# Vue d'ensemble sur la chimie des coenzymes d'oxydo-réduction

Par M. VISCONTINI

Institut de Chimie de l'Université Zurich

## I. Introduction

Lorsque, dans ma jeunesse, notre maître d'école vou-
lait faire comprendre ce qu'était la respiration, il ne
manquait jamais de comparer le corps humain à une
locomobile à vapeur, alors fréquente dans nos campagnes,
à qui on fournissait du combustible qu'elle transformait
par combustion en CO₂ et énergie. Cette image de
l'homme, locomobile vivante brûlant le glucose en CO₂
pour produire de l'énergie, fut longtemps en honneur et
peut paraître à première vue séduisante. Pourtant les
progrès de la chimie biologique nous ont appris actuellement
que l'oxygène de la respiration n'était pas destiné
à oxyder le carbone des matières organiques, mais bien
l'hydrogène, pour le transformer en eau; le gaz carbo-
nique de la respiration provient de la décarboxylation
de certains acides organiques de l'organisme et non de
leur combustion.

De nos jours donc, lorsqu'on traite de la respiration,
on considère le processus biochimique qui consiste à en-
lever l'hydrogène des métabolites tout en l'activant, et
à le transporter jusqu'à l'oxygène atmosphérique pour
former de l'eau. Cette activation, ce transport et cette
formation d'eau se font par l'intermédiaire d'enzymes
agissant les uns à la suite des autres, d'une manière or-
donnée et régulière, à la manière d'une chaîne de mon-
tage industrielle, et c'est pourquoi on pris l'habitude de
désigner l'ensemble du processus sous le nom de chaîne
respiratoire. Faisant abstraction des cas particuliers qui
n'apporteraient aucun élément nouveau à la bonne com-
préhension de cet exposé, nous dirons qu'un premier
enzyme, la déshydrogénase, arrache l'hydrogène du
métabolite pour le transmettre à une cytochrome-dé-
hydrase qui le passe à son tour aux cytochromes b et c,
tandis qu'à l'autre extrémité de la chaîne la cytochrome-
oxydase ou Atmungsferment de WARNBURG active l'oxy-
gène destiné à former l'eau avec l'hydrogène du méta-
bolite.

Nous savons actuellement que la plupart des enzymes
se compose essentiellement d'une partie protidique,
l'apoenzyme, constituant la plus grande partie de la mo-
lécule et servant de support au catalyseur, bien souvent
de nature vitaminique, désigné sous le nom de coenzyme.
Pris séparément, coenzymes et apoenzymes sont dépour-
vus d'activité fermentative; celle-ci n'apparaît que lors-
que ces deux fragments sont réunis pour former le fer-
ment proprement dit ou holoenzyme. Ajoutons encore
que le coenzyme peut être lié plus ou moins solidement

à l'apoenzyme selon que la liaison est homéopolaire,
complexe ou hétéropolaire. Les ferments de la chaîne
respiratoire appartiennent justement à ce genre d'en-
zymes et en raison de leur importance, leurs coenzymes
on fait l'objet de très nombreux travaux.

## II. Codéshydrogènases

Les déshydrogènases, fort nombreuses et très spéci-
fiques, sont activées par deux coenzymes différents mais
chimiquement fort semblables: le diphosphopyridinenu-
cléotide, désigné le plus souvent sous le nom de DPN, et
le triphosphopyridinenucléotide ou TPN.

A. DPN. Le DPN (I) est formé par la réunion de deux nucléotides que nous allons étudier avec quelques détails, d'une part l'ester 5'-phosphorique du N<sup>1</sup>-D-rihofurano-sido-nicotinium-amide (II)<sup>1</sup> et d'autre part l'acide adé-nylique (III). On sait qu'un aldopentose, le D-furanori-bose, a la propriété de former des N-β-glycosides avec

