# Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales

Gardebled Eugénie

► To cite this version:

Gardebled Eugénie. Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales. Sciences de l'environnement. 2023. hal-04403378

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# Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales

Eugénie Gardebled

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Eugénie Gardebled. Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales. Sciences de l'environnement. 2023. hal-04403378

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Open licence - etalab
Année 2022-2023

Rapport de stage

Master toxicologie et éco-toxicologie
Parcours Ecotoxicologie et chimie de l'environnement - international Mobbidiq
M1

Rapport de stage rédigé par GARDEBLED Eugénie

Les effets environnementaux naturels et anthropiques
sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune
présente dans les biofilms des eaux continentales

Ce travail a été supervisé par Mr Jacky Vedrenne, ingénieur d'étude à INRAE

<figure><img src="image_2.png" /></figure>

@E.Gardebled

6 mois
Université de Bordeaux
Talence

Institut national de recherche pour
l'agriculture, l'alimentation et
l'environnement
50 Av. de Verdun
33610 Gazinet-Cestas
Année 2022-2023

Rapport de stage

Master toxicologie et éco-toxicologie
Parcours Ecotoxicologie et chimie de l'environnement - international Mobbidiq
M1

Rapport de stage rédigé par GARDEBLED Eugénie

Les effets environnementaux naturels et anthropiques
sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune
présente dans les biofilms des eaux continentales

Ce travail a été supervisé par Mr Jacky Vedrenne, ingénieur d'étude à INRAE

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6 mois
Université de Bordeaux
Talence

Institut national de recherche pour
l'agriculture, l'alimentation et
l'environnement
50 Av. de Verdun
33610 Gazinet-Cestas
# Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales

## Résumé

Rotifères, zooflagellés, héliozoaires, ciliés, amibes... ça vous dit quelque chose ? Ces organismes, communément appelés micro-méiofaune, appartiennent à divers taxons hétérotrophes/mixotrophes et varient en taille de 2 µm à 2 mm. Dans les milieux aquatiques, ils vivent sous forme libre ou associés à des particules et des substrats benthiques. Les communautés de micro-méiofaune sont des composants importants des écosystèmes aquatiques et jouent un rôle important dans les biofilms. Cependant, la plupart des études sur les biofilms se concentrent principalement sur les taxons autotrophes et bactériens, négligeant souvent l'impact de la contamination sur la micro-méiofaune du biofilm. Étant donné que la micro-méiofaune est ubiquitaire, facile à échantillonner et très sensible aux changements environnementaux de par leurs temps de génération courts, elle peut servir de bio-indicateur de pollution ou de perturbations, mais son plein potentiel à cet égard reste largement inexploité.

Dans ce travail, nous avons étudié les effets des variables environnementales et de l'azurant optique (DAST) et de l'insecticide fénoxycarbe (FNX) sur la biodiversité de la micro-méiofaune du biofilm. Ces deux contaminants ont été étudiés en mélange avec deux contaminants omniprésents : l'herbicide glyphosate et son principal métabolite AMPA à des concentrations environnementales afin de se rapprocher le plus possible de conditions environnementales (effet cocktail) observées sur des sites subissant des pressions de stress multiples. Un inventaire biologique mensuel de la microméiofaune des biofilms de l'étang d'eau douce de Gazinet-Cestas (France) a été réalisé pour examiner les effets des facteurs environnementaux et une expérience en microcosme (canaux) a été menée pour examiner les impacts de ces contaminants à trois durées d'exposition (1, 14 et 28 jours) sur la communauté micro-méiobenthique des biofilms de ce plan d'eau.

Les résultats ont révélé que la diminution de la concentration en nitrate et l'augmentation de la présence de cyanobactéries sont en lien avec la présence de ciliés et de rotifères. De plus, ces contaminants ont modifié la composition taxonomique de la micro-méiofaune, entraînant une augmentation de la densité des ciliés et une diminution de la densité de zooflagellés. Notre étude montre la sensibilité de la micro-méiofaune aux contaminants dans les biofilms. D'autres travaux devraient se concentrer sur l'impact de ces changements dans la composition de la communauté de micro-méiofaune sur les fonctions et la structure du biofilm.

**Mots clés :** Micro-meiofaune, biofilm, relation trophique, écotoxicologie, écologie
# Les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présente dans les biofilms des eaux continentales

## Résumé

Rotifères, zooflagellés, héliozoaires, ciliés, amibes... ça vous dit quelque chose ? Ces organismes, communément appelés micro-méiofaune, appartiennent à divers taxons hétérotrophes/mixotrophes et varient en taille de 2 µm à 2 mm. Dans les milieux aquatiques, ils vivent sous forme libre ou associés à des particules et des substrats benthiques. Les communautés de micro-méiofaune sont des composants importants des écosystèmes aquatiques et jouent un rôle important dans les biofilms. Cependant, la plupart des études sur les biofilms se concentrent principalement sur les taxons autotrophes et bactériens, négligeant souvent l'impact de la contamination sur la micro-méiofaune du biofilm. Étant donné que la micro-méiofaune est ubiquitaire, facile à échantillonner et très sensible aux changements environnementaux de par leurs temps de génération courts, elle peut servir de bio-indicateur de pollution ou de perturbations, mais son plein potentiel à cet égard reste largement inexploité.

Dans ce travail, nous avons étudié les effets des variables environnementales et de l'azurant optique (DAST) et de l'insecticide fénoxycarbe (FNX) sur la biodiversité de la micro-méiofaune du biofilm. Ces deux contaminants ont été étudiés en mélange avec deux contaminants omniprésents : l'herbicide glyphosate et son principal métabolite AMPA à des concentrations environnementales afin de se rapprocher le plus possible de conditions environnementales (effet cocktail) observées sur des sites subissant des pressions de stress multiples. Un inventaire biologique mensuel de la microméiofaune des biofilms de l'étang d'eau douce de Gazinet-Cestas (France) a été réalisé pour examiner les effets des facteurs environnementaux et une expérience en microcosme (canaux) a été menée pour examiner les impacts de ces contaminants à trois durées d'exposition (1, 14 et 28 jours) sur la communauté micro-méiobenthique des biofilms de ce plan d'eau.

Les résultats ont révélé que la diminution de la concentration en nitrate et l'augmentation de la présence de cyanobactéries sont en lien avec la présence de ciliés et de rotifères. De plus, ces contaminants ont modifié la composition taxonomique de la micro-méiofaune, entraînant une augmentation de la densité des ciliés et une diminution de la densité de zooflagellés. Notre étude montre la sensibilité de la micro-méiofaune aux contaminants dans les biofilms. D'autres travaux devraient se concentrer sur l'impact de ces changements dans la composition de la communauté de micro-méiofaune sur les fonctions et la structure du biofilm.

**Mots clés :** Micro-meiofaune, biofilm, relation trophique, écotoxicologie, écologie
# Natural and anthropogenic environmental effects on the taxonomic composition of micro-meiofauna present in biofilms

## Abstract

Rotifers, zooflagellates, heliozoans, ciliates, amoebas... do these ring a bell? These organisms, commonly known as micro-meiofauna, belong to various heterotrophic taxa and range in size from 2 µm to 2 mm. They can be found as free-living forms or associated with particles and benthic substrates. Micro-meiofauna communities are important components of aquatic ecosystems and play an important role in biofilms. However, most biofilm studies primarily focus on autotrophic and bacterial taxa, often overlooking the impact of contamination on biofilm micro-meiofauna. Considering that micro-meiofauna are widespread, easy to sample, and highly responsive to environmental changes, they may serve as bio-indicators of pollution or disturbances, yet their full potential in this regard remains largely untapped.

In this work, we investigated the effects of environmental variables and the optical brightener (DAST) and the insecticide fenoxycarb (FNX) on the biodiversity of biofilm micro-meiofauna. These two contaminants were studied in mixtures with two ubiquitous contaminants: the herbicide glyphosate and its main metabolite AMPA at environmental concentrations. An in-situ experiment was conducted to examine the effects of the environmental factors each month and a microcosm experiment was conducted to examine the impacts of these contaminants at three exposure durations (1, 14, and 28 days) on a micro-meiobenthic community collected from a freshwater pond in Gazinet-Cestas (France).

The results revealed that the decrease in the concentration of nitrate and the increase in the presence of cyanobacteria favor the presence of ciliates and rotifers. Moreover, these contaminants modified the taxonomic composition of the micro-meiofauna, resulting in an increase in ciliates density and a decrease in zooflagellates density. Our study shows the sensitivity of micro-meiofauna to contaminants in biofilms. Further work should focus on the impact of these changes in micro-meiofauna community composition on biofilm functions and structure.

**Keywords :** Micro-meiofauna, biofilm, trophic relation, ecotoxicology, ecology
# Natural and anthropogenic environmental effects on the taxonomic composition of micro-meiofauna present in biofilms

## Abstract

Rotifers, zooflagellates, heliozoans, ciliates, amoebas... do these ring a bell? These organisms, commonly known as micro-meiofauna, belong to various heterotrophic taxa and range in size from 2 µm to 2 mm. They can be found as free-living forms or associated with particles and benthic substrates. Micro-meiofauna communities are important components of aquatic ecosystems and play an important role in biofilms. However, most biofilm studies primarily focus on autotrophic and bacterial taxa, often overlooking the impact of contamination on biofilm micro-meiofauna. Considering that micro-meiofauna are widespread, easy to sample, and highly responsive to environmental changes, they may serve as bio-indicators of pollution or disturbances, yet their full potential in this regard remains largely untapped.

In this work, we investigated the effects of environmental variables and the optical brightener (DAST) and the insecticide fenoxycarb (FNX) on the biodiversity of biofilm micro-meiofauna. These two contaminants were studied in mixtures with two ubiquitous contaminants: the herbicide glyphosate and its main metabolite AMPA at environmental concentrations. An in-situ experiment was conducted to examine the effects of the environmental factors each month and a microcosm experiment was conducted to examine the impacts of these contaminants at three exposure durations (1, 14, and 28 days) on a micro-meiobenthic community collected from a freshwater pond in Gazinet-Cestas (France).

The results revealed that the decrease in the concentration of nitrate and the increase in the presence of cyanobacteria favor the presence of ciliates and rotifers. Moreover, these contaminants modified the taxonomic composition of the micro-meiofauna, resulting in an increase in ciliates density and a decrease in zooflagellates density. Our study shows the sensitivity of micro-meiofauna to contaminants in biofilms. Further work should focus on the impact of these changes in micro-meiofauna community composition on biofilm functions and structure.

