2002 年 1 月

GroupＩイントロンがコードするホーミングエンザイムのin vivo における認識 DNA 配列決定系の構築:ミトコンドリア cytb 遺伝子内に突然変異を持つ

Chlamydomonas 株の作成
修士論文
環境システムコース

黒川

さゆり

目

次

要旨

1

-

2

頁

序論

3

–

4

頁

材料と方法

4

–

14

頁

結果

14

-

16

頁

考察

16

-

20

頁

謝辞

20

頁

参考文献

21

-

22

頁

培地組成表

23

頁

[要
要旨]

単細胞緑藻 Chlamydomonas reinhardtii (C. reinhardtii) は、直鎖状で 15.8 kbpの藻類としては最小のミトコンドリアゲノムを持つ。 Chlamydomonas smithii (C.

smithii) は、ミトコンドリア上の apocytochrome b 遺伝子内にαと名付けられた、大きさが 1075 bp の groupＩイントロンを持ち、α-イントロン部分を除くとミトコ
ン ド リ ア の 塩 基 配 列 が 99.9 ％ 同 じ で あ る が 、 α - イ ン ト ロ ン を 持 た な い C.

reinhardtii と接合が可能である。そのα-イントロン内にはホーミングエンザイム
をコードする open reading frame が存在する。apocytochrome b mRNA がスプ
ライシングをされる前の未成熟な状態で転写・翻訳されると、α-イントロン内 ORF
がコードしているホーミングエンザイムが発現し、特異的な DNA 塩基配列を認識して、切断を行うものと考えられている。α-イントロンは、切断された遺伝子が修復される際に、イントロンを含む DNA 鎖が鋳型となる相同組み換えによって、自己増殖を行うと解釈できる現象が起こる。本研究では、ホーミングエンザイムの認識配列はどのようなもので、どの程度の曖昧さがあるのかを、in vivo で決定するための系を構築しようとするものである。現在 in vitro でホーミングエンザイムの認識配列を決定した報告はあるが in vivo においては１例も報告がない。また、in vitro における解析では、その反応条件が通常の細胞環境とは大きくずれたものであるため、生体内における認識配列とは異なる結果となる可能性がある。
これまでに多くの生物種についてミトコンドリアの形質転換が試みられてきた。その中で、C. reinhardtii の呼吸欠損株のみで、欠損している部分の DNA を外部から導入することで、呼吸能を回復させるという直接選択が可能である。本研究では、C.

reinhardtii を用いて、in vivo におけるホーミングエンザイムの認識配列を以下のような方法で決定することを目指すものである。(1) α-イントロン内ホーミングエン
ザイム認識配列は apocytochrome b 遺伝子内において、イントロン部位を中心とした 26 bp 以内の範囲だと予測されるので、認識配列と推定される部域に１箇所の突然変異を持ち、5’ 末端から NADH dehydrogenase subunit 4 遺伝子の一部を含
む DNA construct を作成する。(2) この DNA construct を C. reinhardtii 由来
でミトコンドリア apocytochrome b 遺伝子のほぼ全域を欠損している呼吸欠損株
である dum-16 のオス株 (mt-) に対し導入を行うことにより、予測認識配列内に突-1-

然変異を持つ呼吸能回復株を得る事が可能であると考えられる。(3) このようにして作成した C. reinhardtii の突然変異を持つ呼吸能回復株のオス株 (mt-) を、 C.

smithii のメス株 (mt+) と接合させて得られる、２倍体の栄養増殖細胞のミトコン
ドリアを解析する。2 倍体の細胞では、C. smithii、C. reinhardtii 双方のミトコン
ドリアゲノムが１つの細胞内に存在し、C. smithii α-イントロンのホーミングエン
ザイムが発現すると、C. reinhardtii の apocytochrome b 遺伝子内の認識配列を切断し、自らのコピーを侵入させる。呼吸能回復株と C. smithii における 2 倍体細胞ミトコンドリアを解析したとき、突然変異の導入により認識不可能な配列に変化した場合、α-イントロンの侵入が行われず、突然変異が導入されても認識可能な配列であれば、α-イントロンの挿入が起こる。本研究ではこれまでに、α-イントロン
がコードするホーミングエンザイムの、認識部位の中央だと予測される位置に、突然変 異 を 持 つ C. reinhardtii 株 の 作 出 に 成 功 し た 。 ま た 、 突 然 変 異 を 持 つ C.

reinhardtii 株とα-イントロンを持つ野生型 C. smithii を接合させて得られた接合子のみを、効率よく単離する手法を確立すると同時に、PCR 産物内の制限酵素多型を利用して、α-イントロンの侵入の有無を判定する系を構築した。

-2-

[序論]

イントロンには、スプライソゾームと呼ばれる RNA とタンパクの複合体によって切り出され、主として真核生物ゲノムのタンパク質をコードする遺伝子内に見いだされる型 (核型) の他に、主としてオルガネラのゲノム内で見いだされる groupⅠ (grp
Ⅰ)、groupⅡ (grpⅡ) の三種類が存在する。その中で grpⅠ イントロンは、1-2 kbpの大きさがあり、真正細菌のゲノム、真核生物のリボソーム RNA 遺伝子、オルガネ
ラのゲノムに存在する。また、grpⅠ、grpⅡ イントロンは内部にホーミングエンザ
イム (homing enzyme) と呼ばれる、15-20 塩基を認識する制限酵素をコードする
open reading frame (ORF) を持つ事が確認されている。grpⅠ イントロン内部の
ORF の塩基配列で分子系統樹を作成すると、系統的に遠い生物でも、同じ機能を持
つ遺伝子の相同な場所に挿入されているイントロンは、よく似た塩基配列を持ち、宿主の系統関係とは全く関係ない近縁関係を示す。このことは、grpⅠ イントロンが種を越えて転移できることを示している。 このような grpⅠ イントロンの種を越えた転移の機構として、イントロン内にコードされているホーミングエンザイムの関与が考えられる。このモデルとして、(1) 自然界で何らかの要因により、grpⅠイン
トロンを持つ種と持たない種の間で、一時的に異種間体細胞融合のような状態が引き起こされ、(2) 異種間のミトコンドリア間や葉緑体間の融合が起こると、grpⅠイン
トロン内のホーミングエンザイムにより、grpⅠイントロンを持たないミトコンドリ
アゲノム内の認識配列が切断される。 (3) イントロンは、切断されたミトコンドリ
アゲノムが修復される際に、相同組み換え活性によって、grpⅠイントロンを持たなかった遺伝子に、自らのコピーを侵入させる。 (4) その後、体細胞融合の状態が解消される。 (5) 異種間体細胞融合によって侵入したイントロンは、その後同種間の接合を通じて、急速に種内に広がって行く、という事が考えられる。

C. reinhardtii では葉緑体は母系 (メス) 遺伝 (Gillham, 1978; Grant et al.,1980)、ミトコンドリアは父系 (オス) 遺伝 (Boynton et al., 1987; Remacle et al.,
1990; Remacle and Matagne, 1993) することが知られている。接合後オス (mt-)
側の葉緑体遺伝子は、１時間以内の早い持期に消化され、その後核融合に続き互いの葉緑体も融合するが、すでに mt- 葉緑体の DNA は消失しているので、メス (mt+)
葉緑体 DNA のみが次世代に伝わる。ミトコンドリアでは、いつ mt+ のゲノムが消-3-化されるのかはっきりしていないものの、減数分裂期のかなり後期、 mt+ のミト
コンドリアが mt- のものと融合する以前に消化されていると考えられる。しかし例
外的に、接合子の 約 5 ％ は、減数分裂に入らず鞭毛を再生し、2ｎ (２倍体) の状
態で体細胞分裂を行い栄養増殖することが知られている。α-イントロンを持つ C.

