日大歯学 , 96（1）, 45-52, 2022

原著

周期的伸展力が RAW264.7 細胞の破骨細胞様細胞への分化に与える影響
チャールストンコード 祐
日本大学大学院歯学研究科歯学専攻 口腔構造機能学分野
日本大学歯学部歯科矯正学講座（指導：本吉満 教授，馬谷原琴枝 准教授）

要旨：
目的：歯科矯正治療では，メカニカルストレスが歯槽骨に伝わり，骨形成と骨吸収のバランスが変化する。本研
究では，破骨細胞前駆細胞に 6% と 18% の異なる 2 つの伸展率によるメカニカルストレスを負荷し，破骨細胞の分化に及ぼす影響を検討した。
方法：RAW264.7 細胞を Bioflex Culture Plate に播種し，10% ウシ胎児血清と 50 ng/ml RANKL 存在下で 72 時
間培養後，伸展率 6% または 18% で 6 回 / 分の周期的伸展力によるメカニカルストレスを 48 時間，負荷した。
RANK，lysophosphatidic acid receptor-1, NAFTc1, DC-STAMP, OC-STAMP および cathepsin K の遺伝子発現を real-time PCR で，cathepsin K のタンパク発現を Western blotting 法で調べた。細胞を TRAP 染色し，3 核以
上の TRAP 陽性細胞の数と面積を計測した。
結果：RANK, lysophosphatidic acid receptor-1, NFTAc1, DC-STAMP, OC-STAMP および cathepsin K の発
現，ならびに TRAP 陽性の多核の破骨細胞様細胞の数とその面積は，伸展率 6% と 18% のメカニカルストレスの負荷で減少した。
結論：メカニカルストレスは，RANK と lysophosphatidic acid receptor-1 の発現を低下させることで，破骨細胞分化関連因子ならびに骨基質タンパク分解酵素の発現を抑制し，破骨細胞の分化と骨吸収機能を抑制することが示唆された。
キーワード：破骨細胞 , 機械的刺激 , 矯正力 , lysophosphatidic acid receptor-1, nuclear factor of activated T
cells cytoplasmic 1

The effect of cyclic tension force on osteoclast-like cell differentiation in
RAW264.7 cells
Tasku Charleston-Coad
Nihon University Graduate School of Dentistry, Major in Oral structural and Functional Biology
Department of Orthodontics, Nihon University School of Dentistry(Directors: Prof. Mitsuru Motoyoshi and Associate Prof. Kotoe Mayahara)

Abstract: Purpose: The balance of osteoblastic-bone formation and osteoclastic bone resorption in alveolarbone is changed by mechanical stress during orthodontic treatment. In this study, osteoclast precursor cells
were stimulated with cyclic tension force and the effects of mechanical stress on osteoclastogenesis andrelated factor expression were examined.
Methods: RAW264.7 cells on the Bioflex Culture Plate were cultured in the presence of RANKL and fetal
bovine serum and stimulated with mechanical stress derived from 6% or 18% cyclic elongation. The
expression of RANK, lysophosphatidic acid receptor-1，NFATc1, DC-STAMP, OC-STAMP and cathepsin K
was examined by real-time PCR or Western blotting. The formation of osteoclast-like cells was examined
TRAP staining.
Results: The expression of RANK, lysophosphatidic acid receptor-1, NFATc1, DC-STAMP, OC-STAMP andcathepsin K was suppressed by mechanical stress derived from 6% or 18% cyclic elongation. Thesemagnitudes of mechanical stress also decreased the number and planar area of TRAP-positive cells withthree nuclei.

