# Insémination artificielle des ovins : avancées technologiques et défis en Afrique de l'Ouest

Eunice Bamigbochey <fnref n="1" />,<fnref n="2" /> Luc Hippolyte Dossa <fnref n="2" />
Guiguigbaza-Kossigan Dayo <fnref n="4" /> Michel Kere <fnref n="5" />
Marichatou Hamani <fnref n="3" /> Armand B. Gbangboché <fnref n="1" />*

## Mots-clés

ovin, insémination artificielle, maîtrise de la reproduction, conservation du sperme, Afrique occidentale

OPEN ACCESS

© E. Bamigbochey et al., 2025 published by Cirad

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Type: Review article

Submitted: 22 June 2024

Accepted: 24 April 2025

Online: 21 November 2025

DOI: 10.19182/remvt.37494

## Résumé

**Contexte** : En Afrique de l'Ouest, l'élevage des petits ruminants a fait l'objet de divers programmes d'amélioration génétique visant à la sélection de reproducteurs d'élite, dans une perspective d'accroissement durable des performances zootechniques. L'insémination artificielle (IA) constitue l'un des outils majeurs de ces programmes. **Objectif** : La présente étude propose une synthèse des connaissances disponibles relatives à l'application de l'IA chez les ovins de race Djallonké dans la région. **Méthodes** : Une revue systématique de la littérature a été conduite à partir de plusieurs bases de données scientifiques. Un total de 175 publications ont été analysées, dont 145 en anglais, 25 en français et cinq en espagnol. **Résultats** : Les principales techniques de collecte de sperme (vagin artificiel et électroéjaculation) ont été décrites et comparées en fonction de leurs avantages et limites. Les paramètres spermatiques (volume, couleur, concentration, motilité), les dilueurs utilisés (commerciaux ou de fabrication locale), les protocoles de refroidissement et leur impact sur la viabilité des semences, ainsi que les performances obtenues lors des inséminations, ont été documentés. **Conclusions** : Malgré les avancées technologiques de ces dernières années, l'implantation effective de l'IA ovine dans les systèmes d'élevage ouest-africains demeure limitée par plusieurs contraintes d'ordre technique, biologique et logistique. Néanmoins, son potentiel en tant qu'outil de diffusion génétique pour l'amélioration des performances de reproduction et la conservation des races locales ovines dans la région est considérable.

■ Comment citer cet article : Bamigbochey, E., Dossa, L. H., Dayo, G.-K., Kere, M., Hamani, M., & Gbangboché, A. B. (2025). Insémination artificielle des ovins : avancées technologiques et défis en Afrique de l'Ouest. Revue d'élevage et de médecine vétérinaire des pays tropicaux, 78, 37494. https://doi.org/10.19182/remvt.37494

## INTRODUCTION

L'élevage des petits ruminants connaît une large expansion à travers l'Afrique (FAO, 2008), notamment en raison de leur cycle de reproduction court et de leur prolificité (Gbangboché et al., 2008). En Afrique de l'Ouest, il s'agit d'un élevage de subsistance, peu exigeant

et conduit la plupart du temps par les populations rurales (FAO, 2008). Compte tenu de leurs performances et dans une perspective de préservation de leur diversité génétique, les petits ruminants font l'objet de nombreuses recherches scientifiques. Celles-ci portent notamment sur la caractérisation génétique et morphométrique, visant une compréhension approfondie de leur diversité phénotypique et géographique. Elles s'intéressent également à la variabilité morphologique intraspécifique, à la traçabilité de la diversité génétique intra-raciale, ainsi qu'à leur répartition phylogéographique (Whannou et al., 2021; Monkotan et al., 2021). Les petits ruminants font également l'objet de recherches scientifiques dans le domaine de la biotechnologie de la reproduction assistée, technologie appliquée un peu partout dans le monde, comme le montrent les études anciennes ainsi que récentes (El Amiri & Rahim, 2024; David et al., 2015; Ivanoff, 1922). Les avantages de l'utilisation de cette biotechnologie sont d'ordre technique (amélioration de la performance génétique, maîtrise du calendrier de reproduction, multiplication rapide des animaux supérieurs), économique (augmentation de la productivité, réduction des coûts liés aux mâles reproducteurs) et sanitaire, notamment la réduction du risque de transmission de maladies (Metourni, 2016). Cependant, la

<footnote n="1">1. École de Gestion et d'exploitation des systèmes d'élevage (EGESE), laboratoire des sciences animales et halieutiques, Université nationale d'Agriculture (UNA), Bénin</footnote>

<footnote n="2">2. Faculté des Sciences agronomiques (FSA), département des sciences et techniques de production animale, laboratoire des sciences animales (LaSA), Bénin</footnote>

<footnote n="3">3. Laboratoire d'Amélioration des produits animaux en zone aride et subhumide (LAPAZA), Centre d'excellence régional de production pastorale (CERPP), Niger</footnote>

<footnote n="4">4. Centre international de recherche-développement sur l'élevage en zone subhumide (CIRDES), Burkina Faso</footnote>

<footnote n="5">5. Laboratoire de Recherche et d'enseignement en santé et biotechnologie animales (LARESBA), Institut du développement rural (IDR), Université Nazi Boni (UNB), Burkina Faso</footnote>

<footnote>* Pour la correspondance</footnote>

<footnote>Tél. : +229 0196114727 ; E-mail : armandbienvenuegbangboche@gmail.com</footnote>
contrainte majeure à son utilisation repose sur la disponibilité limitée des équipements de pointe, indispensables à sa mise en œuvre efficace.

Dans le contexte ouest-africain, l'utilisation de la biotechnologie de la reproduction a permis de réaliser plusieurs études approfondies sur les gros ruminants, surtout sur les bovins (Kouamo et al., 2009), et sur d'autres espèces comme les porcins, les lapins et la volaille (Dotché et al., 2020 ; Akpo et al., 2018 ; Akanbi, 2018). Par contre, les études sur la race ovine restent très peu documentées dans certaines régions ouest-africaines (Gbangboché et al., 2005). Par exemple, au Bénin, Gbangboché et al. (données non publiées) ont observé chez des béliers Djallonké que la variation des facteurs environnementaux influait sur la production de sperme et la fertilité de ces derniers. Une étude plus approfondie sur l'influence des facteurs déterminant la qualité des semences des béliers Djallonké n'a pas encore été menée. Il n'existe pas non plus d'études se rapportant à l'influence de la variabilité génétique sur le taux de réussite de l'insémination artificielle chez les ovins Djallonké. Cette lacune met en évidence le manque de données scientifiques dans le domaine de la biotechnologie de la reproduction ovine au Bénin, en comparaison avec d'autres pays de la région ouest-africaine, comme le Nigéria et le Niger (Oloye et al., 2019 ; Akourki et al., 2021 ; Lavry et al., 2016 ; Sangaré et al., 2010). Par conséquent, l'adoption des biotechnologies de la reproduction s'impose comme une stratégie clé pour optimiser la sélection génétique des béliers d'élite dans les systèmes d'élevage ovin au Bénin. Cette démarche présente plusieurs avantages : elle faciliterait a) un contrôle rapide et une sélection efficace des reproducteurs pour une diffusion de leurs traits génétiques de haute qualité ; b) l'accès à des semences fraîches ou congelées dans des zones isolées à moindre coût ; c) l'amélioration des caractéristiques d'adaptation aux conditions climatiques ; d) l'application de techniques de conservation associées à un bon taux de viabilité des spermatozoïdes après cryoconservation ; et e) à un stade plus avancé, le recourt au transfert d'embryon ou la transgénèse. Toutefois, la mise en œuvre de ces biotechnologies nécessite l'installation d'infrastructures de pointe, la mobilisation de ressources humaines qualifiées accompagnée d'une formation adéquate pour une gestion optimale des équipements, une sensibilisation continue auprès des éleveurs, ainsi que la création d'une banque de gènes dédiée à la conservation du patrimoine génétique des races locales.

Le présent article est une revue de la littérature sur la biotechnologie de la reproduction et les avancées en matière d'insémination artificielle chez les ovins en Afrique de l'Ouest. Il vise à documenter les caractéristiques spermatiques ainsi que les facteurs influençant la qualité du sperme et le taux de réussite de l'IA chez cette espèce dans la région.

## MATERIEL ET METHODES

La réalisation de ce manuscrit repose principalement sur une démarche rigoureuse de revue de littérature. La recherche documentaire a été menée à l'aide de plusieurs moteurs de recherche scientifiques, tels que Google Scholar et ResearchGate, ainsi que par la consultation de bases de données académiques comme ScienceDirect et de sites web de journaux universitaires.

Les recherches ont été effectuées en utilisant des mots-clés en français, en anglais, et en espagnol. À titre d'exemples, on peut citer : ovin, Djallonké, fréquence de collecte de sperme, méthode de collecte de sperme, vitrification et conservation de sperme, ovine sperm technology, effect of different extenders, cooled ovine sperm, sperm motility, Computer Analysis Semen Automatic (CASA), insémination ovine, inseminación artificial en ovinos, congelación del semen, semen de ovinos, dilución del semen ovino.

Le tri des articles s'est d'abord appuyé sur l'analyse des titres et des résumés, permettant d'écarter les documents hors sujet, les publications dépourvues de contenu scientifique vérifiable ainsi que les doublons. Les documents ont ensuite été évalués en fonction de leur pertinence thématique, de la rigueur méthodologique des études présentées et de leur accessibilité.

