# Toxicité aigüe et subaigüe de l'insecticide Acer 35 EC et de la lambda-cyhalothrine chez les œufs fécondés et les géniteurs du poisson-chat africain (Clarias gariepinus)

Mahugnon A. B. HOUNDJI¹,⁴*, Ibrahim IMOROU TOKO¹, Léa GUEDEGBA¹,⁴, Prudencio T. AGBOHESSI¹, Edith YACOUTO¹, Bruno SCHIFFERS², Marie-Louise SCIPPO³, Patrick KESTEMONT⁴

1 Université de Parakou, Laboratoire de Recherche en Aquaculture et Ecotoxicologie Aquatique (LaRAEAq), 03BP 61, Parakou-Université, Bénin, laraeaq.up@yahoo.com

2 Université de Liège- Gembloux Agro-Bio Tech, Laboratoire de Phytopharmacie, Passage des Déportés, 2. BE-5030 Gembloux, Belgique

3 Université de Liège, Faculté de Médecine vétérinaire, Laboratoire d'Analyse des Denrées Alimentaires (LADA), bât. B43bis, 10 Avenue de Cureghem, Sart-Tilman, B-4000 Liège, Belgique

4 Université de Namur, Unité de Recherche en Biologie Environnementale et Evolutive (URBE), Rue de Bruxelles 61, 5000 Namur, Belgique

Reçu le 22 Mai 2018 - Accepté le 15 Décembre 2019

## Acute and subacute toxicity of Acer 35EC insecticide and lambda-cyhalothrin on fertilized eggs and brood-stock of African catfish (Clarias gariepinus)

**Abstract:** Acer 35EC is the trade name of one of the insecticides (binary acaricide composed of 20 g/l of lambda-cyhalothrin and 15 g of acetamiprid) used in the plant protection program of cotton in northern Benin. The present study was initiated in order to contribute to the ecotoxicological evaluation programs of the impacts of agricultural pesticides in the aquatic ecosystems of Benin cotton basin. It aims to determine, under laboratory conditions, the acute and subacute toxicity of Acer 35EC, lambda-cyhalothrin (the most toxic of its active ingredients) and a locally made Cocktail (whose composition is similar to commercial Acer: 20 g of lambda-cyhalothrin + 15 g of acetamiprid dissolved in 1 L of acetone) on eggs and broodstock of *Clarias gariepinus*, an excellent local biological model species with regard to its high representativity in the aquatic ecosystems. Thus, exposure tests for these biocides were conducted in aquariums with fertilized eggs and female broodstock of *C. gariepinus*, in accordance with OECD guidelines 203 and 212. These investigations indicate that, with both eggs and broodstock, the survival rates are, whatever the pesticide used, inversely proportional to the nominal concentrations tested (p < 0.05). In eggs, lambda-cyhalothrin is more toxic (LC50-48h = 0.150 ppm) than the Cocktail (LC50-96h = 13.26 ppm) and the Acer 35 EC (LC50-96h = 73.54 ppm). However, Acer 35EC was at least 420 times more toxic to the broodstock (LC50-96h = 0.175 ppm) than on the eggs. In addition, behavioral abnormalities as well as cutaneous lesions were also observed in the brood stock exposed to Acer 35EC, indicating a probable alteration of some vital functions, in particular nervous and immune.

**Keywords:** *Clarias gariepinus*, Acute toxicity, Acer 35EC, Lambda-cyhalothrin, eggs, broodstock.

**Résumé:** L'Acer 35EC est le nom commercial d'un des insecticides (acaricide binaire composé de 20 g/l de lambda-cyhalothrine et 15 g d'acétamipride) utilisés dans le programme phytosanitaire du cotonnier au nord Bénin. Dans le but de contribuer aux programmes d'évaluation des impacts écotoxicologiques des pesticides agricoles dans les écosystèmes aquatiques récepteurs du bassin cotonnier béninois, la présente étude a été initiée. Elle vise à déterminer en condition de laboratoire la toxicité aigüe et subaigüe de l'Acer 35EC, de la lambda-cyhalothrine (la plus toxique de ses matières actives) et d'un cocktail
(de composition semblable à l'Acer commercial : 20 g de lambda-cyhalothrine + 15 g d'acétamipride dissous dans 1 l d'acé-
tone) chez les œufs et les adultes matures (géniteurs) de *Clarias gariepinus*, excellent modèle biologique de nos eaux au
regard de sa forte représentativité dans les milieux récepteurs. Ainsi, des tests d'exposition à ces biocides ont été effectués
en aquariums sur les œufs fœcondés et les géniteurs femelles de *C. gariepinus*, conformément aux lignes directrices 203 et
212 de l'OCDE. Il ressort de ces investigations que, aussi bien avec les œufs que les géniteurs, les taux de survie sont, quel
que soit le pesticide utilisé, inversement proportionnels aux concentrations nominales testées (p<0,05). Chez les œufs, la
lambda-cyhalothrine est plus toxique (CL50-48h = 0,150 ppm) comparativement au Cocktail (CL50-96h = 13,26 ppm) et à
l'Acer 35 EC (CL50-96h = 73,54 ppm). Chez les géniteurs, l'Acer 35EC (CL50-96h = 0,175 ppm) s'est révélé au moins 420
fois plus toxique que chez les œufs. Par ailleurs, des troubles comportementaux de même que des lésions cutanées ont été
également observés chez les géniteurs exposés à l'Acer 35EC, indiquant une altération probable de certaines fonctions vitales,
notamment nerveuses et immunitaires.

Mots clés: *Clarias gariepinus*, Toxicité aiguë, Acer 35EC, Lambda-cyhalothrine, œufs, géniteurs.

**1. Introduction**

L'espace UEMOA (Union Economique et Moné-
taire Ouest Africaine) constitue le principal bassin co-
tonnier africain grâce à la production du Burkina Faso,
du Mali, du Bénin et de la Côte d'Ivoire, soit
2.123.012,6 tonnes à l'issu de la campagne 2016-2017
(ICAC, 2017). Dans cette zone, la culture du coton re-
présente à elle seule près de 90% du marché des insec-
ticides (Degla, 2012). Le Bénin à lui seul a floré la barre
des 500.000 tonnes durant cette même campagne grâce
à une forte expan- sion de la production dans le nord du
pays (d'après les statistiques du Ministère de l'Agricultu-
ture de l'Elevage et de la Pêche MAEP, 2017). La cul-
ture du coton étant essentiellement de type convention-
nel au Bénin (Degla, 2012), cette belle performance
s'accompagne inévita- blement d'une utilisation accrue
de pesticides. Les prin- cipales molécules phytosani-
taires utilisées depuis la campagne 2013-2014 appar-
tiennent à la famille des py- réthrinoides, des néonico-
tinoïdes et/ou des organophos- phorés (Gouda, 2018b ;
Zoumenou, 2015, 2018) Tous ces biocides utilisés dans
les bassins culturaux font des écosystèmes aquatiques
leurs réceptacles fi- naux grâce au ruissellement (Car-
luer et al., 1996), au dérive (Bylemans, 2001 ; Gouda et
al., 2018) ou encore à l'infiltration (Gillium, 2007 ;
Chao et al., 2009). Dans le cadre des monitorings effec-
tués de 2015 à 2017 par le Laboratoire de Recherche en
Aquaculture et Ecotoxi- cologie Aquatique (LaRAEAq)
de l'Université de Parakou (UP) à travers le projet
AquaTox-Bénin (http://www.aquatox-benin.be), des
résidus de pesti- cides, notamment l'endosulfan (0,22 à
101,35 µg/l (ppb)), l'alpha-Hexachlorocyclohexane
(0,23 à 2,08 µg/l), le chlorpyrifos (0,95 à 1,50 µg/l), le
DDT (0,92 à 1,69 µg/l), le DDE (0,18 à 2,81 µg/l), la