（受付：令和 4 年 1 月 21 日）
責任著者連絡先：チャールストンコード 祐
日本大学歯学部歯科矯正学講座〒 101-8310 東京都千代田区神田駿河台 1-8-13

TEL：03-3219-8105
FAX：03-3219-8105
E-mail：tcc2034@gmail.com

45

日大歯学

第 96 巻第 1 号

Conclusion: Cyclic tension force suppresses RANK and lysophosphatidic acid receptor-1 expression andosteoclast differentiation factors and protease in the RAW264.7 cells on Bioflex Culture Plate, suggesting
osteoclastic bone resorption was suppressed by mechanical stress.
Keywords: osteoclast, mechanical stress, orthodontic force, lysophosphatidic acid receptor-1, nuclear factor
of activated T cells cytoplasmic 1

緒

素酸化物や lysophosphatidic acid（LPA）も破骨細胞の分言化を促進することが知られている 13,14）。

歯科矯正治療では，矯正力により歯の移動や顎骨の形

メカニカルストレスが破骨細胞分化に及ぼす影響を調

態変化を惹起することを治療手段とする。歯に加わる矯

べた研究は骨芽細胞に比べて少ないものの，これまでに，

正力はメカニカルストレスとして歯根膜を介して歯槽骨

BioFlex Culture Plate（BioFlex plate）上の破骨細胞前駆に伝わり，骨芽細胞による骨形成と破骨細胞による骨吸細胞に伸展率 10 〜 15% のメカニカルストレスを負荷す

収のバランスが変化することで歯の移動が起こる。こると，破骨細胞の融合が抑制されることが示されていのメカニカルストレス応答性の骨リモデリング変化のメ

る 15-17）。しかし，メカニカルストレスの強度の違いが破カニズムを解明するために，これまでに様々な in vitro

骨細胞の分化に及ぼす影響は不明である。そこで，本研研究が行われており，メカニカルストレスの強度によっ

究では，BioFlex plate 上の破骨細胞前駆細胞に 6% とて骨芽細胞に及ぼす影響が異なる可能性が示唆されてい

18% の異なる 2 つの伸展率によるメカニカルストレスをる。骨芽細胞に圧迫力を負荷した研究では，1 g/cm2 の負荷し，破骨細胞様細胞の形成ならびに破骨細胞分化関

圧迫力は bone morphogenetic protein（BMP）-2 の産生

連因子の発現を検討した。

1-3）増加を介して骨基質タンパクである bone sialoprotein や材料および方法

osteopontin の発現を誘導して石灰化物形成を促進する
一方で，3 g/cm2 の圧迫力はこれらを抑制することを報1． 細胞の培養告している 4,5）。また，シリコンで構成された底面を持つ

本研究では，破骨細胞前駆細胞としてマウス腹水由来

プレートを用いた研究では，plate 底面の伸展率が 3 〜の 単 球 ／ マ ク ロ フ ァ ー ジ RAW264.7 細 胞（RAW 細 胞；

9% のメカニカルストレスで骨芽細胞の BMP-2 の発現と大日本住友製薬，大阪）を用いた。RAW 細胞を 6-wellosteopontin の遺伝子発現が増加し ，伸展率 18% のメ

BioFlex Culture Plate-Collagen Type （BioFlex
I
plate;

カニカルストレスでは alkaline phosphatase 発現と石灰Flexcell International, Burlington, NC, USA）に 9.0×化物形成が減少することが明らかにされている 7,8）。これ

104 cells/well の密度で播種し，10% ウシ胎児血清（FBS;

ら先行研究の知見から，メカニカルストレスには骨芽細ニチレイバイオサイエンス，東京），ペニシリン / スト胞による骨形成を促進する至適な強度があり，これを超レプトマイシン / アムホテリシン B 含有 1% 抗菌剤混合

えると骨形成機能は低下すると考えられる。

液（Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA）お6）

骨吸収を担う破骨細胞の分化は，receptor activator

よ び 50 ng/ml RANKL（R&D Systems, Minneapolis,of nuclear factor-kappa B（RANK）ligand（RANKL）と

MN, USA） を 含 む α -minimal essential medium

osteoprotegerin によって調節されている。すなわち，単核（α -MEM；富士フィルム和光純薬，大阪）で，37 ℃，5%の破骨細胞前駆細胞上に発現する RANK に RANKL が結

