# Identification des triacylglycérols en HPLC. Comment se passer du couplage HPLC-SM ? Dans quel cas la chromatographie est-elle encore indispensable ?

Arnaud W. G. Tamba Sompila<fnref n="1" />,<fnref n="2" />, Marie Geneviève Maloumbi<fnref n="1" />,*, Jean Bleton<fnref n="2" />, Alain Tchapla<fnref n="2" /> et Sylvie Héron<fnref n="2" />

Reçu le 12 mars 2014 – Accepté le 28 mai 2014

**Résumé** – Les huiles et graisses sont principalement constituées de triacylglycérols. Ces derniers diffèrent par leur nombre total de carbone, la répartition des acides gras sur les trois sommets de la tête glycéryle et la configuration linéaire, ramifiée ou cyclique des chaînes grasses. Ils diffèrent aussi par leur nombre total de doubles liaisons, leur répartition sur les chaînes grasses, et au sein d'une chaîne grasse par leur position et leur configuration. Cela conduit à des mélanges complexes comprenant un grand nombre de congénères qu'il est classique d'analyser par chromatographie en phase liquide. Dans cet article, nous montrons qu'indépendamment du détecteur utilisé (DEDL, Corona, SM) la seule utilisation des lois de rétention ln α = f(NC), ln α = f(NDL) et ln α = f(NP) permet d'identifier les triacylglycérols d'huiles d'Afrique équatoriale. La démarche proposée ne nécessite pas de couplage spécifique avec la spectrométrie de masse, un système HPLC de base suffit. À titre d'exemple nous avons choisi l'huile de Ricinodendron heudelotii qui contient majoritairement des acides gras polyinsaturés en C18:3 isomères de position et de configuration.

**Mots clés** : Triacylglycérols / HPLC / lois de rétentions chromatographiques / Ricinodendron heudelotii

**Abstract** – Identification of triacylglycerols in HPLC. Can we do without HPLC-MS? In which case the chromatography is it still necessary? Oils and fats are mainly composed of triacylglycerols. These differ in their total number of carbon atoms, the distribution of fatty acids on the three chains of the glycerol, and the configuration of fatty chains, linear, branched or cyclic. They also differ in the total number of double bonds, their position and configuration. This leads to complex mixtures with many congeners widely analyzed by conventional liquid chromatography. In this paper we show that whatever the detector (ELSD, Corona, MS) using only retention laws ln α vs. NC, ln α vs. NDL and ln α vs. NP allows us the identification of triacylglycerols in Equatorial Africa oils. The proposed approach does not require specific coupling with mass spectrometry. As example, we chose Ricinodendron heudelotii oil which mainly contains polyunsaturated positional isomers and configuration fatty acids C18:3.

**Keywords** : Triacylglycerols / HPLC / retention laws / Ricinodendron heudelotii

## 1 Introduction

Les triacylglycérols (TAG), principaux constituants des corps gras, ont une structure simple : ce sont des triesters glycériques d'acides gras (AG). D'un corps gras à un autre ces AG peuvent différer selon leur nombre de carbone (NC), leur configuration linéaire, ramifiée ou cyclique, mais aussi selon le nombre (NDL), la position et la configuration cis-trans des doubles liaisons présentes dans la chaîne grasse, ainsi que par leurs positions sur le squelette glycerol (isomères de position, régioisomères, énantiomères). Les TAG des corps gras sont constitués par une très grande diversité d'AG présents en proportions diverses et forment des mélanges naturels complexes à très grand nombre de congénères (Christie, 2003).

À l'heure actuelle, une des techniques les plus performantes pour la caractérisation de la composition en TAG des corps gras est la chromatographie liquide (HPLC), car elle permet la séparation d'un grand nombre d'isomères. Deux chromatographies complémentaires sont couramment utilisées : d'une part la chromatographie liquide à polarité inversée de phases non aqueuse (NARP-LC), d'autre part la chromatographie d'argentation (Ag-LC) (Buchgraber et al., 2004; Christie, 2003).