smithii mt+ と (Colleaux et al., 1990)、α-イントロンを持たない C. reinhardtii
mt- で異種間接合を行い (Ryan et al., 1978)、生じた２倍体細胞のミトコンドリアを解析すると、mt+ 細胞のミトコンドリアの消化が遅れ（あるいは消化されず）、
本来は起こらないはずの mt+、mt- 両親細胞由来のミトコンドリアの融合が起こる。
このとき、α-イントロン内ホーミングエンザイムの働きと相同組み換え活性により、
α-イントロンを持たない C. reinhardtii mt- のミトコンドリアにα-イントロンが挿入されると解釈される現象が起こる。さらにこの現象は、プロトプラスト化した体細胞を融合をさせる事により作成した、人為的な 2 倍体細胞においても起こり、この場合でも高い確率でα-イントロンの感染が起こる事が報告されている。このように grpⅠイントロンが水平伝搬できる範囲は、そのホーミングエンザイムの認識配列によって決定される可能性が高い。
grpⅠイントロンがコードするホーミングエンザイムを、大腸菌内で発現させて粗精製し、基質 DNA を in vitro において切断させる事により、認識配列の解析を行った例は報告されているが (Marshall and Claude, 1992; Aagaard et al., 1997)、

in vivo での実験報告はない。 α-イントロン内ホーミングエンザイムに関しても、invitro での実験において、野生型 C. reinhardtii の apocytochrome b (cytb) 遺伝
子の内部を一カ所切断できるとの報告があるのみである (Ma et al., 1992)。

[材料と方法]Ch la m y do mo na s の 株
野生型株である C. smithii mt+ (cc-1373) 及び C. reinhardtii mt- (cc-124) はChlamydomonas Genetic Center (c/o Dr. Elizabeth Harris, Department of
Botany, Duke University, Durham, NC 27706, USA) から譲り受けたもので、C.

reinhardtii mt- の呼吸能欠損株である dum-1 、 dum-14 及び dum-16 は、 C.
Remacle と R. F. Matagne(Univercity of Liege, Belgium) 両博士から分与され-4-たものである。

C. r ein har dti i の cytb 遺伝子を含む形質転換用 DNA con st ruct の作成
呼吸能欠損株を形質転換すると同時に、cytb 部に 1 箇所の突然変異を導入するための形質転換用 DNA construct は、大濱らにより作成されたミトコンドリアゲノムの 5’ 末端から NADH dehydrogenase subunit４ (nd4) 遺伝子に至るまでの 1.8
kb を含む DNA construct (C.c-p1.8) を基にして、突然変異を導入したプライマーを用いた polymerase chain reaction (PCR) により、目的とする突然変異を cytb
内に導入して作成した。呼吸能欠損株 dum-16 に導入する DNA construct のcytb 遺伝子内に含ませる１箇所の突然変異は、アミノ酸に変化が起こらないよう、コドンの 3 番目を野生型以外の 3 種類の塩基に変更した (表 1)。最初に exon1 側の2 箇所に 3 種類づつ合計 6 種類の突然変異を以下の方法で導入した。まず、ミトコン
ドリアゲノム 5’ 末端から突然変異部分を含み、最後部が nd4 遺伝子の 3’末端付近
までの約 1.8 kbp の大きさのもの (図 1) を作成した。これは 1 回の PCR で合成するのは不可能なため、ミトコンドリアゲノム 5’ 末端から突然変異部位までの前半と、突然変異部分から nd4 遺伝子の 3’ 末端付近までの後半に分けて合成した (図 2)。
DNA construct の 5’ 側である前半部分は、C. reinhardtii のミトコンドリアゲノ
ムの 5’ 末端から 1.8

kbp までの部分を、pT7Blue-2T-Vector (Novagen) に導入した環状 DNA である C.c-p1.8 (Ohama 投稿準備中) を鋳型 DNA とし、ミトコ
ン ド リ ア ゲ ノ ム の

5’

末 端 に 正 方 向 プ ラ イ マ ー[5’-

ACTACGCATGCCTAAGTGCGCAAACAGTAT-3’] 、 突然 変異 部 分に 逆方 向プ ラ
イ マ ー

[(a)

5’-GGTTATGTACTACC ※ TGGGGCCAAATG-3’,

(b)

5’-

CTACCATGGGG ※ CAAATGTCTTTCTGG-3’ ; ※ は 突 然 変 異 挿 入 部 位 ] 、 DNA
construct の 3’ 側である後半部分も同様に、C.c-p1.8 を鋳型 DNA とし、突然変
異 部 分 に 正 方 向 プラ イ マ ー [(a)5’-CATTTGGCCCCA ※ GGTAGTACATAACC-3’,(b)5’-CCAGAAAGACATTTG※CCCCATGGTAG-3’]、 nd4 遺伝子 3’ 末端付近である

1.8 kb DNA construcrt の 3’ 末 端 に 逆 方 向 プ ラ イ マ ー[5’-

GGTCCTGCCGACGTTACTCGTACTGAGTTCCATACTGTCCTACCA-3’] を 設 定
し、反応液 50 μｌ、プライマー各 0.4 μM、鋳型 DNA 0.03 μg、 プログラム [アニーリング温度 55 ℃、伸長時間 前半 1 分、後半 30 秒、サイクル数 30] で、PCR-5-を行った (DNA 増幅器 SANYO, ExTaqTM Takara以降同様)。 これらの産物は0.8 % アガロースゲルを用いて電気泳動後、GenEluteTMMinus EtBr Spin Columns(SIGMA) を用い、遠心する事で DNA を抽出した。 その後、前半部分と後半部分の産物で、対応する突然変異を持つもの各 １ μｌ づつを混合したものを鋳型 DNA とし、プライマーは前半部分の合成に用いた正方向プライマーと、後半部分の合成に用いた逆方向プライマーで、濃度・使用量は同様、反応液量も先と同様、プログラム [アニーリング温度 55 ℃、伸長時間 1 分３０秒、サイクル数 30] の PCR で前半部
分後半部分を貼り付けることにより、１箇所の突然変異を持ち、全長が 1.8 kbp の形質転換用 DNA construct とした。続いて、exon2 側にも exon1 側と同様に、コドンの 3 番目のみに突然変異を導入するべきであるが、1 箇所の突然変異ではアミノ酸が全く違うものに変化する配列 (Gln→His) があるため、その配列部分にはコドンの１番目と３番目の２箇所に突然変異を導入し、類似のアミノ酸に変化させたもの(Gln→Asn) を形質転換用 DNA construct とした (表 1)。 この時、dum-16 に対して DNA construct を導入する際、1.8 kbp の DNA construct よりも dum-16のミトコンドリアと相同な塩基配列を多く持つよう、3’ 末端を nd4 遺伝子の 5’ 末端付近まで延長し、全長 約 3.0 kbp の DNA construct とした。しかし、exon2 側に突然変異を持つ 3.0 kbp DNA construct はサイズが大きく、クローニングする際に、作成した DNA construct とベクターの連結 (ライゲーション) 効率が著しく悪化したため、制限酵素 EcoRΙの認識配列を DNA construct の 5’ 及び 3’ 末端に付 加し 、 ベク タ ーの EcoR Ι サイ トに ク ロー ニ ング し た。 PCR に よ る DNA
construct の合成は、1.8 kbp と同様に、5’ 側である前半部分と 3’ 側である後半部分に分けて行った。前半部分は、C.c-1.8 を鋳型 DNA、ミトコンドリアゲノム 5’
末端に正方向プライマー [5’-ACTACGCATGCCTAAGTGCGCAAACAGTAT-3’]、
突 然 変異部 分に逆方 向プラ イマー[(c) 5’-CTACCATGGGGC ※ A ※ATGTCTTTCTGG-3’, (d) 5’-GGCCAAATGTC※TTCTGGGGTGCT-3’]、後半部分
は全長を 3.0 kbp とするため、C. reinhardtii ミトコンドリア全 DNA (Ohama 投
稿準備中) を鋳型 DNA、突然変異部に正方向プライマー [(c) 5’-CCAGAAAGACAT※ T ※ GCCCCATGGTAG-3’, (d) 5’-AGCACCCCAGAA ※ GACATTTGGCC-3’] 、

nd4

遺 伝 子

5’

