<figure><img src="image_189.png" /><figcaption>Schéma 140</figcaption></figure>

La limitation à la bonne marche de la réaction semble être la fragilité du motif phosphate d'énol. D'autres essais de phosphorylation seront tentés en conservant ce groupe protégé. Mais dans un premier temps, nous prévoyons d'essayer de mettre au point cette réaction sur des substrats phosphoénolpyruviques plus simples, car il est toujours très difficile de multiplier les essais sur des structures élaborées obtenues après 8 étapes de synthèse.
# VI - Conclusion

Le phosphate d'énol VI a été synthétisé par la séquence originale iodation / Perkow mise au point en première partie sur des substrats modèles ; ce nouveau résultat montre le caractère général et reproductible de la stratégie.

L'analogue diphosphate VII a été préparé facilement par bisphorylation de l'hexanediol. Le diacide phosphorique VII' n'est pas accessible à partir du diphosphate VII, mais par hydrolyse du chlorure de diacide correspondant assistée par du nitrate d'argent.

La synthèse totale de l'analogue d'état de transition VIII a été réalisée avec succès en 8 étapes. Elle combine trois chimies très différentes : celle des glucides, du phosphore et des organométalliques, dont la compatibilité n'est pas toujours évidente.

<figure><img src="image_190.png" /><figcaption>Schéma 141</figcaption></figure>

Ce travail de synthèse, particulièrement diversifié, a nécessité non seulement l'utilisation, mais également la mise au point et l'amélioration de nombreuses méthodes plus ou moins décrites dans la littérature ou par notre équipe. L'apport de la RMN ³¹P a été déterminant dans la compréhension de nombreuses transformations fonctionnelles, y compris lors de l'étude de méthodologies apparemment simples de phosphorylation, mais qui se révèlent souvent beaucoup plus délicates qu'attendues. Les difficultés observées dans ce domaine sont étroitement liées aux conditions matérielles qui nous ont été imposées et qui ne nous ont pas permis d'effectuer d'autres essais de phosphorylation avec des agents phosphorylants plus perfomants et de purifier les produits débloqués et diphosphorylés par les techniques appropriées. L'ensemble des résultats présentés est donc très probablement optimisable.
# TROISIEME PARTIE

## *Etude biologique des inhibiteurs*
### *I', IV, V, VI, VII, VII' et VIII*
# I - Introduction

Pour valider l'approche que nous avons voulu rationnelle dans la conception de nouveaux antibiotiques, l'ensemble des composés préparés a été testé au laboratoire de Microbiologie Moléculaire de Madame le Professeur Finance par le Docteur Raphaël Duval (GEVSM-UMR7565, UHP Nancy I).

Les dérivés de type I', IV et V sont donc à priori les meilleurs substrats de la KDO8PS et ceux de structure VI, VII, VII' et VIII ciblent la DAH7PS. Leur formule est rappelée ci-après.

<figure><img src="image_191.png" /><figcaption>Schéma 142</figcaption></figure>

Des épreuves de sensibilité bactérienne ont été effectuées à l'aide de ces sept composés.
## II - Choix des souches bactériennes

Les bactéries cibles qui ont été retenues sont 4 germes de référence dans le développement des maladies nosocomiales : *Escherichia coli*, *Pseudomonas aeruginosa*, *Staphylococcus aureus* et *Enterococcus faecalis*.

Le diagramme présenté ci-dessous illustre l'importance de ces germes dans le milieu hospitalier français.¹⁶⁹

<figure><img src="image_192.png" /><figcaption>Schéma 143</figcaption></figure>

Les souches bactériennes peuvent être réparties en deux catégories : *Escherichia coli*, *Pseudomonas aeruginosa*, qui sont des microorganismes Gram-négatifs, *Staphylococcus aureus* et *Enterococcus faecalis*, deux bactéries Gram-positives.

L'ensemble de ces bactéries ayant une structure pariétale différente (Gram+ et Gram-), les résultats attendus sont également différents. Une inhibition de la croissance d'une bactérie Gram-négative peut être le reflet de l'inhibition de la KDO8PS, alors qu'un contrôle de la multiplication des micro-organismes Gram-positifs doit traduire une inhibition de la DAH7PS. Il doit donc être possible de relier les résultats biologiques au matériel enzymatique.¹⁷¹

Ces différentes souches bactériennes présentent d'autres intérêts complémentaires.¹⁷⁰

<footnote>(169) Hugo Sax, C. R., Didier Pittet *Swiss - NOSO 2004*, 11, 1-8.</footnote>

<footnote>(170) Pelmont, J. *Bactéries et environnement - Adaptation Physiologique*; Presses Universitaires de Grenoble ed.; EDP Science, 1993.</footnote>

<footnote>(171) Birck, M. R.; Woodard, R. W. *Journal of Molecular Evolution* **2001**, *52*, 205-214.</footnote>
*Escherichia coli* est un bacille Gram-négatif apprécié pour sa culture facile et sa grande tolérance aux variations de pH et de température. *E. coli* est un germe habituel de la flore intestinale de tous les animaux, y compris les humains. En temps normal, il a une fonction de suppression des bactéries nuisibles et il permet de synthétiser de nombreuses vitamines. En revanche, certaines souches de *E. coli* sont capables de causer des infections.

Cette bactérie peut, si elle arrive à franchir les muqueuses intestinales (lésions de la paroi intestinale), devenir pathogène et déterminer des infections urinaires, biliaires, génitales appelées colibacilloses. Elle se comporte alors en pathogène opportuniste. Des souches d'*Escherichia coli* peuvent aussi causer des troubles extra-intestinaux plus graves telle la septicémie. On sait aujourd'hui que les facteurs de virulence de ces *E. coli* comprennent une adhésine particulière telle que le complexe fimbrié F165 qui est produit par les souches impliquées dans la septicémie chez les porcelets, les veaux et l'Homme. Des recherches sont actuellement en cours afin de faire avancer les connaissances sur les facteurs de virulence associés aux classes sélectionnées de pathogénie porcine due à *E. coli*. Une meilleure compréhension des mécanismes de régulation qui dirigent l'expression des facteurs de virulence, non seulement *in vitro* mais aussi à l'intérieur de l'hôte, permettra le développement de nouvelles approches thérapeutiques pour contrer les infections extra-intestinales de *E. coli*.

*Pseudomonas aeruginosa* est un bacille Gram-négatif pyocyanique considéré comme une des espèces les plus résistantes. Ainsi, Ampicilline, céphalosporines, tétracyclines, chloramphénicol, nitrofuranes streptomycine, sulfamides, quinolones sont régulièrement inefficaces. Cette bactérie, très mobile grâce à un seul flagelle, vit à l'état saprophytique dans l'eau (eau douce ou eau de mer), le sol humide, sur les végétaux et peut vivre dans le tube digestif de l'homme.

C'est un agent pathogène opportuniste qui peut engendrer infections locales de l'œil (fonte purulente de l'œil) ou de l'oreille, infections des plaies et des brûlures, infections urinaires, méningites, infections pulmonaires, gastro-entérites aiguës et septicémies.

Les infections à *Pseudomonas aeruginosa* sont le plus souvent d'origine nosocomiale. Le milieu hospitalier est en effet très favorable à son développement où la source de contamination peut être multiple : le milieu extérieur, le malade lui-même (par ses plaies infectées, sa salive, etc.), les

<figure><img src="image_193.png" /><figcaption>**Figure 24**
*Pseudomonas aeruginosa*</figcaption></figure>

<figure><img src="image_194.png" /></figure>
réservoirs d'eau (siphons d'éviers, tuyaux évacuateurs de chasse d'eau, humidificateurs, etc.), les végétaux (fleurs coupées, fruits, légumes crus et en salade) ou encore par contact avec un support contaminé.

*Staphylococcus aureus*, plus communément appelé staphylocoque doré est l'espèce la plus pathogène du genre *Staphylococcus*. Il se présente comme un coque en amas (grappes de raisin), Gram positif et catalase positif.

<figure><img src="image_195.png" /><figcaption>**Figure 25**
*Staphylococcus aureus*</figcaption></figure>

*S. aureus* possède des pouvoirs pathogènes résultant de plusieurs sécrétions particulières :

- des *enzymes* : coagulase, fibrinolysine, hyaluronidase, protéase, provoquant des lésions sur les barrières de l'organisme, les tissus, et lui conférant son **pouvoir invasif**.

Cette capacité à se multiplier et à se disséminer dans l'organisme est à l'origine d'infections qui, dans certains cas extrêmes, peuvent aller jusqu'à la septicémie.

- des entérotoxines (chez certaines souches), staphylolysines et leucocidines qui exercent à la fois des **propriétés toxiques** et antigéniques chez l'hôte. Ces toxines très résistantes, même à des températures très élevées, sont à elles seules responsables d'intoxications alimentaires y compris si la bactérie est détruite.

Ces toxines exercent également un chimiotactisme sur les leucocytes que les enzymes sécrétées par la bactérie vont détruire. De même, elles vont créer, dans la structure du derme et des muqueuses, des lésions visibles qui favorisent une multiplication et une diffusion dans l'organisme. Les infections cutanées de *S. aureus* s'accompagnent donc d'une production abondante et localisée de pus (infections localisées suppurées), résultant de la destruction des cellules phagocytaires et des cellules épithéliales.

Paradoxalement, après avoir été le premier succès de la pénicilline, les infections à *S. aureus* constituent une des plus grandes préoccupations en matière de résistance. Ce micro-organisme paraît doté d'un grand pouvoir d'adaptation et a déjà accumulé des résistances à presque tous les antibiotiques ; récemment une souche apparue au Japon, vient de se révéler insensible à la vancomycine, un des derniers antibiotiques efficaces jusqu'ici.

Cette bactérie opportuniste est également très impliquée dans les maladies nosocomiales, dont les formes les plus graves ont été observées à la suite d'interventions en chirurgie osseuse ou pulmonaire.
*Enterococcus fœcalis*, anciennement nommé *Streptococcus fœcalis*, est un coque Gram-positif également multirésistant (à la vancomycine, au chloramphénicol, à la tétracycline, ...). Son hôte privilégié est l'organisme humain. Il s'agit d'une bactérie commensale du tube digestif. Répandue dans le monde entier, elle a été nouvellement reconnue comme un pathogène à transmission nosocomiale.

Elle est la troisième cause d'infections nosocomiales, responsable de 10 % des infections nosocomiales, de 9 % des cas de bactériémie, de 16% des infections urinaires et de 5 à 15% des cas d'endocardite bactérienne. Ce triste record est dû à une utilisation plus fréquente d'instruments médicaux susceptibles de transmettre cet agent pathogène. Le matériel intraveineux ou les valvules artificielles sont un mode de contamination facile.

L'ensemble de ces bactéries présente donc un intérêt évident compte tenu du problème aigu qu'elles posent en antibiothérapie.

# III - Etudes biologiques : techniques et méthodes

## III.1. Introduction

Les effets biologiques de molécules antibiotiques sont extrêmement divers, puisqu'ils sont fonction du germe étudié, de l'état physiologique de la bactérie, de l'environnement d'étude (in vitro, conditions physiques et chimiques, in vivo, organe considéré...). Les tests effectués ne sont que rarement réalisés au niveau cellulaire, mais in vitro et dans des conditions normalisées de culture (milieu dit de Mueller-Hinton, pH = 7,2 ; T = 35-37°C, atmosphère aérobie ou anaérobie selon l'exigence du germe). Ce sont donc des effets statistiques sur une population bactérienne donnée qui sont analysés.

La réalisation d'un antibiogramme est une méthode simple et rapide pour déterminer la sensibilité d'une bactérie à une molécule ayant des propriétés antibiotiques. Cette technique permet de déterminer la Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) d'une souche bactérienne, c'est-à-dire la concentration d'antibiotique qui entraîne une inhibition suffisante de la croissance pour être thérapeutiquement significative. En général, il s'agit de l'absence de croissance détectable à l'œil nu en moins de 24 heures d'une population initiale de quelques milliers de bactéries.

<figure><img src="image_196.png" /><figcaption>**Figure 26**
*Enterococcus fœcalis*</figcaption></figure>
Différentes techniques sont utilisées pour apprécier cette valeur :

- la méthode de diffusion ;

- la méthode de dilution ;

- d'autres méthodes, telle que la technique Etest associant les caractéristiques des précédentes.

Les deux premières techniques sont rapidement présentées.

### III.2. Antibiogrammes par diffusion

Les méthodes de diffusion sont les plus simples et les plus utilisées. La méthode de diffusion en milieu gélosé présentée a été standardisée* ; elle est réalisée selon un protocole très précis.

Des disques de papier buvard, imprégnés des antibiotiques à tester, sont déposés à la surface d'un milieu gélosé de Mueller-Hinton, préalablement ensemencé avec une culture pure de la souche à étudier. Dès l'application des disques, les antibiotiques diffusent de manière uniforme si bien que leurs concentrations sont inversement proportionnelles à la distance du disque. Après incubation, les disques s'entourent de zones d'inhibition circulaires correspondant à une absence de culture. Lorsque la technique est parfaitement standardisée, les diamètres des zones d'inhibition dépendent uniquement de la sensibilité du germe. Elle a été mise en œuvre par l'équipe lors des études précédentes concernant l'étude biologique des dérivés P et H.¹⁷⁴

<figure><img src="image_197.png" /><figcaption>Figure 27</figcaption></figure>

Exemple de résultats de la procédure de diffusion en gélose par la méthode des disques.

<footnote>* En réalité, les méthodes et critères d'interprétation des antibiogrammes sont complexes et délicats. À la suite des recommandations du Comité d'Experts de la Standardisation biologique de l'OMS, la Société Française de Microbiologie (CA-SFM) a proposé un guide pour la détermination de la sensibilité des bactéries. Cependant les référentiels nationaux ne sont pas tous rigoureusement identiques. Les modalités d'interprétation sont par exemple celles du NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory Standards) aux Etats-Unis (devenu récemment CLSI: Clinical Laboratory Standard Institute). Un effort de standardisation européenne est en cours sous l'égide de l'EUCAST (European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing).</footnote>

<footnote>(172) National Committee for Clinical Laboratory Standards, Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically; approved standard M7-A6, 6th ed.</footnote>

<footnote>(173) Société Française de Microbiologie, Comité de l'antibiogramme de la Société Française de Microbiologie - Communiqué 2006.</footnote>
La difficulté majeure de la technique est la précision et l'exactitude des mesures qui doivent permettre d'interpréter les chiffres bruts donnés par la CMI.¹⁷⁵ Une autre limite est la capacité d'une molécule à diffuser sur le milieu gélosé. Ce paramètre est difficile à apprécier lorsqu'il s'agit de molécules nouvelles. Si l'on se réfère aux données de la littérature concernant des antibiotiques connus de structure osidique, les glycopeptides, la technique des disques s'applique mal à leur évaluation, car ils diffusent peu dans la gélose. C'est pourquoi la méthode par diffusion n'a pas été retenue pour les essais réalisés dans le cadre de ce mémoire.

### III.3. Antibiogrammes par dilution

Les méthodes de dilution sont effectuées en milieu liquide ou en milieu solide. Elles consistent à mettre un inoculum bactérien standardisé au contact de concentrations croissantes d'antibiotiques selon une progression géométrique de raison 2.

En milieu liquide, l'inoculum bactérien est distribué dans une série de tubes (méthode de macrodilution) ou de cupules (méthode de microdilution) contenant l'antibiotique. Après incubation, la CMI est indiquée par le tube ou la cupule qui contient la plus faible concentration d'antibiotique et où aucune croissance n'est visible.

<figure><img src="image_198.png" /><figcaption>Figure 28</figcaption></figure>

En milieu solide, l'antibiotique est incorporé dans un milieu gélosé coulé en boîtes de Pétri. La surface de la gélose est ensemencée avec un inoculum des souches à étudier. Après incubation, la CMI de chaque souche est déterminée par l'inhibition de la croissance sur le milieu contenant la plus faible concentration d'antibiotique.

Les techniques de dilution en milieu gélosé permettent également de mesurer la Concentration Inhibitrice 99% (concentration qui inhibe la croissance de 99% des cellules d'une

<footnote>(175) J. Duval, C. J. S. *Antibiothérapie*; 3rd ed.; Masson, 1985.</footnote>
souche bactérienne - CI<sub>99</sub>) ou la Concentration Inhibitrice 50 % (concentration qui inhibe la croissance de 50% des cellules d'une souche bactérienne - CI<sub>50</sub>). Les déterminations des concentrations inhibitrices 99 % et 50 % sont plus précises que la détermination des CMI.

Dans la pratique courante, les méthodes de dilution sont de mise en œuvre délicate et/ou onéreuses et elles sont réservées à des laboratoires spécialisés. En revanche, elles sont proposées comme méthode de référence par le CLSI. Cette méthode est difficilement utilisable en routine et d'autres techniques de remplacement ont été proposées telle que la microdilution en plaque, l'élution de disques en bouillon. Des méthodes automatiques ou des galeries prêtes à l'emploi sont également disponibles.

Le laboratoire de Madame le Professeur Finance (UMR 7565 CNRS-UHP Nancy I) vient de mettre en place une méthode de microdilution en plaque 96 puits à l'initiative du Docteur Raphaël Duval. <sup>176,177</sup> La technique développée répond aux normes du CLSI * et est maintenant réalisée en routine.<sup>172</sup>

Les bactéries (*Staphylococcus aureus* ATCC 25923 et ATCC 25913<sup>**</sup>, *Enterococcus faecalis* ATTC 29212, *Escherichia coli* ATCC 25922, *Pseudomonas aeruginosa* ATCC 27853) sont mises en culture en solution dans un bouillon de Mueller-Hinton (Difco, 25923), puis déposées sur des microplaques de 96 puits en forme de U. L'inoculum est préparé par dilution d'une suspension d'opacité correspondante à 0,5 sur l'échelle de McFarland, de façon à obtenir un inoculum final de 10<sup>5</sup> à 10<sup>6</sup> CFU (colony-forming units)/mL. Des concentrations variées d'inhibiteurs sont additionnées. Après 18 et 24 heures d'incubation à 37°C, la croissance bactérienne est appréciée quantitativement en mesurant la turbidité de l'échantillon par lecture de l'absorbance à 540 nm à l'aide d'un appareil Titertek Multiscan MCC/340 MK II.

<figure><img src="image_199.png" /><figcaption>Figure 29</figcaption></figure>

<footnote>* Le NCCLS (National Commitee for Clinical Laboratory Standards) est devenu le CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) début 2006.</footnote>

<footnote>** Les biologistes européens et américains n'utilisent pas la même souche de *Staphylococcus aureus* comme référence. Nous avons choisi de tester les deux souches bactériennes afin de pouvoir confronter nos résultats avec la littérature internationale.</footnote>

<footnote>(172) National Commitee for Clinical Laboratory Standards, Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically; approved standard M7-A6, 6th ed.</footnote>

<footnote>(176) M. Grare, M. M., J.-B. Regnouf-de-Vains, C. Finance, R.E. Duval *Pathol. Biol. (Paris)*. **2006**, *Sous Presse*.</footnote>

<footnote>(177) M. Mourer, R. E. D., C. Finance, J.-B. Regnouf-de-Vains *Bioorg. Med. Chem. Lett.* **2006**, *16*, 2960-2963.</footnote>
# IV – Résultats

Les résultats obtenus sont rassemblés dans le tableau présenté ci-dessous.

<table><caption>Tableau 10</caption><thead><tr><th></th><th>Staphylococcus aureus<br>ATCC 25923</th><th>Staphylococcus aureus<br>ATCC 25913</th><th>Enterococcus fœcalis<br>ATCC 29212</th><th>Escherichia coli<br>ATCC 25922</th><th>Pseudomonas aeruginosa<br>ATCC 27853</th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td>I'</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>24 h</td></tr><tr><td>IV</td><td>256</td><td>256</td><td>nd</td><td>256</td><td>4096</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>24 h</td></tr><tr><td>V</td><td>&gt; 256</td><td>16384</td><td>nd</td><td>&gt; 16384</td><td>16384</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>&gt; 256</td><td>16384</td><td>nd</td><td>&gt; 16384</td><td>16384</td><td>24 h</td></tr><tr><td>VI</td><td>256</td><td>256</td><td>nd</td><td>512</td><td>16384</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>256</td><td>256</td><td>nd</td><td>512</td><td>16384</td><td>24 h</td></tr><tr><td>VII</td><td>&gt; 256</td><td>16384</td><td>nd</td><td>&gt; 16384</td><td>16384</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>&gt; 256</td><td>16384</td><td>nd</td><td>&gt; 16384</td><td>16384</td><td>24 h</td></tr><tr><td>VII'</td><td>&gt; 256</td><td>4096</td><td>nd</td><td>4096</td><td>4096</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>&gt; 256</td><td>4096</td><td>nd</td><td>4096</td><td>4096</td><td>24 h</td></tr><tr><td>VIII</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>18 h</td></tr><tr><td></td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>nd</td><td>24 h</td></tr></tbody></table>

nd : non encore déterminée

Obtenus en fin de rédaction du mémoire, les tests biologiques présentés constituent des résultats préliminaires à une étude biologique complète. Cependant, ils ont été répétés trois fois dans un souci de fiabilité. Au préalable, il convient de noter une observation expérimentale importante concernant l'ensemble de ces résultats. Les molécules IV, V, VI, VII et VII' ont révélé des difficultés de solubilité dans l'eau au-delà de 256 µg / mL. Ce phénomène est une conséquence logique de la recherche d'une balance hydrophile / hydrophobe délicate à ajuster au vu de la difficulté de traversée des parois bactériennes, qui sont de structure différente selon l'espèce bactérienne ciblée, et dont le degré global de polarité est inférieur à celui qui est nécessaire pour assurer une bonne solubilité en milieu aqueux. Une filtration stérile a été systématiquement réalisée afin ne pas perturber la méthode d'analyse. Ainsi les CMI mesurées sont systématiquement minorées par rapport à la réalité, puisque la concentration réelle en solution de l'espèce active est inférieure à celle qui est recherchée lors de la préparation de l'échantillon initial et qui sert au calcul des CMI.
Malgré ces conditions défavorables, des résultats très encourageants ont été observés. Les plus
spectaculaires ont été obtenus avec les deux phosphates d'énol **IV** et **VI**. Il a été possible de mesurer
des CMI de 256 µg / mL vis-à-vis des deux souches de *Staphylococcus aureus*. De plus, ces
composés ont un effet bactéricide, et non bactériostatique, ce qui est encore plus intéressant, car ils
permettent d'espérer une éradication des micro-organismes limitant le développement des
mécanismes de résistance. L'inhibition de la croissance d'*Escherichia coli* est également à
remarquer. La sensibilité de *Pseudomonas aeruginosa* à **IV** et **VI** est plus faible, cependant une
modification de coloration est observée. Des analyses complémentaires sont encore nécessaires
pour relier cette observation à une inhibition possible des pigments bactériens de structure
aromatique (pyocyanine et pyoverdine), qui sont issus de la voie shikimique, et où la synthèse du
DAH7P catalysée par la DAH7PS, constitue une des premières étapes (Cf. Introduction).

L'inhibition conjointe d'une bactérie Gram-positive, *Staphylococcus aureus*, et de bactéries Gram-négatives, *Escherichia coli* et *Pseudomonas aeruginosa*, peut être directement corrélée au matériel enzymatique des bactéries étudiées. La structure pariétale différente de ces types de bactéries suggère l'inhibition de la DAH7PS, seule phosphoénolpyruvate lyase commune aux métabolismes de ces espèces. L'ensemble de ces résultats est à rapprocher des études décrites précédemment par l'équipe, à propos des dérivés phosphoénolpyruviques Pe,a qui avaient globalement le même comportement et qui étaient des inhibiteurs compétitifs du PEP.

Dans notre cas, les CMI sont nettement améliorées. Bien que les résultats ne soient pas
strictement comparables (Pe,a étaient dépourvus de phosphate terminal, IV et VI ne possèdent ni
fonction ester carboxylique, ni hydroxyle), des conclusions importantes peuvent déjà être établies :
- En accord avec les hypothèses émises au début de ce travail, la présence du motif carboxylique ne
semble pas indispensable à une bonne reconnaissance vis-à-vis de la DAH7PS.

- L'importance de la présence de deux groupes phosphorylés terminaux est confirmée. En revanche, la nature du groupe phosphoré en position 1 joue un rôle crucial : il ne doit pas être un simple phosphate mais doit être un phosphate d'énol (les structures diphosphoriques V et VII, strictement comparables à IV et VI, sont peu actives, voire inactives).

Ces résultats préliminaires permettent de nous orienter vers des structures nouvelles de
type X, qui comporteraient à la fois un motif phosphoénolpyruvique et un phosphate terminal reliés
par 6 ou 7 méthylènes.
<figure><img src="image_200.png" /></figure>

Ces composés présenteraient comme avantage d'utiliser la plus grande stabilité du groupe phosphoénolpyruvique par rapport au motif simple phosphate d'énol pour permettre de réaliser des déblocages partiels en vue de mieux ajuster leur polarité en fonction des contraintes imposées de bonne pénétration et de solubilité en milieu aqueux. Ils utiliseraient ainsi la faible importance du motif carboxylique (mineure ou inutile pour la reconnaissance), pour assurer uniquement une meilleure stabilité au motif phosphate d'énol.

## V - Conclusion

Les premiers résultats biologiques obtenus sont encourageants et certains composés ont déjà montré le potentiel biologique que l'on attendait. Ils nous permettent de réfléchir dès à présent à l'élaboration de structures de type X qui pourraient aboutir à la découverte de molécules encore plus actives et dont nous devrions maîtriser assez facilement la synthèse.

Le phosphate d'énol IV a révélé un effet bactéricide très intéressant. Il sera testé prochainement sur des cellules eucaryotes afin de cerner rapidement son degré de cytotoxicité.

Nous nous proposons de poursuivre ce travail par l'étude enzymatique des dérivés les plus actifs.

Les antibiogrammes réalisés ne sont qu'une première approche des études biologiques. Ils ne peuvent prédire le comportement des inhibiteurs synthétisés *in vivo*, car celui-ci est fonction de multiples facteurs (pénétration ; influence des facteurs physiologiques ou pathologiques sur la pharmacocinétique de l'antibiotique ; transformation de la molécule *in vivo* ; effets du pH ; état physiologique de la bactérie au sein du foyer infectieux ; émergence d'une résistance au cours du traitement ...).

C'est pourquoi il est également envisagé de poursuivre et d'approfondir ces études biologiques par la réalisation d'études de sensibilité bactériennes sur des souches directement issues du milieu hospitalier, afin de détecter le plus tôt possible leur efficacité sur des bactéries ayant déjà manifesté une antibiorésistance.
QUATRIEME PARTIE

REACTION D' « HOMOLOGATION »
DE LA FONCTION ALDEHYDIQUE
DE DIALDOSES ET D'ALDOSES

Application à la synthèse d'exo-glycals
# I - Introduction et rappels bibliographiques

La construction d'entités chirales complexes de stéréochimie définie est un des challenges les plus intéressants de la synthèse organique. L'utilisation de substrats ou de synthons chiraux provenant de sources naturelles est une approche classique et performante du problème (approche «chiral pool»). Les glucides sont certainement les systèmes moléculaires inspirés de la nature qui ont le plus grand attrait ; cet intérêt s'explique facilement par leur multichiralité et leur haut degré de fonctionnalisation.

Dans ce contexte, la réaction d'homologation d'un glucide est une des transformations les plus recherchées. Elle permet l'accès à des produits naturels élaborés et à des sucres d'intérêt biologique à longue chaîne. Le DAH, le KDO ou le KDN en sont des exemples.

Un examen de la littérature montre que l'élongation du squelette carboné d'un édifice glucidique pose des problèmes particuliers et intéressants. Les réactions de substitutions nucléophiles à l'aide de nucléophiles carbonés par déplacement de groupes partants appropriés sont souvent inadaptées à la chimie des glucides. L'élimination est fréquemment la réaction majoritaire, voire exclusive.

La stratégie la plus générale est l'addition nucléophile. La synthèse de Kiliani-Fischer, *via* les cyanhydrines, illustre ce principe. Découverte en 1885, elle est restée longtemps la meilleure solution à ce problème et a trouvé de nombreuses applications. Des variantes de cette réaction sont toujours utilisées, mais les diastéréosélectivités observées sont souvent décevantes et les conditions réactionnelles permettant la réduction finale de la fonction nitrile en aldéhyde sont souvent mal adaptées à la fragilité inhérente à un substrat glucidique. L'exemple du D-galacto-hexodialdo-1,5-pyranose ci-dessous illustre le manque de stéréosélectivité de la méthode.¹⁷⁸

<figure><img src="image_201.png" /><figcaption>Schéma 144</figcaption></figure>

<footnote>(178) Saeki, H.; Ohki, E. *Chem. Pharm. Bull.* **1970**, *18*, 789-802.</footnote>
De nouvelles réactions d'homologation de la fonction aldéhydique ont été proposées. Parmi celles-ci, l'utilisation du carbanion lithié dérivé du 1,3-dithiane (2-LDT) et celle du 2-(triméthylsilyl)thiazole (2-TST) font partie des plus connues.

Le 2-LDT, réactif très utile en chimie classique, n'a pas connu le même essor en glycochimie. Les rares exemples décrits sont dus à Paulsen puis Chikashita qui a proposé une réaction d'homologation du 2,3-O-cyclohexylidène-D-glycéraldéhyde basée sur l'utilisation du 2-LDT, dont la stéréosélectivité est étroitement liée au substrat glucidique et ses groupes protecteurs.179 La difficulté de déblocage du groupe dithioacétal reste également un problème délicat sur des substrats glucidiques dont la fragilité est d'autant plus grande qu'ils sont bloqués sous forme linéaire.