Les articles retenus pour la synthèse bibliographique apportent des informations sur les méthodes de prélèvement et de traitement du sperme ovin, les effets des différents types de dilueurs (locaux et commerciaux), les conditions de conservation (notamment la température et la durée), ainsi que les résultats d'insémination en fonction des protocoles appliqués.

Au total, 175 documents ont été sélectionnés et exploités pour la rédaction de ce manuscrit, comprenant 145 articles en anglais, 25 articles en français, cinq articles en espagnol, ainsi que cinq liens Internet utilisés comme sources complémentaires pour les figures et illustrations.

## RESULTATS

### Historique de l'insémination artificielle dans le monde et en Afrique

L'insémination artificielle (IA) est une technique de reproduction assistée permettant la diffusion et la conservation du matériel biologique des reproducteurs d'élite au sein d'un système d'élevage (Mustafa, 2009). Elle s'applique à toutes les espèces d'animaux de ferme. Elle repose sur la synchronisation des chaleurs et peut être réalisée par voie cervicale (superficielle ou profonde), exo-cervicale ou intra-utérine, en utilisant du sperme frais, réfrigéré ou congelé (Cueto & Gibbons, 2010 ; Fernández et al., 2001 ; Baril et al., 1993). Le processus de l'IA comprend la collecte de sperme, sa dilution, sa conservation et/ou sa décongélation, et l'insémination elle-même. Dès lors, si une seule de ces étapes est défaillante, le succès de l'IA est compromis.

L'histoire de l'IA repose sur une traçabilité chronologique des faits et études conduits par les pionniers engagés dans la recherche en biotechnologie de la reproduction. Les balbutiements de l'IA remontent à l'année 1678, avec les chercheurs Leeuwenhoek (1679) et Hamm, alors que les spermatozoïdes étaient appelés « animalcules ». Cependant, les premiers succès furent obtenus par Spallanzani (1784) sur un chien. L'importance de l'IA fut reconnue et appliquée cent ans plus tard par Heape (1897) et d'autres biologistes sur des chevaux, des chiens et des lapins dans plusieurs pays. Le développement de l'IA a fait ses premiers progrès en Russie deux années plus tard grâce à Ivanoff et s'est étendue sur les animaux domestiques (volaille, lapins, chiens) en 1907. Au Japon, les études de Ishikawa en 1912 ont été élargies aux chevaux, bovins, moutons, chèvres, porcs et à la volaille. Toutefois, les travaux de Walton (1933) et d'Ivanoff (1922) se sont concentrés sur le sperme de bélier et l'insémination des brebis. La vulgarisation de l'IA en Afrique, notamment en Afrique du Sud, a connu un essor progressif à partir des années 1960. L'utilisation du sperme frais et le recours à des techniques telles que l'insémination par laparoscopie ont été rapportés dans les années 1970 (Foote, 2002 ; Steyn, 2003). Elle s'est ensuite étendue aux autres régions du continent. Cependant, l'IA n'est pas assez pratiquée en Afrique de l'Ouest, à l'instar d'autres régions tropicales du monde. Cette faible adoption s'explique par plusieurs contraintes techniques et logistiques propres à ces régions. D'après Mustafa (2009), la difficulté de conservation de la semence en est l'une des principales causes.

Les quelques études portant sur les paramètres spermatiques obtenus après collecte et analyse de sperme ovin (bélier Djallonké) dans quelques régions ouest-africaines sont résumées dans le tableau I. Ces
<table><caption>**Tableau I :** Caractéristiques spermatiques du sperme de béliers Djallonké en Afrique de l'Ouest /// Sperm characteristics of Djallonké rams in West Africa</caption><thead><tr><th>Pays</th><th>Volume de l'éjaculat (ml)</th><th>Concentration de l'éjaculat (x 10<sup>6</sup>/ml)</th><th>Motilité massale des spz (échelle de 0 à 5)</th><th>Motilité individuelle des spz (%)</th><th>Pourcentage des spz vivants (%)</th><th>Auteurs</th></tr></thead><tbody><tr><td>Ghana</td><td>-</td><td>1386</td><td>-</td><td>89</td><td>70,13</td><td>Atawalna et al. (2022)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>0,45</td><td>125,33</td><td>-</td><td>92,67</td><td>97,33</td><td>Agbaye et al. (2021)</td></tr><tr><td>Côte-d'Ivoire</td><td>0,6-0,8</td><td>2800-3520</td><td>3,9-4,3</td><td>-</td><td>-</td><td>Lavry et al. (2016)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>0,82</td><td>5000</td><td>4,19</td><td>70,12</td><td>81,29</td><td>Ahemen et al. (2012)</td></tr><tr><td>Burkina-Faso</td><td>0,95</td><td>3293</td><td>-</td><td>75,2</td><td>86,1</td><td>Sangaré et al. (2010)</td></tr><tr><td>Côte-d'Ivoire</td><td>0,76</td><td>1000</td><td>2,8</td><td>-</td><td>71,7</td><td>Haye et al. (2004)</td></tr></tbody></table>

spz : spermatozoïdes /// spermatozoa

études montrent que le volume de l'éjaculat varie entre 0,45 et 0,95 ml, le volume moyen variant généralement entre 1 et 1,5 ml pour l'espèce ovine (Baril et al., 1993). Les concentrations de l'éjaculat obtenues sont comprises entre 125,33 x 10⁶/ml et 5 000 x 10⁶/ml (Agbaye et al., 2021 ; Sangaré et al., 2010). La motilité moyenne des spermatozoïdes est de 81,75 % avec un taux moyen de 81,31 % de spermatozoïdes vivants. En termes de discussion critique, il faut toutefois souligner l'absence de certains paramètres spermatiques dans le tableau I. Il s'agit notamment de la viscosité, du pH, de l'odeur (qui indique la présence ou non d'infections) et du temps de liquéfaction du sperme. Ces données manquantes renforceraient les informations disponibles sur la qualité du sperme récolté.

## Systèmes d'élevage des petits ruminants en Afrique de l'Ouest

Lhoste (2001) a regroupé les systèmes d'élevage de petits ruminants rencontrés en Afrique de l'Ouest en trois catégories principales : l'élevage agro-pastoral, l'agro-élevage et l'élevage hors-sol. Plusieurs études récentes ont contribué à affiner cette typologie. Une des typologies les plus compréhensibles est proposée par Houessou et al. (2021). Les auteurs se sont basés sur le mode de logement pour identifier quatre types d'élevage chez les petits ruminants : la claustration saisonnière, qui comprend l'attache des animaux au piquet (type 1), la mise en enclos en journée au cours la saison des pluies (type 2), la divagation totale en petits troupeaux (type 3) et les grands troupeaux (type 4). Cette typologie a été confirmée par Zanou et al. (2023). Les deux premiers types correspondent au système agro-pastoral, caractérisé par l'utilisation des résidus de récolte et du pâturage naturel comme principales sources d'alimentation animale. Toutefois, l'ensemble des quatre types d'élevage est considéré comme extensif, en raison de la faible utilisation d'intrants agricoles dans la conduite alimentaire du cheptel (Houessou et al., 2021 ; Ajala et al., 2008).

## Production spermatique ovine : paramètres biologiques et techniques de collecte

La qualité de la semence ovine repose sur une combinaison de facteurs biologiques et techniques. Parmi les paramètres biologiques influençant la production spermatique, l'âge des animaux, leur état corporel et le poids testiculaire jouent un rôle déterminant dans la quantité et la qualité du sperme produit chez les petits ruminants (Maqhashu et al., 2020 ; Letsoalo, 2017 ; Chella et al., 2015 ; Akpa et al., 2013). Ces éléments doivent être pris en compte dès la phase de préparation des reproducteurs.

Les caractéristiques spermatiques évaluées après chaque récolte, telles que le volume et la concentration de l'éjaculat, la motilité, le pourcentage de spermatozoïdes vivants et la présence d'anomalies,

constituent des indicateurs essentiels pour juger de la qualité de la semence.

Sur le plan technique, la réussite de la collecte dépend de la compétence du praticien et des conditions dans lesquelles elle est réalisée. Pour garantir un prélèvement de qualité, deux méthodes sont couramment utilisées chez les ovins : la collecte à l'aide d'un vagin artificiel (Bonato et al., 2021 ; Rekha et al., 2016) et la collecte par électroéjaculation (Kasimanickam et al., 2011 ; De Paz et al., 2010). Ces techniques visent à recueillir le sperme dans des conditions optimales afin d'en préserver les qualités biologiques (Saha et al., 2022).

La collecte de sperme au moyen d'un vagin artificiel a été mise en œuvre pour la première fois en 1918 par Amantea. Le vagin artificiel est composé d'une enveloppe en caoutchouc d'une longueur de 15 à 20 cm et d'une largeur de 5 à 6 cm. Il est muni d'une doublure interne en latex, repliée et solidement fixée aux extrémités extérieures du boîtier, assurant ainsi une étanchéité et une fonctionnalité optimales (Foote, 2002). Le vagin artificiel correspond à une imitation du vagin de la femelle. Il fournit une stimulation thermique comprise entre 40 °C et 45 °C (Zhang et al., 2021 ; De Paz et al., 2010 ; Foote, 2002) et un mécanisme de pression au niveau du pénis du mâle provoquant une éjaculation. C'est une technique de collecte simple et facile à appliquer (Ledesma et al., 2015). Plusieurs auteurs la considèrent comme la technique la plus pratique pour la récolte de sperme chez les béliers (Azizunnesa et al., 2014 ; Haye et al., 2004). Lors de procédure de collecte, une femelle boute-en-train ou traitée aux œstrogènes est immobilisée pour stimuler le comportement sexuel du mâle (Moula, 2017 ; Baril et al., 1993). Le temps de réaction du mâle pour le saut est généralement compris entre 25 et 30 secondes (Sangaré et al., 2010).