CO2 の気相下にて培養した。培養液は培養 2 日毎に交換合する（RANK/RANKL 結合）と，破骨細胞前駆細胞の融合した。

に関与する dendritic cell-specific transmembrane protein

2． 周期的伸展力の負荷（DC-STAMP）と osteoclast stimulatory transmembrane

RANKL 存 在 下 で 72 時 間 培 養 し た BioFlex plate を

protein（OC-STAMP）の発現が増加し，多核を有する成F le x e r c e ll S t r a in U n it（Mo d e l F X3000；F lexcell

熟 破 骨 細 胞 へ と 分 化 す る 9）。 成 熟 し た 破 骨 細 胞 は，International, Burlington, NC, USA）に移し，37 ℃，5%

cathepsin K（CTSK）をはじめとするタンパク分解酵素やCO2 の気相下にて plate 底面を吸引し，伸展率 6% また

H+ を分泌して骨有機質と無機質を溶解する。これら破骨は 18% で 6 回 / 分 の 周 期 的 伸 展 力 を 48 時 間 負 荷 し た。

細 胞 の 分 化 と 骨 吸 収 機 能 に 関 連 す る 因 子 の 発 現 は，なお，伸展率 6% または 18% のメカニカルストレスの負

nuclear factor of activated T-cells cytoplasmic 1

荷の度に前述の細胞の播種と培養を行い，伸展力を負荷（NFATc1）が核内に移行することで増加しせずに同一の培養器に BioFlex plate を静置して培養し，一方で，10,11）た細胞をコントロールとした。

osteoprotegerin が RANK/RANKL 結合を阻害して破骨細胞の分化を抑制する 12）。また，生理活性物質である窒46

周期的伸展力が破骨細胞分化に与える影響

3.

5.

Real-time polymerase chain reaction（real-timeWestern blotting
RAW 細

PCR）

令和 4 年 6 月

胞を，0.05% T r i t o n X -100, 10 m M

NucleoSpin RNA（ タ カ ラ バ イ オ， 草 津 ）を 用 い て

β-mercaptoethanol, protease inhibitor（Sigma Aldrich,

RAW 細 胞 か ら total RNA を 抽 出 し た。Prime Script

St. Louis, MO, USA）および 25 mM Tri-HCl（pH7.4）をRT reagent kit（タカラバイオ）を用いて total RNA から含む溶液に溶解して超音波処理した後，12,000 rpm, 4 ℃

cDNA を 合 成 後，2μl の cDNA 溶 液，20μM の sense

で 5 分 間 遠 心 し て 上 清 を 回 収 し た。 細 胞 内 タ ン パ ク

および anti-sense primer を含む TB Green Premix Ex

20μg を 10% ポ リ ア ク リ ル ア ミ ド ゲ ル で 電 気 泳 動 後，

Taq Ⅱ（ タ カ ラ バ イ オ ）溶 液 25μl を 調 整 し，Smart

Trans-blot SD Semi-Dry Electrophoretic Transfer Cell

Cycler Ⅱ System（Cepheid, Sunnyvale, CA, USA）を使（Bio-Rad, Hercules, CA, USA）を用いてゲル内のタンパ

用して real-time PCR を行った。使用したプライマーのクを polyvinylidene difluoride 膜（PVDF 膜；Bio-Rad）に

塩 基 配 列 を 表 1 に 示 す。PCR 反 応 は 90 ℃，5 秒 間 の転写した後，0.5% Tween 20 含有 Tris buffered saline

DNA 変性，60 ℃，30 秒間のアニーリングと伸長を 1 サ（TBS-T）に 2% bovine serum albumin を溶解した溶液

イ ク ル と し て，40 サ イ ク ル 行 っ た。 結 果 の 解 析 に はに PVDF 膜を浸漬して非特異的な抗体反応をブロッキン

Smart Cycler software（ver. 2.0）を用いた。反応産物のグした。Western blotting 法には，一次抗体としてマウ特異性を融解曲線で確認した後，あらかじめ作成した検ス免疫抗ヒト cathepsin K（CTSK）抗体（sc-48353; Santa

量線をもとに遺伝子の増幅量を求め，glyceraldehyde-3-

Cruz Biotechnology, Dallas, TX, USA, 希釈率 1:1,000;

phosphate dehydrogenase（GAPDH）を内部標準に用いマ ウ ス CTSK と 交 差 反 応 ）と お よ び ウ サ ギ 免 疫 抗 ヒ トて補正した値を mRNA 発現量とした。

GAPDH 抗体（EPR16891；Abcam, 希釈率 1：10,000；マ4.