末 端 付 近 に 逆 方 向 プ ラ イ マ ー[5’-

GCGTTGGTAATTTGCGTGCTTAAACGT-3’] を設定し、反応液 50 μｌ、各プラ-6-

イマー 0.4 μM、鋳型 DNA 0.03 μg、プログラム [アニーリング温度 55 ℃、伸長時間 2 分、サイクル数 30] の PCR を行った。産物を exon1 側と同様に精製し、前半部分と後半部分の産物で対応する突然変異を持つもの 各 １ μｌ づつを混合し、前半後半部分を張り付ける PCR の鋳型 DNA とした。この時、ミトコンドリアゲノ
ム 5’ 末 端 にEcoR Ι

認 識 配 列 を 付 加 し た 正 方 向 プ ラ イ マ ー [5’-TGGAATTCACTACGCATGCCTAAGTGCGCA-3’]、nd4 遺伝子 5’ 末端付近にも、前半後半部分を張り付けた産物が、後半部分の逆方向プライマー部分から約 200 bp
短 く な る よ う 内 側 に 、 EcoR Ι 認 識 配 列 を 付 加 し た 逆 方 向 プ ラ イ マ ー [5’GCGAATTCGATTCCAGAGGCCCATTATCAT-3’] を設定し、反応液 50 μｌ、各プライマー 0.4 μM、鋳型 DNA 0.03 μg、プログラム [アニーリング温度 55 ℃、伸長時間 2 分 30 秒、サイクル数 30] の PCR を行った。これにより、全長約 3.0kbp
で、5’ と 3’ 両末端に EcoR Ι 認識配列を付加した DNA 断片を合成した。 産物
QIAquick PCR purification Kit (QIAGEN)
は、
両端に EcoRΙ 認識配列を持つので、で精製した後、制限酵素 EcoRΙ (Takara) 50 ユニット で一晩処理し、3.0 kbp DNA
construct とした。

cytb 遺 伝 子 内 に 突 然 変 異 が 導 入 さ れ た 形 質 転 換 用 DNA con st ruct の ク ローニング
合成した exon1 側に変異を持つ 1.8 kbp DNA construct は、TA クローニング
で pT7blue T-Vector (Novagen) に、exon2 側にへ変異を持つ 3.0 kbp DNA
construct はあらかじめベクター両端に EcoR Ι 認識配列を持った、ライゲーショ
ン用処理済み pUC118 EcoRΙ/BAP Vector (Takara) に、それぞれ DNA Ligation
System DNA Ligation Kit Ver.2 (Takara) を用いライゲーションを行った。その後、
大 腸 菌 Competent Cell (DH5 α

COMPETENT high Competent Cell Kit:

TOYOBO) に導入しクローニングを行った。DNA construct を導入した大腸菌は、
LB 液 体 培 地 (Sambrook and Russell, 2001(a)) に 抗 生 物 質 ア ン ピ シ リ ン(amp)(Sambrook and Russell, 2001(b); Harris E.H., 1989) を、最終濃度が 100 μg/ml となるよう加えたもの (LB+amp 培地, 培地(1))に、さらに X-gal と IPTG を
加 え た 培 地 で ( 培 地 (2)) 、 blue-white セ レ ク シ ョ ン (Sambrook and Russell,
2001(c)) を行い、DNA construct が導入されている大腸菌コロニーを選択した。選-7-

択したコロニーを LB+amp 培地 １ ml で１晩培養し、QIAprep Spin Miniprep Kit(QIAGEN) で DNA を抽出した。抽出した DNA construct は、意図した突然変異が導入されているかを確認するために塩基配列の決定を行った。 塩基配列の決定は、ミトコンドリアゲノムの正方向と逆方向両側から決定し正確なデータを得るため、正方向プライマー[5’-GTTAGTACTACCGTATTGGTGCAAG-3’] と逆方向プライマ
ー [5’-CCACGTGAGATCGTCTGGATCAGT-3’] を そ れ ぞ れ 設 定 し 、 CyTM5
Thermo SequenceTM Dye Termination Kit 、ALF expressⅡ DNA Sequencer(Amersham Pharmacia Biotech以降同様) を用いて行った。意図した突然変異を持つ DNA construct が導入されていることが確認ができた大腸菌は、LB+amp 培
地 50 ml において約１晩で大量培養する。培養した大腸菌から、Plasmid Mini
Purification Kit (QIAGEN) を用いて抽出された、全 12 種類の DNA construct を、

cytb 遺伝子欠損を持つ C. reinhardtii の形質転換に用いた。

培養条件
野生株の C. smithii、C. reinhardtii と、呼吸能欠損株 dum-1、dum-14、dum-16
株は総て、液体 TAP 培地 (Tris-Acetate-Phosphate, 培地 (3)) に、大腸菌の汚染を防ぐため、抗生物質のアンピシリンを 100 μg/ml (培地 (2)) を添加した培地(TAP+amp) で、明所 25 ℃で静置もしくは振とう培養を行った。形質転換を行う場
合、dum-16 (mt-) 株を同様の培地、明所 25 ℃で振とう培養し、対数増殖期 に達した細胞 (2-4×106 cells/ml) 5-7

ml を、ナイロンフィルター HybondTM-N+(Amersham Pharmacia Biotech) 表面に、細胞が直径 6 cm の円形に１層程度に薄く広がるよう吸引濾過を行い集めた。細胞を集めたフィルターは、TAP+amp 培地に最終濃度が 1 ％ になるように寒天を加えてプレートにした培地 (TAP+amp-1％
寒天) に乗せ、形質転換用プレートとした。

形質転換
ミ ト コ ン ド リ アの 形 質 転 換 は PDS-1000/He particle delivery-system (BioRad) を用いたパーティクルガン法により行った。基本的には、Randolph-Anderson,
B.L. et al. (1993) の方法に従い、以下のように改変したものである。直径が 600 nm(Bio-Rad catalogue # 165-2262) 金粒子をエタノールと滅菌水で洗浄し、50 ％グ-8-リセロールを加え最終濃度を 60 mg/ml の懸濁液としたもの 25 μl と、直径が 100
nm の金粒子コロイド液 (GC 100, British Biocell International) 1 ml を遠心し、上清を取り除いた後 50 ％グリセロール 25 μl を加え懸濁液としたものを混合して使用した。この 2 種類の直径の混合金粒子に、形質転換用 DNA construct 5 μg と、2.5 M、CaCl2 50 μl、0.1 M スペルミジン 20 μl を加えることで、DNA を金粒子に沈着させた。25 mm Hg で減圧にしたパーティクルガン装置内で、DNA を沈着させた金粒子を、1100 pounds per square inch (psi) の圧力の He ガスを吹きつける事で、 dum-16 株を集めた形質転換用プレート上に発射した。飛ばされた金粒子が細胞を貫通する際に、DNA construct が細胞中及びミトコンドリア内に導入される。

