに対し、DegはD1を切断する株で検出される D 1 の分解産物がチラコイド内腔側ののみで、D 1の完全な分解には他のプロテアーゼの協Deg5、Deg8を欠損した二重変異体では検出されない。

力が必要であることを示している。そのため、光阻害

この結果から、ヘリックスCとDを結ぶC-Dループの切が起きないような光条件下でのD1分解では、FtsHが断に二つのD e gが相乗的に機能していることが示唆さ

主要な役割を果たし、F t s H単独では分解が間に合われた24)。一方、Adamらの研究では、DEG1-RNAi導入

ないような強光下では、DegがD1を断片化し、認識さ株では光阻害を受けやすくなるとともに、D1のC末端

れる末端を増やすことでD 1分解の効率を高めている側に由来する16 kと5.2 kの分解産物が減少し、A-Bルーというモデルが考えられた27,28)。このモデルを指示す

プならびにヘリックスEの下流でのD1切断に働いている実験データとして、後述するように、Degの光依存る可能性が示唆された25)。しかしながら、Deg1の発現的なチラコイド膜への結合や多量体化と立体構造変減少と共にFtsHやDeg2の発現も減少しており、Deg1の化も示唆されている23,29)。

D1分解における寄与は明確ではない。またDeg1のノッ光合成細菌の結果に目を向けてみると、

クアウト変異体が単離できず、Deg1の他のチラコイド

Synechocystis sp. PCC 6803では4つのFtsHホモログが存

膜タンパク質分解への関与や光化学系I I構築過程への在し12,30)、そのうちシロイヌナズナFtsH2に相同性の関与も示唆されていることから、Deg1はより広範な葉高いFtsH2（slr0228）とFtsH3（slr1604）がヘテロ六量緑体機能制御に機能している可能性がある。

体を形成し、光化学系IIの修復、D1分解に関与していると考えられている 3 1 , 3 2 ) 。一方、 D e g ホモログは

4. FtsHとDegのD1タンパク質分解における役割

Synechocystis sp. PCC 6803に3つ存在する。これらは熱筆者らの研究では、F t s Hを欠損した変異体では光阻害が起きないような弱い光条件下（20、100や光といったストレスに応答して機能することが示唆µmol

されているものの、これまでにシアノバクテリアのD1

photons m-2 s-1）においても、強光条件下と同様にD1

分解に直接関与するという報告はなされていない33)。

の分解が遅れることがわかっている17)。したがって、

これらの結果は、初期に構築されたD 1分解系では、

FtsHは損傷を受けたD1の分解を恒常的に行っている

FtsHが主要な分解経路であったことを示唆し、植物のと思われる。一方で、Degは特に強光条件下で機能し進化過程で光阻害における光化学系II修復機能の強化ているようである23,24)。例えばdeg5 deg8変異体の生育が必要となり、DegによるD1の断片化と分解の効率化

は強光照射下において明確に阻害されるが、光阻害の機構が獲得されたことを示しているのであろう。

が起きないような光条件下では野生株と同等に生育する24)。またDegにより切断されたD1の分解産物は強5. FtsHとDegの協調的なD1タンパク質分解

光条件下でのみ検出されており、これらの結果はDeg

それでは、実際に葉緑体内でDegによって切断されが強光下で機能していることを示唆している。実際にた D 1 の断片を F t s H が分解しているのであろうか？

筆者らがFtsHの解析と同様の実験条件でdeg5

deg8変

FtsHがDegによって切断されたD1の断片を分解してい異体におけるD 1の分解速度を確認した結果でも、強るのであれば、FtsH2を欠損するvar2変異体では、D1

光条件下では野生株と比較してD 1分解の遅れが認めの分解断片が蓄積しているはずである。この予想に基られたが、生育光（180 µmol photons m-2 s-1）や弱光

づいて、筆者らはまず、 D 1 の分解断片の検出を試み

条件下（20 µmol photons m-2 s-1）ではD1分解速度に有た。しかしながら、これまでD 1分解を解析していた

意な差は認められなかった26)。

実験条件では分解断片は検出できなかった。そこ

このFtsHとDegのD1分解における働きの差は二つので、さらに強い光を照射できる L E D 光源を利用し、プロテアーゼのタンパク質分解方法の違いに起因して2500 µmol photons m-2 s-1の光強度で1時間処理した葉81

光合成研究 23 (2) 2013からタンパク質を抽出し、感度の高いウエスタンブ

た。その結果、AEBSF存在下ではD1の分解断片は検ロット検出試薬を用いて検出した結果、D 1の分解断出されず、分解断片がDegよって生成されたものであ片を検出することができた26)。図1に示すように、D1ると強く示唆された26)。

のN末端を認識する抗体を用いた解析では、約18 kの検出されたD1断片のサイズから予想すると、N末端分解産物が蓄積しており、C末端を認識する抗体を用を認識する抗体で検出された18 kのバンドとC末端をいた解析では、約12 kと16 kのふたつの分解産物が検認識する抗体で検出された16 kのバンドは、C-Dルー

出された。またこれら分解産物がセリンプロテアー

プで切断された産物と考えられた。また、C末端を認ゼ（Degはセリンプロテアーゼ）の働きによって生成識する抗体で検出された12 kのバンドはD-Eループでされたものか確認するために、セリンプロテアーゼの切断により生じたと考えられた。先に述べたようの阻害剤である4-(2-aminoethyl)-benzenesulfonylに、チラコイド内腔側のC-Dループの切断にはDeg1、で処理した後に同様の実験を行っ

Deg5、Deg8が、ストロマ側のD-Eループでの切断に

fluoride(AEBSF)はDeg2がそれぞれ関わると示唆されている21,24,25)。このうちD e g 1は広範な葉緑体機能制御に機能している可能性があり、Deg2はin vivoでの明確な表現型が観察されていない。そこで私達はD e g 5、D e g 8の働きとFtsHによるD1分解に焦点を絞って、var2 deg5 deg8三重変異体を作成し、解析を行った。光化学系Ⅱの最大
光量子収率Fv/Fmの強光感受性を指標に強光ストレス耐性を調べた結果、var2 deg5 deg8三重変異体はvar2
変異体やdeg5

deg8二重変異体よりさらに光阻害を受けやすく、光ストレスに対してより脆弱であることが示された。またvar2変異体同様に斑入りの表現型を示
し、Deg5、Deg8の欠損が斑の形成には直接関わらないことが示された。このようなvar2 deg5 deg8三重変
異体でのD 1分解断片の検出を行った結果、N末端側D1抗体で検出される18 kのバンドとC末端側D1抗体で検出される16 kのバンドが明らかに減少しており、この分解断片のバンドがDeg5、Deg8の働きにより作られることが示された26)。以上の結果から、Degプロテアーゼの働きにより生成されたD1の分解断片がFtsHによってさらに分解されていることが確かめられ、葉緑体内でのDegとFtsHによる協調的なD1分解モデルが確認された（図2）。

6. プロテアーゼの機能調節と基質認識

図1 var2変異体でのD1分解断片の蓄積
野生株とvar2変異体の成熟葉に生育光と非常に強い光を１時間照射した後、膜タンパク質を抽出し、D1のN末端側もしく
はC末端側を認識する抗体を使用してウエスタン解析を行った (A)。真ん中のパネルはD1の分解断片を検出するために、
D 1本体の強いシグナルが入らないようアルミホイルで隠した後、露光したもの。強光を照射したvar2変異体のサンプル
では、D 1の分解断片が検出された。同様の実験をセリンプ
ロテアーゼ阻害剤であるAEBSF存在下で行った結果では、
D1の分解断片の量が大きく減少している (B)。（Kato et al.26)
より許可を得て転載）

筆者らの研究結果も含め、この10年余りのシロイヌ
ナズナ変異体を用いた解析から、D1分解に関与する主
要なプロテアーゼとそのホモログはすべて出揃ったと考えられる。それでは、プロテアーゼはどのように損傷を受けたD1を認識し、分解しているのだろうか？
FtsHによるタンパク質の分解には、ある程度（20残基程度）のアミノ酸末端が必要であり、基質タンパク
質のアミノ酸末端が何らかの理由でアンフォールド82

光合成研究23 (2) 2013

図2 二つのD1分解経路
損傷を受けたD1は、通常はFtsHによりN末端側から分解される。強光条件下ではこれに加えて、Degがストロマ側、ルーメン側
でD1を切断し、FtsHによって認識される末端部を増やすことで基質認識を容易にし、分解効率を高めていると考えられる。

の状態になれば基質を認識し、分解がはじまると考れている37,38)。これらのシグナルによるFtsHの機能調

えられている。 D 1 も光によって損傷を受けた際に、節は明らかではないが、FtsHの還元／リン酸化による立体構造に何らかの変化を起こし、それが分解の引修飾とプロテアーゼ機能の活性化は、今後、検討すべき金になっているようである。実際に、シアノバクテき課題の１つである。

リアのD1分解に関する研究では、D1のN末端側の20D e g の機能調節については、生化学的な解析からアミノ酸残基を除いた改変D 1の分解が阻害されるとD e g 1がp H依存的に多量体化していることが示されていう報告がされており34)、葉緑体内でも同様にN末端いる。この結果では、pH 8で不活性型のモノマーとし側のアンフォールディングをF t s Hが認識し、分解をて存在しているDeg1が、酸性条件pH 6では六量体構造行っていると考えられる。

をとり、活性型となることが示された29)。光合成の際

一方、FtsHがアンフォールディングしたD1を認識すにチラコイド膜内腔の酸性化が進むとDeg1が活性型とるためには他の因子が必要である可能性がある。大腸なり、D1の切断に寄与していると考えられる。またス

菌ではFtsHは六量体構造をつくるだけではなく、別のトロマ側では、チラコイド膜近辺に存在すると考えら

タンパク質複合体（HflKC）と結合し、1000k以上のれるDeg7のチラコイド膜への局在が強光条件下におい巨大複合体（FtsHホロ酵素）として機能している35)。

て促進することが示された 2 3 ) 。これらの結果から、また酵母のミトコンドリアでもHflKCに類似するタン

Degはその局在やオリゴマー形成によって活性を制御

パク質であるProhibitinと複合体を形成し、機能していし、光条件に応じて機能的になることでD1を分解してることが明らかとなっており、これらFtsHと複合体をいると推定され、今後の更なる解析が待たれる。

形成するHflKC/Prohibitin複合体は、FtsHの基質選択の

7. おわりに調節因子として機能していることが示唆されている
35)。しかしながら、葉緑体ではこれらHflKC/Prohibitin

筆者らの最近の論文では、もうひとつ興味深い現に対応するタンパク質やFtsHの巨大複合体構造は未だ象を提示している。それは、FtsHが欠損したvar2変異

確認されていない。このため、葉緑体でのFtsHの基質体において、主にストロマに存在するClpプロテアー

選択に関与する他の因子が存在するかどうかは、今

ゼの膜への局在が増加している点である 26) 。このClp

後、興味深い課題の１つであろう。これとは別に、プロテアーゼの膜局在化は、v a r 2変異体だけではな

FtsHの機能がレドックス調節やリン酸化によって制御

く、長時間、強光ストレスに晒した野生株でも観察されている可能性も示唆されている。具体的には、葉することができた39)。ClpプロテアーゼはFtsH同様に緑体のチラコイド膜内腔におけるレドックス調節に関ATP依存型のプロテアーゼであり、タンパク質の構造