ウス GAPDH と交差反応）を，2 次抗体には，ビオチン標

酒石酸抵抗性酸性ホスファターゼ（TRAP）染色
RAW 細胞を 10% 中性緩衝ホルマリン液にて 5 分間固識されたヤギ免疫抗マウス IgG 抗体（ab6788；Abcam,

定した後，TRAP 染色キット（コスモバイオ，東京）を用

希 釈 率 1：10,000）ま た は ヤ ギ 免 疫 抗 ウ サ ギ IgG 抗 体

い て 製 造 者 指 示 に 従 い 細 胞 を 染 色 し た。 倒 立 顕 微 鏡（A27035；Thermo Fisher Scientific, 希釈率 1：10,000）（DIAPHOT；ニコン，東京）に付属のデジタルカメラを用いた。PVDF 膜上のタンパクとこれらの抗体を反応（DS-Fi2；ニコン）を用いて細胞の染色像を撮影した。核させた後，ペルオキシダーゼ標識ストレプトアビジン溶

を 3 個以上有する TRAP 陽性細胞を破骨細胞とし，画像

液（LGC SERACARE, Milford, MA, USA）を 加 え，

統合ソフトウェア NIS-Elements（ ニコン）を用いて wellClarity Western ECL（Bio-Rad）で化学発光反応を行い中の破骨細胞様細胞の数と面積を計測した。

CCD 撮影装置（ChemiDoc XRS Plus；Bio-Rad）で撮影し

表1

TargetRANK

real-time PCR に用いたプライマーの塩基配列

Forward Primer
Reverse Primer
5'-TGCAGCTCAACAAGGATACG-3’

Genbank acc. no.
NM_009399.3

5'-GAGCTGCAGACCACATCTGA-3’*

LPA15’-AAAGGCAAAGTAATGTGAGCTTGTC-3’

NM_010336.2

5’-CACTGAGGGTCTGGCACTGA-3’
NFATc15'-CCGTTGCTTCCAGAAAATAACA-3’

NM_016791.4

5'-TGTGGGATGTGAACTCGGAA-3’
DC-STAMP

5'-CTAGCTGGCTGGACTTCATCC-3’

NM_029422.4

5'-'TCATGCTGTCTAGGAGACCTC-3’
OC-STAMP

5'-AGCTGTAGCCTGGGCTCAGAAG-3’

NM_029021.1

5'-AGCCTGTGGTAGATGACAGTCGTG-3’
CTSK

5’-CAGCAGAACGGAGGCATTGA-3’

NM_007802.45’-CCTTTGCCGTGGCGTTATAC-3’
GAPDH

5'-TGTGTCCGTCGTGGATCTGA-3’5'-TTGCTGTTGAAGTCGCAGGAG-3’*: LPA 受容体 147

NM_001289726.1

日大歯学

第 96 巻第 1 号

た。 な お，GAPDH の バ ン ド の 検 出 後，PVDF 膜 を

伸展率 6% と 18% で有意に減少した。また，コントロー

Western blot stripping buffer（タカラバイオ）に浸漬しルに比較し伸展率 6% と伸展率 18% で，CTSK のタンパて膜上の抗体を剥離，TBS-T で洗浄し，CTSK 抗体を用

ク発現を示す Western blotting のバンドの減弱が認めらいてリプローブを行った。

れた。

6.