形質転換体の選抜方法

dum-16 株は、呼吸能を欠損しているため、光があれば光合成により生育可能であるが、暗所では生育不可能である。しかし、cytb 遺伝子を含む外来 DNA が導入され、ミトコンドリアゲノム間で相同組み換えを起こした細胞は、呼吸能を回復しているため暗所でも酢酸を炭素源として生育可能である。そこで、パーティクルガンでDNA を導入したプレートを暗所で培養すれば、呼吸能を回復した株のみコロニーを形成するはずであり、選抜が可能となる。しかし、常に暗所で生育させると、DNA が導入されず呼吸能を回復していない dum-16 株のみではなく、導入されて呼吸能を回復した株の生育もかなり遅くなり、互いの成長速度に差がつくまでに長時間必要となる。そこで、１日数時間光を与え、(25 ℃ で 2 時間明所、22 時間暗所のサイクル) 呼吸能回復株の成長を促進し、成長速度のコントラストをはっきりさせた。出現した呼吸能回復株のコロニーを、爪楊枝で TAP+amp 液体培地に移し、25 ℃ 明所
で培養を行うことで、形質転換体を選抜した。

形質転換の確認
形質転換体の選抜後、液体 TAP+amp 培地で培養した呼吸能回復株が、cytb 遺伝
子内に突然変異を保持しているかの確認を、塩基配列の決定により行った。まず呼吸能回復株の培養液 1 ml を遠心して細胞を集め、DNeasy Plant Mini Kit (QIAGEN)
で 全 DNA を抽出した。その後、ミトコンドリアの突然変異部分を含む部域約 2.5-9-kbp を、ミトコンドリアゲノムの 5’ 末端から 200 bp の部分に、正方向プライマー[ 5’-CGTGTAGCTAGTCTTGCCCTGG-3’]、nd4 遺伝子 5’ 末端から約 400 bp 下流の部分に逆方向プライマー [5’-CTTGTTGATTGGCCGTGCTCCTTACGG-3’] を設定し、反応液 50 μｌ、プライマー 0.4 μM、鋳型 DNA として呼吸能回復株から抽出した 未分画全 DNA 各 2 μｌ、 プログラム [アニーリング温度 55 ℃、伸長時間 2 分、サイクル数 40] の PCR により増幅させた。産物は 0.8 ％ アガロー
スゲル電気泳動後、目的とする DNA 断片を GenEluteTMMinus EtBr Spin Columns(SIGMA) を用 い精製した 。この方法 では DNA 回 収率が低く 濃度が低い ため、
MICROCON Centrifugal Filter Devices YM-30 (分画分子量 10,000 MILLIPORE)を用い、2 倍まで遠心濃縮を行った。その後、クローニングを行った時と同様のプライマーを用いて DNA の塩基配列の決定を行い、呼吸能回復株が意図した突然変異を持っているか確認を行った。

接合
接合を行うために、親株である C. smithii mt+ (cc-1373) と、dum-16 mt- から作成した突然変異を持つ呼吸能回復株を、それぞれ TAP+amp 液体培地で飽和近くまで振とう培養した。それらの親株を、空気が入るようキャップにあそびがある 14
ml のチューブ (FALCON, BECTON DICKINSON) にそれぞれ 1.6

ml づつ取り、

Mating TAP (通常の TAP 培地の NH4Cl を除き、それと等量の KCl を加えた培地:
Saito et al., 2000 (a)) +amp 4.8 ml を加え合計 8 ml とし、25 ℃ 明所で 3 日-5日間静置し、接合させた。接合子は密集し膜を作るので、生じた接合膜を爪楊枝です
くい取り、スクリューキャップの 1.5 ml チューブに通常の液体 TAP+amp 培地 1
ml を入れたものに移し、アルミホイルで包むことで暗所とし、25 ℃ で 5-7 日間
静置して接合子を成熟させた。その後、接合膜は TAP+amp-1％ 寒天プレート培地に移し、25 ℃ 明所に移して数時間で、接合子の膜内に 4 つの F1 細胞が生じていることが確認できる。

F1 細胞の分離
明所に移した数時間後に、ミトコンドリアの解析のため接合子の膜がはじけ、F1 細胞が泳ぎだす前に、接合子を自作のガラス針を用いて、1 細胞ずつ分離する事が必要- 10 -

である。そこで、スライドガラスの上に TAP+amp-1％寒天培地を薄く撒き、プレ
パラート用のものを作成した (図 3)。 暗所に移しておいた接合膜を、少量爪楊枝またはピペットですくい取り、液体 TAP+amp 培地 30 μl 中になるべく膜が細かくほぐれるように懸濁し、作成したプレパラートの中央に、線を引くようにまいた。プ
レパラートを、数時間から 1 晩、暗所もしくは 2-3 時間だけ光を当てた後暗所に移し静置する。その後プレパラートを光学顕微鏡で観察しながら、ガラス針を用いて接合子を 1 細胞づつ動かし、周辺に他の細胞が確認できない場所まで運び、その細胞が接合子であることを顕微鏡で観察して確認した。確認ができたら、細胞付近の寒天部分をガラス針で切り取り、通常の TAP+amp-1％寒天 プレートに移して、明所で7-10 日間程度培養し、F1 細胞がコロニーを形成するのを待った。

cytb に 突 然変 異 を 持 つ C. r ein har dti i と C. s mith ii の 接 合 によ る 接 合 子の発芽率解析

cytb 遺伝子に突然変異を持つ各呼吸能回復株と野生株の C. smithii の接合子と、コントロール用に野生株の C. reinhardtii と C. smithii 接合子から、各接合日毎に１０個程度の接合子を分離し、通常の TAP+amp-1％ 寒天プレート上、25 ℃、明所で培養を続け、接合子を減数分裂、体細胞分裂をさた。それぞれのプレート上にコロニーが形成された後、接合した日毎に分離できた接合子の数と、その中で発芽した数を記録する。

ミトコンドリアの解析
F1 細胞のミトコンドリアが、オスである C. reinhardtii のミトコンドリアを受け継いでいるのか、そしてそこにα-イントロンの侵入は起こっているのかを解析するため、接合子が発芽し生じたコロニーから、細胞を爪楊枝で拾い、スクリューキャップの 1.5 ml チューブ内、1 ml の液体 TAP+amp 培地で培養した。数日で DNAを抽出するために十分な細胞量まで増えるので、細胞を遠心して回収した。全 DNAの回収は DNeasy Plant Mini Kit (QIAGEN) とガラスビーズを併用した。まず、回収した細胞に直径が 0.3-0.5 mm のガラスビーズ (ポリサイエンス社) を、その細胞体積の 3 倍程度の量を加え、ビーズが自由に動き細胞を粉砕できるよう、 DNeasy
Plant Mini Kit の RNase とタンパク変成材のみ少量加え、2-3 分 vortex して細- 11 -

胞を破砕するが、破砕率の確認のため、一部細胞の入った液を顕微鏡観察し、３割程
度 の 細 胞 が 破 砕 さ れ て い る と こ ろ で 止 め た 。 そ の 後 、 DNeasy Plant Mini Kit(QIAGEN) を用いて全 DNA を抽出した。
各呼吸能回復株と C. smithii (cc-1373) の接合により得られた成熟接合子より抽出した全 DNA を鋳型とし、まず (1) α-イン
トロ ン内部に 正方向 プライマ ー [5’-TAGGAGCAATCCAACAGCGAT-3’] そ して

nd4 遺伝子と NADH dehydrogenase subunit 5 (nd5) 遺伝子の間に逆方向プライ
マー [5’-GCCTAGGCACTCAATAGTGGTG-3’] を設定したもの、そして (2)α-イントロンを挟むよう、cytb 遺伝子のα-イントロンより下流の exon2 側に正方向
プライマー [5’-GTTAGTACTACCGTATTGGTGCAAG-3’] そして nd4 遺伝子と

nd5 遺伝子の間に逆方向プライマー [(1)と同様] を設定したものの 2 種類を、反応液 50 μｌ、プライマー各 0.2 μM、 鋳型 DNA 各 2 μｌ、プログラム [アニー
リング温度 48 ℃、伸長時間 2 分、サイクル数 30] の PCR を行い増幅させた。この時、α-イントロンがミトコンドリアの融合後も侵入をしていなければ、(1) は増
幅せず (2) でα-イントロンが入っていない長さの産物が得られる。もし侵入していれば、(1) 及び (2) が共に増幅し、(2) はα-イントロンが入った長さの産物が得られる、ただしα-イントロンには立体構造があり、それが妨げとなって PCR 産物の増幅が弱いことがあるため、主に (1) の結果により判断を行った。このような PCRを、突然変異を持つ呼吸能回復株を接合させ得られた F1 細胞のコロニーから、各突然変異毎に 6 個づつ採取して行った。