<figure><img src="image_202.png" /><figcaption>Schéma 145</figcaption></figure>

La méthode d'homologation la plus efficace en série glucidique est certainement la méthode de Dondoni reposant sur l'addition stéréosélective du 2-(triméthylsilyl)thiazole (2-TST) sur un α-hydroxyaldéhyde.<sup>180,181</sup>

<footnote>(179) Chikashita, H.; Nikaya, T.; Kazuyoshiitoh *Nat. Prod. Lett.* **1993**, *2*, 183-190.</footnote>

<footnote>(180) Dondoni, A.; Marra, A. *Chem. Rev.* **2000**, *100*, 4395-4421.</footnote>

<footnote>(181) Vogel, P. *Total asymmetric synthesis of monosaccharides and analogs*; Taylor and Francis - CRC Press, 2006.</footnote>
<figure><img src="image_203.png" /><figcaption>Schéma 146</figcaption></figure>

Hautement stéréosélective, elle peut être réitérée plusieurs fois avec la même efficacité.¹⁸² Appliquée au sérinal protégé, elle permet une réaction d'aminohomologation, dont une application intéressante a été trouvée dans la synthèse d'aminosucres.¹⁸¹

<figure><img src="image_204.png" /><figcaption>Schéma 147</figcaption></figure>

Cette méthode a ensuite été étendue avec succès à la préparation de C-formyl glycosides. Le carbanion lithié dérivé du 2-TST, utilisé comme l'équivalent synthétique du synthon anion formyle, ne réagit pas en réaction de glycosylation électrophile classique (c'est-à-dire par activation du carbone anomère sous forme de tosylate, acétate, nitrate ou trichloroacétamidate), mais par addition sur une lactone de sucres. Le procédé est certes plus long mais constitue un bon accès à différents C-glycosides pyraniques ou furaniques. L'exemple du substrat gluconolactone perbenzylée illustre l'intérêt synthétique de la méthode.¹⁸²

<footnote>(181) Vogel, P. *Total asymmetric synthesis of monosaccharides and analogs*; Taylor and Francis - CRC Press, 2006.</footnote>

<footnote>(182) Dondoni, A.; Scherrmann, M.-C. *J. Org. Chem.* **1994**, *59*, 6404-6412.</footnote>
<figure><img src="image_205.png" /><figcaption>Schéma 148</figcaption></figure>

D'un point de vue plus général, les méthodes permettant l'accès à des substrats glucidiques par création de liaisons carbone-carbone ont fait l'objet de nombreuses publications et revues montrant tout l'intérêt qu'elles suscitent.180,181,183,184 Le plus grand éventail de solutions proposées concerne l'elongation de 2 carbones par réactions d'aldolisation asymétrique ou réactions apparentées. Les énolates plus fréquemment utilisés sont des dérivés d'énoxysilanes, d'esters aminés aménagés ou de dérivés nitrés.

<figure><img src="image_206.png" /><figcaption>Schéma 149</figcaption></figure>

Les énoxysilanes sont engagés en réaction d'aldolisation en présence d'un acide de Lewis. La synthèse totale de la 2,5-didésoxy-2-aminoaldonolactone a été réalisée selon cette approche.185

<footnote>(180) Dondoni, A.; Marra, A. *Chem. Rev.* **2000**, *100*, 4395-4421.</footnote>

<footnote>(181) Vogel, P. *Total asymmetric synthesis of monosaccharides and analogs*; Taylor and Francis - CRC Press, 2006.</footnote>

<footnote>(183) Stephen Hanessian, E. *Preparative Carbohydrate Chemistry*; Ed. Dekker, 1996.</footnote>

<footnote>(184) Levy, D. E.; Tang, C.; Editors *The Chemistry of C-Glycosides*; Pergamond, 1995.</footnote>

<footnote>(185) Banfi, L.; Cardani, S.; Potenza, D.; Scolastico, C. *Tetrahedron* **1987**, *43*, 2317-2322.</footnote>
<figure><img src="image_207.png" /><figcaption>Schéma 150</figcaption></figure>

L'homologation de Sowden, basée sur la condensation nitroaldolique de Henry, a été exploitée pour développer l'accès à un sucre intervenant dans des phénomènes de reconnaissance membranaire, le KDN.¹⁸⁷

<figure><img src="image_208.png" /><figcaption>Schéma 151</figcaption></figure>

Le principe de la méthode a été ensuite étendu à l'acétal dinitroacétaldéhyde. Appliquée au 2-O-benzyl-D-glycéraldéhyde, elle est à l'origine de la préparation d'un azasucre intéressant, le 1,4-didésoxy-1,4-imino-D-lyxitol.¹⁸⁸

<figure><img src="image_209.png" /><figcaption>Schéma 152</figcaption></figure>

L'utilisation des dérivés d'esters α-aminés a également abouti à des résultats intéressants.

Ainsi par exemple, Mukaiyama et collaborateurs sont à l'origine de la synthèse totale de sucres rares, tels les 2-amino-2-désoxypentoses.¹⁸⁶ L'entité nucléophile est l'énolate potassique dérivé du sel magnésien de l'acide (R)-atrolactique.

<footnote>(186) Mukaiyama, T.; Miwa, T.; Nakatsuka, T. *Chem. Lett.* **1982**, 145-148.</footnote>

<footnote>(187) Benzing-Nguyen, L.; Perry, M. B. *J. Org. Chem.* **1978**, *43*, 551-554.</footnote>

<footnote>(188) Wehner, V.; Jaeger, V. *Angew. Chem.* **1990**, *102*, 1180-1182.</footnote>
<figure><img src="image_210.png" /><figcaption>Schéma 153</figcaption></figure>

Un équivalent synthétique de l'anion de l'hydroxyacétaldéhyde, le dioxaborolène, a été utilisé pour réaliser l'élongation de la fonction aldéhydique d'aldoses simples. Le L-ribose a été synthétisé selon cette méthodologie.¹⁸⁹

<figure><img src="image_211.png" /><figcaption>Schéma 154</figcaption></figure>

L'utilisation d'esters boroniques chiraux a été mise à profit par Matteson pour développer une réaction d'homologation en série glucidique.¹⁹⁰ Le schéma synthétique invoque la réaction stéréosélective du [(benzyloxy)-méthylène]boronate dérivé du (S)-pinanediol avec le (dibromo-éthyl)lithium. Après déplacement du brome par l'alcoolate benzylique, l'installation séquentielle de trois groupes benzyloxyméthylène peut être réalisée pour conduire au L-ribose.¹⁹¹

<footnote>(189) Wulff, G.; Hansen, A. *Carbohydr. Res.* **1987**, *164*, 123-140.</footnote>

<footnote>(190) Matteson, D. S. *Acc. Chem. Res.* **1988**, *21*, 294-300.</footnote>

<footnote>(191) Matteson, D. S.; Peterson, M. L. *J. Org. Chem.* **1987**, *52*, 5116-5121.</footnote>
<figure><img src="image_212.png" /><figcaption>Schéma 155</figcaption></figure>

La réaction tandem *oléfination / époxydation* asymétrique constitue également une très bonne approche du problème. Les travaux de Sharpless et Masamune conduisant à la synthèse des huit hexoaldoses de configuration L illustrent la richesse du procédé.¹⁹²

<figure><img src="image_213.png" /><figcaption>Schéma 156</figcaption></figure>

<footnote>(192) Ko, S. Y.; Lee, A. W. M.; Masamune, S.; Reed, L. A., III; Sharpless, K. B.; Walker, F. J. *Tetrahedron* **1990**, *46*, 245-264.</footnote>
Dans le même esprit, la séquence oléfination d'aldéhyde / dihydroxylation asymétrique est une transformation intéressante pour la construction de glucides ou d'analogues. Cette possibilité a surtout été exploitée à partir de matières premières chirales non glucidiques telles que les aminoaldéhydes dérivés de la sérine.¹⁹³,¹⁹⁴

<figure><img src="image_214.png" /><figcaption>Schéma 157</figcaption></figure>

Récemment, Schreiber s'est également intéressé à la construction d'un antibiotique glucidique complexe, la (-)-hikizimycine via une elongation de la chaîne carbonée bi-directionnelle invoquant une réaction d'oléfination de Wittig-Horner, suivie d'une dihydroxylation stéréocontrôlée. La matière première chirale est un dérivé de l'acide tartrique réduit en présence du réactif d'oléfination à l'aide de DiBAL.¹⁹⁵,¹⁹⁶

<figure><img src="image_215.png" /><figcaption>Schéma 158</figcaption></figure>

<footnote>(193) Koskinen, A. M. P.; Otsomaa, L. A. *Tetrahedron* **1997**, *53*, 6473-6484.</footnote>

<footnote>(194) Dondoni, A.; Merino, P.; Perrone, D. *Tetrahedron* **1993**, *49*, 2939-2956.</footnote>

<footnote>(195) Poss, C. S.; Schreiber, S. L. *Acc. Chem. Res.* **1994**, *27*, 9-17.</footnote>

<footnote>(196) Ikemoto, N.; Schreiber, S. L. *J. Am. Chem. Soc.* **1992**, *114*, 2524-2536.</footnote>
Les réactions d'allylation d'aldéhydes, à l'aide d'allylboronates et d'allystannanes sont également très appréciées pour leur diastéréosélectivité. L'ozonolyse subséquente de la double liaison C=C est une introduction facile de fonction aldéhydique. L'addition d'organométalliques vinyliques a également été décrite pour les mêmes raisons.

Différents 2-désoxy-D-aldoses ont été préparés selon la stratégie d'allylation.

<figure><img src="image_216.png" /><figcaption>Schéma 159</figcaption></figure>

L'introduction d'un motif allyle sur la position anomère activée d'un glucide a également été étudiée par voie anionique (1), cationique (2) ou radicalaire (3).<sup>184</sup> La coupure oxydante de la double liaison C=C du groupe allyle permet un accès rapide aux *exo*-glycals (4 à 6).

<figure><img src="image_217.png" /><figcaption>Schéma 160</figcaption></figure>

Sans prétendre être exhaustifs, il nous semble important d'illustrer cet aspect par des méthodes récentes d'allylation permettant l'accès aux *exo*-glycals, dont l'intérêt synthétique est important.

Ainsi selon le principe de la voie (1), le traitement du bromure d'α-D-glucosyle peracétylé par le bromure d'allylmagnésium, conduit au C-allyl glycoside de configuration β avec un rendement modeste de 40%.<sup>197</sup>

<footnote>(184) Levy, D. E.; Tang, C.; Editors *The Chemistry of C-Glycosides*; Pergamond, 1995.</footnote>

<footnote>(197) Shul'man, M. L.; Shiyan, S. D.; Khorlin, A. Y. *Carbohydr. Res.* **1974**, *33*, 229-235.</footnote>
Hanessian explique la stéréosélectivité observée par la formation intermédiaire d'un pont époxydique.¹⁹⁸

<figure><img src="image_218.png" /><figcaption>Schéma 161</figcaption></figure>

L'allylation de la 2,3,4,6-O-tétrabenzylgluconolactone par le bromure d'allymagnésium, suivie de la réduction de l'hydroxyle hémiacétalique est également une voie d'accès possible au C-glycoside par voie anionique.¹⁹⁹

<figure><img src="image_219.png" /><figcaption>Schéma 162</figcaption></figure>

Les allylsilanes réagissent sur divers composés glycodisiques (O-glycosides, halogénures de glycosyle, esters...) en présence d'acides de Lewis ou de triméthylsilyl trifluorométhane sulfonate pour donner les C-allyl glycosides correspondants. Cette stratégie a été très étudiée et est considérée aujourd'hui comme une méthode importante de C-glycosidation. Les principaux résultats ont fait l'objet d'un chapitre d'ouvrage écrit par D. E. Levy et Cho Tang.¹⁸⁴ Pour clore ce paragraphe bibliographique, quelques exemples illustratifs sont mentionnés ci-après.

Kishi a décrit l'action de l'allysilane en présence du complexe trifluorure de bore - éther sur un dérivé du glucose activé par un paranitrobenzoate.¹⁹⁹ La réaction est fortement stéréosélective en faveur de l'anomère α. Ce résultat est en accord avec une addition du nucléophile sur la face α (axiale) de l'ion oxonium pyranique.

<footnote>(198) Hanessian, S.; Liak, T. J.; Dixit, D. M. *Carbohydr. Res.* **1981**, *88*, C14-C19.</footnote>

<footnote>(184) Levy, D. E.; Tang, C.; Editors *The Chemistry of C-Glycosides*; Pergamond, 1995.</footnote>

<footnote>(199) Lewis, M. D.; Cha, J. K.; Kishi, Y. *J. Am. Chem. Soc.* **1982**, *104*, 4976-4978.</footnote>
<figure><img src="image_220.png" /><figcaption>Schéma 163</figcaption></figure>

L'utilisation de triméthylsilyl trifluorométhane sulfonate mise au point par Noyori pour synthétiser les allylesters à partir des acétals a été appliquée par Townsend sur le 1-*O*-acétyl-2,3,5-tri-*O*-benzoyl-β-D-ribofuranose.²⁰⁰ La réaction en présence d'excès de triflate conduit à un mélange d'anomères allyliques en faveur de l'anomère α.²⁰¹

<figure><img src="image_221.png" /><figcaption>Schéma 164</figcaption></figure>

Dans la synthèse d'aminoacides glycosylés, McDevitt et Lansbury ont rapporté l'action du système allylTMS / TMSOTf sur différents glucides pyraniques ou furaniques montrant la généralité de la méthode. Une librairie d'azidoesters glycosylés a été synthétisée à partir des C-allyl glycosides obtenus.²⁰²

<figure><img src="image_222.png" /><figcaption>Schéma 165</figcaption></figure>

<footnote>(200) Tsunoda, T.; Suzuki, M.; Noyori, R. *Tetrahedron Lett.* **1980**, *21*, 71-74.</footnote>

<footnote>(201) Cupps, T. L.; Wise, D. S.; Townsend, L. B. *J. Org. Chem.* **1982**, *47*, 5115-5120.</footnote>

<footnote>(202) McDevitt, J. P.; Lansbury, P. T., Jr. *J. Am. Chem. Soc.* **1996**, *118*, 3818-3828.</footnote>
Récemment, Girard et collaborateurs ont exploité et amélioré le procédé en piégeant le C-glycoside formé par acétolyse.²⁰³ Appliquée au dérivé du mannose, la méthode permet un accès intéressant à une structure mime d'un résidu glucidique du ligand sialylé Lewis X de haute affinité pour les sélectines E.

<figure><img src="image_223.png" /><figcaption>Schéma 166</figcaption></figure>

Panek et Sparks ont décrit différentes C-glycosidations stéréosélectives à l'aide d'allylsilanes C-1 oxygénés que l'on peut considérer comme des équivalents homoénolates capables de réagir par catalyse acide. La fonction aldéhydique est libérée par coupure oxydante de la double liaison C=C.²⁰⁴

<figure><img src="image_224.png" /><figcaption>Schéma 168</figcaption></figure>

<figure><img src="image_225.png" /></figure>

<footnote>(203) Girard, C.; Miramon, M.-L.; de Solminihac, T.; Herscovici, J. *Carbohydr. Res.* **2002**, *337*, 1769-1774.</footnote>

<footnote>(204) Panek, J. S.; Sparks, M. A. *J. Org. Chem.* **1989**, *54*, 2034-2038.</footnote>
Plusieurs travaux de C-glycosidation en milieu radicalaire ont été réalisés.¹⁸⁴ La réaction de l'allylphénylsufone avec le bromure de D-galactosyle peracétylé induite photochimiquement conduit au C-glycoside, intermédiaire de synthèse d'un analogue de la glycoprotéine AFGPs. Cette glycoprotéine isolée du sérum de certains poissons de l'Antarctique, inhibe fortement la transition de phase entre l'eau et la glace et doit protéger ces poissons de la mort par congélation.²⁰⁵

<figure><img src="image_226.png" /><figcaption>Schéma 169</figcaption></figure>

Keck, Kachensky et Enholm ont proposé la C-allylation du phénylthioglycoside dérivé du D-lyxose par le 2-méthyl allyltributylétain. L'anomère α est obtenu majoritairement.²⁰⁶

<figure><img src="image_227.png" /><figcaption>Schéma 170</figcaption></figure>

<footnote>(184) Levy, D. E.; Tang, C.; Editors *The Chemistry of C-Glycosides*; Pergamond, 1995.</footnote>

<footnote>(205) Liu, S.; Ben, R. N. *Org. Lett.* **2005**, *7*, 2385-2388.</footnote>

<footnote>(206) Keck, G. E.; Kachensky, D. F.; Enholm, E. J. *J. Org. Chem.* **1985**, *50*, 4317-4325.</footnote>
Ce rapide examen de la littérature concernant les réactions d'homologation d'un glucide, ou d'un point de vue plus général l'elongation du squelette carboné de l'édifice glucidique, montre la diversité des méthodes étudiées et leur complémentarité pour préparer de nouveaux composés d'intérêt biologique.

Parmi les travaux évoqués, ceux engageant la réaction d'Horner comme procédé d'homologation ont quasiment été inexplorés sur des substrats glucidiques. Pourtant, la réaction d'Horner fait partie des méthodes les plus performantes pour réaliser l'elongation de 2 carbones d'un dérivé carbonylé. Ainsi, d'un point de vue formel, il est facile d'imaginer une réaction d'homologation de la fonction aldéhydique d'aldoses ou de dialdoses mettant en œuvre un formylphosphosphonate.

<figure><img src="image_228.png" /><figcaption>Schéma 171</figcaption></figure>

Cette stratégie souffre d'une difficulté majeure : le carbanion dérivé du formylphosphonate reste extrêmement délicat à préparer et à utiliser en réaction d'Horner. De plus, ses équivalents synthétiques (groupe formyle protégé sous forme de *para*-toluènesulfonylhydrazone, benzyliminine, oxazine, semicarbazone, 1,1-diméthylethyldrazone, *tert*-butylimine...) sont peu attrayants en chimie glucidique dans la mesure où la fonction aldéhydique ne peut être libérée qu'en milieu acide aqueux.²⁰⁷

<figure><img src="image_229.png" /><figcaption>Schéma 172</figcaption></figure>

<footnote>(207) Savignac, P.; Iorga, B. *Modern Phosphonate Chemistry*; Taylor and Francis - CRC Press, 2003.</footnote>
Un défi reste donc la préparation et l'utilisation d'un carbanion formylphosphonate masqué capable de libérer, après réaction d'Horner, la fonction aldéhydique dans des conditions compatibles avec les protections couramment utilisées sur les glucides. Le carbanion lithié, dérivé du phosphonoacétamide de Weinreb 58 et présenté en première partie (p. 83), répond parfaitement à ces contraintes, puisque la fonction carboxamide de Weinreb est réduite en aldéhyde par une réaction douce à l'hydrure de lithium et d'aluminium. L'introduction d'un amide de Weinreb α,β-éthylénique peut donc être considérée comme la forme masquée d'un groupe propénal.

## II - Etude de la réaction d' « homologation »

### II.1. Choix des substrats glucidiques

Si la stratégie prévoit une réaction d'Horner sur la fonction aldéhydique d'un glucide, l'évolution de la réaction peut être très différente selon qu'il s'agit de la **fonction aldéhydique terminale d'un dialdose**, de la **fonction aldéhydique d'un aldose bloqué sous forme ouverte** ou de la **fonction aldéhydique masquée d'un carbone hémiacétalique**.

<figure><img src="image_230.png" /><figcaption>Schéma 173</figcaption></figure>
Dans le cas d'un substrat de type dialdose ou aldose linéaire, la réaction s'apparente dans son principe à une réaction de carbonyloléfination classique. En revanche, si la réaction est effectuée sur la fonction hémiacétalique d'un aldose, elle doit procéder en 3 étapes successives :

- la première est une réaction acide-base entre l'hydroxyle de la fonction hémiacétalique et le carbanion phosphonate ;

- la seconde est la réaction d'Horner proprement dite sur la fonction aldéhydique libre et en équilibre avec la forme cyclique. Ce déplacement d'équilibre est difficile, car la forme aldéhydique est très nettement minoritaire. Les réactifs de Wittig et d'Horner sont en revanche souvent efficaces pour réussir l'ouverture d'un lactol ;

- la troisième est une addition de Michaël intramoléculaire, dont nous avons vu en première partie qu'elle est extrêmement aisée avec les réactifs d'Horner.

Si ces trois étapes sont menées avec succès, le produit final sera alors un exo-glycal, synthon chiral très recherché dans la construction de C-glycosides.

<figure><img src="image_231.png" /><figcaption>Schéma 174</figcaption></figure>

L'ensemble des trois possibilités a été envisagé. L'étude a été réalisée sur des substrats glucidiques de type dialdose pyranique (dérivé du D-galactose 57) ou furanique (dérivé du
D-lyxose **88**), aldose bloqué sous forme ouverte (dérivé du D-arabinose **69**) et aldoses sous forme hémiacétalique (dérivés du D-mannose **89**, D-glucose **90**, D-érythrose **43** et D-ribose **3a**).

<figure><img src="image_232.png" /><figcaption>Schéma 175</figcaption></figure>

## II.2. Préparation des substrats glucidiques

La préparation des substrats glucidiques **57**, **69**, **43** et **3a** a été décrite en première partie (respectivement schémas 95, 96-98, 36 et 8-9 - pp. 95, 96, 59, 41-42). Les deux aldoses **89** et **90** sont disponibles dans le commerce.

L'obtention du dialdolyxose **88** nécessite trois étapes, à partir du D-mannose protégé **89**.

<figure><img src="image_233.png" /><figcaption>Schéma 176</figcaption></figure>

L'hydroxyle porté par le carbone anomère est protégé sous forme d'éther de méthyle selon la réaction de Williamson. Le furanoside de méthyle **91** est obtenu avec un excellent rendement (86%) et sous une configuration α. L'hydrolyse sélective du motif 5,6-O-isopropylidène, plus fragile, est
facilement réalisée par l'acide chlorhydrique concentré dans le méthanol. L'action du périodate de sodium sur le diol 5,6 de **92** conduit au dialdose **88** avec un rendement quasi-quantitatif.

## II.3. Réaction d'Horner

Les différents essais d'oléfination par le carbanion lithié dérivé du phosphonoacétamide **58** ont été réalisés par addition de l'aldéhyde sur le carbanion à 20°C dans le THF. Les conditions opératoires et les résultats obtenus sont rassemblés dans le Tableau 11.

<table><caption>Tableau 11</caption><thead><tr><th>substrat</th><th>conditions</th><th>Produits*</th></tr></thead><tbody><tr><td><img src="image_57.png" alt="Chemical structure of 57"></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) 58 (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) 57/20°C/12h</td><td><img src="image_59.png" alt="Chemical structure of 59 (77%, E/Z=76/24)**"></td></tr><tr><td><img src="image_88.png" alt="Chemical structure of 88"></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) 58 (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) 87/20°C/12h</td><td><img src="image_93.png" alt="Chemical structure of 93 (76%, E/Z=76/24)"></td></tr><tr><td><img src="image_69.png" alt="Chemical structure of 69"></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) 58 (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) 69/20°C/12h</td><td><img src="image_72.png" alt="Chemical structure of 72 (98%, E/Z=83/17) **"></td></tr><tr><td><img src="image_89.png" alt="Chemical structure of 89"></td><td>i) LDA(2éq.)<br>ii) 58 (2éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) 88/20°C/12h<br>iv) HMPT(1éq.)</td><td><img src="image_94.png" alt="Chemical structure of 94 (28%, E/Z=76/24)"><br><img src="image_95.png" alt="Chemical structure of 95 (56%, β>95%)"></td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_234.png" /></figure>

<figure><img src="image_235.png" /></figure>

<figure><img src="image_236.png" /></figure>

<figure><img src="image_237.png" /></figure>

<figure><img src="image_238.png" /></figure>

<figure><img src="image_239.png" /></figure>

<figure><img src="image_240.png" /></figure>

<figure><img src="image_241.png" /></figure>

<figure><img src="image_242.png" /></figure>
<table><tr><td><img src="chemical_structure.png" alt="Chemical structure of 90"></td><td><ol><li>LDA(2éq.)</li><li>58(2éq.)/<br>20°C/30min</li><li>89/20°C/12h</li><li>HMPT(1éq.)</li></ol></td><td><p>Dégradation<br>de 90</p></td></tr><tr><td><img src="chemical_structure.png" alt="Chemical structure of 43"></td><td><ol><li>LDA(2éq.)</li><li>58(2éq.)/<br>20°C/30min</li><li>43/20°C/12h</li><li>HMPT(1éq.)</li></ol></td><td><img src="chemical_structure.png" alt="Chemical structure of 96"></td></tr><tr><td><img src="chemical_structure.png" alt="Chemical structure of 3a"></td><td><ol><li>LDA(2éq.)</li><li>58(2éq.)/<br>20°C/30min</li><li>3a/20°C/12h</li><li>HMPT(1éq.)</li></ol></td><td><img src="chemical_structure.png" alt="Chemical structure of 97"></td></tr></table>

*les % sont des rendements en produits purs isolés.

**les résultats ont déjà été présentés en partie I (schéma 99 - p. 97).

Comme attendu, la nature des produits obtenus est dépendante de la structure des substrats engagés. Dans le cas des dialdoses **57, 88** et de l'aldose bloqué sous forme ouverte **69**, la réaction d'Horner conduit aux amides $\alpha,\beta$-éthyléniques attendus dans des conditions très satisfaisantes (76 à 98% de rendement). La stéréosélectivité est logiquement en faveur de l'oléfine E quelle que soit la nature du squelette glucidique.

Dans le cas des aldoses **89, 43** et **3a**, où la fonction aldéhydique est en équilibre avec la fonction hémiacétalique, la séquence oléfination-cyclisation de Michaël est réussie avec succès. Une faible quantité d'oléfine est isolée dans le cas du dérivé du mannose **89**. Une prolongation du temps réactionnel aurait certainement permis l'obtention exclusive du produit cyclisé **95**. Le bon résultat obtenu avec le composé **3a** montre la compatibilité de la méthode avec un éther silylé. En revanche, la réaction avec le glucose perbenzylé **90** échoue totalement. La dégradation des éthers benzyliques est la seule réaction observée.

Si l'on excepte ce dernier résultat, la méthode constitue une voie d'accès très directe aux exo-glycals, qui peut être comparée avantageusement à la séquence allylation / coupure oxydante présentée précédemment.

L'aspect stéréochimique de la réaction concernant les aldoses **89, 43** et **3a** est également à remarquer. Dans le cas du dérivé du mannose **89**, seule la formation de l'anomère **95** de configuration $\beta$ est observée. Ce résultat reflète un comportement couramment observé dans la
chimie anionique du D-mannose, où l'anomère β est stabilisé par formation d'un complexe intramoléculaire engageant les quatre oxygènes des motifs isopropylidènes, le groupement introduit sur le carbone anomère et le cation métallique.²⁰⁸ Ce complexe suppose la présence du groupe introduit sur le carbone 1 en position β.

Dans notre cas, le fort pouvoir chélatant du motif carboxamide de Weinreb vis-à-vis du cation lithium est un facteur favorable à un tel processus.

<figure><img src="image_243.png" /></figure>

Ce résultat est intéressant, car il vient compléter les résultats de la littérature qui font appel à des réactions de *C*-glycosidation électrophile (*Cf*. p.160), et donc à une forte stéréosélectivité en faveur de l'anomère *α*.

Dans le cas des aldoses **43** et **3a**, l'absence d'acétal en position terminale ne permet pas d'orienter aussi fortement la stéréosélectivité de la réaction. En revanche, il est intéressant d'observer la formation majoritaire de l'anomère *α* pour l'érythrose **96**, où le seul acétal présent est situé sur la face *α*, et un mélange proche de 50/50 avec le dérivé du ribose **97** qui présente des groupes oxygénés de part et d'autre du cycle furanique. Il semble donc possible d'établir une relation entre la configuration des adduits de Michaël et la position des groupes oxygénés du glucide.

Fort de ces résultats, différentes transformations peuvent être envisagées sur les produits obtenus, afin de tester leur intérêt immédiat en synthèse.

<footnote>(208) Tabyaoui, M. Thèse d'Université, Henry Poincaré - Nancy 1, 1993.</footnote>
## II.4. Intérêt synthétique des carboxamides de Weinreb préparés

### II.4.1. Plan d'étude

Dans le cas des amides α,β-éthyléniques terminaux, deux réactions successives ont été envisagées : les réductions séquentielles et contrôlées de la double liaison éthylénique puis de la fonction carboxamide dans le but de permettre l'homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses.

<figure><img src="image_244.png" /><figcaption>Schéma 177</figcaption></figure>

En ce qui concerne l'amide α,β-éthylénique **72** dérivé de l'arabinose, la dihydroxylation asymétrique de la double liaison éthylénique a été tentée afin de réaliser une réaction d'homologation de 2 carbones d'un aldose linéaire.

<figure><img src="image_245.png" /><figcaption>Schéma 178</figcaption></figure>

Dans le cas des C-glycosides, la réduction du groupe carboxamide et l'utilisation de la fonction aldéhydique en chimie carbanionique seront abordées.
Deux types de fonctionnalisation ont été testés :

- la réduction du groupe carboxamide en aldéhyde donnant l'accès aux *exo*-glycals ;

- la réitération de la réaction de carbonyloléfination par le phosphonoacétamide de Weinreb 58.

<figure><img src="image_246.png" /><figcaption>Schéma 179</figcaption></figure>

## II.4.2. Résultats

### A/ Homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses

L'homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses nécessite les réductions successives et contrôlées de la double liaison C=C, puis de la fonction carboxamide (Schéma 177).