統計処理
全ての実験は 3 回繰り返し，結果は平均値と標準偏差考で 示 し た。 統 計 学 的 分 析 は IBM SPSS Statistics 23.0

察

software（International Business Machines, Armonk,

本研究では，BioFlex plate を用いて RANKL の存在

NY, USA）で行ない，多群間の比較は，一元配置分散分

下 で RAW 細 胞 を 培 養 し，plate 底 面 を 6% ま た は 18%

析後，Bonferroni 法の多重比較検定法を用いて検定した。

伸展させることで細胞に伸展力を加え，破骨細胞様細胞

p ＜ 0.05 を有意差ありとした。

の分化に及ぼすメカニカルストレスの影響を検討した。

結まず，RANKL の受容体である RANK の発現を調べた結果

果，伸展率 6% および 18% のいずれのメカニカルストレ

1． RANK と LPA1 の遺伝子発現に及ぼすメカニカルス

ス を 受 け た 細 胞 も 発 現 の 低 下 が 認 め ら れ た。 ま た，

トレスの影響RANK が RANKL に 結 合 し た 後 に 発 現 が 増 加 す る

伸展率 0（ コントロール），6% および 18% のメカニカ

NFATc1，DC-STAMP および OC-STAMP10,11,18）の遺伝

ル ス ト レ ス を 48 時 間 負 荷 し た RAW 細 胞 に お け る

子発現，ならびに多核を有する TRAP 陽性細胞の数とそ

RANK と LPA 受容体 1（LPA1）の遺伝子発現を図 1 に示の面積もメカニカルストレスの負荷によって顕著に減少す。RANK の遺伝子発現は，コントロールに比較し伸展した。これらの結果から，伸展率 6% と 18% のメカニカ

率 6% と 18% で有意に減少した。また，LPA1 の遺伝子

ルストレスは，RANK の発現を低下させることで，破骨発 現 は， コ ン ト ロ ー ル と 伸 展 率 6% に 比 較 し て 伸 展 率

細胞分化関連因子の発現を低下させ，破骨細胞の分化を18% で有意に減少した。

抑制すると考えられた。

2． NFATc1，DC-STAMP および OC-STAMP の遺伝

RAW 細胞や骨髄由来細胞を in vitro で破骨細胞へと子発現に及ぼすメカニカルストレスの影響

分化誘導する際には，RANKL とともに FBS を培地に添

コントロール，6% および 18% のメカニカルストレス

加する必要があることが知られており 19,20），本研究でもを 48 時 間 負 荷 し た RAW 細 胞 に お け る NFATc1，

すべての培養過程で RANKL と FBS を添加した培地をDC-STAMP および OC-STAMP の遺伝子発現を図 2 に用いた。他方，破骨細胞の分化は，FBS から脂質分画を示す。NFATc1，DC-STAMP および OC-STAMP の遺取り除くと抑制され，LPA の添加で回復することが知ら

伝子発現は，コントロールに比較し伸展率 6% と 18% でれ て い る 21）。 さ ら に，Hwang ら 22） は， 培 地 中 の有意に減少した。また，NFATc1 と OS-STAMP の遺伝

RANKL の添加量を減じると LPA が OC-STAMP 発現

子発現は，伸展率 6% に比較して 18% で有意に低かった。

を誘導して破骨細胞の分化が維持されると報告してい3． 破骨細胞様細胞の形成に及ぼすメカニカルストレスる。本研究では，RANK の発現は伸展率 6% と 18% の両の影響方で抑制されたが，LPA の受容体である LPA1 の発現

コントロール，6% および 18% のメカニカルストレス

抑制は伸展率 18% のみに認められた。これら先行研究のを 48 時間負荷した RAW 細胞の TRAP 染色像を図 3 A

知見と本研究結果から，伸展率 18% のメカニカルストレに，3 核以上を持つ TRAP 陽性細胞の数と面積をそれぞスを受けた細胞では，RANK だけでなく LPA1 の発現がれ図 3 B と図 3 C に示す。大型の TRAP 陽性細胞はコン減少するため，培地中の LPA による OC-STAMP の発トロールで，小型の TRAP 陽性細胞は伸展率 6% と 18%

