(57)【要約】【課題】牛や羊等の反芻動物の反芻胃内での飼料の消化を促進させる消化促進剤、および、反芻動物を、消化促進作用を有する飲用水を付与して飼育する方法を提供する。【解決手段】反芻動物の反芻胃中の飼料の消化を促進するための消化促進剤であり、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とする反芻動物用の消化促進剤。反芻動物に植物を飼料として与える反芻動物の飼育方法であって、飲用水として、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とする飲用水を採用する反芻動物の飼育方法。【選択図】　　図１
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【特許請求の範囲】
【請求項１】
　反芻動物の反芻胃中の飼料の消化を促進するための消化促進剤であり、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とすることを特徴とする反芻動物用の消化促進剤。
【請求項２】
　反芻動物に植物を飼料として与える反芻動物の飼育方法において、飲用水として、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とする飲用水を採用することを特徴とする反芻動物の飼育方法。
【発明の詳細な説明】
【技術分野】
【０００１】
　本発明は、反芻動物用の消化促進剤、および、反芻動物の飼育方法に関する。
【背景技術】
【０００２】
　動物の飼育業者にとっては、目的とする動物を良好な体調で迅速に飼育して、動物の生産性を高めることは重要なことである。これに対処するために、従来から、動物の飼育に欠かせない飼料の面での研究がなされていて、相当の成果を挙げている（例えば特許文献１参照）。しかしながら、飼料とともに動物の飼育に欠かせない飲用水の面からの研究については、未だ着手されていないのが実状である。
【特許文献１】特開平６−１５３８０９号公報
【発明の開示】
【発明が解決しようとする課題】
【０００３】
　本発明は、かかる実状に着目してなされたもので、その目的とするところは、動物を良好な体調で迅速に飼育してその生産性を高めることを、従来検討されている飼料の面からではなくて、検討が未だなされていない飲用の消化促進剤や飲用水の面から検討し、これに対処することにある。
【課題を解決するための手段】
【０００４】
　本発明は、牛や羊等、反芻胃を有する反芻動物の飼育を対象とするものであり、本発明に係る第１の発明は、反芻動物の反芻胃中の飼料の消化を促進するための消化促進剤に関するものであり、本発明に係る消化促進剤は、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とすることを特徴とするものである。また、本発明に係る第２の発明は、反芻動物に植物を飼料として与える反芻動物の飼育方法に関するもので、本発明に係る飼育方法は、飲用水として、有隔膜電解にて生成された弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を主要成分とする飲用水を採用することを特徴とするものである。
【発明の効果】
【０００５】
　反芻動物の反芻胃液（ルーメン液）を用いた生体外（試験管内：in vitro）での乾物消化実験（実施例１）の結果では、人工唾液の調製に弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ｐＨ８．５〜１０）を採用した場合には、人工唾液の調製に蒸留水を採用した場合に比較して、飼料の消化率が大きく増加していることを確認している。
【０００６】
　また、反芻動物に、飲用水として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を与えた場合と一般水（井戸水）を与えた場合の、反芻動物のルーメン液を用いた生体外でのガス生産実験の結果では、飲用水に弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を採用した場合には、飲用水に一般水を採用した場合に比較して、ガス生産量およびガス生産速度共に増大していることを確認している。このガス生産実験におけるガス生産量およびガス生産速度の増加は、飼料の消化率の増加を意味している。
【０００７】
　以上の生体外の実験結果は、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水が反芻動物の飼料の消化を促進する機能を有していることを認めているものである。これにより、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、反芻動物用の消化促進剤の有効な主要成分であるものと認められ、かつ、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、反芻動物の飼料の消化促進に有効な飲用水であるものと認められる。
【０００８】
　また、当該生体外の実験結果を踏まえた生体内（in vivo）での実験（実施例２）結果では、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を飲用しつつ、同電解生成アルカリ性水を反芻胃内カニューレから反芻胃内に注入する飲用手段を採った場合には、井戸水にて同様の飲用手段を採った場合に比較して、飼料の消化率が高く、消化管での水分吸収量が高く、かつ、微生物体窒素の合成量および合成効率が有意に高いことを確認している。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の上記した飲用および注入では、全消化管消化率は増加する傾向にあり、特に、反芻胃内消化率が増加したためと解される。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、消化管からの吸収能による下痢防止等から、飲用に適しているものと解される。微生物体窒素の合成効率が増加すると、飼料中の窒素供給量を低減することが可能であり、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の飲用により、タンパク質に富む飼料の節約が期待できる。