**Keywords :** Micro-meiofauna, biofilm, trophic relation, ecotoxicology, ecology
# Table des matières

## Introduction

## I. ÉTAT DE L'ART .................................................................................................................. 2

A. BIOFILM ET MICRO-MEIOFAUNE .................................................................................................................. 2

1. Le biofilm et ses composants.................................................................................................................. 2

2. La micro-meiofaune une portion négligée du biofilm ........................................................................ 3

3. La micro-meiofaune et ses relations trophiques .................................................................................. 6

B. INFLUENCE DES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX NATURELS .................................................................................. 7

1. La productivité de l'écosystème .................................................................................................................. 7

2. Les facteurs abiotiques................................................................................................................................. 8

C. INFLUENCE DES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX ANTHROPIQUES.................................................................................. 9

1. L'exemple d'un rejet industriel : l'azurant optique.................................................................................. 10

2. L'exemple des rejets agricoles : le fenoxycarbe, le glyphosate et l'AMPA .................................................. 11

## II. METHODOLOGIE .................................................................................................................. 13

A. COLLECTE DES DONNEES................................................................................................................................. 13

1. Zone d'étude.................................................................................................................................................. 13

2. Descripteurs biologiques (structuraux) ........................................................................................................ 13

3. Descripteurs abiotiques (fonctionnels)........................................................................................................ 14

B. DEVELOPPEMENT ET PREPARATION DU BIOFILM .................................................................................. 14

1. Les designs expérimentaux.................................................................................................................................. 14

2. Échantillonnage et stockage du biofilm ........................................................................................................ 14

C. MESURE DE LA DENSITE DE LA MICROMEIOFAUNE .................................................................................. 15

1. Identification de la micromeiofaune .................................................................................................................. 15

2. Comptage de la micromeiofaune.................................................................................................................. 15

D. ANALYSES ET TRAITEMENTS DES DONNEES ........................................................................................................ 15

1. Paramètres univariés ........................................................................................................................................ 15

2. Paramètres multivariés ........................................................................................................................................ 15

## III. RESULTATS ET DISCUSSIONS ........................................................................................................ 16

A. UNE INFLUENCE DES FACTEURS ABIOTIQUES NATURELS ET/OU DE LA PRODUCTIVITE DE L'ECOSYSTEME ? .................... 16

1. Une relation entre les facteurs abiotiques et la composition taxonomique de la micro-meiofaune ? .................................................................................................................. 16

2. Une étroite relation entre les relations trophiques .................................................................................. 23

B. UNE INFLUENCE DES FACTEURS ANTHROPIQUES ET/OU DE LA PRODUCTIVITE DE L'ECOSYSTEME ? .................... 26

1. Influence des contaminants ........................................................................................................................................ 26

2. Influence de la temporalité ........................................................................................................................................ 28

3. Une étroite relation avec la production primaire........................................................................................................ 31

## Conclusion

## Référence bibliographique
## Liste des figures

FIGURE 1: REPRESENTATION D'UN BIOFILM MATURE D'EAU DOUCE A PARTIR DE LA MICROPHOTOGRAPHIE D'ORGANISME DE LA MICRO-MEIOFAUNE (UN ROTIERE ET UN CILIE), D'APRES J. VEDRENNE ET J. NEURY-OMANNI (2017) ................................. 3

FIGURE 2: PLANCHE REGROUPANT 8 TAXONS DIFFERENTS DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM PERIPHYTIQUE ILLUSTRANT LES CARACTERISANT 8 ENSEMBLES TAXONOMIQUES DIFFERENTS RENCONTRES AU COURS DU STAGE.. LES PHOTOS ONT ETE PRISES PAR MOI-MEME AU MICROSCOPE OPTIQUE ET A L'AIDE DE LA CAMERA ARKTUR.. .................................................... 5

FIGURE 3: RESEAU TROPHIQUE SIMPLIFIE ET FONCTIONS TROPHIQUES PRINCIPALES EN FONCTION DES SAISONS (HIVER ET PRINTEMPS). LA TAILLE ET LA LARGEUR DES FLECHES ET DES CASES CORRESPONDENT AUX PROPORTIONS DES TRAITS MORPHOFONCTIONNELS DE LA MICRO-MEIOFAUNE EXTRAITE DES CWM (COMMUNITY WEIGHTED MEAN) CALCULES A PARTIR DES ABONDANCES DES ESPECES (IND.CM⁻²) D'APRES J.NEURY-ORMANNI ET AL., 2020. ........................................ 7

FIGURE 4: SCHEMA DES DESIGNS EXPERIMENTAUX A PARTIR DE LAMES DE VERRE VIERGES COLONISEES PAR DU BIOFILM DANS L'ETANG DE GAZINET-CESTAS (ENVIRONNEMENT NATUREL ET NON POLLUE). POUR L'EXPERIENCE EN CANAUX, LES LAMES ONT MATURE DANS L'ETANG, PUIS REMIS EN SUSPENSION ET RE MATURER DANS UN AQUARIUM (131 JOURS DE MATURATION TOTALE) AVANT D'ETRE PLACER DANS DES CANAUX AVEC 3 CONDITIONS DE COCKTAILS POLLUANTS CHIMIQUES DIFFERENTS. L'ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE A ETE FAITE A T0, T1, T14 ET T28. POUR L'EXPERIENCE IN-SITU DANS L'ETANG DE GAZINET, LES LAMES ONT ETE COLONISE PENDANT 28 JOURS. L'ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE A ETE DETERMINER UNE FOIS PAR MOIS ET COMPARER AUX VALEURS ENVIRONNEMENTALES PRELEVEES. ..... 13

FIGURE 6: CLASSIFICATION HIERARCHIQUE DESCENDANTE AVEC DISTANCE DE BRAY-CURTIS A PARTIR DES DONNEES D'ABONDANCE DE LA .................................................................................................................................................. 18

FIGURE 5: A) CLASSIFICATION HIERARCHIQUE DESCENDANTE AVEC DISTANCE EUCLIDIENNE ET FORMATION DE 4 CLUSTERS A UNE DISTANCE DE 4,3. UTILISATION DES LIENS MOYENS. B) NMDS A PARTIR DES DONNEES ENVIRONNEMENTALES ET PROJECTION DES SAISONS (FORMES) ET DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (COULEURS)..................... 18

FIGURE 7: GRAPHIQUE DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVE DE SPEARMAN ENTRE LES ENSEMBLES TAXONOMIQUES ET LES VARIABLES ENVIRONNEMENTALES. P不对比值 <0.05 .................................................................................................................................................. 22

FIGURE 8: ÉVOLUTION DE 6 FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX EN FONCTION DES GROUPES ALGAUX ET DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE. TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; : OXYGENE DISSOUS (MgO2/L) ; ; NH₄ (AZOTE AMMONIACAL : MgNH4/L), NO₂ (NITRITES : MgNO₂/L), NO₃ (NITRATES : MgNO₃/L) ET PO₄ (ORTHOPHOSPHATES : MgPO₄/L) ... 23

FIGURE 9: REPRESENTATION DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUES ET ECHANTILLON. L'ABONDANCE EST EXPRIMEE EN LOG (x+1). .................................................................................. 24

FIGURE 10: GRAPHIQUE DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVE DE SPEARMAN ENTRE LES ENSEMBLES TAXONOMIQUES ET LES GROUPES ALGAUX. P不对比值 <0.05 .................................................................................................................................................. 25

FIGURE 11: COMPARAISON EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) RASSEMBLES. POUR TOUTES LES
## Liste des figures

FIGURE 1: REPRESENTATION D'UN BIOFILM MATURE D'EAU DOUCE A PARTIR DE LA MICROPHOTOGRAPHIE D'ORGANISME DE LA MICRO-MEIOFAUNE (UN ROTIERE ET UN CILIE), D'APRES J. VEDRENNE ET J. NEURY-OMANNI (2017) 3

FIGURE 2: PLANCHE REGROUPANT 8 TAXONS DIFFERENTS DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM PERIPHYTIQUE ILLUSTRANT LES CARACTERISANT 8 ENSEMBLES TAXONOMIQUES DIFFERENTS RENCONTRES AU COURS DU STAGE.. LES PHOTOS ONT ETE PRISES PAR MOI-MEME AU MICROSCOPE OPTIQUE ET A L'AIDE DE LA CAMERA ARKTUR.. 5

FIGURE 3: RESEAU TROPHIQUE SIMPLIFIE ET FONCTIONS TROPHIQUES PRINCIPALES EN FONCTION DES SAISONS (HIVER ET PRINTEMPS). LA TAILLE ET LA LARGEUR DES FLECHES ET DES CASES CORRESPONDENT AUX PROPORTIONS DES TRAITS MORPHOFONCTIONNELS DE LA MICRO-MEIOFAUNE EXTRAITE DES CWM (COMMUNITY WEIGHTED MEAN) CALCULES A PARTIR DES ABONDANCES DES ESPECES (IND.CM⁻²) D'APRES J.NEURY-ORMANNI ET AL., 2020. 7

FIGURE 4: SCHEMA DES DESIGNS EXPERIMENTAUX A PARTIR DE LAMES DE VERRE VIERGES COLONISEES PAR DU BIOFILM DANS L'ETANG DE GAZINET-CESTAS (ENVIRONNEMENT NATUREL ET NON POLLUE). POUR L'EXPERIENCE EN CANAUX, LES LAMES ONT MATURE DANS L'ETANG, PUIS REMIS EN SUSPENSION ET RE MATURER DANS UN AQUARIUM (131 JOURS DE MATURATION TOTALE) AVANT D'ETRE PLACER DANS DES CANAUX AVEC 3 CONDITIONS DE COCKTAILS POLLUANTS CHIMIQUES DIFFERENTS. L'ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE A ETE FAITE A T0, T1, T14 ET T28. POUR L'EXPERIENCE IN-SITU DANS L'ETANG DE GAZINET, LES LAMES ONT ETE COLONISE PENDANT 28 JOURS. L'ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE A ETE DETERMINER UNE FOIS PAR MOIS ET COMPARER AUX VALEURS ENVIRONNEMENTALES PRELEVEES. 13

FIGURE 6: CLASSIFICATION HIERARCHIQUE DESCENDANTE AVEC DISTANCE DE BRAY-CURTIS A PARTIR DES DONNEES D'ABONDANCE DE LA 18

FIGURE 5: A) CLASSIFICATION HIERARCHIQUE DESCENDANTE AVEC DISTANCE EUCLIDIENNE ET FORMATION DE 4 CLUSTERS A UNE DISTANCE DE 4,3. UTILISATION DES LIENS MOYENS. B) NMDS A PARTIR DES DONNEES ENVIRONNEMENTALES ET PROJECTION DES SAISONS (FORMES) ET DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (COULEURS). 18

