(57)【要約】【課題】  植物のシュートからの発根を促進して、その発根率を向上させ、それにより、クローン苗の生産性を向上させる。【解決手段】  植物の枝、茎、頂芽、腋芽、不定芽、葉、子葉、胚軸、不定胚又は苗条原基等を、銀イオン及び抗酸化剤を添加した植物組織培養用培地を用いて培養する。銀イオン源としては、例えば、チオ硫酸銀や硝酸銀を、また、抗酸化剤としては、例えば、アスコルビン酸や亜硫酸塩を用いることができる。なお、このとき培養は、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを、９：１〜７：３の割合で含む光照射下で行うことが好ましい。【選択図】  図１
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【特許請求の範囲】
【請求項１】
植物のシュートを、銀イオン及び抗酸化剤を添加した培地を用いて培養し、発根させることを特徴とする、植物体の生産方法。
【請求項２】
植物のシュートを、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを、９：１〜７：３の割合で含む光照射下で培養し、発根させることを特徴とする、請求項１に記載の植物体の生産方法。
【請求項３】
植物のシュートとして、木本植物のシュートを用いることを特徴とする、請求項１又は２に記載の植物体の生産方法。
【発明の詳細な説明】
【技術分野】
【０００１】
本発明は、植物のシュートを発根させて行う植物体の生産方法に関する。
【背景技術】
【０００２】
目的に適った形質を持つ均質な植物体（苗）を大量に生産するステップは、農業生産、植林、育種、その他の目的で植物体を産業的に利用しようとする場合に、必ず要求される。このとき植物体の大量生産手段として有用なのが、伝統的な挿し木法や、近年のバイオテクノロジーの発達により生まれた組織培養法である。これらの方法によれば、単に、苗の大量生産ができるばかりではなく、同一の遺伝的性質を有する植物体、即ちクローン苗を大量かつ迅速に生産することができる。
【０００３】
挿し木法においては、増殖しようとする植物の個体から枝や茎、場合によっては頂芽、腋芽、葉、子葉又は胚軸等を切取って挿し穂とし、これを挿し床や培地に挿し付けて発根させ植物体を生産する。一方、組織培養法において植物を大量増殖しようとする場合には、増殖しようとする植物の個体から適当な組織を切取って培養し、不定芽、不定胚、苗条原基又はこれらの組織から伸長してくる茎葉を採取して発根させる。つまり、いずれの方法を用いてクローン苗を生産するにしても、発根という過程を経ることとなる。
【０００４】
従って、植物組織の発根能は、クローン苗の生産性に大きな影響を与える。特に、これらのクローン苗を産業的に利用しようとする場合、発根能が低い植物種では、これは深刻な問題となる。
【０００５】
一方、植物組織からの発根を阻害する主たる要因として、植物組織自身が放出するエチレンの関与が考えられている。そこで、エチレンの発生を抑制するため、前記不定芽等の組織を培養するにあたり、培地中に銀イオンを添加することが試みられている（非特許文献１）。しかしながら、この方法では、植物組織の枯死率は、ある程度減少するものの、発根自体は抑制されたり、遅延したりしてしまうため、植物組織からの発根率に対しては、向上効果が小さいか、むしろ阻害的に働くものであった。
【０００６】
【非特許文献１】エドウィン  Ｆ．ジョージ（Edwin F. George）、“組織培養による植物増殖（PLANT PROPAGATION by TISSUE CULTURE）”英国、1993年、p200
【発明の開示】
【発明が解決しようとする課題】
【０００７】
本発明は、従来技術の上記問題点に鑑み、植物組織からの発根を促進して、その発根率を向上させること、それにより、クローン苗、特に発根能が低い植物種に属するクローン苗の生産性を向上させ、このようなクローン苗の大量かつ迅速な生産を可能として、その産業的利用に途を開くこと、を目的としてなされたものである。
【課題を解決するための手段】
【０００８】
本発明者らは鋭意研究の結果、銀イオン及び抗酸化剤を含有する培地を用いて植物のシュートを培養すると、そのシュートからの発根が促進され、発根率が向上することを見出し、本発明を完成した。
【０００９】
すなわち、本発明は、植物のシュートを、銀イオン及び抗酸化剤を添加した培地を用いて培養し、発根させることを特徴とする、植物体の生産方法に関する。
【発明の効果】
【００１０】
本発明によれば、植物のシュートからの発根が促進され、発根率が向上するので、挿し木法や組織培養法によるクローン苗の生産性が向上する。しかも、このような効果は、発根能が低い植物種で特に顕著である。
【００１１】
従って、本発明は、発根能が低い植物種であっても、クローン苗を大量かつ迅速に生産することを可能とし、その産業的利用に途を開くものである。
【発明を実施するための最良の形態】
【００１２】
