(57)【特許請求の範囲】
【請求項１】
ソホロースリピッドを０．００５重量％から１０重量％含む組織保存用の凍結保護液。
【請求項２】
ソホロースリピッドを０．００５重量％から１０重量％含む食品又は食材保存用の凍結保護液。
【請求項３】
ソホロースリピッドを０．００５重量％から１０重量％含む細胞保存用の凍結保護液。
【請求項４】
ソホロースリピッドを０．０１重量％から１０重量％含む細胞保存用の凍結保護液。
【請求項５】
ジメチルスルホキシド（ＤＭＳＯ）を更に含む請求項３又は４に記載の細胞保存用の凍結保護液。
【請求項６】
多価アルコールを更に含む請求項３又は４に記載の細胞保存用の凍結保護液。
【請求項７】
多価アルコールとして、グリセリン、エチレングリコール、プロピレングリコールのいずれか少なくとも一つを含む請求項６に記載の細胞保存用の凍結保護液。
【請求項８】
０．００５重量％から１０重量％のソホロースリピッド及び１重量％から１０重量％のグリセリンを含み、ジメチルスルホキシド（ＤＭＳＯ）を含まない、細胞保存用の凍結保護液。
【請求項９】
前記細胞は間葉系幹細胞である請求項８記載の細胞保存用の凍結保護液。
【請求項１０】
細胞を凍結保存する1時間前から６時間前の間で細胞培養培地中にソホロースリピッドを０．００５重量％から１０重量％含むように添加して細胞を凍結保存する方法。
【発明の詳細な説明】
【技術分野】
【０００１】
本発明は、細胞を凍結保存するために用いる凍結保存組成物およびそれを用いた凍結保存方法に関する。
【背景技術】
【０００２】
細胞の凍結保存は、継代による細胞変質の防止、継代に伴う雑菌による汚染の防止、細胞の輸送、などを行う上で必須の技術として広く利用されている。しかし、細胞を凍結する過程において、細胞内外の水分が氷結晶となり細胞にダメージを与えることが知られている（非特許文献１）。そのため、凍結、融解時のダメージから細胞を保護し、さらに細胞の性質を維持して凍結保存することが望まれる。【０００３】
通常の凍結保存は、氷結晶によるダメージから細胞を保護するために凍結防御剤を添加したウシ血清などを含有した培養液に細胞を懸濁し、クライオチューブ等に詰めて冷却し、最終的に−８０℃もしくは−１９６℃の極低温で凍結保存するのが一般的である。凍結防御剤としては、５〜２０％のジメチルスルホキシド（ＤＭＳＯ）、グリセリン（Ｇｌｙ）、エチレングリコール（ＥＧ）、プロピレングリコール（ＰＧ）などが用いられている（特許文献１、２）。そのなかで最も効果が高く、よく用いられているのがＤＭＳＯである（非特許文献２）が、細胞の保存率が満足した結果にならず、かならずしも氷結晶の抑制効果が十分とはいえない。【０００４】
また、ポリエーテルを添加することでＤＭＳＯの効果を増強したもの（特許文献３）、フルクタンを使用することで細胞保護効果を高めたもの（特許文献４）、カルボキシル化ポリリジンを配合することで幹細胞の保存効果を高めたもの（特許文献５）があるが、いずれも氷結晶生成抑制効果が十分とは言えない。さらに、ポリエーテルの残留による細胞毒性が懸念され、より低毒性の保存液が望まれている。また、フルクタンの添加濃度が３０％と高濃度なため経済的な問題や、保存後の除去が困難だったり、カルボキシル化ポリリジンの細胞保存は幹細胞のみに着目したもので、汎用性が低く、またポリペプチドであることから細胞の機能性への影響が懸念されるなどで、細胞の保存に関してかならずしも満足とは限らない。従って、すべての細胞を保存できる低毒性なものが望まれている。
【先行技術文献】
【特許文献】
【０００５】
【特許文献１】特許第５９４０９７５号
【特許文献２】特開２００１−２４７４０１号公報
【特許文献３】特表平１０−５１１４０２号公報
【特許文献４】特開２０１２−２３５７２８号公報
【特許文献５】特許５６３０９７９号
【特許文献６】特開２０１６−１６０２４４号公報
【非特許文献】
【０００６】
【非特許文献１】Ｍａｚｕｒ，Ａｍ．Ｊ．Ｐｈｙｓｉｏｌ．，２４７：Ｃ１２５−１４２，１９８４
【非特許文献２】Ｋｏｖｅｌｏｃｋ  ＪＥ  ａｎｄ  Ｂｉｏｓｈｏｐ  ＭＷＨ，Ｎａｔｕｒｅ  １８３：１３９４−１３９５，１９５９
【発明の概要】
【発明が解決しようとする課題】
【０００７】
現状の凍結保存法では、氷結晶の生成抑制効果が不十分であり、凍害から細胞を保護する効果が十分ではないため、毒性の低い新規凍結保存剤の開発が望まれている。
【課題を解決するための手段】
【０００８】
本発明者らは上記課題を解決するために鋭意検討を行った。その結果、ソホロースリピッド（ＳＬ）が氷結晶生成を抑制する効果を有し、簡便に凍害による細胞ダメージを抑制できることを見出した。これを利用し、０．０１重量％から２０重量％のＳＬを凍結保存する前の細胞培養液中に添加することで、細胞の保存効率が高まることを見出した。また、細胞凍結時に、ＳＬを０．０１重量％から２０重量％添加するとＤＭＳＯの毒性を緩和することも見出した。さらに、０．０１重量％から２０重量％のＳＬに１重量％から５０重量％の多価アルコールを配合することで、ＤＭＳＯを添加せずに保存後の細胞生存率が高まることを見出した。すなわち、本発明は以下を提供する。