<figure><img src="image_1.png" /></figure>

<figure><img src="image_2.png" /></figure>

<footnote n="1">¹ Une nomenclature rationnelle de ces sels quaternaires n'a pas encore été établie. Nous utilisons cette dénomination à la suite d'une discussion avec Mr. le Professeur CHERDULIEZ que nous tenons à remercer pour les suggestions proposées.</footnote>
certaines bases puriques ou pyrimidiques naturelles; ces glycosides sont désignés sous le nom de nucléosides. C'est ainsi que le nucléoside de l'adénine est l'adénosine. A l'état naturel l'adénosine peut être obtenue phosphorée, soit sur l'une des deux fonctions alcool secondaire, soit sur la fonction alcool primaire auquel cas l'ester phosphorique porte le nom d'acide adénylique (III). D'autre part, le D-furanoribose peut donner des sels quaternaires IV avec l'amide nicotinique. Ces sels quaternaires sont doués de propriétés chimiques remarquables: ils sont stables en milieu acide, instables en milieu alcalin et se laissent facilement réduire selon l'équation suivante:

<figure><img src="image_3.png" /></figure>

Le dérivé dihydrogèné V ainsi obtenu est un véritable N-glycoside, stable en milieu alcalin, mais très sensible aux acides. Cette réduction peut être suivie par la spectrophotométrie. Le spectre U.V. des sels quaternaires des nicotinium-amide (IV) possède un maximum à 270 mµ qui, pendant la réduction, se déplace vers les grandes longueurs d'onde pour se stabiliser vers 340 mµ (fig. 1). D'un autre côté, l'oxydation des produits dihydrogènés V en sels quaternaires IV s'effectue sans difficulté. En définitive le sel de N-D-ribofuranosidonicotinium-amide (IV) et le N-glycoside V constituent en milieu neutre un système oxydo-réducteur naturel par excellence. En solution acide le dérivé dihydrogèné V subit une transformation irréversible qui conduit à des produits de dégradation ne présentant plus d'intérêt biologique et dont les spectres d'absorption finissent par

<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>Fig. 1. Spectre du N¹-D-ribosido-dihydro-nicotinamide
— dans l'eau pure
----- après traitement à pH 3
------- après traitement à n-HCl</figcaption></figure>

disparaître après avoir présenté un fort maximum vers 290 mµ (fig. 1).

Nous avons dit qu'une moitié du DPN (I) était justement constituée par le sel quaternaire IV. La liaison entre ce sel quaternaire et l'adénosine, seconde moitié du DPN, se fait par l'intermédiaire d'une molécule d'acide pyrophosphorique dont une fonction acide neutralise l'azote positif du noyau pyridinium. Un simple coup d'œil sur la formule I permet d'en déduire les propriétés chimiques: le DPN est un produit très soluble dans l'eau, insoluble dans les solvants organiques, hydrolysé par les acides minéraux qui en détachent l'adénine et scindent l'acide pyrophosphorique, instable en milieu alcalin en raison de la fonction azote quaternaire.

Le DPN se laisse réduire comme les sels de ribosidonicotinium-amide (IV) en dérivé dihydrogèné généralement désigné par l'abréviation DPNH₂. Le DPNH₂ lui-même peut être réoxydé en DPN selon l'équation :

$$ \mathrm{DPN} \xrightarrow{+ \mathrm{H}_2} \mathrm{DPNH}_2 $$

Ajoutons que les spectres de ces produits représentent la somme des spectres de l'acide adénylique avec son maximum à 260 mµ et de l'ester phosphorique II avec son maximum à 272 mµ sous forme oxydée et 340 mµ sous forme réduite (fig. 2).

<figure><img src="image_5.png" /><figcaption>Fig. 2
Spectre du DPN (H₂O)
------- Spectre du DPNH₂ (H₂O)</figcaption></figure>

La structure du DPN a été établie par l'étude du produit naturel. Bien qu'elle n'ait pas été confirmée par synthèse on peut la considérer comme certaine. Jusqu'à présent, seul l'acide adénylique (III) a pu être synthétisé selon le schéma suivant, qui ne laisse aucun doute sur l'exactitude de la formule<fnref n="2" />:

<footnote n="2">² J. DAVOLL, B. LYTHGOE et A. R. TODD, *J. Chem. Soc. 1948*, 967;
J. DAVOLL et B. A. LOWY, *J. Amer. Chem. Soc.* 73 (1951) 1650;
D. M. BROWN, L. J. HAYNES et A. R. TODD, *J. Chem. Soc. 1950*,
3299.</footnote>
<figure><img src="image_6.png" /></figure>

La deuxième moitié II de la molécule de DPN n'a pas encore été ohtenue au laboratoire, mais de nombreuses substances modèles ont été synthétisées<fnref n="3" />. Les propriétés chimiques de ces substances correspondent tellement à celles du DPN qu'on peut tenir sa structure comme définitivement établie. Nous avons récemment décrit un chlorure de N¹-d-ribofuranosido-nicotinium-amide obtenu selon le schéma suivant<fnref n="4" />:

<figure><img src="image_7.png" /></figure>

De récents travaux effectués dans nos laboratoires nous ont permis de montrer que ce sel de nicotinium-amide devait appartenir à la série β et correspondre selon tout vraisemblance au nucléoside naturel IV⁵.

Si la constitution du DPN ne fait aucun doute, celle du DPNH₂ prête encore à discussion. En effet, la réduction du noyau pyridinium peut porter sur les deux positions ortho (VI et VII) ou para (VIII).

<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>X</figcaption></figure>

<figure><img src="image_9.png" /></figure>

Alors que l'étude de substances modèles conduisait P. KARRER et ses collaborateurs à attribuer au dérivé réduit la structure o-dihydrogènée VI ou VII<fnref n="3" />, plusieurs laboratoires américains travaillant à l'aide d'isotopes ont prétendu que le dérivé réduit était hydrogéné en *para* (VIII)<fnref n="6" />. Nous sommes enclins à adopter le point de vue de P. KARRER en donnant la préférence à la formule o-dihydrogènée VI.

B. TPN. Le TPN est un DPN phosphorylé sur la fonction alcoolique secondaire 3' de l'adénosine (IX).

<figure><img src="image_10.png" /></figure>

Toutes les propriétés chimiques et physico-chimiques du DPN se retrouvent dans le TPN. Toutefois, chacun de ces coenzymes agit sur des métabolites différents et dans une chaîne enzymatique d'oxydo-réduction on ne peut remplacer l'un par l'autre.

### III. Les coenzymes des cytochrome-réductases

A. Acide riboflavine-5'-phosphorique (ancien ferment jaune de WARBURG). Le coenzyme de l'ancien ferment jaune de WARBURG est l'ester 5'-phosphorique de la riboflavine. On le désigne souvent sous le nom de flavine-mononucléotide ou, en abrégé, FMN (X).

<figure><img src="image_11.png" /><figcaption>XI</figcaption></figure>

<footnote n="3">³ P. KARRER, G. SCHWARZENDACH, F. BENZ et U. SOLMSSEN, *Helv. Chim. Acta* **19** (1936) 811; P. KARRER, B. H. RINGIER, J. BÜCHI, H. FRITZSCHE et U. SOLMSSEN, *Helv. Chim. Acta* **20** (1937) 55.</footnote>

<footnote n="4">⁴ M. VISCONTINI, M. MARTI et P. KARRER, *Helv. Chim. Acta* **37** (1954) 1373; M. VISCONTINI, D. HOCH, M. MARTI et P. KARRER, *Helv. Chim. Acta* **38** (1955) 646.</footnote>

<footnote n="6">⁶ M. VISCONTINI et E. HÜRZELER-JUCKER, *Helv. Chim. Acta* **39** (1956) 1620.</footnote>