本発明は、どのような植物に対しても適用することができる。しかし、本発明は、草本植物よりも発根能が劣っている木本植物、例えば、ユーカリ、マツ、サクラ、アカシア、ヤマモモ、クヌギ、ブドウ、リンゴ、バラ、ツバキ、ウメ、ユスラウメ、ジャカランタ等に適用した場合に、より効果を発揮する。中でも特に、難発根性として知られるユーカリ、マツ、サクラ等に本発明を適用すれば、大きな効果が得られる。
【００１３】
本発明においては、これらの植物から得られるシュートを、所定の培地で培養することにより発根させ、植物体を生産する。ここでシュートとは、枝、茎、頂芽、腋芽、不定芽、葉、子葉、胚軸、不定胚又は苗条原基等、発根能を有する組織全般を意味している。また、植物体とは、これらの組織が発根して得られるものを言い、苗やこれが生長した個体も含む意味で用いている。なお、不定芽は、多芽体より効率良く取得することができる。多芽体は、本発明を適用して植物体を生産しようとする植物から、頂芽や腋芽等を切取って、これを公知の条件・公知の方法により組織培養して誘導することができ、不定芽は、こうして誘導された多芽体から伸長してくる、個々の茎葉として得ることができる。
【００１４】
例えば、前記の木本植物から、多芽体を形成させて本願発明で使用するシュートを取得するには、概ね次のようにして行う。まず、材料とする植物から頂芽、腋芽等の組織を採取し、採取した組織について、有効塩素量０．５〜４％の次亜塩素酸ナトリウム水溶液又は有効塩素量５〜１５％の過酸化水素水溶液に１０〜２０分間浸漬して表面殺菌を行う。次いで、これを滅菌水で洗浄し、固体培地に挿し付けて芽を開じょさせ、伸長してきた茎葉を同じ組成の培地で継代培養することにより、多芽体を形成させる。ユーカリ属やアカシア属の腋芽を用いる場合には、固体培地は、ショ糖１〜５重量％、植物ホルモンとしてベンジルアデニン（以下、ＢＡと略す。）０．０２〜１ｍｇ／ｌ、ゲランガム０．２〜０．３重量％若しくは寒天０．５〜１重量％を含有するムラシゲスクーグ（以下、ＭＳと略す。）培地又はこのＭＳ培地の硝酸アンモニウム成分と硝酸カリウム成分とを半減させた改変ＭＳ培地を用いるのが好ましい。こうして形成された多芽体からは活発に不定芽が分化し、伸長してくる。多芽体自体は、適当に分割して多芽体形成に用いた培地と同一組成の培地で培養することにより維持し、増殖させることができる。
【００１５】
上記シュートを培養し、発根させるための培地（以下、単に発根培地とも記載する。）としては、銀イオン及び抗酸化剤を添加した培地を用いる。銀イオンは、チオ硫酸銀（以下、ＳＴＳと略す。）や硝酸銀等の銀化合物として培地中に添加すればよい。中でもＳＴＳは、これを培地中に添加してシュートを培養すると、健全な根の伸長が促進されるので、本発明で用いる銀イオン源として好ましい。これは、このＳＴＳに由来する銀イオンが、培地中で、チオ硫酸銀イオンの形態を取り、マイナスに帯電しているためと考えられる。発根培地中に添加する銀イオンの濃度は、０．５μＭ〜１０μＭが好ましい。特に好ましくは、０．５μＭ〜２μＭである。発根培地中の銀イオン濃度が０．５μＭ未満の場合は、その効果をほとんど得ることができず、また、１０μＭを超える場合は、銀イオンの発根抑制作用による影響が大きくなるため、発根が遅延し、更には、根の形態も不良となるからである。
【００１６】
一方、抗酸化剤としては、例えば、アスコルビン酸や亜硫酸塩等、公知のものを用いることができる。中でもアスコルビン酸は、培地への残留性が低いので、本発明で用いる抗酸化剤として好ましい。発根培地中に添加する抗酸化剤の濃度は、５〜２００ｍｇ／ｌが好ましい。特に好ましくは、５〜２０ｍｇ／ｌである。発根培地中の抗酸化剤の濃度が５ｍｇ／ｌ未満の場合は、その効果をほとんど得ることができず、また、２００ｍｇ／ｌを超える場合は、かえって発根が抑制される傾向が観察され、また、シュートの先枯れ等が発生するおそれもあるからである。
【００１７】
本発明で用いる発根培地には、通常、上記成分に加え、植物組織培養用培地の成分として公知の成分、即ち、必須成分として無機成分、その他の成分として、炭素源、ビタミン類、アミノ酸類及び植物ホルモン等を添加する。
【００１８】
この場合において、無機成分としては、窒素、リン、カリウム、硫黄、カルシウム、マグネシウム、鉄、マンガン、亜鉛、ホウ素、モリブデン、塩素、ヨウ素、コバルト等の元素を含む無機塩、例えば、硝酸カリウム、硝酸アンモニウム、塩化アンモニウム、硝酸ナトリウム、リン酸１水素カリウム、リン酸２水素ナトリウム、塩化カリウム、硫酸マグネシウム、硫酸第１鉄、硫酸第２鉄、硫酸マンガン、硫酸亜鉛、硫酸銅、硫酸ナトリウム、塩化カルシウム、塩化マグネシウム、ホウ酸、三酸化モリブデン、モリブデン酸ナトリウム、ヨウ化カリウム、塩化コバルト等を使用することができる。これら無機塩は、発根培地中の濃度が、それぞれ約０．１μＭ〜約１００ｍＭとなるよう添加することが好ましい。
【００１９】