わるチオレドキシン様タンパク質HCF164により還元をほどきながら連続的にタンパク質分解を行う。どのされる標的タンパク質としてFtsH2とFtsH8が36)、リン

ようなメカニズムでClpプロテアーゼが膜に局在する

酸化を受けるタンパク質としてFtsH1とFtsH5が報告さようになるかは不明であるが、その機能の相同性か

83

光合成研究 23 (2) 2013

Larkin, R. M., and Osteryoung, K. W. (2012) FtsHi1/
ARC1 is an essential gene in Arabidopsis that links
chloroplast biogenesis and division. Plant J. 72,
856-867.
11. Yu, F., Park, S., and Rodermel, S. R. (2004) The
Arabidopsis FtsH metalloprotease gene family:interchangeability of subunits in chloroplast oligomericcomplexes. Plant J. 37, 864-876.
12. Boehm, M., Yu, J., Krynicka, V., Barker, M., Tichy, M.,
Komenda, J., Nixon, P. J., and Nield, J. (2012) Subunit
organization of a synechocystis hetero-oligomericthylakoid FtsH complex involved in photosystem IIrepair. Plant Cell 24, 3669-3683.
13. Sinvany-Villalobo, G., Davydov, O., Ben-Ari, G.,
Zaltsman, A., Raskind, A., and Adam, Z. (2004)
Expression in multigene families. Analysis ofchloroplast and mitochondrial proteases. Plant
Physiol. .135, 1336-1345 .
14. Sakamoto, W., Miura, E., Kaji, Y., Okuno, T.,
Nishizono, M., and Ogura, T. (2004) Alleliccharacterization of the leaf-variegated mutation var2
identifies the conserved amino acid residues of FtsH
that are important for ATP hydrolysis and proteolysis.
Plant Mol. Biol. 56, 705-716.
15. Sakamoto, W., Tamura, T., Hanba-Tomita, Y., and
Murata, M. (2002) The VAR1 locus of Arabidopsis
encodes a chloroplastic FtsH and is responsible for leaf
variegation in the mutant alleles. Genes Cells 7,
769-780.
16. Lindahl, M., Spetea, C., Hundal, T., Oppenheim, A. B.,
Adam, Z., and Andersson, B. (2000) The thylakoid
FtsH protease plays a role in the light-induced turnoverof the photosystem II D1 protein. Plant Cell 12,419-431.
17. Kato, Y., Miura, E., Ido, K., Ifuku, K., and Sakamoto,W. (2009) The variegated mutants lacking chloroplastic
FtsHs are defective in D1 degradation and accumulate
reactive oxygen species. Plant Physiol. 151,
1790-1801.
18. Miura, E., Kato, Y., Matsushima, R., Albrecht, V.,
Laalami, S., and Sakamoto, W. (2007) The balance
between protein synthesis and degradation inchloroplasts determines leaf variegation in Arabidopsis
yellow variegated mutants. Plant Cell 19, 1313-1328.
19. Huesgen, P. F., Schuhmann, H., and Adamska, I. (2009)
Deg/HtrA proteases as components of a network forphotosystem II quality control in chloroplasts andcyanobacteria. Res. Microbiol. 160, 726-732.
20. Schuhmann, H., Huesgen, P. F., and Adamska, I. (2012)
The family of Deg/HtrA proteases in plants. BMC
Plant Biol. 12, 52.
21. Haussühl, K., Andersson, B., and Adamska, I. (2001)
A chloroplast DegP2 protease performs the primarycleavage of the photodamaged D1 protein in plant
photosystem II. EMBO J. 20, 713-722.
22. Huesgen, P. F., Schuhmann, H., and Adamska, I. (2006)
Photodamaged D1 protein is degraded in Arabidopsis

らFtsHの役割を補っていることが考えられる。葉緑体の中では、それぞれのプロテアーゼが互いに機能を相補しつつ、協調的に働くと考えられ、多様に変化す
る生理的条件下でその局在や活性を補完しあっているのだろう。タンパク質の分解、品質管理に関する研究では、ようやく主要なプロテアーゼの役回りがわかってきたところであり、解明すべき課題がまだ多く残されている。特に基質認識や活性の制御といった点は興味深い研究テーマであり、今後、筆者らの研究室でも取り組んでいきたい課題である。

Received July 19, 2013, Accepted July 24, 2013, Published
August 31, 2013

参考文献
1. Takahashi, S., and Murata, N. (2008) How doenvironmental stresses accelerate photoinhibition?
Trends Plant Sci. 13, 178-182.
2. Barber, J., and Andersson, B. (1992) Too much of agood thing: light can be bad for photosynthesis. Trends
Biochem. Sci. 17, 61-66.
3. Takahashi, S., and Badger, M. R. (2011) Photoprotectionin plants: a new light on photosystem II damage. Trends
Plant Sci. 16, 53-60.
4. Nixon, P. J., Michoux, F., Yu, J., Boehm, M., andKomenda, J. (2010) Recent advances in understanding
the assembly and repair of photosystem II. Ann. Bot.
106, 1-16.
5. Komenda, J., Sobotka, R., and Nixon, P. J. (2012)
Assembling and maintaining the Photosystem II
complex in chloroplasts and cyanobacteria. Curr. Opin.
Plant Biol. 15, 245-251.
6. Mulo, P., Sirpio, S., Suorsa, M., and Aro, E. M. (2008)
Auxiliary proteins involved in the assembly andsustenance of photosystem II. Photosynth. Res. 98,
489-501.
7. Ito, K., and Akiyama, Y. (2005) Cellular functions,mechanism of action, and regulation of FtsH protease.
Annu. Rev. Microbiol. 59, 211-231.
8. Sakamoto, W., Zaltsman, A., Adam, Z., and Takahashi,
Y. (2003) Coordinated regulation and complex
formation of YELLOW VARIEGATED1 and YELLOWVARIEGATED2, chloroplastic FtsH metalloproteases
involved in the repair cycle of photosystem II in
Arabidopsis thylakoid membranes. Plant Cell 15,2843-2855.
9. Wagner, R., Aigner, H., and Funk, C. (2012) FtsH
proteases located in the plant chloroplast. Physiol.
Plant. 145, 203-214.
10. Kadirjan-Kalbach, D. K., Yoder, D. W., Ruckle, M. E.,84

光合成研究mutants lacking the Deg2 protease. FEBS Lett. 580,
6929-6932.
23. Sun, X., Fu, T., Chen, N., Guo, J., Ma, J., Zou, M., Lu,
C., and Zhang, L. (2010) The stromal chloroplast Deg7
protease participates in the repair of photosystem II
after photoinhibition in Arabidopsis. Plant Physiol.
152, 1263-1273.
24. Sun, X., Peng, L., Guo, J., Chi, W., Ma, J., Lu, C., andZhang, L. (2007) Formation of DEG5 and DEG8
complexes and their involvement in the degradation ofphotodamaged photosystem II reaction center D1
protein in Arabidopsis. Plant Cell 19, 1347-1361.
25. Kapri-Pardes, E., Naveh, L., and Adam, Z. (2007) The
thylakoid lumen protease Deg1 is involved in the repairof photosystem II from photoinhibition in Arabidopsis.
Plant Cell 19, 1039-1047.
26. Kato, Y., Sun, X., Zhang, L., and Sakamoto, W. (2012)
Cooperative D1 degradation in the photosystem IIrepair mediated by chloroplastic proteases in
Arabidopsis. Plant Physiol. 159, 1428-1439.
27. Itzhaki, H., Naveh, L., Lindahl, M., Cook, M., andAdam, Z. (1998) Identification and characterization of
DegP, a serine protease associated with the luminal sideof the thylakoid membrane. J. Biol. Chem. 273,
7094-7098.
28. Kato, Y., and Sakamoto, W. (2009) Protein quality
control in chloroplasts: a current model of D1 protein
degradation in the photosystem II repair cycle. J.
Biochem. 146, 463-469.
29. Kley, J., Schmidt, B., Boyanov, B., Stolt-Bergner, P. C.,
Kirk, R., Ehrmann, M., Knopf, R. R., Naveh, L., Adam,Z., and Clausen, T. (2011) Structural adaptation of theplant protease Deg1 to repair photosystem II during
light exposure. Nat. Struct. Mol. Biol. 18, 728-731.
30. Mann, N. H., Novac, N., Mullineaux, C. W., Newman,
J., Bailey, S., and Robinson, C. (2000) Involvement ofan FtsH homologue in the assembly of functional
photosystem I in the cyanobacterium Synechocystis sp.
PCC 6803. FEBS Lett. 479, 72-77.

23 (2) 2013

Nixon, P. J. (2003) FtsH is involved in the early stagesof repair of photosystem II in Synechocystis sp PCC
6803. Plant Cell 15, 2152-2164.
32. Komenda, J., Barker, M., Kuviková, S., de Vries, R.,
Mullineaux, C. W., Tichy, M., and Nixon, P. J. (2006)
The FtsH protease slr0228 is important for quality
control of photosystem II in the thylakoid membrane of
Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biol. Chem. 281,
1145-1151.
33. Barker, M., de Vries, R., Nield, J., Komenda, J., andNixon, P. J. (2006) The deg proteases protect
Synechocystis sp. PCC 6803 during heat and lightstresses but are not essential for removal of damaged
D1 protein during the photosystem two repair cycle. J.
Biol. Chem. 281, 30347-30355.
34. Komenda, J., Tichy, M., Prásil, O., Knoppová, J.,
Kuviková, S., de Vries, R., and Nixon, P. J. (2007) The
exposed N-terminal tail of the D1 subunit is required
for rapid D1 degradation during photosystem II repair
in Synechocystis sp PCC 6803. Plant Cell 19,
2839-2854.
35. Akiyama, Y. (2009) Quality control of cytoplasmic
membrane proteins in Escherichia coli. J. Biochem.
146, 449-454.
36. Motohashi, K., and Hisabori, T. (2006) HCF164
receives reducing equivalents from stromal thioredoxin
across the thylakoid membrane and mediates reductionof target proteins in the thylakoid lumen. J. Biol. Chem.
281, 35039-35047.
37. Reiland, S., Messerli, G., Baerenfaller, K., Gerrits, B.,
Endler, A., Grossmann, J., Gruissem, W., and Baginsky,
S. (2009) Large-scale Arabidopsis phosphoproteome
profiling reveals novel chloroplast kinase substrates
and phosphorylation networks. Plant Physiol. 150,
889-903.
38. Stael, S., Rocha, A. G., Wimberger, T., Anrather, D.,
Vothknecht, U. C., and Teige, M. (2012) Cross-talkbetween calcium signalling and protein phosphorylation
at the thylakoid. J. Exp. Bot. 63, 1725-1733.
39. Kato, Y., and Sakamoto, W. (2013) Possible compensatoryrole among chloroplast proteases under excess-light stresscondition. Plant Signal Behav. 8, e23198.