<figure><img src="image_247.png" /></figure>

Les résultats obtenus sont rassemblés dans le tableau 12. Les dialdoses **100** et **102** sont formés avec des rendements assez satisfaisants (~56%). Les 44% manquants ne sont dus ni à un défaut de réactivité des carboxamides ni à un mauvais contrôle de la réduction. La réaction est parfaitement univoque. Les modestes résultats obtenus ont été attribués aux nombreux lavages aqueux réalisés lors du traitement, qui favorisent une hydratation partielle de la fonction aldéhydique et une certaine solubilité des produits hydratés en phase aqueuse. En revanche, les aldéhydes (ou leur forme hydratée) sont obtenus purs et aucune purification chromatographique n'est nécessaire.
<table><caption>Tableau 12</caption><thead><tr><th>Substrat</th><th>Produit</th><th>Produit</th></tr></thead><tbody><tr><td><img src="" alt="59 (substrat)"></td><td><img src="" alt="99 (produit) (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="100 (produit) (quantitatif)"></td></tr><tr><td><img src="" alt="93 (produit)"></td><td><img src="" alt="101 (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="102 (produit) (quantitatif)"></td></tr></tbody></table>

B/ *Dihydroxylation asymétrique de l'amide α,β-éthylénique 72*

La dihydroxylation asymétrique d'une double liaison déficiente en électrons est un problème particulier. Compatible avec de nombreux groupes fonctionnels (esters, amides, cétones, alcools, thioéthers, disulfures, azido, 4,5-dihydroxyisoxazole, acétals, éthers silylés...), la dihydroxylation de Sharpless est délicate à réaliser en α d'une fonction aldéhydique compte-tenu des risques de rétroaldolisation.²⁰⁹

<figure><img src="image_248.png" /></figure>

En revanche, la dihydroxylation asymétrique d'un amide de Weinreb α,β-éthylénique est possible. Elle peut être considérée comme un très bon accès à la forme masquée d'un α,β-dihydroxyaldéhyde.

Dans le cas particulier du substrat **72**, l'utilisation d'un système catalytique asymétrique correspond au concept de double induction asymétrique, puisque réactif et substrat sont chiraux. Si l'utilisation d'un système catalytique asymétrique peut être un atout pour optimiser l'induction asymétrique, elle peut aussi être un inconvénient en terme d'efficacité. Les systèmes catalytiques asymétriques sont assez « paresseux » et sensibles à l'encombrement stérique.

<footnote>(209) Kolb, H. C.; VanNieuwenhze, M. S.; Sharpless, K. B. *Chem. Rev.* **1994**, *94*, 2483-2547.</footnote>
C'est pourquoi, deux types de conditions ont été étudiées :

- les conditions de dihydroxylation asymétrique selon le procédé général décrit par Sharpless (système AD-mix) ;

- les conditions de dihydroxylation classique (OsO₄/NMO) mieux adaptées aux substrats chiraux si l'on souhaite obtenir un rendement élevé en diol. Le susbtrat **72** possède lui-même un centre de chiralité. La discrimination faciale de l'oléfine peut donc *a priori* être réalisée avec le système OsO₄/NMO.

Dans le cas de la dihydroxylation asymétrique, les AD-mix-α et β sont des diastéréomères utilisés sous forme énatiomériquement pure. L'AD-mix-α est un dérivé de la DHQ (PHAL(DHQ)₂), alors que l'AD-mix-β est un dérivé de la DHQD (PHAL(DHQD)₂).

<figure><img src="image_249.png" /><figcaption>Figure 31</figcaption></figure>

<figure><img src="image_250.png" /></figure>

En utilisant chacun d'eux, nous avons un accès possible à deux diols diastéréomères dans des rapports diastéréomériques très différents. Il est donc intéressant de comparer l'influence des deux AD-mix sur le déroulement stéréochimique de la réaction et de rechercher la paire la mieux appariée. Des essais comparatifs sont ainsi réalisés avec les deux systèmes AD-mix-α et β sur l'oléfine de configuration *E*.

Les conditions de dihydroxylation asymétrique adoptées sont celles du procédé général décrit par Sharpless :²¹⁰

$$ \text{AD-mix-}\beta \left\{ \begin{array}{l} \text{PHAL(DHQD)}_2: 5\% (\text{mol}) \\ K_3\text{Fe(CN)}_6 : 3 \text{ éq} \\ K_2\text{CO}_3 : 3 \text{ éq} \\ K_2\text{OsO}_2(\text{OH})_4 : 1\% (\text{mol}) \end{array} \right. $$

$$ \text{AD-mix-}\alpha \left\{ \begin{array}{l} \text{PHAL(DHQ)}_2: 5\% (\text{mol}) \\ K_3\text{Fe(CN)}_6 : 3 \text{ éq} \\ K_2\text{CO}_3 : 3 \text{ éq} \\ K_2\text{OsO}_2(\text{OH})_4 : 1\% (\text{mol}) \end{array} \right. $$

Aux conditions opératoires décrites précédemment (addition de l'oléfine à l'AD-mix dans un mélange *t*-BuOH / H₂O - 1 : 1), le sulfonamide MeSO₂NH₂ a été rajouté dans le but d'augmenter la

<footnote>(210) Sharpless, K. B.; Teranishi, A. Y.; Backvall, J. E. *J. Am. Chem. Soc.* **1977**, *99*, 3120-3128.</footnote>
vitesse de réaction, comme Sharpless le préconise avec les oléfines non terminales. L'hydrolyse des esters osmiques est alors facilitée.

Les réactions d'osmylation classiques (OsO₄/NMO) ont été réalisées selon la méthode préconisée par Krysan. 1,5 équivalents de NMO hydratée sont ajoutés à une solution isopropanolique de substrat éthylénique. Une solution de tétraoxyde d'osmium dans le toluène à une concentration 0,125M (0,05 éq) est ensuite additionnée à 0°C. Après 15 minutes d'agitation, le milieu réactionnel est ramené à température ambiante.

L'avancement des réactions de dihydroxylation est suivi par chromatographie sur couche mince. La formation du diol est mise en évidence à l'aide du révélateur de Cifonelli et Smith (méta-périodate de sodium-benzidine-HCl-EtOH-acétone).²¹¹ La disparition de l'oléfine est facilement visualisée par UV et révélation au diiode.

La réaction est interrompue par addition de sulfite de sodium, espèce réductrice de l'Os(VIII).

<table><caption>Tableau 13</caption><thead><tr><th>Produit</th><th>Système de dihydroxylation</th><th>Rendement %</th><th>Rapport en diastéréomères</th><th>Remarques</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="3">98</td><td>OsO<sub>4</sub>/NMO (20h / 25°C)</td><td>61</td><td>65/35</td><td>Les stéréomères se différentient facilement en RMN<sup>1</sup>H par les signaux des motifs N-Me, O-Me et C(Me)<sub>2</sub></td></tr><tr><td>AD-mix α (56h / 25°C)</td><td>51</td><td>72/28</td><td>Le stéréomère majoritaire est identique à celui obtenu avec OsO<sub>4</sub></td></tr><tr><td>AD-mix β (56h / 25°C)</td><td>49</td><td>67/33</td><td>Le stéréomère majoritaire est identique à celui obtenu avec OsO<sub>4</sub></td></tr></tbody></table>

Comme attendu, la double liaison éthylénique est désactivée à la fois par l'encombrement de l'acétal adjacent et la conjugaison avec le motif carboxamide ; la dihydroxylation est lente, mais possible. La plus grande réactivité du système OsO₄/NMO par rapport à l'AD-mix est confirmée par un temps de réaction plus court (20 au lieu de 56 heures). Il s'agit d'un premier résultat encourageant, car les essais de dihydroxylation asymétrique de structures encombrées et d'amides α,β-éthyléniques sont souvent peu fructueux.²¹²,²¹³ Contrairement à toute attente, OsO₄ conduit à une stéréosélectivité comparable à celle observée avec les systèmes AD-mix d'un point de vue

<footnote>(211) Cifonelli, J. A.; Smith, F. *Anal. Chem.* **1954**, *26*, 1132-1134.</footnote>
qualitatif (même diastéréomère majoritaire) et quantitatif (excès diastéréomériques très proches). Les excès diastéréomériques sont modestes (de = 44 à 30). L'utilisation des AD-mix sur le substrat **72** s'avère peu efficace et conduit au même stéréomère majoritaire. La paire AD-mix α - **72** semble toutefois mieux appariée, puisqu'elle conduit au meilleur rapport diastéréomérique (72/28). Les résultats stéréochimiques seront peut-être améliorables par l'utilisation de ligands chiraux différents (PYDZ(DHQD)₂ par exemple).

Les facteurs affectant la stéréosélectivité de la réaction sont difficiles à évaluer. Dans le cas du système oxydant OsO₄/NMO, un premier essai de rationalisation peut être réalisé à l'aide du modèle de Stork, défini initialement avec les γ-alkoxy α,β-alcénoates d'alkyle.²¹⁴,²¹⁵ Rappelons qu'il est basé sur les interactions développées entre l'oléfine et le catalyseur. En accord avec Houk, les interactions entre la HOMO du substrat éthylénique et la LUMO du réactif électrophile sont réalisées avec une disposition *anti*, du donneur (méthyle) et d'OsO₄, et une position « *interne* » ou « *externe* » du groupe alkoxy. La structure proposée approcherait celle de l'état de transition le plus stable dans le cas des oléfines (E).

<figure><img src="image_251.png" /><figcaption>Figure 32</figcaption></figure>

Appliqué au cas de l'amide α,β-éthylénique **72**, le modèle suggère l'obtention d'un composé de configuration (2R, 3S). Cette hypothèse sera prochainement vérifiée par l'étude cristallographique des cristaux isolés.

<footnote>(212) Coutrot, P.; Claudel, S.; Didierjean, C.; Grison, C. *Bioorg. Med. Chem. Lett.* **2006**, *16*, 417-420.</footnote>

<footnote>(213) Claudel, S. Thèse d'Université, Henri Poincaré - Nancy 1, 2004.</footnote>

<footnote>(214) Dolle, R. E.; Herpin, T. F.; Shimshock, Y. C. *Tetrahedron Lett.* **2001**, *42*, 1855-1858.</footnote>

<footnote>(215) Stork, G.; Atwal, K. S. *Tetrahedron Lett.* **1983**, *24*, 3819-3822.</footnote>
<figure><img src="image_252.png" /><figcaption>Figure 33</figcaption></figure>

### C/ Synthèse des exo-glycals

À différentes reprises dans ce mémoire, il a été montré que la nature particulière des amides de Weinreb permettait une réduction contrôlée en aldéhyde. C'est sur ce principe que repose l'accès aux exo-glycals.

<figure><img src="image_253.png" /></figure>

L'addition d'un équivalent de $LiAlH_4$ sur l'amide activé dans le THF à 0°C conduit rapidement à l'aldéhyde recherché. Après traitement, environ 55% d'exo-glycal **103-105** sont ainsi obtenus purs. Les rapports en anomère sont le reflet strict de ceux qui ont été obtenus lors de la préparation des précurseurs **95-97**. Ce nouveau procédé constitue une solution simple et intéressante pour préparer de tels composés. Il complète avantageusement les méthodes actuelles de C-glycosidation électrophile, dont le principe oriente inévitablement la réaction vers l'obtention d'anomères $\alpha$. Dans notre cas, la formation quasi-exclusive de l'anomère $\beta$ du dérivé mannosidique **103** est donc particulièrement intéressante.

<table><caption>Tableau 14</caption><thead><tr><th>substrat</th><th>Produits</th></tr></thead><tbody><tr><td><img src="image_95.png" alt="95"></td><td><img src="image_103.png" alt="103 (56%, β>98%)"></td></tr><tr><td><img src="image_96.png" alt="96"></td><td><img src="image_104.png" alt="104 (57%, α/β=69/31)"></td></tr></tbody></table>
<figure><img src="image_254.png" /></figure>

D/ Réitération de la réaction de carbonyloléfination

Nous avons utilisé le même protocole que lorsque
la réaction d'Horner est réalisée sur un dialdose (Cf.
Tableau 11 - page 165). Le carbanion lithié est
préparé à -78°C dans le THF en 30 minutes, puis
l'exo-glycal **103** est ajouté à 20°C. Après un traitement classique (hydrolyse, extraction), le brut
réactionnel est purifié par chromatographie sur silice. Nous avons obtenu majoritairement (>95%)
l'oléfine E du composé **106** avec un rendement de 74%.

<figure><img src="image_255.png" /><figcaption>Schéma 180</figcaption></figure>

<figure><img src="image_256.png" /></figure>

III - Conclusion

Dans une première partie, nous avons cherché à développer une nouvelle réaction d'homologation de la fonction aldéhydique de glucides en introduisant le groupe *N*-méthyl *N*-méthoxy propénylamide. La stratégie de synthèse fait appel au tandem réactionnel suivant : réaction de carbonyloléfination à l'aide des carbanions lithiés dérivés des carboxamides de Weinreb puis réduction de la fonction amide α,β-éthylénique. Cet objectif a été pleinement réalisé. Les carbanions lithiés dérivés des carboxamides de Weinreb sont des réactifs d'Horner très performants en série glucidique. Leur réduction est effectuée avec une excellente chimiosélectivité.

En second lieu, nous avons décrit des essais préliminaires montrant l'intérêt synthétique des
amides de Weinreb dérivés de sucres en étudiant successivement et avec succès :

- à partir des amides de Weinreb éthyléniques :
- l'homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses ;

- la dihydroxylation asymétrique de la double liaison éthylénique permettant une réaction d'homologation de deux carbones d'un aldose linéaire ;

■ à partir des amides de Weinreb résultant d'une réaction de Michaël intramoléculaire :

- la réduction du groupe carboxamide en aldéhyde donnant l'accès aux *exo*-glycals ;

- la réitération de la réaction de carbonyloléfination par le phosphonoacétamide de Weinreb.

De nouvelles applications sont encore à développer à partir des *exo*-glycals. Nous nous proposons notamment d'introduire un motif α-cétoacide en une position inhabituelle : le carbone anomère.

L'intérêt sera ici de permettre un accès à l'analogue de la glycosylsérine, point de départ de la construction de nombreuses glycoprotéines.

L'addition du 2-LDT sur le motif carboxamide construit en position anomère conduira à un excellent précurseur de céto-aldéhyde.

L'introduction du groupe *N*-méthyl *N*-méthoxy propénylamide de Weinreb en position anomère présente donc un intérêt synthétique important. Les perspectives sont encore nombreuses.

<figure><img src="image_257.png" /><figcaption>Schéma 181</figcaption></figure>
QUATRIEME PARTIE
Réaction d' « homologation »
Application à la synthèse d'exo-glycals
# PARTIE EXPERIMENTALE
Indications Génarales

189

PREMIERE PARTIE

Synthèse d'inhibiteurs de la KDO8PS

I - Synthèse du diphosphate chiral I

194

I.1. Préparation du 2,3-O-isopropylidène-D-ribofuranose (2)

194

I.2. Protection de la fonction hydroxyle primaire de (2)

194

I.2.1. Par le chlorure de tert-butyldiméthylsilane (3a)

194

I.2.2. Par le chlorure de tert-butyldiphénylsilane (3b)

195

I.3. Réaction de Wittig et hydrogénation des oléfines formées

195

I.3.1. Réaction de Wittig sur les composés (3a) et (3b)

195

I.3.2. Hydrogénation des oléfines (4a) et (4b)

196

I.4. Essais de désoxygénation de (5)

196

I.4.1. Formation du Triflate de (5b)

196

I.4.2. Formation du Mésylate de (5a)

197

I.4.3. Réduction douce de (6a) par AlLiH₄

197

I.4.4. Tentative de désoxygénation de Barton sur (5a)

198

I.5. Optimisation de la préparation du 2,3,4,7-hydroxy heptanol (13)

198

I.5.1. Synthèse de (11)

198

I.5.2. Synthèse de (13)

198

I.6. La diphsophylation de (13)

199

II - Synthèse de la molécule cible II

199

II.1. Etude de la voie A

199

II.1.1. Préparation du composé (44)

199

II.1.2. Préparation du N-benzyl aminophosphonate de dibenzyle (34)

200

II.2. Etude de la voie C

200

II.2.1. Réduction des oléfines (44)

200

II.2.2. Préparation de l'amine chirale (37)

201

II.2.3. Préparation du triflate phosphonate (36)

201

II.2.4. Substitution du triflate phosphonate (36) par l'amine chirale (37)

202

II.3. Etude de la voie D

202

II.3.1. Préparation du triflate phosphonate (48)

202
II.3.2. Préparation de l'aminophosphonate (39) 203

II.3.3. Substitution du triflate glucidique (38) par l'aminométhylphosphonate de diéthyle (39) 203

II.4. Réduction de l'ester clés (41b) en alcool (49b) 204

III - Synthèse des molécules cibles III, IV et V 204

III.1. Synthèse des aldéhydes (51) 204

III.1.1. Protection de l'acide (54) sous forme d'ester de méthyle (56) 204

III.1.2. Préparation des composés (53) et (55) 205

III.1.3. Coupure oxydante de Malaprade pour l'obtention des composés (51) 206

III.2. Synthèse de l'aldéhyde (52) 207

III.2.1. Préparation du dialdogalactose (57) 207

III.2.2. Préparation du phosphonoacétamide de Weinreb (58) 208

III.2.3. Réaction de Wittig-Horner sur le dialdogalactose (57) 208

III.2.4. Hydrogénation catalytique du produit (59) 209

III.2.5. Réduction du carboxamide (61) en aldéhyde (52) 209

III.3. Halogénation des aldéhydes 210

III.3.1. Bromation de l'heptanal 210

III.3.2. Iodation d'aldéhyde 210

III.4. Obtention des phosphates d'énol (66), (67), (68) 211

III.5. hydroalumination-phosphorylation d'aldéhyde α-β insaturé 213

III.5.1. Préparation de l'aldéhyde α-β insaturé (71) 213

III.5.2. Préparation du 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69) 214

A/ Synthèse du D-arabinose-diéthyldithiocétal 214

B/ Synthèse du 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose-diéthyldithiocétal 214

C/ Passage au 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69) 215

III.5.3. Préparation de l'aldéhyde α-β insaturé (73) 215

A/ Réaction de Wittig-Horner sur le 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69) 215

B/ Réduction du carboxamide (72) en aldéhyde α-β insaturé (73) 216

III.5.4. Hydroalumination-phosphorylation des aldéhydes α-β insaturés (71) et (73) 216

III.6. Synthèse de la molécule cible V 217

III.6.1. Diphosphorylation de l'heptanediol 217

III.6.2. Hydrogénation du phosphate d'énol IV 217
# DEUXIEME PARTIE

## Synthèse d'inhibiteurs de la DAH7PS

I - Synthèse du phosphate d'énol VI 222

I.1. Monophosphorylation de l'hexanediol 222

I.2. Oxydation de l'alcool primaire de (76) 222

I.3. Préparation du phosphate d'énol VI 223

I.3.1. Iodation de l'aldéhyde (77) 223

I.3.2. Réaction de Perkow sur l'aldéhyde α-iodé (78) 223

II - Synthèse des hexane-1,6-diphosphates VII et VII' 223

II.1. Synthèse de l'hexane-1,6-diphosphate VII 223

II.2. Synthèse de l'hexane-1,6-diphosphate VII' 224

III - Synthèse de l'hydroxyphosphonate VIII 224

III.1. Synthèse de l'ester glycidique α-chloré d'isopropyle (83) 224

III.2. Synthèse de l'α-cétoester d'isopropyle (82) 225

III.2.1. Préparation du diiodure de magnésium 225

III.2.2. Addition du diiodure de magnésium sur l'ester glucidique α-chloré (82) 225

III.3. Synthèse de l'α-hydroxy-β-phosphonoester (81) 226

III.3.1. Préparation du carbanion α-lithiométhylphosphonate de diéthyle (81) 226

III.3.2. Introduction du carbanion (85) sur l'α-cétoester d'isopropyle (82) 226

III.4. Déblocage de l'hydroxyphosphonate (81) 227

III.5. Monophosphorylation de $H_e$ 228

IV - Synthèse du phosphoénolpyruvate IX 228

IV.1. Synthèse de l'α-cétoester-β-iodé (86) 228

IV.2. Synthèse du phosphoénolpyruvate (87) par la réaction de Perkow 229

IV.3. Déblocage du phosphoénolpyruvate (87) 229

IV.3.1. Utilisation du tandem silylation-hydrolyse 229

IV.3.2. Passage sur résine Amberlyst 15 (dry), accès à $P_e$ 229
## TROISIÈME PARTIE

### Etude biologique des inhibiteurs

I', IV, V, VI, VII, VII' et VIII

<table><tr><td>I - Souches bactériennes</td><td>235</td></tr><tr><td>II - Réalisation de l'antibiogramme</td><td>236</td></tr></table>

## QUATRIÈME PARTIE

### Réaction d'« homologation » de la fonction aldéhydique de dialdoses et d'aldoses

<table><tr><td>I - Préparation des substrats glucidiques</td><td>240</td></tr><tr><td>I.1. Substrat commerciaux</td><td>240</td></tr><tr><td>I.2. Substrats précédemment préparés</td><td>240</td></tr><tr><td>I.3. Préparation du dialdolyxose (88)</td><td>240</td></tr><tr><td>I.3.1. Formation du 2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose (89)</td><td>240</td></tr><tr><td>I.3.2. Synthèse du 1-O-méthyl-2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose (91)</td><td>241</td></tr><tr><td>I.3.3. Préparation du méthyl-2,3-O-isopropylidène-α-D-lyxo-penta-1,4-dialdofuranoside (88)</td><td>241</td></tr><tr><td>II - Préparation des carboxamides de Weinreb</td><td>242</td></tr><tr><td>III - Homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses</td><td>245</td></tr><tr><td>III.1. Hydrogénation catalytique de la double liaison de (59) et (93)</td><td>246</td></tr><tr><td>III.2. Réduction des carboxamides de Weinreb en aldéhydes</td><td>246</td></tr><tr><td>IV - Dihydroxylation asymétrique de l'amide α,β-éthylénique (72) de configuration (E)</td><td>247</td></tr><tr><td>IV.1. Méthode « classique » OsO<sub>4</sub>/NMO</td><td>247</td></tr><tr><td>IV.2. Méthode de Sharpless - AD-mix</td><td>248</td></tr></table>
<table><tr><td>V - Synthèse des exo-glycals</td><td>248</td></tr><tr><td>VI - Réitration de la réaction de carbonyloléfination</td><td>249</td></tr></table>

ANNEXES

<table><tr><td><i>Index des illustrations</i></td><td>255</td></tr><tr><td><i>Index des molécules</i></td><td>259</td></tr><tr><td><i>Bibliographie</i></td><td>267</td></tr></table>
# INDICATIONS GÉNÉRALES

## Résonance Magnétique Nucléaire (RMN) :

Les spectres RMN ¹H, ¹³C et ³¹P ont été enregistrés sur un spectromètre Brucker AC 250 ou sur un Brucker Ultrashield Plus 400.

Les déplacements chimiques (δ) sont donnés en ppm par rapport au TMS pour le ¹H ou le ¹³C, et par rapport à l'acide phosphorique (référence externe) pour le ³¹P. Les constantes de couplage sont données en Hertz (Hz).

La multiplicité des signaux est indiquée en utilisant les abréviations suivantes :

<table><tr><td>s : singulet</td><td>tl : « triplet like »</td><td>ddd : doublet de doublet dédoublé</td></tr><tr><td>d : doublet</td><td>q : quadruplet</td><td>m : multiplet</td></tr><tr><td>t : triplet</td><td>h : heptuplet</td><td>bs : singulet large</td></tr><tr><td>td : triplet dédoublé</td><td>dd : doublet de doublet</td><td></td></tr></table>

## Infrarouge (IR) :

Les spectres ont été enregistrés sur un spectrophotomètre Nicolet 210 FT-IR, à partir de produit pur. Les nombres d'onde (ν) sont donnés en cm⁻¹.

Les composés solides ont été préalablement conditionnés sous forme de pastille de KBr, et les composés liquides ont été déposés directement sur une pastille de NaCl.

## Points de fusion (θf) :

Ils ont été relevés sur un appareil digital Electrothermal IA 9000.

## Chromatographie sur couche mince (ccm) :

Elles ont été réalisées sur des plaques de silice Merck (5535) KIESELGEL 60-F₂₅₄. Les produits ont été révélés par UV, puis par un agent approprié : acide sulfurique (15% dans l'éthanol) suivi d'une calcination, vapeurs d'iodé ou une solution de KMnO₄ dans l'eau.

## Chromatographie sur colonne :

Elles sont réalisées en utilisant le gel de silice 60 Merck, granulométrie 63-200 µm.
Les solvants :

Ils ont été distillés juste avant usage selon les procédures standard :

* MeOH / EtOH / iPrOH : distillés sur sodium

* Et₂O : séché sur MgSO₄, distillé une première fois sur P₂O₅, une seconde fois sur sodium en présence de benzophénone, puis conservé sur fil de sodium

* CH₂Cl₂ / CHCl₃ / (CH₂Cl)₂ : distillés sur P₂O₅, conservés sur tamis de 4 Å

* AcOEt : séché sur MgSO₄, distillé puis conservé sur tamis de 4 Å

* Hexane : distillé sur sodium, puis conservé sur tamis de 4 Å

* Acétone : séchée sur K₂CO₃, distillée sur KMnO₄ et conservée sur tamis de 4 Å

* Dioxane-1,4 : Pour 1L, porter à reflux avec 14 mL d'acide chlorhydrique 37 %, 100 mL d'eau pendant 6 à 12 heures en faisant « buller » de l'azote par le biais d'une pipette Pasteur. Refroidir la solution et ajouter des pastilles de KOH en agitant vigoureusement jusqu'à ce qu'elles restent solides. Séparer les phases et placer le dioxane sur pastilles de KOH pendant 24 heures au moins. Faire le test aux peroxydes (dans un tube à essai : mettre 0,5 mL de dioxane, 1 mL de solution de KI à 10%, 0,5 mL d'HCl à 10% et quelques gouttes d'empois d'amidon ; agiter, si la solution devient bleue, il y a des peroxydes). S'il reste des peroxydes, passer le dioxane sur colonne d'Al₂O₃ (neutre ou basique), à raison de 30g/25mL. Porter alors à reflux sur sodium, en présence de benzophénone, en commençant sur une petite quantité, puis en ajouter au fur et à mesure qu'il est bleu. Le conserver sur fil de sodium.

* Tétrahydrofurane (THF) : Séché sur KOH, distillé une première fois sur KOH, puis une seconde fois sur sodium en présence de benzophénone, puis conservé sur fil de sodium.
# PREMIERE PARTIE

## Synthèse
d'inhibiteurs de la KDO8PS
# I - Synthèse du diphosphate chiral I

## I.1. Préparation du 2,3-O-isopropylidène-D-ribofuranose (2)

<figure><img src="image_258.png" /></figure>

$$C_8H_{14}O_5$$

$$\text{MM} = 190 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Rf} = 0,45 - \text{AcOEt / Hexane (2 : 1)}$$

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure sont mis en suspension 10 g (66,7 mmol) de ribose dans 100 mL d'acétone. On ajoute 8,25 mL de $H_2SO_4$ concentré et on laisse réagir 4 heures à température ambiante. Le ribose se solubilise au cours de la réaction qui prend une couleur marron foncé. On ajoute du $CaCO_3$ jusqu'à la neutralité puis on filtre les solides et on concentre le filtrat sous vide. Le résidu huileux est repris dans l'éther puis de nouveau filtré et concentré. On recueille 11,68 g de brut que l'on purifie par colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (2 : 1). On obtient 11,1 g du produit attendu avec un rendement de 88 %.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,33 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 3,76 (2H, m, H₅), 4,42 (1H, d, H₄), 4,59 (1H, dd, H₃), 4,85 (1H, dd, H₂), 5,43 (1H, bs, H₁).

## I.2. Protection de la fonction hydroxyle primaire de (2)

### I.2.1. Par le chlorure de tert-butyldiméthylsilane (3a)

(a, β)-5-O-tert-butyldiméthylsilyl-2,3-O-isopropylidène-D-ribose

$$C_{14}H_{28}O_5Si$$

$$\text{MM} = 304 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Rf} = 0,3 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 10)}$$

<figure><img src="image_259.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une arrivée d'azote sont mis en solution 11,0 g (57,9 mmol) de 2,3-di-O-isopropylidène-D-ribose (2) dans 200 mL de dichlorométhane à 0°C. On ajoute 5,83 g (1,5 éq.) d'imidazole et 9,55 g (1,1 éq.) de chlorure de tert-butyldiméthylsilane puis on laisse le milieu réactionnel remonter à température ambiante pendant une heure.

Le milieu est hydrolysé par 100 mL d'eau et les phases sont séparées. La phase organique est lavée par une solution aqueuse de $NaCl$ saturée puis séchée par du $MgSO_4$ anhydre, filtrée et évaporée sous vide. Le produit est purifié sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (1 : 10). On obtient 14,4 g du produit (3a) attendu avec un rendement de 82 %.

(a)-5-O-tert-butyldiméthylsilyl-2,3-O-isopropylidène-D-ribose (81%)

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,15 (6H, s, H Me-Si), 0,94 (9H, s, H tert-butyl), 1,33 (3H, s, H isopropylidène), 1,49 (3H, s, H isopropylidène), 3,65-3,80 (2H, m, CH₂), 4,37 (1H, bs, H₄), 4,51 (1H, d, H₃), 4,70-4,79 (1H, m, H₂), 5,29 (1H, d, H₁).