【０００９】
　また、当該生体外の実験結果を踏まえた生体内（in situ）での実験（実施例３）結果では、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を自由飲用させてナイロンバック法を採った場合、飼料（計測試料）としてアルカリ処理した稲藁（アンモニア処理稲藁，井戸水調製の尿素溶液処理稲藁，弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水調製の尿素溶液処理稲藁）については、潜在的に分解可能な分画および有効分解率が高いことを確認している。このことは、生体外（in vitro）実験においてガス生産量が増加していること、および、ガス生産速度が増大していることを裏付けしているものと解される。また、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の自由飲用では、反芻胃内でのプロトゾアが減少することを確認している。反芻胃内でのプロトゾアが減少すると、バクテリアが増加して微生物体窒素の合成効率を増加させることになる。
【発明を実施するための最良の形態】
【００１０】
　本発明者は、動物の植物質飼料の消化に関して種々研究した結果、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水が、牛や羊等の反芻動物の反芻胃内での飼料消化を促進する機能を有することを見出した。当該電解生成アルカリ性水は、水道水等の一般水を被電解水とする有隔膜電解にて、陰極側電解室で生成される電解生成アルカリ性水である。当該有隔膜電解では、通常、ｐＨ８．５〜１０．０の範囲にある弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水が生成される。
【００１１】
　反芻動物の飼料には、稲藁（一般的なイネ科飼料）、ネピアグラス（熱帯の代表的なイネ科牧草）、カロポニウムムクノイデス（熱帯の代表的なマメ科牧草）、チモシー（国内の代表的なイネ科牧草）、アルファルファヘイキューブ（国内の代表的なマメ科牧草）、大豆粕（一般的な濃厚飼料）等が存在する。本発明の実施例１においては、反芻動物として羊を選択して、上記した各飼料について、羊の反芻胃内容液を用いた生体外（in vitro）での乾物消化実験、および、羊の反芻胃内容液を用いた生体外でのガス生産実験を行っている。
【００１２】
　羊の反芻胃液を用いた生体外での乾物消化実験では、人工唾液の調製に弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ｐＨ９．８）を採用した場合には、人工唾液の調製に蒸留水を採用した場合に比較して、乾物消化率が大きく増加していることを確認している。
【００１３】
　また、羊に飲用水として、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を与えた場合と井戸水を与えた場合の、羊の反芻胃内容液を用いた生体外でのガス生産実験の結果では、飲用水として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を採用した場合には、飲用水として井戸水を採用した場合に比較して、ガス生産量およびガス生産速度共に増大していることを確認している。ガス生産実験でのガス生産量およびガス生産速度の増加は、飼料の消化率の増加を意味している。
【００１４】
　当該乾物消化実験および当該ガス生産実験は、いずれも生体外での実験ではあるが、実験雰囲気を反芻胃内に近い状態に調製して行っているもので、上記した実験結果は反芻胃内での飼料の消化促進傾向に当てはめることができ、また、牛や羊等の反芻動物の反芻胃内での飼料の消化促進傾向に当てはめることができるものである。
【００１５】
　以上のことから、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、反芻動物の反芻胃内での飼料の消化促進させる有効な主要成分であることが確認され、かつ、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、反芻動物の反芻胃内での飼料の消化促進に有効な飲用水であることが確認される。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の反芻胃内での飼料の消化を促進させる機序は定かではないが、飼料タンパク質の溶解度の増加、ヘミセルロースの分解率の増加、菌相変化等の要因が考えられる。
【００１６】
　また、本発明の実施例２においては、反芻動物としてメン羊を選択して、チモシー、アルファルファヘイキューブ、大豆粕の各飼料について、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を自由飲用しつつ、同電解生成アルカリ性水を反芻胃内カニューレから反芻胃内に注入する飲用手段を採った場合の、反芻胃内性状、反芻胃内容物評価および反芻胃活動パラメータ、飼料摂取量および消化率、水分出納、糸球体濾過速度および腎細管からの水分再吸収割合、反芻胃内微生物供給量および窒素出納等を解明するための生体内（in vivo）の実験を行っている。
【００１７】
　弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を飲用しつつ反芻胃内カニューレから反芻胃内に注入する飲用手段を採った場合には、井戸水に同様の飲用手段を採った場合に比較して、飼料の消化率が高く、消化管での水分吸収量が高く、かつ、微生物体窒素の合成量および合成効率が有意に高いことを確認している。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の注入では、全消化管消化率は増加する傾向にあり、特に、反芻胃内消化率が増加したためと解される。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水は、消化管からの吸収能による下痢防止等から、飲用に適しているものと解される。微生物体窒素の合成効率が増加すると、飼料中の窒素供給量を低減することが可能であり、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の飲用により、タンパク質に富む飼料の節約が期待できる。