31. Silva, P., Thompson, E., Bailey, S., Kruse, O.,
Mullineaux, C. W., Robinson, C., Mann, N. H., and

The Cooperative Degradation of D1 Protein in Photosystem II Repair Cycle
Yusuke Kato*, Wataru Sakamoto
Institute of Plant Science and Resources, Okayama University85

光合成研究 23 (2) 2013

解説
光化学系IIの光阻害に対するチラコイド膜内腔タンパク質の役割‡
京都大学 大学院生命科学研究科 統合生命科学専攻／JSTさきがけ
伊福 健太郎**光合成の水分解—酸素発生反応を行う光化学系II (Photosystem II: PSII) の機能は、常に損傷が修復されることで維持されている。したがって、PSII修復系は光阻害を回避する上で必須な役割を担っており、多段階のステップ
が時空間的に厳密に制御された形で進行することが明らかとなっている。本稿では、光阻害に対するPSII修復系に関してPSIIの分子集合の局面から紹介する。特にPSIIの活性部位が存在するチラコイド内腔に存在する因子の役割について、筆者らの研究成果を含めて最近の知見をまとめた。

1. はじめに

イド膜内腔タンパク質、特にPSIIの膜表在性タンパク

光化学系II（Photosystem II、以下PSIIとする）複合質の役割を中心に紹介する。損傷を受けたP S I IのD 1

体は、地球上の光エネルギー・物質変換の根幹をな

タンパク質のプロテアーゼによる選択的分解、及びそす水分解-酸素発生反応を行う。水の酸化分解というの再合成に関しては、本解説記事の他の総説を参照さ

激しい反応を行うため、PSIIは確率的に損傷を受けるれたい。

宿命にあり、絶えず修復されることでその機能は維持されている。PSIIの「光阻害」とは、この損傷と修復

2. PSII複合体の分子集合過程の動的平衡のバランスが崩れ、損傷が修復を上回っ

PSII複合体の分子集合過程については、新しくPSII

たときに生じるPSIIの機能低下のことを指す。PSIIの複合体を形成する新規合成経路（de novo synthesis）

損傷過程に関しては様々な議論が存在するが、PSIIのと、損傷したPSIIを修復する経路（repair

修復機能が植物の光合成と生存に必須な役割を持つ

けて考える必要がある。PSII複合体の分子集合は、モことは間違いない。しかしながら、その分子機構にジュール様の小複合体が段階的にドッキングすること関しては未解明な部分が多く残されており、現在も盛で行われる。図1にシアノバクテリアのPSII複合体の主んに研究が行われている。

要なサブユニット配置と、分子集合の際のモジュール

cycle）を分光で損傷したPSIIの修復過程においては、PSII複合

構造を示す。新規PSII複合体の形成過程については、体の部分的解体、反応中心タンパク質であるD 1タン

大まかに分けて三つの構造ドメインに分けて考えるこ

パク質の選択的分解、新しいD 1タンパク質の合成ととができる2)。すなわち、(1) D1/D2タンパク質のヘテ

挿入、PSII複合体の再構築と触媒部位であるマンガン

ロダイマー、シトクローム (Cyt) b559のα/βサブユニッ

クラスター（Mn4CaO5クラスター）の再構築、さらにト( P s b E / F )及びP s b Iを含む反応中心コア（R e a c t i o n

は集光タンパク質の結合などといった多段階のステッCenter: RC）、(2) PSIIのコア（内側）集光タンパク質

プが時空間的に厳密に制御された中で進行する 1) 。さであるCP47モジュールとCP43モジュール、そして (3)らに真核光合成生物では、PSII複合体のサブユニット

いくつかの膜表在性タンパク質（OECタンパク質）では葉緑体と核の両ゲノムにコードされることから、両ある。

ゲノムからのサブユニット供給状態は連携してコント

図2は各々のモジュールが段階的に分子集合する過ロールされる必要がある。本稿では、PSIIの光阻害へ程の概略を示している。PSIIの分子集合は、新たに形の対応における複合体の分子集合について最近の知成されたRCモジュールに、CP47、CP43、膜表在性タ見をまとめた上で、我々が研究している葉緑体チラコ

ンパク質が段階的に結合することで進行する。各々の‡解説特集「光阻害」* 連絡先 E-mail: ifuku@kais.kyoto-u.ac.jp86光合成研究23 (2) 2013

過程において、複数のPSIIの低分子量サブユニットがタンパク質が挿入され、新たにRC47複合体が形成さ結合し、さらに一過的に相互作用する補助的なタンパれる。その後の複合体成熟過程については、新規合ク質が関与し、最終的にPSIIダイマーの形成と集光タ

成経路と同様であると考えられている1)。

ンパク質の結合によって活性型のPSII超複合体が完成

3. 細胞におけるPSII分子集合の場する。膜表在性タンパク質や低分子量サブユニット、補助的なタンパク質及び集光タンパク質の種類に関し

シアノバクテリア (Synechocystis 6803) や緑藻クラミては、シアノバクテリアと葉緑体で大きく異なる部分

ドモナスにおいては、PSIIの新規合成と修復の両経路があるが、基本的なPSII複合体形成プロセスは共通ではチラコイド膜上の異なるコンパートメントで進行すあると考えられている1)

ることが報告されている。Synechocystis 6803において一方、PSIIの光障害からの修復過程においても、モは、分画した膜画分を用いたプロテオーム解析に

ジュール様の小複合体単位での解体と再構成が行われよって、新しく合成されたPSII複合体形成の初期段階

る（図2、右側）。光によりD1タンパク質が損傷するの中間体は原形質膜上に認められ、その後、チラコと複合体の部分的解体が行われ、C P 4 3モジュールとイド膜へ移行してさらなる分子集合が継続することが

膜表在性タンパク質が解離する。その結果生じた示唆されている 3 ) 。この膜間移行の詳細なメカニズム

R C 4 7 *複合体内において損傷を受けたD 1タンパク質は明らかではないが、細胞表面に近いチラコイド膜が選択的に分解除去された後、新しく合成されたD 1

上に認められるチラコイドセンター

図1 シアノバクテリア光化学系II (PSII) 複合体のサブユニッ
ト構造A) シアノバクテリア光化学系II複合体の結晶構造 (PDB_ID:
3ARC) に基づく光化学系IIのサブユニット配置を示す。膜表
在性タンパク質が結合するチラコイド膜内腔側から見た図である。サブユニットの名称は主要なもののみ表記してある。B) 上の構造を分子集合のモジュール構造別に色分けしたスペースフィリングモデル。赤が反応中心モジュール(RC), ピンクがCP47モジュール、青がCP43モジュール、そして黄色が膜表在性タンパク質を示す。

図2 PSIIの新規合成経路と修復経路の概略図
緑色植物の葉緑体チラコイド膜における、PSII複合体の段
階的な分子集合過程を示す。実線の矢印は新規合成経路、右側の点線の経路は損傷したPSIIの修復経路を示す。簡単のた
め、RC複合体形成にいたる新規合成経路の前半部分は省略している。右下にあるRC47*は、損傷したD1タンパク質を含むRC47複合体を意味する。低分子サブユニットの数や位置に関しては、あくまで模式的なものである。

87(TC)、及びその光合成研究 23 (2) 2013

周辺を取り囲むPratA-defined membrane (PDM) と呼ば

4. PSII膜表在性タンパク質の役割れる膜構造体の関与が考えられている4)。PDMには、2011年、好熱性シアノバクテリアThermosynechococcus

C末端側のプロセシングを受けていないD1タンパク質

vulcanusのPSII複合体のX線結晶構造解析が原子分解能

前駆体 (pD1) と、pD1タンパク質の安定化とC末端プで報告された 1 0 ) 。その結果、水分解を触媒するマンガ

ロセシングの促進に関与するとされるPratAとYCF48

ンクラスター (Mn4CaO5)の原子配置に加え、それを配位タンパク質が局在する。TPR タンパク質であるPratA

するアミノ酸側鎖に関しても詳細が明らかとなった。

はペリプラズム空間に蓄積し、二価のマンガンイオン

CP43モジュールの結合に伴ってマンガンクラスターをを結合する能力を有することから、マンガンの輸送

配位するすべてのアミノ酸残基が揃うことから、活性や初期のPSII複合体への取り込みにも関与することがのあるマンガンクラスターの形成はこの後の段階で行考えられている 5 ) 。これに対し、シアノバクテリアにわれると考えられる。そしてマンガンクラスターの形

おける P S I I 修復サイトについては明確な証拠はない

成と安定化に重要な役割を果たすのが、P S I Iのチラコ

が、D1分解酵素やPSIIサブユニットの局在パターンか

イド膜内腔側に結合する膜表在性タンパク質である。

ら少なくともチラコイド膜上で行われると考えられ

図1に示すように、シアノバクテリアのPSII結晶構造6)、PDM周辺でのタンパク質合成が関与することが考において、膜表在性タンパク質であるPsbO、PsbU、えられている5)。

PsbVはCP43モジュールとRC複合体との境界領域の膜一方、緑藻クラミドモナスでは、CO 2固定を行うピタンパク質表面に結合しており、RC47複合体に組み入

レノイド周縁部のチラコイド膜上にtranslation zone (T-れられたCP43モジュールの相互作用を安定化しているzone)と呼ばれる局所領域が存在し、そこで初期のPSIIと考えられる。これら膜表在性タンパク質はいずれもサブユニットの合成は行われることが報告された 7 ) 。

マンガンクラスターを直接配位するアミノ酸残基は持

これに対し、損傷したPSIIの修復サイトはチラコイド

たないが、マンガンクラスターの周辺構造を保って活膜全体に渡って認められることから、クラミドモナス

性に必須なカルシウムや塩素イオンなどの無機イオン

においてはPSIIの新規合成経路と修復経路は空間的にの脱離を防ぐと同時に、基質となる水と生成物である

明確に区別されて進行すると考えられる。図2では、プロトンの出入り口を確保するという重要な役割を持P S Ⅱの新規合成経路と損傷 P S Ⅱを修復する経路の間つことが示唆されている10)。加えて、PSIIの膜表在性で、複合体形成の中間体を共有しているかの様に示し

タンパク質はPSIIの修復サイクルにおいて複合体からているが、少なくともSynechocystis 6803やクラミドモの解離と再結合を繰り返す必要があり、円滑なマンガ

ナスについては、両経路の空間分布の違いからこのモンクラスターの解体と再構築の過程においても重要なデルがあてはまらない可能性もある。

役割を果たしていると考えられる。事実、PSII膜表在緑藻と同様に葉緑体を持つ高等植物においては、集性タンパク質を欠く変異株はいずれも光阻害感受性と光タンパク質を結合した活性型のPSIIはスタックした

なる11, 12)。

グラナチラコイドに集積する 8 ) 。そのため物理的な制

緑色植物型のPSIIはPsbOを有するものの、PsbVや約から、タンパク質合成装置はグラナ間をつなぐスト

P s b Uは持たず、それらとは全くアミノ酸配列が異な

ロマチラコイドに局在し、PSIIの新規合成や修復はそるPsbPとPsbQを結合している13)。PsbPとPsbQについこで行われると考えられる。しかしながら、高等植物ては、各々の単独での結晶構造は判明しているがの葉緑体において、PSIIの新規合成と修復の両経路に