(β)-5-O-tert-butyldiphénylsilyl-2,3-O-isopropylidène-D-ribose (19%)

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,15 (6H, s, H Me-Si), 0,94 (9H, s, H tert-butyl), 1,40 (3H, s, H isopropylidène), 1,56 (3H, s, H isopropylidène), 3,65-3,80 (2H, m, CH₂), 4,16 (1H, m, H₄), 4,54-4,57 (1H, m, H₃), 4,70-4,79 (1H, m, H₂), 5,44-5,48 (1H, m, H₁).
### I.2.2. Par le chlorure de tert-butyldiphénylsilane (3b)

#### (α, β)-5-O-tert-butyldiphénylsilyl-2,3-O-isopropylidène-ribose

$$C_{24}H_{32}O_5Si$$

$$MM = 428 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,3 - \text{Hexane} / \text{Ether} (4 : 1)$$

<figure><img src="image_260.png" /></figure>

6,7 g (35,3 mmol) de 2,3-O-isopropylidène-ribose (2) sont placés à 0°C dans 145 mL de CH₂Cl₂. On ajoute 3,93 g (1,1 éq.) de triéthylamine, 10,70 g (1,1 éq.) de chlorure de tert-butyldiphénylsilane et 432 mg (0,1 éq.) de diméthylaminopyridine. Après addition, on remonte à température ambiante et on laisse sous agitation pendant 5 heures. On évapore sous vide le CH₂Cl₂ puis on reprend le mélange dans du THF. Les sels de chlorure de triéthylammonium qui précipitent sont filtrés. On évapore de nouveau à sec pour obtenir une huile jaune pâle qui est purifiée sur colonne de gel de silice par dépôt solide. La colonne est montée avec de l'hexane et 220 g de silice. Après le dépôt, l'élution se fait par un mélange Hexane / Ether (4 : 1). On recueille 12 g du produit attendu sous forme d'huile jaune pâle avec 80 % de rendement.

#### (α)-5-O-tert-butyldiphénylsilyl-2,3-O-isopropylidène-D-ribose

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,05 (9H, s, H tert-butyl), 1,40 (3H, s, H isopropylidène), 1,56 (3H, s, H isopropylidène), 3,55-3,90 (2H, m, CH₂), 4,15 (1H, m, H₄), 4,58-4,70 (2H, m, H₂, H₃), 5,63 (1H, bs, H₁), 7,35-7,20 (10H, m, H aromatiques).

#### (β)-5-O-tert-butyldiphénylsilyl-2,3-O-isopropylidène-D-ribose

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,09 (9H, s, H tert-butyl), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,48 (3H, s, H isopropylidène), 3,55-3,90 (2H, m, CH₂), 4,29 (1H, m, H₄), 4,58-4,70 (2H, m, H₂, H₃), 5,35 (1H, bs, H₁), 7,35-7,20 (10H, m, H aromatiques).

## I.3. Réaction de Wittig et hydrogénation des oléfines formées

### I.3.1. Réaction de Wittig sur les composés (3a) et (3b)

<figure><img src="image_261.png" /><figcaption>$$C_{18}H_{34}O_6Si$$
$$MM = 374 \text{ g.mol}^{-1}$$</figcaption></figure>

<figure><img src="image_262.png" /><figcaption>$$C_{28}H_{38}O_6Si$$
$$MM = 498 \text{ g.mol}^{-1}$$</figcaption></figure>

2,33 mmol de (3) en solution dans 4 mL de THF sont ajoutés à une solution de 2 éq. de (carbéthoxyméthylène)triphénylphosphorane dans 8 mL de THF à -25°C. Après addition au goutte à goutte, on reste 30 minutes à -25°C puis on remonte à température ambiante pendant 1,5 heure.

La réaction est suivie par CCM (AcOEt / Hexane (1 : 10) pour (4a) et Hexane / Ether (4 : 1) pour (4b)) mais le Rf du produit final (4) est très proche du lactol (3) de départ. On traite le mélange réactionnel par hydrolyse avec 0,6 mL d'eau, on concentre sous vide puis on reprend dans un mélange H₂O / Et₂O (40 : 60). On extrait la phase aqueuse trois fois par 20 mL d'éther puis on sèche la phase organique sur Na₂SO₄ avant de filtrer et évaporer sous vide.

Le produit est purifié sur colonne de gel de silice avec l'éléant de CCM. On recueille en mélange 50% des 2 stéréoisomères Z et E du produit attendu (4) (dans les proportions 65 et 35 %
respectivement) et 50 % de lactol de départ (3). La proximité des 3 tâches ne permet pas de les séparer correctement. On réalise la réduction de la double liaison des isomères issus de la réaction de Wittig afin de pouvoir séparer le lactol (3) et le produit réduit (5).

(4a) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 0,15 (6H, s, Me-Si), 0,82 (9H, s, H *tert*-butyl), 1,21 (3H, t, CH₃-CH₂), 1,29 (3H, s, H isopropylidène), 1,40 (3H, s, H isopropylidène), 3,40-3,54 (1H, m, H₆), 3,56-3,77 (2H, m, H₇), 4,02-4,23 (3H, m, H₅, CH₃-CH₂), 4,77 (0,34H, ddd, H₄), 5,69 (0,66H, ddd, H₄), 5,90 (0,66H, dd, H₂), 6,08 (0,34H, dd, H₂), 6,22 (0,66H, dd, H₃), 7,05 (0,34H, dd, H₃).

(4b) RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,09 (9H, s, H *tert*-butyl), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,36 (3H, t, CH₃-CH₂), 1,48 (3H, s, H isopropylidène), 3,55-3,90 (3H, m, H₆, H₇), 4,12-4,31 (3H, m, H₅, CH₃-CH₂), 4,88 (0,32H, tl, H₄), 5,73 (0,68H, ddd, H₄), 5,95 (0,68H, dd, H₃), 6,17 (0,32H, dd, H₂), 6,26 (0,68, dd, H₂), 7,17 (0,32, dd, H₃), 7,35-7,20 (10H, m, H aromatiques).

### I.3.2. Hydrogénation des oléfines (4a) et (4b)

<figure><img src="image_263.png" /><figcaption>C₁₈H₃₆O₆Si
MM = 376 g.mol⁻¹</figcaption></figure>

<figure><img src="image_264.png" /><figcaption>C₂₈H₄₀O₆Si
MM = 500 g.mol⁻¹</figcaption></figure>

Dans une bombe à hydrogéner, un mélange de (4) (5 mmol) et de (3) (5 mmol) en solution dans 30 mL d'éthanol et 50 mg de Palladium sur charbon sont placés sous 10 bars de pression d'hydrogène pour une nuit. On filtre le milieu réactionnel sur célite et on évapore sous vide. On obtient une huile jaune pâle avec un rendement quasi-quantitatif. (5) est séparé de (3) sur colonne de gel de silice éluée avec un mélange AcOEt / Hexane (2 : 8).

(5a) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 0,15 (6H, s, Me-Si), 0,82 (9H, s, H *tert*-butyl), 1,17 (3H, t, CH₃-CH₂), 1,21 (3H, s, H isopropylidène), 1,30 (3H, s, H isopropylidène), 1,68-2,07 (2H, m, H₃), 2,29-2,58 (2H, m, H₂), 3,55-3,62 (1H, m, H₆), 3,70-3,89 (2H, m, H₇), 4,02-4,18 (4H, m, H₄, H₅, CH₃-CH₂).

(5b) RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,09 (9H, s, H *tert*-butyl), 1,23-1,36 (9H, m, H isopropylidène, CH₃-CH₂), 1,78-2,17 (2H, m, H₃), 2,35-2,64 (2H, m, H₂), 3,65-3,96 (3H, m, H₆, H₇), 4,02-4,28 (4H, m, H₄, H₅, CH₃-CH₂), 7,35-7,20 (10H, m, H aromatiques).

## I.4. Essais de désoxygénation de (5)

### I.4.1. Formation du Triflate de (5b)

$$ \begin{gathered} C_{29}H_{39}F_3O_8Si \\ \mathrm{MM} = 633 \mathrm{~g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

Le composé (5b) (280 mg) et 388 µL de DIEA (4 éq.) en solution dans 20 mL de CH₂Cl₂ sont additionnés par un goutte à goutte lent (1h) sur 132 µL d'anhydride triflique (1,4 éq.) à -40 °C. On reste à -40°C 20 minutes avant de remonter lentement à température ambiante pour une heure. On dilue le

<figure><img src="image_265.png" /></figure>
milieu réactionnel dans 175 mL d'éther et on filtre les sels qui précipitent. On lave le filtrat par 100 mL d'eau, 125 mL d'HCl (0,2M) puis 200 mL d'une solution aqueuse saturée en NaCl. On sèche la phase organique et on l'évapore. Le brut réactionnel est utilisé tel quel dans l'étape suivante.

### I.4.2. Formation du Mésylate de (5a)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{19}\mathrm{H}_{38}\mathrm{O}_{8}\mathrm{SSi} \\
\mathrm{MM} = 455 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,35 - \text{AcOEt / Hexane (2 : 8)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_266.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une arrivée d'azote sont mis en solution, à 0°C, dans 10 mL de dichlorométhane, 800 mg (2,12 mmol) de 7-O-tert-butyldiméthylsilyl-4,5-di-O-isopropylidèneheptanoate d'éthyle et 885 µL (3 éq.) de triéthylamine. On ajoute à la seringue à travers un septum 500 µL (3 éq.) de chlorure de méthylsulfonate goutte à goutte. L'agitation est poursuivie à 0°C pendant 1 heure puis la réaction est diluée par 50 mL d'éther et hydrolysée par 5 mL d'eau glacée. Les phases sont séparées et la phase aqueuse est réextraite à l'éther.

Les phases organiques sont rassemblées et lavées par une solution de NaCl aqueuse saturée. Elles sont ensuite séchées sur Na₂SO₄ puis filtrées et évaporées sous vide. On recueille 1,43 g de produit brut que l'on purifie sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (2 : 8). 870 mg du produit attendu sont isolés avec un rendement de 90 %.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,15 (6H, s, Me-Si), 0,91 (9H, s, H tert-butyl), 1,26 (3H, t, CH₃-CH₂), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,41 (3H, s, H isopropylidène), 1,74-2,12 (2H, m, H₃), 2,39-2,62 (2H, m, H₂), 3,13 (3H, s, Me-S), 3,70-3,89 (2H, m, H₇), 4,02-4,18 (4H, m, H₄, H₅, CH₃-CH₂), 4,71 (1H, td, H₆).

### I.4.3. Réduction douce de (6a) par AlLiH₄

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{17}\mathrm{H}_{36}\mathrm{O}_{7}\mathrm{SSi} \\
\mathrm{MM} = 413 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,3 - \text{AcOEt / Hexane (4 : 6)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_267.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une arrivée d'azote, on place en solution, à -78°C, 700 mg (1,54 mmol) de (6a) en solution dans 25 mL de THF. On ajoute par un goutte à goutte lent 2,47 mL d'hydrure d'aluminium lithium (1,0 M dans le THF - 1,6 éq.). La réaction est suivie en CCM (éluant AcOEt / Hexane (4 : 6)). Le produit de départ possède un Rf de 0,65.

La réaction est laissée une heure à -78°C avant de remonter à -50°C (en 15 minutes) pour 1,5 heures.

En CCM, la tâche prépondérante possède un Rf de 0,2. Le pH de la réaction est de 9. On neutralise le milieu réactionnel par une solution d'éther saturée en HCl puis on évapore les solvants.

On réalise une purification rapide du brut réactionnel sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (4 : 6). On isole 366 mg du produit (12) avec un rendement de 58%.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,10 (6H, s, Me-Si), 0,92 (3H, s, H tert-butyl), 1,34 (3H, s, H isopropylidène), 1,43 (3H, s, H isopropylidène), 1,57-1,98 (4H, m, H₂, H₃), 3,13 (3H, s, Me-S), 3,71 (2H, t, H₁), 3,84-4,08 (2H, 2 dd, H₇), 4,21-4,29 (2H, m, H₄, H₅), 4,72 (1H, td, H₆).
#### I.4.4. Tentative de désoxygénation de Barton sur (5a)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{12}H_{22}O_6 \\
\text{MM} = 262 \text{ g.mol}^{-1} \\
\text{Rf} = 0,4 - \text{AcOEt / Hexane (7 : 3)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_268.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une arrivée d'azote et à l'abri de la lumière, on mélange 230 mg de (5a) (0,61 mmol), 150 mg de DMAP (2 éq.) et 123 µL de chlorure de phénylthionocarbonate (1,1 éq.). La réaction est abandonnée à température ambiante pendant 16 heures. On lave successivement le milieu réactionnel par une solution aqueuse froide d'HCl (0,2 M), une solution aqueuse saturée de NaHCO₃ puis une solution aqueuse saturée de NaCl. La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ et évaporée.

Le brut obtenu précédemment est repris dans 12 mL de Toluène. On lui ajoute 20 mg d'AIBN (0,2 éq.) et 245 µL de Bu₃SnH (1,5 éq.). Le milieu réactionnel est dégazé pendant 20 minutes par un courant d'azote puis porté à 75°C pendant 3h. Les solvants sont évaporés sous vide et une colonne sur gel de silice (éluant AcOEt / Hexane (7 : 3)) est effectuée. On recueille 65 mg du produit (15) avec un rendement de 40%.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,19 (3H, t, CH₃-CH₂), 1,36 (3H, s, H isopropylidène), 1,43 (3H, s, H isopropylidène), 1,68-2,00 (2H, m, H₃), 2,34-2,53 (2H, m, H₂), 4,08 (2H, q, CH₃-CH₂), 4,05-4,12 (1H, m, H₄), 4,20-4,25 (1H, m, H₅), 4,41 (2H, 2 dd, H₇), 4,57 (1H, td, H₆).

## I.5. Optimisation de la préparation du 2,3,4,7-hydroxy heptanol (13)

### I.5.1. Synthèse de (11)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{10}H_{20}O_5 \\
\text{MM} = 220 \text{ g.mol}^{-1} \\
\text{Rf} = 0,17 - \text{AcOEt / EtOH (9 : 1)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_269.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une arrivée d'azote, on place en solution, à -78°C, 700 mg (1,54 mmol) de (5a) en solution dans 25 mL de THF. On ajoute par un goutte à goutte lent 2,46 mL d'hydrure d'aluminium lithium (1,0 M dans le THF - 1,6 éq.). La réaction est suivie en CCM (éluant AcOEt / Hexane (4 : 6)). Le produite de départ possède un Rf de 0,65. La réaction est laissée 20 minutes à -78°C avant de remonter à -20°C (en 35 minutes) pour 2 heures. On neutralise le milieu réactionnel par une solution d'éther saturée en HCl puis on évapore les solvants. On réalise une purification rapide du brut réactionnel sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / EtOH (8 : 2). On isole 210 mg du produit (11) avec un rendement de 62%.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,24 (3H, s, H isopropylidène), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,48-1,88 (4H, m, H₅, H₆), 3,51-3,68 (4H, m, H₇, H₃, H₄), 3,79 (2H, 2 dd, H₁), 4,12 (1H, td, H₂).

### I.5.2. Synthèse de (13)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{7}H_{16}O_{6} \\
\text{MM} = 180 \text{ g.mol}^{-1}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_270.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on additionne sur une solution de 210 mg de (11) (0,95 mmol) dans 8 mL de CH₂Cl₂ une solution de TFA à 90%. Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 4 heures au bout desquelles il est évaporé sous vide. Le produit (13) est obtenu pur à 96%. Il n'est pas plus purifié et est engagé directement dans l'étape de phosphorylation.
RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,43-2,02 (4H, m, H₅, H₆), 3,59-4,08 (3H, m, H₂, H₃, H₄), 4,36-4,68 (4H, m, H₁, H₇)

RMN ¹³C : (CDCl₃, 400 MHz) : 24,8 (C₆), 28,2 (C₅), 68,0 (C₇), 69,1 (C₁), 70,8 (C₄), 72,4 (C₂), 73,7 (C₃).

## I.6. La diphosphorylation de 13

$$C_{15}H_{34}O_{11}P_{2}$$

$$MM = 452 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,21 - \text{AcOEt} / \text{EtOH} (8 : 2)$$

<figure><img src="image_271.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on additionne, sur une solution de 90 mg de (13) (0,41 mmol) et de 30 mg de DMAP (cat.) dans 4 mL de Pyridine, 118 µL de chlorophosphate de diéthyle (2 éq.). Le milieu réactionnel est agité à température ambiante pendant 48h. Il est ensuite évaporé sous vide poussé. L'excès de chlorophosphate de diéthyle et la pyridine résiduelle sont retirés par 3 lavages à l'éther du brut réactionnel obtenu.

Une colonne sur gel de silice éluée par un mélange AcOEt / EtOH (8 : 2) permet d'isoler 25 mg du produit attendu pur. Le taux de phosphorylation est estimé à 30% sur la RMN ¹H du brut mais la polarité des produits (13) et (I') ne permet pas une séparation facile sur gel de silice.

RMN ¹H (Acétone D₆, 400 MHz) : 1,14 (6H, t, CH₃), 1,44-1,96 (4H, m, H₅, H₆), 3,44-3,79 (3H, m, H₂, H₃, H₄), 3,94-4,39 (12H, m, CH₂-O-P)

RMN ¹³P (Acétone D₆, 400 MHz) : -0,87 (s)

RMN ¹³C (Acétone D₆, 400 MHz) : 14,8 (d, CH₃), 23,9 ; 27,6 (C₅, C₆), 58,6 (d, CH₃-CH₂), 64,2 (C₇), 65,6 (C₁), 69,8 ; 70,0 (C₂, C₄), 76,8 (C₃).

# II - Synthèse de la molécule cible II

## II.1. Etude de la voie A

### II.1.1. Préparation du composé (44)

$$C_{11}H_{18}O_{5}$$

$$MM = 230 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_272.png" /></figure>

Sous azote à -72°C, on additionne goutte à goutte 50 mL d'une solution de DIBAL (1,5 M dans le toluène - 1,15 éq.) à une solution d'érythronolactone (10 g, 63,3 mmol) dans 175 mL de dichlorométhane. L'addition dure environ une heure puis la réaction est conservée à -72°C pendant 3h30.

L'excès de DIBAL est hydrolysé par 13 mL de MeOH, toujours à -72°C. Le mélange réactionnel est plongé dans un mélange H₂O / AcOEt (150 mL : 350 mL) puis acidifié par environ 140 mL de H₂SO₄ (1,5 N) afin d'obtenir un pH de 2,95.

On extrait la phase aqueuse trois fois avec de l'AcOEt. Les phases organiques rassemblées sont lavées par une solution saturée de NaHCO₃ (150 mL). Cette dernière phase est extraite une fois par de l'AcOEt. Les phases organiques sont rassemblées, séchées sur Na₂SO₄ puis concentrées sous vide. On obtient environ 9,2 g de (43) sous forme d'une huile jaune pâle.

(43) est mis en solution dans 100 mL de THF anhydre et additionné goutte à goutte sur une solution de (carbéthoxyméthyleène)triphénylphosphorane (44 g, 2 éq.) dans 200 mL de THF anhydre à -25°C. L'addition dure environ 30 minutes et le mélange réactionnel est conservé 30 minutes de plus à -25°C avant de remonter à température ambiante pour 1,5 heures.
On additionne 15 mL d'H₂O puis on concentre le milieu réactionnel sous vide afin d'évaperer le maximum de THF. On dilue l'huile obtenue dans 360 mL d'H₂O et 450 mL d'Et₂O. On extrait la phase aqueuse trois fois avec de l'Et₂O. On rassemble les phases organiques que l'on sèche sur Na₂SO₄ et que l'on concentre sous vide.

On purifie le brut obtenu sur colonne de gel de silice (AcOEt / Hexane - 1:1) pour obtenir 7,27 g de (44) avec un rendement de 33%. On peut si on le souhaite séparer les deux stéréoisomères Z et E. Le stéréoisomère Z a une polarité légèrement inférieure au stéréoisomère E. La proportion de Z et E estimée sur le produit brut est de 62% de Z et 38% de E.

(Z)-(44) RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,27 (3H, t, CH₃ éthyle), 1,41 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,54 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 3,55 (2H, m, H₆), 4,15 (2H, m, CH₂ éthyle), 4,50 (1H, m, H₅), 5,65 (1H, m, H₄), 5,95 (1H, dd, H₃), 6,40 (1H, dd, H₂).

(E)-(44) RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,27 (3H, t, CH₃ éthyle), 1,40 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,55 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 3,55 (2H, m, H₆), 4,15 (2H, m, CH₂ éthyle), 4,37 (1H, q, H₅), 4,85 (1H, m, H₄), 6,15 (1H, dd, H₂), 6,85 (1H, dd, H₃).

## II.1.2. Préparation du N-benzyl aminophosphonate de dibenzyle (34)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{22}\mathrm{H}_{24}\mathrm{NOP} \\
\mathrm{MM} = 349 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,35 - \text{AcOEt / Hexane (35 : 65)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_273.png" /></figure>

10,45 g de 1,3,5-tribenzylhexahydro-s-triazine (29,23 mmol) et 24,40 g de dibenzylphosphite (1,06 éq.) sont placés sous agitation mécanique à 100°C pendant 15 heures. Le milieu réactionnel est déposé sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (35 : 65). On recueille 8,5 g du produit (34) pur.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 2,94 (2H, d, ²Jₕ-ₚ = 10,6 Hz, CH₂-P), 3,78 (2H, bs, Ph-CH₂-N), 4,97 (4H, m, CH₂-O-P), 7,18-7,48 (15H, m, Ph)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 17,6 (s)

MS (ESI +) : m/z 382 ([M+H]⁺, 22 %) ; MS (ESI -) : m/z 380 ([M-H]⁻, 79 %).

## II.2. Etude de la voie C

### II.2.1. Réduction des oléfines (44)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{11}\mathrm{H}_{20}\mathrm{O}_{5} \\
\mathrm{MM} = 232 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,45 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_274.png" /></figure>

Dans une bombe à hydrogéner, 1,5 g des oléfines (44) (6,5 mmol) en solution dans 25 mL d'éthanol et 50 mg de Palladium sur charbon sont placés sous 10 bars de pression d'hydrogène pour une nuit. On filtre le milieu réactionnel sur célite et on évapore sous vide. On obtient une huile jaune pâle correspondant au produit (45) attendu avec un rendement de 98%.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,25 (3H, t, CH₃ éthyle), 1,35 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,45 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,85 (2H, m, H₃), 2,50 (2H, m, H₂), 3,65 (2H, d, H₆), 4,20 (4H, m, H₄; H₅; CH₂ éthyle).
## II.2.2. Préparation de l'amine chirale (37)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{18}\mathrm{H}_{27}\mathrm{NO}_{4} \\
\mathrm{MM} = 321 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,26 \text{ - AcOEt / Hexane (1 : 1)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_275.png" /></figure>

A une solution de 103 µL d'anhydride triflique (1,4 éq.) dans 3 mL de CH₂Cl₂ à -40°C sous azote, on additionne goutte à goutte une solution de 100 mg d'alcool primaire (45) (0,43 mmol) et de 226 mg de DIEA (4 éq.) dans 15 mL de CH₂Cl₂. L'addition dure environ 50 minutes de façon à rester à -40°C. Dès la fin de l'addition, on remonte lentement (environ 1 heure) à température ambiante.

Après 20', on ajoute 235 mg de benzylamine (5 éq.), en une fois. La coloration orange de la solution s'estompe légèrement. La réaction est laissée une nuit à température ambiante.

Le solvant est évaporé sous vide et le brut réactionnel est purifié sur colonne de gel de silice (AcOEt / Hexane - 1 : 1 puis AcOEt / Hexane - 7 : 3). On obtient 160 mg d'une huile jaune pâle correspondant au produit (37) avec un rendement de 72%.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,24 (3H, t, CH₃ éthyle), 1,30 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,40 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,72 (2H, q, H₃), 2,45 (2H, m, H₂), 2,65 (2H, m, H₆), 3,9 (2H, s, CH₂ benzyle), 4,15 (4H, m, H₄, H₅, CH₂ éthyle).

## II.2.3. Préparation du triflate phosphonate (36)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{16}\mathrm{H}_{16}\mathrm{F}_{3}\mathrm{O}_{6}\mathrm{PS} \\
\mathrm{MM} = 424 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,32 \text{ - CH}_{2}\mathrm{Cl}_{2} / \text{Acétone 1 : 1}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_276.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'un réfrigérant, on chauffe à reflux (environ 110 °C) pendant 2 heures un mélange de 3 g de dibenzylphosphite (11,44 mmol), 720 mg de paraformaldéhyde (2 éq.) et 600 µL de triéthylamine (0,5 éq) en suspension dans 15 mL de benzène. Le paraformaldéhyde se solubilise petit à petit. La réaction est suivie par RMN ³¹P : le dibenzylphosphite possède un pic à 9 ppm alors que celui de l'hydroxyméthylphosphonate de dibenzyle est à 25 ppm. Le milieu réactionnel est dilué avec 100 mL d'AcOEt puis lavé trois fois avec une solution aqueuse d'HCl (1 N) et enfin avec de l'eau. La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ puis concentrée sous vide. Le produit est purifié sur colonne de gel de silice (CH₂Cl₂ / AcOEt - 2 : 1 puis CH₂Cl₂ / Acétone 1 : 1). On obtient 840 mg de (46) sous forme d'une huile incolore avec un rendement de 15 %.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 3,90 (2H, d, P-CH₂), 5,00 (4H, m, CH₂-Ph), 7,3 (10H, s, Ph)

RMN ³¹P (CDCl₃, 200 MHz) : 25 (s).

Dans un ballon sous azote, on met en solution 491 mg d'hydroxyméthylphosphonate de dibenzyle (46) (1,68 mmol) et 238 µL de lutidine (1,23 éq.) dans 3 mL de CH₂Cl₂ à -50°C. On ajoute goutte à goutte à cette solution 328 µL d'anhydride trifluorométhanesulfonique (1,16 éq.) en environ 15 minutes. Après addition, le milieu réactionnel est réchauffé progressivement jusqu'à 0°C. La remontée en température s'effectue en environ 1h30. La solution, initialement incolore, jaunit avec l'élévation de température. Le milieu réactionnel est dilué par 17 mL d'éther. Le précipité est filtré et rincé plusieurs fois par de petites portions d'éther. Les phases organiques sont lavées successivement avec 10 mL d'eau, d'acide chlorhydrique (1 N) puis avec une solution de chlorure de sodium aqueuse saturée avant d'être séchées sur Na₂SO₄ et évaporées sous vide. On obtient 504 mg de (36) sous forme d'une huile jaune foncé avec un rendement de 70%.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 4,46 (2H, d, P-CH₂), 5,10 (4H, m, CH₂-Ph), 7,36 (10H, s, Ph)

RMN ³¹P (CDCl₃, 200 MHz) : 14 (s).
### II.2.4. Substitution du triflate phosphonate (36) par l'amine chirale (37)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{33}\mathrm{H}_{42}\mathrm{NO}_{7}\mathrm{P} \\
\mathrm{MM} = 596 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,65 - \text{AcOEt / EtOH (2 : 1).}
\end{array}
 $$

Dans un ballon sous azote à 0°C, on met en réaction 150 mg de l'amine chirale (37) (3 éq.) et 68 mg du triflate phosphonate (36) (0,16 mmol) dans 5 mL d'éther. Au bout de 10', on remonte à température ambiante et on laisse réagir une nuit. On dilue le milieu réactionnel avec 20 mL d'éther et on le lave avec 10 mL d'H₂O. La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ puis concentrée sous vide avant d'être chromatographiée sur colonne de gel de silice (AcOEt / EtOH - 8 : 2). On obtient 66 mg d'huile jaune pâle correspondant au composé (41a) avec un rendement de 70%.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,24 (3H, t, CH₃ éthyle), 1,26 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,36 (3H, s, CH₃ isopropylidène), 1,50-1,63 (2H, m, H₃), 2,20-3,30 (4H, m, H₆, CH₂-P), 3,72 (1H, d, N-CH₂-Ph), 3,92-4,15 (4H, m, CH₂ éthyle, H₄, N-CH₂-Ph), 4,25-4,26 (1H, m, H₅), 4,90-5,15 (4H, m, O-CH₂-Ph), 7,30 (15H, s, Ph)

RMN ³¹P (CDCl₃, 200 MHz) : 27 (s).

<figure><img src="image_277.png" /></figure>

## II.3. Etude de la voie D

### II.3.1. Préparation du triflate phosphonate (48)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{6}\mathrm{H}_{12}\mathrm{F}_{3}\mathrm{O}_{6}\mathrm{PS} \\
\mathrm{MM} = 300 \text{ g.mol}^{-1}
\end{array}
 $$

Dans un ballon muni d'un réfrigérant, on mélange 5 g de diéthylphosphite (36 mmol), 1,11 g de paraformaldéhyde (1 éq.) et 0,5 mL de triéthylamine (0,1 éq.). Le mélange est chauffé à 130 °C. Lorsque la réaction débute, on note une légère augmentation de température.

L'avancement de la réaction est suivi par RMN ³¹P : le diéthylphosphite possède un pic à 8 ppm alors que celui de l'hydroxyméthylphosphonate de diéthyle est à 25 ppm.

Le mélange réactionnel est évaporé sous vide puis chromatographié sur colonne de gel de silice Flash (AcOEt - EtOH 3,5 %). On obtient 3,6 g de (47) sous forme d'une huile jaune pâle avec un rendement de 65 %.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,35 (6H, t, CH₃), 3,80 (2H, d, P-CH₂), 4,20 (4H, m, CH₂ éthyle)

RMN ³¹P (CDCl₃, 200 MHz) : 25 (s).

A une solution de 168 mg d'hydroxyméthylphosphonate de diéthyle (47) (1 mmol) et de 142 µL de lutidine (1,23 éq.) dans 2 mL de CH₂Cl₂ à -50°C et sous azote, on additionne goutte à goutte 195 µL d'anhydride trifluorométhanesulfonique (1,16 éq.). Après addition, on remonte lentement (~ 1h30) à 0°C. La solution tout d'abord incolore devient jaune foncé au fur et à mesure de la formation du triflate.

Le milieu réactionnel est dilué dans 20 mL d'éther et le précipité est filtré.

Le filtrat est lavé successivement avec de l'H₂O, une solution d'HCl 1 N puis de NaCl saturée et enfin, séchée sur Na₂SO₄.

On recueille 282 mg d'huile jaune pâle correspondant à (48) avec un rendement de 80%.

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 1,40 (6H, t, CH₃), 4,25 (4H, m, CH₂ éthyle), 4,61 (2H, d, P-CH₂)

RMN ³¹P (CDCl₃, 200 MHz) : 13 (s).