La technique de collecte de sperme par électroéjaculation, a été initiée par Gunn (1936), puis largement utilisée dans le cas de nombreuses espèces par Dzioruk et al. (1954). L'appareil utilisé, l'électroéjaculateur, est un stimulateur électrique muni d'une électrode rectale bipolaire, délivrant une tension de 10-15 volts. Après lubrification, la sonde rectale est insérée délicatement dans le rectum sur une profondeur de 15 à 20 cm, afin d'assurer un contact optimal tout en minimisant les risques de lésions ou de brûlures tissulaires (Steyn, 2003). L'électroéjaculation est une méthode privilégiée par certains auteurs en raison de sa rapidité, de sa simplicité d'utilisation et de la quantité importante de sperme qu'elle permet d'obtenir (Alcay et al., 2015 ; Ledesma et al., 2015 ; Kasimanickam et al., 2011).

Des études comparatives des deux techniques de collecte appliquées aux mêmes animaux ont été menées par certains chercheurs (Saha et al., 2022 ; Yotov et al., 2020 ; Ledesma et al., 2015). Par rapport à la différence entre ces deux méthodes, la collecte de sperme avec le vagin artificiel (VA) est similaire à la monte naturelle et nécessite
la présence d'une femelle boute-en-train. Tandis que la collecte de sperme avec l'électroéjaculation (EE) nécessite un dispositif provoquant une stimulation électrique pour recueillir le sperme. Le tableau II présente une étude antérieure des deux méthodes de collecte (VA, EE) effectuée séparément sur 9 béliers reproducteurs. Les volumes de l'éjaculat obtenus avec le vagin artificiel (0,4 à 0,8 ml) sont respectivement en dessous du volume avec l'électroéjaculation (0,6 à 1,1 ml) sur l'ensemble des neufs béliers.Cependant, Moore (1985) révèle une moyenne comparative respectivement entre le vagin artificiel et l'électroéjaculation au sein du volume (0,6 vs 0,8), de la concentration (3,7 vs 2,4), du nombre total des spermatozoïdes (2,3 vs 2,1), du pourcentage des spermatozoïdes normaux (79 vs 82), et du score de mouvement ondulatoire des spermatozoïdes (7,2 vs 5,9). De même, l'auteur mets l'accent sur un classement effectué sur la base de la fertilité des béliers plutôt que sur la quantité de sperme produit. Cette remarque met en évidence la qualité du sperme fortement dépendante de la méthode de collecte (Saha et al., 2022) et présente de meilleurs résultats avec le vagin artificiel comme le soulignent d'autres auteurs (Ledesma et al., 2015 ; Marco-Jimenez et al., 2005).

## Caractéristiques spermatiques

Plusieurs facteurs affectent la qualité des semences et le pouvoir fécondant des spermatozoïdes. Ils peuvent être d'ordre interne à l'animal et d'ordre externe sur les plans technique, biologique ou environnemental (El Amiri & Rahim, 2024 ; De Vries, 2017 ; Ihukwumere & Okere, 1990). L'ensemble de ces facteurs influencent chaque paramètre spermatique : volume, couleur, viscosité, concentration, motilité, pH, temps de liquéfaction, ainsi qu'intégrité de l'acrosome et des membranes (Pankaj et al., 2018 ; Chiboka, 1980).

Le volume de sperme émis lors de l'éjaculation chez les petits ruminants est fonction de la libido des reproducteurs, qu'ils soient jeunes ou adultes (Bonato et al., 2021). Chez les béliers, cette libido tend à diminuer progressivement avec l'âge, principalement en raison de troubles liés à la fonction reproductive (Belkasmi et al., 2010). Une observation similaire a été rapportée par Ntemka et al. (2019), qui ont souligné que la qualité et la stabilité du sperme restent optimales jusqu'à l'âge de trois ans, dans une comparaison entre mâles âgés de un à quatre ans. Par ailleurs, selon Marco-Jimenez et al. (2005), la méthode de collecte du sperme influence significativement la composition du plasma séminal ainsi que les paramètres spermatiques,

notamment le volume éjaculé et la motilité des spermatozoïdes. Au sein de l'espèce ovine, le volume de sperme peut varier en fonction de la taille corporelle (Agbaye et al., 2021), ainsi que de la taille et la morphométrie des testicules (Atawalna et al., 2022). En général, le volume se mesure au moyen d'un tube gradué allant de 0,1 ml à 12 ml (Mustafa, 2009). Ce volume varie entre 0,3 et 2 ml chez les béliers (Sangaré et al., 2010 ; Haye et al., 2004 ; Steyn, 2003 ; Issa et al., 2001), avec une moyenne de 1 ml (Baril et al., 1993). De plus, le volume de l'éjaculat produit par les béliers adultes (0,87 ± 0,23 ml) est plus proche de la moyenne de 1 ml que le volume de l'éjaculat chez les jeunes béliers (0,66 ± 0,23 ml), d'après Haye et al. (2004).

Outre le volume, la couleur et la viscosité du sperme sont directement évaluées à l'œil nu. Le sperme a généralement une couleur blanche et une consistance laiteuse. La viscosité du sperme peut varier entre une consistance fluide et compacte, cette variation étant souvent associée à la qualité de l'éjaculation (Ajala et al., 2012 ; Haye et al., 2004 ; Oyeyemi et al., 2000 ; Baril et al., 1993).

Par ailleurs, la motilité et la concentration des spermatozoïdes sont des paramètres étroitement corrélés. En effet, la motilité représente la capacité des spermatozoïdes à se déplacer efficacement, ce qui reflète leur flexibilité et leur aptitude à subir le processus de capacitation, étape essentielle pour atteindre et féconder l'ovocyte (Foote, 2002). Elle est déterminée à l'aide d'un microscope à contraste différentiel ou d'un analyseur de semence couplé à un ordinateur dénommé CASA pour Computer-Assisted Sperm Analysis. Cet analyseur de semence donne des précisions sur le mouvement lent, rapide, fléchant ou circulaire des spermatozoïdes (Choi et al., 2022 ; Singh et al., 2021). C'est l'un des outils fréquemment utilisés pour l'obtention des résultats les plus pointus (Choi et al., 2022 ; Singh et al., 2021 ; Kasimanickam et al., 2011 ; De Paz et al., 2010 ; Foote, 2002). La concentration, quant à elle, est le nombre de spermatozoïdes contenus dans un millilitre d'éjaculat. La concentration peut être déterminée soit par un photomètre (Steyn, 2003), soit par l'analyseur de semence CASA. La mesure de la concentration de l'éjaculat s'exprime en milliards de spermatozoïdes mobiles obtenus lors de la première analyse déterminent la qualité du sperme avant et après dilution (Xavier et al., 2021). Chez les ovins, la concentration moyenne de spermatozoïdes varie généralement entre 2 et $10^9$ spermatozoïdes par millilitre de sperme (Baril et al., 1993). La motilité massale, quant à elle, est évaluée sur une échelle de

<table><caption>**Tableau II :** Comparaison des données spermatiques des éjaculats de béliers reproducteurs collectés par vagin artificiel (VA) et électroéjaculation (EE) /// Comparison of sperm data from ejaculates of breeding rams collected by artificial vagina (AV) and electroejaculation (EE)</caption><thead><tr><th rowspan="2">Bélier</th><th colspan="2">Volume de l'éjaculat (ml)</th><th colspan="2">Concentration de l'éjaculat (x 10<sup>9</sup>/ml)</th><th colspan="2">spz/Ejaculat (x 10<sup>9</sup>)</th><th colspan="2">Pourcentage de spz normaux (%)</th><th colspan="2">Score des mouvements ondulatoires des spz (échelle de 1 à 8)</th></tr><tr><th>VA</th><th>EE</th><th>VA</th><th>EE</th><th>VA</th><th>EE</th><th>VA</th><th>EE</th><th>VA</th><th>EE</th></tr></thead><tbody><tr><td>1</td><td>0,7</td><td>1,0</td><td>2,9</td><td>3,0</td><td>2,0</td><td>3,2</td><td>78</td><td>90</td><td>7,5</td><td>7,1</td></tr><tr><td>2</td><td>0,5</td><td>1,1</td><td>3,4</td><td>2,9</td><td>1,9</td><td>3,6</td><td>87</td><td>97</td><td>7,5</td><td>7,0</td></tr><tr><td>3</td><td>0,6</td><td>0,7</td><td>4,0</td><td>2,2</td><td>2,6</td><td>1,6</td><td>85</td><td>89</td><td>7,8</td><td>6,3</td></tr><tr><td>4</td><td>0,8</td><td>0,7</td><td>5,9</td><td>2,7</td><td>4,7</td><td>2,1</td><td>87</td><td>92</td><td>7,1</td><td>6,3</td></tr><tr><td>5</td><td>0,6</td><td>0,7</td><td>2,7</td><td>2,5</td><td>1,5</td><td>1,8</td><td>37</td><td>56</td><td>5,4</td><td>4,8</td></tr><tr><td>6</td><td>0,5</td><td>0,6</td><td>3,8</td><td>1,6</td><td>1,7</td><td>1,1</td><td>76</td><td>97</td><td>7,6</td><td>4,8</td></tr><tr><td>7</td><td>0,7</td><td>1,0</td><td>3,4</td><td>2,0</td><td>2,6</td><td>2,3</td><td>81</td><td>40</td><td>4,0</td><td>48</td></tr><tr><td>8</td><td>0,4</td><td>0,9</td><td>2,5</td><td>2,5</td><td>1,1</td><td>2,5</td><td>81</td><td>57</td><td>6,7</td><td>6,9</td></tr><tr><td>9</td><td>0,6</td><td>0,7</td><td>4,7</td><td>1,8</td><td>2,7</td><td>1,1</td><td>95</td><td>92</td><td>7,8</td><td>5,5</td></tr><tr><td>Moyenne</td><td>0,6</td><td>0,8</td><td>3,7</td><td>2,4</td><td>2,3</td><td>2,1</td><td>79</td><td>82</td><td>7,2</td><td>5,9</td></tr></tbody></table>