［１］ソホロースリピッドを０．０１重量％から２０重量％含む凍結保存後の細胞生存率を高める組成物
［２］ジメチルスルホキシド（ＤＭＳＯ）を５重量％から１０重量％含む［１］に記載する組成物
［３］多価アルコールを１重量％から５０重量％含む［１］または［２］に記載する組成物
［４］多価アルコールとして、グリセリン、エチレングリコール、プロピレングリコールのいずれか少なくとも一つを含む［３］に記載する組成物
［５］細胞を凍結保存する直前から６時間前の間で細胞培養培地中に［１］で記載する組成物を１容量％となるように添加して細胞を凍結保存する方法
［６］細胞を凍結保存する際に、細胞培養培地中に［２］乃至［４］に記載する組成物を１０容量％から９９容量％添加して細胞を凍結保存する方法
【発明の効果】
【０００９】
ＳＬの添加により、細胞の受ける凍害を低減できる。この結果、ＤＭＳＯや血清の効果に頼らずとも一定水準以上の細胞生存率が得られる。
【図面の簡単な説明】
【００１０】
【図１】氷晶形成抑制についての顕微鏡写真図であり、そのうち（Ａ）は超純水であり、（Ｂ）は１０％ＳＬであり、（Ｃ）は０．１％ＳＬであり、（Ｄ）は１０％ＤＭＳＯであり、（Ｅ）は１０％Ｇｌｙであり、（Ｆ）は１０％ＰＧであり、（Ｇ）は１０％ＥＧであり、（Ｈ）は１０％ＡＰＧである。
【図２】細胞マーカーの発現を示す図である。
【図３】細胞形態についての顕微鏡写真図であり、そのうち（Ａ）は０．２％ＳＬ＋３０％Ｇｌｙであり、（Ｂ）は０．２％ＳＬ＋２０％Ｇｌｙであり、（Ｃ）は０．２％ＳＬ＋１５％Ｇｌｙであり、（Ｄ）は０．１％ＳＬ＋３０％Ｇｌｙであり、（Ｅ）は０．１％ＳＬ＋２０％Ｇｌｙであり、（Ｆ）は０．１％ＳＬ＋１５％Ｇｌｙであり、（Ｇ）は０．０５％ＳＬ＋３０％Ｇｌｙであり、（Ｈ）は０．０５％ＳＬ＋２０％Ｇｌｙであり、（Ｉ）は０．０５％ＳＬ＋１５％Ｇｌｙであり、（Ｊ）は３０％Ｇｌｙであり、（Ｋ）は２０％ＤＭＳＯである。
【発明を実施するための形態】
【００１１】
ＳＬとは、低毒性の糖脂質型バイオサーファクタントであり、酵母の発酵から得られる発酵産物である。ＳＬは細胞を凍結する前に添加することで（前添加）、細胞内に取り込まれ、細胞内の氷の結晶を抑制し、凍結時に添加することで細胞外の氷の結晶を抑制することで効果を発揮すると考えられる。以下の実験例、実施例で使用するＳＬは特開２０１６−１６０２４４号公報の記載に従って調製した。なお、ＳＬはｐＨ６〜８に調製したものを用いた。ｐＨ調整剤として、アルカリ剤、酸などがあげられる。
【００１２】
多価アルコールとは、グリセリン、エチレングリコール、プロピレングリコールなどであり、好ましくは、プロピレングリコールである。
【００１３】
細胞保存液の細胞とは、動植物細胞のことである。体細胞、がん細胞、株化細胞、幹細胞などである。
【００１４】
また、細胞にて構成される組織、臓器、動植物などの個体にも同様に応用できる。植物や動物由来の食品の鮮度を保つ効果が期待できる。
【００１５】
また、本発明を用いた凍結・融解方法は特に限定せず、凍結する際の細かい温度コントロールを行わなくても、通常の緩慢凍結・急速融解でも可能である。
【００１６】
［実験例  氷結晶抑制組成物と氷結晶生成抑制効果］
最も汎用されている細胞保存時に使用する培地であるダルベッコ改変培地（ＤＭＥＭ）に表１の組成物を７：３の容量比で混和した。各試料を１５ｍＬ遠沈管（Ｔｈｅｒｍｏ  Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ  ＢｉｏＬｉｔｅ）に分注し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却し、−８０℃１０分後に試料の外観を目視にて観察した。
【００１７】
【表１】
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【００１８】
表１の結果から、実験例１〜４は実験例５、６よりも氷結晶生成抑制効果が認められた。
【００１９】
表２の組成となるように超純水で調製した。各試料を走査型プローブ顕微鏡（ＡＦＭ５０００／ＡＦＭ５３００、日立ハイテクサイエンス）の冷却ステージにて凍結させ、光学顕微鏡で観察した。本試験は、大阪大学ナノテクノロジー設備併用拠点の支援で実施した。また、観察した画像を画像解析ソフト（OLYMPUS cellSens Standard）を用いて氷の結晶1つあたりの面積を計測した。
【００２０】
【表２】
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【００２１】