<footnote n="7">⁷ M. E. PULLMANN, A. SAN PIETRO et S. P. COLOWICK, *J. Biol. Chem.* **206** (1954) 129. G. W. RAFTER et S. P. COLOWICK, *J. Biol. Chem.* **209** (1954) 773. D. MANZERALL et F. H. WESTUEIMER, *J. Amer. Chem. Soc.* **77** (1955) 2261. F. A. LOEWUS, B. VENNESLAND et D. L. HARRIS, *J. Amer. Chem. Soc.* **77** (1955) 3391.</footnote>
Les propriétés chimiques de ce coenzyme se rapprochent tout particulièrement de celles de la vitamine B₂ dont il dérive. En particulier, il se laisse réduire pour donner un dérivé dihydrogèné XI, ayant perdu sa teinte jaune-âtre, qu'on nomme souvent pour cette raison leucodérivé. Ce leucodérivé peut, à son tour, être oxydé pour redonner le coenzyme coloré de départ X. Ici encore la réaction peut s'écrire sous la forme schématique :

$$ \mathrm{FMN} \xrightleftharpoons[\mathrm{H}_2]{+\mathrm{H}_2} \mathrm{FMNH}_2 $$

En tant qu'ester phosphorique, le FMN forme des sels dont certains, tels le sel d'ammonium, de potassium et de sodium, sont très solubles dans l'eau alors que la vitamine B₂ elle-même ne l'est pas. Son spectre U. V. est semblable à celui de la riboflavine (fig. 3).

<figure><img src="image_12.png" /><figcaption>Fig. 3. Spectre de la riboflavine et du FMN</figcaption></figure>

La synthèse de ce coenzyme a fait l'objet de nombreuses recherches. R. KUHN<fnref n="7" /> fut le premier à la tenter, puis TODD<fnref n="8" />, utilisant et améliorant cette technique, a pu obtenir une préparation beaucoup plus pure. Le procédé a été repris par la suite par L. A. FLEXNER et W. G. FARKAS<fnref n="9" />. La meilleure synthèse a pourtant été effectuée dans nos laboratoires où nous avons simplement traité la riboflavine par un mélange d'acides polyphosphoriques dont l'indice de polymérisation ne dépasse pas 7 ou 8¹⁰. Ce procédé a mis actuellement le coenzyme cristallisé à portée de tous les laboratoires et permet l'étude de son mode d'action dans les cellules vivantes.

B. FAD. A côté de l'ancien ferment jaune de WARBURG il existe d'autres enzymes dont le coenzyme renferme une molécule de riboflavine, par exemple le nouveau ferment jaune de WARBURG et une série de ferments réunis sous le nom générique de cytochrome-réductases.

Le coenzyme commun de ces ferments est formé par la condensation du FMN et de l'acide adénylique avec élimination d'une molécule d'eau entre les deux esters phosphoriques et formation d'un pont pyrophosphorique entre la riboflavine et l'adénosine. En raison de sa constitution le produit est désigné sous le nom de flavineadénosine-dinucléotide ou plus simplement FAD (XII).

<figure><img src="image_13.png" /></figure>

Bien entendu, le FAD possède les propriétés chimiques du FMN avec ses possibilités d'oxydo-réduction qu'on représente par l'équation :

$$ \mathrm{FAD} \xrightleftharpoons[\mathrm{H}_2]{+\mathrm{H}_2} \mathrm{FADH}_2 $$

Le spectre du FAD est la somme des spectres du FMN et de l'acide adénylique. Une fois oxydé, les deux bandes situées dans le domaine visible disparaissent et on obtient là encore un leucodérivé (fig. 4).

<figure><img src="image_14.png" /><figcaption>Fig. 4
Spectre du FAD d'après E. DIMANT, D. R. SANADI et F. M. HUENNEKENS, *J. Amer. Chem. Soc.* 74 (1952) 5440</figcaption></figure>

Pour synthétiser le FAD, on peut faire réagir le FMN sur le 2',3'-isopropylidène-adénosine-5'-benzyl-phosphochloridate<fnref n="11" /> ou encore le FMN avec l'acide adénylique en présence de carbodiimine<fnref n="12" />. Dans les deux cas les rendements sont très mauvais, mais le FAD se retrouve parmi les produits de condensation et on peut considérer sa structure comme définitivement établie.