VA : vagin artificiel ; EE : électroéjaculation ; spz : spermatozoïdes /// VA : artificial vagina ; EE : electroejaculation ; spz : spermatozoa. Source : Moore (1985)
0 à 5, avec une valeur minimale acceptable de 3. Ce paramètre reflète le mouvement collectif et coordonné des spermatozoïdes observé au microscope à faible grossissement. Une motilité massale élevée indique une forte activité ondulatoire du sperme, traduisant une bonne vitalité et une dynamique de déplacement efficace des spermatozoïdes. À cela s'ajoute un taux moyen de viabilité de 60%, correspondant à la proportion de spermatozoïdes vivants dans l'éjaculat. Le pH du sperme des béliers est d'environ 7 et il peut être mesuré grâce à un papier pH ou un pH-mètre numérique (Pankaj et al., 2018). Selon Hanzen (2015), la formation et l'accumulation d'acide citrique dans un sperme très concentré peuvent entraîner un pH assez bas. Cela pourrait être dû à la glycogéno lyse, qui révèle indirectement la bonne qualité du sperme.

Un autre paramètre spermatique fréquemment évalué est le temps de liquéfaction. Chez les ovins, ce processus s'effectue généralement environ 15 minutes après la collecte. Plusieurs études ont mis en évidence une corrélation négative significative entre le temps de liquéfaction et des paramètres clés de qualité spermatique, tels que la motilité, la viabilité des spermatozoïdes, ainsi que l'intégrité de l'acrosome (Shafaati & Moghaddam, 2021). Ces résultats soulignent l'importance de ce paramètre comme indicateur de la qualité spermatique et de la fertilité potentielle.

## Dilution du sperme

La dilution du sperme est une étape essentielle dans les protocoles de conservation, car elle permet non seulement d'augmenter le nombre de doses utilisables par éjaculat, mais aussi de préserver la viabilité et la fonctionnalité des spermatozoïdes sur une période prolongée. Le dilueur, autrement appelé « extendeur », a été employé pour la première fois par les chercheurs Foote et Bratton (1950). Ces chercheurs se sont appuyés sur l'analyse du taux de survie des spermatozoïdes après leur mélange avec une composition à base de jaune d'œuf, de citrate, et d'antibiotiques. Dès lors, les dilueurs ont été adoptés et préparés en fonction de l'espèce (Simpson & White, 1986). La formulation d'un dilueur repose sur plusieurs critères essentiels : l'apport en nutriments et en énergie, la pression osmotique, la protection contre les chocs thermiques, ainsi que la neutralisation des dérivés réactifs de l'oxygène (Saha et al., 2022; Baril et al., 1993). Il est indispensable d'utiliser des dilueurs de bonne qualité, car chaque dilueur exerce une influence sur la conservation ou la survie des spermatozoïdes (Moula., 2017; Sharafi et al., 2009; Maxwell & Salamon, 1993). Il existe une grande variété de dilueurs en fonction de leur composition de base. Les dilueurs commerciaux les plus utilisés pour la semence ovine sont Andromed®, Ovixcell®, Hepes®, Ovipro®, Duragen®, Triladyl® (Moula, 2017; de Araújo et al., 2012). Cependant, leur coût élevé peut augmenter celui de l'insémination artificielle, ce qui

pousse les chercheurs à développer des alternatives locales à base de produits naturels, souvent plus accessibles localement (Rekha et al., 2016; Azizunnesa et al., 2014; Paulenz et al., 2002). Dans la sous-région ouest-africaine, plusieurs dilueurs à base de matières premières locales (jaune d'œuf, lait, soja, coco, miel, huile essentielle ou végétale) ont été utilisés au sein de diverses espèces. Ces différents dilueurs locaux sont présentés dans le tableau IV. Ils proviennent tous d'ingrédients naturels à coût réduit, quelles que soient la zone d'étude et les conditions locales. Chaque ingrédient naturel détient une propriété de stabilisation et de protection des membranes des spermatozoïdes au sein du dilueur. Le lait, de par sa richesse en énergie, en protéines et en lipides, est utilisé depuis longtemps pour la dilution du sperme animal. Il en est de même pour le jaune d'œuf et le soja, qui sont très riches en lécithine et dont l'efficacité en tant que dilueurs a été prouvée par plusieurs études. Quant au miel, riche en fructose et en antioxydants, il offre aux spermatozoïdes une protection contre le stress oxydatif. En ce qui concerne les dilueurs dérivés du coco (lait, eau, et huile) et de la mangue (jus), ils sont également riches en sucres et en vitamines et ont le pouvoir de prolonger la survie des spermatozoïdes. Les huiles végétales ou les huiles essentielles sont de plus en plus intégrées à la composition des dilueurs, en raison de leurs propriétés antibactériennes, antimicrobiennes et antioxydantes (Zarhouti et al., 2023; Touazi et al., 2018; Elmi et al., 2017; Del Valle et al., 2013; Bakkali et al., 2008). Afin de déterminer l'efficacité de ces huiles pour la conservation du sperme, certaines études ont été menées sur les dilueurs à base de la lécithine de soja (Singh et al., 2017; Akourki et al., 2018; Khalifa & Abdel-Hafez, 2014; Salmani et al., 2013), d'huile de coco (Tarig et al., 2017), d'huile d'argan (Allai et al., 2015), d'huile d'olive (Arando et al., 2020; Arando et al., 2019), d'huile de tournesol (Ezazi et al., 2019), d'huile du dattier du désert (Ogala et al., 2018) et d'huile de Nigella sativa (Miah et al., 2018).

Cependant, chaque produit naturel présente des risques de contamination (par des bactéries ou des champignons) si les normes de stérilisation ne sont pas respectées. En revanche, les dilueurs commerciaux offrent une qualité supérieure de protection, avec une longue conservation sans risque de contamination comparativement aux dilueurs locaux. Ainsi, la réussite de la substitution d'un dilueur commercial par un dilueur local repose sur la capacité à garantir des normes efficaces de stabilisation et de conservation.

Par ailleurs, il est primordial de rappeler que, quel que soit le type de dilueur utilisé, commercial ou local, le taux de dilution est le premier facteur à prendre en compte lors du processus de dilution. Les taux de dilution proposés par quelques auteurs sont présentés dans le tableau V. Ils sont variables selon les auteurs (Paulenz et al., 2010). En effet, le taux de dilution est étroitement lié à la concentration en

<table><caption>Tableau III : Caractéristiques spermatiques du sperme de races ovines en Afrique de l'Ouest /// Sperm characteristics of sheep breeds in West Africa</caption><thead><tr><td>Espèce ovine</td><td>Volume du sperme (ml)</td><td>Motilité massale des spermatozoïdes (échelle de 0 à 5)</td><td>Concentration du sperme (x 10<sup>6</sup>/ml)</td><td>Pourcentage de spermatozoïdes vivants (%)</td><td>Auteurs</td></tr></thead><tbody><tr><td>Peul blanc</td><td>0,9</td><td>3-3,2</td><td>3771,2</td><td>67-85,5</td><td>Hamani et al. (1996)</td></tr><tr><td>Touareg</td><td>0,9</td><td>3,1-3,4</td><td>4156,5</td><td>53,9-78</td><td>Hamani et al. (1996)</td></tr><tr><td>Peul bicolore</td><td>1,7</td><td>4</td><td>4265</td><td>88</td><td>Issa et al. (2001)</td></tr><tr><td>Touareg</td><td>1,8</td><td>3</td><td>4953</td><td>81</td><td>Issa et al. (2001)</td></tr><tr><td>Djallonké</td><td>0,7</td><td>2,8</td><td>1000</td><td>71,7</td><td>Haye et al. (2004)</td></tr><tr><td>Djallonké</td><td>1,3</td><td>-</td><td>3480</td><td>87,6</td><td>Sangaré et al. (2010)</td></tr><tr><td>Djallonké</td><td>0,6</td><td>4</td><td>2800-3520</td><td>-</td><td>Lavry et al. (2016)</td></tr><tr><td>Djallonké</td><td>0,3</td><td>-</td><td>1680</td><td>56,2</td><td>Jinadu et al. (2022)</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau IV :** Composition des dilueurs locaux utilisés selon les espèces animales en Afrique de l'Ouest /// Composition of local diluents used according to animal species in West Africa</caption><thead><tr><th>Pays</th><th>Espèce</th><th>Matières premières utilisées dans les dilueurs locaux</th><th>Auteurs</th></tr></thead><tbody><tr><td>Ghana</td><td>Volaille</td><td>Eau de coco + solution saline</td><td>Atawalna et al. (2022)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Volaille</td><td>Eau de coco + glycérol</td><td>Bukola et al. (2023)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Volaille</td><td>Jaune d'œuf + plantes<br>Jaune d'œuf + solution saline<br>Jus de mangue + citrate<br>Eau de coco + citrate<br>Lait de coco + citrate</td><td>Oloye et al. (2019)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Ovins</td><td>Jus de mange<br>Jus de carotte<br>Jus de mangue + jus de carotte</td><td>Oloye et al. (2019)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Ovins</td><td>Lait de coco<br>Lait d'arachide<br>Lait de souchet</td><td>Bamanga et al. (2022)</td></tr><tr><td>Niger</td><td>Ovins</td><td>Huile de graines de coton<br>Huile de dattier du désert<br>Huile de sésame</td><td>Akourki et al. (2021)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Volaille</td><td>Boisson gazeuse commerciale</td><td>Adebisi (2021)</td></tr><tr><td>-</td><td>Ovins</td><td>Huile d'olive</td><td>Arando et al. (2019)</td></tr><tr><td>Bénin</td><td>Lapins</td><td>Jaune d'œuf<br>Jaune d'œuf + lait écrémé</td><td>Dotché et al. (2018)</td></tr><tr><td>-</td><td>Ovins</td><td>Huile de Nigella sativa</td><td>Miah et al. (2018)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Caprins</td><td>Lait de coco</td><td>Daramola et al. (2016)</td></tr><tr><td>-</td><td></td><td>Huile de poisson alimentaire</td><td>Masoudi et al. (2017)</td></tr><tr><td>-</td><td>Ovins</td><td>Huile d'argan</td><td>Allai et al. (2015)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Porcins</td><td>Lait de coco</td><td>Akandi et al. (2015)</td></tr><tr><td>-</td><td></td><td>Huile de palme<br>Huile de coco<br>Caséine</td><td>Del Valle et al. (2013)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Caprins</td><td>Lait de coco + jaune d'œuf</td><td>Ajala et al. (2012)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td></td><td>Miel</td><td>Olayemi et al. (2011)</td></tr><tr><td>Nigéria</td><td>Caprins</td><td>Lait de coco</td><td>Sule et al. (2007)</td></tr></tbody></table>