【００１８】
　また、本発明の実施例３においては、反芻動物としてメン羊を選択して、ナイロンバック法により、井戸水調製のアンモニア処理稲藁，井戸水調製の尿素溶液処理稲藁，弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水調製の尿素溶液処理稲藁を計測試料とし、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を自由飲用する手段を採った場合の、乾物（ＤＭ）、粗タンパク質（ＣＰ）、中性デタージェント繊維（ＮＤＦ）の分解率の経時的変化、反芻胃内の分解パラメータ、プロトゾア数および種類等を解明するための生体内（in situ）の実験を行っている。
【００１９】
　弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を自由飲用とする飲用手段を採った場合、計測試料（井戸水調製のアンモニア処理稲藁，井戸水調製の尿素溶液処理稲藁，弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水調製の尿素溶液処理稲藁）については、潜在的に分解可能な分画および有効分解率が高いことを確認している。このことは、生体外（in vitro）実験においてガス生産量が増加していること、および、ガス生産速度が増大していることを裏付けしているものと解される。また、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水の自由飲用では、反芻胃内でのプロトゾアが減少することを確認している。反芻胃内でのプロトゾアが減少すると、バクテリアが増加して微生物体窒素の合成効率を増加させることになる。このことは、生体内（in vivo）実験での各結果を裏付けしているものと解される。
【実施例１】
【００２０】
　本実施例では、反芻動物として羊を選択し、飼料として植物質である稲藁（一般的なイネ科飼料）、ネピアグラス（熱帯の代表的なイネ科牧草）、カロポニウムムクノイデス（熱帯の代表的なマメ科牧草）、チモシー（国内の代表的なイネ科牧草）アルファルファヘイキューブ（国内の代表的なマメ科牧草）、大豆粕（濃厚なタンパク質飼料）を採用し、供試水として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水、蒸留水、井戸水を採用して、生体外（in vitro）での乾物消化実験およびガス生産実験を試みた。供試水である弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水および井戸水の特性を表１に示す。但し、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水についてはＢＥＷと簡略して表示し、井戸水についてはＧＷと簡略して表示している。
【００２１】
【表１】
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【００２２】
　（実験１）：本実験では、生体外（in vitro）での乾物消化実験を試みた。飼料として、稲藁（ワラ類）、ネピアグラス（イネ科牧草：以下ネピヤと称する）、カロポニウムムクノイデス（マメ科牧草：以下カロポと称する）を採用して、その約０．４５ｇを供試飼料料とした。また、メン羊の反芻胃液（ｐＨ約６．２５）を、装着したカニューレを通して採取するととともに、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）および蒸留水を使用して表２に示す組成のマクドウガル人工唾液を２種類調製した。これらの各人工唾液４０ｍＬに反芻胃液１０ｍＬを添加して人工的に反芻胃（培養液）を調製し、人工的反芻胃である各培養液中で各供試飼料料を、３９℃で４８時間培養した。
【００２３】
　培養終了後、培養液を吸引濾過して濾液と残渣に分離し、残渣を１３５℃で２時間通風乾燥して乾物を得た。得られた乾物の重量（Ａ）と培養前の供試飼料の重量（Ｂ）とから、乾物消化率〔（Ｂ−Ａ）／Ｂ）×１００〕％を算出した。人工唾液の組成を表２に、人工唾液および各培養液のｐＨを表３に、各供試料における乾物消化率（％）を表４に示す。
【００２４】
【表２】
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【００２５】
【表３】
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【００２６】
【表４】
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【００２７】
　表３における「液の種類」の欄中、ブランク培養液１とは人工唾液と反芻胃液とにより調製された人工的反芻胃（培養液）であり、ネピア培養液とは調製直後の人工的反芻胃（培養液）にてネピアグラスを４８時間培養した状態の培養液、稲藁培養液とは調製直後の人工的反芻胃（培養液）にて稲藁を４８時間培養した状態の培養液、カポロ培養液とは調製直後の人工的反芻胃（培養液）にてカロポニウムムクノイデスを４８時間培養した状態の培養液を意味する。また、ブランク培養液２とは、ブランク培養液１を培養時間４８時間、培養条件と同一条件で放置した培養液を意味する。
【００２８】