cyperméthrine (0,16 à 0,30 µg/l), la perméthrine (0,77
à 13,75 µg/l), la beta-Cyfluthrine (0,18 à 0,27 µg/l),
l'acétamipride (0,20 à 7,70 µg/l) et la lambda-cyha-
lothrine (0,23 à 8,80 µg/l), ont été retrouvés dans les
retenues d'eau de Ba- tran (Commune de Banikoara) et
de Gambanè (com- mune de Kandi) et Sori (commune
de Gogounou). Or, il a été démontré que ces biocides
peuvent dangereuse- ment impacter la biodiversité
aquatique (Köprücü et Aydin, 2004 ; Agbohessi, 2014 ;
Agbohessi et al., 2015a et 2015b ; Bonansea et al. 2016 ;
Bonifacio et al. 217). Et plusieurs études font déjà état
de la régression des captures dans les plans et cours
d'eaux béninois (Lalèyè et al, 2004 ; Chikou et al.
2008).

Selon Imorou Toko et al. (2011) les retenues d'eaux fournissent plus de 60% (environ 800 tonnes) des poissons frais consommés dans la région nord du Bénin. Et au vu de l'importance de ces écosystèmes aquatiques, cette pollution de plus en plus accrue dont ils sont sujets, soulève des interrogations sur la vulnérabilité des pré-cieuses ressources halieutiques dont ils regorgent. Parmi les espèces de poissons rencontrées dans ces mi-lieux, le poisson-chat, *Clarias gariepinus* (Burchell, 1822), occupe une place de choix. En effet, c'est un poisson très prisé par la population locale et représen-tatif des poissons vivants dans les biotopes aquatiques béninois (Viveen et al, 1985, Lalèyè et al. 2004, Imo-rou Toko, 2007 et Chikou et al, 2008). Malheureuse-ment, sa saison de frai (juin à septembre) (Viveen et al. 1985 ; Legendre et Teugels, 1991 ; De Graaf et al. 1996), coïncide chaque année, à l'instar de plusieurs autres espèces aquatiques avec la campagne agricole (période d'utilisation intensive des pesticides). Les gé-niteurs et leurs progénitures sont donc directement ex-posés en cette période cruciale à de fortes concentra-tions de pesticides agricoles.

<footnote>* Auteur Correspondant : djialex2000@yahoo.fr
Copyright © 2019 Université de Parakou, Bénin</footnote>
Afin d'évaluer la sensibilité de ces phases (œufs fé-
condés et géniteurs) à une toxicité aigüe par molécules
les plus utilisées, l'Acer 35EC (fabriqué par Sinochem
Agro Co., Ltd) a été utilisé en condition de laboratoire.
Il s'agit d'un acaricide binaire utilisé durant le 3ème et le
4ème traitement du calendrier phytosanitaire du coton-
nier, qui se présente sous forme de concentré émulsion-
nable importé et commercialisé officiellement au Bénin
par les Importateurs et Distributeurs d'Intrants agri-
coles (IDI). Il est composé de 15 g d'acétamipride
(Néonicotinoïdes) et 20 g de lambda-cyhalothrine (Py-
réthrinoïdes) et a été introduit dans l'itinéraire tech-
nique du cotonnier depuis la campagne agricole 2014 –
2015. La présente étude constitue donc une étape préa-
lable à une évaluation plus approfondie en conditions
contrôlées des effets écotoxicologiques des pesticides
chimiques utilisées en zone cotonnière à travers des ex-
positions chroniques

2. Matériel et méthodes

2.1. Cadre et conditions de l'étude

Dans le cadre de la présente étude plusieurs essais
ont été réalisés aussi bien sur la phase embryonnaire
(œufs fécondés) que sur les géniteurs de C. gariepinus.
Tous ces essais ont été réalisés en conditions contrôlées
dans les installations expérimentales d'élevage aqua-
cole du Laboratoire de Recherche en Aquaculture et
Ecotoxicologie Aquatique (LaRAEAq) de la Faculté
d'Agronomie (FA) de l'Université de Parakou (UP, Bé-
nin). Chaque essai a été réalisé en deux étapes succes-
sives. Un pré-test a été premièrement effectué sur la
base des concentrations létales 50 (CL50) de la lambda-
cyhalothrine (matière active la plus toxique de l'Acer
car lipophile) chez différentes espèces de poissons dans
la littérature (CL50-96h est de 0,24 µg/l chez Oncor-
hyn-chus mykiss, 0,5 µg/l chez Cyprinus carpio et 0,81
µg/l chez Cyprinodon variegates, selon Hill, 1985a, b,c
et 5 µg/l chez Clarias batrachus selon Kumar, 2008).
Ce pré-test a permis de déterminer la plus faible con-
centra- tion qui engendre 100% de mortalité afin de cer-
ner la gamme potentielle de concentrations qui pour-
raient être létales. Après le pré-test le test proprement
dit visant à déterminer la toxicité aigüe de la molécule
(ou du pro- duit) a été effectué après définition d'une
gamme de concentrations dont les valeurs sont infé-
rieures/égales à la concentration minimale qui engendre
les 100% de mortalité.

2.2. Matériel chimique

Le matériel chimique était composé principalement
de l'insecticide Acer 35EC, de la lambda-cyhalothrine
et d'un Cocktail de formulation identique à l'Acer
35EC (mélange homogène de 20 mg de lambda-cyha-
lothrine + 15 mg d'acétamipride dissous dans 1mL
d'acétone). Ce Cocktail a été produit au LaRAEAq à

partir des matières actives pures de l'Acer 35EC et dans
les mêmes proportions afin d'apprécier les effets syner-
giques/antagoniques éventuels liés à la présence de
l'acétamipride beaucoup moins toxique (Tableau 1)
d'une part, et du solvant, adjuvants et autres additifs
dans l'Acer 35EC commercial, d'autre part. Ces 3 pro-
duits chimiques ont été testés durant la phase embryon-
naire (œuf), tandis que seule la toxicité aiguë de l'Acer
35EC a été évaluée chez les géniteurs. En effet, l'insec-
ticide Acer 35EC est un concentré émulsionnable con-
ditionné dans des bouteilles en plastique de 0,5 l qui se
présente sous forme d'un liquide visqueux jaunâtre.
C'est un binaire acaricide ayant l'acétamipride (15 g/l)
et la lambda-cyhalothrine (20 g/l) comme matières ac-
tives et a été acquis auprès des services officiels de mise
en place des intrants agricoles du Ministère en charge
de l'agriculture. La lambda-cyhalothrine et l'acétami-
pride utilisées se présentent respectivement sous forme
de poudres beige et jaunâtre. Elles ont été conditionnées
dans des flacons de 15 g avec des taux de pureté res-
pectif de 97,1% et 97,4%. Elles ont été acquises auprès
de la firme OMNICHEM-AJINOMOTO en Belgique et
conservées à une température de +4°C. Les principales
caractéristiques physicochimiques de ses deux molé-
cules actives sont présentées dans le Tableau 1. En plus
des pesticides testés, l'acétone (pureté ≥ 99,5%) a été
utilisé. C'est un solvant aprotique polaire transparent et
inflammable souvent utilisé dans les laboratoires pour
une dissolution efficacement (99,99%) des composés
lipophiles dont la lambda-cyhalothrine. Sa température
de fusion est de - 94°C et celle d'ébullition de 56°C.
Elle a une densité de 0,791 g/ml à 25°C et une pression
de vapeur de 184 mmHg à 20°C. C'est un composé très
soluble dans l'eau (une molécule polaire à chaîne car-
bonée courte), ce qui justifie son choix dans le cadre de
la présente étude. Il a été acquis auprès de la Firme
SIGMA-ALDRICH, GmbH – Germany.