FIGURE 7: GRAPHIQUE DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVE DE SPEARMAN ENTRE LES ENSEMBLES TAXONOMIQUES ET LES VARIABLES ENVIRONNEMENTALES. P不对比值 <0.05 22

FIGURE 8: ÉVOLUTION DE 6 FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX EN FONCTION DES GROUPES ALGAUX ET DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE. TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; OXYGENE DISSOUS (MGO2/L) ; NH₄ (AZOTE AMMONIACAL : MGNH4/L), NO₂ (NITRITES : MGNO₂/L), NO₃ (NITRATES : MGNO₃/L) ET PO₄ (ORTHOPHOSPHATES : MGOPO₄/L) ... 23

FIGURE 9: REPRESENTATION DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUES ET ECHANTILLON. L'ABONDANCE EST EXPRIMEE EN LOG (x+1). 24

FIGURE 10: GRAPHIQUE DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVE DE SPEARMAN ENTRE LES ENSEMBLES TAXONOMIQUES ET LES GROUPES ALGAUX. P不对比值 <0.05 25

FIGURE 11: COMPARAISON EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) RASSEMBLES. POUR TOUTES LES
<table><tr><td>CONDITIONS N = 9</td><td>26</td></tr></table>

FIGURE 12: COMPARAISON EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE DE LA COMPOSITION TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) CUMULES. LA COMPOSITION TAXONOMIQUE A ETE DIVISEE EN 9 TAXONS (AMIBES, CILIES, HELIOZOAIRES, NEMATODES, OLIGOCHETES, ROTIFERES ET ZOOFLAGELLES). POUR TOUTES LES CONDITIONS N = 9</td><td>27</td></tr></table>

FIGURE 13: COMPARAISON CINETIQUE EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28). POUR TOUTES LES CONDITIONS N = 9</td><td>29</td></tr></table>

FIGURE 14: COMPARAISON CINETIQUE DE L'ABONDANCE ET COMPOSITION TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (IND.CM²) AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 1, 14 ET 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT (EN ORANGE) : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST (EN VERT) : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX (EN BLEU) : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) RASSEMBLES.
* : P-VALUE < 0,05</td><td>30</td></tr></table>

FIGURE 15: VARIATION DES GROUPES ALGAUX AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28).
* : P-VALUE < 0,05</td><td>31</td></tr></table>

FIGURE 16: VARIATION CINETIQUE DES GROUPES ALGAUX AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28).
* : P-VALUE < 0,05</td><td>32</td></tr></table>

FIGURE 17: CARTE DU SITE DE L'ETANG DE GAZINET-CESTAS (REALISE AVEC GOOGLE MAPS)</td><td>39</td></tr></table>

FIGURE 18: A) MISE EN PLACE DES ANALYSES ENVIRONNEMENTALES ET RECUPERATION DES LAMES DE VERRE SUR LE DISPOSITIF FLOTTANT DANS L'ETANG DE GAZINET DE CESTAS B) PHOTO DE DEUX LAMES, LA LAME A DROITE EST VIERGE TANDIS QUE LA LAME A GAUCHE EST LE SUPPORT D'UN BIOFILM MATURE DE 28 JOURS</td><td>40</td></tr></table>

FIGURE 19: PHOTO DES DIFFERENTS CANAUX EN LABORATOIRE

FIGURE 20: LOGIGRAMME RECAPITULATIF DES DIFFERENTS TESTS APPLIQUES AUX DONNEES DE CE PROJET DE STAGE
<table><tr><td>CONDITIONS N = 9</td><td>26</td></tr></table>

FIGURE 12: COMPARAISON EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE DE LA COMPOSITION TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) CUMULES. LA COMPOSITION TAXONOMIQUE A ETE DIVISEE EN 9 TAXONS (AMIBES, CILIES, HELIOZOAIRES, NEMATODES, OLIGOCHETES, ROTIFERES ET ZOOFLAGELLES). POUR TOUTES LES CONDITIONS N = 9</td><td>27</td></tr></table>

FIGURE 13: COMPARAISON CINETIQUE EN PLOT-VIOLON DE L'ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE D'UN BIOFILM EXPOSE A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28). POUR TOUTES LES CONDITIONS N = 9</td><td>29</td></tr></table>

FIGURE 14: COMPARAISON CINETIQUE DE L'ABONDANCE ET COMPOSITION TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (IND.CM²) AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 1, 14 ET 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT (EN ORANGE) : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST (EN VERT) : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX (EN BLEU) : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28) RASSEMBLES.
* : P-VALUE < 0,05</td><td>30</td></tr></table>

FIGURE 15: VARIATION DES GROUPES ALGAUX AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28).
* : P-VALUE < 0,05</td><td>31</td></tr></table>

FIGURE 16: VARIATION CINETIQUE DES GROUPES ALGAUX AU SEIN D'UNE CULTURE DE BIOFILM EXPOSEE PENDANT 28 JOURS A DIFFERENTES CONDITIONS DE CONTAMINATION. CT : GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; DAST : DAST (30MG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹) ; FNX : FENOXYCARBE (30UG.L⁻¹) + GLYPHOSATE (1 µG.L⁻¹) + AMPA (100 µG.L⁻¹), AU COURS DE 4 TEMPS DIFFERENTS (T0,T1,T14 ET T28).
* : P-VALUE < 0,05</td><td>32</td></tr></table>

FIGURE 17: CARTE DU SITE DE L'ETANG DE GAZINET-CESTAS (REALISE AVEC GOOGLE MAPS)</td><td>39</td></tr></table>

FIGURE 18: A) MISE EN PLACE DES ANALYSES ENVIRONNEMENTALES ET RECUPERATION DES LAMES DE VERRE SUR LE DISPOSITIF FLOTTANT DANS L'ETANG DE GAZINET DE CESTAS B) PHOTO DE DEUX LAMES, LA LAME A DROITE EST VIERGE TANDIS QUE LA LAME A GAUCHE EST LE SUPPORT D'UN BIOFILM MATURE DE 28 JOURS</td><td>40</td></tr></table>

FIGURE 19: PHOTO DES DIFFERENTS CANAUX EN LABORATOIRE

FIGURE 20: LOGIGRAMME RECAPITULATIF DES DIFFERENTS TESTS APPLIQUES AUX DONNEES DE CE PROJET DE STAGE
# Liste des tableaux

TABLEAU 2: LES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX AVEC TEMP. : TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; PH : POTENTIEL HYDRIQUE ; COND. : CONDUCTIVITE (μS.CM⁻¹) ; OX : OXYGENE DISSOUS (MGO2/L) ; MES : MATIERES EN SUSPENSION (MG/L) ; MO : MATIERES ORGANIQUES (%) ; NH₄ (AZOTE AMMONIACAL : MGNH4/L), NO₂ (NITRITES : MGNO₂/L), NO₃ (NITRATES : MGNO₃/L) ET PO₄ (ORTHOPHOSPHATES : MGPO₄/L) .................................................................................... 16

TABLEAU 3: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE EN IND.CM⁻² PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE EN FONCTION DES 4 CLUSTERS CREEES AVEC LES MESURES DE VARIABLES ENVIRONNEMENTALES.................................................................................... 20

TABLEAU 4: RECAPITULATIFS DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVES (NEGATIVES : FLECHES DIRIGEES VERS LE BAS) ENTRE ENSEMBLE TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE ET VARIABLE DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMQUES. P-VALUE <0.05.................................................................................................................................................... 20

TABLEAU 5: LES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX AVEC TEMP. : TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; OX : OXYGENE DISSOUS (MGO2/L) ; PH ; NH₄ (MGN/L), NO₂ (MGN/L), NO₃ (MGN/L) ET PO₄ (MGP/L) ET LES FACTEURS BIOTIQUES, ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (IND.CM⁻²), LES GROUPES ALGAUX (CYANOBACTERIES, ALGUES VERTES ET DIATOMEES) .................................................................................................................................................... 24

TABLEAU 6: MOYENNE DES CONDITIONS PHYSICO-CHIMIQUES ISSUES DE L'ENSEMBLE DES MESURES REALISEES AU COURS DES 28 JOURS D'EXPOSITION. .................................................................................................................................................... 28

TABLEAU 7: SYNTHESE DES RELATIONS MICRO-MEIOFAUNE / GROUPES ALGAUX VIA DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVES DES GROUPES ALGAUX ET DE LA MICRO-MEIOFAUNE EN FONCTION DU TEMPS ET PAR CONDITION.................................................... 34

TABLEAU 1: SYNTHESES DES PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES DES 4 PRODUITS CHIMIQUES ETUDIES. DAST : AZURANT OPTIQUE, FNX : FENOXYCARBE. .................................................................................................................................................... 39

TABLEAU 8: TABLEAU RECAPITULATIF DES DATES DE DEPOSES DES LAMES, DES DATES D'CHANTILLONNAGES ET LE TEMPS DE COLONISATION CORRESPONDANT .................................................................................................................................................... 41

TABLEAU 9: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE, ECHANTILLON ET REPLICAT DE L'EXPERIENCE IN SITU.................................................................................................................................................................................................................... 46

TABLEAU 10: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE, ECHANTILLON ET REPLICAT DE L'EXPERIENCE EN CANAUX. .................................................................................................................................................... 47
# Liste des tableaux

TABLEAU 2: LES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX AVEC TEMP. : TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; PH : POTENTIEL HYDRIQUE ; COND. : CONDUCTIVITE (µS.CM⁻¹) ; OX : OXYGENE DISSOUS (MGO2/L) ; MES : MATIERES EN SUSPENSION (MG/L) ; MO : MATIERES ORGANIQUES (%) ; NH₄ (AZOTE AMMONIACAL : MGNH4/L), NO₂ (NITRITES : MGNO₂/L), NO₃ (NITRATES : MGNO₃/L) ET PO₄ (ORTHOPHOSPHATES : MGPO₄/L) .................................................................................. 16

TABLEAU 3: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE EN IND.CM⁻² PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE EN FONCTION DES 4 CLUSTERS CREEES AVEC LES MESURES DE VARIABLES ENVIRONNEMENTALES.................................................................................. 20

TABLEAU 4: RECAPITULATIFS DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVES (NEGATIVES : FLECHES DIRIGEES VERS LE BAS) ENTRE ENSEMBLE TAXONOMIQUE DE LA MICRO-MEIOFAUNE ET VARIABLE DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMQUES. P-VALUE <0.05.................................................................................................................................................. 20