　表３を参照すると、調製液として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を採用した人工唾液と蒸留水を採用した人工唾液間には、ｐＨに差は認められない。これらの人工唾液で調製された人工反芻胃（ブランク培養液）のうち、４８時間経過後のブランク培養液２ではｐＨが高く、このｐＨは非生理的範囲である。反芻胃内性状が正常値からアルカリ側に移行することをアルカローシスといい、動物に対して悪影響を及ぼす。しかしながら、供試飼料を培養している３種類の各培養液（ネピア培養液、稲藁培養液、カロポ培養液）は、ｐＨ７に極めて近似する正常範囲にある。これは、培養液中の微生物が反芻胃内微生物と同様に炭水化物を分解して、発酵成分として揮発性脂肪酸、乳酸、メタン、炭酸ガスを発生させるためであると解される。
【００２９】
　調製液として、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を採用した人工唾液にて調製された培養液においても、また、蒸留水を採用した人工唾液にて調製された培養液においても、反芻胃内発酵と同様の発酵が発生していることが認められる。カロポ培養液では、他の供試飼料の培養液に比較してよりアルカリ性側であるが、これは、カロポニウムムクノイデスがマメ科の牧草であってタンパク質含有量が高いため、ｐＨがよりアルカリ性側に移行するものと推測される。これは、培養液中の微生物が反芻胃内微生物と同様にタンパク質分解酵素を有し、供試飼料中のタンパク質をアンモニア、ペプチド、アミノ酸に分解させるためと解される。
【００３０】
　乾物（ＤＭ）消化率の結果を示す表４では、供試飼料中、ネピアはネピアグラスを意味し、カポロはカロポニウムムクノイデスを意味する。表４を参照すると、調製液として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を採用した人工唾液にて調製された培養液と、調製液として蒸留水を採用した人工唾液にて調製された培養液の間では、乾物消化率に大きな差がある。乾物消化率は、前者の培養液が後者の培養液に比較して有意的に大きい。
【００３１】
　（実験２）：本実験では、生体外（in vitro）でのガス生産実験を試みた。供試飼料として、チモシー（イネ科牧草）、アルファルファヘイキューブ（マメ科牧草：以下アルファルファと称する）、ネピアグラス（イネ科牧草：以下ネピアと称する）、カロポゴニウムムクノイデス（マメ科牧草：以下カロポと称する）、大豆粕（タンパク質添加飼料）を採用した。
【００３２】
　ガス生産実験では、反芻動物としてメン羊を選択して、メンケ・ステインガス法（Menke & Steingass法）に基づく生体外でのガス生産実験を採用した。メン羊に対する飲用水である供試水として、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ｐＨ９．８：ＢＥＷ）と井戸水（ＧＷ）を採用し、各供試水を給与したメン羊の反芻胃内から、装着したカニューレを通して各メン羊の反芻胃液を採取し、採取した各反芻胃液を培養基（medium）に混合して各培養液を調製した。培養基と反芻胃液との混合比は、培養基：反芻胃液＝２：１（６０ｍＬ：３０ｍＬ）とした。培養基は、表５に示す各試薬ａ〜ｅを混合して調製したもので、反芻胃液を採取する直前に、４００ｍＬの水に対して試薬ａを０．１ｍＬ、試薬ｂを２００ｍＬ、試薬ｃを２００ｍＬ、試薬ｄを１．０ｍＬ、試薬ｅを４０ｍＬを混合し、炭酸ガスで還元することにより調製した。
【００３３】
【表５】
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【００３４】
　各供試飼料の培養では、０．２ｇの各供試飼料を各培養液にて３９℃で７２時間培養した。この間、３時間、６時間、９時間、１２時間、２４時間、４８時間、７２時間経過した時点でのガス発生量を測定し、ガス生産パラメータを算出した。なお、本実験では、反芻胃内微生物が各培養液中で９６時間程度生存して、これらの時間の経過中、各供試料が発酵可能な状態に保持している。また、ガス生産パラメータは、Neway programme(Chen,1997)に示されている算出式、すなわち、２０＝Ｂ（１−ｅ-c(t-L)）の式を用いて算出した。当該算出式において、Ｇはガス発生量、Ｂは潜在的ガス生産量（ｍＬ／200ｍｇＤＭ）、ｃはガス生産速度定数（％／ｈ）、ｔは培養時間（ｈ）、Ｌは発酵遅延時間（ｈ）を意味している。
【００３５】
　各供試飼料のガス生産実験における、ガス生産量と培養時間の関係に図１〜図５のグラフに示すとともに、ガス生産パラメータについては表６に示す。なお、各図のグラフ中、実線のグラフは、飲用水として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水を採用した場合、破線グラフは、飲用水として井戸水を採用した場合の結果を示す。
【００３６】
【表６】
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【００３７】
　図１に示すグラフはチモシーのガス生産実験の結果であり、図２に示すグラフはアルファルファのガス生産実験の結果であり、図３に示すグラフはネピアのガス生産実験の結果であり、図４に示すグラフはカロポのガス生産実験の結果であり、図５に示すグラフは大豆粕のガス生産実験の結果である。
【００３８】
　これらのグラフを参照すると、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を飲用水とする場合は、井戸水（ＧＷ）を飲用水とする場合に比較して、ガス生産量が増大していることが認められる。ガス生産量が増大していることは、有機物の消化が促進されていることを意味し、飲用水である弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）が、各供試飼料の消化を促進させる機能を有することを示している。また、供試飼料の中では、マメ科植物に比較してイネ科植物の方が、ガス生産量が高いことを示している。
【００３９】