<figure><img src="image_278.png" /></figure>
## II.3.2. Préparation de l'aminophosphonate (39)

$$C_5H_{14}NO_3P$$
$$\text{MM} = 300 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_279.png" /></figure>

Sous azote, 8,0 g de (48) (29,6 mmol) sont mis en solution dans 55 mL de DMF à 0°C. On ajoute en une fois 21,4 g d'azoture de sodium (10 éq.) et on laisse remonter à température ambiante pour une nuit.

On dilue le mélange réactionnel avec 110 mL de $CH_2Cl_2$ puis on lave les phases organiques avec une solution d'acide chlorhydrique (0,2M). On sèche ces phases sur $Na_2SO_4$ puis on évapore sous vide poussé. On obtient 4,2 g d'un mélange pâteux que l'on purifie par distillation sous vide : 80-84°C (0,2 mbar). L'azidométhylphosphonate de diéthyle est alors obtenu pur avec un rendement de 62%.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,38 (6H, t, CH₃), 3,48 (2H, d, CH₂-P), 4,21 (4H, m, CH₂).

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 21 (s).

Dans une bombe à hydrogéner, on place 1,6 g d'azidométhylphosphonate de diéthyle (8,29 mmol) en solution dans 25 mL d'éthanol. On ajoute 800 mg de Palladium sur charbon et on place le milieu réactionnel sous 50 bars d'hydrogène pour une nuit. On filtre le milieu réactionnel sur célite et on évapore sous vide. On obtient 1,35 g d'huile jaune pâle correspondant à (39) avec un rendement de 98%.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,32 (6H, t, CH₃), 2,98 (2H, d, CH₂-P), 4,12 (4H, m, CH₂)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 29 (s).

## II.3.3. Substitution du triflate glucidique (38) par l'aminométhylphosphonate de diéthyle (39).

$$C_{16}H_{32}NO_7P$$
$$\text{MM} = 381 \text{ g.mol}^{-1}$$
$$\text{Rf} = 0,3 - \text{AcOEt} / \text{EtOH} (9 : 1)$$

<figure><img src="image_280.png" /></figure>

Dans un ballon sous azote, on place en solution 282 µL d'anhydride trifluorométhanesulfonique (1,4 éq.) dans 8 mL de dichlorométhane à -40°C. On additionne lentement (en 1 heure) une solution de 278 mg de (45) (1,20 mmol) et de 617 mg de diisopropyléthylamine (4 éq.) dans 40 mL de dichlorométhane.

On remonte ensuite en 45 minutes à température ambiante pour 20 minutes avant d'ajouter par un goutte à goutte rapide 1,00 g d'aminométhylphosphonate de diéthyle (39) (5 éq.). On laisse réagir une nuit.

On lave le milieu réactionnel par 20 mL d'eau, on le sèche sur $Na_2SO_4$ puis on l'évapore sous vide. On recueille 800 mg de produit brut. Ce brut réactionnel est purifié sur colonne de gel de silice éluée avec un mélange AcOEt / EtOH (9 : 1). On obtient 300 mg du produit (41b) désiré avec un rendement de 65%.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,26 (3H, t, CH₃ ester), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,35 (3H, t, CH₃ phosphonate), 1,43 (3H, s, H isopropylidène), 1,76 (3H, m, NH, H₃), 2,45 (2H, m, H₂), 2,82 (2H, m, H₆), 3,06 (2H, dd, H₇), 4,10-4,25 (8H, m, CH₂ esters, H₄, H₅)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 27 (s).
## II.4. Réduction de l'ester clé (41b) en alcool (49b)

$$C_{14}H_{30}N_6P$$

$$\text{MM} = 339 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Rf} = 0,6 - \text{AcOEt} / \text{EtOH} / \text{Et}_3\text{N} (8 : 1 : 1)$$

A une solution de 275 mg de (41b) (0,79 mmol) dans 5 mL de THF à -25°C on additionne 940 µL d'une solution d'hydrure d'aluminium lithium (1 M dans le THF - 1,2 éq.) en 10 minutes. La réaction est suivie par CCM éluée avec un mélange AcOEt / EtOH (8 : 2) : Rf<sub>ester</sub> = 0,55 ; Rf<sub>alcool</sub> = 0,45. La réaction est très rapide (< 1 h).

<figure><img src="image_281.png" /></figure>

On ajoute 133 µL de triéthanolamine (1,3 éq.) puis on remonte en 30 minutes à température ambiante pendant 2 heures. Le milieu réactionnel se trouble progressivement.

Le milieu réactionnel est traité par un mélange eau / éther (0,5 mL : 1 mL) sous agitation pendant 12 heures avant d'être filtré puis évaporé. On recueille 520 mg de produit brut qui est purifié sur colonne de gel de silice éluée avec un mélange AcOEt / EtOH / Et<sub>3</sub>N (8 : 1 : 1). (49b) est révélé sur CCM par la ninhydrine, l'iodé ou le permanganate de potassium. On recueille 110 mg de produit pur avec un rendement de 42%.

RMN <sup>1</sup>H (CDCl<sub>3</sub>, 400 MHz) : 1,28 (3H, s, H isopropylidène), 1,29 (3H, t, CH<sub>3</sub> phosphonate), 1,39 (3H, s, H isopropylidène), 1,54 (2H, m, H<sub>3</sub>), 1,68 (2H, m, H<sub>2</sub>), 2,65 (2H, m, H<sub>6</sub>), 2,97 (2H, dd, H<sub>7</sub>), 3,6 (2H, m, H<sub>1</sub>), 4,04-4,18 (6H, m, CH<sub>2</sub> esters, H<sub>4</sub>, H<sub>5</sub>)

RMN <sup>31</sup>P (CDCl<sub>3</sub>, 250 MHz) : 27 (s).

# III - Synthèse des molécules cibles III, IV et V

## III.1. Synthèse des aldéhydes (51)

### III.1.1. Protection de l'acide (54) sous forme d'ester de méthyle (56)

$$C_{17}H_{34}O_5$$

$$\text{MM} = 318 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{mp} = 72-73^{\circ}\text{C}$$

<figure><img src="image_282.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'un réfrigérant et d'une arrivée d'azote sont mis à reflux 6 g de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (19,8 mmol - mp = 110°C) et 3 mL de BF<sub>3</sub>.Et<sub>2</sub>O dans 100 mL de MeOH pendant 15 minutes. Le mélange réactionnel est plongé dans 80 mL d'eau puis extrait à l'éther. Les phases organiques rassemblées sont lavées par une solution aqueuse saturée en Na<sub>2</sub>CO<sub>3</sub> puis à l'eau.

Le produit brut est repris au Toluène puis distillé. On recueille 4,72 g de produit (56) pur avec un rendement de 75 %.

RMN <sup>1</sup>H (CDCl<sub>3</sub>, 250 MHz) : 1,24-1,72 (22H, m, CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>), 2,31 (2H, t, CH<sub>2</sub>-CO<sub>2</sub>Me), 3,34-3,58 (4H, m, CH-O, CH<sub>2</sub>-OH), 3,68 (3H, s, Me).
### III.1.2. Préparation des composés (53) et (55)

#### A/ Préparation de (53c)

$$C_{22}H_{46}O_5Si$$

$$MM = 419 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_283.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on met en réaction 2 g de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (6,60 mmol), 1,98 g de chlorure de tert-butyldiméthylsilane (2 éq.), 800 mg de DMAP (0,5 éq.) et 2,0 mL de Et₃N (2,1 éq.) dans 20 mL de CH₂Cl₂ pour 72 heures.

Le milieu réactionnel est concentré puis repris dans 20 mL d'hexane. Les sels sont filtrés et l'on recueille 2,29 g du produit (53c) brut avec un rendement de 80%. Le produit sera purifié après la coupure oxydante.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,11 (6H, s, CH₃-Si), 0,91 (9H, s, tBu), 1,24-1,72 (22H, m, CH₂-CH₂), 2,31 (2H, t, CH₂-CO₂H), 3,34-3,46 (2H, m, CH-O), 3,61 (2H, t, CH₂-O-Si).

#### B/ Préparation de (53d)

$$C_{20}H_{41}O_8P$$

$$MM = 441 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_284.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on met en réaction 5 g de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (16,50 mmol), 4,76 mL de diéthylchlorophosphate (1 éq.) et 500 mg de DMAP (0,5 éq.) dans 120 mL de Pyridine pour 24 heures.

Le milieu réactionnel est concentré, repris au CH₂Cl₂ puis lavé par une solution aqueuse d'HCl (1 M) jusqu'à pH 4. La phase organique est séchée sur MgSO₄ puis évaporée. On recueille 7,51 g du produit (53d) brut avec un rendement de 97%.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,24-1,72 (22H, m, CH₂-CH₂), 1,32 (3H, t, Me), 2,32 (2H, t, CH₂-CO₂H), 4,01-4,16 (4H, m, CH-O, CH₂-CH₂-O-P), 4,22-4,31 (4H, m, CH₃-CH₂-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 0,0 (s).

#### C/ Préparation de (55b)

$$C_{22}H_{42}O_6$$

$$MM = 403 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,5 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)}$$

<figure><img src="image_285.png" /></figure>

A une solution de 500 mg de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (1,57 mmol) dans 3 mL de Pyridine à 0°C sont ajoutés lentement 193 µL de chlorure de pivaloyle (1 éq.). Après 2 heures à 0°C, on ajoute quelques gouttes d'eau et on dilue par 30 mL d'éther. La phase organique est lavée par une solution aqueuse d'HCl (2 N), puis de NaHCO₃ (saturée) et enfin de NH₄Cl (saturé). Elle est séchée sur Na₂SO₄ puis évaporée. On recueille 625 mg du produit (55b) brut pur à 90 % avec un rendement de 89%.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,20 (9H, s, tBu), 1,24-1,72 (22H, m, CH₂-CH₂), 2,32 (2H, t, CH₂-CO₂Me), 3,37-3,42 (2H, m, CH-O), 3,67 (3H, s, O-Me), 4,06 (2H, t, CH₂-O-Piv).
### D/ Préparation de (55c)

$$C_{23}H_{48}O_{5}Si$$

$$MM = 433 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_286.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on met en réaction 1 g de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (3,15 mmol), 500 mg de chlorure de tert-butyldiméthylsilane (1,1 éq.), 50 mg de DMAP (cat.) et 0,5 mL de Et₃N (1,1 éq.) dans 15 mL de CH₂Cl₂ pour 12 heures.

Le milieu réactionnel est concentré puis repris dans 20 mL d'Et₂O. Les sels sont filtrés et l'on recueille 1,20 g du produit (55c) brut avec un rendement de 88%. Le produit sera purifié après la coupure oxydante.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,11 (6H, s, CH₃-Si), 0,91 (9H, s, tBu), 1,24-1,72 (22H, m, CH₂-CH₂), 1,39 (3H, t, Me), 2,31 (2H, t, CH₂-CO₂Me), 3,34-3,46 (2H, m, CH-O), 3,61 (2H, t, CH₂-O-Si).

### E/ Préparation de (55d)

$$C_{21}H_{43}O_{8}P$$

$$MM = 456 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_287.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on met en réaction 1 g de l'acide 9,10,16-trihydroxyhexadécanoïque (54) (3,15 mmol), 952 µL de diéthylchlorophosphate (1 éq.) et 100 mg de DMAP (0,5 éq.) dans 24 mL de Pyridine pour 12 heures.

Le milieu réactionnel est concentré, repris au CH₂Cl₂ puis lavé par une solution aqueuse d'HCl (1 M) jusqu'à pH 6. La phase organique est séchée sur MgSO₄ puis évaporée. On recueille 2,01 g du produit (55d) brut pur à 68% avec un rendement de 96%. Le produit est engagé dans l'étape de coupure oxydante sans être purifié.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,24-1,72 (22H, m, CH₂-CH₂), 1,39 (3H, t, Me), 2,32 (2H, t, CH₂-CO₂Me), 4,01-4,16 (4H, m, CH-O, CH₂-CH₂-O-P), 4,22-4,31 (4H, m, CH₃-CH₂-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 0,2 (s).

### III.1.3. Coupure oxydante de Malaprade pour l'obtention des composés (51)

$R = H$

$$C_{7}H_{14}O_{2}$$

$$MM = 130 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,35 - \text{AcOEt / Hexane (5 : 1)}$$

$$Rdt = 60\%$$

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,22-1,71 (8H, m, CH₂-CH₂), 2,40 (2H, td, CH₂-CHO), 3,63 (2H, t, CH₂-OH), 9,74 (1H, t, CHO).

<figure><img src="image_288.png" /></figure>

$R = Piv$

$$C_{12}H_{22}O_{3}$$

$$MM = 214 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,50 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 3)}$$

$$Rdt = 66\%$$

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,19 (9H, s, tBu), 1,22-1,71 (8H, m, CH₂-CH₂), 2,45 (2H, td, CH₂-CHO), 4,05 (2H, t, CH₂-O-Piv), 9,74 (1H, t, CHO).
$$
\begin{array}{l}
R = \text{TBDMS} \\
\quad C_{13}H_{28}O_2 \\
\quad \text{MM} = 244 \text{ g.mol}^{-1} \\
\quad \text{Rf} = 0,85 - \text{AcOEt / Hexane (5 : 1)} \\
\quad \text{Rdt} = 35\% \text{ à partir de (53c) - 53\% à partir de (55c)}
\end{array}
$$

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,1 (6H, s, Me-Si), 0,91 (9H, s, tBu), 1,21-1,74 (8H, m, CH₂-CH₂), 2,45 (2H, td, CH₂-CHO), 3,62 (2H, t, CH₂-O-Si), 9,79 (1H, t, CHO).

$$
\begin{array}{l}
R = P(O)(OEt)_2 \qquad C_7H_{14}O_2 \\
\quad \text{MM} = 130 \text{ g.mol}^{-1} \\
\quad \text{Rf} = 0,35 - \text{AcOEt / Hexane (5 : 1)} \\
\quad \text{Rdt} = 59\% \text{ à partir de (53d) - 69\% à partir de (55d)}
\end{array}
$$

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,34 (3H, t, CH₃), 1,22-1,72 (8H, m, CH₂-CH₂), 2,44 (2H, td, CH₂-CHO), 4,03 (2H, m, CH₂-CH₂-OH), 4,11 (4H, m, CH₃-CH₂-O), 9,76 (1H, t, CHO)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : 0,2 (s).

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on place en solution 4 mmol du diol (53) ou (55) dans 10 mL de MeOH. Dans le cas des diols (53), on additionne environ 2,5 g de NaHCO₃ en poudre pour atteindre un pH de 9. On ajoute goutte à goutte 1 éq. de NaIO₄ en suspension dans 3 mL d'eau. Au bout de 18 heures, le milieu réactionnel est évaporé, repris par du CH₂Cl₂ et neutralisé par une solution d'HCl.Et₂O. Le précipité est centrifugé, le surnageant est séché sur Na₂SO₄ puis évaporé. L'aldéhyde formé est purifié sur colonne de gel de silice avec l'éluant approprié.

### III.2. Synthèse de l'aldéhyde (52)

#### III.2.1. Préparation du dialdogalactose (57)

$$
\begin{array}{l}
C_{12}H_{18}O_6 \\
M = 258,3 \text{ g.mol}^{-1} \\
\text{Rf} = 0,18 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)}
\end{array}
$$

Dans un tétracol sous atmosphère inerte, muni d'une agitation mécanique, 3,80 mL de chlorure d'oxalyle (1,7 éq., d = 1,478 g.mL⁻¹) et 60 mL de CH₂Cl₂ sont introduits. Une fois le mélange refroidi à -55°C, une solution contenant 4,07 mL de DMSO (2,2 éq., d = 1,100 g.mL⁻¹) et 15 mL de CH₂Cl₂, est ajoutée goutte à goutte. Après 2 minutes d'agitation, la solution de 6,78 g de 1,2;3,4-di-O-isopropylidène-D-galactose (1 éq., 26,1 mmol) dans 25 mL de CH₂Cl₂, est introduite goutte à goutte. Le milieu est maintenu ainsi sous agitation pendant 15 minutes à -55°C, avant d'être réchauffé à -30°C. A ce stade, 18,3 mL d'Et₃N (5 éq., d = 0,720 g.mL⁻¹) sont ajoutés. Le mélange revenu à température ambiante, celui-ci est hydrolysé par 45 mL d'eau. La phase aqueuse est extraite 2 fois avec 45 mL de CH₂Cl₂. Les phases organiques rassemblées sont lavées 2 fois avec 45 mL d'HCl à 20% et 2 fois avec 45 mL d'une solution aqueuse de NaHCO₃ à 5%. Après extraction, les phases organiques sont séchées sur MgSO₄, filtrées. Après évaporation des solvants sous pression réduite, le résidu est purifié par chromatoflash avec un éluant AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille 6,4 g du produit attendu sous forme d'huile translucide avec un rendement de 95%.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,33 (3H, s, isopropylidène), 1,36 (3H, s, isopropylidène), 1,45 (3H, s, isopropylidène), 1,52 (3H, s, isopropylidène), 4,20 (1H, d, H₅, ³J(H₅-H₄) = 2,0 Hz), 4,40 (1H, dd, H₄, ³J(H₄-H₃) = 5,1 Hz; ³J(H₄-H₅) = 2,0 Hz), 4,63 (2H, ≈ddd, H₂ et H₃), 5,68 (1H, d, H₁, ³J(H₁-H₂) = 4,7 Hz), 9,63 (1H, s, H₆).
RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 23,9 ; 24,5 ; 25,5 ; 25,7 (isopropylidène), 70,1 ; 70,2 ; 71,4 ; 72,9 (C₂ ; C₃ ; C₄ ; C₅), 95,9 (C₁), 108,6 ; 109,4 (C₇ ; C₈), 199,8 (C₆).

IR (pastille de NaCl) : ν<sub>C=O</sub> = 1740 cm⁻¹.

### III.2.2. Préparation du phosphonoacétamide de Weinreb (58)

$$ 
\begin{array}{l} 
\mathrm{C_8H_{18NO_5P}} \\ 
\mathrm{MM} = 239 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
\mathrm{Rf} = 0,35 \text{ - AcOEt / EtOH (8 : 2)} 
\end{array} 
$$

<figure><img src="image_289.png" /></figure>

Dans un bicol muni d'une garde à chlorure et d'une ampoule à additionner, placer 891 mg de chlorure de N,O-diméthylhydroxylammonium (1 éq.) en suspension dans 40 mL de CH₂Cl₂. Ajouter goutte à goutte 1,28 mL de Et₃N et vérifier que le pH est neutre (si nécessaire, rajouter quelques gouttes de Et₃N). Additionner 1,8 g d'acide phosphonoacétique (9,2 mmol) en solution dans 60 mL de CH₂Cl₂ puis 4,1 g de BOP (1 éq.) en solution dans 20 mL de CH₂Cl₂. Finir en additionnant 1,28 mL de Et₃N (1 éq.) dilués dans 20 mL de CH₂Cl₂ et vérifier que le pH soit basique (pH ≥ 9). Après une nuit d'agitation à température ambiante, le milieu est dilué par 50 mL de CH₂Cl₂ puis lavé successivement par des solutions aqueuses de H₂SO₄ (3 x 20 mL - 2M), NaCl (10 mL - saturé), NaHCO₃ (3 x 20 mL - saturé) et NaCl (10 mL - saturé). La phase organique est séchée sur MgSO₄ puis évaporée. Le brut réactionnel est purifié sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / EtOH (8 : 2). Il faut se méfier du HMPT formé dans la réaction et qui a un Rf proche (~0,20 - traine pas mal sur CCM) de celui du produit (58) : on l'observe en RMN du proton sous forme de doublet à 2,68 ppm. On recueille 1,7 g de produit (58) attendu avec un rendement de 77%.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,37 (6H, t, CH₃-CH₂), 3,19 (2H, d, P-CH₂, ²Jₕ-ₚ = 22 Hz), 3,24 (3H, s, N-Me), 3,79 (3H, s, O-Me), 4,20 (4H, dq, CH₂-O-P)

RMN ³¹P (250 MHz, CDCl₃) : 21,37 (s).

### III.2.3. Réaction de Wittig-Horner sur le dialdogalactose (57)

$$ 
\begin{array}{l} 
\mathrm{C_{16H_{25}NO_7}} \\ 
\mathrm{MM} = 343 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
\mathrm{Rf} = 0,50 \text{ (Z)-}(59) \text{ et } 0,35 \text{ (E)-}(59) \text{ - AcOEt / Hexane (1 : 1)} 
\end{array} 
$$

<figure><img src="image_290.png" /></figure>

Sous azote, 588 µL de Diisopropylamine (1 éq.) en solution dans 30 mL de THF sont additionnés lentement à -50°C sur 3,0 mL de BuLi (1,4 M dans l'Hexane - 1 éq.) en solution dans 30 mL de THF. Le milieu réactionnel est remonté à température ambiante pour 20 minutes puis porté à -70°C pour l'addition d'une solution de 1,07 g du phosphonoacétamide de Weinreb (58) (1 éq.) dans 30 mL de THF. La réaction est conservée 15 minutes à -70°C puis remontée à température ambiante très lentement (30 à 45 minutes). 1,08 g de dialdogalactose (57) (1 éq.) en solution dans 30 mL de THF sont alors ajoutés dans le milieu réactionnel. Après 30 minutes à température ambiante, 20 mL d'une solution aqueuse saturée en NH₄Cl sont ajoutés à la réaction. Le mélange est extrait 3 fois par 40 mL de CH₂Cl₂ et la phase organique est séchée sur MgSO₄ et évaporée. 1,5 g de produit brut sont purifiés sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille 240 mg du composé (Z)-**(59)** et 655 mg du composé (E)-**(59)** avec un rendement global de 62%.

(Z)-**(59)** RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,25 (3H, s, H isopropylidène), 1,26 (3H, s, H isopropylidène), 1,42 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 3,14 (3H, s, Me-N),
3,63 (3H, s, Me-O-N), 4,25 (1H, dd, H₂), 4,55 (2H, 2 dd, H₃, H₄), 5,41 (1H, m, H₅), 5,49 (1H, d, H₁), 6,12 (1H, dd, H₆), 6,37 (1H, m, H₇); RMN ¹³C (CDCl₃, 400 MHz): 24,3 ; 25,1 ; 26,0 ; 26,1 (CH₃ isopropylidène), 32,6 (Me-N), 61,7 (Me-O-N), 65,7 (C₅), 70,3 (C₂), 71,0 (C₃), 73,5 (C₄), 96,4 (C₁), 108,8 ; 109,1 (C isopropylidène), 118,2 (C₇), 143,8 (C₆)

(E)-(59) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz): 1,25 (3H, s, H isopropylidène), 1,26 (3H, s, H isopropylidène), 1,42 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 3,10 (3H, s, Me-N), 3,65 (3H, s, Me-O-N), 4,31 (1H, dd, H₄), 4,36 (1H, dd, H₂), 4,51 (1H, m, H₅), 4,64 (1H, dd, H₃), 5,62 (1H, d, H₁), 6,68-6,73 (1H, m, H₇), 6,93 (1H, dd, H₆);

RMN ¹³C (CDCl₃, 400 MHz): 24,4 ; 24,9 ; 25,9 ; 26,1 (CH₃ isopropylidène), 32,3 (Me-N), 61,8 (Me-O-N), 67,6 (C₅), 70,5 (C₂), 70,9 (C₃), 72,7 (C₄), 96,4 (C₁), 108,7 ; 109,5 (C isopropylidène), 119,6 (C₇), 141,4 (C₆)

IR (pastille de NaCl): νCO-N = 1668 cm⁻¹, νC=C = 1639 cm⁻¹.

### III.2.4. Hydrogénation catalytique du produit (59)

$$ 
\begin{align*} 
C_{16}H_{27}NO_7 \\ 
MM = 345 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
Rf = 0,45 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)} 
\end{align*} 
$$

<figure><img src="image_291.png" /></figure>

Dans une bombe à hydrogéner, un mélange de (Z)-(59) et de (E)-(59) en solution dans 20 mL de méthanol et 50 mg de Palladium sur charbon sont placés sous 10 bars de pression d'hydrogène pour une nuit. On filtre le milieu réactionnel sur célite et on évapore sous vide. On obtient 890 mg d'une huile jaune pâle correspondant au composé (61) avec un rendement quantitatif.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz): 1,31 (3H, s, H isopropylidène), 1,35 (3H, s, H isopropylidène), 1,46 (3H, s, H isopropylidène), 1,48 (3H, s, H isopropylidène), 1,89-2,00 (2H, m, H₆), 2,46-2,76 (2H, m, H₇), 3,17 (3H, s, Me-N), 3,70 (3H, s, Me-O-N), 4,79-4,83 (1H, m, H₅), 4,17 (1H, d, H₄), 4,28 (1H, dd, H₂), 4,58 (1H, dd, H₃), 5,52 (1H, d, H₁); RMN ¹³C (CDCl₃, 400 MHz): 24,4 ; 25,0 ; 25,9 ; 26,0 (CH₃ isopropylidène), 24,9 (C₆), 27,0 (C₇), 32,3 (Me-N), 61,3 (Me-O-N), 66,5 (C₅), 70,7 (C₂), 70,9 (C₃), 73,0 (C₄), 96,5 (C₁), 108,4 ; 109,1 (C isopropylidène).

### III.2.5. Réduction du carboxamide (61) en aldéhyde (52)

$$ 
\begin{align*} 
C_{14}H_{22}O_6 \\ 
MM = 286 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
Rf = 0,45 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)} 
\end{align*} 
$$

<figure><img src="image_292.png" /></figure>

Dans un ballon sous flux d'azote à 0°C, on additionne 1,2 mL de AlLiH₄ (1M dans l'éther - 1 éq.) sur 405 mg de carboxamide (61) en solution dans 10 mL de THF. La température doit impérativement être conservée entre -3 et +5°C. Après 30 minutes, une solution de 190 mg de KHSO₄ dans 1,5 mL d'eau est additionnée au mélange réactionnel. Ce mélange est ensuite évaporé et la phase aqueuse résultante reprise 3 fois par du CH₂Cl₂. Les phases organiques sont lavées par des solutions aqueuses de HCl (3N), NaCl (sat.), NaHCO₃ (sat.) et enfin NaCl (sat.). La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ et évaporée. On recueille 292 mg du produit (52) attendu pur sans plus de purification avec un rendement de 87%.

RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz): 1,33 (3H, s, H isopropylidène), 1,36 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 1,89-2,40 (2H, m, H₆), 2,54-2,72 (2H, m, H₇), 4,74-4,83 (1H, m, H₅), 4,17 (1H, dd, H₄), 4,31 (1H, dd, H₂), 4,60 (1H, dd, H₃), 5,52 (1H, d, H₁).
### III.3. Halogénation des aldéhydes

#### III.3.1. Bromation de l'heptanal

$$C_7H_{13}BrO$$

$$MM = 193 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_293.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'un réfrigérant et d'une garde à chlorure sont mis en réaction 2,28 g d'heptanal (20 mmol), 2,8 mL de DMSO (2 éq.) et 9,21 mL de bromure de tert-butyle (4 éq.) à reflux (~65°C) pendant 6 heures. Le milieu réactionnel est plongé dans un mélange eau / éther (50 : 50) et la phase organique est lavée à l'eau, séchée sur $Na_2SO_4$ et évaporée. Le brut obtenu est distillé sous vide : 30°C sous 15 mmHg. On recueille 1,0 g du produit (62) attendu ainsi qu'un peu (15%) de produit α-dibromé (40°C sous 15 mmHg).

RMN ¹H (CDCl₃, 200 MHz) : 0,90 (3H, t, H₇), 1,11-1,52 (6H, m, H₄, H₅, H₆), 1,78-2,12 (2H, m, H₃), 4,19 (1H, td, H₂), 9,43 (1H, d, H₁).

#### III.3.2. Iodation d'aldéhyde

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure et à l'abri de la lumière sont mis en réaction 3 mmol d'aldéhyde, du chlorure de mercure ainsi que du diïode dans 10 mL de $CH_2Cl_2$. La suspension est agitée 2 à 4 heures à température ambiante puis filtrée. Le filtrat est lavé par une solution aqueuse de $Na_2S_2O_3$ (0,1N) fraîchement préparée puis de KI (sat.). La phase organique est séchée sur $Na_2SO_4$ puis évaporée. Le produit est utilisé brut pour la réaction de Perkow.

<table><thead><tr><th>Substrat aldéhydique</th><th>Système d'halogénation</th><th>Produit obtenu</th><th>Rdt%</th></tr></thead><tbody><tr><td>CH<sub>3</sub>CHO</td><td>0,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 2h</td><td>CH<sub>3</sub>CHO<br>63<br>C<sub>4</sub>H<sub>7</sub>IO<br>MM = 198 g.mol<sup>-1</sup></td><td>100</td></tr><tr><td>HO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>51a</td><td>0,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 4h</td><td>HO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>64a<br>C<sub>7</sub>H<sub>13</sub>IO<sub>2</sub><br>MM = 256 g.mol<sup>-1</sup></td><td>97</td></tr><tr><td>PivO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>51b</td><td>0,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 4h</td><td>PivO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>64b<br>C<sub>12</sub>H<sub>21</sub>IO<sub>3</sub><br>MM = 340 g.mol<sup>-1</sup></td><td>98</td></tr><tr><td>TDMSO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>51c</td><td>0,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 4h</td><td>HO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>64a<br>C<sub>7</sub>H<sub>13</sub>IO<sub>2</sub><br>MM = 256 g.mol<sup>-1</sup></td><td>90</td></tr><tr><td>(EtO)<sub>2</sub>(O)PO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>51d</td><td>1,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 4h</td><td>(EtO)<sub>2</sub>(O)PO-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>64d<br>C<sub>11</sub>H<sub>22</sub>IO<sub>5</sub>P<br>MM = 392 g.mol<sup>-1</sup></td><td>98</td></tr><tr><td>MeOOC-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>51e</td><td>0,5 HgCl<sub>2</sub> /<br>1 I<sub>2</sub> / 4h</td><td>MeOOC-CH<sub>2</sub>-CH<sub>2</sub>-CHO<br>64e<br>C<sub>10</sub>H<sub>17</sub>IO<sub>3</sub><br>MM = 312 g.mol<sup>-1</sup></td><td>90</td></tr></tbody></table>
<figure><img src="image_294.png" /></figure>

0,5 HgCl₂/
1 I₂ / 4h

<figure><img src="image_295.png" /></figure>

C₁₄H₂₁IO₆
MM = 412 g.mol⁻¹

0

### III.4. Obtention des phosphates d'énol (66), (67), (68)

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure et à 0°C est additionné 1 éq. de trialkylphosphite sur 1 mmol d'aldéhyde α-halogéné. Le mélange réactionnel est laissé remonter à température ambiante pour une nuit. La réaction est évaporée sous vide poussé et l'on recueille le phosphate d'énol attendu avec un bon degré de pureté et un rendement quantitatif.