現誘導の効果が発揮されず，破骨細胞への分化がさらにで，それぞれ多く観察された。3 核以上を持つ TRAP 陽

抑制される可能性が考えられた。

性細胞の数とその面積は，コントロールに比較し伸展率

Shibata ら 23）は，本研究と同様に BioFlex plate を用

6% と 18% で有意に減少し，伸展率 6% に比較して 18%

いて，RAW 細胞に伸展率 10% のメカニカルストレスをで有意に低かった。

30 回 / 分で 48 時間負荷すると，RANK 発現が減少した

4． CTSK の遺伝子発現とタンパク発現に及ぼすメカニ

一方で，NFATc1 の発現量には変化が認められなかった

カルストレスの影響と報告している。一方，本研究では，これまでの骨芽細BioFlex plate 上でコントロール，6% および 18% のメ胞や歯根膜細胞に同様の手法でメカニカルストレスを負カ ニ カ ル ス ト レ ス を 48 時 間 負 荷 し た RAW 細 胞 の荷した先行研究 7,24）を参考に，伸展率 6% と 18% のメカ

CTSK の遺伝子発現を図 4 A に，タンパク発現を図 4 B

ニカルストレスを 6 回 / 分にて 48 時間負荷した。本研に示す。CTSK の遺伝子発現は，コントロールに比較し究では，6% と 18% のメカニカルストレス負荷は RANK

48

周期的伸展力が破骨細胞分化に与える影響

図1

RAW 細胞におけるメカニカルストレス負荷が RANK（A）および LPA1（B）の遺伝子発現に与える影響
伸展率 6% または 18% のメカニカルストレスを 48 時間負荷後の遺伝子発現量を示す。n＝3，*p ＜ 0.05

図2

RAW 細胞におけるメカニカルストレス負荷が NFATc1（A），DC-STAMP（B）および OC-STAMP（C）の遺伝子発現に与える影響
伸展率 6% または 18% のメカニカルストレスを 48 時間負荷後の遺伝子発現量を示す。n＝3，*p ＜ 0.05

49

令和 4 年 6 月

日大歯学

図3

RAW 細胞におけるメカニカルストレス負荷が破骨細胞形成に与える影響
伸展率 6% または 18% のメカニカルストレスを 48 時間負荷後の TRAP 染色像（A），
破骨細胞数（B）および破骨細胞面積（C）を示す。
（bar＝100μm)*p ＜ 0.05，**p ＜ 0.01

図4

RAW 細胞におけるメカニカルストレス負荷が CTSK の遺伝子（A）およびタンパ
ク（B）発現に与える影響
伸展率 6% または 18% のメカニカルストレスを 48 時間負荷後の遺伝子およびタン
パク発現量を示す。n＝3，*p ＜ 0.05

50

第 96 巻第 1 号

周期的伸展力が破骨細胞分化に与える影響だけでなく NFATc1 の発現も抑制し，NFATc1 の発現

文抑制はより強いメカニカルストレス（伸展率 18%）で顕著であった。これら 2 つの研究において，NFATc1 の発現
底面の伸展率のみならず伸展サイクルの違いが関係していると考えられた。
破骨細胞が産生する骨基質分解酵素である CTSK は，
RANKL が RANK に結合後，NFATc1 が核内に移行することで発現が増加することが知られている 25,26）。本研
究では，CTSK の発現はコントロールと比較して，伸展率 6% と 18% のメカニカルストレスの負荷で発現低下が認められ，メカニカルストレスによって NFATc1 の発現が抑制された結果と矛盾するものでなかった。以上のように，本結果から，伸展力によるメカニカルストレス
は，破骨細胞の分化のみならず骨吸収機能を低下させる
ことが示唆された。

論

メカニカルストレスの強度の違いが破骨細胞分化に及ぼす影響を検討することを目的として，BioFlex plate 上の RAW 細胞にコントロール，6% または 18% のメカニ
カルストレスを周期的に負荷し，破骨細胞分化関連因子の発現と破骨細胞形成を調べた。その結果，以下の結論を得た。
1.

RANKL の受容体 RANK の発現は，コントロールに比べて伸展率 6% と 18% のメカニカルストレスの負荷で減少した。一方，LPA1 の発現はコントロールと伸展率 6% のメカニカルストレスの負荷に比べて伸展率 18% のメカニカルストレスの負荷で減少した。

2.

細胞融合を促進する NFTAc1，DC-STAMP および
OC-STAMP の発現は，コントロールに比べて伸展率 6% と 18% のメカニカルストレスの負荷で減少した。

3.