14−16)、PSII反応中心への結合トポロジー、結合部位等

空間的に明確な区別があるかは明らかではない。まの詳細はほとんど解明されていない。シアノバクテリ

た、PSIIは複合体形成や損傷の状態にあわせてグラナ

アにもPsbPやPsbQのホモログが広く存在し、それらとストロマチラコイド間を行き来せねばならないが、原核生物型PsbP (CyanoP) とPsbQ (CyanoQ) の立体構

その駆動力の実体は解明されていない。強光下におい造が解明された結果、緑色植物型のものと非常に良てグラナのスタッキング構造が変化し、そのことが複く似ていることが判明している17,18)。また分子系統解

合体の水平移動を促進しているとの報告がなされてお析からも、それらが緑色植物型のPsbPとPsbQのプロ

り、PSIIサブユニットのリン酸化修飾の関与が示唆さトタイプであることが支持されている19,20)。しかしな

れている9)。

がら、CyanoPとCyanoQのPSIIへの結合様式に関して88光合成研究23 (2) 2013

図3 緑色植物のPSII膜表在性タンパク質の分子機能a) 緑色植物のPSIIは、チラコイド膜内腔側の膜表在性タンパク質としてPsbOに加え、PsbPとPsbQを結合する。PsbOはマンガンクラスターの安定な結合に必須であり、PsbPとPsbQ は酸素発生活性に必須な無機因子 (Ca2+, Cl-)の結合に関与する。そしてPsbPのN末端は、PSIIのPsbE (Cyt b559 α)と相互作用している。b) PsbPとPsbQが解離すると、マンガンクラスターの周辺構造が変化
し、Ca2+やCl-の結合能が低下する。c) この構造変化は、PsbP単独の再結合によって回復するが、d) N末端配列を欠く変異PsbP(∆15) はPSIIと正しく相互作用できない。e) PsbQは∆15タンパク質のPSIIとの相互作用を回復させることができ、それに伴って酸素発生活性も部分的に回復する。すなわち、PsbQはPsbPとPSIIの結合を補助する役割を持つ。参考文献29)と31)の結果をもとに
作図した。

は、in

解析による予測があるのみである21)。

験において、PsbPのN末端がPSIIのシトクロームb559 α

CyanoPとCyanoQはN末端に脂質修飾を有するリポタ

サブユニットであるPsbEと相互作用することを報告し

ンパク質であり、静電的な相互作用で結合する高等植

た29)。PsbPとPsbEの相互作用はクラミドモナスでも示物のPsbPやPsbQとは結合様式が異なると考えられて唆されている 3 0 ) 。興味深いことに、シアノバクテリア

いる22)。

のPSIIにおいてPsbPと似た役割を持つことが示されて

silicoR N A iによるタバコやシロイヌナズナの遺伝子発現

いるPsbVも、結晶構造においてN末端を介してPsbEと抑制株を用いた解析から、PsbQの欠損はPSII機能に大相互作用していることが認められる。しかしながらきな影響を及ぼさないが、P s b Pの発現抑制は深刻なPsbVとPsbE間の相互作用部位は、マンガンクラスター

PSIIの機能低下を引き起こすことが明らかとなっていやその周辺の塩素イオン結合サイトとはやや離れておる23−25)。とりわけマンガンクラスターが不安定化し、り、PSIIにおけるイオン保持能との関連に関しては、

強光によるPSIIへのダメージが亢進することが認めら

FTIRを含めたさらなる解析が必要である。

れる23)。高等植物PsbPの立体構造は、N末端側のドメ

PsbQは4本のヘリックスの束からなる中心構造に加インと、βシート構造の両側をαへリックスで挟んだえ、N末端側にPSIIとの相互作用に重要な柔軟性に富αβα構造を持つ中央部の二つのドメイン構造からなる

む領域を有し、この領域がPSIIとの相互作用に関与すが、様々な植物に由来するPsbPの機能比較から、PsbP

ることが示唆されている16)。InのN末端配列が酸素発生活性維持に重要な役割を持つは、PsbQの結合はN末端を欠損するPsbPのPSIIへの正ことが判明している26,27)。フーリエ変換赤外分光測定

常な相互作用を部分的に回復することから、P s b Pの

(FTIR) を用いた解析により、PsbPの結合に伴いPSIIのPSIIへの結合を安定化する役割を持つことが考えられマンガンクラスター周辺構造が変化すること、及びる 3 1 ) （図3）。シロイヌナズナを用いた最近の研究か

PsbPがマンガンクラスター周辺の構造変化を引き起こら、PsbQはPSII-LHCII超複合体の安定化に寄与するすためにはPsbPのN末端配列が必須であることが明らことが報告された32)。タバコPsbP-RNAi株においてもかとなった28) （図3）。さらに筆者らは1-ethyl-3-(3-集光アンテナと結合した活性型PSIIであるPSII-LHCII

dimethylaminopropyl)

超複合体の蓄積が顕著に減少し、LHCIIと結合しない

carbodiimideを用いた化学架橋実89

vitroの再構成実験で

光合成研究 23 (2) 2013

表1 光化学系IIの分子集合に関与するチラコイド膜内腔因子
A. thaliana

Synechocystis 6803

特徴・機能など

文献

CtpA

CtpA

D1のC末端プロセシング

38

HCF136

YCF48

RC複合体形成と安定化

39

LPA19 (Psb27-H2)

Psb27

D1成熟の促進、CP43モジュールの安定化など

40

Psb27-H1—

PSIIの修復過程、PSII-LHCII複合体の安定化

41, 42

CYP38—

イムノフィリン、PSIIの分子集合

43

FKBP20-2—

PSII-LHCII複合体の形成

44

PPL1

—

PsbPホモログ，PSIIの修復過程

45

Deg1

—

PSII複合体の形成

46

TLP18.3*—

PSIIの修復過程

47*チラコイド膜へのアンカー配列を有していることが示唆されている。

PSIIコア複合体が蓄積することが認められている33)。

たプロテオーム解析から、タンパク質のフォールディ

またLHCIIタンパク質の一部を欠損する変異植物体をングやアッセンブリーを助けるシャペロン類、並び用いた解析から、P s b PやP s b QのP S I Iへの結合と、に、異常のあるタンパク質を除去するプロテアーゼ等

LHCIIとPSIIとの相互作用に相関があることが報告さが存在することが認められている37)。チラコイド膜内れた34)。PsbPやPsbQタンパク質同様、LHCタンパク質

腔は植物の生理状態によってpHやイオン環境がダイナ

も緑色植物で特異的に機能分化したタンパク質であミックに変化する環境であり、これらの内腔タンパクる。上記の結果は両者の進化が機能的にも連携し、質は、そうした環境において膜タンパク質機能を維持

PSII複合体の最終的な分子集合や活性化状態を調節しする上で重要な役割を持つと考えられる。表１に示している可能性を示唆している。

たのは、シロイヌナズナで報告されているPSIIの分子

一方、紅藻や珪藻はシアノバクテリアや緑色植物と集合に関与するチラコイド膜内腔タンパク質である。

も異なる独自のPSII膜表在性タンパク質を有している

CtpA38)、HCF13639)、LPA1940)など、シアノバクテリア

ことが明らかとなっている。すなわち、紅藻のPSIIはに機能的なホモログがあるものについては、比較的分

PsbO、PsbU、PsbVに加え独自のPsbQ´（プライム）

子機能の解明が進んでいる。それ以外のものに関してタンパク質を結合しており 3 5 ) 、珪藻の P S Ⅱは独自のは緑色植物で独自に機能分化したと考えられ、詳細なPsb31タンパク質を有する36)。精製したPSII標品を用

分子機能についてはさらなる解析が必要である。

いたin vitroの機能解析によって、それらはPSII活性の筆者らはこれまでに、緑色植物のチラコイド膜内腔最適化に重要な役割を持つ事が示唆されている。しかに多数蓄積しているPsbPやPsbQと相同性のあるタンパしながら、各々の P S Ⅱ複合体における相互作用様式

ク質に注目して研究を行った。シロイヌナズナでは二や、細胞における生理機能などに関しては解明されてつのPsbP-like protein (PPL)、三つのPsbQ-like protein

いないところが多い。光合成生物種間でPSII膜表在性(PQL)、 そしてPsbPと弱い相同性を示す少なくとも七タンパク質の組成が異なることが、PSIIの分子集合やつのPsbP-domian protein (PPD)の存在が確認されてい活性制御、ひいては各々の生物種における光阻害へる。筆者らは高等植物におけるPsbPとPsbQホモログのの対応にどのように影響しているのかは今後の研究課

転写プロファイル解析を行い、その一部が環境ストレ題である。

ス下における光合成電子伝達活性の機能維持に重要な役割を持つことを推定した48)。mRNAの共発現パター

5. その他のチラコイド膜内腔タンパク質の役割ンを調べるATTED-IIプログラム49)によれば、PPL1遺PSII膜表在性タンパク質は、PSII複合体に結合して伝子はPSIIの分子集合に関与するイムノフィリンの一いない遊離の状態でもチラコイド膜内腔にプールとし種であるCYP38 43)（表1）や、強光環境下で発現が誘て存在し、主要なチラコイド膜内腔タンパク質となっ導されるSEP (Stress-Enhanced Protein) などとの発現相ている。それに加えて、チラコイド膜内腔を対象にし関が高い。実際にシロイヌナズナ遺伝子欠損変異体を90

光合成研究23 (2) 2013

用いた解析を行った結果、最も原核生物型 P s b P

また、FTIR解析については名古屋大学理学研究科の野(CyanoP) に似た配列をもつPPL1 (PsbP-like protein 1)

口巧先生、タンパク質相互作用に関する質量分析につが、強光で障害をうけたPSIIの修復過程に関わること

いては奈良先端科学技術大学院大学の深尾陽一朗先生が明らかとなった45)。しかしながら、BN-PAGEによるとの共同研究による成果です。この場をお借りして厚解析ではPPL1とPSII複合体や中間体との相互作用は認く御礼申し上げます。最後に、本執筆の機会を頂きまめられておらず、PSII修復系におけるPPL1の分子機能した埼玉大学の西山佳孝先生に感謝申し上げます。

は明らかではない。他のPsbPのパラログであるPPL245)
やPQL50,51)、PPD152)タンパク質は、光化学系I周辺でのReceived July 16, 2013, Accepted July 25, 2013, Published

循環的電子伝達に関わる葉緑体N A D ( P ) Hデヒドロゲ

August 31, 2013

ナーゼ様複合体 5 3 ) や光化学系Iの分子集合に関わることが明らかとなっている。したがって、PPL1もチラコ
イド膜タンパク質の安定性や折りたたみ、もしくは、参考文献 	

それらの正しい相互作用を導く上で重要な役割を持つ

1. Nickelsen, J., and Rengstl, B. (2013) Photosystem II
assembly: from cyanobacteria to plants. Annu. Rev.
Plant Biol. 64, 609-635.
2. Komenda, J., Sobotka, R., and Nixon, P. J. (2012)
Assembling and maintaining the Photosystem II
complex in chloroplasts and cyanobacteria. Curr. Opin.
Plant Biol. 15, 245-251.
3. Zak, E., Norling, B., Maitra, R., Huang, F., Andersson,
B., and Pakrasi, H. B. (2001) The initial steps ofbiogenesis of cyanobacterial photosystems occur inplasma membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98,
13443-13448.
4. Rengstl, B., Oster, U., Stengel, A., and Nickelsen, J.
(2011) An intermediate membrane subfraction incyanobacteria is involved in an assembly network for
Photosystem II biogenesis. J. Biol. Chem. 286,
21944-21951.
5. Stengel, A., Gügel, I. L., Hilger, D., Rengstl, B., Jung,
H., and Nickelsen, J. (2012) Initial steps ofphotosystem II de novo assembly and preloading withmanganese take place in biogenesis centers in
Synechocystis. Plant Cell 24, 660-675.
6. Komenda, J., Barker, M., Kuviková, S., de Vries, R.,
Mullineaux, C.W., Tichy, M., and Nixon, P. J. (2006)
The FtsH protease slr0228 is important for quality
control of photosystem II in the thylakoid membrane of
Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biol. Chem. 281,
1145-1151.
7. Schottkowski, M., Peters, M., Zhanm, Y., Rifai, O.,
Zhang, Y., and Zerges, W. (2012) Biogenic membranesof the chloroplast in Chlamydomonas reinhardtii. Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 109, 19286-19291.
8. Aro, E. M., Suorsa, M., Rokka, A., Allahverdiyeva, Y.,
Paakkarinen, V., Saleem, A., Battchikova, N., andRintamäki, E. (2005) Dynamics of photosystem II: aproteomic approach to thylakoid protein complexes. J.
Exp. Bot. 56, 347-356.
9. Herbstová, M., Tietz, S., Kinzel, C., Turkina, M. V.,
and Kirchhoff, H. (2012) Architectural switch in plant
photosynthetic membranes induced by light stress.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 20130-20135.