spermatozoïdes de l'éjaculat et détermine le volume final de sperme dilué à répartir dans les paillettes de conservation pour l'insémination artificielle. Une forte concentration nécessite un ajustement précis du taux de dilution afin de préserver la viabilité cellulaire. Ce paramètre, en interaction avec la qualité du dilueur, contribue à créer un environnement favorable à la protection des spermatozoïdes contre les chocs thermiques, les fluctuations de pH et le stress oxydatif. Une dilution bien maîtrisée est donc essentielle pour maintenir la motilité et le potentiel fécondant, tout en optimisant le nombre de spermatozoïdes par dose d'insémination. Des proportions inadéquates peuvent toute-fois entraîner des altérations membranaires dues à des déséquilibres osmotiques ou thermiques.

<table><caption>**Tableau V :** Variations des taux de dilution du sperme ovin en fonction des dilueurs employés /// Variations in sheep semen dilution rates depending on the diluents used</caption><thead><tr><th>Taux de dilution (sperme:dilueur)</th><th>Solution</th><th>Auteurs</th></tr></thead><tbody><tr><td>1:1 à 1:23</td><td>dilueur commercial</td><td>Saha et al. (2022)</td></tr><tr><td>1:10</td><td>TRIS-fructose ; fructose-citrate de sodium ; glucose ; solution saline physiologique</td><td>Zhang et al. (2021)</td></tr><tr><td>1:400</td><td>Solution saline</td><td>Bonato et al. (2021)</td></tr><tr><td>1:49</td><td>HEPES/NaCl</td><td>Zaghloul (2017)</td></tr><tr><td>1:10</td><td>dilueur commercial</td><td>Kukovics et al. (2011)</td></tr><tr><td>(1:2 ; 1:4 ; 1:8 ; 1:16)</td><td>dilueur commercial</td><td>Kukovics et al. (2011)</td></tr><tr><td>1:0,250</td><td>chloroforme</td><td>De Paz et al. (2010)</td></tr><tr><td>1:1</td><td>dilueur commercial</td><td>Mustafa (2009)</td></tr><tr><td>1:1 à 1:16</td><td>dilueur commercial</td><td>Fernandez-Abella et al. (2003)</td></tr><tr><td>1:2</td><td>dilueur commercial</td><td>López et al. (1999)</td></tr></tbody></table>

## Dilueur à base de jaune d'œuf

Le jaune d'œuf, utilisé depuis longtemps dans la formulation des dilueurs (Lardy & Phillips, 1941), demeure un composant clé dans la conservation des semences animales (de Araújo et al., 2012). Il assure une protection efficace des structures cellulaires sensibles des spermatozoïdes, telles que les membranes plasmiques, l'acrosome et les mitochondries, contre les dommages thermiques survenant lors du refroidissement progressif du sperme après dilution, en vue de sa conservation à basse température. (Salamon & Maxwell, 2000). Très riche en lécithines, le jaune d'œuf exerce un effet préservateur sur la motilité, la fertilité et le métabolisme des spermatozoïdes après leur stockage à 5 °C (Robertson et Watson, 1987). Il agit comme stabilisant et protecteur de la membrane plasmique, en particulier contre le stress oxydatif. Ce dernier s'intensifie durant la phase de congélation-décongélation, période au cours de laquelle les spermatozoïdes génèrent des radicaux libres nocifs. L'ajout de jaune d'œuf renforce alors la résistance des membranes face à ces agressions, réduisant les dommages oxydatifs et améliorant la qualité du sperme après décongélation. Comme le montre le tableau VI, des concentrations comprises entre 3 % et 20 % offrent de bons résultats en termes de motilité et d'intégrité des membranaire des spermatozoïdes. Cependant, bien qu'efficace pour la conservation des spermatozoïdes, le jaune d'œuf présente des limites, notamment un risque de contamination microbiologique et une composition variable, rendant sa standardisation difficile et justifiant la recherche de substituts (Bousseau et al., 1998).

Dans cette dynamique, plusieurs études ont exploré des alternatives locales au jaune d'œuf dans la formulation des dilueurs. Oloye et al. (2019) ont testé l'efficacité de jus de fruits (mangue et ananas), tandis que Bamanga et al. (2022) ont évalué le potentiel conservateur de laits végétaux tels que ceux de coco, d'arachide et de souchet appliqués aux semences ovine au Nigéria. De leur côté, Olayemi et al. (2011) ont utilisé le miel comme substitut du jaune d'œuf, avec des résultats prometteurs sur la motilité et la survie des spermatozoïdes ovins et caprins. Akourki et al. (2021) ont quant à eux orientées leurs
recherches vers des huiles végétales (huiles de graine de coton, de dattier du désert et de sésame). Le tableau IV présente une synthèse de ces dilueurs de substitution testés sur diverses espèces (ovins, caprins, bovins, porcins, volailles) dans plusieurs régions d'Afrique de l'Ouest.

## Dilueur à base de lait

Riche de par sa composition en glucides, protéines, lipides, sels, vitamines, phosphates, citrates et sucres, le lait est couramment utilisé comme dilueur des spermes des animaux de ferme (El Amiri et al., 2023). D'après Colas et al. (1968), le lait de vache reste le milieu le moins coûteux et le plus performant pour la conservation et le maintien du pouvoir fécondant des semences (Raheja et al. 2018 ; Barbas & Mascarenhas, 2008). Il est généralement utilisé sous forme liquide, chauffé à 92 °C pour éliminer la matière grasse (Gbangboché et al., 2005), ou sous forme de poudre (El Amiri & Rahim, 2024)

## Dilueur à base de soja

Le soja est une ressource d'origine végétale fréquemment exploitée (extraction du lait ou de la lécithine de soja) comme substituant du jaune d'œuf (Saha et al., 2022 ; Raheja et al., 2018). Le lait de soja ou la lécithine de soja sont utilisés en raison du risque de contamination bactérienne du jaune d'œuf (Bousseau et al., 1998). Ils sont incorporés à diverses concentrations en fonction des objectifs fixés et des résultats attendus. Ainsi, quelques améliorations ont été enregistrées concernant le taux de survie et la motilité des spermatozoïdes, ainsi que l'intégrité des membranes, avec un taux de 1 % d'incorporation de lécithine de soja (Masoudi et al., 2017 ; Forouzanfar et al., 2010). L'incorporation du lait de soja à un taux de 15 % présente une amélioration significative des caractéristiques spermatiques (motilité, concentration, intégrité des membranes et de l'acrosome des spermatozoïdes après décongélation). Aires et al. (2003) ont rapporté que la lécithine de soja et le lait de soja donneraient des résultats supérieurs à ceux du jaune d'œuf en termes de caractéristiques spermatiques. Toutefois, des effets néfastes ont été rapportés à un taux de 3,5 % d'incorporation de lécithine de soja (Del Valle et al., 2013), avec une diminution de l'activité mitochondriale, de l'intégrité de la chromatine des spermatozoïdes et à un taux de 25 % d'incorporation de lait de soja, avec une chute des valeurs spermatiques (Soltan et al., 2017). Malgré ces quelques effets néfastes, les actions bénéfiques du soja ont permis la production industrielle de dilueurs commerciaux comme l'AndroMed® (Mitub, Tiefenbach, Allemagne) et BioXcell® (IMV Technologies, L'Aigle, France), à base lécithine de soja (Saha et al., 2022).

## Dilueur à base de lait de coco

Le lait de coco est un milieu biologique riche en nutriments (sucres, vitamines, minéraux, potassium, magnésium, fibres, protéines) et contient des propriétés antioxydantes qui réduisent l'effet des chocs thermiques (de Araújo et al., 2012 ; Silva et al., 2000). Il est utilisé comme dilueur pour maintenir la motilité et la survie des

spermatozoïdes (Nunes & Combarnous, 1995). L'extraction du lait de coco depuis la noix de coco a amélioré la motilité des spermatozoïdes dans le sperme de bélier à 5 °C et à 30 °C (Chairussyuhur et al., 1993). Outre le lait de coco, des recherches ont également porté sur l'utilisation de la poudre de coco comme extendeur (Brasileiro et al., 2019).