TRAP 陽性の多核の破骨細胞様細胞の数とその面積は，コントロールに比べて伸展率 6% と 18% のメカ
ニカルストレスの負荷で減少した。

4.

献1）Krishnan V, Davidovitch Z (2006) Cellular, molecular, andtissue-level reactions to orthodontic force. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 129, 469.e1-469.e32.
2）Wise GE, King GJ (2008) Mechanisms of tooth eruption
and orthodontic tooth movement. J Dent Res 87, 414-434.
3）M u r s h i d S (2017) T h e r o l e o f o s t e o c y t e s d u r i n gexperimental orthodontic tooth movement: A review.
Arch Oral Biol 73, 25-33.
4）Mitsui N, Suzuki N, Maeno M, Mayahara K, Yanagisawa
M, Otsuka K, Shimizu N (2005) Optimal compressive
force induces bone formation via increasing bonesialoprotein and prostaglandin E2 production
appropriately. Life Sci 77, 3168-3182.
5）Mitsui N, Suzuki N, Maeno M, Yanagisawa M, Koyama
Y, Otsuka K, Shimizu N (2006) Optimal compressive
force induces bone formation via increasing bonemorphogenetic proteins production and decreasing theirantagonists production by Saos-2 cells. Life Sci 78, 26972706.
6）Bhatt KA, Chang EI, Warren SM, Lin SE, Bastidas N,
Ghali S, Thibboneir A, Capla JM, McCarthy JG, Gurtner
G C (2007) U n i a x i a l m e c h a n i c a l s t r a i n : a n i n v i t r ocorrelate to distraction osteogenesis. J Surg Res 143,329-336.
7）F u s h i k i R , M a y a h a r a K , O g a w a M , T a k a h a s h i Y ,Karasawa Y, Tsurumachi N, Tamura T, Shimizu N(2015) High-magnitude mechanical strain inhibits thedifferentiation of bone-forming rat calvarial progenitor
cells. Connect Tissue Res 56, 336-341.
8）Takahashi Y, Mayahara K, Fushiki R, Matsuike R,
Shimizu N (2019) Effect of mechanical strain-induced
PGE 2 production on bone nodule formation by rat
calvarial progenitor cells. J Oral Sci 61, 25-29.
9）Miyamoto H, Suzuki T, Miyauchi Y, Iwasaki R, Kobayashi
T, Sato Y, Miyamoto K, Hoshi H, Hashimoto K, Yoshida
S, Hao W, Mori T, Kanagawa H, Katsuyama E, Fujie A,
Morioka H, Matsumoto M, Chiba K, Takeya M, Toyama
Y , M i y a m o t o T (2012) O s t e o c l a s t s t i m u l a t o r ytransmembrane protein and dendritic cell-specifictransmembrane protein cooperatively modulate cell-cellfusion to form osteoclasts and foreign body giant cells. J
Bone Miner Res 27, 1289-1297.
10）M i y a m o t o T ( 2 0 1 1 ) R e g u l a t o r s o f o s t e o c l a s tdifferentiation and cell-cell fusion. Keio J Med 60, 101105.
11）Kodama J, Kaito T (2020) Osteoclast multinucleation:
review of current literature. Int J Mol Sci 21, 5685.
12）Suda T, Takahashi N, Udagawa N, Jimi E, Gillespie MT,
Martin TJ (1999) Modulation of osteoclast differentiationand function by the new members of the tumor necrosis
factor receptor and ligand families. Endocr Rev 20, 345357.
13）Lee SK, Huang H, Lee SW, Kim KH, Kim KK, Kim HM,
Lee ZH, Kim HH (2004) Involvement of iNOS-dependent
NO production in the stimulation of osteoclast survivalに与える影響に違いがみられた理由には，BioFlex plate結