制限酵素消化パターンによるα-イントロン転移の有無の確認
接合後のミトコンドリアを PCR によって解析し、α-イントロンの存在が認められた場合、そのミトコンドリアが何らかの要因で C. smithii のものが残ってしまったのではなく、確実に C. reinhardtii のミトコンドリアにα-イントロンが侵入したものだと証明するため制限酵素で消化し、切断パターンの違いを利用した。C. smithiiと C. reinhardtii ではミトコンドリア DNA 塩基配列は 99.9 ％ 等しいが、 C.

smithii のミトコンドリアのみに存在し、C. reinhardtii には存在しない制限酵素認
識配列がある。それらは、α-イントロン侵入部から cytb 遺伝子の 3’ 末端方向 約500 bp の部分に NheⅠ、nd4 遺伝子の 5’ 末端から 3’ 末端方向約 400 bp の部
分に NcoⅠ、 cytochrome c oxidase subunit 1 (cox1) 遺伝子の 3’ 末端から 5’ 末
- 12 -

端方向約 500 bp の部分に XbaⅠ、cox1 遺伝子の 3’ 末端から 5’ 末端方向約 250
bp の部分に Hpa Ⅰ という４箇所である (図 4)。今回はこれらの中から、Nco Ⅰ、

XbaⅠ、Hpa Ⅰ の三箇所を用いた。まず、cytb 遺伝子内に突然変異を持つ呼吸能回
復株と C. smithii の接合により得られた成熟接合子から抽出した全 DNA を鋳型とした PCR を行い、制限酵素で処理を行うための DNA 断片を増幅させた。α-イントロンが侵入している事を確実に示すため、正方向プライマーはα-イントロンの 5’ 末端付近に設定 [5’-TAGGAGCAATCCAACAGCGAT-3’] し、１種類の PCR 産物で
3 種 類の 制 限 酵 素に よ る 処 理の パ タ ー ンを 解 析 する た め 、 逆方 向 プ ラ イマ ー をNADH dehydrogenase subunit 2 (nd2) 遺 伝 子 の 5’ 末 端 付 近 に 設 定 [5’CGGATGTGGATGTGGGCCAAAGACACATTGCGCAAA-3’] する。反 応液 50 μｌ、プライマー各 0.2 μM、鋳型 DNA 各 １ μｌ、プログラム [アニーリング温度 52 ℃、 伸長時間 3 分、サイクル数 30] の PCR を行い、約 6.5 kbp の DNA 断片の合成を行った。この時、コントロールに野生株 C. smithii (cc-1373 mt+) と C.

reinhardtii (cc-124 mt-) からも同様に全 DNA を抽出し、同様の PCR で DNA 断片を合成した (C. reinhardtii についてはα-イントロンを持たないため、α-イント
ロ ン と ほ ぼ 同 じ 場 所 に 、 C.

reinhardtii

ACGGTAGCACCCCAGAAAGACATTTG-3’

用 プ ラ イ マ ー

5’-を設定した)。その後、産物をQIAquick PCR Purification Kit (250) で精製し、制限酵素 Nco Ⅰ、 Xba Ⅰ、 Hpa
Ⅰ (総て Takara) それぞれ 10 ユニットづつで 5 時間処理を行い、切断パターンの解析を行った。

呼吸能欠損株の遺伝子欠損領域の決定
呼吸能欠損株 dum-16 と、同様に cytb 遺伝子に欠損を持つと報告されている突然変異株である dum-1 の、cytb 遺伝子の欠損領域を明確にするため、両者を 1.5
ml チューブ、 TAP+amp 液体培地にて培養し、全 DNA を DNeasy Plant Mini Kit(QIAGEN) により抽出した。抽出した全 DNA を鋳型 DNA とし、(1) cytb 遺伝
子 5’ 末端付近に １ 箇所、(2)-(6) nd4 遺伝子 3’ 末端から 5’ 末端方向約 300 bpの部分から約 200 bp 毎に 5 箇所、合計 6 箇所に正方向プライマー [(1) 5’GAGTTGGGTAGGCTACCAAATGAGTGTTTAGTACAC-3’, (2) 5’-GTAAACAAGAAGAACAAAGTG-3’, (3) 5’-GACATGTGAGCAATACTAGAG-3’, (4) 5’- 13 -

CTAGCAATACACTACCAGCAG-3’, (5) 5’-ACCAAAGAACCGGCCATAGTG-3’,(6) 5’-CGCAGCAACATCATGCAAATA-3’] 、nd5 遺伝子 3’ 末端付近に逆方向プ
ライマー [5’-ACCATGGGGCGTTAAAACTCTACC-3’] を設定し、反応液 5 μl、
鋳型 DNA として抽出した全 DNA 各 1 μl、プライマー 各 0.2 μM、プログラム[アニーリング温度 38 ℃、伸長時間 1 分、25 サイクル]、の PCR で DNA が増幅されるか否かで正方向のプライマー部分の遺伝子を保持しているのか、どの程度まで dum-1、dum-16 のミトコンドリア遺伝子の欠損が進んでいるのか調査した。

[結果]

cytb 遺伝子内に突然変異を持つ呼吸回復株の作出
exon1 側に突然変異を持つ 1.8 kbp の DNA construct 6 種類に続いて、exon2
側に突然変異を持つ 3.0 kbp DNA construct 6 種類、合計 12 種類を作成し、それが意図した以外の突然変異を持たないことを、DNA の塩基配列を決定することで確認した。その後総ての DNA construct を dum-16 (mt-) へ、パーティクルガンを用いてそれぞれ 3 回づつ導入を試みた。3 回の導入実験の内、1 回は大腸菌の汚染により全くコロニーが得られなかったが、最終的には 7 種類の突然変異を持つ呼吸能回復株のコロニーを得た (図 5、表 2)。しかし、2 箇所の突然変異を持ち、アミノ酸変化を伴う 2 種類の DNA construct を導入した株 ( CAA (Gln)→AAT (Asn)、
CAA (Gln)→AAC (Asn) ) と、アミノ酸変化を伴わない 1 塩基突然変異を導入した
DNA construct を導入した株 ( GGC→GGT、 TCT→TCA、 CCA→CCG ) にお
いては、形質転換体が得られていない。

接合作出できた 1 塩基の突然変異を持つ呼吸能回復株 (mt-) 総てと、コントロール用の野生株 C. reinhardtii (cc-124、mt-)と、接合させる野生株 C. smithii (cc-1373、
mt+) を、通常の液体 TAP+amp 培地で培養し、定常期まで増殖した細胞を、20倍、40 倍、100 倍の 3 段階に希釈して、さらに振とう培養を開始した。細胞の観察を行いながら、mt-、mt+ 双方が良く分裂し、泳いでいる状態となった時から飽和直前の状態まで様々な細胞状態の時期に、培地から窒素源を抜く事で、配偶子への誘- 14 -