図１は氷晶形成抑制についての顕微鏡写真図であり、そのうち（Ａ）は超純水であり、（Ｂ）は１０重量％ＳＬであり、（Ｃ）は０．１重量％ＳＬであり、（Ｄ）は１０重量％ＤＭＳＯであり、（Ｅ）は１０重量％Ｇｌｙであり、（Ｆ）は１０重量％ＰＧであり、（Ｇ）は１０重量％ＥＧであり、（Ｈ）は１０重量％ＡＰＧである。図１（Ｂ）及び（Ｃ）に示されるように、組成がＳＬの場合は１０重量％でも０．１重量％でも氷晶形成抑制効果があった。図１（Ａ）（Ｄ）（Ｅ）（Ｆ）及び（Ｇ）に示されるようにＳＬ以外の場合は氷晶形成抑制効果は十分ではなかったが、図１（Ｈ）に示されるようにＳＬと同じ糖脂質型界面活性剤であるＡＰＧの場合は氷晶形成抑制効果が見られた。
【実施例】
【００２２】
［１  凍結保存前培養時におけるＳＬ添加の効果（ヒト正常線維芽細胞、血清添加培地）］
ヒト正常線維芽細胞（クラボウ）を３．２×１０４  ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように６ウェルプレートに播種し、４８時間培養した。培養後、培養培地を除去し、５重量％ＳＬ水溶液を０．０５容量％となるようにウシ胎児血清含有のＤＭＥＭにて希釈して添加した。所定時間培養後、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をクライオジェニックバイアル（三商）の中で１０％ＤＭＳＯ／ウシ胎児血清含有ＤＭＥＭ１ｍＬに懸濁し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。残りの細胞懸濁液を６ウェルプレートに播種して７２時間培養した。培養後の生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（培養後の生細胞数）。【００２３】
解凍時の生存率と増殖率を以下の式によりそれぞれ算出した。【００２４】
解凍時の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／解凍後の総細胞数×１００
増殖率（％）＝培養後の生細胞数／解凍後の生細胞数×１００【００２５】
【表３】
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【００２６】
表３の結果から、ＳＬを細胞凍結保存の１から６時間前に添加して培養すると、未添加よりも細胞の解凍時の生存率および細胞増殖率が高くなることがわかった。【００２７】
また解凍時の生存率のみならず、凍結前後の生存率についても検討した。即ち、ヒト正常線維芽細胞（クラボウ）を４．０×１０４ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように１０ ｍｍディッシュに播種し、７２時間培養した。培養後、５重量％ＳＬ水溶液を０．０５容量％となるように添加した。所定時間培養後、２．０×１０４  ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように９６ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養して、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（未凍結の吸光度）。残りの細胞を細胞密度が４．０×１０５ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように細胞懸濁液を調製して、クライオジェニックバイアル（三商）の中で２０％ＤＭＳＯと１：１の容量比で混合した。凍結処理容器ＢＩＣＥＬＬ（日本フリーザー）に入れて、―８０℃条件下で冷却した。一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、１００μＬを９６ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養して、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（凍結保存後の吸光度）。【００２８】
凍結前後の生存率と増殖率を以下の式により算出した。【００２９】
凍結前後の生存率（％）＝凍結保存後の吸光度（６時間培養）／未凍結の吸光度（６時間培養）
増殖率（％）＝凍結保存後の吸光度（７２時間培養）／未凍結の吸光度（７２時間培養）【００３０】
【表４】
0006626225.tif 000005
【００３１】
表４の結果から、ＳＬを細胞凍結保存の１から６時間前に添加して培養すると、未添加よりも細胞の凍結前後の生存率および細胞増殖率が高くなることがわかった。【００３２】
［２  凍結保存前培養時におけるＳＬ添加の効果（ヒト正常線維芽細胞、血清無添加培地）］
ヒト正常線維芽細胞（クラボウ）を３．２×１０４  ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように６ウェルプレートに播種し、４８時間培養した。培養後、培養培地を除去し、５重量％ＳＬ水溶液を０．０５容量％となるようにＤＭＥＭ培地にて希釈して添加した。６時間培養後、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をクライオジェニックバイアル（三商）の中で１０％ＤＭＳＯ／ＤＭＥＭ１ｍＬに懸濁し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。【００３３】