2.3. Matériel biologique

Les ovules fécondés utilisés dans le cadre des pré-
sentes expérimentations ont été obtenus par reproduc-
tion artificielle de C. gariepinus au LaRAEAq selon la
procédure décrite par de De Graaf et Janssen (1996).
L'OVAPRIM® (Hormone synthétique composée de
GnRH analogue et d'un inhibiteur de la dopamine) a été
utilisé pour induire la maturation finale des ovocytes
chez les géniteurs femelles sélectionnés. Les géniteurs
mâles (980 ± 0,18 g) et femelles (738 ± 15,42 g) utilisés
ont été acquis à la ferme agroécologique Songhaï de At-
tagara (9°26'22'' N et 2°41'28'' E) située à environ 10
km de Parakou, et acclimatés pendant 14 jours dans des
conditions optimales (température : 28,2 ± 1,05°C ;
pH : 6,00 ± 0,05 et Oxygène dissous : 6,51± 0,10 mg/l)
avant les manipulations, conformément aux directives
203 de l'OCDE (Organisation de Coopé- ration et de
Développement Economique). Ils ont été nourris deux
fois par jour à 2% de leur biomasse (Ho- gendoorn, 1983) avec un aliment commercial pour re- producteurs de poissons-chats (6 mm, 46% de protéine, Guessant). Pour chaque Essai, trois (03) mâles et six (06) femelles tous mâtres ont été utilisés.

L'essai sur les géniteurs a concerné uniquement les femelles de cette espèce. Ainsi, un lot de 90 femelles matures (poids individuel = 480,7 ± 13,9 g et longueur totale individuelle = 33,0 ± 0,2 cm) a été également ac-

quis à la ferme agroécologique Songhaï de Attagara et transporté dans deux viviers en plastique de 200 litres chacun jusqu'au LaRAEAq. Une fois au Laboratoire les poissons ont été répartis en 3 lots de 30 poissons dans 3 tanks de 1 m³ et acclimatés dans les mêmes conditions que les géniteurs utilisés pour les essais de toxicité sur les œufs.

<table><caption>Tableau 1: Caractéristiques physicochimiques des matières actives de l'Acer 35EC</caption><thead><tr><th>Substances actives</th><th>Log Kow<br>20°C</th><th>*FP (%)</th><th>Pression de va-<br>peur<br>(Pa à 25°C)</th><th>Solubilité<br>dans l'eau<br>(mg/L)</th><th>DT<sub>50</sub> (eau) en<br>jours</th><th>Références</th></tr></thead><tbody><tr><td>Acétamipride<br>(C<sub>10</sub>H<sub>11</sub>ClN<sub>4</sub>)</td><td>0,8</td><td>12,8</td><td>&lt;1e-6</td><td>2950 (pH 7)<br>5,10<sup>-3</sup> (pH<br>6,5)</td><td>Stable (pH 4 –<br>7)<br>≥7 (pH 9) Sta-<br>ble (pH 5,2 –<br>6,9)</td><td>Agritox (2002)</td></tr><tr><td>Lambda-cyhalothrine<br>(C<sub>23</sub>H<sub>19</sub>ClF<sub>3</sub>NO<sub>3</sub>)</td><td>7</td><td>81,7</td><td>0,2 µPa à 20°C</td><td></td><td></td><td>Agritox (2002);<br>Li-Ming He et<br>al. (2008)</td></tr></tbody></table>

## 2.4. Dispositifs expérimentaux

Au total huit (08) aquariums en verre d'un volume de 25 l chacun ont été utilisés lors des essais sur les œufs. Ces aquariums ont été disposés sur des étagères et contenaient chacun 10 l de solution expérimentale à chaque fois. Dans chaque aquarium trois auges de fabrication locale (paniers en plastique de 0,5 l recouvert de filet moustiquaire de 100 µm environ de maille) ont été disposées pour l'incubation des œufs, constituant ainsi les 3 reliquats d'un même traitement. Chaque aquarium a été muni d'un diffuseur d'air qui a fonc- tionné 24 h/24 pour améliorer l'oxygénation de l'eau.

Pour la détermination de la toxicité aiguë de l'Acer 35EC chez les géniteurs de *C. gariepinus* 14 aquariums en verre de 130 l chacun ont été utilisés. Chaque aquarium contenait 100 l de la solution d'essai correspondant à une concentration donnée, et pour chaque traitement des duplicats ont été réalisés.

## 2.5. Concentrations expérimentales

### 2.5.1. Essais sur les œufs fécondés

Lors des pré-tests effectués pour chaque produit testé, les concentrations suivantes ont été utilisées:

* Lambda-cyhalothrine (ppm): 0; 0 + acétone; 0,1; 0,2 et 0,3 ;

* Acer 35EC (ppm): 0; 50; 100 et 150;

* Cocktail (ppm): 0; 0 + acétone; 10; 20; 40 et 50. Pour les essais de toxicité aiguë proprement dit, les concentrations nominales testées sont:

* 0 ; 0 + acétone ; 0,05 ; 0,1 ; 0,15 ; 0,25 et 0,3 ppm pour la lambda-cyhalothrine ;

* 0; 30; 60; 90 et 120 ppm pour l'Acer 35 EC; et

* 0; 0 + acétone; 5; 10; 15; 20 et 25 ppm pour le Cocktail.

Des témoins acétone ont été testés lors des essais impliquant la lambda-cyhalothrine afin de déterminer la part de mortalité que pourrait engendrer ce solvant de dissolution indépendamment des molécules testées. Ces témoins contenaient 0,3 et 25 ppm d'acétone, respectivement pour la lambda-cyhalothrine et le Cocktail.

### 2.5.2. Essai sur les géniteurs

Les concentrations d'Acer 35EC testées chez les géniteurs étaient de 0 ; 0,1 ; 1 et 5 ppm pour le pré-test ; et 0 ; 0,05 ; 0,10 ; 0,15 ; 0,20 ; 0,25 et 0,30 ppm pour le test proprement dit.

## 2.6. Conduite expérimentale et données collectées

Les solutions expérimentales utilisées lors des essais avec la lambda-cyhalothrine et le Cocktail ont été obtenues à partir de solutions mères contenant 1 mg/ml d'acétone pour la lambda-cyhalothrine, et 20 mg de lambda-cyhalothrine + 15 mg d'acétamipride dans 20 ml d'acétone pour le Cocktail.