## Dilueur à base de miel

Le miel est un aliment nutritif riche en sucres, vitamines, acides organiques, avec des propriétés conservatrices et déshydratantes. Il est considéré comme un cryoprotecteur de par sa composition naturelle (Cheepa et al., 2022). L'utilisation du miel comme antioxydant et cryoprotecteur a permis d'une part d'obtenir des semences de bonne qualité après décongélation, et d'autre part d'assurer la préservation des spermatozoïdes et leur protection contre les chocs thermiques (Cheepa et al., 2022). Au-delà de ces caractéristiques, le miel renferme des propriétés osmotiques qui limitent la formation de cristaux de glace au sein des cellules lors du processus de cryoconservation. Le miel améliore aussi l'efflux du liquide intracellulaire et la stabilité des membranes des spermatozoïdes (Fuller, 2004 ; Royere, 1996). Les actions bénéfiques du miel s'observent lorsqu'il est incorporé à un taux de 2,5 % pour un meilleur résultat après décongélation. Cependant, lorsque le miel est incorporé à une concentration de 5 à 10 %, les résultats sont moins bons (Yimer et al., 2015).

## Dilueur à base d'extraits végétaux

L'utilisation d'extraits végétaux (huiles végétales) ou synthétiques antioxydants (huiles essentielles) est de plus en plus étudiée dans le cadre de la conservation de la semence ovine. Outre l'utilisation de la lécithine de soja et du jaune d'œuf (Singh et al., 2017), plusieurs huiles alimentaires ont été employées pour améliorer la cryosurvie des spermatozoïdes dans la semence ovine. Il s'agit notamment de l'huile d'olive (Arando et al., 2020), de l'huile de tournesol (Ezazi et al., 2019), de l'huile du dattier du désert (Ogala et al., 2018), de l'huile de coco (Tarig et al., 2017) et de l'huile d'argan (Allai et al., 2015). Plusieurs études se sont également intéressées à l'usage d'huiles essentielles dans le cadre de la cryoconservation de la semence ovine (Zarhouti et al., 2023 ; Elmi et al., 2017 ; Bakkali et al., 2008), en particulier de l'huile de *Nigella sativa* (Miah et al., 2018), afin d'évaluer leur efficacité sur la qualité et la conservation du sperme.

## Antibiotiques

Plusieurs antibiotiques (pénicilline, streptomycine, polymyxine B) ont été ajoutés au sein des dilueurs par Almquist et al. (1949) et Foote & Bratton (1950), afin d'empêcher la prolifération de certaines bactéries provoquant des maladies vénériennes. Ces maladies vénériennes proviennent souvent de bactéries logées soit au niveau de la surface du pénis ou du prépuce du mâle lors de la collecte, soit au niveau du lieu de la récolte de sperme, des outils de travail, ou du

<table><caption>Tableau VI : Taux d'incorporation du jaune d'œuf dans les dilueurs de sperme ovine /// Rate of incorporation of egg yolk in sheep semen diluters</caption><thead><tr><td>Incorporation du jaune d'œuf à divers taux</td><td>Résultats</td><td>Auteur</td></tr></thead><tbody><tr><td>18 % dans un dilueur avant congélation</td><td>Amélioration de la motilité après décongélation</td><td>Watson et Martin (1975)</td></tr><tr><td>3 % dans un milieu de glucose / phosphate</td><td>Diminution des altérations acrosomiques et de la pièce intermédiaire des spermatozoïdes de bélier conservés 72 h à 5 °C</td><td>Watson (1995)</td></tr><tr><td>20 % dans un milieu d'eau de coco et citrate de sodium</td><td>Amélioration de la survie des spermatozoïdes de bélier</td><td>Guérin Y. (communication personnelle de Araújo et al. (2012)</td></tr><tr><td>10 à 20 % dans un milieu synthétique (TRIS, HEPES, glucose ou fructose)</td><td>Protection des membranes contre les chocs thermiques</td><td>Evans & Maxwell (1987) Maxwell & Salamon (1993)</td></tr></tbody></table>
personnel. Diverses bactéries sont référencées, telles que Escherichia coli, Proteus mirabilis, Enterobacter cloacae, Staphylococcus epidermis et Staphylococcus aureus (Yaniz et al., 2010). Ces bactéries influent négativement sur la qualité et la conservation du sperme à basse température (Althouse et al., 2000). Les antibactériens jouent ainsi un rôle important contre le développement et la prolifération de ces microorganismes (Purdy, 2006). Selon les études de Yaniz et al. (2010), les antibactériens comme l'aminoglycoside, le ceftiofur et la gentamicine seraient efficaces contre les bactéries détectées et seraient une bonne alternative à la pénicilline et à la streptomycine chez les ovins. D'autres chercheurs se sont penchés sur l'utilisation d'autres antibiotiques pharmacologiques comme substituants de la streptomycine et de la pénicilline.

Ilori (2019) a utilisé l'extrait aqueux d'écorce de margousier ou neem (Azadirachta indica A. Juss) comme potentiel antioxydant et les feuilles et écorce de neem comme antibiotique dans le cas de la semence porcine. Balogun & Jimoh (2017) ont ajouté un extrait aqueux d'ail frais ou séché au milieu de dilution. Des études similaires ont été conduites par Sokunbi et al. (2015) sur les extraits de feuilles de Moringa oleifera utilisés comme antibiotique.

## Substances cryoprotectrices

Le glycérol est une substance cryoprotectrice de faible poids moléculaire ayant la capacité de traverser les membranes cellulaires des spermatozoïdes (Saha et al., 2022). Son rôle principal consiste à limiter la formation de cristaux de glace en réduisant la teneur en eau intracellulaire lors de la cryoconservation à basse température (Rekha et al., 2016 ; Azizunnesa et al., 2014 ; Watson, 2000). L'efficacité de cette action dépend étroitement de la durée de contact et du temps d'équilibrage entre le glycérol et la semence (Saha et al., 2022), estimé entre 1,5 et 2 heures selon certaines études (Shipley et al., 2007). Néanmoins, le glycérol devient nocif et toxique lorsque son taux d'incorporation au sein des dilueurs dépasse le seuil de 4 à 7 % (Forouzanfar et al., 2010 ; Watson, 2000). Dans la semence des béliers, le taux d'incorporation est de 6 % pour éviter des dommages osmotiques (Salamon & Maxwell, 2000). À cela s'ajoute l'utilisation de nutriments (citrate de sodium, fructose, glucose) qui apportent un meilleur équilibre pour la survie des spermatozoïdes (Amorim et al., 2011 ; Purdy, 2006). Les sucres sont considérés comme étant des

agents stabilisants et protecteurs des cellules et des membranes des spermatozoïdes contre le froid (Quan et al., 2012). Toutefois, l'effet de l'incorporation de ces sucres dans les dilueurs dépend de leur concentration massique (Koshimoto & Mazur, 2002).

## Processus de refroidissement, de vitrification et de cryconservation du sperme

### Refroidissement du sperme

Le refroidissement des spermatozoïdes correspond à leur transition d'une température physiologique située entre 30 et 37 °C vers une température plus basse comprise entre 15 et 5 °C, étape cruciale dans le processus de conservation. Plusieurs études ont mis en évidence l'impact du temps et de la vitesse de refroidissement sur la qualité des spermatozoïdes (Shannon & Vishwana, 1995 ; Saha et al., 2022). Cette dernière désigne le rythme auquel la température du sperme est abaissée. Les dommages cellulaires sont particulièrement observés lors du passage critique de 15 à 5 °C (Kumar et al., 2003), où une vitesse de refroidissement inadéquate peut altérer les spermatozoïdes. Ces altérations sont généralement biochimiques, morphologiques et fonctionnelles, compromettant leur capacité de fécondation (Watson, 2000). Chez les béliers, une vitesse de refroidissement de 20 °C par minute est considérée comme optimale pour préserver la motilité et la survie des spermatozoïdes (Saha et al., 2022). Néanmoins, après refroidissement à 15 ou 5 °C, la durée de vie des spermatozoïdes ovins reste limitée, les rendant particulièrement sensibles aux effets néfastes de la cryocongélation (Salamon & Maxwell, 1995). En outre, une corrélation est établie entre le type de dilueur, la température de refroidissement, la durée de conservation de la semence et la viabilité des spermatozoïdes (tableau VII). Les dilueurs, qu'ils soient locaux ou commerciaux, contribuent à renforcer la stabilité des spermatozoïdes face au stress thermique induit par le refroidissement. Il est donc possible d'hypothétiser que l'association d'un dilueur adapté à un refroidissement contrôlé à 4 °C optimiserait la viabilité des spermatozoïdes tout au long de la période de conservation.