<footnote n="7">⁷ R. KUHN, H. RUDY et F. WEYGAND, *Ber. dtsch. chem. Ges.* 69 (1936) 1543; R. KUHN et H. RUDY, *Ber. dtsch. chem. Ges.* 69 (1936) 1974.</footnote>

<footnote n="8">⁸ H. S. FORREST et A. R. TODD, *J. Chem. Soc. 1950*, 3295.</footnote>

<footnote n="9">⁹ *Chem. Eng. News* 29 (1951) 3947.</footnote>

<footnote n="10">¹⁰ M. VISCONTINI, C. ENNÖTHER et P. KARRER, *Helv. Chim. Acta* 35 (1952) 457. H. ROUX, F. THILD, H. GRUNZE et M. VISCONTINI, *Helv. Chim. Acta* 38 (1955) 15.</footnote>

<footnote n="11">¹¹ S. M. H. CHRISTIE, G. W. KENNER et A. R. TODD, *J. Chem. Soc. 1954*, 46.</footnote>

<footnote n="12">¹² F. M. HUENNEKENS et G. L. KILGOUR, *J. Amer. Chem. Soc.* 77 (1955) 6716.</footnote>
#### IV. Cytochromes

Avec les cytochromes on aborde un domaine de la chimie des coenzymes qui offre le plus de difficultés à résoudre et qui n'a pas encore livré tous ses secrets. Pour pouvoir entreprendre l'étude des cytochromes, il est bon de rappeler succinctement l'essentiel de la chimie des porphyrines et des ferro-porphyrines qui ont fait l'objet de nombreuses recherches en raison de leur attache avec l'hémoglobine.

<figure><img src="image_15.png" /></figure>

Mentionnons brièvement que la porphyrine possède un squelette porphyrique à doubles liaisons conjuguées qu'on peut représenter soit sous la forme asymétrique XIII avec 2 atomes d'hydrogène rattachés à 2 atomes d'azote pyrroliques, soit sous la forme parfaitement symétrique XIV dans laquelle les 2 hydrogènes schématisés par 2 protons et 2 électrons ne sont pas localisés.

<figure><img src="image_16.png" /></figure>

Cette deuxième représentation nous semble plus conforme à la réalité, car elle rend mieux compte des propriétés chimiques des porphyrines et en particulier, de l'aisance avec laquelle ces deux protons peuvent être remplacés par des cations métalliques bivalents, l'ensemble de la molécule électriquement neutre possédant une structure aromatique avec ses 2 électrons non localisés. On rapprochera ces propriétés de celles du ferrocène (XV) obtenu d'une manière analogue à partir de 2 molécules de cyclopentadiène, d'un cation ferreux et de 2 électrons non localisés, avec apparition du caractère aromatique du complexe ainsi réalisé. Bien entendu les positions $\beta$ et $\beta'$ des noyaux pyrroliques des porphyrines peuvent être substituées par des chaînes carbonées saturées ou non. Ainsi la protoporphyrine, squelette de l'ème sanguin, que nous représentons comme toutes les

autres porphyrines sous la forme schématique XVI, comporte des chaînes méthylées, vinylées et propioniques. A l'aide de réactions appropriées la protoporphyrine naturelle peut être transformée en hématoporphyrine racémique (XVII) dont les doubles liaisons vinyliques sont saturées par les éléments d'une molécule d'eau. Nous verrons que les fonctions alcool secondaire ainsi obtenues jouent un rôle important dans l'établissement de la structure du cytochrome c.

La protoporphyrine XVI peut donner l'ème XVIII avec le fer divalent ou l'hémine avec le fer trivalent. On peut passer reversiblement de l'un à l'autre de ces produits par oxydo-réduction chimique, mais une telle oxydo-réduction biologique n'a jamais lieu dans l'organisme normal. L'ème, et d'une manière générale toutes les porphyrines ferreuses, est capable de donner des complexes avec différents produits: avec l'oxygène moléculaire il se forme un complexe instable sans oxydation du noyaux ferreux en cation ferrique; CO produit un complexe plus stable, que la lumière redissocie en hème et CO. Les porphyrines ferriques, comme l'hémine, ne réagissent ni avec CO, ni avec $O_2$, mais fixent fortement

<figure><img src="image_17.png" /></figure>
HCN pour donner un complexe caractéristique de cette classe de produits, et très stable. Les bases organiques s'associent aussi avec le noyau métallique des porphyrines. Avec l'hème et les porphyrines ferreuses on obtient l'hémochromogène XX, avec l'hémine et les porphyrines ferriques on obtient la parahématine XXII après passage par l'hématine XXI comme produit intermédiaire.