Lors des essais sur les œufs, 200 mg d'ovules fertilisés (environ 100 œufs) par auge ont été à chaque fois incubés durant 48 heures, dans les solutions expérimentales correspondantes respectivement aux concentrations testées. Les œufs ont été bien étalés et les auges disposés de façon qu'ils soient complètement immergés sous environ 5 cm de solution d'exposition. Les paramètres physicochimiques de l'eau (température, pH et oxygène dissous) ont été relevés dans chaque aquarium juste avant le début de l'incubation, et toutes les 12 heures jusqu'à la fin de l'incubation. Vingt (20) minutes après le début de l'incubation, les ovules non fé-

<footnote>*FP (facteur de perméabilité du chorion) = 11,1 × log Kow + 3,97 (Helsmstetter et Alden, 1995) ; Log Kow est le coefficient de partage octanol/eau ;DT est le temps de dégradation de 50% dans l'eau.</footnote>
condés (qui blanchissent, contrairement aux œufs fé-
condés qui gardent une couleur verdâtre avec une tâche
rouge à l'intérieur ; Figure 1) ont été enlevés de chaque
auge à l'aide d'une pipette pasteur. Le reste des œufs
fécondés est alors compté par auge. Durant l'incubation,
les auges ont été régulièrement observées (toutes les 4
heures) afin de compter et enlever les œufs morts. Tous
ces essais ont été réalisés dans des conditions statiques,
sans renouvellement des solutions d'essais durant les
48 heures d'exposition aigüe.

Pour les géniteurs, le lot de poissons utilisé a été va-
lidé à la fin de la période d'acclimatation étant donné
que les mortalités cumulées enregistrées étaient de 1,1%
dans les 3 tanks, donc conforme aux lignes directrices
203 de l'OCDE (mortalité cumulée < 5%). Quatre (4)
géniteurs femelles de *C. gariepinus* ont été utilisés par

aquarium. L'essai qui a duré 96 heures a été réalisé en
condition semi-statique, avec un renouvellement total
de la solution expérimentale toutes les 24 heures pour
pallier les variations de concentrations nominales dues
éventuellement à la dégradation des molécules ou leur
absorption (sur les parois des aquariums ou par les pois-
sons). Les paramètres physicochimiques de l'eau (tem-
pérature de l'eau, pH et oxygène dissous) ont été mesu-
rés deux fois par jour (matin et soir) dans tous les aqua-
rium s. Les poissons morts sont enlevés et comptés par
intervalle de 4 heures dans chaque aquarium. Les com-
portements inhabituels des poissons tels que l'agressi-
vité, la perte de coordination/équilibre, l'hyperactivité,
les immobilités atypiques/léthargie, la nage rapide et
les lésions cutanées ont été recensés dans chaque aqua-
rium pendant l'exposition.

<figure><img src="image_1.png" /><figcaption>Figure 1: Photos d'ovules de *Clarias gariepinus* observés à la loupe binoculaire; A = ovules non fécondés; B = ovules fécondés.</figcaption></figure>

<caption>Graph 1: Eggs pictures of *Clarias gariepinus* observed with a binocular magnifying glass; A = unfertilized eggs; B = fertilized eggs.</caption>

2.7 Traitement et analyses statistiques des don-
nées

Sur la base des mortalités relevés durant les essais
avec les œufs fécondés et les géniteurs, les taux de sur-
vie (%) de même que les concentrations létales qui
tuent 5 à 50% en 48 heures d'incubation (CL5-50-48h)
ont été déterminées pour la lambda-cyhalothrine,
l'Acer 35EC et le Cocktail chez les œufs; ces mêmes
paramètres ont été déterminés chez les géniteurs expo-
sés durant 96 heures (CL5-50-96h) à l'Acer 35EC. Pour
chaque produit testé, la concentration sans effets obser-
vés (CSEO) et la concentration minimale avec effets

observés (CMEO) ont été également déterminées aussi
bien chez les œufs que les géniteurs, par comparaison
avec les traitements contrôles grâce au test de Dunnett.
Le cas échéant, la normalité des données a été évaluée
en utilisant le test de Shapiro-Wilk (Agbohessi et al.,
2013). Tous les paramètres utilisés pour évaluer la toxi-
cité aigüe et subaigüe durant cette étude (Taux de survie,
CL5-50, CSEO, CMEO) de même que les graphiques
ont été obtenus à l'aide du logiciel statistique de traite-
ment des données toxicologiques, CETIS (Comprehen-
sive Environmental Toxicity Information System, CE-
TIS v1.9.2, 2015-McKinleyville, CA 95519, USA).
## 3. Résultats

### 3.1. Taux de survie des œufs et des géniteurs de *C. gariepinus* exposés à des doses aigües et subaigües des pesticides testés

Durant les essais effectués sur les œufs fécondés de *C. gariepinus*, les valeurs moyennes de la température (T°C), de l'oxygène dissous (O₂) et du pH étaient respectivement de 30,95 ± 0,18°C, 5,45 ± 0,20 mg/l et 6,71 ± 0,20. Avec les géniteurs, ces valeurs ont été de 27,05 ± 0,10°C, 5,05 ± 0,07 mg/l et 6,58 ± 0,05 respectif-ement. Dans tous les cas on peut noter que la qualité phy- sicohimique des solutions d'essais n'a pas signifi-cati- vement varié (p > 0,05) dans les aquariums.

Les différents essais de toxicité aiguë des insecti-cides réalisés aussi bien avec les œufs que les géniteurs de *C. gariepinus* ont montré que le taux de survie est inversement proportionnel aux concentrations nomi-nales testées (p<0,05 ; Figure 2), quel que soit le pesti-cide utilisé. Chez les œufs (Figure 2, A, B et C), pour tous les produits utilisés, les concentrations testées ont entrainées une diminution significative (p<0,05) du taux de survie comparativement aux contrôles, à l'ex-ception de la lambda-cyhalothrine qui n'a pas engendré de différence significative (p>0,05) entre les taux de survie enregistrés avec le control (0 ppm) et ceux ob-servés avec les concentrations de 0,05 et 0,10 ppm.

Chez les géniteurs, aucune mortalité n'a été obser-vée. avec les concentrations de 0,05 et 0,1 ppm à l'instar du contrôle (Figure 2, D).

### 3.2. Concentrations létales et sublétales des pesticides testés chez les œufs et les géniteurs de *C. gariepinus* exposés à des doses aigües et subaigües

Les CL5-50, les CSEO et les CMEO des différents pesticides testés sur les œufs et les géniteurs de *C. gariepinus* sont présentées dans le Tableau 2. L'analyse de ce tableau montre que chez les œufs, la lambda-cyhalothrine demeure plus toxique comparativement au cktail et à l'Acer 35 EC qui semble le moins toxique. Cependant chez les géniteurs, l'Acer 35EC s'est révélé beaucoup plus toxique (plus de 420 fois) que chez les œufs.

### 3.3. Anomalies comportementales observées chez les géniteurs femelles de *C. gariepinus* exposés à l'Acer 35EC

Les attitudes irrégulières de même que les lésions cu-tanées observées chez les géniteurs de *C. gariepinus* sont résumées en fonction des concentrations d'exposi-tion dans le Tableau 3. De façon générale, dès le début de l'essai on observe dans les aquariums une agitation (hyperactivité et/ou agressivité) caractérisée par une

nage rapide et/ou une augmentation de l'activité en sur-face des poissons exposés à l'Acer 35EC, contraire-ment aux témoins. Cependant quelques soit la dose d'Acer 35EC testée, on remarque une immobilisation atypique des poissons avec une perte fréquente de l'équi- libre pendant les minutes précédant leur mort. Par ailleurs, tous les poissons exposés à l'Acer 35EC ont présentés des lésions cutanées. Dans tous les cas l'intensité des comportements de même que l'ampleur les lésions cutanées observées sont généralement dose-dépendante.