凍結前後の生存率を以下の式により算出した。【００３４】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００【００３５】
【表５】
0006626225.tif 000006
【００３６】
表５の結果から、ＳＬを細胞凍結保存の６時間前に添加して培養すると、未添加よりも凍結前後の細胞の生存率が高くなることがわかった。【００３７】
［３  凍結保存前培養時におけるＳＬ添加の効果（間葉系幹細胞、血清無添加培地）］
間葉系幹細胞（Ｌｏｎｚａ）を３．２×１０４  ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように６ウェルプレートに播種し、４８時間培養した。培養後、培養培地を除去し、５重量％ＳＬ水溶液を０．０５容量％となるようにＭＳＣＧＭ−ＣＤ培地にて希釈して添加した。６時間培養後、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をクライオジェニックバイアル（三商）の中で１０％ＤＭＳＯ／ＭＳＣＧＭ−ＣＤ培地１ｍＬに懸濁し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。【００３８】
凍結前後の生存率を以下の式により算出した。【００３９】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００【００４０】
【表６】
0006626225.tif 000007
【００４１】
表６の結果から、ＳＬを細胞凍結保存の６時間前に添加して培養すると、未添加よりも細胞の凍結前後の生存率が高くなることがわかった。【００４２】
［４  凍結保存前培養無しでのＳＬ添加の効果（ヒト正常線維芽細胞、血清添加培地）］
ヒト正常線維芽細胞（クラボウ）の生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表７、８の各試料と細胞懸濁液を３：７の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。残りの細胞懸濁液を６ウェルプレートに播種して７２時間培養した。培養後の生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（培養後の生細胞数）。【００４３】
凍結前後の生存率と増殖率を以下の式によりそれぞれ算出した。【００４４】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００
増殖率（％）＝培養後の生細胞数／解凍後の生細胞数×１００【００４５】
【表７】
0006626225.tif 000008
【００４６】
表７の結果から、実施例１２、１３は高い細胞生存率が見られ、実施例１３は比較例４〜６よりも生存率が高かった。【００４７】
【表８】
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【００４８】
実施例１４は、比較例７よりも増殖率が高かった。【００４９】
また、ヒト正常線維芽細胞を２．０×１０４ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように９６ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養後、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（未凍結の吸光度）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで４．０×１０５ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表９の各組成物と細胞懸濁液を１：１の容量比で混合し、凍結処理容器ＢＩＣＥＬＬ（日本フリーザー）に入れて、―８０℃条件下で冷却した。一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、１００ μＬを９６ ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養して、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（凍結保存後の吸光度）。【００５０】
生存率と増殖率を以下の式により算出した。【００５１】
生存率（％）＝凍結保存後の吸光度（６時間培養）／未凍結の吸光度（６時間培養）
増殖率（％）＝凍結保存後の吸光度（７２時間培養）／未凍結の吸光度（７２時間培養）【００５２】
【表９】
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【００５３】
表９の結果から、本発明の実施例は高い細胞生存率および高い細胞増殖率を有することが確認できた。【００５４】