令和 4 年 6 月

骨基質分解酵素 CTSK の発現は，コントロールに比べて伸展率 6% と 18% のメカニカルストレスの負荷で減少した。

稿を終えるにあたり，多大なるご指導を賜りました日本大学歯学部歯科矯正学講座本吉満教授，馬谷原琴枝准教授に心より感謝
申し上げます。また，本研究を通じ多大なるご指導とご協力をいただきました日本大学歯学部衛生学講座川戸貴行教授を始め，日本大学歯学部衛生学講座の皆様に深く感謝申し上げます。
なお，本研究の一部は，日本大学歯学部総合歯科学研究費（B）
によって行われた。
本論文に関して，開示すべき利益相反はありません。

51

日大歯学

by TNF-α . Exp Cell Res 298, 359-368.
14）David M, Machuca-Gayet I, Kikuta J, Ottewell P, Mima
F, Leblanc R, Bonnelye E, Ribeiro J, Holen I, Vales RL,
Jurdic P, Chun J, Clézardin P, Ishii M, Peyruchaud O(2014) Lysophosphatidic acid receptor type 1 (LPA1)
plays a functional role in osteoclast differentiation andbone resorption activity. J Biol Chem 289, 6551-6564.
15）Suzuki N, Yoshimura Y, Deyama Y, Suzuki K, Kitagawa
Y (2008) Mechanical stress directly suppresses osteoclastdifferentiation in RAW264.7 cells. Int J Mol Med 21, 291296.
16）Kameyama S, Yoshimura Y, Kameyama T, Kikuiri T,
Matsuno M, Deyama Y, Suzuki K, Iida J (2012) Shortterm mechanical stress inhibits osteoclastogenesis via
suppression of DC-STAMP in RAW264.7 cells. Int J Mol
Med 31, 292-298.
17）Uemura K, Yoshimura Y, Minamikawa H Suzuki K, Iida J(2018) C o n t i n u o u s m e c h a n i c a l s t r e s s s u p p r e s s e sosteoclastogenesis in RAW264.7 cells. Hokkaido J Dent
Sci 38, 169-176.
18）K i m J H , K i m N (2014) R e g u l a t i o n o f N F A T c1 i nosteoclast differentiation. J Bone Metab 21, 233-241.
19）Maridas DE, Rendina-Ruedy E, Le PT, Rosen CJ (2018)
Isolation, culture, and differentiation of bone marrowstromal cells and osteoclast progenitors from mice. J Vis
Exp 131, 56750.
20）Xiong Q, Zhang L, Xin L, Gao Y, Peng Y, Tang P, Ge W
(2015) Proteomic study of different culture medium

第 96 巻第 1 号

serum volume fractions on RANKL-dependent RAW264.7
cells differentiating into osteoclasts. Proteome Sci 13, 16.
21）David M, Wannecq E, Descotes F, Jansen S, Deux B,
Ribeiro J, Serre CM, Grès S, Bendriss-Vermare N, Bollen
M, Saez S, Aoki J, Saulnier-Blache JS, Clézardin P,
Peyruchaud O (2010) Cancer cell expression of autotaxin
controls bone metastasis formation in mouse throughlysophosphatidic acid-dependent activation of osteoclasts.
PLoS One 5, e9741.
22）H w a n g Y S , M a G T , P a r k K K , C h u n g W Y (2014)
Lysophosphatidic acid stimulates osteoclast fusion
through OC-STAMP and P2 X7 receptor signaling. J
Bone Miner Metab 32, 110-122.
23）S h i b a t a K , Y o s h i m u r a Y , K i k u i r i T , H a s e g a w a T ,Taniguchi Y, Deyama Y, Suzuki K, Iida J (2011) Effectof the release from mechanical stress on
osteoclastogenesis in RAW264.7 cells. Int J Mol Med 28,
73-79.
24）Shimizu N, Ozawa Y, Yamaguchi M, Goseki T, Ohzeki
K, Abiko Y (1998) Induction of COX-2 expression bymechanical tension force in human periodontal ligament
cells. J Periodontol 69, 670-677.
25）Nakashima T, Takayanagi H (2011) New regulation
mechanisms of osteoclast differentiation. Ann NY Acad
Sci 124, e13-e18.
26）Xing L, Xiu Y, Boyce BF (2012) Osteoclast fusion andregulation by RANKL-dependent and independent
factors. World J Orthop 3, 212-222.

52