Tous les produits dont nous venons de parler possèdent des spectres caractéristiques. L'hème, ou son complexe avec l'oxyde de carbone, présente un bande principale d'absorption vers 420 mµ et des maxima secondaires vers 540 et 570 mµ (fig. 5). Ces bandes sont dé-

<figure><img src="image_18.png" /><figcaption>Fig. 5. Spectre du complexe CO-hémoglobine d'après O. WARBURG, Angew. Chem. 45 (1932) 1</figcaption></figure>

signées sous le nom de α, β et γ. La région des 400 mµ, renfermant les bandes γ, est appelée région de SORET, celle des 550-600 mµ, renfermant les bandes α et β, région de STOKES. Fait intéressant à signaler, les bandes de STOKES se déplacent et s'estompent si on oxyde les porphyrines ferreuses en porphyrines ferriques.

Si maintenant nous examinons le spectre obtenu par la lumière traversant une culture de levures vivantes ou le corps translucide d'un insecte, nous aurons la surprise d'obtenir un spectre assez proche de celui des ferroporphyrines avec une bande importante dans la région de SORET et plusieurs bandes secondaires dans le domaine

<figure><img src="image_19.png" /><figcaption>Fig. 6. Spectre du système transporteur d'électrons: cytochromes a, b, c et cytochrome-oxydase d'après E. G. BALL, C. F. STRITTMATTER et O. COOPER, J. Biol. Chem. 193 (1951) 635</figcaption></figure>

de STOKES (fig. 6). Comme dans le cas de l'hème, la netteté des bandes de STOKES s'estompe si on oxyde les tissus et réapparaît si on les réduit. Sans entrer dans les détails, nous pouvons indiquer qu'il y a là un mélange de spectres des cytochromes a, b, c et du ferment respiratoire (Atmungsferment) ou cytochrome-oxydase.

De tous ces ferments le cytochrome c et la cytochrome-oxydase ont été les mieux étudiés; ce sont les seuls que nous traiterons dans cet exposé car, bien qu'assez ruditementaire, la chimie des coenzymes de ces deux ferments est mieux connue que celle des cytochromes a et b, à peu près inexistante.

Tout d'abord il nous faut faire une différence nette entre les coenzymes étudiés jusqu'ici et les coenzymes que nous allons traiter maintenant. Dans les déshydrogénases, cytochrome-réductases et autres, le coenzyme n'est pas lié fermement à l'apoenzyme et on peut l'en séparer par des méthodes douces sans dégrader ni l'un ni l'autre des deux constituants de l'enzyme. Les cytochromes et le ferment respiratoire se comportent autrement, tout comme l'hémoglobine. Là, le coenzyme n'est libéré que sous l'action de réactifs assez forts, tels une solution acétique d'un hydracide (HCl ou HBr), une solution basique, etc. Il semble dans ce cas que le pigment porphyrique est lié à la partie protidique du ferment par des valences chimiques homéopolaires. Il est alors préférable d'utiliser le terme groupement prosthétique plutôt que coenzyme pour désigner la fraction de la molécule douée d'activité catalytique.

A. Cytochrome c. Le cytochrome c est de tous les cytochromes celui qui se laisse le plus facilement isoler. Il se présente sous forme d'une protéine rouge, un peu plus pâle que l'hémoglobine, difficilement soluble dans l'eau où il donne des suspensions colloïdales.