　また、表６を参照すると、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を飲用水とする場合は、井戸水（ＧＷ）を飲用水とする場合に比較して、潜在的ガス生産量が高いことが認められる。ガス生産パラメータの潜在的ガス生産量（ガスパラメータＢ）は、有機物（ＯＭ）消化率に対応するもので、潜在的ガス生産量が高いことは有機物の消化が促進されていることを意味する。従って、飲用水である弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）は、各供試飼料の反芻胃内での消化を促進する機能を有することを示している。また、供試飼料の中では、マメ科植物に比較してイネ科植物の方が、潜在的ガス生産量が高いことを示している。
【実施例２】
【００４０】
　本実施例では、上記した実施例１における生体外（in vitro）実験での結果に鑑み、生体内（in vivo）での実験を試みた。本実施例では、反芻動物としてメン羊を選択し、飼料として植物質であるチモシー、アルファルファヘイキューブ、大豆粕を採用し、供試水として弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）および井戸水（ＧＷ）を採用した。メン羊として、内径４０ｍｍの反芻胃カニューレ装着のメン羊３頭（平均体重４９±３ｋｇ）を準備し、各メン羊を代謝ゲージに個別に収容して温度２５℃の環境下で、上記した３種類の各飼料を配合してなる供試飼料を、定期的（９時および１７時）に等量給与した。
【００４１】
　供試飼料は、タンパク質の含有量が低くて繊維含有量が高いチモシー（粗飼料）と、タンパク質の含有量が高くて繊維含有量が低いアルファルファヘイキューブおよび大豆粕（濃厚飼料）の各飼料を、設定量配合して調製されたものである。各飼料の配合比は、配合飼料のエネルギーおよびタンパク質含有量が、維持に要する代謝エネルギー要求量（ＭＥｍ）の１．１倍、維持に要する代謝性タンパク質要求量（ＭＰｍ）の１．７倍になるようにしている。なお、維持に要する代謝エネルギー要求量（ＭＥｍ）、および、維持に要する代謝性タンパク質要求量は、ＡＦＲＣ（１９９３）および日本標準飼料成分表（２００１）に準拠している。
【００４２】
　供試水の一である弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）は、水道水を被電解水とする有隔膜電解にて生成されるもので、実施例１で採用している弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水に近似するものである。本実施例で採用している弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）と井戸水（ＧＷ）の特性を、当該電解生成アルカリ性水を生成するための原水（被電解水）である水道水の特性と併せて表７に示す。また、本実施例での実験期間中の作業内容を図６にフローチャトの形式で示す。
【００４３】
【表７】
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【００４４】
　本実施例では、上記した実施例１に示す生体外（in vitro）実験の結果を踏まえて、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を自由飲水とした状態で同電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を反芻胃内カニューレを通してメン羊の反芻胃に注入する飲用手段、および、井戸水（ＧＷ）を自由飲水とした状態で同井戸水（ＧＷ）を反芻胃内カニューレを通してメン羊の反芻胃に注入する飲用手段を採った。弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）および井戸水（ＧＷ）の反芻胃内への注入は、ペリスタルティックポンプを使用して連続注入した（１００ｍＬ／ｈ）。但し、本実施例における実験では、給与する井戸水（ＧＷ）および弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）については、定期的（９時および１７時）に新鮮な井戸水（ＧＷ）および弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）に交換している。本実験における分析項目は下記の項目とし、また、分析方法として下記の方法を採用している。
【００４５】
　分析項目：（１）供試飼料，残食，糞…乾物（ＤＭ），有機物（ＯＭ），粗タンパク質（ＣＰ），粗脂肪（ＥＥ），中性デタージェント線維（ＮＤＦ）。（２）尿…尿中窒素．プリン誘導体（アラントイン）。（３）反芻胃液…浸透圧，揮発性脂肪酸（ＶＦＡ），アンモニア態窒素，Ｃｏ含有量，ｐＨ。（４）糞…Ｙｂ含有量。
【００４６】
　分析方法：乾物（ＤＭ），有機物（ＯＭ），粗タンパク質（ＣＰ）…Ａ．Ｏ．Ａ．Ｃ（１９８４）に基づく。粗脂肪（ＥＥ）…ソックスレー抽出法。尿中窒素…ケルダール法。プリン誘導体（アラントイン）…尿中のアラントイン含有量を測定し、Ｃｈｅｎらの推定式に基づいて、微生物体窒素合成量および微生物体窒素の合成効率を算出。浸透圧…浸透圧計を用いて氷点降下法により測定。Ｚｈａｏらの推定式に基づいて反芻胃壁からの水分移行量を算出。揮発性脂肪酸（ＶＦＡ）…酢酸、酪酸およびプロピオン酸をガスクロマトグラフィーで測定しこれらの合計した値（総ＶＦＡ含有量）。アンモニア態窒素…水蒸気蒸留法。Ｙｂ，Ｃｏ含有量…湿式灰化法によりサンプルを液状化し、ＩＣＰ発光分光分析法によって測定。糞中Ｙｂ排泄量の経時的変化をＫｒｙｓｌｅらのモデルに当てはめ、反芻胃内固層通過速度定数を算出。反芻胃液中のＣｏ含有量の経時的変化からＵｄｅｎらの方法により液の液相通過速度定数および反芻胃液量を算出。血中尿素窒素…ウレアーゼ・インドフェノール法に基づく測定キットによる。血中クレアチン…蛍光法を用いた測定キットによる。
【００４７】
　本実施例における実験結果を、供試飼料の化学成分については表８に、反芻胃内環境については表９に、反芻胃物評価および反芻胃活動パラメータについては表１０に、飼料摂取量および消化率については表１１に、水分出納、糸球体濾過速度（ＧＦＲ）および腎細管からの水分再吸収割合（ＲＡＯＷ）については表１２に、反芻胃内微生物供給量および窒素出納については表１３に示す。