(66)

<figure><img src="image_296.png" /></figure>

C₉H₁₉O₄P

MM = 222 g.mol⁻¹

Ratio E/Z : 71/29

Rendement : 100 %

<figure><img src="image_297.png" /></figure>

<figure><img src="image_298.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 0,89 (3H, t, H₇), 1,21-2,54 (8H, m, H₃, H₄, H₅, H₆), 3,53 (6H, d, CH₃-O), 4,88 (0,29H, tdd, H₂, stéréoisomère Z), 5,45 (0,71H, tdd, H₂, stéréoisomère E), 6,38 (0,7H, m, H₁, stéréoisomère E), 6,76 (0,29H, dd, H₁, stéréoisomère Z)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -0,81 (s, stéréoisomère Z), -1,19 (s, stéréoisomère E).

(67)

<figure><img src="image_299.png" /></figure>

C₆H₁₃O₄P

MM = 180 g.mol⁻¹

Ratio E/Z : 58/42

Rendement : 100 %

<figure><img src="image_300.png" /></figure>

<figure><img src="image_301.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,00 (3H, t, CH₃-CH₂); 2,00 (0,84H, td, CH₃-CH₂); 2,17 (1,16H, td, CH₃-CH₂); 3,82 (6H, 2 d, CH₃-O-P, Jₐₚ = 11,25 Hz, stéréoisomère Z et E); 4,89 (0,58H, td, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,49 (0,42H, td, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,39 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -0,88 (s, stéréoisomère Z), -1,20 (s, stéréoisomère E).

(68a)

<figure><img src="image_302.png" /></figure>

<figure><img src="image_303.png" /></figure>

<figure><img src="image_304.png" /></figure>
$C_9H_{19}O_5P$

MM = 238 g.mol⁻¹

Ratio E/Z : 28/72

Rendement : 100 %

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,25-2,23 (8H, m, CH₂); 2,36 (2H, t, CH₂-OH); 3,80 (6H, 2 d, CH₃-O-P, Jₐₚ = 11,78 Hz, stéréosiomère Z et E); 4,82-5,03 (0,28H, m, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,17-5,52 (0,72H, m, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,34-6,45 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -1,23 (s, phosphate d'énol E); -0,81 (s, phosphate d'énol Z)

MS (FAB +) : m/z 339 ([M+H]⁺, 21 %) ; MS (FAB -) : m/z 337 ([M-H]⁻, 18 %)

IR (pastille de NaCl) : νₚ-O-C = 1021 cm⁻¹, νₚ=O = 1279 cm⁻¹, νC=C = 1670 cm⁻¹, νOH = 3300 cm⁻¹.

(68b)

Substrat aldéhydique

64b

trialkylphosphite
(MeO)₃P

Produit obtenu

68b

$C_{14}H_{27}O_6P$

MM = 322 g.mol⁻¹

Ratio E/Z : 61/39

Rendement : 100 %

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,22 (9H, s, tBu); 1,30-2,28 (8H, m, CH₂); 3,83 (6H, 2 d, CH₃-O-P, Jₐₚ = 11,25 Hz, stéréosiomère Z et E); 4,89 (0,61H, td, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,46 (0,39H, td, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,41 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -1,23 (s, phosphate d'énol E); -0,80 (s, phosphate d'énol Z)

MS (FAB +) : m/z 323 ([M+H]⁺, 100 %)

IR (pastille de NaCl) : νₚ-O-C = 1021 cm⁻¹, νₚ=O = 1279 cm⁻¹, νC=C = 1670 cm⁻¹, νOH = 3300 cm⁻¹.

(68c)

Substrat aldéhydique

64d

trialkylphosphite
(MeO)₃P

Produit obtenu

68c

$C_{13}H_{28}O_8P_2$

MM = 374 g.mol⁻¹

Ratio E/Z : 52/48

Rendement : 100 %

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,35 (6H, t, CH₃-CH₂); 1,30-2,50 (8H, m, CH₂); 3,82 (6H, 2 d, CH₃-O-P, Jₐₚ = 11,25 Hz, stéréosiomère Z et E); 4,03 (4H, q, CH₂-CH₂-O-P); 4,13 (4H, td, CH₃-CH₂-O-P); 4,88 (0,58H, td, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,45 (0,42H, td, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,39 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -1,26 (s, phosphate d'énol Z); -0,83 (s, phosphate d'énol E); 0,40 (s, phosphate)

RMN ¹³C (CDCl₃, 250 MHz) : 15,9 (CH₃-CH₂); 23,0-30,1 (4 CH₂); 54,4 (CH₃-O-P); 62,7 (CH₂-CH₂-O-P); 67,3 (CH₃-CH₂-O-P); 116,1 (CH=CH-O); 134,8 (CH=CH-O)

MS (FAB +) : m/z 375 ([M+H]⁺, 100 %)

IR (pastille de NaCl) : νₚ-O-C = 1015 cm⁻¹, νₚ=O = 1271 cm⁻¹, νC=C = 1665 cm⁻¹.
(68d)

<figure><img src="image_305.png" /></figure>

$$C_{15}H_{32}O_8P_2$$

$$\text{MM} = 402 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Ratio E/Z} : 48/52$$

$$\text{Rendement : 100 \%}$$

trialkylphosphite

$$(EtO)_3P$$

<figure><img src="image_306.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,35 (12H, t, CH₃-CH₂); 1,30-2,50 (8H, m, CH₂); 4,03 (4H, q, CH₂-CH₂-O-P); 4,09-4,17 (8H, m, CH₃-CH₂-O-P); 4,88 (0,58H, td, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,45 (0,42H, td, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,39 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃, 250 MHz) : -1,26 (s, phosphate d'énol Z); -0,83 (s, phosphate d'énol E); 0,40 (s, phosphate)

RMN ¹³C (CDCl₃, 250 MHz) : 15,9 (CH₃-CH₂); 23,0-30,1 (4 CH₂); 62,7 (CH₂-CH₂-O-P); 67,3 (CH₃-CH₂-O-P); 116,1 (CH=CH-O); 134,8 (CH=CH-O)

MS (FAB +) : m/z 403 ([M+H]⁺, 100 %)

IR (pastille de NaCl) : $\nu_{P-O-C} = 1015 \text{ cm}^{-1}$, $\nu_{P=O} = 1271 \text{ cm}^{-1}$, $\nu_{C=C} = 1665 \text{ cm}^{-1}$.

(68e)

<figure><img src="image_307.png" /></figure>

$$C_{12}H_{23}O_6P$$

$$\text{MM} = 294 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Ratio E/Z} : 45/55$$

$$\text{Rendement : 100 \%}$$

trialkylphosphite

$$(MeO)_3P$$

<figure><img src="image_308.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,30-2,50 (10H, m, CH₂); 2,32 (2H, t, CH₂-CO₂Me); 3,68 (3H, s, CO₂Me); 3,82 (6H, 2 d, CH₃-O-P, $J_{H-P} = 11,23 \text{ Hz}$, stéréoisomère Z et E); 4,88 (0,45H, td, CH₂-CH, stéréoisomère Z); 5,45 (0,55H, td, CH₂-CH, stéréoisomère E); 6,39 (1H, m, CH-O-P)

RMN ³¹P (CDCl₃) : -1,25 (s, phosphate d'énol Z); -0,83 (s, phosphate d'énol E)

MS (FAB +) : m/z 295 ([M+H]⁺, 54 %)

IR (pastille de NaCl) : $\nu_{P-O-C} = 1015 \text{ cm}^{-1}$, $\nu_{P=O} = 1271 \text{ cm}^{-1}$, $\nu_{C=C} = 1736 \text{ cm}^{-1}$.

### III.5. Hydroalumination-phosphorylation d'aldéhyde α-β insaturé

#### III.5.1. Préparation de l'aldéhyde α-β insaturé (71)

$$C_{14}H_{20}O_6$$

$$\text{MM} = 284 \text{ g.mol}^{-1}$$

Dans un ballon sous flux d'azote à 0°C, on additionne 1,2 mL de AlLiH₄ (1M dans l'éther - 1 éq.) sur 405 mg de carboxamide (59) en solution dans 10 mL de THF. La température doit impérativement être conservée entre -3 et +5°C. Après 30 minutes, une solution de 190 mg de KHSO₄ dans 1,5 mL d'eau est additionnée au mélange réactionnel. Ce mélange est ensuite évaporé et la phase aqueuse résultante reprise 3 fois

<figure><img src="image_309.png" /></figure>
par du CH₂Cl₂. Les phases organiques sont lavées par des solutions aqueuses de HCl (3N), NaCl (sat.), NaHCO₃ (sat.) et enfin NaCl (sat.). La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ et évaporée. On recueille 292 mg du produit (71) attendu, pur sans plus de purification avec un rendement de 87%. Il est à noter que l'on obtient le produit (E) très maoritairement (91 %)

(E)-(71) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,31 (3H, s, H isopropylidène), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,39 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 4,32 (1H, dd, H₄), 4,35 (1H, dd, H₂), 4,54 (1H, m, H₅), 4,65 (1H, dd, H₃), 5,58 (1H, d, H₁), 6,35 (1H, ddd, H₇), 6,77 (1H, dd, H₆).

### III.5.2. Préparation du 2,3-4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69)

#### A/ Synthèse du D-arabinose-diéthyldithiocétal

$$C_9H_{20}O_4S_2$$

$$MM = 256 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\theta_{\text{fus}} = 127^{\circ}\text{C}$$

<figure><img src="image_310.png" /></figure>

Dans un tétracol de 250 mL muni d'une agitation mécanique, 25,0 g de D-arabinose (166,5 mmol) sont solubilisés dans 21,0 mL d'acide chlorhydrique (12M). Le milieu est agité pendant 10 minutes puis refroidi à 0°C. 25,0 g d'EtSH (2,4 éq.) sont alors ajoutés petit à petit. Après 60 minutes d'agitation un produit solide s'est formé, 50,0 mL d'EtOH froid sont alors ajoutés. Après homogénéisation du milieu, celui-ci est filtré sur fritté et lavé 4 fois avec 25,0 mL d'éthanol froid. On obtient le produit attendu avec un rendement de 80%.

#### B/ Synthèse du 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose-diéthyldithiocétal

$$C_{15}H_{28}O_4S_2$$

$$MM = 337 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$Rf = 0,30 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 9)}$$

<figure><img src="image_311.png" /></figure>

Dans un tétracol de 500 mL muni d'un réfrigérant surmonté d'une garde à chlorure, 265,0 mL d'acétone (37 éq.) sont introduits et refroidis à 0°C. 4,5 mL d'acide sulfurique (36N) sont alors introduits. Après 5 minutes d'agitation, 24,9 g de D-arabinose-diéthyldithiocétal (1 éq.) sont introduits. Le milieu est alors agité pendant 24 heures à température ambiante, au terme desquelles il est neutralisé par 100 g de Na₂CO₃ anhydre. Après filtration sur fritté, le filtrat est mis sous agitation avec 12,5 g de CuSO₄ anhydre pendant 24h. Le milieu est à nouveau filtré sur fritté, et le filtrat est évaporé sous pression réduite. Le gel obtenu est alors purifié par chromatoflash sur silice, à l'aide d'un éluant AcOEt / Hexane (1 : 9). On recueille 26,6 g du produit attendu avec un rendement de 81%.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,28 (6H, ≈dt, CH₃-CH₂), 1,35 (3H, s, H isopropylidène), 1,38 (3H, s, H isopropylidène), 1,42 (3H, s, H isopropylidène), 1,46 (3H, s, H isopropylidène), 2,70-2,80 (4H, m, CH₃-CH₂), 3,90-4,20 (5H, m, H₂, H₃, H₄, H₅), 4,31 (1H, m, H₁)

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 14,3 ; 14,4 (C₇, C₇'), 24,9 ; 25,2 (C₆, C₆'), 25,2 ; 26,6 ; 27,0 ; 27,3 (C isopropylidène), 52,3 (C₁), 67,7 (C₅), 77,1 ; 79,1 ; 84,4 (C₂, C₃, C₄), 109,7 ; 110,2 (C₈, C₉).
### C/ Passage au 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{11}\mathrm{H}_{18}\mathrm{O}_{5} \\
\mathrm{MM} = 230 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,35 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)}
\end{array}
 $$

<figure><img src="image_312.png" /></figure>

Dans un tétracol de 250 mL muni d'un réfrigérant, 10,0 g de 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose-diéthyldithiocétal (29,8 mmol) sont dissous dans un mélange de 89,0 mL d'acétone et 7,4 mL d'eau (12/1). Le milieu est porté à 30°C pendant 10 minutes, à l'issue desquelles 16,6 g de HgO (2,6 éq.) et 16,6 g de HgCl₂ (2,1 éq.) sont ajoutés en une seule fois. Le milieu est agité 3 heures à 30°C, puis 1 heure à 50°C, et enfin 1 heure à reflux. Après retour à température ambiante, le milieu est filtré sur célite. Le filtrat est alors évaporé sous pression réduite. Le résidu obtenu est repris avec 250 mL de CHCl₃, puis lavé 3 fois avec 45 mL d'une solution saturée de KI (phase organique au dessus) et avec 165 mL d'eau. La phase organique est séchée sur MgSO₄, filtrée et évaporée sous pression réduite. Le gel obtenu est purifié par chromatoflash, à l'aide d'un éluant AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille 5,87 g du produit (69) attendu avec un rendement de 86%.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,30 (3H, s, H isopropylidène), 1,36 (3H, s, H isopropylidène), 1,39 (3H, s, H isopropylidène), 1,43 (3H, s, H isopropylidène), 3,80-4,30 (4H, m, H₃, H₄, H₅), 4,40 (1H, d, H₂, ³J(H₂-H₁) = 1,0 Hz ; ³J(H₂-H₃) = 6,0 Hz), 9,77 (1H, d, H₁, ³J(H₁-H₂) = 1,0 Hz)

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 25,0 ; 26,2 ; 26,7 ; 26,9 (C isopropylidène), 66,9 (C₅), 76,4 ; 77,7 (C₃, C₄), 83,2 (C₂), 110,0 ; 111,8 (C₆, C₇), 199,8 (C₁)

IR (pastille de NaCl) : ν<sub>C=O</sub> = 1726 cm⁻¹.

### III.5.3. Préparation de l'aldéhyde α-β-insaturé (73)

#### A/ Réaction de Wittig-Horner sur le 2,3;4,5-di-O-isopropylidène-D-arabinose (69)

$$ 
\begin{array}{l}
\mathrm{C}_{15}\mathrm{H}_{25}\mathrm{NO}_{6} \\
\mathrm{MM} = 315 \text{ g.mol}^{-1} \\
\mathrm{Rf} = 0,55 - \text{AcOEt / Hexane (6 : 4)}
\end{array}
 $$

Sous azote, 338 µL de Diisopropylamine (1 éq.) en solution dans 15 mL de THF sont additionnés lentement à -50°C sur 1,51 mL de BuLi (1,4 M dans l'Hexane - 1 éq.) en solution dans 15 mL de THF. Le milieu réactionnel est remonté à température ambiante pour 20 minutes puis porté à -70°C pour l'addition d'une solution de 616 mg du phosphonoacétamide de Weinreb (58) (1 éq.) dans 15 mL de THF. La réaction est conservée 15 minutes à -70°C puis remontée à température ambiante très lentement (30 à 45 minutes). 556 mg de (69) (2,42 mmol) en solution dans 15 mL de THF sont alors ajoutés dans le milieu réactionnel. Après 30 minutes à température ambiante, 12 mL d'une solution aqueuse saturée en NH₄Cl sont ajoutés à la réaction. Le mélange est extrait 3 fois par 20 mL de CH₂Cl₂ et la phase organique séchée sur MgSO₄ et évaporée. 1,5 g de produit brut sont purifiés sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (6 : 4). On recueille 749 mg du mélange des deux oléfines (Z)-(-72) (17%) et (E)-(-72) (83%) avec un rendement global de 98%.

<figure><img src="image_313.png" /></figure>

(Z)-(-72) RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,37 (3H, s, H isopropylidène), 1,45 (3H, s, H isopropylidène), 1,44 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 3,23 (3H, s, Me-N), 3,69 (3H, s, Me-O-N), 3,90-4,38 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 5,33 (1H, tl, H₄), 6,07 (1H, dd, H₃), 6,44-6,53 (1H, m, H₂)
RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 25,3 ; 26,7 ; 26,9 ; 27,0 (Me isopropylidène), 64,6 (C₇), 72,9 (C₆), 79,4 (C₅), 81,2 (C₄), 110,1 (C isopropylidène), 119,2 (d, C₂), 143,8 (C₃), 192,1 (C₁)

(E)-(72) RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,37 (3H, s, H isopropylidène), 1,45 (3H, s, H isopropylidène), 1,44 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 3,28 (3H, s, Me-N), 3,73 (3H, s, Me-O-N), 3,90-4,38 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 4,62 (1H, ddd, H₄), 6,75 (1H, dd, H₂), 7,05 (1H, dd, H₃)

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 25,3 ; 26,7 ; 26,8 ; 27,0 (Me isopropylidène), 67,4 (C₇), 72,5 (C₆), 78,2 (C₅), 80,6 (C₄), 110,1 (C isopropylidène), 119,2 (d, C₂), 143,8 (C₃), 192,1 (C₁)

B/ Réduction du carboxamide (72) en aldéhyde α-β insaturé (73)

$C_{13}H_{20}O_5$

$$ \text{MM} = 256 \text{ g.mol}^{-1} $$

$$ \text{Rf} = 0,50 - \text{AcOEt} / \text{Hexane (6 : 4)} $$

<figure><img src="image_314.png" /></figure>

Dans un ballon sous flux d'azote à 0°C, on additionne 2,32 mL de AlLiH₄ (1M dans l'éther - 1 éq.) sur 730 mg de carboxamide (72) (2,31 mmol) en solution dans 20 mL de THF. La température doit impérativement être conservée entre -3 et +5°C. Après 30 minutes, une solution de 375 mg de KHSO₄ dans 3,0 mL d'eau est additionnée au mélange réactionnel. Ce mélange est ensuite évaporé et la phase aqueuse résultante reprise 3 fois par du CH₂Cl₂. Les phases organiques sont lavées par des solutions aqueuses de HCl (3N), NaCl (sat.), NaHCO₃ (sat.) et enfin NaCl (sat.). La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ et évaporée. On recueille 423 mg du produit (73) attendu pur sans plus de purification avec un rendement de 71%. Il est à noter que l'on obtient le produit (E) de façon très majoritaire (>95%).

(E)-(73) RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,38 (3H, s, H isopropylidène), 1,43 (3H, s, H isopropylidène), 1,44 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 3,62-4,23 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 4,67 (1H, ddd, H₄), 6,46 (1H, ddd, H₂), 6,92 (1H, dd, H₃), 9,62 (1H, d, H₁)

IR (pastille de NaCl) : νC=O = 1721 cm⁻¹, νC=C = 1690 cm⁻¹.

### III.5.4. Hydroalumination-phosphorylation des aldéhydes α-β insaturés (71) et (73)

<figure><img src="image_315.png" /></figure>

$C_{18}H_{31}O_9P$

$$ \text{MM} = 422 \text{ g.mol}^{-1} $$

<figure><img src="image_316.png" /></figure>

$C_{17}H_{31}O_8P$

$$ \text{MM} = 394 \text{ g.mol}^{-1} $$

Dans un tétracol parfaitement sec et sous azote, 0,05 éq. (MM = 190 g.mol⁻¹) de CuI préalablement séchés sont mis en suspension dans 4 mL de THF anhydre à -50°C. 0,05 éq. de MeLi (1,6 M dans l'éther) sont additionnés à la suspension goutte à goutte. 1,5 éq. de HMPT (MM = 179 g.mol⁻¹ - d = 1,03 g.mL⁻¹) sont ensuite ajoutés suivis de 1,1 éq. de DIBAL (1,5 M dans le Toluène). Le milieu réactionnel est maintenu à -50°C pendant 30 minutes avant d'ajouter 1,5 mmol d'aldéhyde α-β insaturé (71) ou (73) en solution dans 4 mL de THF. La réaction est conservée une heure à -50°C avant d'ajouter 1,1 éq. de MeLi (1,6 M dans l'éther). Après 15 minutes à -50°C, 1,1 éq. de
chlorophosphate de diéthyle (MM = 172 g.mol⁻¹ - d = 1,194) sont ajoutés et la réaction est maintenue 2 heures à -50°C avant de remonter à température ambiante pour une nuit. Le pH est alors de 6-7. Le THF est évaporé sous vide et la pâte obtenue est reprise à l'éther. Les sels qui précipitent sont centrifugés et le filtrat évaporé. Ce dernier est repris dans du CH₂Cl₂ (25 mL), lavé rapidement pas un minimum d'eau (~ 5 mL), séché sur Na₂SO₄ puis évaporé. Une colonne très rapide (le produit est en tête de colonne et doit rester moins de 15 minutes sur la silice) sur fritté est réalisé afin d'éliminer les derniers sels ainsi que le chlorophosphate résiduel. La colonne est éluée par un mélange AcOEt / Hexane (6 : 4). On recueille 35% de produit attendu (74) ou (75) (60 % (E) / 40 % (Z)) d'un bon degré de pureté.

Une colonne « classique » de moins de deux heures dégrade la totalité du produit.

### (74)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,31 (3H, s, H isopropylidène), 1,32 (3H, s, H isopropylidène), 1,34 (6H, t, CH₃-CH₂), 1,39 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 2,22-2,53 (2H, m, H₆), 4,32-4,65 (8H, m, H₂, H₃, H₄, H₅, CH₃-CH₂-O), 5,60 (1H, d, H₁), 6,38 (0,55H, ddd, H₇(Z)), 6,51 (0,45H, dd, H₇(E)), 6,78 (0,55H, dd, H₈(Z)), 6,87-7,05 (0,45H, m, H₈(E));

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,84 (s, composé (E)), -0,70 (s, composé (Z));

RMN ¹³C (CDCl₃, 400 MHz) : 24,4 ; 24,9 ; 25,9 ; 26,1 (CH₃ isopropylidène), 29,6 (C₆), 67,6 (C₅), 70,5 (C₂), 70,9 (C₃), 72,7 (C₄), 96,4 (C₁), 108,7 ; 109,5 (C isopropylidène), 132,8 (C₇), 151,5 (C₈).

### (75)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,27 ; 1,29 ; 1,31 ; 1,34 (18H, m, isopropylidène ; CH₃-CH₂), 2,16 (1H, dd, H₃), 2,40 (1H, ddd, H'₃), 3,84-4,20 (9H, m, H₄, H₅, H₆, H₇, CH₃-CH₂-O), 5,01 (0,4H, dt, H₂(Z)), 5,46 (0,6H, ddt, H₂(E)), 5,60-6,02 (0,4H, m, H₁(Z)), 6,41 (0,6H, dd, H₁(E));

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -4,60 (s);

RMN ¹³C (400 MHz, CDCl₃) : 16,1 ; 16,2 (CH₃-CH₂), 25,2 ; 26,7 ; 27,0 ; 27,2 (isopropylidène), 30,6 (C₃), 64,3 ; 64,4 (CH₃-CH₂), 67,8 (C₇), 77,1 (C₆), 79,8 (C₅), 80,2 (C₄), 110,2 ; 110,3 (C isopropylidène), 112,3 ; 112,4 (C₂), 137,7 (C₁).

## III.6. Synthèse de la molécule cible V

C₁₅H₃₄O₈P₂
MM = 404 g.mol⁻¹
Rf = 0,65 - Acétone / EtOH (9 : 1)

<figure><img src="image_317.png" /></figure>

### III.6.1. Diphosphorylation de l'heptanediol

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, 1 g d'heptanediol (7,57 mmol) et 100 mg de DMAP (0,1 éq.) sont mis en suspension dans 25 mL de pyridine. 4,4 mL de chlorophosphate de diéthyle (4 éq.) sont additionnés goutte à goutte et la réaction est abandonnée à température ambiante pendant 24 heures. La pyridine est évaporée sous vide poussé et le résidu obtenu est purifié sur colonne de gel de silice éluée par un mélange Acétone / EtOH (9 : 1). 2,75 g du produit V pur sont obtenus avec un rendement de 90%.

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,38 (12H, t, CH₃), 1,32-1,93 (10H, m, CH₂-CH₂), 4,04 (4H, q, CH₂-CH₂-O), 4,11 (8H, qd, CH₃-CH₂)

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,68 (s).

### III.6.2. Hydrogénation du phosphate d'énol IV

Dans une bombe à hydrogéner, 400 mg de (IV=68d) (5mmol) et en solution dans 10 mL d'éthanol et 50 mg de Palladium sur charbon sont placés sous 2 bars de pression d'hydrogène pour
une nuit. On filtre le milieu réactionnel sur célite et on évapore sous vide. On obtient une huile jaune pâle. (V) est obtenu pur sans plus de purification avec un rendement quantitatif.
# DEUXIEME PARTIE

## Synthèse
d'inhibiteurs de la DAH7PS
# I - Synthèse du phosphate d'énol VI

## I.1. Monophosphorylation de l'hexanediol

$$ 
\begin{array}{l} 
\mathrm{C}_{10}\mathrm{H}_{23}\mathrm{O}_{5}\mathrm{P} \\ 
\mathrm{MM} = 254 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
\mathrm{Rf} = 0,60 \text{ - Acétone / EtOH (9 : 1)} 
\end{array} 
$$

<figure><img src="image_318.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, on met en réaction 1 g d'hexanediol (8,47 mmol), 1,22 mL de diéthylchlorophosphate (1 éq.) et 500 mg de DMAP (0,5 éq.) dans 25 mL de pyridine pour 24 heures.

Le milieu réactionnel est concentré, repris au $CH_2Cl_2$ puis lavé par une solution aqueuse d'HCl (1M). La phase organique est séchée sur $MgSO_4$ puis évaporée. Le brut réactionnel est purifié sur colonne de gel de silice éluée avec un mélange Acétone / EtOH (9 : 1). On recueille 555 mg du produit (76) pur avec un rendement de 26%.

* RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,34 (6H, t, CH₃), 1,36-1,76 (8H, m, CH₂-CH₂), 3,64 (2H, t, CH₂-OH), 4,04 (2H, q, CH₂-CH₂-O-P), 4,11 (4H, qd, CH₃-CH₂)

* RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 16,1 (d, CH₃-CH₂), 25,0 ; 25,1 ; 30,1 ; 30,2 (CH₂), 62,6 (CH₂-OH), 63,7 (d, CH₃-CH₂-O-P), 67,4 (d, CH₂-CH₂-O-P)

* RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,69 (s).

## I.2. Oxydation de l'alcool primaire de (76)

$$ 
\begin{array}{l} 
\mathrm{C}_{10}\mathrm{H}_{21}\mathrm{O}_{5}\mathrm{P} \\ 
\mathrm{MM} = 252 \text{ g.mol}^{-1} \\ 
\mathrm{Rf} = 0,60 \text{ - Acétone} 
\end{array} 
$$

<figure><img src="image_319.png" /></figure>

Dans un ballon sous azote et à -55°C, 320 µL de chlorure d'oxalyle (1,7 éq.) sont mis en solution dans 5 mL de $CH_2Cl_2$. On ajoute goutte à goutte 337 µL de DMSO (2,2 éq.) dilués dans 1,0 mL de $CH_2Cl_2$ et 5 minutes après, 550 mg de (76) en solution dans 2,5 mL de $CH_2Cl_2$. La réaction est conservée 20 minutes à -55°C avant de remonter à -30°C pour ajouter 1,55 mL de $Et_3N$ (5 éq.). On remonte à température ambiante pour 2 heures. On ajoute 4 mL d'eau. Les phases sont décantées, séparées et la phase aqueuse est extraite deux fois par du $CH_2Cl_2$. Les phases organiques rassemblées sont lavées successivement par des solutions aqueuses de HCl (1N) et $NaHCO_3$ (5%) puis séchées sur $Na_2SO_4$, filtrées et concentrées. Le brut réactionnel est purifié par une colonne sur gel de silice éluée à l'acétone. On recueille 325 mg du produit (77) pur attendu avec un rendement de 60%.

* RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,35 (6H, t, CH₃), 1,38-1,78 (6H, m, CH₂-CH₂), 2,47 (2H, dt, CH₂-CHO), 4,04 (2H, q, CH₂-CH₂-O-P), 4,11 (4H, qd, CH₃-CH₂), 9,78 (1H, t, CHO)

* RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,71 (s).
## I.3. Préparation du phosphate d'énol VI

### I.3.1. Iodation de l'aldéhyde (77)

$$ \begin{gathered} \mathrm{C}_{10}\mathrm{H}_{20}\mathrm{IO}_{5}\mathrm{P} \\ \mathrm{MM} = 372 \ \mathrm{g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_320.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure et à l'abri de la lumière sont mis en réaction 300 mg d'aldéhyde (77) (1,19 mmol), 485 mg de chlorure de mercure (1,5 éq.) ainsi que 286 mg de diiode (1 éq.) dans 4 mL de $\mathrm{CH}_{2}\mathrm{Cl}_{2}$. La suspension est agitée 4 heures à température ambiante puis filtrée. Le filtrat est lavé par une solution aqueuse de $\mathrm{Na}_{2}\mathrm{S}_{2}\mathrm{O}_{3}$ (0,1N) fraîchement préparée puis de KI (sat.). La phase organique est séchée sur $\mathrm{Na}_{2}\mathrm{SO}_{4}$ puis évaporée. On recueille 355 mg de produit (78) brut avec 80% de rendement. Il est utilisé brut pour la réaction de Perkow.