Lorsqu'on hydrolyse brutalement le cytochrome c en milieu acide, on en détache une hématoporphyrine isomère de l'hématoporphyrine sanguine XVII, mais douée de pouvoir rotatoire. La pyrolyse de ces deux porphyrines conduit à la même protoporphyrine XVI ce qui démontre l'identité de leur structure<fnref n="13" />. Si au contraire on soumet le cytochrome c à une hydrolyse acide douce, on obtient une porphyrine optiquement active renfermant 2 molécules de cystéine; une hydrolyse pepsique ou trypsique conduit à une porphyrine reliée à deux chaînes polypeptiques par 2 molécules de cystéine<fnref n="14" />. Il ne fait aucun doute que la porphyrine est liée à la molécule protidique du cytochrome c par l'intermédiare de ces deux chaînes peptidiques (XXIII). On admet que les deux molécules de cystéine saturent les 2 doubles liaisons vinyliques de la protoporphyrine XVI pour donner naissance à une sorte d'hématoporphyrine possédant deux carbones asymétriques. On comprend alors que l'hydrolyse acide du cytochrome XXIII puisse libérer une hématoporphyrine dotée de 2 fonctions alcool se-

<footnote n="13">¹³ K.-G. PAUL, *Acta Chem. Scand.* 5 (1951) 389.</footnote>

<footnote n="14">¹⁴ H. TUPPY et G. BODO, *Mh. Chem.* 85 (1954) 1024; S. PALEUR, A. EURENBERG et H. TUPPY, *Acta Chem. Scand.* 9 (1955) 365.</footnote>
condaire asymétriques et possédant un pouvoir rotatoire.

<figure><img src="image_20.png" /><figcaption>Ferro-cytochrome c
XXIII</figcaption></figure>

Le spectre du cytochrome c réduit (fig. 7) indique que le ferment renferme un noyau ferreux comme l'hémo-globine. Effectivement on peut mettre le fer en évidence dans le cytochrome c, tout comme dans les autres fer-ments qui l'accompagnent dans les cellules: cytochromes a et b, cytochrome-oxydase.

Le cytochrome à fer divalent est désigné sous le nom de ferro-cytochrome. Contrairement à l'hémoglobine il ne donne de complexe ni avec CO ni avec $O_2$. On ne peut oxyder le ferrocytochrome c au contact de l'oxygène de l'air. Seuls certains substrats, capables d'enlever un électron du noyau ferreux, l'oxydent en ferri-cytochrome c. Là encore on ne connaît pas de complexe du ferri-cyto-chrome c avec HCN. Il semble que la liaison chimique porphyrine-apoenzyme produise une telle imbrication du groupement prosthétique dans la molécule protidique que les noyaux ferreux ou ferriques s'en trouvent com-plètement protégés.

<figure><img src="image_21.png" /><figcaption>Fig. 7. Spectre du cytochrome c d'après H. THEORELL et A. Akeson, J. Amer. Chem. Soc. 63 (1941) 1812</figcaption></figure>

La réduction chimique du ferri-cytochrome c en ferro-cytochrome est assez aisée. Nous sommes donc en pré-sence d'un nouveau système naturel oxydo-réducteur mettant en jeu un déplacement d'électron qu'on sché-matise ainsi

$$ \text{ferro-cytochrome c} \xrightarrow{\text{+ } \text{e}} \text{ferri-cytochrome c.} $$

B. Cytochrome-oxydase (ferment respiratoire). Nous savons peu de chose sur le groupement prosthétique du ferment respiratoire et les quelques notions que nous possédons, sont surtout dues aux travaux de WARBURG sur ce sujet. Si on traite à l'obscurité une suspension de cellules vivantes, dépourvues d'hémoglobine, par du CO, on constate que la respiration des cellules est inhibée. Si on éclaire cette suspension inhibée par de la lumière monochromatique, la respiration se rétablit plus ou moins fortement selon la longueur d'onde de la lumière

<figure><img src="image_22.png" /><figcaption>Fig. 8. Spectre de la cytochrome-oxydase d'après O. WARBURG, Angew. Chem. 45 (1932) 1</figcaption></figure>

incidente. Si on construit la courbe de réactivation de la respiration en fonction de la longueur d'onde, on obtient un spectre caractéristique de ferro-porphyrine (fig. 8). C'est ainsi que WARBURG mit en évidence la présence du ferment respiratoire chez les êtres vivants<fnref n="15" />. Il réussit par la suite à isoler le groupement prosthétique de ce ferment sous forme de ferri-porphyrine. Comme lui, nous désignerons cette ferri-porphyrine sous le nom de cytohémine, la forme ferreuse réduite étant le