【００４８】
【表８】
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【００４９】
【表９】
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【００５０】
　供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）と井戸水（ＧＷ）とでは、反芻胃内性状には大きな差は認められない。供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合にも、反芻胃内では、飼料は正常に発酵することが認められる。
【００５１】
【表１０】
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【００５２】
　供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）および井戸水（ＧＷ）である場合には、ルーメン液量は同程度の体重のメン羊に比較して多い。これは、水分摂取量が平常時よりも多いことによるものと解される。ルーメン液量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合の方が多い。反芻胃内のアンモニア態窒素の濃度は、両供試水共略同等であることから、反芻胃内のアンモニア態窒素の総量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合には多いものと認められる。
【００５３】
　固相の下部消化管通過速度および反芻胃壁からの水分吸収量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合の方が有意に高い。供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合に多く存在するアンモニア態窒素が、大量の胃壁から吸収されるものと解される。飼料の消化は、消化速度および消化管内容物の通過速度によって影響を受ける。反芻胃内容物は、反芻行動と胃運動、微生物の消化活動によって微細な粒子となり、下部へ流れていく。唾液流出量については、両供試水とも正常な値である。これは、反芻胃内性状が正常であることからも裏付けられる。
【００５４】
【表１１】
2004129658.tif 000013
【００５５】
　飼料摂取量は、両供試水共に差は認められず、メン羊の体重は実験期間を通して変動はなかった。成分消化率については、両供試水間では有意差は認められないが、生体外（in vitro）実験の結果と同様、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合の方が高い値となっている。生体内（in vivo）実験で両供試水間に有意差がなくなった原因としては、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合には、下部消化管の通過速度が高くて下部消化管消化率が低下し、結果として、全消化管消化率を低下させたものと推測される。エネルギー代謝率については、飼料設定が１．１×ＭＥｍ，１．７×ＭＰｍであって、タンパク質を過剰に給与する設定であることから、反芻胃内でアンモニアが過剰に発生し、これを無毒化するためにエネルギーが動員され、エネルギー代謝率が低下したものと推測される。
【００５６】
【表１２】
2004129658.tif 000014
【００５７】
　水分摂取量は、両供試水間では大きな差は認められないが、総水分摂取量（非生理的状態）は同程度の体重のメン羊に比較すると多い。水分摂取量から水分排泄量を差し引いた見かけの水分保持率でも、両供試水間では差は認められない。また、糸球体濾過速度（ＧＦＲ）および腎細管からの水分再吸収割合（ＲＡＯＷ）から、両供試水共、腎臓への大きな負担は認められない。
【００５８】
【表１３】
2004129658.tif 000015
【００５９】
　微生物体窒素は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である方がより生産されている。飼料からの窒素利用効率の良さを示唆している。ルーメン内性状に異常がない場合には、微生物体窒素が増加する原因としては、液相通過速度が高いこと、および、デファーネーション効果によるプロトゾアの減少等があるが、本実験では、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）を供試水とする場合には、液相通過速度が低い結果を得ていることから、微生物体窒素の生産性が向上している原因は、プロトゾアの減少にあるものと解される。
【００６０】
　尿中窒素排泄量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である方が高い値を示している。このため、蓄積窒素は、供試水が井戸水（ＧＷ）である場合に比較して低い値となっている。蓄積窒素が低いことは、微生物体窒素の損失を意味し、摂取タンパク質を組織に変化させる機能の低下を示唆している。反芻胃内のアンモニア総量および反芻胃の水分吸収量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である方が高いことから、反芻胃内からのアンモニア吸収量は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合には多くなるものと解される。このため、アンモニア無毒化のためにエネルギーが動員され、窒素を蓄積するためのエネルギーが不足したものと解される。
【実施例３】
【００６１】