La NARP-LC sépare principalement les différents congénères selon leur nombre de carbone total et pour un même NC selon le nombre de doubles liaisons (NDL), tandis que l'Ag-LC sépare principalement selon le nombre de doubles liaisons (NDL) (Nikolova-Damyanova, 2003). Cela conduit à une bonne orthogonalité entre ces deux méthodes et à la mise en place ces derniers temps de LC-2 dimensions en

<footnote n="1">¹ Laboratoire de Valorisation des Agro-Ressources (LVAR), École Nationale Supérieure Polytechnique (ENSP), BP 69, Brazzaville, Congo</footnote>

<footnote n="2">² Université Paris Sud, Groupe de chimie analytique de Paris-Sud, EA 4041, LETIAM, IUT d'Orsay Plateau de Moulon, 91400 Orsay, France</footnote>

<footnote>* Correspondance : mgmaloumbi@yahoo.fr</footnote>
ligne permettant la caractérisation de mélanges très complexes (Dugo *et al.*, 2004; François et Sandra, 2009; Hu *et al.*, 2013; Yang *et al.*, 2012).

Du point de vue de la détection, l'UV à faible longueur d'onde (205 ou 210 nm), le détecteur évaporatif à diffusion de lumière (DEDL) et plus récemment le détecteur à décharge Corona sont couramment employés (Christie, 2003). Sachant qu'il existe très peu de TAG standards mixtes disponibles commercialement, le couplage chromatographie-spectrométrie de masse (SM) ou (SM") pour résoudre l'identification des différents congénères est devenu très courant (Gómez-Ariza *et al.*, 2006; Laakso et Voutilainen, 1996; Schuyl *et al.*, 1998).

Si l'on ne s'intéresse pas à la séparation des TAG régioisomères ni aux TAG énantiomères et que l'on n'a pas d'information extérieure, l'utilisation des couplages HPLC-APCI-MS (Lísa, Holčapek, 2008; Modello *et al.*, 2005) ou bien du couplage HPLC-ESI-MS" (Hsu et Turk, 1999; Zeng 2010) permet les identifications de TAG constitués de résidus saturés sans difficulté ou bien de TAG constitués de résidus insaturés mais sans localisation des doubles liaisons.

Dans le cas où on a l'information de la composition en AG, différents articles montrent la nécessité d'utiliser la complémentarité des informations déduites de la chromatographie et de la SM ou SM" pour élucider la composition en TAG isomères de mélanges complexes (Achéampong *et al.*, 2011; Lísa et Holčapek, 2008; Lísa *et al.*, 2011; Rézanka *et al.*, 2012). Ceci est particulièrement crucial dans le cas de TAG dont les AG constitutifs sont isomères de position ou de configuration, la simple SM ne permettant pas d'identifier de tels isomères. Deux articles récents offrent cette éventualité. Soit il faut faire de l'APCI-SM en mode négatif, mais la méthode est peu sensible (Yang *et al.*, 2011), soit il faut faire de la dissociation dirigée radicalaire (RDD-MS") avec une source modifiée pour obtenir des fragments caractéristiques de ces AG et pouvoir identifier en ligne les TAG correspondant (Pham *et al.*, 2012). Cette dernière technique prometteuse n'a pas encore été décrite en couplage avec la HPLC ; elle est encore du domaine de la R&D et non pas de l'analyse de routine.

Dans ce travail, nous montrons qu'il n'est pas indispensable d'avoir un couplage avec la SM pour proposer une identification de TAG isomères lors d'analyses de routine en NARP-LC. L'utilisation des lois de rétention chromatographique permet de répondre au problème. Dans un premier temps, la démarche générale permettant cette identification est décrite, puis dans un second temps elle est mise en application sur une huile d'Afrique équatoriale possédant des TAG isomères de position en C18:3, *Ricinodendron Heudelotii*.

# 2 Matériel et méthode

## 2.1 GC-MS

L'huile a été transestérifiée et l'analyse des esters méthyliques obtenus effectuée.

L'appareillage utilisé est un chromatographe Thermo Scientific TRACE GS Ultra™ équipé d'un passeur d'échantillon Thermo Scientific AI 3000, couplé à un spectromètre de masse de type quadripolaire Thermo Scientific DSQ™ II et piloté par le logiciel Xcalibur (ThermoFisher, Les Ulis, France).