導が行えるため、通常の液体 TAP 培地から窒素源を除いた培地 Mating TAP で接合を行った。先にコロニーが得られた 6 種類の呼吸能回復株では 7 回、後で採取した １ 種類については 3 回、野生株 C. reinhardtii (コントロール実験) では 2 回
づつ、野生株 C. smithii と接合を行ったところ、飽和直前まで増殖し良く泳いでいる細胞同士を混合すると、最も高い接合率を示した。C. reinhardtii の接合率は通常全体の 5 ％ 程度だが、接合子は細胞同士が集まり、膜状となって液表面に浮いてくるため、容易にすくい取ることが可能であった。特に、コントロールに行った野生株の C. smithii と C. reinhardtii の接合では接合率が高く、しっかりと接合膜を作った。しかし、呼吸能回復株では接合率が明らかに低く、膜にならないものが殆どであった。この場合接合子は、培地の表面に薄い層となって浮いてくる、もしくは液面付近のチューブ壁面に張り付いた。ピペットで水面を薄く取る、壁面を掻き取るという方法で接合子を採取し、7 種類の呼吸能回復株総てについて栄養増殖期細胞を含まない接合子の分離に成功した。

cytb に 突 然変 異 を 持 つ C. r ein har dti i と C. s mith ii の 接 合 によ る 接 合 子の発芽率解析
まず 2 培体ではなく、通常の接合子の解析を行うため、1 塩基の突然変異を持つ呼吸能回復株と野生株の C. reinhardtii を C. smithii と接合させ、その後発芽させた。
各親株の組み合わせで、各接合日ごとに 10 個程度の接合子を分離し、TAP+amp1％寒天プレート上、25 ℃、明所で培養を続けることで、接合子を減数分裂させ体細胞分裂させたが、コロニーを形成しない接合子が各プレートにおいて 約 50 ％ 存
在した (表 3)。

cytb に 突 然 変 異を 持 つ C. r ein har dti i と C. s mith ii の 接 合に よ り 得 ら れた F1 細胞のミトコンドリアの解析
コロニーを形成した接合子から、7 種類の各呼吸能回復株毎に 6 個づつ合計 42個のコロニーを任意に選び、爪楊枝で液体 TAP+amp 培地に移して培養した後、全DNA を抽出し、PCR によってα-イントロンの転移の有無の確認を行った。7 種類の呼吸能回復株の中で 6 種類は予測通り、α-イントロン内のプライマーで DNA の増幅は見られなかったため、α-イントロンの侵入はなく、ミトコンドリアは父系遺- 15 -

伝であることの確認ができた。しかし、(b)-G 変異を持つ １ 種類の呼吸能回復株の接合子から得られた １つのコロニーの PCR 結果から、α-イントロンの増幅が確認された (図６)。その 1 つのコロニーについては制限酵素切断パターンにより、ミトコンドリアが C. smithii、 C. reinhardtii どちらの由来であるか確認を行ったが、総ての制限酵素サイトで切断が起こり、C. smithii

由来のミトコンドリアであると予測される結果となった (図 7)。

呼吸能欠損株における cytb 及び nd 4 遺伝子の欠損領域

dum-16 及び dum-1 株について cytb 遺伝子がどこまで欠損しているのか調査を行った。最初に cytb 遺伝子内と nd4 遺伝子内にプライマーを設定した PCR を行いその増幅を観察したが、非常に増幅が弱い、もしくは増えないという結果が確認された (データ未掲載)。これにより、cytb 遺伝子にとどまらず nd4 内にまで遺伝子の欠損領域が拡大している可能性が考えられた。
続いてより詳しい解析を行うため、

cytb 遺伝子の 5’ 末端付近に１箇所、nd4遺伝子の 3’ 末端付近から 5’ 末端方向に向けて 200 bp 毎に 5 箇所の合計 6 箇所と、nd5 遺伝子の 3’ 末端付近の間でPCR を行った。その結果、分子量が大きくなるほど産物は減少しており、中でも

dum-1 においては cytb 遺伝子内の正方向プライマーのものは、ほとんど産物が見られなかった (図 8)。

[考察]

cytb 遺伝子欠損株
dum-16 株は、ミトコンドリア内の cytb 遺伝子をほぼ全域欠損していると報告されているが (Matagne et al., 1989)、その欠損範囲の詳細は不明で、次第に広がっていると言われている。さらに、ミトコンドリアゲノムの 5’ 末端部分を欠いていることから、非常に不安定な細胞で、通常の培養条件でも成長が突然遅くなる、死に至るなどの変化が起こりやすい株である。もし、cytb 遺伝子を全域欠損し nd4 遺伝子まで欠損領域が広がっているとすれば、現在導入している DNA construct は nd4
遺伝子の一部しか持たないため、換えを起こす時に相同な配列部分が少なく、形質転換効率を下げる原因となる。そこで形質転換効率を向上させるためにも、cytb 遺伝- 16 -

子及び nd4 遺伝子をどこまで保持しているのかより詳しく調査する事が必要あった。

dum-1、dum-16 株の cytb 及び nd4 遺伝子の欠損領域調査の PCR におけるDNA 増幅程度を観察する事で、どの程度まで dum-1、dum-16 株のミトコンド
リア遺伝子の欠損が進んでいるのかが確認できた。この PCR 反応では、それぞれの産物は長さが 200 bp 程度の差で 550-1700 bp の間にあり、nd4 遺伝子にまで欠損が進んでいなければ、産物の収量に差はさほど現れないものと予測された。さらに、電気泳動で等量の産物 (分子数) を流した場合、分子量が大きいほどはっきりとバンドが現れるはずであった。ところが分子量が大きくなるほど、つまり、ミトコン
ドリアゲノムの 5’ 末端に近い部分にプライマーを設定して PCR を行ったものほど、産物のバンドは薄くなり減少していた。これは、鋳型として用いた全 DNA 内における、ミトコンドリアゲノムの 5’ 末端の保持の状況は、 cytb から nd4 までの間でばらつきがあり、中でも cytb 部分を保持しているゲノムが少ない事を示している。今回調査を行った dum-1、dum-16 株は、単離された変異株から培養したものであり、基本的には全個体が同じ遺伝情報を持つはずである。しかし、 dum-1、

dum-16 株のような突然変異株では、ゲノムの不安定さから徐々に欠損領域が拡大しており、１個体内の 1 ミトコンドリアに存在する、50−100 コピーのゲノムにおいても、欠損領域にばらつきが発生すると考えられる。そのため、今回のようにミトコンドリア集団全体のゲノムの欠損領域を調査すると、様々な欠損状態のミトコンド
リアゲノムを検出する結果となったと考えられる。このまま培養を続けると、ある程度ゲノムが欠損状態で安定する細胞や、欠損が進行し、生命を維持できなくなるほど欠損領域が拡大して、死に至る細胞が発生する、などの現象が起こると考えられる。
今回検証した中でも特に、 dum-1 株については欠損領域が広く、cytb 遺伝子にとどまらず、 nd4 遺伝子にまで欠損が進行しているゲノムが多く存在すると考えられる。さらに dum-1、dum-16 株に類似の株で、ミトコンドリアゲノムの 5’ 末端から cytb 遺伝子を欠いていると報告されている dum-14 株という呼吸能欠損株が存在するため、その欠損領域の解析も行いたい。

突然変異を持つ呼吸能回復株の作成
今回用いたパーティクルガンによる形質転換の方法は、一般的にタバコ培養細胞やシロイヌナズナ葉の形質転換に使用されているが、この方法により C. reinhardtii の- 17 -