### I.3.2. Réaction de Perkow sur l'aldéhyde α-iodé (78)

$$ \begin{gathered} \mathrm{C}_{12}\mathrm{H}_{26}\mathrm{O}_{8}\mathrm{P}_{2} \\ \mathrm{MM} = 360 \ \mathrm{g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_321.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure et à 0°C sont additionnés 200 µL de triméthylphosphite (1 éq.) sur l'aldéhyde (78) α-iodé obtenu précédemment. Le mélange réactionnel est laissé remonter à température ambiante pour une nuit. La réaction est évaporée sous vide poussé et l'on recueille 340 mg du phosphate d'énol (VI) attendu avec un bon degré de pureté et un rendement quantitatif.

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,35 (6H, t, CH₃), 1,42-1,78 (4H, m, CH₂-CH₂), 2,01 (0,56H, dt~q, CH₂-CH (E)), 2,19 (0,44H, dt~q, CH₂-CH (Z)), 3,82 (3,36H, d, Me-O-P (E)), 3,83 (2,64H, d, Me-O-P (Z)), 4,05 (2H, q, CH₂-CH₂-O-P), 4,12 (4H, qd, CH₃-CH₂), 4,87 (0,44H, ddt, CH-O-P (Z)), 5,45 (0,56H, ddt, CH-O-P (E)), 6,41 (1H, m, CH₂-CH (E+Z))

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 16,1 (d, CH₃-CH₂), 23,2 (s, CH₂-CH (Z)), 24,9 (s, CH₂), 25,3 (s, CH₂-CH (E)), 26,4 (s, CH₂), 54,7 (d, Me-O-P), 63,7 (d, CH₃-CH₂-O-P), 62,7 (d, CH₂-CH₂-O-P), 115,3 (d, CH-O (Z)), 116,7 (d, CH-O (E)), 135,1 (d, CH₂-CH (Z)), 136,1 (d, CH₂-CH (E))

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,70 (s, phosphate), -1,93 (s, phosphate d'énol (E)), -2,38 (s, phosphate d'énol (Z)).

## II - Synthèse des hexane-1,6-diphosphates VII et VII'

### II.1. Synthèse de l'hexane-1,6-diphosphate VII

$$ \begin{gathered} \mathrm{C}_{14}\mathrm{H}_{32}\mathrm{O}_{8}\mathrm{P}_{2} \\ \mathrm{MM} = 390 \ \mathrm{g.mol}^{-1} \\ \mathrm{Rf} = 0,7 \text{ - Acétone / EtOH (9 : 1)} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_322.png" /></figure>

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, 1 g d'hexanediol (8,47 mmol) et 100 mg de DMAP (0,1 éq.) sont mis en suspension dans 25 mL de pyridine. 4,4 mL de chlorophosphate de diéthyle (4 éq.) sont additionnés goutte à goutte et la réaction est abandonnée à température ambiante pendant 24 heures. La pyridine est évaporée sous vide poussé et le résidu obtenu est purifié sur
colonne de gel de silice éluée par un mélange Acétone / EtOH (9 : 1). 3,00 g du produit **VII** pur sont obtenus avec un rendement de 91%.

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,38 (12H, t, CH₃), 1,32-1,93 (8H, m, CH₂-CH₂), 4,04 (4H, q, CH₂-CH₂-O), 4,11 (8H, qd, CH₃-CH₂)

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : -0,68 (s).

## II.2. Synthèse de l'hexane-1,6-diphosphate VII'

$$C_{14}H_{32}O_8P_2$$

$$\text{MM} = 278 \text{ g.mol}^{-1}$$

<figure><img src="image_323.png" /></figure>

Dans un ballon sous azote à 0°C, 1 g d'hexanediol (8,47 mmol) est additionné sur 1,6 mL de POCl₃ (2 éq.). Après 4 heures à 0°C, la réaction est abandonnée une nuit à température ambiante. Le brut obtenu est dilué dans 4,2 mL d'acétonitrile placé à 0°C et 6 g d'AgNO₃ (4 éq.) en suspension dans un mélange eau / Acétonitrile (1 : 1) sont ajoutés. Après 6 heures d'agitation, la réaction est placée une nuit au congélateur afin de précipiter les sels de NaCl formée. Après filtration de ces sels, le filtrat est concentré puis repris dans 5 mL d'éthanol afin de terminer la précipitation. Après filtration et évaporation, on recueille 1,86 g du produit (VII') attendu avec un bon degré de pureté et un rendement de 76%.

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,32-1,93 (8H, m, CH₂-CH₂), 3,93-4,08 (4H, m, CH₂-O)

RMN ³¹P (400 MHz, CDCl₃) : 0,48 (bs).

## III - Synthèse de l'hydroxyphosphonate VIII

### III.1. Synthèse de l'ester glycidique α-chloré d'isopropyle (83)

$$C_{14}H_{21}O_7Cl$$

$$\text{MM} = 365 \text{ g.mol}^{-1}$$

$$\text{Rf} = 0,20 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 2)}$$

$$\text{Rapp. diast.} = 65/35$$

<figure><img src="image_324.png" /></figure>

Dans un tétracol de 250 mL sous aller-retour d'azote, muni d'une ampoule à introduction et d'un thermomètre, 1,6 mL d'iPrOH anhydre sont introduits. 254 mg de K (3 éq.) sont alors ajoutés. Après dissolution du K, 4,4 mL d'éther sont introduits. Le milieu est alors refroidi à 0°C. Un mélange contenant 500 mg de (69) (2,2 mmol - préparation en Première Partie IV.5.2.) et 1,12 g de CHCl₂COOiPr (3 éq.) dans 6,0 mL d'éther est introduit goutte à goutte (~ 1goutte / 2 sec). Après 60 minutes d'agitation à 0°C, le milieu est neutralisé avec une solution d'HCl dans l'éther, puis centrifugé. Le surnageant est évaporé sous pression réduite. Le gel obtenu est alors purifié par chromatoflash avec un éluant AcOEt / Hexane (1 : 9) (permet de retirer CHCl₂COOiPr), puis AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille 715 mg de deux diastéréoisomères (83) avec un rendement de 89 % dans un rapport 65 / 35.
(83) Majoritaire :

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,28-1,52 (18H, m, H isopropylidène et H₉), 3,50 (0,65H, d, H₃M, ³J(H₃M-H₄M) = 8,0 Hz), 3,80-4,30 (5H, m, H₄, H₅, H₆, H₇), 5,10 (0,65H, h, H₈M, ³J(H₈-H₉) = 7,0 Hz) ;
RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 21,5 (C₉), 25,1, 26,7, 27,1, 27,2 (isopropylidène), 61,9 (C₃), 67,2 (C₇), 71,9 (C₈), 75,6 (C₂), 75,8 (C₅), 77,7 (C₆), 79,4 (C₄), 109,7, 111,1 (C₁₀, C₁₁), 163,9 (C₁).

(83) minoritaire :

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,28-1,52 (18H, m, H isopropylidène et H₉), 3,49 (0,35H, d, H₃m, ³J(H₃m-H₄m) = 8,0 Hz), 3,80-4,30 (5H, m, H₄, H₅, H₆, H₇), 5,10 (0,35H, h, H₈m, ³J(H₈-H₉) = 7,0 Hz) ;
RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 21,5 (C₉), 25,3, 26,6, 26,9, 27,1 (isopropylidène), 61,3 (C₃), 66,2 (C₇), 72,1 (C₈), 75,5 (C₂), 75,8 (C₅), 77,7 (C₆), 80,3 (C₄), 109,9, 111,2 (C₁₀, C₁₁), 163,9 (C₁).

IR (pastille de NaCl) : ν<sub>C=O</sub> = 1747 cm<sup>-1</sup> ; MS (FAB +) : m/z 365 (M<sup>+</sup>, 100%), m/z 387 ([M + Na]<sup>+</sup>, 100%).

### III.2. Synthèse de l'α-cétoester d'isopropyle (82)

#### III.2.1. Préparation du diiodure de magnésium

Dans un tétracol de 250 mL sous aller-retour d'azote muni d'un réfrigérant, sont successivement introduits : 493 mg de magnésium en poudre (2 éq., 20,3 mmol), 64,5 mL d'éther, 5,15 g de diiode (2 éq.). Le mélange est porté à reflux pendant 3 heures à l'abri de la lumière (la solution initialement brune est devenue incolore), à la suite de quoi il est ramené à la température ambiante.

#### III.2.2. Addition du diiodure de magnésium sur l'ester glucidique α-chloré (82)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{16}H_{26}O_7 \\
\text{MM} = 330 \text{ g.mol}^{-1} \\
\text{Rf} = 0,36 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 4)}
\end{array}
$$

Dans un second tétracol de 500 mL sous aller-retour d'azote muni d'une ampoule à introduction, 3,70 g de (83) (10,15 mmol) sont dissous dans un mélange de 104 mL de toluène et 25 mL d'éther, puis refroidi à -60°C. La solution de diiodure de magnésium, préalablement diluée avec 10 mL d'éther, est transférée dans l'ampoule à introduction à l'aide d'une seringue en verre munie d'une aiguille de gros diamètre. Le ballon est rincé avec à nouveau 10 mL d'éther, que l'on transfère dans l'ampoule à introduction. La solution est introduite goutte à goutte après quoi le milieu est remonté en température jusqu'à -30°C. Au bout de 110 minutes, le suivi par ccm montre que la réaction est terminée. Le milieu est alors hydrolysé avec une solution aqueuse fraîchement préparée de 59 g de pyrosulfite de sodium (Na₂S₂O₅, 30,5 éq.) dans 138 mL d'eau et laissé sous agitation durant 45 minutes. Une fois les phases séparées, la phase aqueuse est réextraite 3 fois avec 115 mL d'éther. Les phases organiques rassemblées sont séchées sur Na₂SO₄ puis filtrées sur fritté et les solvants du filtrat sont évaporés sous pression réduite. Le gel obtenu est purifié par chromatoflash sur silice à l'aide d'un éluant AcOEt / Hexane (1 : 4). On recueille 2,89 g de (82) avec un rendement de 86 %.

<figure><img src="image_325.png" /></figure>
RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,32-1,39 (18H, m, H isopropylidène et H₉), 3,16 (1H, dd, H₃, ³J(H₃'-H₃) = 17,0 Hz, ³J(H₃-H₄) = 8,0 Hz), 3,25 (1H, dd, H₃, ³J(H₃-H₃') = 17,0 Hz, ³J(H₃-H₄) = 4,0 Hz), 3,60 (1H, t like, H₅, ³J(H₅-H₄) = ³J(H₅-H₆) = 8,0 Hz), 3,94 (1H, dd, H₇, ³J(H₇-H₇') = 8,0 Hz, ³J(H₇-H₆) = 4,0 Hz), 4,05 (1H, m, H₆), 3,94 (1H, dd, H₇, ³J(H₇'-H₇) = 8,0 Hz, ³J(H₇-H₆) = 6,0 Hz), 4,42 (1H, ddd≈sext., H₄, ³J(H₄-H₃') = ³J(H₄-H₅) = 8,0 Hz, ³J(H₄-H₃) = 4,0 Hz), 5,15 (1H, h, H₈, ³J(H₈-H₉) = 6,0 Hz) ;

RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 21,5 (C₉), 25,2, 26,6, 26,8, 27,0 (isopropylidène), 42,8 (C₃), 67,8 (C₇), 70,7 (C₈), 75,6, 76,8 (C₅, C₆), 80,7 (C₄), 109,7, 109,8 (C₉, C₁₀), 160,3 (C₁), 191,6 (C₂) ;
IR (pastille de NaCl) : νC=O = 1721 cm⁻¹; MS (FAB +) : m/z 331 (M⁺, 56%), m/z 315 ([M - Me]⁺, 100%); MS (FAB -) : m/z 353 ([M + Na]⁺, 100%).

### III.3. Synthèse de l'α-hydroxy-β-phosphonoester (81)

#### III.3.1. Préparation du carbanion α-lithiométhylphosphonate de diéthyle (85)

Dans un tétracol de 50 mL sous aller-retour d'azote, équipé d'une agitation mécanique, d'une ampoule à introduction, et d'un thermomètre basse température, 8,0 mL de THF anhydre sont introduits. Celui-ci est refroidi à l'aide d'un Dewar d'azote liquide, jusqu'à -65°C. 1,5 mL d'une solution de n-butyl lithium (1,05 éq., 1,6M dans l'hexane) sont ajoutés. 347 mg de méthylphosphonate de diéthyle (2,3 mmol) dilués dans 2,0 mL de THF sont additionnés goutte à goutte par l'ampoule à introduction (rincée ensuite par 6,0 mL de THF). La solution est agitée pendant 30 minutes à -65°C à l'issue desquelles le carbanion est prêt et refroidi à -78°C.

#### III.3.2. Introduction du carbanion (85) sur l'α-cétoester d'isopropyle (82)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{21}H_{39}O_{10}P \\
M = 483 \text{ g.mol}^{-1} \\
Rf = 0,10 - \text{AcOEt / Hexane (1 : 1)}
\end{array}
$$

Dans un tétracol de 100 mL sous aller-retour d'azote, équipé d'une agitation mécanique, d'une ampoule à introduction (calorifugée avec de la laine de verre) et d'un thermomètre basse température, 760 mg de (82) (2,3 mmol) sont dissous dans 10 mL de THF puis refroidis à -78°C. A l'aide d'un tuyau de transfert en Teflon, le carbanion (85) précédemment préparé est transféré vers l'ampoule à introduction (par surpression d'azote au niveau du premier tétracol) et ajouté avec un goutte à goutte rapide. Le premier tétracol est rincé 3 fois avec 2,0 mL de THF. Au bout de 60 minutes d'agitation, le milieu est lentement (en 15 minutes) remonté en température jusqu'à -20°C où il est neutralisé à l'aide d'une solution d'HCl dans l'éther. La solution est alors hydrolysée par 10 mL d'eau. Après une première séparation des phases, la phase aqueuse est réextraite trois fois avec 10 mL d'éther. Les phases organiques rassemblées sont séchées sur Na₂SO₄ et évaporées sous pression réduite. Le gel brut est ensuite purifié par chromatographie sur silice, à l'aide d'un éluant AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille 754 mg du produit (81) attendu avec un rendement de 68 % et un rapport diastéréoisomérique de 61 / 39.

<figure><img src="image_326.png" /></figure>
<figure><img src="image_327.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,26-1,41 (24H, m, H isopropylidène, H₉, H₉', H₁₄, H₁₄'), 1,90-2,60 (4H, m, H₃, H₃', H₁₂, H₁₂'), 3,52 (1H, m, H₅), 4,10-4,30 (8H, m, H₄, H₆, H₇, H₁₃, H₁₃'), 5,09 (1H, m, H₈); IR (pastille de NaCl) : νC=O = 1726 cm⁻¹; MS (FAB +) : m/z 483 (M⁺, 100%).

(81) Majoritaire :

RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) δ : 24,08 (s) ; RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 16,1 (d, C₁₄, C₁₄', ³J(C₁₄-P) = 16,0 Hz), 21,4, 21,5 (C₉, C₉'), 26,3, 26,5, 26,6, 26,7 (isopropylidène), 36,5 (d, C₁₂, ¹J(C₁₂-P) = 140,0 Hz), 44,1 (d, C₃, ³J(C₃-P) = 15,0 Hz), 61,4 (m, C₁₃, C₁₃'), 67,4 (C₇), 69,8 (C₈), 72,6 (d, C₂, ²J(C₂-P) = 6,0 Hz), 75,2, 76,6 (C₅, C₆), 80,8 (C₄), 109,4, 109,0 (C₁₀, C₁₁), 173,4 (d, C₁, ³J(C₁-P) = 5,0 Hz).

(81) minoritaire :

RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) δ : 24,57 (s) ; RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 16,1 (d, C₁₄, C₁₄', ³J(C₁₄-P) = 16,0 Hz), 21,4, 21,5 (C₉, C₉'), 26,3, 26,5, 26,6, 26,7 (isopropylidène), 35,1 (d, C₁₂, ¹J(C₁₂-P) = 140,0 Hz), 43,1 (d, C₃, ³J(C₃-P) = 15,0 Hz), 61,4 (m, C₁₃, C₁₃'), 67,5 (C₇), 69,3 (C₈), 74,1 (d, C₂, ²J(C₂-P) = 6,0 Hz), 75,2, 76,6 (C₅, C₆), 81,1 (C₄), 109,6, 109,4 (C₁₀, C₁₁), 173,5 (d, C₁, ³J(C₁-P) = 5,0 Hz).

### III.4. Déblocage de l'hydroxyphosphonate (81)

$$ \begin{gathered} \mathrm{C}_{12}\mathrm{H}_{25}\mathrm{O}_{10}\mathrm{P} \\ \mathrm{MM} = 360 \ \mathrm{g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

Dans un monocol de 50 mL muni d'un Y, sous aller-retour d'azote, 275 mg de (81) (0,57 mmol) dissous dans 5,0 mL de MeOH sont introduits sur une solution de 11 mL de MeOH et 36 µL de Me₃SiBr (0,5 éq., 153,1 g.mol⁻¹, 1,183 g.mL⁻¹) ayant préalablement été agitée pendant 1 heures. Le milieu est laissé sous agitation à température ambiante pendant 15 heures. Les solvants sont évaporés sous pression réduite, puis le milieu est successivement co-évaporé avec : 10 mL de CH₂Cl₂, 10 mL d'acétone, et 10 mL d'éther. On recueille 200 mg de Hₐ avec un rendement quasi-quantitatif.

<figure><img src="image_328.png" /></figure>
RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,20-1,40 (6H, m, H₁₀, H₁₀'), 2,30-3,00 (4H, m, H₃, H₈), 3,90-4,20 (8H, m, H₅, H₆, H₇, H₉, H₉'), 4,80-4,90 (1H, m, H₄) ;

RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) δ : 28,61 (s, 42%), 29,63 (s, 58%).

**Hₐ Majoritaire :**

RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 16,5 (C₁₀, C₁₀'), 32,9 (d, C₈, ¹J(C₈-P) = 141,0 Hz), 37,6 (C₃), 62,2 (d, C₉, C₉', ²J(C₉-P) = 6,0 Hz), 64,3 (C₇), 71,7, 72,2 (C₅, C₆), 73,5 (d, C₂, ²J(C₂-P) = 3,0 Hz), 77,5 (C₄), 177,0 (d, C₁, ³J(C₁-P) = 15,0 Hz).

**Hₐ minoritaire :**

RMN ¹³C (CDCl₃, 63 MHz) δ : 16,5 (C₁₀, C₁₀'), 33,0 (d, C₈, ¹J(C₈-P) = 140,0 Hz), 37,5 (C₃), 62,2 (d, C₉, C₉', ²J(C₉-P) = 6,0 Hz), 64,3 (C₇), 71,1, 73,0 (C₅, C₆), 72,4 (d, C₂, ²J(C₂-P) = 3,0 Hz), 76,1 (C₄), 176,2 (d, C₁, ³J(C₁-P) = 16,0 Hz).

### III.5. Monophosphorylation de Hₐ

$$C_{16}H_{34}O_{13}P_{2}$$

$$MM = 496 \text{ g.mol}^{-1}$$

Dans un ballon muni d'une garde à chlorure, 150 mg de Hₐ (0,42 mmol) sont placés en réaction avec 101 mg de DMAP (2 éq.) et 120 µL de chlorophosphate de diéthyle (2 éq.) dans 4 mL de pyridine. Après 48 heures à température ambiante, le milieu est évaporé sous vide poussé. La pâte obtenue est lavée trois fois par 10 mL d'éther afin de retirer l'excès de chlorophosphate et la pyridine résuduelle. Le brut obtenu est sommairement purifié sur colonne (dans une pipette pasteur) de gel de silice, éluée par un mélange CH₂Cl₂ / EtOH (8 : 2), qui permet d'obtenir le produit VIII désiré avec un bon degré de pureté et un rendement de 36%.

<figure><img src="image_329.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) δ : 1,20-1,40 (12H, m, H₁₀, H₁₀', H₁₂, H₁₂'), 2,30-3,00 (4H, m, H₃, H₈), 3,90-4,20 (12H, m, H₅, H₆, H₇, H₉, H₉', H₁₁, H₁₁'), 4,80-4,90 (1H, m, H₄) ;

RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) δ : -0,97 (s, phosphate minoritaire - 42%), -0,33 (s, phosphate Majoritaire - 58%), 26,32 (s, phosphonate minoritaire - 42%), 27,18 (s, phosphonate Majoritaire - 58%).

## IV - Synthèse du phosphoénolpyruvate IX

### IV.1. Synthèse de l'α-cétoester-β-iodé (86)

$$C_{16}H_{25}IO_{7}$$

$$MM = 456 \text{ g.mol}^{-1}$$

Dans un tétracol de 100 mL sous azote, équipé d'un réfrigérant, 54 mg de magnésium en poudre (1,3 éq., 2,2 mmol), 15,0 mL d'éther et 567 mg de diiode (1,3 éq.) sont introduits. Le mélange est porté à reflux sous agitation pendant 3 heures à l'abri de la lumière (la solution initialement brune est devenue incolore). 621 mg d'ester glycidique α-chloré (83) (1,7 mmol) dissous dans

<figure><img src="image_330.png" /></figure>
8,9 mL d'éther, sont alors ajouté goutte à goutte. La solution est mise à reflux pendant 2 heures. Le milieu est hydrolysé avec 10 mL d'eau, à la suite de quoi les deux phases sont séparées. La phase aqueuse est réextraite trois fois avec 10 mL d'éther. Les phases organiques rassemblées sont séchées sur MgSO₄, filtrées et évaporées sous pression réduite. (86) est alors rapidement engagé en réaction de Perkow.

## IV.2. Synthèse du phosphoénolpyruvate (87) par la réaction de Perkow

$$C_{18}H_{31}O_{10}P_{4}$$
$$MM = 438 \text{ g.mol}^{-1}$$

235 mg de triméthylphosphite (1,1 éq., 124,0 g.mol⁻¹, 1,052 g.mL⁻¹) dissous dans 4,1 mL d'éther sont ajoutés sur (86). Après 15 minutes d'agitation à température ambiante, les solvants sont évaporés sous pression réduite. Le résidu est alors purifié par chromatoflash, avec un éluant AcOEt / Hexane (1 : 3), puis AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille les deux stéréoisomères attendus avec un rendement de 44% depuis le composé (83) dans les proportions Z / E suivantes : 85% / 15%.

<figure><img src="image_331.png" /></figure>

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,30, 1,31, 1,32, 1,41, 1,43 (18H, 5s, isopropylidène ; isopropyl), 3,71 (5,1H, d, H₈ (Z), ³J(H₈-P) = 11,5 Hz), 3,88 (0,9H, d, H₈ (E), ³J(H₈-P) = 11,5 Hz), 3,78-4,16 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 4,75 (1H, dd-t, H₄), 5,06 (1H, dq, H₉), 6,26 (0,85H, dd, H₃ (Z), ⁴J(H₃Z-P) = 2,5 Hz ; ³J(H₃Z-H₄) = 9,0 Hz ), 6,37 (0,15H, dd, H₃ (E), ⁴J(H₃E-P) = 1,6 Hz ; ³J(H₃E-H₄) = 9,0 Hz ) ;
RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) : -4,39 (s, phosphate (E)), -4,02 (s, phosphate (Z)) ;
RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 18,4 (isopropyl (E)), 22,0 (isopropyl (Z)), 24,8 ; 26,1 ; 26,6 ; 26,7 (isopropylidène), 54,9 ; 55,0 (C₈ ; C₈'), 64,9 (C₇), 66,7 ; 70,4 ; 73,3 ; 74,6 (C₄, C₅, C₆, C₉), 128,0 (C₃ (E)), 128,1 (C₃ (Z)), 140,9 (C₁), 164,3 (C₂) ;
IR (pastille de NaCl) : νC=C = 1668 cm⁻¹, νC=O = 1743 cm⁻¹.

## IV.3. Déblocage du phosphoénolpyruvate (87)

$$C_{10}H_{19}O_{10}P$$
$$MM = 330 \text{ g.mol}^{-1}$$

### IV.3.1. Utilisation du tandem silylation-hydrolyse

Dans un monolit de 25 mL muni d'un Y et d'un réfrigérant, sous allier-
retour d'azote, 174 mg de (87) (0,39 mmol) dissous dans 7,8 mL de
(CHCl)₂ y sont introduits. 130 mg de Me₃SiBr (2,2 éq., 153,1 g.mol⁻¹,
1,183 g.mL⁻¹) sont alors introduits à la seringue. Après 4 heures d'agitation à température ambiante,
les solvants sont évaporés sous pression réduite et 4 mL d'eau sont introduits. Après 4 heures
d'agitation à température ambiante, le milieu est alors congelé puis lyophilisé. Afin de compléter
cette déprotection, nous effectuons un passage sur résine Amberlyst 15 (dry).

<figure><img src="image_332.png" /></figure>

### IV.3.2. Passage sur résine Amberlyst 15 (dry), accès à P<sub>e</sub>

Le produit précédent est alors redissous dans 4 mL de MeOH, et 340 mg de résine Amberlyst 15 (dry) sont ajoutés. Après 22 heures d'agitation à température ambiante, le milieu est filtré sur fritté de porosité 4. Le pH du filtrat est porté à 5 à l'aide d'une solution de KOH 1M dans le méthanol (on obtient en théorie le monosel de potassium). Les solvants sont alors évaporés sous
pression réduite. On recueille 138 mg du produit P_e avec un bon degré de pureté et un rendement quantitatif.

RMN ¹H (CDCl₃, 250 MHz) : 1,30 (5,28H, s, isopropyl (E)), 1,32 (0,72H, s, isopropyl (Z)), 3,64-3,84 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 4,98 (1H, dd, H₄), 5,10 (1H, dq, H₈), 6,21 (0,12H, dd, H₃ (Z)), 6,49 (0,88H, dd, H₃ (E));

RMN ³¹P (CDCl₃, 101 MHz) : -3,21 (s, phosphate (E)), -3,23 (s, phosphate (Z));

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 18,4 (isopropyl (E)), 22,0 (isopropyl (Z)), 64,9 (C₇), 66,7 ; 70,4 ; 73,3 ; 74,6 (C₄, C₅, C₆, C₈), 128,0 (C₃ (E)), 128,1 (C₃ (Z)), 140,9 (C₁), 164,3 (C₂);

IR (pastille de NaCl) : νC=C = 1668 cm⁻¹, νC=O = 1743 cm⁻¹.
# I - Souches bactériennes

Les produits synthétisés ont été testées au laboratoire de Microbiologie Moléculaire de Madame le Professeur Finance par le Docteur Raphaël Duval (GEVSM- UMR7565, UHP Nancy I) sur 4 germes de référence dans le développement des maladies nosocomiales : *Escherichia coli*, *Pseudomonas aeruginosa*, *Staphylococcus aureus* et *Enterococcus faecalis*.

<table><thead><tr><td>Nom</td><td>Souche</td><td>Type</td><td>KDO8PS</td><td>DAH7PS</td></tr></thead><tbody><tr><td>Escherichia coli</td><td>ATCC 25922</td><td>Gram -</td><td>Oui</td><td>Oui</td></tr><tr><td>Pseudomonas aeruginosa</td><td>ATCC 27853</td><td>Gram -</td><td>Oui</td><td>Oui</td></tr><tr><td>Enterococcus faecalis</td><td>ATTC 29212</td><td>Gram +</td><td>Non</td><td>Oui</td></tr><tr><td>Staphylococcus aureus</td><td>ATCC 25923<br>ATCC 25913</td><td>Gram +</td><td>Non</td><td>Oui</td></tr></tbody></table>

L'ensemble de ces bactéries ayant une structure pariétale différente (Gram+ et Gram-), les résultats attendus doivent permettre de préciser la cible des différents composés testés. Une inhibition de la croissance d'une bactérie Gram-négative peut être le reflet de l'inhibition de la KDO8PS, alors qu'un contrôle de la multiplication des micro-organismes Gram-positifs doit traduire une inhibition de la DAH7PS.

Il est à noter que nous avons testé deux souches différentes de Staphylocoque doré. Ceci est dû au fait que les chercheurs européens et américains n'utilisent pas la même souche de référence. Dans notre cas, afin de pouvoir comparer nos résultats avec l'ensemble de ceux parus dans la littérature, nous avons procédé aux tests sur les deux souches de *Staphylococcus aureus* les plus couramment utilisées.
## II - Réalisation de l'antibiogramme

La Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) d'un composé est mesurée par la méthode de dilution en milieu liquide. Celle-ci permet de quantifier de façon très précise la croissance bactérienne.

Les bactéries, *Staphylococcus aureus* ATCC 25923 et ATCC 25913, *Enterococcus feacalis* ATTC 29212, *Escherichia coli* ATCC 25922 et *Pseudomonas aeruginosa* ATCC 27853, sont mises en culture dans un bouillon de Mueller-Hinton (Difco, 275730) puis déposées sur des microplaques de 96 puits.

<figure><img src="image_333.png" /></figure>

Pour chaque CMI, trois témoins ont été réalisés : témoin milieu ; témoin milieu + drogue ; témoin bactérie (sans drogue). Chaque drogue est dilué de façon à obtenir une gamme de concentration allant de 30 mg.mL⁻¹ à 1 µg.mL⁻¹.

Les microplaques sont ensemencées avec un inoculum de 10⁵ à 10⁶ bactéries suivant les recommandations du Comité de l'Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie et du National Commitee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS devenu début 2006 le Clinical Laboratory Standard Institute - CLSI).