TABLEAU 5: LES FACTEURS ENVIRONNEMENTAUX AVEC TEMP. : TEMPERATURE DE L'EAU (°C) ; OX : OXYGENE DISSOUS (MGO2/L) ; PH ; NH₄ (MGN/L), NO₂ (MGN/L), NO₃ (MGN/L) ET PO₄ (MGP/L) ET LES FACTEURS BIOTIQUES, ABONDANCE TOTALE DE LA MICRO-MEIOFAUNE (IND.CM⁻²), LES GROUPES ALGAUX (CYANOBACTERIES, ALGUES VERTES ET DIATOMEES) .................................................................................................................................................. 24

TABLEAU 6: MOYENNE DES CONDITIONS PHYSICO-CHIMIQUES ISSUES DE L'ENSEMBLE DES MESURES REALISEES AU COURS DES 28 JOURS D'EXPOSITION. .................................................................................................................. 28

TABLEAU 7: SYNTHESE DES RELATIONS MICRO-MEIOFAUNE / GROUPES ALGAUX VIA DES CORRELATIONS SIGNIFICATIVES DES GROUPES ALGAUX ET DE LA MICRO-MEIOFAUNE EN FONCTION DU TEMPS ET PAR CONDITION.................................................. 34

TABLEAU 1: SYNTHESES DES PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES DES 4 PRODUITS CHIMIQUES ETUDIES. DAST : AZURANT OPTIQUE, FNX : FENOXYCARBE. .................................................................................................................. 39

TABLEAU 8: TABLEAU RECAPITULATIF DES DATES DE DEPOSES DES LAMES, DES DATES D'CHANTILLONNAGES ET LE TEMPS DE COLONISATION CORRESPONDANT .................................................................................................................. 41

TABLEAU 9: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE, ECHANTILLON ET REPLICAT DE L'EXPERIENCE IN SITU.................................................................................................................................................. 46

TABLEAU 10: ABONDANCE DE LA MICRO-MEIOFAUNE PAR ENSEMBLE TAXONOMIQUE, ECHANTILLON ET REPLICAT DE L'EXPERIENCE EN CANAUX. .................................................................................................................................................. 47
Introduction

Depuis 1969, les spécialistes de la micro-meiofaune du monde entier se réunissent tous les 3 ans lors de la conférence international de la méiofaune en collaboration avec l'IAM (Association internationale des méiobenthologues). La micro-meiofaune jouent un rôle important dans les écosystèmes d'eau douce, estuariens et marins. Leurs interactions complexes avec leurs environnements, y compris d'autres organismes, créent un réseau complexe de relations qui affectent collectivement le processus écosystémique.

La communauté micro-meiofaunique est omniprésente, facile à échantillonner et parfois intimement associés aux substrats. De plus leur taux de renouvellement est élevé et elles réagissent rapidement aux altérations de l'environnement. Pour ces raisons, la micro-meiofaune peut être considéré comme un bio-indicateur de pollution ou de perturbations. En effet, les bio-indicateurs sont largement utilisés pour l'évaluation environnementale car ils peuvent représenter de manière exhaustive les environnements physiques, chimiques et biologiques, et par conséquent l'impact humain sur l'écosystème (Marbà et al. 2013).

Les effets des polluants sur les composantes autotrophes (microalgues) et hétérotrophes (bactéries et champignons) ont été traités en long et en large pour évaluer l'état de santé des écosystèmes en eau douce (Guasch et al. 2016a). Néanmoins la plupart des études sont basées sur des descripteurs individuels (densité, biomasse, taux de croissance) et ne considèrent pas l'influence des populations et des relations entretenues entre les différents microorganismes. En plus, la micro-meiofaune est un sujet de recherche assez marginal dans le domaine de la limnologie (1% des articles publiés chaque année) et pourtant les facteurs environnementaux naturels ou liés à l'anthropisation change la composition taxonomique de la micro-meiofaune et façonnent diversement les dynamiques conjointes entre les microalgues et leurs consommateurs, notamment la micro-méiofaune (Proia et al. 2011; Neury-Ormanni et al. 2016).

Dans le cadre du parcours MOBBIDIQ, ce stage de master 1, consistait dans un premier temps à travers plusieurs expériences à me former à la taxonomie de la micro-meiofaune. Afin de conduire mes propres expériences à Québec sur la micro-meiofaune. Il m'a permis à partir de méthodes d'échantillonnage adaptées, d'identifier les organismes de la micro-meiofaune et de les classer dans 10 ensembles taxonomiques différents tel que les crustacés, les gastrotriches, les oligochètes, les plathelminthes, les nématodes, les rotifères, les ciliés, les héliozoaires, les amibes et les zooflagellés. L'objectif de ce stage était de mettre en évidence, les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présents dans les biofilms étudiés.
# Introduction

Depuis 1969, les spécialistes de la micro-meiofaune du monde entier se réunissent tous les 3 ans lors de la conférence international de la méiofaune en collaboration avec l'IAM (Association internationale des méiobenthologues). La micro-meiofaune jouent un rôle important dans les écosystèmes d'eau douce, estuariens et marins. Leurs interactions complexes avec leurs environnements, y compris d'autres organismes, créent un réseau complexe de relations qui affectent collectivement le processus écosystémique.

La communauté micro-meiofaunique est omniprésente, facile à échantillonner et parfois intimement associés aux substrats. De plus leur taux de renouvellement est élevé et elles réagissent rapidement aux altérations de l'environnement. Pour ces raisons, la micro-meiofaune peut être considéré comme un bio-indicateur de pollution ou de perturbations. En effet, les bio-indicateurs sont largement utilisés pour l'évaluation environnementale car ils peuvent représenter de manière exhaustive les environnements physiques, chimiques et biologiques, et par conséquent l'impact humain sur l'écosystème (Marbà et al. 2013).

Les effets des polluants sur les composantes autotrophes (microalgues) et hétérotrophes (bactéries et champignons) ont été traités en long et en large pour évaluer l'état de santé des écosystèmes en eau douce (Guasch et al. 2016a). Néanmoins la plupart des études sont basées sur des descripteurs individuels (densité, biomasse, taux de croissance) et ne considèrent pas l'influence des populations et des relations entretenues entre les différents microorganismes. En plus, la micro-meiofaune est un sujet de recherche assez marginal dans le domaine de la limnologie (1% des articles publiés chaque année) et pourtant les facteurs environnementaux naturels ou liés à l'anthropisation change la composition taxonomique de la micro-meiofaune et façonnent diversement les dynamiques conjointes entre les microalgues et leurs consommateurs, notamment la micro-méiofaune (Proia et al. 2011; Neury-Ormanni et al. 2016).

Dans le cadre du parcours MOBBIDIQ, ce stage de master 1, consistait dans un premier temps à travers plusieurs expériences à me former à la taxonomie de la micro-meiofaune. Afin de conduire mes propres expériences à Québec sur la micro-meiofaune. Il m'a permis à partir de méthodes d'échantillonnage adaptées, d'identifier les organismes de la micro-meiofaune et de les classer dans 10 ensembles taxonomiques différents tel que les crustacés, les gastrotriches, les oligochètes, les plathelminthes, les nématodes, les rotifères, les ciliés, les héliozoaires, les amibes et les zooflagellés. L'objectif de ce stage était de mettre en évidence, les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune présents dans les biofilms étudiés.
# I. État de l'art

## A. Biofilm et micro-meiofaune

### 1. Le biofilm et ses composants

Présents dans toutes les niches biologiques de la biosphère, les biofilms se sont développés il y a des milliards d'années dans les océans sous forme de stromatolithes (Westall et al., 2011). Décrit en 1976 par le microbiologiste canadien William Costerton, un biofilm est une communauté hautement structurée de micro-organismes qui s'agrègent sur des substrats immergés ou humides, meubles ou solides. Le biofilm consiste en un assemblage de micro-organismes autotrophes, hétérotrophes et mixotrophes (procaryotes et eucaryotes) tel que des virus, des bactéries, des micro-algues (en particulier des diatomées, chlorophycées et cyanobactéries), des champignons et des protozoaires et métazoaires (micro-meiofaune) interdépendants. Ce biofilm poly-microbien, c'est-à-dire de plusieurs espèces différentes, peuvent plus précisément être considérés comme des micro-habitats à l'interface liquide-substrat, enrichi en nutriments par rapport à l'eau sus-jacente mais, qui fonctionnent dans des conditions environnementales quelque peu distinctes de l'environnement aqueux environnant (Stevenson et al., 1996). Ils sont liés ensemble au sein d'une matrice extracellulaire, sécrétés par des bactéries et des algues, riche en matière organique et en détritus (EPS, exopolymeric substances) (Figure 1) (Hagerthey et al., 2011).

Site actif de production primaire, le biofilm joue un rôle crucial dans les cycles des nutriments et constitue la base des réseaux trophiques des écosystèmes aquatiques benthiques (Stevenson et al., 1996; Vadeboncoeur and Steinman, 2002). Cependant, la contribution du biofilm aux transferts de matière et d'énergie est principalement attribué aux productions bactériennes et algales (Weitere et al., 2018).

Néanmoins, la micro-méiofaune joue un rôle significatif dans la décomposition des matières organiques, la régulation des populations bactériennes, la dispersion des nutriments, la bioturbation et la structuration des communautés. En effet, elle est capable d'absorber les nutriments par phagotrophie des bactéries, des algues ou d'autres proies et/ou par osmotrophie des matières organiques dissoutes. Par ailleurs, à partir de la lyse des cellules d'algues par exemple, les organismes de la micro-meiofaune peuvent également libérer dans le milieu environnant ces nutriments, ou diverses matières organiques telles que le glucose et l'acétate. (Stevenson et al., 1996).
# I. État de l'art

## A. Biofilm et micro-meiofaune

### 1. Le biofilm et ses composants

Présents dans toutes les niches biologiques de la biosphère, les biofilms se sont développés il y a des milliards d'années dans les océans sous forme de stromatolithes (Westall et al., 2011). Décrit en 1976 par le microbiologiste canadien William Costerton, un biofilm est une communauté hautement structurée de micro-organismes qui s'agrègent sur des substrats immergés ou humides, meubles ou solides. Le biofilm consiste en un assemblage de micro-organismes autotrophes, hétérotrophes et mixotrophes (procaryotes et eucaryotes) tel que des virus, des bactéries, des micro-algues (en particulier des diatomées, chlorophycées et cyanobactéries), des champignons et des protozoaires et métazoaires (micro-meiofaune) interdépendants. Ce biofilm poly-microbien, c'est-à-dire de plusieurs espèces différentes, peuvent plus précisément être considérés comme des micro-habitats à l'interface liquide-substrat, enrichi en nutriments par rapport à l'eau sus-jacente mais, qui fonctionnent dans des conditions environnementales quelque peu distinctes de l'environnement aqueux environnant (Stevenson et al., 1996). Ils sont liés ensemble au sein d'une matrice extracellulaire, sécrétés par des bactéries et des algues, riche en matière organique et en détritus (EPS, exopolymeric substances) (Figure 1) (Hagerthey et al., 2011).