炭素源としては、ショ糖等の炭水化物とその誘導体、脂肪酸等の有機酸及び／又はエタノール等の１級アルコールなどを使用することができる。これらは、発根培地中に約１〜１００ｇ／ｌとなるよう添加することが好ましい。もっとも、炭酸ガスも炭素源として使用することができる。この場合には、培地中にショ糖等の有機化合物を添加する必要はなく、炭酸ガスを培養環境中に、約３００ｐｐｍ以上、好ましくは１０００ｐｐｍ以上となるように供給するだけでよい。ショ糖等の有機化合物は微生物の炭素源ともなるので、これらを添加した培地を用いる場合には、無菌環境下で培養を行う必要があるが、培地にこれらの有機化合物を添加せず、炭酸ガスを炭素源として使用することで、非無菌環境下での培養が可能となる。
【００２０】
ビタミン類としては、例えば、ビオチン、チアミン（ビタミンＢ１），ピリドキシン（ビタミンＢ４），ピリドキサール、ピリドキサミン、パントテン酸カルシウム、イノシトール、ニコチン酸、ニコチン酸アミド及び／又はリボフラビン（ビタミンＢ２）等を使用することができる。これらはそれぞれ、発根培地中に約０．１〜１５０ｍｇ／ｌとなるよう添加することが好ましい。アミノ酸類としては、例えば、グリシン、アラニン、グルタミン酸、システイン、フェニルアラニン及び／又はリジン等を使用することができ、これらはそれぞれ、発根培地中に約０〜１０００ｍｇ／ｌとなるよう添加することが好ましい。
【００２１】
また、植物ホルモン類としては、例えば、オーキシン類及び／又はサイトカイニン類を使用することができる。オーキシン類としては、ナフタレン酢酸（ＮＡＡ）、インドール酢酸（ＩＡＡ）、ｐ―クロロフェノキシ酢酸、２，４―ジクロロフェノキシ酢酸（２，４Ｄ）、インドール酪酸（ＩＢＡ）及びこれらの誘導体等が、サイトカイニン類としてはベンジルアデニン（ＢＡ）、カイネチン、ゼアチン及びこれらの誘導体等が汎用される。これらの植物ホルモン類は、それぞれ、発根培地中に約０．０１〜１０ｍｇ／ｌとなるよう添加することが好ましい。
【００２２】
なお、本発明においては、無機成分、ビタミン類及びアミノ酸類を所定の組成で含有する、植物組織培養用培地として公知の培地に、銀イオン、抗酸化剤、炭素源、植物ホルモン類を適宜添加等して、上記組成を有する発根培地として用いてもよい。かかる植物組織培養用培地としては、例えば、ＭＳ培地、リンスマイヤースクーグ培地、ホワイト培地、ガンボーグのＢ−５培地、ニッチニッチ培地等を挙げることができる。中でも、ＭＳ培地及びガンボーグのＢ５培−地は、本発明の発根培地として好ましい。
【００２３】
上記発根培地は、液体培地のままで使用することも、寒天又はゲランガム等の固化剤で固化させて、固体培地として使用することもできる。液体培地として使用する場合は、発泡フェノール樹脂、ロックウール等からなる多孔性支持体を、この発根培地で湿潤させたものにシュートの基部を挿し付けて培養し、固体培地として使用する場合は、例えば、上記発根培地に０．５〜１重量％の寒天、又は、０．２〜０．３重量％のゲランガムを加えて固化させたものにシュートの基部を挿し付けて培養すればよい。いずれの場合でも、通常は約２〜５週間で、シュートからの発根が観察されるようになる。
【００２４】
さらに、上記発根培地を用いたシュートの培養にあたっては、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを９：１〜７：３、好ましくは８：２の割合で含む光の照射下で行うことが好ましい。かかる波長成分を含む光を照射して培養を行うことで、シュートからの発根がより促進されるからである。また、培養温度としては、２３〜２８℃程度が好ましい。
【００２５】
以上のようにして、シュートからの発根苗が得られた後は、ある程度の期間、そのまま培養を続け、根を充実させてから、これを育苗容器又は苗畑等に移植して育成し、植林等の所定の目的に使用可能な苗とすることができる。この間の用土や、苗を育成する際の温度・光強度等の条件は、その植物に適するように適宜設定すればよい。なお、不定芽や苗条原基等、培養組織由来のシュートを発根させた場合には、通常、育苗容器等への移植の前に、順化の過程を経る必要がある。
【００２６】
［作用］
前記したように、植物培養用の培地に添加された銀イオンは、エチレンの発生を抑制して培養組織の枯死率を減少させるものの、発根に関しては負の方向に働く要素となるため、その培養組織の発根率に対する向上効果は期待できず、植物の種や系統によっては、むしろ阻害的に働くことすらあった。
【００２７】
ところが、本発明者らは、この銀イオンを抗酸化剤と共に培地に添加し、この培地を用いて植物のシュートを培養した場合には、シュートからの発根が著しく促進されて発根率が向上し、通常であれば、培地中に添加された銀イオンの働きにより、発根率の減少が予想される植物種・系統においても、銀イオン添加培地のみならず、銀イオン無添加の培地と比較して、シュートからの発根率が向上することを見出した。
【００２８】
培地中に添加された抗酸化剤は、この培地に挿し付けられたシュートの基部に働き、そこにつけられた切り口や傷等の酸化を抑制することで、発根を促進すると考えられるが、それだけでは、銀イオンによる阻害作用を打ち消し、これを凌駕するような上記効果は説明できない。おそらくは、銀イオンによるエチレン発生抑制効果と、抗酸化剤によるシュート基部の酸化抑制効果があいまって、かかる効果を奏しているものと考えられる。