　本実施例では、実施例１の生体外（in vitro）の実験の結果、および、実施例２の生体内（in vivo）の実験の結果を踏まえて、第２の生体内実験である生体内（in situ）の実験を試みた。本実施例では、実施例２と同様の供試飼料を定期的に供与するとともに供試水を自由飲用とし、ナイロンバック法により測定試料をメン羊のルーメン内に吊し、これを所定時間後に取り出して測定に供した。ナイロンバック法では、メン羊のルーメン内から取り出したナイロンバック内の測定試料を温水で浸漬洗浄して乾燥後、秤量して測定用に供した。測定では、測定に供された測定試料における乾物（ＤＭ）分解率、粗タンパク質（ＣＰ）分解率、中性デタージェント繊維（ＮＤＦ）分解率の測定、反芻胃内分解パラメータの算出、プロトゾア数および種類の測定を行った。
【００６２】
　供試水は、水道水を被電解水とする有隔膜電解にて生成される弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）と井戸水（ＧＷ）を採用した。これらの供試水の特性を表１４に示す。
【００６３】
【表１４】
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【００６４】
　稲藁は、家畜の通常の飼料に比較して、タンパク質の含有量が低く、かつ、細胞壁の含有量が高くて、家畜の嗜好にもあわないことから、家畜用飼料としての利用が低い。稲藁に飼料価値を付与する手段としては、アルカリ溶液を処理水とするアルカリ処理が広く知られており、アンモニアや尿素を処理液として使用することが多い。稲藁に当該アルカリ処理を施すと、稲藁には窒素成分が付与されてタンパク質の含有量が増加し、かつ、繊維質が可溶化されて消化性が向上する。
【００６５】
　これを前提として、本実施例では、稲藁を井戸水で調製した２５％アンモニア水溶液で処理して作成してなる３％アンモニア処理稲藁（ＡＲＳ）、井戸水（ＧＷ）で調製した５％尿素溶液を稲藁に等量混ぜて作成してなるＧＷ尿素溶液処稲理藁（ＧＷＵＲＳ）、弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）で調製した５％尿素溶液を稲藁に等量混ぜて作成してなるＢＥＷ尿素溶液処稲理藁（ＢＥＷＵＲＳ）の３種類の飼料を準備し、これらの飼料を１ヶ月間貯蔵後、アンモニアを放散させて測定試料とした。
【００６６】
　これらの測定試料のうち、ＡＲＳを測定試料１、ＧＷＵＲＳを測定試料２、ＢＥＷＵＲＳを測定試料３とした。なお、供試飼料としては、細切乾草と濃厚飼料を４：６に配合したものとした。各測定試料の化学成分については表１５に示す。
【００６７】
【表１５】
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【００６８】
　本実験における各測定試料に対する反芻胃内ＤＭ（乾物）の分解率の経時変化については、図７のグラフに示す。同図（ａ）のグラフは測定試料１（ＡＲＳ）に対する結果、同図（ｂ）のグラフは測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対する結果、同図（ｃ）のグラフは測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対する結果をそれぞれ示している。なお、各グラフの横軸は共通であって、経過時間を示している。全ての測定試料１〜３において、実験開始から約３０時間経過した時点から、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合には、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりも高い分解率を示していることが確認される。表１６には、反芻胃内のＤＭ分解パラメータを示している。
【００６９】
【表１６】
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【００７０】
　表のパラメータの欄中、Ａは易分解性分画、Ｂは分解可能な分画、ｃはＢの分解速度定数、Ｌは発酵遅延時間を示す。また、有効分解度はＡ，Ｂ，ｃの値から算出している。全ての測定試料１〜３において、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合には、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりもＡは低く、Ｂは高く、かつ、ｃは低いことが確認される。Ｌについては、両供試水共に大きな差は認められない。また、測定試料の尿素処理液の違いによる変化はほとんど認められない。
【００７１】
　本実験における各測定試料に対する反芻胃内ＣＰ（粗タンパク質）の分解率の経時変化については、図８のグラフに示す。同図（ａ）のグラフは測定試料料１（ＡＲＳ）に対する結果、同図（ｂ）のグラフは測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対する結果、同図（ｃ）のグラフは測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対する結果をそれぞれ示している。なお、各グラフの横軸は共通であって、経過時間を示している。全ての測定試料１〜３において、指数関数的な消失パターンは認められず、分解パラメータは算出できない。実験の開始時点（培養０点）で、約５０％のタンパク質が減少しているが、その理由は飼料の処理によって増加した非タンパク質体窒素が洗浄した際に水に溶け出したためであると推測される。また、洗浄後に残った窒素はアンモニアであると認められるので、培養による分解率も増加しなかったものと解され、培養初期の分解率の低下は測定試料に付着した微生物体窒素を測定したためであると解される。
【００７２】