La colonne est une Supelco Simplicity Wax 10 m × 0.25 mm × 0.25 µm (St Quentin Fallavier, France). L'injection se fait en mode split 1:25. Le volume d'échantillon est de 1 µL. La température de l'injecteur est 250 °C. Le gaz vecteur utilisé est l'hélium à un débit constant de 1,3 ml/min. Le gradient de température va de 100 à 245 °C avec une rampe de 10 °C/min. L'ionisation électronique (EI) se fait à 70 eV. La température de la source est 250 °C, celle de la ligne de transfert à 245 °C.

## 2.2 NARP-LC

L'acétonitrile, l'acétone et le chlorure de méthylène sont de qualité HPLC et achetés chez Carlo Erba (Rodano, Italy).

Les TAG homogènes standards tricaproïne (CoCoCo), tricapryline (CyCyCy), tricaprine (CCC), trilaurine (LaLaLa), trimyristine (MMM), tripalmitine (PPP), tristéarine (SSS), trioléine (OOO), trilinoléine (LLL), trilinolénine (LnLnLn) et les esters méthyliques d'AG correspondant ont été achetés soit chez Cluzeau (Sainte Foy la Grande, France) soit chez Larodan (Malmö, Suède). L'huile de *Ricinodendron Heudelotti* a été récoltée en Côte d'Ivoire.

Certaines huiles ont aussi été utilisées comme standards. Leurs compositions étant décrites dans la littérature, leur injection a permis l'identification de certains TAG mixtes. Elles ont aussi été injectées en dopage avec l'huile *Ricinodendron Heudelotti* (Héron *et al.*, 1995). Dans ce travail nous avons utilisé les huiles suivantes : l'huile de *Calophyllum inophyllum* et l'huile de pépin de cassis (*Ribes nigrum*) qui proviennent de l'Institut de recherche Pierre Fabre (Vigoulet, France). L'huile de grenade (*Punica granatum*) a été achetée chez AromarZone (Paris, France). L'huile de Tung encore appelée de bois de Chine (*Aleurites fordi*) provient de chez Laverdure (Paris, France), l'huile de pignon de pin (*Pinus koraiensis*) est un don de R.L. Wolff (ISTAB, Univ. Bordeaux I, Talence, France). Elles ont servis comme standards pour l'identification des TAG mixtes suivants (Héron, Tchapla, 1994) : LnLnyLn, LnyLnyLn, LLnLn, LLnyLn, LyLnyLn, LLLn, LLyLn, OLyLn, PLyLn, OLLn, PLLn, OLL, OOLn, PLL, POLn, OOL, SLL, POL, PPL, OOO, SOL, POO, PSL, PPO, SOO, SSL, PSO, SSO, αEαEαE, αEαEβE et PuPuPu.

Tous les échantillons ont été solubilisés dans un mélange MeCN/CH₂Cl₂ 50/50.

Le système HPLC est constitué d'une pompe quaternaire Spectra System P1000XR (ThermoFisher, Les Ulis, France), d'une vanne d'injection Rhéodyne 7125 munie d'une boucle de 10 µL (Rhéodyne, Cotati, CA), d'un four à effet Peltier Croco-cil (Cluzeau, Sainte Foy la Grande, France) maintenu à 25 °C et d'un DEDL 75 ($P_{air}$ = 3.5 bars, $T$ = 45 °C) (Sedere, Alfortville, France). Le système d'acquisition Azur (v4.6) provient de chez Datalys (St Martin d'Hyères, France).

La colonne Kromasil 100-5C18, 250 × 4.6 mm 5 µm provient de chez Akzo Nobel (Bohus, Suède). La phase mobile est MeCN/Acétone 30/70. Le débit de travail est de 1 ml/min.