## 4. Discussion

La présente étude a montré que les œufs de *Clarias gariepinus* sont sensibles aux pesticides chimiques, et particulièrement à la lambda-cyhalothrine, l'une des matières actives de l'Acer 35EC. Cette forte toxicité de la lambda-cyhalothrine chez les œufs pourrait s'expli-quer par son facteur de pénétration (FP) très élevé (81,67%) dû au fait qu'il est très lipophile. En effet, au début de l'incubation l'œuf absorbe une grande quantité d'eau par osmose ce qui rend le chorion très distendu dans un premier temps, avant de durci par la suite sous l'action des enzymes (Kamler, 1992 ; Gatesoupe, 1994). Avant ce processus de durcissement, le chorion de l'œuf devient perméable à l'eau et aux petites molécules. Dans les groupes témoins, les taux de survie des œufs incubés sont comparables, voire meilleures à ceux gé-néralement rapportés dans la littérature pour *C. gariepi-nus*. En effet, Haylor et Mollard (1995) de même que Rukera Tabaro et al. (2005) rapportent durant l'incuba-tion (24 à 48 h) des taux de survie des œufs fécondés de *C. gariepinus* de 66 et 67%, respectivement. La mem-brane chorionique étant de nature phospholipidique elle est perméable aux molécules lipophiles, y compris celles toxiques (Helmstetter et Alden, 1995). Générale-ment les polluants à FP élevé pénétrent donc plus fac-ilement dans le chorion que ceux à faible FP, provo-quant une fois dans l'œuf une précipitation des pro-téines (OCDE, 1992). La plus grande toxicité du pen-tachlorophénate de sodium (PF = 70%) compara-tivement au malathion (FP = 30%) chez les œufs de *C. gariepinus* observée par Nguyen et al. (1999) confirme bien cette tendance. Par ailleurs, il est rapporté que sur-vie des œufs et donc leur éclosion peut être égale-ment entravée par le blocage, par les xénobiotiques, no-tam-ment ceux lipophiles, des processus biochimiques et comportementaux, y compris la digestion du chorion par les enzymes et les mouvements de l'embryon pour ouvrir le chorion (De Gaspar et al., 1999 ; Hagenaars et al., 2011). C'est ce qui expliquerait également dans notre cas la plus forte toxicité de la lambda-cyhalo-thrine chez les œufs exposés (CL50-96h = 0,150 ppm),
comparativement au Cocktail (CL50-96h = 13,26 ppm) et à l'Acer 35EC (CL50-96h = 73,54 ppm). Nguyen et al. (1999) ont aussi rapporté que le pentachlorophénol (NaPCP) à des concentrations >1 ppm retarde le dév-elllopnement embryonnaire de C. gariepinus. Köprücü et Aydin (2004) ont également remarqué que la deltabetrine, un pesticide de la même famille que la lambda-cyhalothrine (Pyréthrinoïdes) était très toxique pour les œufs de la carpe commune (CL50-96h >0,005 ppb) et altérait significativement leur taux d'éclosion. Haegaars et al. (2011) ont également constaté que l'acide perfluorooctanoïque à des concentrations >1 ppm caussait une diminution de l'éclosion des œufs du poissonzèbre (Danio rerio). Aussi, la pénétration des molécules et plus particulièrement de la lambda-cyhalothrine à travers la membrane phospholipidique des œufs pourrait-elle également entraînée une diminution de l'énergie à des niveaux insuffisants pour permettre l'évacuation de la coquille (Varo et al., 2006; Agbohessi et al., 2013). La présence d'acétamipride (plus hydrophile) dans le Cocktail et l'Acer 35EC aurait probablement limité leur pénétration dans les œufs justifiant ainsi les faibles toxicités observées (effet antagoniste) comparativement à la lambda-cyhalothrine. La nature du solvant, les adjuvants et additifs contenus dans le produit commercial (Acer 35 EC) aurait probablement aussi eu des effets antagonistes, le rendant ainsi moins toxique aux œufs que le Cocktail fait maison (à base d'acétone comme solvant, sans adjuvants et sans additifs).

Cependant, chez les géniteurs de C. gariepinus, l'Acer 35EC s'est révélé très toxique (CL50-96 h = 0,175 ppm) comparativement aux œufs (CL50-48h = 73,54 ppm). Cette plus grande sensibilité des adultes à l'Acer 35EC, comparativement aux œufs, indique que la voie majoritaire d'intoxication de ce produit serait probablement branchiale et/ou orale contrairement aux œufs où la pénétration n'est possible que par la coquille. Aussi, la nécessité de mobiliser d'importante quantité d'énergie métabolique pour faire face au stress engendré pas ce polluant chez les reproducteurs (réactions de détoxication, réactions oxydatives, etc.), pourrait altérer l'efficacité des autres fonctions vitales, rendant ainsi les adultes plus sensibles comparativement à ses œufs (Agbohessi, 2014). L'expression de la CL50-96h (0,175 ppm) de l'Acer 35 EC en unité de matières actifs donne. 3,5 µg/l de lambda-cyalothrine et 2,63 µg/l d'acétamipride. Ces valeurs, sont toutes en deçà des concentrations les plus élevées 8,80 µg/l et 7,70 µg/l respectivement obtenues pour ces matières actives lors des monitorings effectués de 2015 à 2017 par le Laboratoire de Recherche en Aquaculture et Ecotoxicologie

Aquatique (LaRAEAq) de l'Université de Parakou (UP) à travers le projet AquaTox-Bénin (http://www.aqua-tox-benin.be) dans les retenues d'eau du nord Bénin. Cet état des choses, soutient l'hypothèse que les pesticides utilisés en cotonculture seraient l'une des principales causes des nombreux poissons morts qu'on retrouve fréquemment à la surface de l'eau pendant la saison des pluies dans cette zone.

Par ailleurs, les réactions comportementales des géniteurs observées durant leur exposition à l'Acer 35EC seraient probablement dues aux altérations survenues dans leur mécanisme de régulation nerveuses. En effet, des comportements et altérations similaires ont déjà été signalés chez plusieurs espèces aquatiques y compris C. gariepinus exposé à l'endosulfan (pesticide organochloré) par plusieurs auteurs (Ezemonye et Ikpesu, 2011; Yekeen et Fawole, 2011; Bhatia et al. 2004; Siang et al., 2007; Agbohessi et al., 2013, Gouda, 2018a). En effet, ces pesticides (notamment la lambda-cyhalothrine) ou leurs produits de dégradation dans l'organisme, bloqueraient le fonctionnement des canaux sodium indispensables à la transmission de l'influx nerveux par inhibition de l'acétylcholinestérase (Li-Ming, 2008). Ce dernier auteur rapporte que ces xénobiotiques se lient aux protéines qui régulent le canal sodique voltage dépendant, affectant ainsi les fibres nerveuses qui sont stimulées de façon continue créant ainsi chez l'individu, des tremblements, la perte de contrôle musculaire, la paralysie et probablement la mort. Selon, EFSA (2014), l'acétamipride serait un excellent mimétique se liant aux récepteurs nicotiniques de l'acétylcholine (nAChR) imitant ainsi l'action de l'acétylcholine par l'ouverture des canaux ioniques qui permettent l'entrée de Na⁺ et Ca²⁺ dans les cellules. La suractivation de ce récepteur (nAChR) génère généralement un blocage engendrant une paralysie mortelle.