<figure><img src="image_23.png" /></figure>

cytohème. L'analyse élémentaire montre que la cyto-hémine renferme plus de carbone, d'hydrogène et d'oxy-gène que l'hémine, mais moins de fer et d'azote<fnref n="16" />. L'hé-mine possède 34 atomes de carbone, la cytohémine en posséderait 48¹⁷. Pour obtenir quelques renseignements supplémentaires sur la structure de la cytohémine, WARBURG l'a transformée en cyto-deutéro-porphyrine.

<footnote n="15">15 O. WARBURG et E. NEGELEIN, Bioch. Z. 193 (1928) 339; ibid. 204 (1929) 495; O. WARBURG, Angew. Chem. 45 (1932) 1.</footnote>

<footnote n="16">16 O. WARBURG et H. S. GEWITZ, Z. physiol. Chem. 200 (1951) 1.</footnote>

<footnote n="17">17 O. WARBURG, Naturwiss. 40 (1953) 493.</footnote>
On appelle deutéro-porphyrine XXIV la protoporphyrine exempte des deux fonctions vinylées. On constate alors que la cyto-deutéro-porphyrine diffère de la deutéro-porphyrine par un groupeméthylène-CH₂-en plus<fnref n="18" />. O. WARBURG et H. S. GEWITZ ont proposé pour la cyto-deutéro-porphyrine la formule XXV en s'appuyant sur les constatations suivantes:

Le spectre du cytohème, semblable au spectre de l'hème, en diffère par la position des bandes α, β et γ. Les bandes α et β de l'hème sont situées dans le domaine du vert (maxima à 540 et 570 mμ), celles du cytohème dans celui du jaune (maxima à 550 et 590 mμ).

Si on compare maintenant le spectre du cytohème avec celui obtenu en substituant le fer au magnésium dans la molécule de chlorophylle b (XXIV), on est frappé par leur identité.

Il semble que la cyto-porphyrine est plus proche de la porphyrine de la chlorophylle b que de la protoporphyrine. La cyto-porphyrine doit posséder une chaîne carbonée, encore inconnue chez les autres porphyrines naturelles; de même elle doit renfermer sur un des cycles pyrroliques une fonction formylée, caractéristique de la chlorophylle b et responsable de la présence de la bande α dans le jaune. Ces porphyrines formylées sont appelées porphyrines vertes par opposition aux porphyrines rouges dont la bande α est localisée dans le vert.

Le couple cytohème-cytohémine forme un nouveau système oxydo-réducteur naturel mettant en jeu un déplacement d'électron :

$$ \text{cytohème} \xrightarrow[+\text{α}]{-\text{α}} \text{cytohémine} $$

<figure><img src="image_24.png" /><figcaption>Chlorophylle b
XXVI</figcaption></figure>

Dans la cytochrome-oxydase le fer ne semble pas aussi protégé que dans le cytochrome c. On connaît les complexes très stables de CO avec le cytohème et de HICN avec la cytohémine.

## Conclusion

Nous avons essayé de présenter le plus succinctement possible l'essentiel de ce qu'il est indispensable de connaître sur la chimie des coenzymes d'oxydo-réduction pour aborder avec succès l'étude du mode d'action de ces coenzymes dans la chaîne respiratoire. Nous avons évité d'entrer dans les détails dont le seul résultat eut été un alourdissement de notre exposé, mais le lecteur dont l'attention aura été éveillée par le côté passionnant de cette partie de la biochimie organique voudra bien se reporter aux quelques références que nous avons mentionnées. Il y trouvera l'amorce de toute une littérature qui l'incitera peut être à consacrer quelques efforts personnels à la poursuite de l'étude des ferments et de leurs coenzymes.

<footnote n="18">¹⁸ O. WARBURG et H. S. GEWITZ, Z. physiol. Chem. 292 (1953) 174.</footnote>