［５  凍結保存前培養無しでのＳＬ添加にＤＭＳＯ添加が与える影響（ラット骨格筋筋芽細胞、血清添加培地）］
ラット骨格筋筋芽細胞（ＪＣＲＢ９０８１  Ｌ６）の生細胞数を計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表７の各組成物と細胞懸濁液を３：７の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数を計測した（解凍後の生細胞数）。【００５５】
生存率を以下の式により算出した。【００５６】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００
また、筋芽細胞の性質として、５日間培養後の培養上清中のサイトカイン（ＶＥＧＦ）をＥＬＩＳＡで定量した。【００５７】
【表１０】
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【００５８】
表１０の結果から、実施例１５〜１７は比較例８（１０重量％ＤＭＳＯのみ）よりも細胞の生存率が高いことがわかった。また、実施例１５〜１７は比較例８（１０重量％ＤＭＳＯのみ）よりもＶＥＧＦ量が高いことがわかった。これは凍結による細胞の性質への影響が本実施例では比較例よりも少ないことを意味する。【００５９】
［６  凍結保存前培養無しでのＳＬ添加にＤＭＳＯ添加が与える影響（ヒト骨格筋筋芽細胞、血清添加培地）］
ヒト骨格筋筋芽細胞（患者より）の生細胞数を計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１１の各組成物と細胞懸濁液を３：７の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数を計測した（解凍後の生細胞数）。【００６０】
生存率を以下の式により算出した。【００６１】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００【００６２】
【表１１】
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【００６３】
表１１の結果から、実施例１８〜２１は比較例９（１０重量％ＤＭＳＯのみ）よりも細胞の生存率が高いことがわかった。【００６４】
また、解凍時の生存率につき、ＳＬ添加にＤＭＳＯ添加が与える影響をＣａｃｏ−２細胞、血清添加培地にて調べた。即ち、Ｃａｃｏ−２細胞（ヒト結腸腺癌）の生細胞数を計測した（凍結前の生細胞数）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１０の各組成物と細胞懸濁液を１：１の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数を計測した（解凍後の生細胞数）。【００６５】
生存率を以下の式により算出した。【００６６】
解凍時の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／解凍後の総細胞数×１００【００６７】
【表１２】
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【００６８】
表１２の結果から、本発明の実施例は比較例（２０重量％ＤＭＳＯのみ）よりも解凍時の生存率が高いことがわかった。【００６９】
［７  凍結保存前培養無しでのＳＬ添加にＰＧ添加が与える影響（ヒト正常線維芽細胞、血清無添加培地）］
ヒト正常線維芽細胞（クラボウ）の生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。細胞を非血清のＤＭＥＭで懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１３の各試料と細胞懸濁液を３：７の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。【００７０】
凍結前後の生存率と増殖後の生存率を以下の式によりそれぞれ算出した。【００７１】
凍結前後の生存率（％）＝解凍後の生細胞数／凍結前の生細胞数×１００
増殖後の生存率（％）＝培養後の生細胞数／培養後の総細胞数×１００【００７２】
【表１３】
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【００７３】
表１３の結果から、実施例２２、２３は、凍結前後の生存率が比較例１０よりも高かった。また、実施例２３は比較例１０、１１よりも増殖後の生存率が高かった。【００７４】
［８  凍結保存前培養無しでのＳＬ添加にＰＧ添加が与える影響（間葉系幹細胞、血清無添加培地）］