Pour chacun des TAG, le facteur de rétention $k$ a été déterminé à partir de la formule suivante : $k = (t_r - t_0)/t_0$, $t_r$ étant le temps de rétention du TAG et $t_0$, le temps mort déterminé par la méthode de la double pesée (Martin *et al.*, 1988).
# 3 Résultats et discussion

En NARP-LC, il est bien établi que l'ordre d'élution des TAG se fait selon le nombre de partition croissant (NP = NC-2.NDL) (Buchgraber *et al.*, 2004). Avec les efficacités des colonnes actuelles, on sépare la plupart des TAG ayant le même NP, en suivant approximativement leur NDL (Lísa et Holčapek, 2008). Certains TAG isobares de même NP et NDL (isomères de position de doubles liaisons) ainsi que les TAG isobares isomères saturés ramifiés ou linéaires sont même séparés (Achéampong *et al.*, 2011; Héron, Tchapla, 1994; Héron *et al.*, 1995; Lísa et Holčapek, 2008). Bien que les chromatogrammes des TAG soient ordonnés en fonction de leur NP, il peut y avoir inversion d'ordre de sortie entre les derniers TAG d'un NP donné avec les premiers TAG du NP suivant (Achéampong *et al.*, 2011).

Par conséquent, l'identification précise des TAG en utilisant la seule relation reliant NP à la rétention ne suffit pas, il faut aussi utiliser les lois reliant la rétention au NC et au NDL.

Le principe est basé sur une approche thermodynamique de la rétention chromatographique reliant la rétention à la structure de solutés homologues, tels les TAG. Les lois qui en résultent relient NP, NC ou NDL soit à leur ln *k* en analyse isocratique soit à leur temps de sortie réduit *t*<sub>rG</sub>' en gradient d'élution (Goiffon *et al.*, 1981a, 1981b; Podlaha, Töregard, 1982; Semporé, Bézard, 1986; Stołyhwo *et al.*, 1985).

Dans le cas des TAG isologues (contenant au moins un AG saturé homologue, par exemple Co, Cy, C, La, M, P, S) il a été montré que les relations ln *k* = *f*(NC) ou *t*'<sub>rG</sub> = *f*(NC) sont des droites aussi bien pour les TAG homogènes XXX que les TAG mixtes de structure XYY [CoYY-CyYY-CYY-LaYY-MYY-PYY] et de structure XYZ [CoYZ-CyYZ-CYZ-LaYZ-MYZ-PYZ]. La représentation graphique de ln *k* = *f*(NC) pour ces trois séries de TAG conduit à l'obtention des trois droites parallèles quels que soient les résidus Y et Z. (Tchapla *et al.*, 1993). De manière plus générale il a été montré que, quelle que soit la structure saturée ou insaturée des AG X, Y et Z constituant des TAG différant par leur NC, les courbes ln *k* = *f*(NC) sont des droites parallèles pour les deux séries [XXX-XXY-XXY-YYY] et [XXZ-XYZ-YYZ].

Le nombre de partition NP, étant une grandeur dérivée de NC, les mêmes lois de rétention peuvent alors être observées non plus en fonction de NC mais de NP. La représentation graphique ln *k* = *f*(NP) magnifie l'effet des DL. Elle permet de mieux visualiser la rétention de TAG de même NC possédant un NDL différent. Enfin elle transcrit l'allure du chromatogramme.

Finalement, en ne prenant en compte que le NDL des TAG de même NP ou de même NC, il a été montré que si l'on remplace un AG constitutif X par un AG Y de NDL différent, les courbes ln *k* = *f*(NDL) ou *t*'<sub>rG</sub> = *f*(NDL) sont elles aussi des droites parallèles pour les deux séries de TAG [XXX-XXY-XXY-YYY] et [XXZ-XYZ-YYZ]. Ce dernier tracé permet une identification plus aisée et complémentaire à celle déduite des deux tracés précédents (ln *k* ou *t*'<sub>rG</sub> en fonction de NP ou NC) dans la mesure où il provoque une extension d'échelle sur l'axe des abscisses et permet d'éclater sur cet axe des TAG qui se trouvent sur une même verticale dans les deux premiers tracés.