【実施例】
【００２９】
以下、実施例により本発明をさらに詳細に説明する。
【００３０】
［実施例１］
ユーカリプタス・グロブラス（Eucalyptus globulus、以下、単にＥ．グロブラスと略記する。）系統１より、特開平８−２２８６２１に示す方法を用いて誘導した多芽体から、２〜５ｃｍ長さに伸長した不定芽を切取り、その基部を、銀イオン源としてＳＴＳ（ＡｇＳ４Ｏ６）２μＭ（銀イオンとしても２μＭ）、抗酸化剤としてアスコルビン酸２０ｍｇ／ｌ及び植物ホルモンとしてＩＢＡ２ｍｇ／ｌを添加した、４倍希釈ＭＳ培地にて湿潤した発泡フェノール樹脂製多孔性支持体（スミザースオアシス社製『オアシス』）に挿し付け、炭酸ガス濃度１０００ｐｐｍ、温度２５℃、湿度６０％に調節した培養室で、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを８．２：１．８の割合で含む、光合成有効光量子束密度５１．３μｍｏｌ／ｍ２／Ｓの赤色光照射下で培養を行った。なお、このとき培養容器としては、最大寸法が縦１１．５ｃｍ×横１１．５ｃｍ×高さ１０．０ｃｍの、胴部がやや張出した形状の立方体のものを用いた。この培養容器の頂面には、孔径０．４５μｍのポリテトラフルオロエチレン製膜（ミリポア社製『ミリシール』）を貼り付けた円形開口部２個（各開口部の直径は１ｃｍ）が設けられている。不定芽は、この培養容器１個当たり２５本を挿し付けた。
【００３１】
結果を図１、図２及び表１に示す。これらの図表より明らかなように、本例においては、培養開始後１３日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は６０％を示した。一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で０％であった。
【００３２】
［比較例１］
培地中にＳＴＳ及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例１と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００３３】
結果を図１及び図２に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１４日目より、不定芽からの発根が観察され始めたが、培養開始後３週間目の時点で、その発根率はわずか１６％、一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で６４％を示した。
【００３４】
［比較例２］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例１と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００３５】
結果を図１及び図２に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、不定芽からの発根が観察され始めたのが培養開始後１５日目であり、培養開始後３週間目の時点での発根率も４８％に留まった。一方、枯死率は、実施例１と同様、培養開始から３週間後の時点でも０％であった。
【００３６】
［実施例２］
不定芽の培養を、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを２．９：７．１の割合で含む、光合成有効光量子束密度６８．９μｍｏｌ／ｍ２／Ｓの白色光照射下で行った以外は、実施例１と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００３７】
培養３週間後の結果を表１に示す。表１より明らかなように、本例においては、培養開始後３週間目の時点で、不定芽の発根率は３２％を示した。一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で０％であった。
【００３８】
［比較例３］
培地中にＳＴＳ及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例２と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００３９】
培養３週間後の結果を表１に示す。表１より明らかなように、本例においては、培養開始から３週間後の時点で不定芽はすべて枯死し、その枯死率は１００％であった。
【００４０】
［比較例４］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例２と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００４１】
培養３週間後の結果を表１に示す。表１より明らかなように、本例においては、培養開始後３週間目の時点での不定芽の発根率は２４％に留まった。一方、枯死率は、実施例２と同様、培養開始から３週間後の時点でも０％であった。