葉緑体も効率よく形質転換される (Boynton and Gillham, 1993)。加えて、核、ミトコンドリアにも遺伝子導入が可能であり有用な手法である。このパーティクルガン
を用いた方法により 7 種類の呼吸能を回復した形質転換体が得られた。しかし、2 箇所の突然変異を導入した呼吸能回復株は、2 種類共にコロニーが採取できていない。
表 4 で C. reinhardtii と種々の生物の cytb 遺伝子の塩基配列とアミノ酸を比較した。塩基配列の変異はいくらかあるものの、アミノ酸の変化は 1 箇所で Met から
Leu、Ile という類似アミノ酸への変化が見られるのみであった。特に今回コロニーが得られていない 2 箇所の突然変異を導入した呼吸回復株の、突然変異部位と同様の部位に変異のある生物は見られなかった。これは、 cytb 遺伝子のα-イントロン
侵入部位周辺は、アミノ酸の変化を許容しない、極めて強く保存されたアミノ酸をコードする部位である可能性を示している。今回の 2 箇所の突然変異を加えた DNA
construct がうまくミトコンドリア内に導入されたとしても、アミノ酸が変化しているため cytb 遺伝子が正常に機能せず、呼吸能を回復していない可能性がある。
現在、ここまで作成した 12 種類の DNA construct 以外に、α-イントロン侵入部
位前後 6 bp に、アミノ酸が変化するものも含め、終止コドンとなるもののみを除いた全種類の 1 箇所の突然変異を導入し、アミノ酸の変化によりどの程度形質転換
効率が変化するのか検討を行っている。

接合

C. reinhardtii 親株間での接合では、両親株の組み合わせにもよるが、発芽率は50 ％ 程度 (Saito et al., 2000 (b)) であると報告されている。今回は、異種間でさらに突然変異を持つ株での接合であったが、発芽率は平均すると 50 ％ 程度を示している。しかしばらつきが大きく、特に、体細胞分裂は盛んに行うが、鞭毛を持たず泳いでいない状態の細胞を接合に用いた場合は、その接合率が低かった。この原因として、両親株を混合した時期により、影響が及ぼされていると言う事が考えられる。

Chlamydomonas は増えた個体が自由に泳ぎ出さず、ゼラチン化した母細胞の膜内にとどまって群体となった状態 (Harris E. H., 1989(a)) になることがあり、その状態を palmelloid と呼ぶが、その場合接合はほとんど起こらなかった。palmelloidの状態は酸素の供給状態を良くする、培地を薄くする、極めて薄い細胞濃度から培養をやり直す、などの処置を施す事で解消されるといわれているが、細胞濃度を極薄い- 18 -

状態にし、振とう培養をすることで解消された。このように、泳いでいる細胞が多い状態にすることで、接合効率はかなり改善し、突然変異を持つ株においてもしっかりと膜を作るほど高い接合率を示した。

異種間接合におけるα-イントロンの転移の可能性
今回行ったような液体倍地による接合では、接合子 1 細胞でのミトコンドリアを解析するため、未接合の体細胞と接合した細胞を分離する作業が必要である。野生株
を両親株とした接合のように、常に安定した確率で接合が起こり膜を作るようならば、できた膜をすくい取ることで容易に分離が可能である。しかし、膜を作らなかった場
合、接合させている培地の液を、ピペットで吸い取ることで接合子を分離するため、未接合の細胞が混ざってしまう。そこで、プレパラートを作り光学顕微鏡下で 1 細胞の分離を行った。このプレパラート上で接合子の成熟を行うと、顕微鏡下で接合子の内部に細胞が 4 つに割れてくるのが観察できるため、接合子であることが容易に確認できる。そのまま発芽を待つと、母細胞の細胞壁がはじけ 4 つの F1 細胞が泳ぐ所まで観察可能である。しかし、寒天を薄く作っているため培地が乾きやすく、ス
ライドガラスでは表面積が狭いため、カビや大腸菌の汚染があったときに全体に広がりやすい。そこで、今回プレパラート上で発芽を行わなず、1 細胞にまで分離し、通常の寒天培地に移植を行った。1 細胞の分離は、ガラス棒を引き延ばして作成したガラス針を用いて移動させて行う。しかし、暗所から明所へと移し F1 細胞へと成熟させていき、成熟しきった細胞をガラス針で移動させようとすると、接合子の細胞壁が脆くなっており、移動させる間に細胞壁を破壊してしまうおそれがある。そこ
で、暗所からプレパラート上に移した後、数時間から１晩、暗所もしくは数時間だけ光を当て静置し、成熟が完了する以前に行うのが適当であった。
ミトコンドリアにおいては、7 種類の呼吸能回復株毎に 6 個づつコロニーを採取し解析を行ったが、全 42 個の中で １ 個α-イントロンが挿入された可能性がある
結果が見られた。しかし、制限酵素による切断パターンの結果からは、α-イントロ
ンが C. reinhardtii に転移したというデータは得られなかった。これは、α-イントロンが相同組み換えによって自らのコピーを切断したゲノムに挿入する場合、イント
ロン部分のみではなくその周囲かなり広い部域の組み替えを起こすというデータが報告されているため (Boynton et al., 1987; Remacle et al., 1990; Remacle and- 19 -

Matagne, 1993)、相同組み替えによってα-イントロンが C. reinhardtii に侵入し、さらに C. smithii のみに確認されている制限酵素認識配列部分までも持ち込んだた
め、もしくは、接合子を １ 細胞づつ分離する際、未接合の C. smithii の細胞を誤って拾ったためと考えられる。

今後の実験
通常の接合子におけるミトコンドリアの解析により、Chlamydomonas においてはミトコンドリアは父系遺伝であり、おそらくミトコンドリア融合以前に mt+ 側のミトコンドリア DNA が完全に消化されるため、α-イントロンの感染が起こらない事が確認できた。今後、α-イントロンのホーミングエンザイム認識配列を決定するためには、２倍体細胞におけるα-イントロンの解析が必要である。この時、通常の接合により生じた２倍体細胞もしくは、原形質体 (protoplast) を用いた体細胞融合により作成した人工的な２倍体細胞を選抜し、解析する事によりα-イントロンホ
ーミングエンザイムの認識配列の決定を行う必要がある。その方法として、通常の接合や体細胞融合を行った後、近赤外波長のレーザービームにより顕微鏡下の対象物(生細胞、その内部の小器官や微粒子、リポソーム) など 数μm 単位のものを捕捉可能な装置を用いる。 もしくは、あらかじめ C. smithii と 1 塩基の突然変異を持つ dum-16 呼吸能回復株双方の核、葉緑体、ミトコンドリアのいずれかに、別々の薬剤耐性を持たせておき、接合後２倍体細胞になったもののみ両方の薬剤耐性を持つ事を利用し、両薬剤を含んだ培地で培養することで、２倍体のみを選抜するという方法が考えられる。

[謝辞]
このテーマでの研究をするきっかけを与えてくださった大濱武教授には、当初から本原稿の校正まで、さまざまな助言をいただきました。また、同講座の後輩の方々にも、研究を進めていく上でサポートをしていただきました。この場を借りてお礼を申し上げます。

- 20 -

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- 22 -New York. (a) 3, Appendix 2.2. (b) 3,

[培地組成表]( 1 ) A m p i c i l l i n (Sambrook and Russell 2001 (b); Harris E. H., 1989 (b))
stock solution: 100 mg/ml, -Working: dilute with TAP Medium for 100 μg/ml( 2) X- g al, IP TG
Stock solution IPTG

2%

Working:1ml par Liter of LB-amp Medium

X-gal

2%

Working: 2ml par Liter of LB-amp Medium(3) Pr epar ation of TAP M edium(Harris E. H., 1989 (c))