Pour décrire la démarche d'identification proposée, nous avons choisi parmi les huiles africaines l'huile de

<table><caption>**Tableau 1.** Composition en acides gras de l'huile de Ricinodendron heudelotii.</caption><thead><tr><th>Nom de l'AG</th><th>Abréviation</th><th>NC</th><th>NDL</th><th>% aire</th></tr></thead><tbody><tr><td>Acide palmitique</td><td>P</td><td>16</td><td>0</td><td>5.4</td></tr><tr><td>Acide stéarique</td><td>S</td><td>18</td><td>0</td><td>8</td></tr><tr><td>Acide oléique</td><td>O</td><td>18</td><td>1 (9c)</td><td>11.2</td></tr><tr><td>Acide linoléique</td><td>L</td><td>18</td><td>2 (9c12c)</td><td>28.1</td></tr><tr><td>Acide punicique</td><td>Pu</td><td>18</td><td>3 (9c11t13c)</td><td>1.3</td></tr><tr><td>Acide α éléostéarique</td><td>αE</td><td>18</td><td>3 (9c11t13t)</td><td>35</td></tr><tr><td>Acide catalpique</td><td>Ca</td><td>18</td><td>3 (9t11t13c)</td><td>1.3</td></tr><tr><td>Acide β éléostéarique</td><td>βE</td><td>18</td><td>3 (9t11t13t)</td><td>9.7</td></tr></tbody></table>

Ricinodendron heudelotii. Comme préconisé par différents auteurs (Goiffon *et al.*, 1981b; Lísa et Holčapek, 2008; Stołyhwo *et al.*, 1985), afin de minimiser les erreurs d'identification dues à de subtiles dérives des temps de rétention, nous avons pris OOO comme référence, travaillé en sélectivité (α = *k*<sub>TAG</sub>/*k*<sub>OOO</sub>) et utilisé les relations linéaires α en fonction de NC, NDL ou NP pour attribuer une structure de TAG à un pic chromatographique.

## 3.1 Résultats préliminaires

La première étape consiste à déterminer la composition en AG du corps gras par analyse CGC-SM des esters méthyliques obtenus après sa transestérification (Achéampong *et al.*, 2011). L'identification des AG a été faite grâce à la banque de données de SM, par comparaison avec une injection des esters méthyliques d'AG standards purs ou en tenant compte des résultats de la littérature (Ucciani, 1995). La composition est reportée Tableau 1.

A partir de cette composition, un calcul statistique basé sur une distribution aléatoire des AG sur les trois carbones du glycérol a été effectué (Blank et Privett, 1966; Merritt *et al.*, 1982). Il donne l'abondance probable des TAG observables par analyse d'un corps gras. Il est important de noter que la répartition naturelle ne suit pas systématiquement cette distribution au hasard; un TAG dont le pourcentage est statistiquement très abondant peut en réalité être minoritaire ou absent. Par contre si le calcul attribue un faible pourcentage à un TAG, ce dernier ne peut pas être expérimentalement un TAG majoritaire ou très abondant (Achéampong *et al.*, 2011; Zeitoun *et al.*, 1991). Ce tableau préliminaire (non donné ici) sert donc de guide pour l'attribution d'un ou plusieurs TAG à un pic chromatographique en tenant compte de son abondance expérimentale (pourcentage en aire du pic en HPLC) qui sera comparée à l'abondance statistique calculée du TAG en tenant compte des limites décrites ci-dessus.

## 3.2 Identification des TAG de l'huile

### Ricinodendron Heudelotii

Cette huile a été prise en exemple car elle est majoritaire en AG polyinsaturés isomères qui diffèrent entre eux par la position des doubles liaisons (Kapseu et Tchiegang, 1995; Ucciani, 1995; Yeboah *et al.*, 2011; Ghomdim Nzali *et al.*, 2012, Aboubakar Dandjouma *et al.*, 2013). Nous avons
identifié plusieurs acides gras isomères en C18:3 (cf. Tab. 1) qui diffèrent par la configuration des doubles liaisons. Cette huile est majoritairement constituée d'acide α éléostéarique (C18:3 (9c11t13t)) tout en ayant des proportions non négligeables d'acide β éléostéarique (C18:3 (9t11t13t)) auxquelles s'ajoutent l'acide punicique (C18:3 (9c11t13c)) et l'acide catalpique (C18:3 (9t11t13c)).