Les lésions cutanées observées dans le cadre de cette étude ont été également rapportées par Agbohessi et al. (2015a) chez les juvéniles de C. gariepinus exposés à des doses aigües de Thionex (insecticide coton à base d'endosulfan). Ces ulcérations seraient probablement causées par des réactions inflammatoires au niveau du tégument lors du contact avec l'Acer 35EC (ou ses dérivés), constituant ainsi une porte ouverte aux infections diverses et affaiblissant par conséquent leur défense immunitaire (Ezemonye et Ikpesu, 2011; Agbohessi et al. 2013) ce qui pourrait aussi contribuer à la vulnérabilité voire la mortalité des sujets exposés, surtout aux fortes doses.
<figure><img src="image_2.png" /></figure>

Figure 2 : Taux de survie des œufs (après 48h d'incubation) et géniteurs femelles (après 96 heures) de *Clarias gariepinus* exposés à des doses aigües et subaigües de pesticides (pour les œufs, A: Lambda-cyhalothrine ; B: Acer 35EC et C: Cock-tail composé de 20 mg/l de lambda-cyhalothrine + 15 mg/l d'acétamipride dissous dans 20 ml d'acétone ; pour les géni-teurs, D: Acer 35 EC).

Graph 2: Survival rate of eggs (after 48 hours post incubation) and broodstock (after 96 hours) of *Clarias gariepinus* exposed under lethal and sublethal concentrations of pesticides (for eggs, A: lambda-cyhalothrin; B: Acer 35EC and C: Mix-ture of 20 mg/L of lambda-cyhalothrine + 15 mg/L of acetamiprid dissolved in 20 mL of acetone; for broodstock, D: Acer 35EC).
<caption>Tableau 2 : Concentrations létales (CL<sub>5-50</sub>), CSEO et CMEO des pesticides testés sur les œufs et géniteurs femelles de *Clarias gariepinus*</caption>

<table><caption>Table 2: Lethal concentrations (CL<sub>5-50</sub>), NOEC and LOEC of tested pesticides on eggs and female broodstock of *Clarias gariepinus*</caption><thead><tr><th rowspan="2">Concentrations létales</th><th colspan="3">Œufs (ppm)</th><th rowspan="2">Adultes femelles (ppm)<br>Acer 35EC</th></tr><tr><th>Lambda-cyhalothrine</th><th>Acer 35EC</th><th>Cocktail</th></tr></thead><tbody><tr><td>CL5</td><td>0,090<br>(0,059 - 0,111)</td><td>44,56<br>(26,15 - 56,04)</td><td>7,71<br>(5,97 - 9,07)</td><td>0,112<br>(0,063 - 0,138)</td></tr><tr><td>CL10</td><td>0,100<br>(0,069 - 0,121)</td><td>49,77<br>(31,54 - 60,79)</td><td>8,69<br>(6,97 - 10,01)</td><td>0,124<br>(0,076 - 0,149)</td></tr><tr><td>CL15</td><td>0,108<br>(0,078 - 0,129)</td><td>53,63<br>(35,77 - 64,27)</td><td>9,42<br>(7,74 - 10,71)</td><td>0,132<br>(0,087 - 0,157)</td></tr><tr><td>CL20</td><td>0,115<br>(0,086 - 0,135)</td><td>56,91<br>(39,51 - 67,21)</td><td>10,05<br>(8,39 - 11,30)</td><td>0,139<br>(0,096 - 0,163)</td></tr><tr><td>CL25</td><td>0,121<br>(0,092 - 0,140)</td><td>59,88<br>(43,00 - 69,88)</td><td>10,62<br>(9,01 - 11,84)</td><td>0,146<br>(0,105 - 0,170)</td></tr><tr><td>CL40</td><td>0,138<br>(0,112 - 0,156)</td><td>68,08<br>(53,03 - 77,38)</td><td>12,2<br>(10,74 - 13,33)</td><td>0,164<br>(0,129 - 0,189)</td></tr><tr><td>CL50</td><td>0,150<br>(0,126 - 0,167)</td><td>73,54<br>(59,91 - 82,63)</td><td>13,26<br>(11,91 - 14,35)</td><td>0,175<br>(0,144 - 0,203)</td></tr><tr><td>CSEO</td><td>0,10</td><td>&lt;30</td><td>&lt;5</td><td>0,1</td></tr><tr><td>CMEO</td><td>0,15</td><td>30</td><td>5</td><td>0,15</td></tr></tbody></table>

CSEO : Concentration Sans Effets Observés ; CMEO : Concentration Minimale avec Effets Observés ; Les valeurs entre parenthèses représentent les limites de confiance 95%.

<caption>Tableau 3 : Anomalies observées chez les géniteurs de *Clarias gariepinus* exposés à des doses aigües d'Acer 35EC durant 96 heures</caption>

<table><caption>Table 3: Anomalies observed in *Clarias gariepinus* broodstock exposed to acute doses of Acer 35EC for 96 hours</caption><thead><tr><th rowspan="2">Doses testées<br>(ppm)</th><th colspan="6">Anomalies</th></tr><tr><th>Agressivité</th><th>Perte d'équilibre</th><th>Hyperactivité</th><th>Nage rapide</th><th>Lésions cutanées</th><th>Augmentation de l'activité en surface</th></tr></thead><tbody><tr><td>0,00</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>0,05</td><td>-</td><td>-</td><td>+</td><td>-</td><td>+</td><td>-</td></tr><tr><td>0,10</td><td>-</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td></tr><tr><td>0,15</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td></tr><tr><td>0,20</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td></tr><tr><td>0,25</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td></tr><tr><td>0,30</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td><td>+</td></tr></tbody></table>

(-) : absence et (+) présence
**5. Conclusion**

L'évaluation de la toxicité aigüe et subaigüe de l'Acer 35 EC (20 g de lambda-cyalothrine + 15 g d'acétamipride) chez les adultes femelles et les œufs fécondés du poisson – chat africain, *C. gariepinus*, a permis de mettre en exergue, les effets négatifs de ces polluants sur ces stades vulnérables de ce poisson fortement prisé et représentatif des bassins versants récepteurs. Les adultes (géniteurs) se sont montrés particulièrement sensibles comparativement aux œufs fécondés et ce, même à des concentrations en matières actives inférieures à celles des milieux naturels. Des lésions cutanées de même que des troubles importants de comportements ont été également observés chez les sujets exposés à l'Acer 35EC, indiquant des altérations de certaines fonctions vitales, notamment nerveuses et immunitaires de cette espèce. Il est donc impérieux, de prendre des mesures afin de limiter l'impact de l'usage de ces pesticides dans les bassins culturaux sur les écosystèmes aquatiques.

**REMERCIEMENTS**

La présente étude a été possible grâce au financement de l'Académie de Recherche et d'Enseignement Supérieur de la Commission de Coopération au Développement (ARES-CDD, Belgique) à travers le projet AquaTox-Bénin (PRD 2013-2018), et du Centre d'Etudes et de Recherches Universitaires de Namur (CERUNA) de l'Université de Namur (Belgique) qui nous a octroyé une allocation universitaire de recherche et de séjour à Namur. Enfin, nous exprimons nos sincères gratitudes à tous les étudiants stagiaires du LAEAq qui ont participé d'une manière ou d'une autre aux différentes manipulations.