Site actif de production primaire, le biofilm joue un rôle crucial dans les cycles des nutriments et constitue la base des réseaux trophiques des écosystèmes aquatiques benthiques (Stevenson et al., 1996; Vadeboncoeur and Steinman, 2002). Cependant, la contribution du biofilm aux transferts de matière et d'énergie est principalement attribué aux productions bactériennes et algales (Weitere et al., 2018).

Néanmoins, la micro-méiofaune joue un rôle significatif dans la décomposition des matières organiques, la régulation des populations bactériennes, la dispersion des nutriments, la bioturbation et la structuration des communautés. En effet, elle est capable d'absorber les nutriments par phagotrophie des bactéries, des algues ou d'autres proies et/ou par osmotrophie des matières organiques dissoutes. Par ailleurs, à partir de la lyse des cellules d'algues par exemple, les organismes de la micro-meiofaune peuvent également libérer dans le milieu environnant ces nutriments, ou diverses matières organiques telles que le glucose et l'acétate. (Stevenson et al., 1996).
<figure><img src="image_3.png" /></figure>

Figure 1: Représentation d'un biofilm mature d'eau douce à partir de la microphotographie d'organisme de la micro-meiofaune (un rotière et un cilié), d'après J. Vedrenne et J. Neury-Omanni (2017)

## 2. La micro-meiofaune une portion négligée du biofilm

Avec le développement de la microscopie, qui a rendu la micro-meiofaune visible, d'importants travaux taxonomiques ont été réalisés au 19ème et au début du 20ème siècle pour mieux comprendre ce compartiment biologique (Leeuwenhoek, 1997). Cependant, malgré leur importance et leur contribution dans un biofilm, la micro-meiofaune d'eau douce reste un sujet d'étude relativement marginal (1% des articles publiés chaque année) bien qu'elle y soit comparativement beaucoup plus étudiée en milieu marin (Majdi et al., 2020a). Néanmoins, ce faible nombre d'articles se caractérise par une prédominance des études sur les nématodes et un manque d'investigations sur d'autres taxons de la micro-meiofaune en particulier la micro-meiofaune à corps mou en eau douce (Majdi et al., 2020a). Cela peut être attribué aux contraintes techniques liés à la conservation de ces organismes, qui nécessitent une identification à l'état frais, une manipulation minutieuse, une identification laborieuse et une diminution progressive des moyens humains alloués à l'expertise taxonomique.
<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>Figure 1: Représentation d'un biofilm mature d'eau douce à partir de la microphotographie d'organisme de la micro-meiofaune (un rotière et un cilié), d'après J. Vedrenne et J. Neury-Omanni (2017)</figcaption></figure>

## 2. La micro-meiofaune une portion négligée du biofilm

Avec le développement de la microscopie, qui a rendu la micro-meiofaune visible, d'importants travaux taxonomiques ont été réalisés au 19ème et au début du 20ème siècle pour mieux comprendre ce compartiment biologique (Leeuwenhoek, 1997). Cependant, malgré leur importance et leur contribution dans un biofilm, la micro-meiofaune d'eau douce reste un sujet d'étude relativement marginal (1% des articles publiés chaque année) bien qu'elle y soit comparativement beaucoup plus étudiée en milieu marin (Majdi et al., 2020a). Néanmoins, ce faible nombre d'articles se caractérise par une prédominance des études sur les nématodes et un manque d'investigations sur d'autres taxons de la micro-meiofaune en particulier la micro-meiofaune à corps mou en eau douce (Majdi et al., 2020a). Cela peut être attribué aux contraintes techniques liés à la conservation de ces organismes, qui nécessitent une identification à l'état frais, une manipulation minutieuse, une identification laborieuse et une diminution progressive des moyens humains alloués à l'expertise taxonomique.
La micro-méiofaune est composée d'organismes hétérotrophes et parfois mixotrophe de petite taille variant de 2 µm à 2mm (Artois et al., 2011), libres dans l'eau, attachés ou associés à des particules et des substrats benthiques. Cette gamme de taille englobe une grande diversité de phylums, allant des protistes et des rotifères microscopiques aux oligochètes presque macroscopiques et aux crustacés. Elle inclue au sein des protistes les protozoaires tels que les zooflagellés, les ciliés et les amibes (outs unicellulaires), ainsi que des métazoaires tels que les rotifères, les nématodes, les oligochètes, les plathelminthes, les crustacés...(Figure 2). Les organismes qui, à un moment donné de leur cycle de vie, atteignent les dimensions de la macrofaune comme les larves d'insectes, sont considéré comme faisant partie de la méiofaune temporaire lorsqu'ils ont des dimensions correspondantes à celles de la méiofaune (Stevenson et al., 1996).

Les espèces micro-méiofauniques ont des taux de renouvellement de population courts (quelques heures à quelques jours), ce qui signifie que leur structure communautaire peut répondre rapidement aux évolutions environnementales, faisant de ces assemblages des modèles idéaux pour les concepts écologiques. Cependant, aucune étude ont réellement pris en compte la contribution de la micro-méiofaune à la biodiversité locale en intégrant toutes les tailles corporelles de la faune benthique dans un système particulier. Dans la nature, les communautés biologiques n'existent pas de manière isolée et la façon dont chaque communauté est affectée par divers mécanismes de dispersion a été la raison d'être du concept de « métacommunautés » examiné par (Gansfort et al., 2020). Par conséquent, il est nécessaire de mener d'autres études s'intéressant à un plus large éventail de taxons et d'habitats d'eau douce pour tester de manière approfondie toutes les prédictions de concepts de métacommunauté dans les communautés de micro-, méio- et macrofaune. Toutefois, la caractérisation quantitative de la micro-méiofaune des biofilms de quatre cours d'eau aquitains (Julie et al., 2016), a permis de souligner l'importance numérique (basée sur les effectifs) et la biodiversité élevée de cette composante biologique.

La proportion moyenne en effectif de la micro-meiofaune dans les biofilms matures est de 50%, mais elle peut atteindre plus de 97% dans certains cours d'eau. Parmi les taxons inventoriés, 40 à 60% ont déjà été reportés comme des brouteurs potentiels (Majdi et al., 2012b), ce qui va être développé dans le chapitre suivant. Des observations microscopiques réalisés au cours de ce stage ont confirmé la présence de contenu cellulaire algal chez certains individus (amibes, ciliés, rotifères).
La micro-méiofaune est composée d'organismes hétérotrophes et parfois mixotrophe de petite taille variant de 2 µm à 2mm (Artois et al., 2011), libres dans l'eau, attachés ou associés à des particules et des substrats benthiques. Cette gamme de taille englobe une grande diversité de phylums, allant des protistes et des rotifères microscopiques aux oligochètes presque macroscopiques et aux crustacés. Elle inclue au sein des protistes les protozoaires tels que les zooflagellés, les ciliés et les amibes (outs unicellulaires), ainsi que des métazoaires tels que les rotifères, les nématodes, les oligochètes, les plathelminthes, les crustacés...(Figure 2). Les organismes qui, à un moment donné de leur cycle de vie, atteignent les dimensions de la macrofaune comme les larves d'insectes, sont considéré comme faisant partie de la méiofaune temporaire lorsqu'ils ont des dimensions correspondantes à celles de la méiofaune (Stevenson et al., 1996).

Les espèces micro-méiofauniques ont des taux de renouvellement de population courts (quelques heures à quelques jours), ce qui signifie que leur structure communautaire peut répondre rapidement aux évolutions environnementales, faisant de ces assemblages des modèles idéaux pour les concepts écologiques. Cependant, aucune étude ont réellement pris en compte la contribution de la micro-méiofaune à la biodiversité locale en intégrant toutes les tailles corporelles de la faune benthique dans un système particulier. Dans la nature, les communautés biologiques n'existent pas de manière isolée et la façon dont chaque communauté est affectée par divers mécanismes de dispersion a été la raison d'être du concept de « métacommunautés » examiné par (Gansfort et al., 2020). Par conséquent, il est nécessaire de mener d'autres études s'intéressant à un plus large éventail de taxons et d'habitats d'eau douce pour tester de manière approfondie toutes les prédictions de concepts de métacommunauté dans les communautés de micro-, méio- et macrofaune. Toutefois, la caractérisation quantitative de la micro-méiofaune des biofilms de quatre cours d'eau aquitains (Julie et al., 2016), a permis de souligner l'importance numérique (basée sur les effectifs) et la biodiversité élevée de cette composante biologique.

La proportion moyenne en effectif de la micro-meiofaune dans les biofilms matures est de 50%, mais elle peut atteindre plus de 97% dans certains cours d'eau. Parmi les taxons inventoriés, 40 à 60% ont déjà été reportés comme des brouteurs potentiels (Majdi et al., 2012b), ce qui va être développé dans le chapitre suivant. Des observations microscopiques réalisés au cours de ce stage ont confirmé la présence de contenu cellulaire algal chez certains individus (amibes, ciliés, rotifères).
<figure><img src="image_4.png" /></figure>

Figure 2: Planche regroupant 8 taxons différents de la micro-meiofaune d'un biofilm périphytique illustrant les caractérisant 8 ensembles taxonomiques différents rencontrés au cours du stage..
Les photos ont été prises par moi-même au microscope optique et à l'aide de la caméra Arktur.

1 : Crustacé, *Lymneae* sp

2 : Nématode

3 : Oligochète

4 : Rotifère, *Brachionus urceolaris*

5 : Amibe

6 : Heliozoaire

7 : Cilié : *Vorticella campanula*

8 : Zooflagellé, *Codonosiga* sp.
<figure><img src="image_5.png" /></figure>

Figure 2: Planche regroupant 8 taxons différents de la micro-meiofaune d'un biofilm périphytique illustrant les caractérisant 8 ensembles taxonomiques différents rencontrés au cours du stage..
Les photos ont été prises par moi-même au microscope optique et à l'aide de la caméra Arktur..