Une telle composition est en accord avec les résultats de la littérature : l'acide catalpique a déjà été décrit comme composant de cette huile (Ca : C18:3 (9t11t13c)) (Pambou-Tchivounda *et al.*, 1992). Etant donné les ordres de sortie observés en CGC, nous avons fait l'hypothèse que le quatrième isomère est l'acide punicique (Pu : C18:3 (9c11t13c)). Pour l'identifier nous avons alors analysé de l'huile de grenade (Punica granatum) dont la transestérification a conduit à un pourcentage en aire de 72 % de Pu et 4,6 % de αE, résultats conformes à la littérature (Ucciani, 1995).

Les TAG statistiquement les plus abondants correspondant à une telle composition primaire en AG étant constitués des résidus P, O et L en plus des 4 résidus isomères en C18:3, l'huile de Calophyllum inophyllum a été injectée dans les mêmes conditions afin de repérer la position des TAG mixtes « classiques » composés de P, S, O et L (voir matériel et méthode). Le tracé de ln α = f (NDL) a été effectué en reportant dans un premier temps sur le diagramme les TAG « classiques » et les TAG standards homogènes correspondant (Fig. 1). Pour des raisons de lisibilité, tous les TAG n'y ont pas été indexés.

Les TAG majoritaires attendus étant constitués des résidus αE et de βE, le chromatogramme a été comparé à celui de l'huile d'Aleurites fordii (huile de Tung ou de bois de Chine). En effet, cette huile contient en majorité ces mêmes AG (Ucciani, 1995) mais dans des proportions différentes (73,1 % en αE et 5,8 % en βE). Cette comparaison ainsi que le mélange de ces 2 huiles (méthode d'identification par dopage préalablement décrite (Héron *et al.*, 1995)) a permis d'identifier les 2 TAG αEαEαE et αEαEβE qui ont le même NP mais des temps de rétention différents. Il n'est pas étonnant de voir que ces deux TAG isomères de position sont relativement bien séparés dans la mesure où d'autres TAG isomères de position du même type tel que LnLnyLn et LnLnLn le sont aussi (γLn = C18:3 (6c9c12c), Ln = C18:3 (9c12c15c)) (Héron *et al.*, 1995; Lisa, Holčapek 2008; Lisa *et al.*, 2009), de même pour les TAG comprenant des résidus d'acides pinoléique (Pi = C18:3 (5c9c12c)) et linolénique (Achéampong *et al.*, 2011).

L'étape suivante a consisté à déterminer les temps de rétention des TAG de type XXY et XYY contenant dans un premier temps les résidus P, O, L, S et αE. En utilisant le graphe lnα = f (NDL), les TAG LαEαE et LLαE ont été positionnés sur ce diagramme à partir de LLL et αEαEαE, (LLL-LLαE-LαEαE-αEαEαE formant une droite). Nous avons suivi le même raisonnement pour PαEαE, PPαE, OαEαE, OOαE, SαEαE et SSαE.

Pour placer les TAG de type XYZ de NDL et NC différents, les droites de type XXY-XYZ-ZZY ont été utilisées. Puis la position de XYZ a été confirmée en traçant les deux droites XXZ-XYZ-YYZ et XYY-XYZ-ZZX. Nous avons procédé ainsi pour positionner OLαE, PLαE, POαE, SLαE.

Nous nous sommes ensuite attachés à positionner les TAG composés de βE. La connaissance de la rétention de αEαEαE

<figure><img src="image_1.png" /><figcaption>**Fig. 1.** Tracé de ln α = f (NDL) pour l'identification des TAG de l'huile de Ricinodendron Heudelotii.</figcaption></figure>

et αEαEβE conduit à la détermination de la sélectivité quand on remplace un résidu αE par un résidu βE. Cette sélectivité étant la même quels que soient les deux autres résidus AG présent sur les TAG considérés (XYαE, XYβE), il en a été déduit la position de αEβEβE, βEβEβE, LLβE, LβEβE et LαEβE. Tous les TAG contenant du βE ont ainsi été placés, en vérifiant par ailleurs que la sélectivité entre XYαE et XYβE soit bien constante, ce qui a permis une validation de la position de tous ces TAG.

