プロファイルリスト
１．病

Gill-associated virus disease
鰓随伴ウイルス病

名２．病 原 体a) 分 類1)b) 形 態2, 3)c) 特 徴３．地理的分布1, 3)
４．宿Gill-associated virus (GAV)
一本鎖RNA +鎖
Nidovirales （ニドウイルス目）
Okavirus （オカウイルス属）
本ウイルスは6種類の遺伝子型をもつイエローヘッド複合ウイルス群のうち遺伝子型2といわれるものである。
※イエローヘッド病の原因ウイルスで知られているYellowhead virus; YHVは遺伝子型1エンベロープ；有ヌクレドカプシドの大きさ；166～435nm x 16～18nm
エンベロープに包まれたウイルスの大きさ；183～200nm x 34～42nm
オーストラリア、タイ、ベトナム
オーストラリアでは本病によるウシエビの死亡が報告されている。タイ、ベトナムでは発症は報告されていないが、健康なウシエビから本ウイルスが検出されている。
自然感染はウシエビ（P. monodon ）のみであるが、実験感染はブラウンタイガープローン (P.
esculentus )、バナナエビ（Fenneropenaeus merguiensis ）、クルマエビ（M. japonicus ）でも起こり、死亡を4)引き起こす。クルマエビでは、20ｇ以上の大きな個体は、6～13ｇの小さな個体よりも感受性が低い 。

主５．発生情報a) 潜伏期間不明b) キャリアー

自然下では、本ウイルスに感染したウシエビ（P. monodon ）。実験下では、ブラウンタイガープローン (P.
esculentus )、バナナエビ（Fenneropenaeus merguiensis ）、クルマエビ（M. japonicus ）が宿主となることが明らかになっているため4）、これらのエビ類もキャリア―になる可能性がある。

c) 感染経路

本ウイルスと同様にイエローヘッド複合ウイルス群のウイルスの１つであるイエローヘッドウイルス（遺伝子型１）は、共食いや同居飼育による水平感染が成立することから、本ウイルスでもこれらの経路により容易に感染すると想定される。

d) ベクター

知られていない

日本では未発生である。オーストラリアでは、天然のウシエビの有病率が100％に達するところもある6)。
e) 蔓延状況（死オーストラリアのウシエビ養殖場では本疾病の感染により、死亡率が80％に達することがある7)。注射に亡率、罹患率なより実験感染させたウシエビ及びクルマエビの死亡率は100％であった3)。実験感染を耐過したブラウンど）
タイガープローンは、少なくとも50日間の慢性的な感染が続く8)。
クルマエビにおいて本ウイルスは、20ｇ以上の大きな個体は、6～13ｇの小さな個体よりも感受性が低い
f) 感染ステージ 4)。ウシエビにおいて遺伝子型1のYHVは、ポストラーバ(PL)15以降のものが感染しやすい。

６．症g) 感染要因

垂直感染は雌雄どちらを介しても起こり、卵及び精子表面に病原体が付着していること及び受精卵の周りの組織が感染していることが要因であると考えられている5)。人為感染では、病エビの組織からの抽出物を濾過し細菌を取り除いたものを注射すると感染が成立する3)。

a) 臨床症状

臨床症状として、水面近くや池の端を遊泳する、摂餌しなくなる、胴体及び脚が赤くなる、鰓がピンク色から黄色に退色する等があげられる3)。

b) 組織検査不明a) 標的器官

リンパ様器官、鰓をはじめとするエビ類の各臓器状

７．検 査 法b) 簡易検査法 c) サーベーラン
RT-nested PCR法、RT-qPCR法
ス9)
RT-nested PCR法、RT-qPCR法d) 確定診断（参考）細菌分離分離培地
培養条件-コロニー性状-

その他-

（参考）PCRRNA 抽出法9), 10)

RT-PCR キット：SuperScript Ⅲ One-Step RT-PCR ( インビトロジェン社)
1. RT-PCR 法ー（RT-nested PCR）

9)

サンプリング部位；病エビのリンパ組織、鰓あるいは血リンパの抽出RNA
プライマー；【1st RT-PCR】(YHVおよびGAV共通。増幅産物サイズ；794bp)
GY1：5'-GAC ATC ACT CCA GAC AAC ATC TG-3'
GY4：5'-GTG AAG TCC ATG TGT GTG AGA CG-3'【2nd PCR】
（YHV 特異的。増幅産物サイズ；277bp）
プライマー、産物 GY2：5'-CAT CTG TCC AGA AGG CGT CTA TGA-3'9), 10)
Y3：5'-ACG CTC TGT GAC AAG CAT GAA GTT-3'サイズ（GAV特異的。増幅産物サイズ；406bp）
GY2：5'-CAT CTG TCC AGA AGG CGT CTA TGA-3'
G6 ：5'-GTA GTA GAG ACG AGT GAC ACC TAT-3'10)