【００４２】
【表１】
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【００４３】
［実施例３］
Ｅ．グロブラス系統２に由来する不定芽を用い、また、培地中に、銀イオン源として、ＳＴＳの代わりに硝酸銀（ＡｇＮＯ３）５μＭ（銀イオンとしても５μＭ）を添加した以外は、実施例１と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００４４】
結果を図３及び図４に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は１００％を示した。一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で０％であった。
【００４５】
［比較例５］
培地中に硝酸銀及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例３と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００４６】
結果を図３及び図４に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は８０％を示したが、このとき、枯死率も１２％を示した。
【００４７】
［比較例６］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例３と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００４８】
結果を図３及び図４に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、不定芽からの発根が観察され始めたのが培養開始後１５日目であり、培養開始後３週間目の時点での発根率も６４％に留まった。これは、比較例５の場合よりも低い発根率である。一方、枯死率は、実施例３と同様、培養開始から３週間後の時点でも０％であった。
【００４９】
［実施例４］
Ｅ．グロブラス系統３に由来する不定芽を用いた以外は、実施例１と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００５０】
結果を図５及び図６に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は６０％を示した。一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で１２％であった。
【００５１】
［比較例７］
培地中にＳＴＳ及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例４と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００５２】
結果を図５及び図６に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始めたが、培養開始後３週間目の時点で、その発根率はわずか１２％、一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で８８％を示した。
【００５３】
［比較例８］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例４と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００５４】
結果を図５及び図６に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察されたが、培養開始後３週間目の時点での発根率は２０％に留まり、枯死率も、やはり培養開始から３週間後の時点で４８％を示した。
【００５５】
［実施例５］
ユーカリプタス・シトリオドーラ（Eucalyptus citriodora、以下、単にＥ．シトリオドーラと略記する。）に由来する不定芽を用い、また、培地中に、銀イオン源として、ＳＴＳの代わりに硝酸銀５μＭ（銀イオンとしても５μＭ）を添加した以外は、実施例１と同様にして不定芽を培養した。
【００５６】
結果を図７及び図８に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は８８％を示した。一方、枯死率は、やはり培養開始から３週間後の時点で０％であった。
【００５７】
［比較例９］
培地中に硝酸銀及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例５と同様にして、Ｅ．シトリオドーラの不定芽を培養した。
【００５８】
結果を図７及び図８に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始め、培養開始後３週間目の時点で、その発根率は６４％を示したが、このとき、枯死率も１２％を示した。
【００５９】