　本実験における各測定試料に対する反芻胃内ＮＤＦ（中性デタージェント繊維）の分解率の経時変化については、図９のグラフに示す。同図（ａ）のグラフは測定試料１（ＡＲＳ）に対する結果、同図（ｂ）のグラフは測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対する結果、同図（ｃ）のグラフは測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対する結果をそれぞれ示している。なお、各グラフの横軸は共通であって、経過時間を示している。ＮＤＦの分解率では、ＤＭの分解率と同様、実験開始から３０時間（培養３０時間）当たりから、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）である場合の方が、供試水が井戸水（ＧＷ）である場合よりも高い分解率を示すことが確認される。表１７には、反芻胃内のＤＭ分解パラメータを示している。
【００７３】
【表１７】
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【００７４】
　表１７のパラメータの欄中、Ａは易分解性分画、Ｂは分解可能な分画、ｃはＢの分解速度定数、Ｌは発酵遅延時間を示す。また、有効分解度はＡ，Ｂ，ｃの値から算出している。全ての供試飼料１〜３において、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合には、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりもＡは低く、Ｂは高く、かつ、ｃは低いことが確認される。Ｌについては、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合の方が、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりも高い。また、測定試料の尿素処理液の違いによる変化はほとんど認められない。
【００７５】
　本実験においては、メン羊に弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）と井戸水（ＧＷ）を２１日間自由飲用させた場合の、プロトゾア数と種類を測定した。供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合の方が、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりも、微生物体窒素の合成量および微生物体窒素合成効率を増加させることの裏付けとなる結果得た。その結果を表１８に示す。プロトゾアの総数は、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合の方が、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合よりも少ない。また、供試水が弱アルカリ性の電解生成アルカリ性水（ＢＥＷ）の場合では、供試水が井戸水（ＧＷ）の場合とは異なり、貧毛虫が優先種であることが確認される。
【００７６】
【表１８】
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【図面の簡単な説明】
【００７７】
【図１】チモシーを供試飼料とするガス生産実験における培養時間とガス発生量の関係を示すグラフである。
【図２】アルファルファヘイキューブを供試飼料とするガス生産実験における培養時間とガス発生量の関係を示すグラフである。
【図３】ネピアグラスを供試飼料とするガス生産実験における培養時間とガス発生量の関係を示すグラフである。
【図４】カロポゴニウムムクノイデスを供試飼料とするガス生産実験における培養時間とガス発生量の関係を示すグラフである。
【図５】大豆粕を供試飼料とするガス生産実験における培養時間とガス発生量の関係を示すグラフである。
【図６】実験期間中の作業内容を経時的に示すフローチャートである。
【図７】各供試水の下での各測定試料に対する反芻胃内ＤＭ（乾物）の分解率の経時的変化を示すグラフであって、測定試料１（ＡＲＳ）に対するグラフ（ａ）、測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｂ）、および、測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｃ）である。
【図８】各供試水の下での各測定試料に対する反芻胃内ＣＰ（粗タンパク質）の分解率の経時的変化を示すグラフであって、測定試料１（ＡＲＳ）に対するグラフ（ａ）、測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｂ）、および、測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｃ）である。
【図９】各供試水の下での各測定試料に対する反芻胃内ＮＤＦ（中性デタージェント繊維）の分解率の経時的変化を示すグラフであって、測定試料１（ＡＲＳ）に対するグラフ（ａ）、測定試料２（ＧＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｂ）、および、測定試料３（ＢＥＷＵＲＳ）に対するグラフ（ｃ）である。
【図１】
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【図２】
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【図３】
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【図４】
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【図５】
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【図６】
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【図７】
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【図８】
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【図９】
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