En plus des deux AG majoritaires αE et βE, deux autres AG en C18:3 sont présents (Tab. 1). L'abondance statistique des TAG de l'huile de grenade conduit à ce que le TAG homogène PuPuPu soit le TAG majoritaire de cette huile. L'injection de cette huile nous a permis de repérer la position de ce TAG (il sort avant les TAG αEαEαE et αEαEβE) puis de déterminer celles de αEαEPu et de αEPuPu. Cela nous a conduit à conclure que le premier pic des TAG constitués des seuls résidus C18:3 est le TAG αEαEPu. En ce qui concerne le TAG analogue attendu contenant du Ca : αEαEca, tous les pics de NP = 36 étant indexés, nous pensons qu'il est masqué dans le doublet αEαEαE et αEαEβE. Ceci serait en accord avec les lois de rétention chromatographiques en RPLC qui
<figure><img src="image_2.png" /><figcaption>**Fig. 2.** Tracé de ln α = f(NC) pour l'identification des TAG de l'huile de Ricinodendron Heudelotii.</figcaption></figure>

montrent que les isomères cis sortent avant les isomères trans correspondant (Stołychwo *et al.*, 1985).

Le seul diagramme ln α = f(NDL) permet d'identifier tous les TAG de l'huile de Ricinodendron Heudelotii. Vu que la plupart des TAG constituant cette huile possède un nombre de carboné identique, le tracé ln α = f(NC) donné Figure 2 n'aide pas à l'identification, si ce n'est qu'à la vérification de la position des TAG de type PXY-OXY qui doivent se trouver sur des droites parallèles. Le tracé ln α = f(NP) donné Figure 3 permet la confirmation des positions des TAG, déterminées sur les autres diagrammes dans la mesure où l'on doit retrouver des séries de parallèles. Les TAG étant positionnés dans l'ordre de NP, ce tracé permet d'avoir une représentation de l'ordre de sortie que l'on retrouve sur le chromatogramme. Il permet de constater que pour cette huile il n'y a pas de recouvrement de TAG ayant des NP successifs.

Au final, la comparaison des temps de rétention calculés de tous ces TAG, ajoutée à l'utilisation de leur pourcentage statistique calculé conduisent à l'identification donnée Tableau 2 et au chromatogramme Figure 4.

Les conditions de NARP utilisées permettant la séparation de TAG comportant des AG isomères de position, nous avons pu proposer une indexation des TAG de l'huile de Ricinodendron Heudelotii basée sur des seules informations chromatographiques. A notre connaissance aucune indexation complète des TAG de cette huile n'a été proposée à ce jour. En effet, la seule composition en TAG que nous ayons trouvée dans la littérature regroupe tous les TAG contenant des AG C18:3, sans distinction des isomères de position (Pambou-Tchivounda *et al.*, 1992). Il est à noter qu'à l'heure actuelle le couplage en routine avec la SM ne permet pas de résoudre ce problème dans la mesure où les fragments obtenus ne permettent pas d'identifier les positions des doubles liaisons. Dans

<figure><img src="image_3.png" /><figcaption>**Fig. 3.** Tracé de ln α = f(NP) pour l'identification des TAG de l'huile de Ricinodendron Heudelotii.</figcaption></figure>

ce cas précis, seuls les calculs utilisant les lois chromatographiques et éventuellement les dopages avec d'autres huiles judicieusement choisies peuvent le permettre.

## 4 Conclusion

De nos jours, pour toute identification structurale, le couplage HPLC-SM ou encore mieux le couplage HPLC-SMⁿ apparaît indispensable. Cependant, bien que de plus en plus répandu, c'est un matériel onéreux qui demande un entretien régulier et des conditions adaptées (salle climatisée et blanche, coûts de fonctionnement et d'entretien, pièces détachées...). Son implantation dans les pays ou les centres fortement industrialisés se démocratise de plus en plus, tandis que c'est beaucoup plus compliqué dans les pays faiblement industrialisés tels que les pays africains où les laboratoires possèdent un parc de matériel beaucoup moins sophistiqué.

En parallèle, vu la richesse et la diversité de produits végétaux dans les pays africains, la caractérisation de ces produits naturels est indispensable et doit s'adapter aux contingences locales.