TAP Medium (水 1 l 中に含まれる薬品の量)
Tris

2.42g

TAP salts

25ml

Phosphate aolution

0.375ml

Hutner trace element

1.0ml

Glacial acetic acid

1.0ml

[ S tok s ol ut ion ]1. TAP salts (水 1 l 中に含まれる薬品の量)
NH4Cl

15g

MgSO4･7H2O

4.0g

CaCl2･2H2O

2.0g

2. Phosphate solution (水 100 ml 中に含まれる薬品の量)
K2HPO428.8g

KH2PO414.4g

3. Hutner trace element (Hutner et al., 1950) (水 1 l 中に含まれる薬品の量)
EDTA, disodium salt

50g

ZnSO4･7H2O

22g

H3BO3

11.4g

MnCl2･4H2O

5.06g

CoCl2･6H2O

1.61g

CuSO4･5H2O

1.57g(NH4)6Mo7O24･4H2O

1.10g

FeSO4･7H2O

4.99g- 23 -

cytb

nd 4

nd5

欠c損
y t b部 nd 4

nd5

cytb

co x 1nd 2 nd 6 W Q

n d1

r tl

M

co x 1n d 2 nd 6 W Q

n d1

r tl

M

nd4

*
突然変異
T7-blueT vector

図１

ミトコンドリアゲノム構成及び大腸菌ベクターにクローン化された
形質転換用 DNA 構成
野生型 Chlamydomonas reinhardtii (上) と呼吸能欠損株 (下)矢印は転写の方向を示す。

cytb
突然変異 導入部位

nd4

途中

*
*
*

図２

突然変異を含むDNA constructの合成手順
矢印は合成DNAプライマーを示し、矢印中の山型部分は導入する
突然変異塩基部位。

a

b
d
c
e

f

図3 接合子の分離方法
a. プラスチックシャーレ b. スライドガラス c. TAP+amp -1％ 寒天
d. 接合子懸濁液 e. TAP+amp-1％寒天 が薄く乾きやすいため、液体
TAP+ampをしみこませた濾紙 f. 接合子

1713
545

3320
3044

1690

cytb

5042

nd4

6559

4960

nd5

cox1

exon exon
2
1left arm

α-intron
挿入位置
1280

NheⅠ

NcoⅠ

XbaⅠ
HpaⅠ

図4 C. smithii ミトコンドリアにおいて、制限酵素 NheⅠ, NcoⅠ,
XbaⅠ,HpaⅠ で切断される位置

(A)

(B)

図5 (A) DNA constructを導入していないコントロールのプレート(B) DNA constructの導入により、形質転換体のコロニーを生じたプレート

分子量マーカー

分子量マーカー

(b)-G

(a)-C
1

2

3

4

5

6

1

2

3

4

5

6

A B

αα
内挟
む

図６ (a)-C, (b)-G 変異を持つ、それぞれ６つのコロニーより抽出した
DNA を用いたPCR結果 (その他のサンプル省略)
Aレーン:α内部プライマーによるPCR産物の電気泳動結果
Bレーン: αを挟むプライマーによるPCR産物の電気泳動結果(b)-G の４のコロニーのみα-イントロンが存在。

分子量マーカー

H p aⅠ

N co Ⅰ

XbaⅠ

6.5 kb
4.5 kb
2.2 kb
2.0 kbC. smith ii
C. reinh ardtii(b)-G株図7 C. smithii (野生型)、C. reinhardtii (野生型)、(b)-Ｇ 変異を持つF1コロニーの1つ、それぞれにおけるミトコンドリアDNAの、HpaⅠ
XbaⅠ NcoⅠ 制限酵素切断パターン(b)-Ｇ 変異を持つF1コロニーの1つは C. smithii と同じパターンを示す 。

分子量マーカー(1) (2) (3) (4) (5) (6) (1) (2) (3) (4) (5) (6)

dum-1

dum-16

4.5 kb
2.2 kb
2.0 kb

図8 dum-1 及び dum-16 のミトコンドリア欠損領域の推定

α-イントロン
exon 2
挿入部位

exon 1
(a)

(b)

(c)

(d)

GTA CTA CCA TGG GGC CAA ATG TCT TTC TGG
Val

Leu

Pro

Trp

Gly

Gln

Met Ser Phe

W

GGA

W

TCA

CCT

GGT AATW

CCG

GGG CAG

TCG

CCC

W

AAC

TCC

Trp

表1 C. reinhardtii のミトコンドリア内α-イントロン認識配列
各呼吸能回復株はCCA→CCTならば(a)-Tのように示す。

W : 野生型: 1塩基の置換ではアミノ酸が変化し、cytb 遺伝子の働きを阻害する可能性があるため、2塩基を置換することで類似のアミノ酸 に変化させる

α-イントロン
挿入部位
GTA CTA CCA TGG GGC CAA ATG TCT TTC TGG
Val

Leu

Pro

Trp

W

Gly

Gln

GGA

W

CCT

CCC
表2 dum-16

Met Ser PheW
GGG CAG

TCG

W

TCC

形質転換結果W : 野生型: 形質転換体が得られなかったもの

Trp

呼吸回復株

(a)-T
(a)-C
(b)-A
(b)-G
(c)-G
(d)-G
(d)-C
野生型

25-Sep 26-Sep

1-Oct

2-Oct

3-Oct

4-Oct 12-Oct

4/5
7/10
5/8
2/6

5/7
5/10
5/8
6/9

9/10
6/10
8/12

7/10
3/7
6/9

1/6
3/6

5/7
3/8

7/10
8/11

6/9
9/12

6/12
5/10
6/10
3/6
5/7
7/11
3/10

2/8
1/8
9/12
4/6
4/7
8/12
10/12
7/10

3/5
5/8
6/8
3/5
5/7
3/6
5/9
9/12

表3 cytb 内部に突然変異を持つ呼吸回復株 ( (a)-T から (d)-C まで) と C. smithii の接合子、 野生型 C. reinhardtii と C. smithii の接合子の発芽率
それぞれの接合日において、発芽数 / 採取した接合子数。

C. sm th cytb（クラミドモナス目）

T A T G T A C T A C C A T G G G G C C AA AT G T C T T T C
Tyr VaLeu Pro Trp G yGn
M et Ser Ser
TAT GTA CTA CCA TGG GG T CAA ATG TCT TTC

Batrachuperus ta ba ens s stra n M VZ231095 cytb gene ( イモリ目)

TAC GTC CTC

C . re n h a rd t c y tb （ ク ラ ミ ド モ ナ ス 目 ）

Tyr

Va

CCA TGG

Leu

Chrysemys p cta m tochondr on ( カメ目）

TAT GTC CTA CCA TGG
Va

Lux us card na s cytb gene（コイ目）

TAT GTA CTA CCA TGGGy
GGC CAA ATA TCC
Ile
Ser
A
GGC CAA AT
TCC
Ile
Ser

TTC
TTC

Nyct nomops aur sp nosus m tochondr a cytb gene（コウモリ目）

GGC CAA C TG TCC
L e u SerTAT GTA TTA CCA TGA GG A CAA ATG TCTParu a amer cana cytb g ene（スズメ目）

Leu
TAT GTA CTG

P asmod um sp. GRW4 cytb gene（アピコンプレックス門）

Leu
Ser
＊ Trp
TAT GTA TTA CCT TGG GG T CAA ATG A GT TTC

Tetrase m s aff. M acu ate cytb gene （クロロデンドロン目）
Thomomys ta po des cytb g ene（リス亜目）

TTC
TTC

＊ Trp G y
CCA TGA GGC CAA ATG TCA TTC

Leu ProTAT GTA TTA CCT TGG
Leu ProTAC GTC CTA CCA TGG
Tyr VaGy
GGT CAA ATGGy
GG A CAA ATG
Gy
GGC CAA ATA

Ser
TCT

TCA TTCSer
TCC TTC

Tr meresurus a bo abr s cytb gene（へビ亜目）

TAT GTA CTA CCA TGG

V verra z betha cytb gene（ネコ目）

Ile
Ser
TAT GTC CTA CCA TGA GGC CAA ATG TCN
Va

表４ C. reinahrdtii と種々の生物の cytb 遺伝子の塩基配列及びアミノ酸の比較
赤字は二箇所の突然変異を加えた部位、青字は塩基配列、アミノ酸に違いのある部位。

＊ : TGAは普通遺伝暗号表では終止コドンだが、動物のミトコンドリアではTrpとして使われる場合が多い。

TTT
Ser

TTC