［比較例１０］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例５と同様にして、Ｅ．シトリオドーラの不定芽を培養した。
【００６０】
結果を図７及び図８に示す。これらの図より明らかなように、本例においては、培養開始後１２日目より、不定芽からの発根が観察され始めたが、培養開始後３週間目の時点での発根率は４８％に留まった。これは、比較例９の場合よりも低い発根率である。一方、枯死率は、実施例５と同様、培養開始から３週間後の時点でも０％であった。
【００６１】
［実施例６］
バラ科に属するソメイヨシノ、リンゴ、ユスラウメ、及び、ノウゼンカズラ科に属するジャカランタの当年枝を採取し、それぞれ２〜５ｃｍ長さに調製した後、その基部を、銀イオン源としてＳＴＳ２μＭ（銀イオンとしても２μＭ）、抗酸化剤としてアスコルビン酸１０ｍｇ／ｌ及び植物ホルモンとしてＩＢＡ２ｍｇ／ｌを添加した、４倍希釈ＭＳ培地にて湿潤した発泡フェノール樹脂製多孔性支持体（スミザースオアシス社製『オアシス』）に挿し付け、炭酸ガス濃度１０００ｐｐｍ、温度２５℃、湿度６０％に調節した培養室で、６５０〜６７０ｎｍの波長成分と４５０〜４７０ｎｍの波長成分とを８．２：１．８の割合で含む、光合成有効光量子束密度５１．３μｍｏｌ／ｍ２／Ｓの赤色光照射下で培養を行った。なお、このとき培養容器としては、実施例１で用いたのと同様のものを用いた。また、不定芽は、この培養容器１個当り２５本挿し付けた。
【００６２】
培養３週間後の結果を表２に示す。表２より明らかなように、本例においては、培養開始後３週間目の時点で、ソメイヨシノで９２％、リンゴで８０％、ユスラウメで６０％、ジャカランタで７６％の発根率を示した。一方、枯死率は、ソメイヨシノで０％、リンゴで４％、ユスラウメで８％、ジャカランタで４％であった。
【００６３】
［比較例１１］
培地中にＳＴＳ及びアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例６と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００６４】
培養３週間後の結果を表２に示す。表２より明らかなように、本例においては、培養開始後３週間目の時点で、ソメイヨシノで６０％、リンゴで４８％、ユスラウメで３２％、ジャカランタで５２％の発根率を示した。一方、枯死率は、ソメイヨシノで２０％、リンゴで１６％、ユスラウメで４０％、ジャカランタで２８％であった。
【００６５】
［比較例１２］
培地中にアスコルビン酸を添加しなかった以外は、実施例６と同様にして、Ｅ．グロブラスの不定芽を培養した。
【００６６】
培養３週間後の結果を表２に示す。表２より明らかなように、本例においては、培養開始後３週間目の時点で、ソメイヨシノで８０％、リンゴで６０％、ユスラウメで５２％、ジャカランタで６４％の発根率を示した。一方、枯死率は、ソメイヨシノで８％、リンゴで４％、ユスラウメで１６％、ジャカランタで４％であった。
【００６７】
【表２】
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【図面の簡単な説明】
【００６８】
【図１】Ｅ．グロブラス系統１の不定芽について、発根率の経時的変化を示すグラフである。
【図２】Ｅ．グロブラス系統１の不定芽について、培養３週間後の発根率を示すグラフである。
【図３】Ｅ．グロブラス系統２の不定芽について、発根率の経時的変化を示すグラフである。
【図４】Ｅ．グロブラス系統２の不定芽について、培養３週間後の発根率を示すグラフである。
【図５】Ｅ．グロブラス系統３の不定芽について、発根率の経時的変化を示すグラフである。
【図６】Ｅ．グロブラス系統３の不定芽について、培養３週間後の発根率を示すグラフである。
【図７】Ｅ．シトリオドーラの不定芽について、発根率の経時的変化を示すグラフである。
【図８】Ｅ．シトリオドーラの不定芽について、培養３週間後の発根率を示すグラフである。
【図１】
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【図２】
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【図３】
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【図４】
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【図５】
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【図６】
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【図７】
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【図８】
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