**CONFLIT D'INTERET**

Les auteurs n'ont déclaré aucun conflit d'intérêt.

**REFERENCES**

Adechian S. A. Baco M. N. Akponikpe I. ImorouToko I. Egah J. & Affoukou K. 2015. Les pratiques payannes de gestion des pesticides sur le maïs et le coton dans le bassin cotonnier du Bénin. Vertigo, 15 : 1-11. https://journals.openedition.org/vertigo/16534.

Agbohessi P. T. Imorou Toko I. Ouédraogo A. Jauziaux T. Mandiki S. N. M. & Kestemont P. 2015a. Assessment of the health status of wild fish inha-

biting a cotton basin heavily impacted by pesti-cides in Benin (West Africa). Science of the Total Environment, 56 : 567-584.

https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2014.11.047

Agbohessi P. 2014. Impact des pesticides agricoles sur le développement et la régulation du système reproducteur, le statut hépatique et la croissance des poissons dans le bassin cotonnier béninois. Thèse pour l'obtention du diplôme de doctorat en Sciences biologiques à l'Université de Namur, Belgique, 307p.

Agbohessi P. T. Toko, I. I. Atchou V. Tonato R. Mandiki S. N. M. & Kestemont P. 2015b. Pesticides used in cotton production affect reproductive development, endocrine regulation, liver status and offspring fitness in African catfish *Clarias gariepinus* (Burchell, 1822). Comparative Biochemistry and Physiology Part - C: Toxicology and Pharmacology, 167 : 157-172.

https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2014.10.002

Agbohessi T.P. ImorouToko I. Houndji A. Gillardin V. Mandiki S.N.M. & Kestemont P. 2013. Acute toxicity of agricultural pesticides to embryo-larval and juvenile African Catfish *Clarias gariepinus*. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 64: 692-700.

Agritox, 2002a. Base de données sur les substances actives phytopharmaceutiques, Acetamipride, http://www.agritox.anses.fr/php/sa.php?sa=1301 (consulté le [15/02/2018]).

Agritox, 2002b. Base de données sur les substances actives phytopharmaceutiques Lambda-cyhalothrine http://www.agri-tox.anses.fr/php/sa.php?sa=255 (consulté le [15/02/2018]).

Bhatia N.P. Sanhu G.S. & Johal M.S.2004. Haematological alterations in *Heteropneuses fossilis* upon exposure to endosulfan. Pollution Research, 23: 633-636.

Bonansea R. I. Wunderlin D. A. & Amé M. V. 2016. Behavioral swimming effects and acetylcholinesterase activity changes in Jenynsa multidentata exposed to chlorpyrifos and cypermethrin individually and in mixtures. Ecotoxicology and Environmental Safety, 129 : 311-319.

https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2016.03.043

Bonifacio A. F. Ballesteros M. L. Bonansea R. I. Filippi I. Amé M. V. & Hued A. C. 2017. Environmental relevant concentrations of a chlorpyrifos commercial formulation affect two neotropical fish species, Cheirodon interruptus and Cnesterodon decemmaculatus. Chemosphere, 188 :486-493.

https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.08.156

Bylemans D. 2001. The importance of application technique and drift reduction for ecotoxicological risk assessment and risk management in fruit growing. Parasitica, 57 : 5-11.

Carluer N. Gouy V. Gril J.J. 1996. Contamination des eaux par les produits phytosanitaires : apport de la modélisation. Ingénières EAT, 6 :19-30.
CENAGREF (Centre National de Gestion des Réserves de Faune), 2004. Etude de l'impact de l'utilisation des engrais chimiques et des pesticides par les populations riveraines sur les écosystèmes (eau de surface, végétaux et faunes) des Aires Protégées (Parcs Nationaux et zones cynégétiques) du Bénin. Rapport Final d'expertise; 168p.

Chao W. Guanghua L. Jing C. & Perfang W. 2009. Sub-lethal effects of pesticide mixtures on selected biomarkers of *Carassius auratus*. Environmental Toxicology and Pharmacology, 28: 414-419.

Chikou A. Lalèyè P. Raemakers V. VandewAlle P. & Philippart J-C. 2008. Etude de l'âge et de la croissance chez *Clarias gariepinus* (Pisces, Clariidae) dans le delta de l'Ouémé au Bénin (Afrique de l'Ouest). International Journal of Biological and Chemical Sciences, 2: 157-167.

Cuesta M. & Angeles B. 2011. Immunotoxicological Effects of Environmental Contaminants in Teleost Fish Reared for Aquaculture: 241 266. In: M. Stoytcheva (eds), Pesticides in the Modern World-Risks and Benefits.

De Gaspar I. Blanquez M.J. Fraile B. Paniagua R. & Arenas M.I. 1999. The hatching gland cells of trout embryos: characterisation of N- and O-linked oligosaccharides. Journal of Anatomy, 194: 109-118

Degla R. 2012. Rentabilité économique et financière des exploitations cotonnières basées sur la Gestion Intégrée de la Fertilité des Sols et des Ravageurs au Nord-Bénin Résumé Economic and financial profitability of cotton production based on the integrated Pest and Soi. Bulletin de La Recherche Agronomique Du Bénin, Numéro spécial : 26-35. https://doi.org/10.1016/j.jneuroling.2017.03.005

De Graaf G. & Janssen H. 1996. Artificial reproduction and pond rearing of the African catfish *Clarias gariepinus* in Sub-Sahara Africa, a hand book. FAO Fisheries technical paper, 71p.

EFSA (European Food Security Authority) 2014. Reasoned opinion on the modification of the existing MRL for acetamiprid in bananas. EFSA Journal, 29p.

Ezemonye L.I.N. & Ikpesu T.O. 2011. Evaluation of sub-lethal effects of endosulfan on cortisol secretion, glutathione S-transferase and acetylcholinesterase activities in *Clarias gariepinus*. Food and Chemical Toxicology, 49: 1898-1903

Gatesoupe F.J. 1994. Developement of fish larvae end rearing conditions in hatcheries: 159-172. In: B. Lehlou and P. Vitiellci (eds), Coostal and Estuarine Studies. Aquaculture fondamental and applied research. American Geophysical Union. Washington DC.

Gillium R. J. 2007. Pesticides in U.S. streams and groundwater. Environmental Science and technology, 41: 3407-3413.

Gouda A-I. 2018a. Analyse des risques environnementaux liés aux pratiques phytosanitaires dans les écosystèmes aquatiques du bassin cotonnier (Nord Bénin). Thèse pour l'obtention du diplôme de doctorat en sciences agronomiques et ingénierie biologique à l'Université de Liège, Belgique, 221p. http://hdl.handle.net/2268/229146

Gouda A.I. Mehoba M.H.L. ImorouToko I. Scippo M-L. Kestemont P. & Schiffers B. 2018b. Comparaison de la dérive pour deux types de pulvérisateurs utilisés en production cotonnière au Bénin. Base : Biotechnologie, Agronomie, Société et Environnement, 22 : 94-105.