間葉系幹細胞（Ｌｏｎｚａ）の生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（凍結前の生細胞数）。細胞をＭＳＣＧＭ−ＣＤ培地で懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１４の各試料と細胞懸濁液を３：７の容量比で混合し、４℃条件下で５分、−２０℃条件下で２０分、−８０℃条件下の順で冷却した。−８０℃で一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、生細胞数をトリパンブルー染色により計測した（解凍後の生細胞数）。【００７５】
凍結前後の残存率を以下の式によりそれぞれ算出した。【００７６】
凍結前後の残存率（％）＝解凍後の総細胞数／凍結前の総細胞数×１００【００７７】
【表１４】
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【００７８】
表１４の結果から、実施例２４〜２６は、凍結前後の残存率が比較例１２より高かった。また、実施例２５、２６は、凍結前後の残存率が比較例１３よりも高かった。【００７９】
また、凍結保存前培養無しでのＳＬ添加にＰＧ以外の多価アルコール添加が与える影響（間葉系幹細胞、血清添加培地）を調べた。即ち、間葉系幹細胞（Ｌｏｎｚａ）を２．０×１０４ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように９６ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養後、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（未凍結の吸光度）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで４．０×１０５ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１５の各組成物と細胞懸濁液を１：１の容量比で混合し、凍結処理容器ＢＩＣＥＬＬ（日本フリーザー）に入れて、―８０℃条件下で冷却した。一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、１００ μＬを９６ ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養して、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（凍結保存後の吸光度）。また、凍結前後の細胞遺伝子(mRNA)発現を評価した。【００８０】
生存率と増殖率は以下の式により算出した。【００８１】
生存率（％）＝凍結保存後の吸光度（６時間培養）／未凍結の吸光度（６時間培養）
増殖率（％）＝凍結保存後の吸光度（７２時間培養）／未凍結の吸光度（７２時間培養）【００８２】
【表１５】
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【００８３】
表１５の結果から、本発明の実施例は凍結前後の生存率が高かった。また凍結前後の増殖率も高かったが、０．２重量％ＳＬ添加の場合はやや凍結前後の生存率が低下した。【００８４】
また、本発明の実施例０．０２重量％ＳＬ＋３０重量％Ｇｌｙ、０．０２重量％ＳＬ＋３０重量％ＥＧおよび０．１重量％ＳＬ＋３０重量％Ｇｌｙの場合と、比較例２０重量％ＤＭＳＯの場合について細胞の遺伝子発現を調べた。結果を図２に示す。ＣＤ３４及びＣＤ７３は間葉系幹細胞のマーカーであるが、未凍結時と比較して本発明にかかる実施例では変動がほとんどなく、間葉系幹細胞としての性質が維持されていると考えられる。また、細胞分裂を促進するアクセル役となるがん遺伝子であるc-mycは、未凍結時と比較して比較例２６（２０重量％ＤＭＳＯ）では変動が認められたのに対して、本発明にかかる実施例では変動がほとんどなく、間葉系幹細胞への影響が少ないと考えられる。【００８５】
［９  組成物の細胞毒性（間葉系幹細胞）］
間葉系幹細胞（Ｌｏｎｚａ）を２．０×１０４  ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように９６ウェルプレートに播種し、７２時間培養した。培養後、培養培地を除去して、表１６の各組成物の濃度となるようにウシ胎児血清非含有のＤＭＥＭにて希釈して添加した。４８時間培養後、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した。【００８６】
生存率は以下の式により算出した。【００８７】
生存率（％）＝組成物暴露後の吸光度／未処理の吸光度【００８８】
【表１６】
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【００８９】
表１６の結果から、間葉系幹細胞について、ＳＬ＋グリセリンの場合はＤＭＳＯと比較して毒性が低いことが示された。【００９０】
［１０  解凍後、凍結保存組成を除去せずにそのまま培養した結果（間葉系幹細胞）］