可能性が考えられる。今後のP P L 1の分子機能の解明
は、PSIIの光阻害に対するチラコイド膜内腔タンパク質の役割について新しい知見をもたらすと期待している。

6. おわりに
本解説記事ではPSIIの光阻害に対するPSII修復過程に関して、PSIIサブユニットの分子集合の局面を中心に紹介した。特に、PSIIの膜表在性タンパク質を含む
チラコイド膜内腔タンパク質の分子機能について詳しく述べた。論文化が間に合わず、PsbPやPPL1に関する筆者らの最新の知見を紹介できなかったが、チラ
コイド膜内腔におけるタンパク質間の機能的関係や分子相互作用などに関する報告は近年増加傾向にあり、今後、大きく進展することが期待される。一方、本稿ではPSIIの低分子量サブユニットの分子機能や、PSIIの分子集合を助ける補助的タンパク質の役割に関して、全てを網羅して紹介できなかった。加えてPSIIの分子集合や修復においては、色素や酸化還元コ
ファクターの合成や分解、組込みのプロセスも非常に重要な要素であるが、それについても本稿では触れていない。そうした部分に関しては、最近の総説 1 )などを参照いただければ幸いである。

謝辞
本解説記事で紹介した筆者らの研究の一部は、JST
さきがけ「光エネルギーと物質変換」領域の支援のもと、京都大学 大学院生命科学研究科 全能性統御機構
学分野（佐藤文彦教授）において行われたものです。

91

光合成研究 23 (2) 2013

10. Umena, Y., Kawakami, K., Shen, J. R., and Kamiya, N.
(2011) Crystal structure of oxygen-evolving photosystem
II at a resolution of 1.9 Å. Nature 473, 55-60.
11. Shen, J. R., Burnap, R. L., and Inoue, Y. (1995) An
independent role of cytochrome c-550 incyanobacterial photosystem II as revealed by doubledeletion mutagenesis of the psbO and psbV genes in
Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry 34,
12661-12668.
12. Inoue-Kashino, N., Kashino, Y., Satoh, K., Terashima,I., and Pakrasi, H. B. (2005) PsbU provides a stablearchitecture for the oxygen-evolving system incyanobacterial photosystem II. Biochemistry 44,12214-12228.
13. Enami, I., Okumura, A., Nagao, R., Suzuki, T., Iwai,
M., and Shen, J. R. (2008) Structures and functions of
the extrinsic proteins of photosystem II from different
species. Photosynth. Res. 98, 349-363.
14. Ifuku, K., Nakatsu, T., Kato, H., and Sato, F. (2004)
Crystal structure of the PsbP protein of Photosystem IIfrom Nicotiana tabacum. EMBO Rep 5, 362–367.
15. Calderone, V., Trabucco, M., Vujicic, A., Battistutta,
R., Giacometti, G. M., Andreucci, F. Barbato, R., andZanotti, G. (2003) Crystal structure of the PsbQ proteinof Photosystem II from higher plants. EMBO Rep. 4,
900-905.
16. Balsera, M., Arellano, J. B. Revuelta, J. L., de las
Rivas, J., and Hermoso, J. A. (2005) The 1.49 Å
resolution crystal structure of PsbQ from photosystem
II of Spinacia oleracea reveals a PPII structure in the
N-terminal region. J. Mol. Biol. 350, 1051-1060.
17. Michoux, F., Takasaka, K., Boehm, M., Nixon, P. J, andMurray, J. W. (2010) Structure of CyanoP at 2.8 Å:
implications for the evolution and function of the PsbP
subunit of photosystem II. Biochemistry 49, 7411-7213.
18. Jackson, S. A., Fagerlund. R. D., Wilbanks, S. M., andEaton-Rye, J. J. (2010) Crystal structure of PsbQ from
Synechocystis sp. PCC 6803 at 1.8 Å: implications forbinding and function in cyanobacterial photosystem II.
Biochemistry 49, 2765-2767.
19. De Las Rivas, J., Balsera, M., and Barber, J. (2004)
Evolution of oxygenic photosynthesis: genome-wide
analysis of the OEC extrinsic proteins. Trends Plant
Sci. 9, 18-25.
20. Sato, N. (2009) Phylogenomic and structural modeling
analyses of the PsbP superfamily reveal multiple small
segment additions in the evolution of photosystem IIassociated PsbP protein in green plants. Mol.
Phylogenet. Evol. 6, 176-186.
21. Fagerlund, R. D., and Eaton-Rye, J. J. (2011) The
lipoproteins of cyanobacterial photosystem II. J.
Photochem. Photobiol. B 104, 191-203.
22. Thornton, L.E., Ohkawa, H., Roose, J. L., Kashino, Y.,
Keren, N., and Pakrasi, H. B. (2004) Homologs of plant
PsbP and PsbQ proteins are necessary for regulation of
Photosystem II activity in the cyanobacterium
Synechocystis 6803. Plant Cell 16, 2164-2175.

23. Ifuku, K., Yamamoto, Y., Ono, T. A., Ishihara, S., andSato, F. (2005) PsbP protein, but not PsbQ protein, isessential for the regulation and stabilization of
Photosystem II in higher plants. Plant Physiol. 139,
1175-1184.
24. Yi, X., Hargett, S. R., Frankel, L. K., and Bricker, T. M.
(2006) The PsbQ protein is required in Arabidopsis forphotosystem II assembly/stability and photoautotrophy
under low light conditions J. Biol. Chem. 281,
26260-26267.
25. Yi, X., Hargett, S.R., Liu, H., Frankel, L. K., andBricker, T. M. (2007) The PsbP protein is required forphotosystem II complex assembly/stability andphotoautotrophy in Arabidopsis thaliana. J. Biol.
Chem. 282, 24833-24841.
26. Ifuku, K., and Sato, F. (2001) Importance of the Nterminal sequence of the extrinsic 23 kDa polypeptide
in Photosystem II in ion retention in oxygen evolution.
Biochim Biophys Acta 1546, 196-204.
27. Ifuku, K., and Sato, F. (2002) A truncated mutant of theextrinsic 23-kDa protein that absolutely requires theextrinsic 17-kDa protein for Ca2+ retention inphotosystem II. Plant Cell Physiol. 43, 1244-1249.
28. Tomita, M., Ifuku, K., Sato, F., and Noguchi, T. (2009)
FTIR evidence that the PsbP extrinsic protein induces
protein conformational changes around the oxygenevolving Mn cluster in photosystem II, Biochemistry48, 6318-6325.
29. Ido, K., Kakiuchi, S., Uno, C., Nishimura, T., Fukao,Y., Noguchi, T., Sato, F., and Ifuku, K. (2012) The
conserved His-144 in the PsbP protein is important for
the interaction between the PsbP N-terminus and the
Cyt b559 subunit of photosystem II. J. Biol. Chem. 287,
26377-26387.
30. Nagao, R., Suzuki, T., Okumura, A., Niikura, A., Iwai,
M., Dohmae, N., Tomo, T., Shen, J. R., Ikeuchi, M.,
and Enami, I. (2010) Topological analysis of theextrinsic PsbO, PsbP and PsbQ proteins in a green algal
PSII complex by cross-linking with a water-soluble
carbodiimide, Plant Cell Physiol. 51, 718-727.
31. Kakiuchi, S., Uno, C., Ido, K., Nishimura, T., Noguchi,T., Ifuku, K., and Sato, F. (2012) The PsbQ protein
stabilizes the functional binding of the PsbP protein tophotosystem II in higher plants. Biochim Biophys Acta
1817, 1346-1351.
32. Allahverdiyeva, Y., Suorsa, M., Rossi, F., Pavesi, A.,
Kater, M. M., Antonacci, A., Tadini, L., Pribil, M.,
Schneider, A., Wanner, G., Leister, D., Aro, E. M.,
Barbato, R., and Pesaresi, P. (2013) Arabidopsis plants
lacking PsbQ and PsbR subunits of the oxygenevolving complex show altered PSII super-complex
organization and short-term adaptive mechanisms.
Plant J., in press, PubMed PMID: 23647309.
33. Ido, K., Ifuku, K., Yamamoto, Y., Ishihara, S.,
Murakami, A., Takabe, K., Miyake, C., and Sato, F.
(2009) Knockdown of the PsbP protein does notprevent assembly of the dimeric PSII core complex but