Hagenaars A. Vergauwen L. De Coen W. & Knapen D. 2011. Structureactivity relationship assessment of four perfluorinated chemicals using a prolonged zebrafish early life stage test. Chemosphere, 82: 762-772

Haylor G.S. & Mollah M.F.A. 1995. Controlled hatchery production of African catfish *Clarias gariepinus*: the influence of temperature on early development. Aquatic Living Resources, 8: 431-438

Helmstetter M.F. & Alden R.W. III. 1995. Passive trans-chorionic transport of toxicants in topically treated Japanese medaka (*Oryzia latipes*) eggs. Aquatic Toxicology, 32: 1-13

Hill R.W. 1985a. Determination of acute toxicity to rainbow trout (*Salmo gairdneri*) of a 5% EC formulation (Unpublished proprietary report No. BL/B/2783, submitted to WHO by ICI), 321p.

Hill R.W. 1985b. Determination of acute toxicity to mirror carp (*Cyprinus carpio*) of a 5% EC formulation (Unpublished proprietary report No. BL/B/2784, submitted to WHO by ICI), 321p.

Hill R.W. 1985c. Determination of acute toxicity to sheepshead minnow (*Cyprino donvariegatus*) (Unpublished proprietary report No. BL/B/2615, submitted to WHO by ICI), 321p.

Hogendoorn H. 1983. Growth and production of the African catfish, *Clarias lazera* (C&V): III bioenergetics relations of body weight and feeding level. Aquaculture, 35: 1-17. https://doi.org/10.1016/0044-8486(83)90066-2

ICAC (International Cotton Advisory Committee), 2014. Cotton, this Month. 1629 K Street: Washington USA. https://www.icac.org/tech/ICAC-Researcher-of-the-Year-Award (consulté le [04/05/2018]).

ICAC (International Cotton Advisory Committee), 2017. Cotton in the Era of Globalization and Technological Progress. Statement of the 76th Plenary Meeting. http://gca.org.pl/wpcontent/uploads/2017/11/e_Statement_FINAL.pdf (consulté le [04/11/2017]).

Imorou Toko I. 2007. Amélioration de la production halieutique des trous traditionnels à poissons (whedos) du delta de l'Ouémé par la production de l'élevage des poissons-chats *Clarias gariepinus* et
*Heterobranchus longifilis*. Thèse de Doctorat en Sciences Biologiques, Presse Universitaire de Namur, ISBN: 978-2-87037-579-2 ; Dépôt légal : D/2007/1881/38 ; 186p.

Imorou Toko I. Yabi A.J. Assogba M.N.Adam Sanni M. & Elegbe H. 2011. Evaluation des potentialités piscicoles et socioéconomiques des retenues d'eau pastorales dans la commune de Banikoara (Nord-Est du Bénin). Annales de l'Université de Parakou, série Sciences Naturelles Agronomie, 2 : 57-84.

Kamler E. 1992. Early fish history of fish: 55 – 67. In: Chapman N. & Hall L. (eds), An energetic approach. Ed. Rock. London.

Köprücü K. & Aydın R. 2004. The toxic effects of pyrethroid deltamethrin on the common carp (*Cypripedus carpio* L.) embryos and larvae. Pesticide Biochemistry and Physiology, 80: 47–53.

Kumar A. Sharma B. & Pandey R. S. 2011. Assessment of acute toxicity of k-cyhalothrin to a freshwater catfish, *Clarias batrachus*. Environmental Chemistry Letters, 9: 43-46

Lalèyè P. Chikou A. Philippart J.C. Teugels G.G. & Vande Walle P. 2004. Etude de la diversité ichthyologique du bassin du fleuve Ouémé au Bénin (Afrique de l'Ouest). Cybium, 28 : 329-339.

Legendre M. & Teugels G. G. 1991. Développement et tolérance à la température des œufs de *Heterobranchus longifilis*, et comparaison des développements larvaires de *H. longifilis* et de *C. gariepinus* (Teleostei, Clariidae). Aquatic Living Resources, 4: 227-240.

Li-Ming H. John T. Albert W. & Kean G. 2008. Environmental Chemistry, Ecotoxicity, and Fate of Lambda-cyhalothrin. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology, Vol. 100; 71-91.

MAEP (Ministère de l'Agriculture, de l'Elevage et de la Pêche), 2014. Liste des produits phytosanitaires disponibles pour la campagne agricole 2013-2014 dans les départements du Borgou-Alibori au Bénin.14p

Micha J.-C. 1973. Etude des populations piscicoles de l'Ubangui et tentative de sélection et d'adaptation de quelques espèces à l'étang de pisciculture. C.T.F.T., Nogent-sur-Marne; 100p.

Nguyen L.T.H. Janssen C.R. & Volckaert F.A.M. 1999. Susceptibility of embryonic and larval African catfish (*Clarias gariepinus*) to toxicants. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 62: 230-237.

OCDE (Organisation for Economic Cooperation and Development) 1992. Guideline for testing of chemicals: fish acute toxicity test. OECD 203, Paris, France.

Ogueji E.O. & Auta. J. 2007. Investigation of Biochemical Effects of Acute Concentrations of Lambda-Cyhalotrin on African Catfish *Clarias gariepinus*Teugels. Journal of Fisheries International, 2 : 86–90.

Ramade F. 1991. Caractères écotoxicologiques et impact environnemental potentiel des principaux insecticides utilisés dans la lutte anti-acridienne : 179-191. In : Aupelf-Uref, (eds). La lutte anti-acridienne. Ed. John Libbey Eurotext. Montrouge (France).

Risebrough R.W. Huggett R. J. & Griffin J. J. 1968. Pesticides: transatlantic movements in the northeast trades. In Science, 159 : 1233-1236.

Rukera Tabaro S. Micha J-C. & Ducarme C. 2005. Essais d'adaptation de production massive de juvéniles de *Clarias gariepinus* en conditions rurales. Tropicultura, 23: 231-244.

Siang H.Y. & Yee L.M. & Seng C.T. 2007. Acute toxicity of organochlorine insecticide endosulfan and its effect on behaviour and some haematological parameters of Asian swamp eel (*Monopterus albus*, Zuiew). Pesticide Biochemistry and Physiology, 89: 46-53.

Varo I. Amat F. Navarro J.C. Barreda M. Pilarch E. & Sarrerro R. 2006. Assessment of the efficacy of *Artemia* sp. (Crustacea) cyst chorion as barrier to chlorpyrifos (organophosphorus pesticide) exposure. Effect on hatching and survival. Science of the Total Environment, 366, 148–153.

Viveen W. Richter C. Van Oordt P. Janssen J. & Huisman E. 1985. Practical manual for the culture of the African catfish (*Clarias gariepinus*). The Netherlands Ministry for Development Cooperation, Section for Research and Technology, P.O.Box 20061, 2500 EB The Hague, The Netherlands; 128 p.

Yekeen T.A. & Fawole O.O. 2011. Toxic effects of endosulfan on haematological and biochemical indices of *Clarias gariepinus*. African Journal of Biotechnology, 10 : 14090-14096.
http://www.academicjournals.org/AJB

Zoumenou B. Aïna M. P. Agbohessi P. Imorou I. & Schippo M.-L. 2015. Effets toxicologiques et méthodes d'analyse de la lambda-cyhalothrine et de l'acétamipride utilisés dans la protection phytopsanitaire du cotonnier au Bénin. International Journal of Biological and Chemical Sciences, 9 : 2184-2199.

Zoumenou B. G. Y. M. Aïna M. P. Imorou Toko I. Igout A. Douny C. Brose F. Scippo M. L. 2018. Occurrence of Acetamiprid Residues in Water Reservoirs in the Cotton Basin of Northern Benin. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 102 : 7-12.
https://doi.org/10.1007/s00128-018-2476-4.