2. RT-qPCR法
GAVQPF1: 5’-GGG ATC CTA ACA TCG TCA ACG T-3’
GAVQPR1: 5’-AGT AGT ATG GAT TAC CCT GGT GCA T-3’
TaqMan probe
FAM labeled TAMRA GAVprobe1: 5’-6FAM-TCA GCC GCT TCC GCT TCC AAT G-3’
（増幅産物サイズ；81 bp）
9)

1. RT-nested PCR法
【1st RT-PCR】
i. 抽出した核酸および対照RNA をテンプレートとして、上記のプライマーセット(GY1/GY4) を用いて1 ス
テップのRT-PCR 反応を行う。反応は、60℃で30 分間逆転写反応後、94℃で2 分間処理し、次いでPCR反応として、95℃で30 秒間、66℃で30 秒間、72℃で45 秒間を35 サイクル、最後に72℃で7 分間行う。
ii. RT-PCR 反応液5μL を採取し、電気泳動用サンプル緩衝液と混合後、増幅産物を適当なDNA 分子量マーカーとともに1%程度のアガロースゲルで電気泳動を行い、増幅産物のバンドの有無を観察する。

プロトコル9), 10)【2nd PCR】
i. 1st RT-PCR 反応液(1μL) および陽性対照cDNA をテンプレートとして、上記のプライマーセット(GY2/Y3) を用いてPCR 反応を行う。反応は、95℃で30 秒間、66℃で30 秒間、72℃で45 秒間を35 サイクル、最後に72℃で7 分間行う。
ii. PCR 終了後、増幅産物を適当なDNA 分子量マーカーとともに2%程度のアガロースゲルで電気泳動を行い、増幅産物のバンドの有無を観察する。
10)

2. RT-qPCR法
抽出した核酸および対照RNA をテンプレートとして、 random hexamer primerを用いた逆転写反応を行う。逆転写反応後、上記のプライマーセット(GAVQPF1/GAVQPR1およびTaqman probe) qPCR反応を行う。すなわち、95℃で10 分間処理し、次いで95℃で15秒間、60℃で1分間の反応を45サイクル繰り返す。
８．対策a) 殺菌・滅菌方
情報はないが、通常の殺菌剤で不活化できるものと思われる。
法b) ワクチンｃ) その他

有効な予防、治療法は知られていない。
ORF1a/1b replicase genesを標的としたdsRNAの投与が感染個体のウイルス量を減少させることは知られているが、生残率の向上には寄与しない。11)９．発生事例

日本では未発生である。オーストラリアでは、天然のウシエビの有病率が100％に達するところもある6)。
オーストラリアのウシエビ養殖場では本疾病の感染により、死亡率が80％に達することがある7)。注射により実験感染させたウシエビ及びクルマエビの死亡率は100％であった3)。実験感染を耐過したブラウン
タイガープローンは、少なくとも50日間の慢性的な感染が続く8)。

10．その他-出典1) Wijegoonawardane et al., (2008). Genetic diversity in the yellow head nidovirus complex. Virology 380, 213–225.
2) Cowley et al., (2012) Family Roniviridae. In: Virus Taxonomy, IXth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses, KingA., Adams M., Carstens E. & Lefkowitz E.J., eds. Elsevier, Academic Press, London, UK, 797–801.
3) Spann et al., (1997) A yellow-head-like virus from Penaeus monodon cultured in Australia. Dis. Aquat. Organ., 31, 169–179.
4) Spann et al., (2000) Differences in susceptibility of some penaeid prawn species to gill-associated virus (GAV) infection. Dis. Aquat.
Organ., 42, 221–225.
5) Cowley et al., (2002) Vertical transmission of gill-associated virus (GAV) in the black tiger prawn Penaeus monodon. Dis. Aquat.
Organ., 50, 95–104.
6) Cowley et al., (2000) Detection of Australian gill-associated virus (GAV) and lymphoid organ virus (LOV) of Penaeus monodon by RTnested PCR. Dis. Aquat. Organ., 39, 159-167.
7) Oanh et al., (2011) Pathogenicity of gill-associated virus and Mourilyan virus during mixed infections of black tiger shrimp (Penaeusmonodon). J. Gen. Virol., 92, 893–901.
8) Spann et al., (2003) Detection of gill-associated virus (GAV) by in situ hybridisation during acute and chronic infections in Penaeus
monodon and Penaeus esculentus shrimp. Dis. Aquat. Org., 56, 1–10.
9) OIE Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals 2014 (2012), chapter 2.2.8. Yellow Head Disease10) Vega et al.(2004) Quantitative real-time RT-PCR demonstrates that handling stress can lead to rapid increases of gill-associatedvirus (GAV) infection levels in Penaeus monodon. Dis. Aquat. Organ.,95,195-203.
11) Sellars et al.(2014) Reduced loads of pre-existing Gill-associated virus (GAV) infection in juvenile Penaeus monodon injected withsingle or multiple GAV-specific dsRNAs.Aquacuture,434,272-276.