92光合成研究impairs
accumulationofphotosystemIIsupercomplexes in tobacco. Biochem. Biophys. Acta
1787, 873-881.
34. Caffarri, S., Kouril, R., Kereïche, S., Boekema, E. J.,
and Croce, R. (2009) Functional architecture of higher
plant photosystem II supercomplexes, EMBO J. 28,
3052-3063.
35. Enami, I., Kikuchi, S., Fukuda, T., Ohta, H., and Shen,
J. R. (1998) Binding and functional properties of four
extrinsic proteins of photosystem II from a red alga,
Cyanidium caldarium, as studied by releasereconstitution experiments, Biochemistry 37, 2787-293.
36. Nagao, R., Moriguchi, A., Tomo, T., Niikura, A.,
Nakajima, S., Suzuki, T., Okumura, A., Iwai, M., Shen,
J. R., Ikeuchi, M., and Enami, I. (2010) Binding andfunctional properties of five extrinsic proteins inoxygen-evolving photosystem II from a marine centric
diatom, Chaetoceros gracilis. J. Biol. Chem. 2285,
29191-29199.
37. Sun, Q., Zybailov, B., Majeran, W., Friso, G., Olinares,
P. D., and van Wijk, K. J. (2008) PPDB, the Plant
Proteomics Database at Cornell. Nucleic Acids Res. 37,
D969-974.
38. Yamamoto, Y., Inagaki, N., and Satoh, K. (2001)
Overexpression and characterization of carboxylterminal processing protease for precursor D1 protein:
regulation of enzyme-substrate interaction by molecularenvironments. J. Biol. Chem. 276, 7518-7525.
39. Plucken, H., Muller, B., Grohmann, D., Westhoff, P., andEichacker, L. A. (2002) The HCF136 protein is essential
for assembly of the Photosystem II reaction center in
Arabidopsis thaliana. FEBS Lett. 532, 85-90.
40. Wei, L., Guo, J., Ouyang, M., Sun, X., Ma, J., Chi, W.,
Lu, C., and Zhang, L. (2010) LPA19, a Psb27 homolog
in Arabidopsis thaliana, facilitates D1 protein precursor
processing during PSII biogenesis. J. Biol. Chem. 285,
21391-21398.
41. Chen, H., Zhang, D., Guo, D., Wu, H., Jin, M., Lu, Q.,
Lu, C., and Zhang, L. (2006) A Psb27 homologue inArabidopsis thaliana is required for efficient repair ofphotodamaged Photosystem II. Plant Mol. Biol. 61, 567–
557.
42. Dietzel, L., Bräutigam, K., Steiner, S., Schüffler, K.,
Lepetit, B., Grimm, B., Schöttler, M. A., andPfannschmidt, T. (2011) Photosystem II supercomplex
remodeling serves as an entry mechanism for statetransitions in Arabidopsis. Plant Cell 23, 2964-2977.
43. Sirpiö, S., Khrouchtchova, A., Allahverdiyeva, Y.,

23 (2) 2013

Hansson, M., Fristedt, R., Vener, A.V. Scheller, H. V.,
Jensen, P. E., Haldrup, A., and Aro, E. M. (2008)
AtCYP38 ensures early biogenesis, correct assemblyand sustenance of Photosystem II. Plant J. 55, 639-651.
44. Fu, A., He, Z., Cho, H.S., Lima, A., Buchanan, B. B. andLuan, S. (2007) A chloroplast cyclophilin functions in
the assembly and maintenance of photosystem II in
Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104,
15947-15952.
45. Ishihara, S., Takabayashi, A., Ido, K., Endo, T., Ifuku, K.,
and Sato, F. (2007) Distinct functions for the two PsbPlike proteins PPL1 and PPL2 in the chloroplast thylakoid
lumen of Arabidopsis. Plant Physiol. 145, 668-679.
46. Kapri-Pardes, E., Naveh, L., and Adam, Z. (2007) The
thylakoid lumen protease Deg1 is involved in the repairof Photosystem II from photoinhibition in Arabidopsis.
Plant Cell 19, 1039-1047.
47. Sirpiö, S., Allahverdiyeva, Y., Suorsa, M., Paakkarinen,
V., Vainonen, J., Battchikova, N., and Aro, E. M. (2007)
TLP18.3, a novel thylakoid lumen protein regulating
Photosystem II repair cycle. Biochem. J. 406, 415-425.
48. Ifuku, K., Ishihara, S., and Sato, F. (2010) Molecularfunctions of oxygen-evolving complex family proteins inphotosynthetic electron flow. J. Integr. Plant Biol. 52,
723-734.
49. Obayashi, T., Hayashi, S., Saeki, M., Ohta, H., andKinoshita, K. (2009) ATTED-II provides coexpressedgene networks for Arabidopsis. Nucleic Acids Res. 37,
D987-991.
50. Yabuta, S., Ifuku, K., Takabayashi, A., Ishihara, S., Ido,
K., Ishikawa, N., Endo, T., and Sato, F. (2010) Three
PsbQ-like proteins are required for the function of thechloroplast NAD(P)H dehydrogenase complex in
Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 51, 866-876.
51. Suorsa, M., Sirpiö, S., Paakkarinen, V., Kumari, N.,
Holmström, M., and Aro, E. M. (2010) Two proteinshomologous to PsbQ are novel subunits of thechloroplast NAD(P)H dehydrogenase. Plant Cell
Physiol. 51, 877-883.
52. Liu, J., Yang, H., Lu, Q., Wen, X., Chen, F., Peng, L.,
Zhang, L., and Lu, C. (2012) PsbP-domain protein1, a
nuclear-encoded thylakoid lumenal protein, is essential
for photosystem I assembly in Arabidopsis. Plant Cell
24, 4992-5006.
53. Ifuku, K., Endo, T., Shikanai, T., and Aro E. M. (2011)
Structure of the chloroplast NADH dehydrogenase-likecomplex: nomenclature for nuclear-encoded subunits.
Plant Cell Physiol. 52: 1560-1568.

Functions of Thylakoid Lumenal Proteins Against Photoinhibiton of Photosystem II
Kentaro Ifuku*
Graduate School of Biostudies, Kyoto University; JST, PRESTO

93

光合成研究 23 (2) 2013

報告記事
第4回 日本光合成学会（年会・公開シンポジウム）開催報告
シンポジウムオーガナイザー：田中 歩（北海道大学 低温科学研究所）
シンポジウムオーガナイザー：鹿内 利治（京都大学 大学院理学研究科）
シンポジウムオーガナイザー：佐藤 直樹（東京大学 大学院総合文化研究科）
年会世話人：日原 由香子（埼玉大学 大学院理工学研究科）
第4回日本光合成学会（年会・公開シンポジウム）が、2013年5月31日~6月1日の2日間にわたって名古屋大学 野依記念学術交流館で行われました。参加者は1 7 6名で、懇親会には113名が参加しました。今回の公開シンポジウムでは、特定の研究分
野の最新知見を紹介するという従来のやり方とは趣向を変え、「30年後の光合成研究」という抽象的なテーマのもと、若手研究者・ベテラン研究者がそれぞれの立場・研究分野から思うところを語るという、ユニークな試みがなされました。若手研究者の代表として、
理化学研究所の岩井優和先生が「"too famous but too unknown"を打破するために必要なことは何か？」、京都大学の石北央先生が「基礎的な分子化学で光合成を語れるようになる日」、京都大学の永野惇先生が「予測とデザインをはじめよう。野外におけるトランスクリ
プトームのモデリングから」、東京大学の成川礼先生が「光合成生物の生き様の理解とそれに基づく合目的的な改変・制御の展望」というタイトルで、それぞれ講演されました。いずれの先生も、最新の手法を用いたオリジ
ナリティーの高い研究に取り組んでおられる様子がよく分かりました。それにしても、30年間というタイムスパンの実感を持たない若手にとって、今回のシンポジウムテーマはなかなか難しいものではなかったかと想像します。真摯にテーマに向き合い、熟考された様子がそれぞれのプレゼンテーションから感じられました。
一方、ベテラン研究者を代表して、立命館大学の民秋均先生が「人工光合成への期待」、東北大学の牧野周先
生が「作物の光合成能力の改善は可能か？これからの挑戦」、京都大学の佐藤文彦先生が「フラスコの中から光合成研究の未来をみる」、岡山大学の高橋裕一郎先生が「過去30年間の光化学系複合体の研究から30年後の研究展開を読む」というタイトルで講演されました。それぞれの研究分野で長く最前線を走って来られた先生方だけに、将来への視線は非常に鋭く、その問題提起に触発されたか、講演後の議論も非常に活発で、時間が全く足りないほどでした。さらには元名古屋大学の伊藤繁先生が、「物事は繰り返す！30年前の資料から、30年後を予想してみよう！」と題した講演でシンポジウムを総括されました。サ
イエンスの辿る4つの時代（神話→ロマンス→科学→ビジネス）というお話が個人的に印象に残りました。
今回の年会の大きな特徴として、参加者数に対して演題数が急増したことが挙げられます。第3回年会の参加者が約190名、一般講演（口頭およびポスター発表）が57演題であったのに対して、今回は参加者176名に対して、講演数は口頭発表6演
題、ポスター発表72演題の、計78演題でした。学生参加者が全体の3分の1程度と多かったことからも、学生が研究成果を発表する場のひとつとして、光合成学会が徐々に認知されてきていることが実感されます。ポスター演
題数が多いため、恒例の「ポスター発表 1 分間プレゼンテーション」は時間的に厳しいかなとも思ったのです94光合成研究23 (2) 2013

が、実際にはほとんど時間延長することもなく終了しました。
「ポスター数が増えたからこそ、その全貌を把握することのできる1分プレゼンはますます重要だ」、「自分の仕事を、ポイントを絞って1分で紹介することは学生にとって非常に良いトレー
ニングになる」といったポジティブなご意見が数多く聞かれました。
さらに今回の年会では新たな試みとして、「企業プレゼン
テーション」の時間を設けました。6月1日午後のセッションの開始前に、オプトシリウス株式会社の北野充郎氏による「オーシャンオプティクス社製 小型分光器の紹介」、バ
イオロジック社のZohra Mana氏による”JTS-10: photosynthesis measuring system” の2講演が行われました。最新の測定機器で何を測定することができ、どんな研究の可能性が広がるのか、企業ブースに立ち寄っただけでは分からない具体的な情報が得られ、このような機会を設けることは、企業と研究者の双方にとってプラスであったのではないでしょうか。
2日間の会期中に、シンポジウム講演あり、一般講演あり、ポスタープレゼンあり、企業プレゼンありの盛り
だくさんなプログラムに加えて、活発なディスカッション、とても充実した会になり、年会世話人としては働き甲斐がありました。反省点としては、プログラムが過密であったため、講演（とくに一般講演）に対する質疑応
答時間を十分に確保できなかったことが挙げられます。また、一般講演が6枠しか取れず、口頭発表のご希望に添えないケースが生じてしまいました。今後も参加者数、演題数が増加していくようであれば、一般参加はすべて
ポスター発表とし、シンポジウム講演での討論をさらに充実させる手もあるのではないかと思います。最後に、会場での一部始終をお世話して下さった名古屋大学の野口巧先生の研究室の皆様、とくに加藤祐樹先生に深く御礼申し上げます。	

	

	

	

	

	

95

	

	

（日原由香子記）

光合成研究 23 (2) 2013

報告記事
第4回 日本光合成学会優秀ポスター賞受賞者
第4回日本光合成学会シンポジウムにおける優秀ポスター賞は、参加者による投票の結果、以下の方々（五十音順）が受賞されました。今回は合計 5 名の受賞者が選ばれました。受賞者の方々の研究については、順次、「光合成研究」において、紹介していく予定です。

浅田 瑞枝（名古屋大学 大学院理学研究科）
	

光化学系II酸素発生系S2状態におけるMn価数の解明
大鳥 久美（近畿大学 農学部）

	C/Nバランス制御の初期応答に及ぼす光合成機能強化の影響
華岡 光正（千葉大学 大学院園芸学研究科）

	

葉緑体の分化・発達に伴った光合成遺伝子の転写制御
速水 菜月（岐阜大学 応用生物科学部）

	

光防御関連遺伝子ELIP2プロモーターから同定された強光、UV-B、低温ストレス応答を

	

統合する転写制御配列
増田 真二（東京工業大学 バイオ研究基盤支援総合センター）

	