### Vitrification des spermatozoïdes

Le processus de conservation de la semence passe par les étapes de vitrification et de cryoconservation. La vitrification est une méthode de prévention contre la formation de cristaux de glace intracellulaires

<table><caption>Tableau VII : Corrélation entre le type de dilueur, la température de refroidissement, la durée de conservation du sperme et la durée de conservation des spermatozoïdes /// Correlation between diluent type, cooling temperature, semen storage time, and sperm storage time</caption><thead><tr><td>Dilueur</td><td>Température de refroidissement</td><td>Durée de conservation du sperme</td><td>Remarque</td><td>Auteurs</td></tr></thead><tbody><tr><td>Lait UHT et TRIS / jaune d'œuf</td><td>15 °C</td><td>24 h</td><td>-</td><td>Evans et al. (2004)</td></tr><tr><td>Lait écrémé / jaune d'œuf ou TRIS / jaune d'œuf</td><td>5 °C</td><td>24 h</td><td>-</td><td>Paulenz et al. (2002)</td></tr><tr><td>Lait</td><td>4 °C ou 15 °C</td><td>10 h</td><td>Stabilité du pouvoir fécondant</td><td>Colas (1984)</td></tr><tr><td>Lait</td><td>4 °C</td><td>24 h</td><td>Amélioration du taux de spermatozoïdes mobiles ; conservation de la fertilité du sperme</td><td>Colas (1983) ; Fiser et al. (1981)</td></tr><tr><td>Lait écrémé</td><td>15 °C</td><td>5 h</td><td>Meilleure fertilité de la semence ovine avec le lait à 15 °C qu'avec le jaune d'œuf à 4 °C</td><td>Colas (1983) ; Dauzier et al. (1983) ; Mampouya (1972) ; Colas et al. (1968) ;</td></tr><tr><td>Jaune d'œuf</td><td>4 °C</td><td>5 h</td><td>Meilleure fertilité avec le lait frais à 15 °C qu'avec le lait frais à 4 °C</td><td>Colas et al. (1968) ;</td></tr><tr><td>Jaune d'œuf</td><td>15°C à 4°C</td><td>-</td><td>Moins de dommage avec le choc thermique grâce à la lécithine.</td><td>Salamon et Robinson (1962)</td></tr></tbody></table>
lors de la cryoconservation (Arando et al., 2019). En d'autres termes, la vitrification permet de réduire les dommages cellulaires liés à la cristallisation pendant la cryoconservation. Ce processus nécessite une évaluation détaillée de la morphologie et de l'intégrité de l'acrosome (Agha-Rahimi, et al., 2016). L'évaluation se fait grâce à l'utilisation de techniques d'imagerie provenant de la microscopie électronique à balayage (MEB) et à transmission (TEM). Ces techniques d'imagerie permettent de détecter les parties les plus affectées par la vitrification, comme les vésicules au niveau des flagelles, les mitochondries de tailles hétérogènes, l'acrosome et le noyau. Les résultats obtenus mettent en exergue l'impact de la vitrification sur la qualité de la semence (Arando et al., 2019 ; Pérez-Marín et al., 2018).

Des recherches réalisées sur la vitrification des spermatozoïdes montrent que leur motilité ou l'acrosome sont affectés négativement (Pérez-Marín et al., 2018 ; Arando et al., 2017 ; Agha-Rahimi et al., 2016). Cependant, les spermatozoïdes vitrifiés présentent moins de défauts membranaires si du saccharose est ajouté (Arando et al., 2019). De ce fait, il est suggéré d'utiliser les agents hyperosmotiques actifs pour augmenter la viabilité des spermatozoïdes (Nawroth et al., 2002).

## Processus de cryoconservation et de décongélation du sperme

La cryoconservation des spermatozoïdes est le processus de conservation de la semence à une température très basse (- 196 °C), dans l'azote liquide, pour une durée illimitée (Saha et al., 2022). Cette technique de conservation est employée pour sauvegarder les semences de qualité pour la reproduction (Lemma, 2011). Cependant, elle exige une technicité rigoureuse en raison d'un défi majeur lié aux changements morphologiques et fonctionnels des cellules et tissus des spermatozoïdes (Rekha et al., 2016 ; Mazur et al., 1970). Certains facteurs (maturation des spermatozoïdes, méthode de collecte, composition du dilueur) exercent une influence sur le taux de survie des spermatozoïdes avant ou après cryoconservation (Tekin et al., 2006 ; Pontbriand, et al., 1989 ; Salisbury et al., 1978). L'ensemble des études soulignent que la cryoconservation du sperme des ovins reste un problème majeur à cause de la faible résistance des spermatozoïdes au choc thermique (Saha et al., 2022). Le taux de mortalité des spermatozoïdes reste élevé à une température au seuil de - 80 °C (Polge, 1957). En outre, la résistance au froid s'abaisse entre - 15 °C et - 30 °C, laissant place à une destruction des spermatozoïdes. Suite à cette analyse, il apparaît qu'il est difficile de procéder à une conservation optimale des spermatozoïdes (Alcay et al., 2015).

La phase de décongélation après cryoconservation permet d'évaluer le taux de survie des spermatozoïdes et la qualité de la semence (Watson, 2000). Il existe deux types de décongélation selon Pontbriand et al. (1989) : la décongélation lente à 37 °C pendant 20 secondes et la décongélation rapide à 50 °C, voire 75 °C, pendant 5 à 9 secondes. La décongélation comme la cryoconservation ont un impact sur l'intégrité des spermatozoïdes. Certaines études ont présenté les résultats obtenus en testant diverses températures de décongélation. Ainsi, la décongélation des paillettes à une température de 50 °C, voire 75°C, au bain-marie pendant 5 à 9 secondes, pourrait entraîner des dommages au niveau de la motilité, de l'intégrité et de la fertilité des spermatozoïdes. Tandis que le sperme de bélier décongelé entre 38 °C et 42 °C pendant 15 à 30 secondes au bain-marie présentait moins de dommages (Evans & Maxwell, 1987). Almquist et al. (1982) et Gaillard & Kupferschmied (1982) recommandent une décongélation lente à 37 °C au bain-marie pendant 12 à 30 secondes (Foote, 1999).

## Facteurs de variation de données spermatiques

Plusieurs facteurs ont été identifiés en raison de leurs impacts significatifs sur la qualité et la fertilité des semences (Hodge et al., 2023 ; De Vries, 2017 ; Amiridis & Fthenakis, 2012). Au-delà des facteurs intrinsèques de l'animal cités plus haut (l'âge, la race, le poids

testiculaire, la libido et l'état physique des animaux), d'autres facteurs exercent également une influence sur la qualité du sperme. Il s'agit notamment des facteurs environnementaux (la saison, la qualité de l'alimentation, le niveau de stress), des facteurs biologiques (la composition du plasma séminal, le type de dilueur utilisé, et l'efficacité des substances cryoprotectrices) et des facteurs techniques (la quantité d'hormones administrée pour stimuler la production de spermatozoïdes, la technicité du personnel, la méthode d'insémination) relevés par certains chercheurs (Moula et al., 2024 ; El Amiri et al., 2023 ; Benia & Benamor, 2023 ; Saha et al., 2022).

Par ailleurs, la réussite de la fécondation ne dépend pas uniquement de la qualité intrinsèque des spermatozoïdes, mais aussi de facteurs externes tels que la saison de reproduction, qui peut moduler leur performance fertilisante (Kukovics et al., 2011). Ainsi, les conditions environnementales et les caractéristiques post-décongélation des semences constituent des éléments clés dans l'optimisation des résultats au sein des unités de production (David et al., 2015).

## Facteurs de réussite de l'IA dans l'espèce ovine

La réussite de l'IA chez les ovins repose sur une combinaison de facteurs biologiques, techniques et environnementaux. Le type de semence utilisé joue un rôle central : les semences fraîches, conservées entre 8 et 12 heures, offrent les meilleurs taux de fertilité comparés aux semences réfrigérées ou congelées, dont la vitesse de transit dans le tractus génital est plus faible (Fernandez-Abella, 2001 ; Salamon & Maxwell, 2000 ; Shannon & Vishwana, 1995). La voie d'insémination (cervicale, exo-cervicale ou intra-utérine) influence également les résultats, avec des taux de réussite allant jusqu'à 80 % par voie intra-utérine (Baril et al., 1993 ; Rekik et al., 2011). L'IA par voie exo-cervicale nécessite l'utilisation de semences fraîches. A contrario, l'IA par voie intra-utérine utilise la semence fraîche, la semence refroidie ou la semence congelée (Baril et al., 1993). D'autres paramètres essentiels incluent la dose hormonale administrée, la synchronisation œstrale, la manipulation du sperme, l'état corporel des femelles, le niveau de stress thermique ou nutritionnel, et l'expertise du technicien (El Amiri et al., 2023 ; Gibbons et al., 2019 ; Rahim et al., 2023 ; Kumar et al., 2015 ; Gizaw et al., 2016 ; Ridler et al., 2016). Enfin, une bonne organisation logistique et le contrôle de la température de la semence entre le centre de production et le lieu d'insémination sont indispensables pour optimiser les performances reproductives (Baril et al., 1993 ; Oloye et al., 2019).

## DISCUSSION

La présente revue illustre l'expansion des progrès scientifiques liés à la biotechnologie de la reproduction ovine dans la région ouest africaine. Elle dresse l'inventaire de la majorité des études effectuées sur le sujet en tenant compte des méthodes de récolte de sperme, des paramètres spermatiques, des dilueurs utilisés, des modes de conservation de la semence et des techniques employées pour l'insémination proprement dite.

Des études récentes menées en Afrique de l'Ouest ont mis en évidence de nouvelles approches pour améliorer les performances sexuelles des reproducteurs ovins. Au Sénégal, Bilkiss et al. (2023) ont démontré que l'utilisation d'implants de mélononine MELOVINE® (trois implants par bélier, soit 54 mg de mélononine par bélier) stimule significativement la productivité spermatique, ce qui améliore notamment la quantité et la qualité du sperme pendant les périodes de reproduction. Par ailleurs, une étude conduite par Ojo et al. (2024) au Nigéria a révélé que l'exposition des béliers à certaines couleurs de lumière influence la viabilité des spermatozoïdes de la semence ovine, en réduisant certaines anomalies morphologiques, tout en ne modifiant pas la motilité, l'acrosome et l'intégrité membranaire des
spermatozoïdes ne soient pas affectés. Ces résultats suggèrent que la modulation des conditions lumineuses pourrait être utilisée pour optimiser la qualité spermatique, ouvrant ainsi des perspectives prometteuses pour l'amélioration des pratiques d'élevage et de reproduction dans la région.