1 : Crustacé, *Lymneae* sp

2 : Nématode

3 : Oligochète

4 : Rotifère, *Brachionus urceolaris*

5 : Amibe

6 : Heliozoaire

7 : Cilié : *Vorticella campanula*

8 : Zooflagellé, *Codonosiga* sp.
### 3. La micro-meiofaune et ses relations trophiques

Le rôle des algues en tant que source alimentaire pour les micro-consommateurs est considéré dans le contexte d'un réseau trophique complexe. Ce réseau inclut à la fois les algues (dont les diatomées), les champignons, les bactéries et les sécrétions extracellulaires comme ressources pour les consommateurs micro-meioscopiques (protozoaires et méiofaune, y compris la méiofaune temporaire) (Stevenson et al., 1996; Weitere et al., 2018). Les biofilms épilithiques offrent un habitat adapté aux besoins nutritionnels de la micro-méiofaune et leur abondance est supérieure dans des habitats avec une forte biomasse microbienne (Majdi et al., 2012a).

Dans les régimes alimentaires des micro-meioconsommateurs dans le biofilm, des interactions de prédation sont également observées. Lorsque deux consommateurs utilisent la même ressource, ils appartiennent à la même guilde alimentaire, par exemple les algivores et les bactérivores. Ces interactions proie-prédateur créent à la fois une compétition alimentaire plus complexe et allongent le flux d'énergie et de matière (Stevenson et al., 1996) tout en dynamisant les écosystèmes (Hillebrand et al., 2002). En effet, la prédation peut maintenir les biofilms dans un état de jeunesse, composés principalement d'espèces pionnières (Guasch et al., 2016). Il a été suggéré que les micro-organismes hétérotrophes (grandes bactéries, microflagellés hétérotrophes et petits ciliés) pourraient constituer entre 10 et 40% du régime alimentaire des rotifères (Kathol et al., 2011). Cependant, d'autres travaux ont montré que *Brachionus quadridentatus* (rotifère) ingérait préférentiellement des chlorophycées et n'ingérait ni de bactéries ni de détritus (Hlawa and Heerkloss, 1994).

Résumer le type d'alimentation pour chaque groupe d'organismes de la micro-meiofaune est donc très difficile et sujet à controverse. La dynamique de population de la micro-meiofaune est étroitement liée à la composition taxonomique des producteurs primaires présents dans le biofilm (Kathol et al., 2011). Cette relation influence également la composante physico-chimique du biotope. Il est important de noter que cette relation fonctionne dans les deux sens, c'est-à-dire que les paramètres physico-chimiques du biotope dû à des variations de facteurs environnementaux peuvent également affecter la composition des producteurs primaires et de la micro-meiofaune (Battin et al., 2016).
### 3. La micro-meiofaune et ses relations trophiques

Le rôle des algues en tant que source alimentaire pour les micro-consommateurs est considéré dans le contexte d'un réseau trophique complexe. Ce réseau inclut à la fois les algues (dont les diatomées), les champignons, les bactéries et les sécrétions extracellulaires comme ressources pour les consommateurs micro-meioscopiques (protozoaires et méiofaune, y compris la méiofaune temporaire) (Stevenson et al., 1996; Weitere et al., 2018). Les biofilms épilithiques offrent un habitat adapté aux besoins nutritionnels de la micro-méiofaune et leur abondance est supérieure dans des habitats avec une forte biomasse microbienne (Majdi et al., 2012a).

Dans les régimes alimentaires des micro-meioconsommateurs dans le biofilm, des interactions de prédation sont également observées. Lorsque deux consommateurs utilisent la même ressource, ils appartiennent à la même guilde alimentaire, par exemple les algivores et les bactérivores. Ces interactions proie-prédateur créent à la fois une compétition alimentaire plus complexe et allongent le flux d'énergie et de matière (Stevenson et al., 1996) tout en dynamisant les écosystèmes (Hillebrand et al., 2002). En effet, la prédation peut maintenir les biofilms dans un état de jeunesse, composés principalement d'espèces pionnières (Guasch et al., 2016). Il a été suggéré que les micro-organismes hétérotrophes (grandes bactéries, microflagellés hétérotrophes et petits ciliés) pourraient constituer entre 10 et 40% du régime alimentaire des rotifères (Kathol et al., 2011). Cependant, d'autres travaux ont montré que *Brachionus quadridentatus* (rotifère) ingérait préférentiellement des chlorophycées et n'ingérait ni de bactéries ni de détritus (Hlawa and Heerkloss, 1994).

Résumer le type d'alimentation pour chaque groupe d'organismes de la micro-meiofaune est donc très difficile et sujet à controverse. La dynamique de population de la micro-meiofaune est étroitement liée à la composition taxonomique des producteurs primaires présents dans le biofilm (Kathol et al., 2011). Cette relation influence également la composante physico-chimique du biotope. Il est important de noter que cette relation fonctionne dans les deux sens, c'est-à-dire que les paramètres physico-chimiques du biotope dû à des variations de facteurs environnementaux peuvent également affecter la composition des producteurs primaires et de la micro-meiofaune (Battin et al., 2016).
## B. Influence des facteurs environnementaux naturels

Au cours du siècle dernier, la présence de la micro-méiofaune a été constatée dans presque tous les environnements allant des régions polaires aux tropiques, et des sédiments intertidaux aux abysses (Higgins and Thiel, 1988). Néanmoins, les distributions et l'abondance de la micro-méiofaune sont soumises à l'influence de nombreux facteurs environnementaux. Il est important de noter que l'interaction complexe entre ces nombreux et/ou différents facteurs environnementaux et la micromeiofaune peut varier selon les espèces, les régions géographiques et les types d'habitats (Martin, 2015). La productivité de l'écosystème et les caractéristiques régionales sont parmi les facteurs les plus importants influençant les assemblages de micro-méiofaune (Álvarez-Castillo et al., 2023).

### 1. La productivité de l'écosystème

L'étude menée par l'équipe ECOVEA de l'INRAE sur l'étang de Gazinet-Cestas, en France, pendant deux saisons au cours de la même année (hiver et printemps 2017), a révélé des différences marquées dans la structure et la diversité de la micro-méiofaune (Neury-Ormanni, 2021). La dominance des héliozoaires au printemps par exemple a été particulièrement constaté, mais les topologies du réseau trophique étaient différentes entre le printemps et l'hiver. Le réseau trophique printanier était plus complexe que le réseau trophique hivernal. En hiver, la micro-méiofaune se nourrissait principalement de petites proies par filtrage, alors qu'au printemps les modes d'alimentation étaient diversifiés et non limités par la taille des proies (Figure 3). Par ailleurs, à cause de la prédation par les poissons pendant la saison de reproduction (printemps, été), les rotifères planctoniques subissent une grande pression de prédation qui diminue leur densité à cette saison (Gophen, 2005).

<figure><img src="image_5.png" /></figure>

Figure 3: Réseau trophique simplifié et fonctions trophiques principales en fonction des saisons (hiver et printemps). La taille et la largeur des flèches et des cases correspondent aux proportions des traits morphofonctionnels de la micro-méiofaune extraite des CWM (Community Weighted Mean) calculés à partir des abondances des espèces (Ind.cm⁻²) d'après J.Neury-Ormanni et al., 2020.
## B. Influence des facteurs environnementaux naturels

Au cours du siècle dernier, la présence de la micro-méiofaune a été constatée dans presque tous les environnements allant des régions polaires aux tropiques, et des sédiments intertidaux aux abysses (Higgins and Thiel, 1988). Néanmoins, les distributions et l'abondance de la micro-méiofaune sont soumises à l'influence de nombreux facteurs environnementaux. Il est important de noter que l'interaction complexe entre ces nombreux et/ou différents facteurs environnementaux et la micromeiofaune peut varier selon les espèces, les régions géographiques et les types d'habitats (Martin, 2015). La productivité de l'écosystème et les caractéristiques régionales sont parmi les facteurs les plus importants influençant les assemblages de micro-méiofaune (Álvarez-Castillo et al., 2023).

### 1. La productivité de l'écosystème

L'étude menée par l'équipe ECOVEA de l'INRAE sur l'étang de Gazinet-Cestas, en France, pendant deux saisons au cours de la même année (hiver et printemps 2017), a révélé des différences marquées dans la structure et la diversité de la micro-méiofaune (Neury-Ormanni, 2021). La dominance des héliozoaires au printemps par exemple a été particulièrement constaté, mais les topologies du réseau trophique étaient différentes entre le printemps et l'hiver. Le réseau trophique printanier était plus complexe que le réseau trophique hivernal. En hiver, la micro-méiofaune se nourrissait principalement de petites proies par filtrage, alors qu'au printemps les modes d'alimentation étaient diversifiés et non limités par la taille des proies (Figure 3). Par ailleurs, à cause de la prédation par les poissons pendant la saison de reproduction (printemps, été), les rotifères planctoniques subissent une grande pression de prédation qui diminue leur densité à cette saison (Gophen, 2005).

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Figure 3: Réseau trophique simplifié et fonctions trophiques principales en fonction des saisons (hiver et printemps). La taille et la largeur des flèches et des cases correspondent aux proportions des traits morphofonctionnels de la micro-méiofaune extraite des CWM (Community Weighted Mean) calculés à partir des abondances des espèces (Ind.cm⁻²) d'après J.Neury-Ormanni et al., 2020.
## 2. Les facteurs abiotiques

Récemment, la micro-meiofaune a été considérés comme un bon bio-indicateur du changement climatique. En effet, la réponse des communautés de biofilms au réchauffement de l'eau a montré une proportion plus élevée de cyanobactéries et nématodes (Majdi et al., 2020b), une plus grande utilisation hétérotrophe de composés organiques (Villanueva et al., 2011) et des taux de filtration améliorés avec la présence des ciliés péritriches et des rotifères dans des conditions plus chaudes (Kathol et al., 2009). Il est également intéressant de noter que la plupart des espèces semblent se reproduire préférentiellement à des températures élevées (Coull, 1999), ce qui engendre un pic d'abondance en été, bien qu'il existe probablement de nombreux autres facteurs biologiques et environnementaux qui contrôlent les cycles de vie de la micro-méiofaune comme mentionné précédemment.

De plus, la distribution de taille des protozoaires ciliés en fonction des saisons est corrélée au pH, à la quantité d'oxygène dissout et de nutriments dans l'eau comme l'indique (Zhao et al., 2016) une prédominance de petits protozoaires de taille inférieure à 20 µm a été révélé en hiver et au printemps. En été, ce sont les organismes de 37 à 50 µm qui sont les plus abondants, tandis qu'en automne, ce sont les organismes de 19 à 27 µm qui dominent.