Après 18h et 24h d'incubation à 37°C, la croissance bactérienne peut être appréciée quantitativement en déterminant la turbidité de chaque échantillon par lecture de l'absorbance à 540 nm à l'aide d'un appareil Titertek Multiscan MCC/340 MK II.

<figure><img src="image_334.png" /></figure>
# QUATRIEME PARTIE

REACTION D' « HOMOLOGATION »
DE LA FONCTION ALDEHYDIQUE
DE DIALDOSES ET D'ALDOSES

Application à la synthèse d'exo-glycals
# I - Préparation des substrats glucidiques

## I.1. Substrats commerciaux

<figure><img src="image_335.png" /></figure>

<figure><img src="image_336.png" /></figure>

Les substrats (89) et (90) sont disponibles chez les fournisseurs habituels.

## I.2. Substrats précédemment préparés

<figure><img src="image_337.png" /></figure>

<figure><img src="image_338.png" /></figure>

<figure><img src="image_339.png" /></figure>

<figure><img src="image_340.png" /></figure>

Les substrats (3a), (43), (57) et (69) ont été préparés précédemment. Pour le mode opératoire, se reporter à la première partie I.2.1. pour (3a) ; II.1.1. pour (43) ; III.2.1. pour (57) et III.5.2. pour (69).

## I.3. Préparation du dialdolyxose (88)

### I.3.1. Formation du 2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose (89)

$$ \begin{gathered} C_{12}H_{20}O_6 \\ M = 260,3 \text{ g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_341.png" /></figure>

Dans un tétracol de 1 L, muni d'un réfrigérant et d'un tube de garde à CaCl₂, 500 mL d'acétone sont introduits ainsi que 12,6 mL d'H₂SO₄ (36N). Après homogénéisation, 18,0 g de D-mannose (0,10 mol) sont ajoutés. A l'issu de 4 heures d'agitation à température ambiante, le milieu est neutralisé avec du Na₂CO₃ anhydre. Une fois filtrée, la solution est portée à reflux en présence de 15 g de Na₂CO₃ pendant 1 heure. Le filtrat récupéré, les solvants sont évaporés sous pression réduite. Le résidu est alors dissous dans un minimum d'éther, par ajout d'hexane celui-ci précipite. On réitère la recristallisation après évaporation des solvants de la solution mère.

On recueille une huile translucide avec un rendement quasi-quantitatif.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,33 (3H, s, isopropylidène), 1,38 (3H, s, isopropylidène), 1,46 (3H, s, isopropylidène), 1,47 (3H, s, isopropylidène), 3,11 (1H, m, O-H), 4,07 (2H, m, H₆), 4,18 (1H, dd, H₄, ³J(H₄-H₃) = 3,6 Hz ; ³J(H₄-H₅) = 7,1 Hz), 4,39 (1H, m, H₅), 4,62 (1H, d, H₂, ³J(H₂-H₃) = 6,0 Hz), 4,81 (1H, dd, H₃, ³J(H₃-H₂) = 6,0 Hz ; ³J(H₃-H₄) = 3,6 Hz), 5,38 (1H, s, H₁) ;
RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 24,4 ; 25,1 ; 25,8 ; 26,8 (4s, isopropylidène), 66,5 (C₆), 73,2 ; 79,3 ; 80,2 ; 85,4 (C₂ ; C₃ ; C₄ ; C₅), 101,2 (C₁), 109,1 ; 112,6 (C₇ ; C₈).
### I.3.2. Synthèse du 1-O-méthyl-2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose (91)

$$ \begin{gathered} C_{13}H_{22}O_6 \\ M = 274 \text{ g.mol}^{-1} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_342.png" /></figure>

A une solution de 26,94 g de 2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose (1 éq.) dans 130 mL de DMF est additionné goutte à goutte et à 4°C, 25,2 mL d'iodométhane (3,3 éq.). Puis, une solution de 2,98 g de NaH (1,2 éq.) dans 150 mL de DMF est ajouté à 4°C. Le mélange est agité pendant une nuit (apparition d'un précipité blanc). La mixture est alors hydrolysée par de la glace, concentrée sous pression réduite, reprise à l'éther. La phase organique est séparée, lavée par une solution saturée de NaHCO₃, séchée sur MgSO₄, filtrée et évaporée sous pression réduite.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,33 (3H, s, isopropylidène), 1,40 (3H, s, isopropylidène), 1,44 (3H, s, isopropylidène), 1,48 (3H, s, isopropylidène), 3,32 (3H, s, OMe), 3,96-4,02 (2H, m, H₆), 4,11 (1H, ~dd, H₄), 4,38-4,46 (1H, m, H₅), 4,67 (1H, d, H₂, ³J(H₂-H₃) = 6,0 Hz), 4,80 (1H, dd, H₃, ³J(H₃-H₂) = 6,0 Hz ; ³J(H₃-H₄) = 3,6 Hz), 5,09 (1H, s, H₁) ;

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 24,5 ; 25,2 ; 25,9 ; 28,9 (4s, isopropylidène), 54,0 (C₇), 66,9 (C₆), 73,1 ; 79,5 ; 80,4 ; 85,1 (C₂ ; C₃ ; C₄ ; C₅), 105,6 (C₁), 109,2 ; 112,6 (C₇ ; C₈).

### I.3.3. Préparation du Méthyl-2,3-O-isopropylidène-α-D-lyxo-penta-1,4-dialdofuranoside

$$ \begin{gathered} C_{16}H_{22}O_6 \\ M = 202 \text{ g/mol} \\ \text{Rf} = 0,5 - \text{AcOEt / Hexane (2 : 1)} \end{gathered} $$

<figure><img src="image_343.png" /></figure>

270 mL d'une solution d'acide chlorhydrique 0,1N sont ajoutés au 1-O-méthyl-2,3;5,6-di-O-isopropylidène-α-D-mannofuranose brut (28,4 g, 103,6 mM) dilué dans 15 mL d'éthanol. Le mélange est agité 2 heures à 20°C, puis neutralisé par une solution saturée en NaHCO₃. La phase aqueuse est extraite à l'hexane, évaporée et est additionnée à 4°C d'une solution de 200 mL d'un mélange eau / MeOH (1 : 1) contenant 22,3 g de NaIO₄ (1,1 éq.). Le mélange est ramené à température ambiante, agité pendant 3 heures, concentré, puis extrait par du CH₂Cl₂. La phase organique recueilli est séchée sur Na₂SO₄, filtrée et évaporée sous pression réduite. Le produit obtenu est recueilli pur sous forme d'une huile translucide avec un rendement quantitatif.

RMN ¹H (250 MHz, CDCl₃) : 1,29 ; 1,44 (3H, s, isopropylidène), 3,37 (3H, s, H₆), 4,45 (1H, d, H₄, ³J(H₄-H₃) = 4,0 Hz), 4,70 (1H, d, H₂, ³J(H₂-H₃) = 6,0 Hz), 5,11 (1H, dd, H₃, ³J(H₃-H₂) = 6,0 Hz ; ³J(H₃-H₄) = 4,0 Hz), 5,29 (1H, s, H₁), 9,68 (1H, s, H₅).

RMN ¹³C (63 MHz, CDCl₃) : 24,5 ; 25,8 (isopropylidène), 54,9 (C₆), 80,9 ; 84,5 (C₂ ; C₃), 96,1 (C₄), 105,9 (C₁), 113,5 (C₅, isopropylidène), 197,7 (C₅).

IR (pastille de NaCl) : νC=O = 1739 cm⁻¹.
II - Préparation des carboxamides de Weinreb

<table><thead><tr><th>substrat</th><th>conditions</th><th>Produits</th></tr></thead><tbody><tr><td></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) (58) (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) (57)/20°C/12h</td><td><img src="image_57.png" alt="57 (77%, E/Z=76/24) C<sub>16</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>7</sub> MM = 343 g.mol<sup>-1</sup>" alt="57 (77%, E/Z=76/24) C<sub>16</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>7</sub> MM = 343 g.mol<sup>-1</sup>" style="vertical-align: middle;"><br>59 (77%, E/Z=76/24)<br>C<sub>16</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>7</sub><br>MM = 343 g.mol<sup>-1</sup></td></tr><tr><td></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) (58) (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) (88)/20°C/12h</td><td><img src="image_88.png" alt="88 (76%, E/Z=76/24) C<sub>13</sub>H<sub>21</sub>NO<sub>6</sub> MM = 287 g.mol<sup>-1</sup>" alt="88 (76%, E/Z=76/24) C<sub>13</sub>H<sub>21</sub>NO<sub>6</sub> MM = 287 g.mol<sup>-1</sup>" style="vertical-align: middle;"><br>93 (76%, E/Z=76/24)<br>C<sub>13</sub>H<sub>21</sub>NO<sub>6</sub><br>MM = 287 g.mol<sup>-1</sup></td></tr><tr><td></td><td>i) LDA(1éq.)<br>ii) (58) (1éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) (69)/20°C/12h</td><td><img src="image_69.png" alt="69 (98%, E/Z=83/17) C<sub>15</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>6</sub> MM = 315 g.mol<sup>-1</sup>" alt="69 (98%, E/Z=83/17) C<sub>15</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>6</sub> MM = 315 g.mol<sup>-1</sup>" style="vertical-align: middle;"><br>72 (98%, E/Z=83/17)<br>C<sub>15</sub>H<sub>25</sub>NO<sub>6</sub><br>MM = 315 g.mol<sup>-1</sup></td></tr><tr><td></td><td>i) LDA(2éq.)<br>ii) (58) (2éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) (89)/20°C/12h<br>iv) HMPT(1éq.)</td><td><img src="image_89.png" alt="89 (28%, E/Z=76/24) C<sub>16</sub>H<sub>27</sub>NO<sub>7</sub> MM = 345 g.mol<sup>-1</sup>" alt="89 (28%, E/Z=76/24) C<sub>16</sub>H<sub>27</sub>NO<sub>7</sub> MM = 345 g.mol<sup>-1</sup>" style="vertical-align: middle;"><br>94 (28%, E/Z=76/24)<br>C<sub>16</sub>H<sub>27</sub>NO<sub>7</sub><br>MM = 345 g.mol<sup>-1</sup></td></tr><tr><td></td><td>i) LDA(2éq.)<br>ii) (58) (2éq.)/<br>20°C/ 30min<br>iii) (43)/20°C/12h<br>iv) HMPT(1éq.)</td><td><img src="image_43.png" alt="43 (90%, α/β=70/30) C<sub>11</sub>H<sub>19</sub>NO<sub>5</sub> MM = 245 g.mol<sup>-1</sup>" alt="43 (90%, α/β=70/30) C<sub>11</sub>H<sub>19</sub>NO<sub>5</sub> MM = 245 g.mol<sup>-1</sup>" style="vertical-align: middle;"><br>96 (90%, α/β=70/30)<br>C<sub>11</sub>H<sub>19</sub>NO<sub>5</sub><br>MM = 245 g.mol<sup>-1</sup></td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_344.png" /></figure>

<figure><img src="image_345.png" /></figure>

<figure><img src="image_346.png" /></figure>

<figure><img src="image_347.png" /></figure>

<figure><img src="image_348.png" /></figure>
<figure><img src="image_349.png" /></figure>

<figure><img src="image_350.png" /></figure>

97 (50%, α/β=56/44)

C₁₈H₃₅NO₆Si
MM = 390 g.mol⁻¹

Sous azote, 1 ou 2 éq. de diisopropylamine en solution dans 30 mL de THF sont additionnés lentement à -50°C sur 1 ou 2 éq. de BuLi (1,4 M dans l'Hexane) en solution dans 30 mL de THF. Le milieu réactionnel est remonté à température ambiante pour 20 minutes puis porté à -70°C pour l'addition d'une solution de 1 ou 2 éq. du phosphonoacétamide de Weinreb (58) dans 30 mL de THF. La réaction est conservée 15 minutes à -70°C puis remontée à température ambiante très lentement (30 à 45 minutes). 4,2 mmol d'aldéhyde en solution dans 30 mL de THF sont alors ajoutés dans le milieu réactionnel. Après 30 minutes à température ambiante, 20 mL d'une solution aqueuse saturée en NH₄Cl sont ajoutés à la réaction. Le mélange est extrait 3 fois par 40 mL de CH₂Cl₂ et la phase organique séchée sur MgSO₄ et évaporée. Le produit brut est purifié sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (1 : 1). On recueille un mélange des composés (Z) et (E) ou α et β dans les proportions et rendement indiqués dans le tableau ci-dessus.

(59)

(Z)-(59) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,25 (3H, s, H isopropylidène), 1,26 (3H, s, H isopropylidène), 1,42 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 3,14 (3H, s, Me-N), 3,63 (3H, s, Me-O-N), 4,25 (1H, dd, H₂), 4,55 (2H, 2 dd, H₃, H₄), 5,41 (1H, m, H₅), 5,49 (1H, d, H₁), 6,12 (1H, dd, H₆), 6,37 (1H, m, H₇);

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz) : 24,3 ; 25,1 ; 26,0 ; 26,1 (CH₃ isopropylidène), 32,6 (Me-N), 61,7 (Me-O-N), 65,7 (C₅), 70,3 (C₂), 71,0 (C₃), 73,5 (C₄), 96,4 (C₁), 108,8 ; 109,1 (C isopropylidène), 118,2 (C₇), 143,8 (C₆)

(E)-(59) RMN ¹H (CDCl₃, 400 MHz) : 1,25 (3H, s, H isopropylidène), 1,26 (3H, s, H isopropylidène), 1,42 (3H, s, H isopropylidène), 1,50 (3H, s, H isopropylidène), 3,10 (3H, s, Me-N), 3,65 (3H, s, Me-O-N), 4,31 (1H, dd, H₄), 4,36 (1H, dd, H₂), 4,51 (1H, m, H₅), 4,64 (1H, dd, H₃), 5,62 (1H, d, H₁), 6,68-6,73 (1H, m, H₇), 6,93 (1H, dd, H₆);

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz) : 24,4 ; 24,9 ; 25,9 ; 26,1 (CH₃ isopropylidène), 32,3 (Me-N), 61,8 (Me-O-N), 67,6 (C₅), 70,5 (C₂), 70,9 (C₃), 72,7 (C₄), 96,4 (C₁), 108,7 ; 109,5 (C isopropylidène), 119,6 (C₇), 141,4 (C₆)

IR (pastille de NaCl) : νCO-N = 1668 cm⁻¹, νC=C = 1639 cm⁻¹.

<figure><img src="image_351.png" /></figure>
(93)

(Z)-**(93)** RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,33 (3H, s, isopropylidène), 1,43 (3H, s, isopropylidène), 3,17 (3H, s, N-Me), 3,33 (3H, s, O-Me), 3,77 (3H, s, N-O-Me), 4,60 (1H, d, H₂), 4,91 (1H, s, H₁), 5,03 (1H, dd, H₃), 5,39 (1H, dd, H₄), 6,22 (1H, dd, H₅), 6,53 (1H, bd, H₆)

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 29,2 (isopropylidène), 30,7 (isopropylidène), 38,7 (N-Me), 58,7 (O-Me), 65,9 (N-O-Me), 82,4 (C₄), 85,4 (C₁), 87,1 (C₃), 90,2 (C₂), 123,8 (C₆), 148,3 (C₅)

(E)-**(93)** RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,31 (3H, s, isopropylidène), 1,42 (3H, s, isopropylidène), 3,31 (3H, s, N-Me), 3,36 (3H, s, O-Me), 3,79 (3H, s, N-O-Me), 4,69 (1H, dt, H₄), 4,73 (1H, dd, H₂), 4,82 (1H, s, H₁), 4,90 (1H, dd, H₃), 6,80 (1H, dd, H₆), 6,95 (1H, dd, H₅)

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 29,3 (isopropylidène), 30,8 (isopropylidène), 38,9 (N-Me), 59,0 (O-Me), 66,5 (N-O-Me), 84,0 (C₄), 84,4 (C₂), 86,5 (C₃), 90,4 (C₁), 125,9 (C₆), 144,9 (C₅).

<figure><img src="image_352.png" /></figure>

(72)

(Z)-**(72)** RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,37 (3H, s, H isopropylidène), 1,45 (3H, s, H isopropylidène), 1,44 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 3,23 (3H, s, Me-N), 3,69 (3H, s, Me-O-N), 3,90-4,38 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 5,33 (1H, tl, H₄), 6,07 (1H, dd, H₃), 6,44-6,53 (1H, m, H₂);

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 25,3 ; 26,7 ; 26,9 ; 27,0 (Me isopropylidène), 64,6 (C₇), 72,9 (C₆), 79,4 (C₅), 81,2 (C₄), 110,1 (C isopropylidène), 119,2 (d, C₂), 143,8 (C₃), 192,1 (C₁)

(E)-**(72)** RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,37 (3H, s, H isopropylidène), 1,45 (3H, s, H isopropylidène), 1,44 (3H, s, H isopropylidène), 1,47 (3H, s, H isopropylidène), 3,28 (3H, s, Me-N), 3,73 (3H, s, Me-O-N), 3,90-4,38 (4H, m, H₅, H₆, H₇), 4,62 (1H, ddd, H₄), 6,75 (1H, dd, H₂), 7,05 (1H, dd, H₃);

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 25,3 ; 26,7 ; 26,8 ; 27,0 (Me isopropylidène), 67,4 (C₇), 72,5 (C₆), 78,2 (C₅), 80,6 (C₄), 110,1 (C isopropylidène), 119,2 (d, C₂), 143,8 (C₃), 192,1 (C₁).

<figure><img src="image_353.png" /></figure>

(94)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,33 (3H, s, isopropylidène E et Z), 1,35 (0,72H, s, isopropylidène Z), 1,37 (2,28H, s, isopropylidène E), 1,44 (2,28H, s, isopropylidène E), 1,50 (0,72H, s, isopropylidène Z), 1,54 (2,28H, s, isopropylidène E), 1,59 (0,72H, s, isopropylidène Z), 3,22 (0,72H, s, N-Me Z), 3,27 (2,28H, s, N-Me E), 3,71 (0,72H, s, O-Me Z), 3,72 (2,28H, s, O-Me E), 4,31-4,38 (3H, m, H₄; H₇), 4,54-4,53 (0,76H, m, H₃ E), 4,59-4,68 (1H, m, H₆), 5,50 (0,24H, bd, H₃ Z), 5,57 (0,24H, d, H₅ Z), 5,64 (0,76H, d, H₅ E), 6,20 (0,24H, dd, H₂ Z), 6,46 (0,24H, bd, H₁ Z), 6,72 (0,76H, bd, H₁ E), 6,95 (0,76H, dd, H₂ E).

<figure><img src="image_354.png" /></figure>

(95)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,35 (3H, s, isopropylidène), 1,39 (3H, s, isopropylidène), 1,46 (3H, s, isopropylidène), 1,49 (3H, s, isopropylidène), 2,94 (2H, bd, H₇), 3,21 (3H, s, N-Me), 3,55 (1H, dd, H₃), 3,72 (3H, s, O-Me), 4,00-4,10 (3H, m, H₁; H₆), 4,40 (1H, td, H₅), 4,77 (1H, dd, H₄), 4,86 (1H, dd, H₂);

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃) : 24,6 ; 25,2 ; 25,7 ; 26,9 (4s, isopropylidène), 30,9 (N-Me), 31,2 (C₇), 61,2 (O-Me), 66,9 (C₆), 73,2 (C₅), 78,0 (C₁), 80,7 ; 81,1 ; 81,3 (3s, C₂; C₃; C₄).

<figure><img src="image_355.png" /></figure>
(96)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 1,16 (3H, s, isopropylidène α et β), 1,42 (2,1H, s, isopropylidène α), 1,49 (0,9H, s, isopropylidène β), 2,78 (0,6H, ddd, H₅ β), 2,87 (1,4H, ddd, H₅ α), 3,11 (0,9H, s, N-Me β), 3,14 (2,1H, s, N-Me α), 3,42 (1H, dd, H₃), 3,63 (0,9H, s, O-Me β), 3,67 (2,1H, s, O-Me α), 3,80-3,96 (1,7H, m, H₁ et H₂ α), 4,42 (0,3H, td, H₂ β), 4,67-4,80 (2H, m, H₄).

<figure><img src="image_356.png" /></figure>

(97)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 0,00 (6H, s, Me-Si), 0,83 (9H, s, tBu), 1,28 (3H, s, isopropylidène), 1,43 (1,68H, s, isopropylidène β), 1,48 (1,32H, s, isopropylidène β), 2,62 (0,44H, dd, H₆β), 2,78 (1,56H, dd, H'₆β ; H₆α ; H'₆α), 3,12 (3H, s, N-Me), 3,61 (1,32H, s, O-Me β), 3,64 (1,68H, s, O-Me α), 3,62-3,66 (2H, m, H₅), 3,98-4,02 (1H, m, H₄), 4,29-4,34 (0,44H, m, H₁β), 4,42-4,47 (1,12H, m, H₁α ; H₂α), 4,58-4,60 (0,44H, dd, H₂β), 4,73-4,78 (1H, m, H₃);

RMN ¹³C (101 MHz, CDCl₃): -5,58 ; -5,47 (2s, C-Si), 25,9 (tBu), 25,0 ; 25,6 ; 26,3 ; 27,5 (4s, CH₃ isopropylidène α et β), 33,2 (O-Me), 36,6 (C₆), 61,2 (N-Me α), 61,2 (N-Me β), 63,8 (C₅ β), 64,2 (C₅ α), 78,5 (C₂ α), 81,0 (C₁ β), 81,9 (C₂ β), 83,2 (C₃), 84,0 (C₄ α), 84,6 (C₄ β), 84,7 (C₁ α).

<figure><img src="image_357.png" /></figure>

III - Homologation de la fonction aldéhydique des dialdoses

<table><thead><tr><th>Substrat</th><th>Carboxamide</th><th>Aldéhyde</th></tr></thead><tbody><tr><td><img src="" alt="59 (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="99 (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="100 (55%)"></td></tr><tr><td><img src="" alt="93 (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="101 (quantitatif)"></td><td><img src="" alt="102 (57%)"></td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_358.png" /></figure>

<figure><img src="image_359.png" /></figure>

<figure><img src="image_360.png" /></figure>

<figure><img src="image_361.png" /></figure>

<figure><img src="image_362.png" /></figure>

<figure><img src="image_363.png" /></figure>

<figure><img src="image_364.png" /></figure>

<figure><img src="image_365.png" /></figure>

<figure><img src="image_366.png" /></figure>
### III.1. Hydrogénation catalytique de la double liaison de (59) et (93)

Dans une bombe à hydrogéner, placer l'oléfine en solution dans le méthanol (10 mL pour 0,5 mmol) et ajouter le palladium sur charbon (10%; 50 mg pour 0,5 mmol). La pression d'hydrogène est fixée à 15 bars et la réaction est abandonnée 18 heures. Après filtration sur célite, le produit attendu est obtenu avec une très bonne pureté (>95%) et un rendement quantitatif.

#### (99)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 1,31 (3H, s, isopropylidène), 1,35 (3H, s, isopropylidène), 1,46 (3H, s, isopropylidène), 1,48 (3H, s, isopropylidène), 1,89-1,99 (2H, m, H₆), 2,43-2,76 (2H, m, H₇), 3,17 (3H, s, N-Me), 3,70 (3H, s, O-Me), 3,81 (1H, dd, H₅), 4,17 (1H, dd, H₄), 4,28 (1H, dd, H₂), 4,58 (1H, dd, H₃), 5,52 (1H, d, H₁);

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz): 24,4 (isopropylidène), 24,9 (C₆), 25,1 (isopropylidène), 26,0; 26,1 (2s, isopropylidène); 27,0 (C₇), 61,3 (O-Me), 66,5 (C₅), 70,7 (C₂), 71,0 (C₃), 73,0 (C₄), 96,6 (C₁), 108,4; 109,1 (2s, C₅v isopropylidène).

#### (101)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 1,33 (3H, s, isopropylidène), 1,47 (3H, s, isopropylidène), 2,08 (2H, dt, H₅), 2,62 (2H, bt, H₆), 3,21 (3H, s, N-Me), 3,72 (3H, s, O-Me), 4,00 (1H, dt, H₄), 4,56 (1H, d, H₂), 4,65 (1H, dd, H₃), 4,87 (1H, s, H₁).

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz): 23,5 (C₅), 25,0; 26,1 (2s, isopropylidène), 28,4 (C₆), 54,4 (N-Me), 61,2 (O-Me), 79,0 (C₄), 80,3 (C₃), 85,2 (C₂), 106,8 (C₁).

### III.2. Réduction des carboxamides de Weinreb en aldéhydes

Dans un ballon sous flux d'azote à 0°C, on additionne 1 éq. de AlLiH₄ (1M dans l'éther) sur 1,2 mmol de carboxamide en solution dans 10 mL de THF. La température doit impérativement être conservée entre -3 et +5°C. Après 30 minutes, une solution de 190 mg de KHSO₄ dans 1,5 mL d'eau est additionnée au mélange réactionnel. Ce mélange est ensuite évaporé et la phase aqueuse résultante reprise 3 fois par du CH₂Cl₂. Les phases organiques sont lavées par des solutions aqueuses de HCl (3N), NaCl (sat.), NaHCO₃ (sat.) et enfin NaCl (sat.). La phase organique est séchée sur Na₂SO₄ et évaporée. On recueille le produit réduit attendu, pur sans plus de purification avec le rendement indiqué dans le tableau ci-dessus.

#### (100)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 1,32 (3H, s, isopropylidène), 1,35 (3H, s, isopropylidène), 1,46 (3H, s, isopropylidène), 1,48 (3H, s, isopropylidène), 1,89-1,99 (2H, m, H₆), 2,43-2,76 (2H, m, H₇), 3,81 (1H, dd, H₅), 4,14 (1H, dd, H₄), 4,29 (1H, dd, H₂), 4,59 (1H, dd, H₃), 5,51 (1H, d, H₁), 9,80 (1H, t, H aldéhyde);

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz): 22,8 (C₆), 24,4 (isopropylidène), 24,9 (isopropylidène), 25,9; 26,0 (2s, isopropylidène); 40,0 (C₇), 66,3 (C₅), 70,5 (C₂), 71,0 (C₃), 72,8 (C₄), 96,5 (C₁), 108,5; 109,2 (2s, C₅v isopropylidène), 202,3 (C aldéhyde).

#### (102)

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃): 1,32 (3H, s, isopropylidène), 1,47 (3H, s, isopropylidène), 2,08 (2H, dt, H₅), 2,62 (2H, bt, H₆), 4,00 (1H, dt, H₄), 4,56 (1H, d, H₂), 4,65 (1H, dd, H₃), 4,87 (1H, s, H₁), 9,81 (1H, t, H aldéhyde);

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz): 23,5 (C₅), 25,0; 26,1 (2s, isopropylidène), 28,4 (C₆), 79,0 (C₄), 80,3 (C₃), 85,2 (C₂), 106,8 (C₁), 202,3 (C aldéhyde).
# IV - Dihydroxylation asymétrique de l'amide α,β-éthylénique (72) de configuration (E)

$$ 
\begin{array}{l}
C_{15}H_{27}NO_8 \\
MM = 349 \text{ g.mol}^{-1} \\
Rf = 0,55 - \text{AcOEt / Hexane (8 : 2)}
\end{array}
 $$

## IV.1. Méthode « classique » OsO₄/NMO

<figure><img src="image_367.png" /></figure>

Une solution d'OsO4 dans le toluène (0,125M - 0,3 mL - 0,05 éq.) est additionnée sur une solution de 250 mg d'oléfine (E) (0,79 mmol) et 140 mg d'oxyde de N-méthylmorpholine (1,5 éq.) dans 16 mL d'isopropanol à 0°C. Le milieu réactionnel est conservé à 0°C pendant 30 minutes avant de remonter à température ambiante pour 24 heures. La réaction est stoppée par addition de 8 mL d'une solution aqueuse de Na₂S₂O₅ à 10%. Après une heure d'agitation, les phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite par 3 fois 20 mL d'AcOEt. Les phases organiques rassemblées sont lavées par une solution aqueuse d'acide citrique à 10% puis par une solution aqueuse saturée en NaCl avant d'être séchées sur Na₂SO₄ et évaporées. Le brut réactionnel est purifié sur colonne de gel de silice éluée par un mélange AcOEt / Hexane (8 : 2). On recueille 169 mg d'un mélange de diastéréoisomères (65 / 35) attendus avec un rendement de 61 %.

RMN ¹H (400 MHz, CDCl₃) : 1,36 (3H, s, isopropylidène), 1,40 (1,95H, s, isopropylidène Maj), 1,41 (1,05H, s, isopropylidène min), 1,42 (1,05H, s, isopropylidène min), 1,43 (1,95H, s, isopropylidène Maj), 1,44 (1,05H, s, isopropylidène min), 1,45 (1,95H, s, isopropylidène Maj), 3,29 (1,05H, s, N-Me min), 3,30 (1,95H, s, N-Me Maj), 3,73 (1,95H, s, O-Me Maj), 3,75 (1,05H, s, O-Me min), 3,86-4,22 (6H, m, H₂, H₃, H₄, H₅, H₆), 4,62 (0,35H, s, H₁ min), 4,70 (0,65H, s, H₁ Maj);

(98) Maj

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz) : 25,1 ; 26,3 ; 26,9 ; 27,1 (isopropylidène), 32,7 (N-Me), 61,2 (O-Me), 67,7 (C₆), 68,8 (C₁), 72,8 (C₂), 76,4 (C₃), 79,0 (C₄), 81,1 (C₅), 109,9 (C isopropylidène), 110,2 (C isopropylidène)

(98) min

RMN ¹³C (CDCl₃, 101 MHz) : 25,3 ; 26,4 ; 26,8 ; 27,2 (isopropylidène), 32,7 (N-Me), 61,3 (O-Me), 68,0 (C₆), 69,5 (C₁), 70,0 (C₂), 77,0 (C₃), 78,0 (C₄), 81,4 (C₅), 109,8 (C isopropylidène), 109,9 (C isopropylidène).