En ce qui concerne l'utilisation des dilueurs, plusieurs études ont montré que les dilueurs locaux présentent une efficacité notable pour améliorer et maintenir la viabilité des semences en limitant la dégradation des spermatozoïdes lors du stockage. Toutefois, cette efficacité reste perfectible, notamment par l'optimisation des formulations, afin de prolonger davantage la conservation et de renforcer la qualité et la fertilité des semences sur le long terme. De telles améliorations constituerait un atout considérable pour les pratiques de reproduction ovine dans la région.

Concernant l'insémination artificielle ovine proprement dite, certains chercheurs ont étudié l'influence des hormones sur la synchronisation des chaleurs et le taux de réussite de la gestation des femelles (Oleforuh-Okoleh et al., 2021). Les résultats obtenus par ces auteurs montrent que, suite à l'administration simultanée de 1 ml de cyclase et de 2 ml de gonadotrophine chorionique équine (eCG), les taux de gestation observés sont plus élevés chez les brebis que chez les chèvres, avec un taux de 100 % pour les brebis contre 83,3 % chez les chèvres dans un premier cas, et respectivement 83,3 % contre 50 % dans un second cas. Par ailleurs, la durée de l'œstrus (période de chaleurs) est plus longue chez les brebis, mesurée à 44 ± 0,4 heures, comparée à 36 ± 0,6 heures chez les chèvres, ce qui offre une période temporelle optimale pour l'insémination. Ces résultats confirment que le protocole de synchronisation à court terme représente une alternative efficace pour améliorer les performances de reproduction, en optimisant la synchronisation des chaleurs et en augmentant les chances de gestation.

Au regard de toutes ces études portant sur l'insémination artificielle ovine, plusieurs défis majeurs se posent, entravant souvent son adoption et son efficacité optimale. Parmi les défis humains, on relève la nécessité de renforcer les compétences techniques des agents spécialisés et des éleveurs, ainsi que le manque de personnel qualifié sufisamment formé pour assurer les interventions sur le terrain, ce qui limite la diffusion et la qualité des services. Sur le plan technique, les insuffisances des services de vulgarisation ralentissent la transmission des connaissances et des bonnes pratiques, tandis que la réussite de la cryoconservation de la semence ovine demeure un enjeu crucial, notamment en raison des conditions inadéquates de stockage et des protocoles parfois mal maîtrisés. Enfin, les défis financiers représentent une barrière importante, avec un coût élevé de l'insémination artificielle comparé à la monte naturelle, comprenant à la fois l'acquisition d'équipements spécialisés, le financement des consommables et la difficulté d'accès à l'azote liquide nécessaire à la conservation des semences. Ces contraintes sont largement corroborées par les travaux de Yitayih et al. (2017) et Kouamo et al. (2014), qui soulignent l'importance d'interventions intégrées pour surmonter ces obstacles et favoriser le développement durable des programmes d'insémination artificielle ovine.

Les recherches sur l'utilisation de produits locaux comme dilueurs et agents cryoprotecteurs en Afrique de l'Ouest ont donné des résultats encourageants. Ces investigations doivent se poursuivre afin de surmonter les défis techniques, notamment la courte durée de conservation des dilueurs commerciaux. Il est essentiel de considérer les limites actuelles, telles que la péremption rapide des dilueurs commerciaux et les risques potentiels de contamination microbiologique liés à l'emploi de dilueurs locaux, qui peuvent affecter la qualité et la viabilité des semences. Il serait judicieux de maintenir et d'intensifier les coopérations et partenariats entre les centres de recherche en insémination artificielle et les institutions de fabrication des équipements.

Ceci favoriserait les formations continues et diplômantes, renforçant ainsi les capacités des techniciens et soutenant le développement des nouvelles technologies d'insémination artificielle à travers des programmes gouvernementaux. Par ailleurs, l'appui financier des organisations internationales telles que la FAO ou la Banque mondiale demeure un soutien majeur pour les programmes de développement agricole et pour l'amélioration génétique du bétail, en particulier par le biais de la création de banques de gènes nationales et régionales pour la conservation des semences.

## CONCLUSION

La présente revue a réalisé un état des lieux de la biotechnologie de la reproduction, avec en perspective son utilisation pour l'insémination artificielle appliquée à l'espèce ovine en Afrique de l'Ouest. Il apparaît que cette technologie peut être utilisée pour améliorer la productivité de l'espèce ovine et préserver la biodiversité animale. Pour y arriver, certains défis d'ordre technique, humain, financier et politique devront être relevés.

## Remerciements

Nous remercions nos bailleurs de fond du Centre régional d'excellence pour la production pastorale (CERPP, Niger) pour leur soutien financier. Nous tenons à remercier toutes les personnes qui ont participé à la préparation de ce manuscrit et qui ont fait preuve d'un grand professionnalisme.

## Financement

Ce travail de synthèse n'a bénéficié d'aucune subvention spécifique de la part d'un organisme de financement du secteur public, commercial ou à but non lucratif.

## Conflits d'intérêt

L'étude a été réalisée sans aucun conflit d'intérêts.

## Contributions des auteurs

ABG : conception et planification de l'étude ; EB : recueil et analyse des données, rédaction de la première version du manuscrit ; LHD, GKD, MK, MH, ABG : révision du manuscrit.

## Ethique de la recherche

Cet article de synthèse essentiellement basé sur la littérature scientifique et des rapports d'expertise n'a pas fait l'objet de demande spécifique auprès d'un comité d'éthique.

## Accès aux données de la recherche

Les données n'ont pas été déposées dans un dépôt officiel. Les données qui étayent les résultats de l'étude sont disponibles sur demande auprès des auteurs.

## Déclaration de l'utilisation de l'IA générative dans la rédaction scientifique

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont pas utilisé de technologies assistées par intelligence artificielle dans le processus de rédaction.

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## Summary

Bamigbochey E., Dossa L.H., Dayo G.-K., Kere M., Hamani M., Gbangboché A.B. Artificial insemination in sheep in West Africa-Technological advances and challenges

**Background:** In West Africa, the breeding of small ruminants has been the subject of various genetic improvement programs aimed at selecting elite breeding stock, with a view to sustainably increasing zootechnical performance. Artificial insemination (AI) is one of the major tools in these strategies. **Aim:** The present study provides a synthesis of available knowledge on the application of AI in Djallonké sheep in the region. **Meth-ods:** A systematic literature review was conducted using several scientific databases (Google Scholar, ResearchGate, ScienceDirect, as well as academic journal sites). Keywords were used in French, English and Spanish. Source selection was based on thematic relevance, methodological quality of studies and document availability. A total of 175 publications were analyzed, including 145 in English, 25 in French and 5 in Spanish.

**Results:** The main semen collection techniques (artificial vagina and electroejaculation) were listed and compared in terms of their advantages and limitations. Sperm parameters (volume, color, concentration, motility), diluents used (egg yolk, milk or synthetic), cooling protocols and their impact on seed viability, and insemination performance were documented. **Conclusions:** Despite technological advances, the effective implementation of ovine AI in West African breeding systems remains limited by several technical, biological and logistical constraints. Nevertheless, its potential as a genetic dissemination tool for improving reproductive performance and conserving local sheep breeds in the region is considerable.

**Keywords:** sheeps, artificial insemination, reproduction control, semen preservation, West Africa

## Resumen

Bamigbochey E., Dossa L.H., Dayo G.-K., Kere M., Hamani M., Gbangboché A.B. Inseminación artificial de ovinos: avances tecnológicos y retos en África Occidental

**Contexto:** En el oeste de África, la cría de pequeños rumiantes es objeto de diversos programas de mejora genética de cara a la selección de reproductores de élite, con una perspectiva de crecimiento sostenible del rendimiento zootécnico. La inseminación artificial (IA) constituye una de las herramientas más importantes de estos programas. **Objetivo:** Este estudio ofrece una síntesis de los conocimientos disponibles relativos a la aplicación de la IA en los ovinos de la raza Djallonké en la región. **Métodos:** Se llevó a cabo una revisión sistemática de la literatura a partir de diferentes bases de datos científicas. Se analizó un total de 175 publicaciones, 145 de las cuales en inglés, 25 en francés y 5 en español. **Resultados:** Se describieron las principales técnicas de obtención de esperma (vagina artificial y electroeyaculación) y se compararon en función de sus ventajas y limitaciones. Se documentaron los parámetros espermáticos (volumen, color, concentración y motilidad); los diluyentes utilizados (comerciales o de fabricación local); los protocolos de enfriamiento y su impacto en la viabilidad del esperma; así como el rendimiento obtenido con las inseminaciones. **Conclusiones:** A pesar de los avances tecnológicos de estos últimos años, la implantación efectiva de la IA ovina en los sistemas ganaderos del oeste de África se mantiene limitada por diversas restricciones de orden técnico, biológico y logístico. Sin embargo, es considerable su potencial como herramienta de difusión genética para la mejora del rendimiento reproductivo y la conservación de las razas ovinas locales en la región.

**Palabras clave:** ovinos, inseminación artificial, reproducción dirigida, conservación del semen, África Occidental