En plus des facteurs environnementaux naturels, les altérations chimiques du milieu liées à l'activité humaine sont également des sources de stress pour les communautés benthiques. Ce qui sera développé dans le chapitre suivant.
## 2. Les facteurs abiotiques

Récemment, la micro-meiofaune a été considérés comme un bon bio-indicateur du changement climatique. En effet, la réponse des communautés de biofilms au réchauffement de l'eau a montré une proportion plus élevée de cyanobactéries et nématodes (Majdi et al., 2020b), une plus grande utilisation hétérotrophe de composés organiques (Villanueva et al., 2011) et des taux de filtration améliorés avec la présence des ciliés péritriches et des rotifères dans des conditions plus chaudes (Kathol et al., 2009). Il est également intéressant de noter que la plupart des espèces semblent se reproduire préférentiellement à des températures élevées (Coull, 1999), ce qui engendre un pic d'abondance en été, bien qu'il existe probablement de nombreux autres facteurs biologiques et environnementaux qui contrôlent les cycles de vie de la micro-méiofaune comme mentionné précédemment.

De plus, la distribution de taille des protozoaires ciliés en fonction des saisons est corrélée au pH, à la quantité d'oxygène dissout et de nutriments dans l'eau comme l'indique (Zhao et al., 2016) une prédominance de petits protozoaires de taille inférieure à 20 µm a été révélé en hiver et au printemps. En été, ce sont les organismes de 37 à 50 µm qui sont les plus abondants, tandis qu'en automne, ce sont les organismes de 19 à 27 µm qui dominent.

En plus des facteurs environnementaux naturels, les altérations chimiques du milieu liées à l'activité humaine sont également des sources de stress pour les communautés benthiques. Ce qui sera développé dans le chapitre suivant.
C. Influence des facteurs environnementaux anthropiques

Les activités humaines, à travers leurs usages, pratiques et modes de gestion de la biodiversité, exercent des pressions sur les écosystèmes. Ces pressions, qu'elles soient directes ou indirectes, conduisent à une érosion alarmante de la biodiversité. Selon l'évaluation mondiale de la biodiversité et des services écosystémiques publiée en 2019 par la Plateforme intergouvernementale scientifique et politique sur la biodiversité et les services écosystémiques (IPBES), cinq grandes pressions directes sont identifiées comme responsables de cette érosion : le changement d'usage des sols et des terres, l'exploitation des espèces et des habitats, le changement climatique, les espèces exotiques envahissantes et enfin les pollutions, pression qui sera développée dans ce rapport.

Les pollutions proviennent de diverses sources telles que l'industrie, l'agriculture, les activités domestiques, etc., et peuvent entraîner une dégradation de la qualité de l'eau. Cette dégradation de la qualité de l'eau peut avoir des répercussions négatives sur les écosystèmes aquatiques, la biodiversité et également sur la santé publique. La prise de conscience au niveau politique de l'importance des écosystèmes aquatiques a conduit à adopter des conventions relatives aux pollutions. Dans ce contexte, un plan national spécifique appelé "plan national micropolluants" a été développé pour la période 2016-2021. L'objectif de ce plan était de réduire les émissions de polluants afin de préserver la qualité de l'eau et la biodiversité. Ce plan s'aligne sur les objectifs de la directive cadre sur l'eau (DCE), qui vise à atteindre un bon état des eaux, ainsi que sur ceux de la directive cadre stratégie milieu marin (DCSMM), qui vise à limiter l'apport de polluants provenant du cours d'eau vers le milieu marin (https://www.ecologie.gouv.fr/lutte-contre-pollutions-leau#scroll-nav_6).

La nécessité d'évaluer les impacts a ainsi émergé depuis les années 1990, à travers des indicateurs de suivi et des outils de mesure d'impacts. Ils rendent compte de l'évolution de l'état de la biodiversité et des impacts des activités sur la biodiversité. Par conséquent, en raison de la vulnérabilité des communautés aquatiques à l'impact d'une multitude de produits chimiques et d'autres polluants, il est nécessaire d'acquérir et d'évaluer les effets toxicologiques au niveau communautaire des écosystèmes aquatiques (https://www.ecologie.gouv.fr/lutte-contre-pollutions-leau#scroll-nav_6). Néanmoins, la plupart des études toxicologiques se sont concentrées sur des espèces individuelles et très peu d'études se sont concentrées sur les effets des contaminants sur la structure communautaire et les densités de la micro-meiofaune. Cependant, les polluants de tous types vont avoir des effets directs physiologiques ou métaboliques sur des organismes cibles et non cibles et/ou des effets indirects plus écologiques par l'adaptation du phénotype, du sub-individu à la communauté (Sabater et al., 2007; Segner et al., 2014).
C. Influence des facteurs environnementaux anthropiques

Les activités humaines, à travers leurs usages, pratiques et modes de gestion de la biodiversité, exercent des pressions sur les écosystèmes. Ces pressions, qu'elles soient directes ou indirectes, conduisent à une érosion alarmante de la biodiversité. Selon l'évaluation mondiale de la biodiversité et des services écosystémiques publiée en 2019 par la Plateforme intergouvernementale scientifique et politique sur la biodiversité et les services écosystémiques (IPBES), cinq grandes pressions directes sont identifiées comme responsables de cette érosion : le changement d'usage des sols et des terres, l'exploitation des espèces et des habitats, le changement climatique, les espèces exotiques envahissantes et enfin les pollutions, pression qui sera développée dans ce rapport.

Les pollutions proviennent de diverses sources telles que l'industrie, l'agriculture, les activités domestiques, etc., et peuvent entraîner une dégradation de la qualité de l'eau. Cette dégradation de la qualité de l'eau peut avoir des répercussions négatives sur les écosystèmes aquatiques, la biodiversité et également sur la santé publique. La prise de conscience au niveau politique de l'importance des écosystèmes aquatiques a conduit à adopter des conventions relatives aux pollutions. Dans ce contexte, un plan national spécifique appelé "plan national micropolluants" a été développé pour la période 2016-2021. L'objectif de ce plan était de réduire les émissions de polluants afin de préserver la qualité de l'eau et la biodiversité. Ce plan s'aligne sur les objectifs de la directive cadre sur l'eau (DCE), qui vise à atteindre un bon état des eaux, ainsi que sur ceux de la directive cadre stratégie milieu marin (DCSMM), qui vise à limiter l'apport de polluants provenant du cours d'eau vers le milieu marin (https://www.ecologie.gouv.fr/lutte-contre-pollutions-leau#scroll-nav_6).

La nécessité d'évaluer les impacts a ainsi émergé depuis les années 1990, à travers des indicateurs de suivi et des outils de mesure d'impacts. Ils rendent compte de l'évolution de l'état de la biodiversité et des impacts des activités sur la biodiversité. Par conséquent, en raison de la vulnérabilité des communautés aquatiques à l'impact d'une multitude de produits chimiques et d'autres polluants, il est nécessaire d'acquérir et d'évaluer les effets toxicologiques au niveau communautaire des écosystèmes aquatiques (https://www.ecologie.gouv.fr/lutte-contre-pollutions-leau#scroll-nav_6). Néanmoins, la plupart des études toxicologiques se sont concentrées sur des espèces individuelles et très peu d'études se sont concentrées sur les effets des contaminants sur la structure communautaire et les densités de la micro-meiofaune. Cependant, les polluants de tous types vont avoir des effets directs physiologiques ou métaboliques sur des organismes cibles et non cibles et/ou des effets indirects plus écologiques par l'adaptation du phénotype, du sub-individu à la communauté (Sabater et al., 2007; Segner et al., 2014).
En effet, les pollutions chimiques persistantes sont des facteurs de stress pour le milieu aquatique qui est le récepteur final des microcontaminants (pesticides, médicaments, métaux) (Sabater et al., 2007), ce qui peut avoir un impact significatif sur la micro-meiofaune. Hypothétiquement, ces substances peuvent être directement toxiques pour les organismes ou s'accumuler dans leurs tissus au fil du temps, provoquant des effets sur leur reproduction, leur croissance et leur survie. Présent dans la chaîne alimentaire, les polluants peuvent perturber ce réseau trophique en affectant les proies de la micro-meiofaune, en modifiant la disponibilité des nutriments nécessaire à leur survie et en entraînant une bioamplification des polluants le long de la chaîne alimentaire. Enfin, ces polluants peuvent altérer l'habitat, modifiant la structure physique des sédiments ou support de vie de la micro-meiofaune. Dans les paragraphes suivants, les effets provoqués par 4 produits chimiques (Annexe 1) seront développés afin d'appréhender l'impact sur la micro-meiofaune des biofilms suivis durant ce stage.

## 1. L'exemple d'un rejet industriel : l'azurant optique

Les rivières sont le milieu récepteur de nombreux produits chimiques provenant notamment de station de traitement des eaux usées domestiques et industrielles. Présents dans l'industrie textile, plastique, papetière ou encore alimentaire, les azurants optiques sont utilisés dans divers produits pour rendre les tissus et les matériaux plus lumineux et plus blancs. Autrement appelés agents de blanchiment fluorescents, ce sont des molécules émergentes sur le marché, issus de procédés de synthèse chimique à partir de dérivés contenant des cycles aromatiques (Mustalish, 2000; Saeed et al., 2014).

Étant donné leur faible biodégradabilité, les azurants optiques ont la capacité de persister dans l'environnement, ce qui peut entraîner des risques d'accumulation dans les organismes de la microméiofaune. Toutes les études s'accordent à dire que les concentrations environnementales d'azurants optiques sont généralement de l'ordre de quelques µg/L (Niloy et al., 2021). Toutes les propriétés physico-chimiques de cette substance chimique ainsi que les trois autres qui vont suivre sont répertoriés dans un tableau à la fin du chapitre (Annexe 1).