植生分布で偏りが見られるルビスコ内点変異の意味付け96光合成研究23 (2) 2013

報告記事
若手の会活動報告〜第八回セミナーの開催、新体制での運営開始〜
立命館大学 生命科学部 生命情報学科
浅井 智広

2013年6月1日の本会終了後、名古屋大学理学部の講義室をお借りし、若手の会の第八回のセミナーを開催しました。大学院生、ポスドク、助教といった現場で日々研究に勤しむ若手の研究者約30名が集まり、活発な議論が交わされました。はじめに、微細藻類の代謝をシステムバイオロジー的な手法で研究されている神戸大学の蓮沼誠久先生、レーザー分光法で光合成装置の構造と機能を研究されている東北大学の柴田穣先生に、ご自身の研究の特徴や魅力、最新の成果について、わかりやすくお話しいただきました。両先生のご講演内容は、私たち若手の光合成研究者が心得ておくべき知識や考え方などがたくさん含まれていて、多くの参加者にとって興味深いものとなったと思います。その後恒例となった、研究紹介を兼ねた自己紹介を参加者全員にしていただきました。
セミナーの具体的な内容や詳しい様子については、積極的にセミナーで議論してくださった埼玉大学の門脇太郎
さんの参加報告記事をご覧ください。また、開催直前の無理なお願いにも関わらず、セミナーの準備を手伝ってくださった名古屋大学の長尾遼さんには、この場を借りてお礼申し上げます。
また今回のセミナーから、若手の会の運営体制を新しくしました。これは、新しいアイデアや理想、活気に満ちた若手研究者の集まりである若手の会が、長期にわたって同じ体制で運営されるのは好ましくなく、一定の頻度での新陳代謝も必要だという考えからです。まず、これまで会長を勤めていただいた東京大学の成川礼さんに替わり、二代目会長を私が勤めることとなりました。成川さんには、創設から現在に至るまで若手の会の運営にご尽力いただき、若手の会の発展を牽引してくださいました。今後は、幹事として、若手の会の円滑な運営と発展にご協力いただきたいと思います。さらに、東京大学の渡辺麻衣さんと溝上祐介さんに、幹事補佐として新たに運営に加わっていただくこととなりました。幹事の中で最も若いお二人が新たな発想で、若手の会を発展させてくださることを大いに期待しています。
光合成学会若手の会では、実年齢や身分、所属を問わず、多くの研究者の方々の積極的な参加を歓迎します。
若手の会の活動内容や最新情報は、ホームページ（https://sites.google.com/site/photosynwakate/home）で紹介していますので、ご覧ください。また興味のある方は、若手の会のメーリングリストから随時、最新情報をお知らせしますので、cazai@fc.ritsumei.ac.jpにご連絡ください。若い気持ちで現場の研究を推進している研究者が交流することは、学際性の強い光合成研究では絶対不可欠であると、私は考えています。この記事を読んでいただいた先生
方には、ご自身の参加はもちろんのこと、ご指導されている学生さんやポスドクの方に、是非、若手の会への参加をお勧めいただきたいと思います。

セミナー終了後の集合写真

97

光合成研究 23 (2) 2013

新運営体制 （2013年6月〜）
会長	

：	

 	

浅井 智広	

 （立命館大学）

幹事	

：	

 	

大西 紀和	

 （基礎生物学研究所）

	

	

	

岡島 公司	 （大阪府立大学）

			

川上 恵典	 （大阪市立大学）

	

	

	

辻 敬典	

（筑波大学）

	

	

	

成川 礼	

（東京大学）

幹事補佐	

：	

 	

	

	

	

溝上 祐介	

 （東京大学）渡辺 麻衣	

 （東京大学）

報告記事
光合成学会若手の会第八回セミナーに参加して埼玉大学 大学院理工学研究科
門脇 太朗

平成25年5月31日から6月1日にかけて第四回光合成学会年会が名古屋大学野依記念学術交流館で行われ、年会終了後に光合成若手の会第八回セミナーが行われました。前々から若手の会の話を聞いていたのですが、私にとってはこれが初めての参加となりました。セミナーの内容は二つの講演と各参加者の自己紹介であり、お菓子や飲み物が用意されており、終始アットホームな雰囲気でした。
一つ目の講演は蓮沼誠久先生（神戸大学 自然科学系先端融合研究科環）による「シアノバクテリアのシステム
バイオロジー解析とバイオリファイナリーへの応用」でした。講演内容としては微細藻類を用いた有用物質生産と炭素の安定同位体を用いて網羅的に光合成生物の代謝を解析したという内容でした。近年微細藻類やシアノバ
クテリアを利用したバイオ燃料の生産に対する関心が高まっています。しかし、ただ単純に遺伝子導入をしても目的の形質を与えることができないことは多々あり、このような点を改善するため、網羅的な代謝情報（様々な代謝産物の蓄積量、蓄積速度など）を得ることにより、代謝改変戦略を立案することが重要になるそうです。今
回は150種類もの代謝産物を同時に解析し、さらに炭素の安定同位体を用いてその代謝の流れを同時にモニタリングする技術について紹介していただきました。私自身光合成生物がどのように環境の変化を検知し、適応するかその機構及びそのダイナミクスに興味があり、この代謝プロファイリングの技術は非常に魅力的であると感じ、この網羅的で動的な代謝産物の情報は生物の本質にせまるのに非常に有用であると感じました。
二つ目の講演は柴田穣先生（東北大学 大学院理学研究科化学専攻）による「レーザー分光で探る光合成」でした。講演内容としては酸素発生型の光化学系IIの構造に立脚した理論モデルを作製し、光化学系IIの様々な光学ス
ペクトルの実験データの再現に成功したという内容でした。酸素発生型光合成の光化学系タンパク質は、それまで知られていた非酸素発生型のものと比較して著しく複雑で、対称性のない構造をしており、このことは光合成系の反応機構を定量的に解析する上で非常に障害となるそうです。現在、光化学系のタンパク質に関してはその複雑な構造がオングストロームの精度で解明されており、これまで知られてきた量子力学の理論の威力を存分に発揮できる可能性がある魅力的な系だそうです。私自身は普段は物理法則に基づいた理論モデルを作ることなどはなく、今回、理論と実験を比較する現場に関して聞かせていただき、改めて実験と理論の両方から光合成の研

98

光合成研究23 (2) 2013

究が発展していることがわかりました。
また研究紹介の後には約30名の参加者の自己紹介があり、それぞれ自身の研究内容のほか、趣味や経歴、近況などを紹介などユーモアに溢れた内容でした。参加者は学部生から幅広く、また、研究テーマは生物物理的な視点から生理学まで非常に多岐に及び、とても興味深く聴かせて頂きました。
総括して、このセミナーは自身の研究分野から少し離れた様々な研究分野に触れられ、自身の視野を広げることができる良い機会であると感じました。そして改めて光合成というテーマに対し、奥深さを学び、まだまだ未知の領域があり、これから解き明かしていくべき課題が無数に存在していることを感じました。そして私自身、
その中のほんの一部でも明らかにし光合成分野の発展に貢献できるよう、これからも研究に従事していきたいと思います。
最後になりましたが、セミナーを主催して頂き、本稿を執筆する機会を与えてくださいました立命館大学の浅井智広先生及び東京大学の成川礼先生にこの場をお借りして感謝申し上げます。

事務局からのお知らせ★入会案内
本会へ入会を希望される方は、会費（個人会員年会費：￥1,500、賛助法人会員年会費：￥50,000）
を郵便振替（加入者名：日本光合成学会、口座番号：00140-3-730290）あるいは銀行振込（ゆうちょ銀行、０１９店(ゼロイチキュウと入力)、当座、0730290

名前：ニホンコウゴウセイガッカイ）にて送金の上、次ページの申し込み用紙、または電子メールにて、氏名、所属、住所、電話番号、ファッ
クス番号、電子メールアドレス、入会希望年を事務局までお知らせください。
★会員名簿管理方法の変更と会費納入のお願い
学会の運営は、皆様に納めていただいております年会費によりまかなわれております。昨年度、会費滞納者を名簿から削除するお願いをしました。当該年度の会費が未納の場合、光合成研究が送られてくる封筒に、会費未納が印字されています。ご都合のつくときに、会費を納入下さい。１年間会費を滞納された場合、次年度よりお名前が会員名簿から削除され、光合成研究は届かなくなります。再入会される場合は、未納の分もあわせてお支払いいただきます。2011年1月に名簿の変更を行いましたので、複数年度の会費滞納者はおられなくなりました。会費納入状況などにつきましては、ご遠慮なく事務局（shikanai@pmg.bot.kyoto-u.ac.jp）までお問い合わせください。会員の皆様のご理解とご協力をお願い申し上げます。

99

光合成研究 23 (2) 2013日本光合成学会会員入会申込書

平成日本光合成学会御中
私は日本光合成学会の趣旨に賛同し、平成

年

月

日

年より会員として入会を申し込みます。

[ ]内に会員名簿上での公開承諾項目に○印をつけてください[ ] 氏名（漢字）（必須）
氏名（ひらがな）
氏名（ローマ字）[ ] 所属[ ] 住所1〒[] 住所2（自宅の方または会誌送付先が所属と異なる場合にのみ記入）
〒

[
[
[
[

] TEL1] TEL2 (必要な方のみ記入）] FAX] E-mail

個人会員年会費	

	

 1,500円	

 (会誌、研究会、ワークショップなどの案内を含む）
賛助法人会員年会費		

 50,000円	

 (上記と会誌への広告料を含む）（振込予定日：平成年月日）（会員資格は１月１日〜１２月３１日を単位とします）＊複数年分の会費を先払いで振り込むことも可能です。その場合、通信欄に（何年度〜何年度分）とお書き下さい。
連絡先〒060-0819

札幌市北区北19条西8丁目

北海道大学

低温科学研究所

生物適応機構学（田中歩）研究室内
日本光合成学会
TEL:011-706-5493 / FAX:011-706-5493
ホームページ: http://photosyn.jp

郵便振替口座銀行振込の場合

加入者名：日本光合成学会

口座番号：00140-3-730290

ゆうちょ銀行、０１９店(ゼロイチキュウと入力)、当座、0730290
名前：ニホンコウゴウセイガッカイ

100光合成研究23 (2) 2013日本光合成学会会則
第１条

名称

本会は日本光合成学会（The Japanese Society of Photosynthesis Research）と称する。
第２条

目的

本会は光合成の基礎および応用分野の研究発展を促進し、研究者相互の交流を深めることを目的とす
る。
第３条

事業

本会は前条の目的を達成するために、シンポジウム開催などの事業を行う。
第４条

会員

１．定義
本会の目的に賛同する個人は、登録手続を経て会員になることができる。また、団体、機関は、賛助会員になることができる。
２．権利会員および賛助会員は、本会の通信および刊行物の配布を受けること、本会の主催する行事に参加することができる。会員は、会長を選挙すること、役員に選出されることができる。
３．会費
会員および賛助会員は本会の定めた年会費を納めなければならない。
第５条