間葉系幹細胞（Ｌｏｎｚａ）を２．０×１０４ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように９６ｗｅｌｌプレートに播種して６時間あるいは７２時間培養後、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（未凍結の吸光度）。残りの細胞をウシ胎児血清含有ＤＭＥＭで４．０×１０５ ｃｅｌｌｓ／ｍｌとなるように懸濁した。クライオジェニックバイアル（三商）の中で表１７の各組成物と細胞懸濁液を１：１の容量比で混合し、凍結処理容器ＢＩＣＥＬＬ（日本フリーザー）に入れて、―８０℃条件下で冷却した。一晩保存後、３７℃で速やかに解凍し、各組成物を除去せずに１００ μＬを９６ ｗｅｌｌプレートに播種して６時間培養して、Ｃｅｌｌ Ｃｏｕｎｔｉｎｇ Ｋit−８（同仁化学研究所）により吸光度を測定した（凍結保存後の吸光度）。【００９１】
生存率と増殖率は以下の式により算出した。【００９２】
生存率（％）＝凍結保存後の吸光度（６時間培養）／未凍結の吸光度（６時間培養）【００９３】
【表１７】
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【００９４】
各実施例の場合および比較例の場合について細胞の形態を顕微鏡観察した。図３は細胞形態についての顕微鏡写真図であり、そのうち（Ａ）は０．２重量％ＳＬ＋３０重量％Ｇｌｙであり、（Ｂ）は０．２重量％ＳＬ＋２０重量％Ｇｌｙであり、（Ｃ）は０．２重量％ＳＬ＋１５重量％Ｇｌｙであり、（Ｄ）は０．１重量％ＳＬ＋３０重量％Ｇｌｙであり、（Ｅ）は０．１重量％ＳＬ＋２０重量％Ｇｌｙであり、（Ｆ）は０．１重量％ＳＬ＋１５重量％Ｇｌｙであり、（Ｇ）は０．０５重量％ＳＬ＋３０重量％Ｇｌｙであり、（Ｈ）は０．０５重量％ＳＬ＋２０重量％Ｇｌｙであり、（Ｉ）は０．０５重量％ＳＬ＋１５重量％Ｇｌｙであり、（Ｊ）は３０重量％Ｇｌｙであり、（Ｋ）は２０重量％ＤＭＳＯである。表１７の結果から、間葉系幹細胞について、ＳＬ＋グリセリンの場合はＤＭＳＯと比較して毒性が低いことが示された。また図３の結果からＳＬ＋グリセリンの場合はＤＭＳＯと比較して細胞の形態も良好であることが示された。【００９５】
［１１  野菜又は果物の冷凍保存におけるＳＬの添加効果］
各食品（きゅうり、ほうれん草、りんご）を、それぞれ、表１８、表１９、表２０の組成となるように水で調製した溶液１００ｇに３０分間浸漬した。浸漬後、ペーパータオルで余分な水分を拭き取り、−２０℃で冷凍した。一晩保存後、３７℃で解凍して、外観および食感を以下の判定基準に従って評点下した。
＜判定基準＞
３：冷凍前と比べて、差は認められない
２：冷凍前と比べて、差が認められる
１：冷凍前と比べて、かなり差が認められる【００９６】
【表１８】
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【００９７】
【表１９】
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【００９８】
【表２０】
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【００９９】
表１８、表１９及び表２０の結果から、野菜又は果物を冷凍保存する前にＳＬ添加溶液に浸漬することにより、冷凍保存後解凍した場合、食味及び食感が良好であることが確認できた。【０１００】
［１２  魚介類又は食肉の冷凍保存におけるＳＬの添加効果］
各食品（まぐろ、レバー）を、それぞれ、表２１、２２の組成となるように水で調製した溶液１００ｇに３０分間浸漬した。浸漬後、ペーパータオルで余分な水分を拭き取り重量測定（冷凍前の重量）後、−２０℃で冷凍した。一晩保存後、３７℃で解凍し、外観観察とドリップ量測定を行った。外観を以下の判定基準に従って評点下した。
＜判定基準＞
３：冷凍前と比べて、差は認められない
２：冷凍前と比べて、差が認められる
１：冷凍前と比べて、かなり差が認められる
ドリップ量（食材を取り除いた後の重量）を測定して、以下の式によりドリップ流出率を算出した。ドリップ量とは、食品を解凍した際に、細胞内の氷が溶けて水になり、傷ついた細胞から流れ出てくる水分のことをいう。【０１０１】
ドリップ流出率（％）＝ドリップ量／凍結前の重量×１００【０１０２】
【表２１】
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【０１０３】
【表２２】
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【０１０４】
表２１及び表２２の結果から、魚介類又は食肉を冷凍保存する前にＳＬ添加溶液に浸漬することにより、ドリップ流出量が抑制されることが確認できた。
【図１】
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【図２】
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【図３】
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