Dans le cas particulier des huiles et corps gras végétaux et animaux contenant principalement des triacylglycérols, une fois la composition en AG constitutifs connue, nous avons montré dans cet article qu'il est possible de se passer de la SM pour l'identification des TAG en chromatographie en phase liquide. Ces composés constituant des séries homologues et
<table><caption>**Tableau 2.** Composition en triacylglycerols de l'huile de *Ricinodendron heudelotii*. Conditions expérimentales données dans la partie expérimentale.</caption><thead><tr><th>Temps de rétention (min)</th><th>N° pic</th><th>Indexation</th></tr></thead><tbody><tr><td>9.31</td><td>1</td><td>αEαEPu</td></tr><tr><td>9.57</td><td>2</td><td>αEαEαE</td></tr><tr><td>9.84</td><td>3</td><td>αEαEβE</td></tr><tr><td>10.14</td><td>4</td><td>αEβEβE</td></tr><tr><td>10.58</td><td>5</td><td>NI</td></tr><tr><td>10.93</td><td>6</td><td>LαEPu</td></tr><tr><td>11.29</td><td>7</td><td>LαEαE</td></tr><tr><td>11.56</td><td>8</td><td>LαEβE</td></tr><tr><td>11.90</td><td>9</td><td>LβEβE</td></tr><tr><td>13.31</td><td>10</td><td>LLαE</td></tr><tr><td>13.71</td><td>11</td><td>LLβE</td></tr><tr><td>14.03</td><td>12</td><td>OαEαE</td></tr><tr><td>14.44</td><td>13</td><td>OαEβE</td></tr><tr><td>14.87</td><td>14</td><td>PαEαE</td></tr><tr><td>15.36</td><td>15</td><td>PαEβE</td></tr><tr><td>15.89</td><td>16</td><td>LLL</td></tr><tr><td>16.76</td><td>17</td><td>OLαE</td></tr><tr><td>17.25</td><td>18</td><td>OLβE</td></tr><tr><td>17.79</td><td>19</td><td>PLαE</td></tr><tr><td>18.46</td><td>20</td><td>SαEαE</td></tr><tr><td>19.16</td><td>21</td><td>SαEβE</td></tr><tr><td>20.06</td><td>22</td><td>OLL</td></tr><tr><td>21.19</td><td>23</td><td>PLL</td></tr><tr><td>21.40</td><td>24</td><td>OOαE</td></tr><tr><td>22.34</td><td>25</td><td>POαE + SLαE</td></tr><tr><td>23.14</td><td>26</td><td>POβE + SLβE</td></tr><tr><td>28.84</td><td>27</td><td>SOαE</td></tr></tbody></table>

NI : non identifié.

pouvant être isomères les uns des autres, nous avons utilisé des lois de rétention chromatographiques complémentaires nécessitant uniquement les informations chromatographiques de composés témoins, sans détecteur d'identification structurale. La méthode proposée nécessite seulement de posséder des composés témoins. Ceux-ci peuvent être commercialisés (TAG homogènes) ou bien des corps gras de référence dont la composition a été décrite sans ambiguïté dans la littérature. Dans ce cas, un laboratoire peut les avoir comme témoins dans une chimiothéque de réserve permettant de couvrir l'ensemble de la gamme des TAG mixtes nécessaires à une identification d'une huile dont la composition inconnue à ce jour doit être effectuée.

La méthode ne dépend pas du type de TAG (les AG le constituant pouvant être saturés ou polyinsaturés) ni du mode d'élution (isocratique ou gradient) (résultats non montrés ici).

Enfin, cette démarche s'avère même indispensable lorsqu'il s'agit d'identifier des TAG isomères de même NC, même NDL mais qui ne diffèrent que par la position ou la configuration des doubles liaisons au sein de la chaîne grasse, cas extrême où la HPLC-SM de routine est encore tenue en échec à ce jour.

<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>**Fig. 4.** Chromatogramme de l'huile de *Ricinodendron Heudelotii*. Conditions expérimentales données dans la partie expérimentale.</figcaption></figure>

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**Cite this article as:** Arnaud W. G. Tamba Sompila, Marie Geneviève Maloumbi, Jean Bleton, Alain Tchapla, Sylvie Héron. Identification des triacylglycérols en HPLC. Comment se passer du couplage HPLC-SM ? Dans quel cas la chromatographie est-elle encore indispensable ? *OCL* 2014, 21(6) A601.