組織および運営

１．役員
本会の運営のため、役員として会長１名、事務局長１名、会計監査１名、常任幹事若干名をおく。役
員の任期は２年とする。会長、常任幹事は連続して二期を越えて再任されない。事務局長は五期を越えて再任されない。会計監査は再任されない。
２．幹事
幹事数名をおく。幹事の任期は４年とする。幹事の再任は妨げない。
３．常任幹事会
常任幹事会は会長と常任幹事から構成され、会長がこれを招集し議長となる。常任幹事会は本会の運営に係わる事項を審議し、これを幹事会に提案する。事務局長と会計監査は、オブザーバーとして常任幹事会に出席することができる。
４．幹事会
幹事会は役員と幹事から構成され、会長がこれを招集し議長となる。幹事会は、常任幹事会が提案した本会の運営に係わる事項等を審議し、これを決定する。
５．事務局
事務局をおき、事務局長がこれを運営する。事務局は、本会の会計事務および名簿管理を行う。
６．役員および幹事の選出
会長は会員の直接選挙により会員から選出される。事務局長、会計監査、常任幹事は会長が幹事の中から指名し、委嘱する。幹事は常任幹事会によって推薦され、幹事会で決定される。会員は幹事を常任幹事会に推薦することができる。

101

光合成研究 23 (2) 2013

第６条

総会

１．総会は会長が招集し、出席会員をもって構成する。議長は出席会員から選出される。
２．幹事会は総会において次の事項を報告する。
１）前回の総会以後に幹事会で議決した事項
２）前年度の事業経過
３）当年度および来年度の事業計画
３．幹事会は総会において次の事項を報告あるいは提案し、承認を受ける。
１）会計に係わる事項
２）会則の変更
３）その他の重要事項
第７条

会計

本会の会計年度は１月１日から１２月３１日までとする。当該年度の経理状況は、総会に報告され、その承認を受ける。経理は、会計監査によって監査される。本会の経費は、会費および寄付金によ
る。

付則
第１

年会費は個人会員1,500円、賛助会員一口50,000円とする。

第２

本会則は、平成１４年６月１日から施行する。

第３

本会則施行後第一期の会長、事務局長、常任幹事にはそれぞれ、第５条に定める規定にかかわらず、平成１４年５月３１日現在の会長、事務局担当幹事、幹事が再任する。本会則施行後第一期の役員および幹事の任期は、平成１４年１２月３１日までとする。
第４

本会則の改正を平成２１年６月１日から施行する。

日本光合成学会の運営に関する申し合わせ
1. 幹事会：
幹事は光合成及びその関連分野の研究を行うグループの主催者である等、日本の光合成研究の発展に顕著な貢献をしている研究者とする。任期は4年とするが、原則として再任されるものとする。
2. 事務局：
事務局長の任期は2年とするが、本会の運営を円滑に行うため、約5期（10年）を目途に再任されることが望ましい。
3. 次期会長：
会長の引き継ぎを円滑に行うため、次期会長の選挙は任期の1年前に行う。
4. 常任幹事会：
常任幹事会の運営を円滑におこなうため、次期会長は常任幹事となる。

102

光合成研究23 (2) 2013

幹事会名簿
秋本誠志	

神戸大学大学院理学研究科

園池公毅	

池内昌彦	

東京大学大学院総合文化研究科

高市真一	

池上

勇	

帝京大学

高橋裕一郎	

石北央＊	大阪大学大学院理学研究科

田中歩	

北海道大学低温科学研究所

泉井桂	

近畿大学生物理工学部生物工学科

田中寛	

東京工業大学資源化学研究所

伊藤

繁	

名古屋大学

田中亮一＊	

北海道大学低温科学研究所

井上和仁	

神奈川大学理学部民秋均	

立命館大学総合理工学院

伊福健太郎＊	

京都大学大学院生命科学研究科

都筑幹夫	

東京薬科大学生命科学部

臼田秀明	

帝京大学医学部

出羽毅久	

名古屋工業大学大学院工学研究科

榎並

勲	

東京理科大学寺島一郎	

東京大学大学院理学系研究科

遠藤剛	

京都大学大学院生命科学研究科

徳富(宮尾)光恵	

農業生物資源研究所

大岡宏造	

大阪大学大学院理学研究科

	

光合成研究チーム大杉立	

日本医科大学生物学教室
	

岡山大学大学院自然科学研究科

東京大学大学院農学生命科学研究科

鞆

太田啓之	

東京工業大学仲本	

バイオ研究基盤支援総合センター

永島賢治	

神奈川大学

大友征宇	

茨城大学理学部

南後

大阪市立大学大学院理学研究科

大政謙次	

東京大学大学院農学生命科学研究科

西田生郎	

埼玉大学大学院理工学研究科

小川健一	

岡山県農林水産総合センター

西山佳孝	

埼玉大学大学院理工学研究科

	

生物科学研究所

野口

航＊	

東京大学大学院理学系研究科

小野高明	

茨城大学工学部生体分子機能工学科

野口巧	

名古屋大学理学研究科

小保方潤一＊	

京都府立大学・生命環境科学研究科

長谷俊治	

大阪大学蛋白質研究所

小俣達男	

名古屋大学大学院生命農学研究科

林

愛媛大学

垣谷俊昭	

名古屋大学

	

無細胞生命科学工学研究センター

菓子野康浩	

兵庫県立大学理工学部

原登志彦	

北海道大学低温科学研究所

金井龍二	

埼玉大学

彦坂幸毅	

東北大学大学院生命科学研究科

神谷信夫	

大阪市立大学大学院理学研究科

久堀

東京工業大学資源化学研究所

熊崎茂一	

京都大学大学院理学研究科

日原由香子	

埼玉大学大学院理工学研究科

栗栖源嗣	

大阪大学蛋白質研究所

檜山哲夫	

埼玉大学

小池裕幸	

中央大学理工学部

福澤秀哉	

京都大学大学院生命科学研究科

小林正美	

筑波大学大学院数理物質科学研究科

藤田祐一	

名古屋大学大学院生命農学研究科

坂本

岡山大学資源生物科学研究所

前

東北大学

佐賀佳央＊	

近畿大学理工学理学科

牧野

櫻井英博	

早稲田大学

増田真二	

東京工業大学佐藤和彦	

兵庫県立大学

	

バイオ研究基盤支援総合センター

佐藤公行	

岡山大学

増田

佐藤直樹	

東京大学大学院総合文化研究科

松浦克美	

首都大学東京都市教養学部

佐藤文彦	

京都大学大学院生命科学研究科

松田祐介	

関西学院大学理工学部

鹿内利治	

京都大学大学院理学研究科

真野純一	

山口大学農学部

重岡

近畿大学農学部

皆川

基礎生物学研究所

亘	

成	

達也	

早稲田大学教育学部

準	

守	

秀則	

徹	

忠彦	

周	

建	

純	

東京理科大学理学部
埼玉大学大学院理工学研究科

東北大学大学院農学研究科

東京大学大学院総合文化研究科

篠崎一雄	

	

理化学研究所植物科学研究センター

宮下英明	

京都大学大学院地球環境学堂

島崎研一郎	

	

九州大学大学院理学研究院

宮地重遠	

海洋バイオテクノロジー研究所

嶋田敬三	

首都大学東京村田紀夫	

基礎生物学研究所

白岩義博	

筑波大学生物科学系

山谷知行	

東北大学大学院農学研究科

沈

岡山大学大学院自然科学研究科

横田明穂	

奈良先端科学技術大学院大学

杉浦昌弘	

名古屋市立大学	

バイオサイエンス研究科

	

大学院システム自然科学研究科

和田

杉浦美羽 	

愛媛大学

杉田

名古屋大学遺伝子実験施設

建仁	

護	

元	

東京大学大学院総合文化研究科

プロテオサイエンスセンター

杉山達夫	

名古屋大学

鈴木祥弘	

神奈川大学理学部＊平成25年より新幹事103光合成研究 23 (2) 2013

編集後記
今号は編集委員の西山佳孝さんにとりまとめをお願いして「光阻害」の特集を組みました。主に光化学系I Iの光阻害を研究されている方々に最新の知見をまとめていただき、とても読み応えのある特集になったと思っております。お忙しい中、原稿を書いていただいた著者の方々に厚くお礼申し上げます。私は光阻害の研究に直接携わる機会はあまりなかったのですが、タンパク質合成や代謝回転のコストを評価する上で、植物タンパク質のなかで代謝回転速度が非常に速い D 1 タンパク質とその損傷・修復機構には以前から興味がありました。西山さんの「序論」にも光阻害研究の歴史について触れられていますが、光化学系IIの光阻害については古くから数多くの知見が蓄積しています。しかしその損傷・修復機構にはまだ多くの点で不明であり、光合成装置の精密な機構の奥深さを感じます。今号に対するご意見や本誌に対するご要望がございましたら、knoguchi@biol.s.u-tokyo.ac.jpまで是非お知らせください。
＜東京大学

野口 航＞

記事募集
日本光合成学会では、会誌に掲載する記事を会員の皆様より募集しています。募集する記事の項目は以下の通りです。
○トピックス：光合成及び関連分野での纏まりのよいトピックス的な記事。
○解説：光合成に関連するテーマでの解説記事。
○研究紹介：最近の研究結果の紹介。特に、若手、博士研究員の方々からの投稿を期待しています。
○集会案内：研究会、セミナー等の案内。
○求人：博士研究員、専門技術員等の募集記事。
○新刊図書：光合成関係、または会員が執筆・編集した新刊図書の紹介。書評も歓迎します。
記事の掲載を希望される方は、会誌編集長、野口（knoguchi@biol.s.u-tokyo.ac.jp) まで御連絡く
ださい。

104

光合成研究 23 (1) 2013

「光合成研究」編集委員会
編集長!

野口 航（東京大学）

編集委員 !

西山 佳孝（埼玉大学）

編集委員 !

園池 公毅（早稲田大学）

編集委員 !

田中 亮一（北海道大学）

日本光合成学会 2013-2014年役員
会長!

!

田中 歩（北海道大学）

事務局長!!

鹿内 利治（京都大学）

常任幹事!!

池内 昌彦（東京大学）!

!

前会長

常任幹事!!

野口 航（東京大学）!

!

編集長

常任幹事!!

西山 佳孝（埼玉大学）!

!

編集委員

常任幹事!!

園池 公毅（早稲田大学）!

!

編集委員

常任幹事!!

久堀 徹（東京工業大学）!

!

渉外

常任幹事!!

太田 啓之（東京工業大学）! !

渉外

常任幹事!!

皆川 純（基礎生物学研究所）!

光生物協会

常任幹事!!

日原 由香子（埼玉大学）!

!

年会

2013年

常任幹事!!

熊崎 茂一（京都大学）!

!

年会

2014年

会計監査!!

大岡 宏造（大阪大学）

編集委員!!

田中 亮一（北海道大学）

ホームページ!

高林 厚史（北海道大学）

光合成研究

日

本

光

合

成

学

第23巻

第2号

（通巻67号）

2013年8月31日発行

会〒060-0819 札幌市北区北19条西8丁目
北海道大学低温科学研究所
生物適応研究室内
TEL & FAX : 011-706-5493
e-mail : jspr@photosyn.jp
ホームページ : http://photosyn.jp/

郵便振替口座銀行振込の場合

加入者名：日本光合成学会

口座番号：00140-3-730290

ゆうちょ銀行、０１９店(ゼロイチキュウと入力)、当座、0730290
名前：ニホンコウゴウセイガッカイ

105