Bien que les études sur les effets spécifiques des azurants optiques sur la micro-méiofaune soient limitées, certains azurants optiques ont été associés à des effets toxiques sur d'autres organismes aquatiques, tels que les poissons, les invertébrés et les microorganismes autotrophes. Des tests standardisés OCDE réalisés en 1996 et en 1997 sur *Daphnia magna* et l'algue verte *Selenastrum capricortunum* pour un azurant optique (le FB-113) avaient donné des valeurs de CE 50 supérieure à 100 mg.L⁻¹ (48h) et supérieures à 22 mg.L⁻¹ (24h) respectivement (SIAM20, 2005). Les études écotoxicologiques disponibles, révèlent que les azurants optiques présentent un risque de toxicité pour les interactions entre la faune et la flore à l'échelle des communautés.
En effet, les pollutions chimiques persistantes sont des facteurs de stress pour le milieu aquatique qui est le récepteur final des microcontaminants (pesticides, médicaments, métaux) (Sabater et al., 2007), ce qui peut avoir un impact significatif sur la micro-meiofaune. Hypothétiquement, ces substances peuvent être directement toxiques pour les organismes ou s'accumuler dans leurs tissus au fil du temps, provoquant des effets sur leur reproduction, leur croissance et leur survie. Présent dans la chaîne alimentaire, les polluants peuvent perturber ce réseau trophique en affectant les proies de la micro-meiofaune, en modifiant la disponibilité des nutriments nécessaire à leur survie et en entraînant une bioamplification des polluants le long de la chaîne alimentaire. Enfin, ces polluants peuvent altérer l'habitat, modifiant la structure physique des sédiments ou support de vie de la micro-meiofaune. Dans les paragraphes suivants, les effets provoqués par 4 produits chimiques (Annexe 1) seront développés afin d'appréhender l'impact sur la micro-meiofaune des biofilms suivis durant ce stage.

# 1. L'exemple d'un rejet industriel : l'azurant optique

Les rivières sont le milieu récepteur de nombreux produits chimiques provenant notamment de station de traitement des eaux usées domestiques et industrielles. Présents dans l'industrie textile, plastique, papetière ou encore alimentaire, les azurants optiques sont utilisés dans divers produits pour rendre les tissus et les matériaux plus lumineux et plus blancs. Autrement appelés agents de blanchiment fluorescents, ce sont des molécules émergentes sur le marché, issus de procédés de synthèse chimique à partir de dérivés contenant des cycles aromatiques (Mustalish, 2000; Saeed et al., 2014).

Étant donné leur faible biodégradabilité, les azurants optiques ont la capacité de persister dans l'environnement, ce qui peut entraîner des risques d'accumulation dans les organismes de la microméiofaune. Toutes les études s'accordent à dire que les concentrations environnementales d'azurants optiques sont généralement de l'ordre de quelques µg/L (Niloy et al., 2021). Toutes les propriétés physico-chimiques de cette substance chimique ainsi que les trois autres qui vont suivre sont répertoriés dans un tableau à la fin du chapitre (Annexe 1).

Bien que les études sur les effets spécifiques des azurants optiques sur la micro-méiofaune soient limitées, certains azurants optiques ont été associés à des effets toxiques sur d'autres organismes aquatiques, tels que les poissons, les invertébrés et les microorganismes autotrophes. Des tests standardisés OCDE réalisés en 1996 et en 1997 sur *Daphnia magna* et l'algue verte *Selenastrum capricortunum* pour un azurant optique (le FB-113) avaient donné des valeurs de CE 50 supérieure à 100 mg.L⁻¹ (48h) et supérieures à 22 mg.L⁻¹ (24h) respectivement (SIAM20, 2005). Les études écotoxicologiques disponibles, révèlent que les azurants optiques présentent un risque de toxicité pour les interactions entre la faune et la flore à l'échelle des communautés.
## 2. L'exemple des rejets agricoles : le fenoxycarbe, le glyphosate et l'AMPA

L'intensification de l'agriculture a entraîné une charge accrue des sols, des eaux de surface et souterraines en pesticides, impactant fortement les écosystèmes en modifiant la diversité bactérienne du sol et en menaçant les organismes aquatiques (Khan and Law, 2005). On estime que sur la quantité totale de pesticides appliquée contre les mauvaises herbes et les ravageurs, une infime partie (<0.1%) atteint les sites d'action des organismes cibles, la plus grande proportion étant perdue par la dérive des pulvérisations, le ruissellement, la photodégradation (Wang and Liu, 2007). De plus, ces communautés biologiques interagissent fortement avec les substances dissoutes telles que les pesticides présents dans l'eau et sont susceptibles de réagir rapidement aux pressions des contaminants, ce qui fait des biofilms fluviaux des systèmes d'alerte précoce utiles pour la détection des effets des substances toxiques (Montuelle et al., 2010).

Le fenoxycarbe (Annexe 1) est un insecticide qui agit comme un agent de croissance des insectes régulateur en imitant l'hormone juvénile. L'insecticide fénoxycarbe a des effets sur des organismes non cibles, il est responsable à la fois d'une altération de la croissance et de la teneur en lipides chez les crabes de vase *Rhithropanopeus harrisii* (Nates and McKenney, 2000) mais également du comportement reproducteur (Arambourou et al., 2018). Le succès reproducteur, est gravement altéré chez les femelles du gammaré *G. fossarum* exposées au fénoxycarbe. La perturbation du comportement reproducteur pourrait être causée par une interférence du fénoxycarbe avec les voies régulées par les hormones, ce qui pourrait également réduire la viabilité des embryons, bien que d'autres expériences soient nécessaires pour tester cette hypothèse (Arambourou et al., 2018).

L'herbicide total foliaire systémique, connu sous le nom de glyphosate ou N-(phosphométhyl)glycine (Annexe 1), est couramment utilisé pour éliminer les mauvaises herbes en agriculture à grande échelle ainsi que dans nos jardins à petite échelle. Son mode d'action repose sur l'inhibition de certaines enzymes végétales, telles que la 5-énolpyruvylshiquime-3-phosphate synthase, ce qui perturbe la synthèse de composés aromatiques, protéiques et de composés secondaires essentiels à la survie des plantes (Wang et al., 2016). Actuellement, le glyphosate se retrouve dans les eaux de surface ainsi que dans les eaux souterraines, s'infiltrant dans les sols lors de fortes précipitations (Wang et al., 2016). Des études en microcosme ont montré que l'exposition prolongée de 14 jours à une concentration de 10 µg.L⁻¹ de glyphosate entraîne des modifications de la composition de la communauté algale et une diminution de la diversité de la communauté eucaryote, mais ces effets n'ont été observés que pendant la saison estivale et non au printemps (Pesce et al., 2009). Par conséquent, à des concentrations environnementales, le glyphosate est susceptible d'induire un changement structurel du biofilm concernant les proportions de diatomées, d'algues vertes et de cyanobactéries. Ces changements pourraient entraîner une diminution de la qualité nutritionnelle du biofilm en tant que ressource notamment pour le gastéropode *Lymneae sp.* (Fadhlaoui and Lavoie, 2021).
## 2. L'exemple des rejets agricoles : le fenoxycarbe, le glyphosate et l'AMPA

L'intensification de l'agriculture a entraîné une charge accrue des sols, des eaux de surface et souterraines en pesticides, impactant fortement les écosystèmes en modifiant la diversité bactérienne du sol et en menaçant les organismes aquatiques (Khan and Law, 2005). On estime que sur la quantité totale de pesticides appliquée contre les mauvaises herbes et les ravageurs, une infime partie (<0.1%) atteint les sites d'action des organismes cibles, la plus grande proportion étant perdue par la dérive des pulvérisations, le ruissellement, la photodégradation (Wang and Liu, 2007). De plus, ces communautés biologiques interagissent fortement avec les substances dissoutes telles que les pesticides présents dans l'eau et sont susceptibles de réagir rapidement aux pressions des contaminants, ce qui fait des biofilms fluviaux des systèmes d'alerte précoce utiles pour la détection des effets des substances toxiques (Montuelle et al., 2010).

Le fenoxycarbe (Annexe 1) est un insecticide qui agit comme un agent de croissance des insectes régulateur en imitant l'hormone juvénile. L'insecticide fénoxycarbe a des effets sur des organismes non cibles, il est responsable à la fois d'une altération de la croissance et de la teneur en lipides chez les crabes de vase *Rhithropanopeus harrisii* (Nates and McKenney, 2000) mais également du comportement reproducteur (Arambourou et al., 2018). Le succès reproducteur, est gravement altéré chez les femelles du gammaré *G. fossarum* exposées au fénoxycarbe. La perturbation du comportement reproducteur pourrait être causée par une interférence du fénoxycarbe avec les voies régulées par les hormones, ce qui pourrait également réduire la viabilité des embryons, bien que d'autres expériences soient nécessaires pour tester cette hypothèse (Arambourou et al., 2018).

L'herbicide total foliaire systémique, connu sous le nom de glyphosate ou N-(phosphométhyl)glycine (Annexe 1), est couramment utilisé pour éliminer les mauvaises herbes en agriculture à grande échelle ainsi que dans nos jardins à petite échelle. Son mode d'action repose sur l'inhibition de certaines enzymes végétales, telles que la 5-énolpyruvylshiquime-3-phosphate synthase, ce qui perturbe la synthèse de composés aromatiques, protéiques et de composés secondaires essentiels à la survie des plantes (Wang et al., 2016). Actuellement, le glyphosate se retrouve dans les eaux de surface ainsi que dans les eaux souterraines, s'infiltrant dans les sols lors de fortes précipitations (Wang et al., 2016). Des études en microcosme ont montré que l'exposition prolongée de 14 jours à une concentration de 10 µg.L⁻¹ de glyphosate entraîne des modifications de la composition de la communauté algale et une diminution de la diversité de la communauté eucaryote, mais ces effets n'ont été observés que pendant la saison estivale et non au printemps (Pesce et al., 2009). Par conséquent, à des concentrations environnementales, le glyphosate est susceptible d'induire un changement structurel du biofilm concernant les proportions de diatomées, d'algues vertes et de cyanobactéries. Ces changements pourraient entraîner une diminution de la qualité nutritionnelle du biofilm en tant que ressource notamment pour le gastéropode *Lymneae sp.* (Fadhlaoui and Lavoie, 2021).
Le principal produit de dégradation de glyphosate est l'acide aminométhylphosphonique (AMPA) (Annexe 1). D'après les travaux de Steven L. sur l'organisme *Daphnia magna* en 21 jours, la NOAEC était de 12 mg AMPA/L, la plus grande concentration testée. Ces valeurs dépassent de 2 à 3 ordres de grandeur les concentrations dans l'eau les plus élevées, ce qui indique qu'il n'y a aucun risque chronique inacceptable pour les organismes aquatiques vertébrés et invertébrés résultant d'une exposition environnementale à l'AMPA (Levine et al., 2015). Cependant, il faut rester prudent sur la toxicité indirecte.
Le principal produit de dégradation de glyphosate est l'acide aminométhylphosphonique (AMPA) (Annexe 1). D'après les travaux de Steven L. sur l'organisme *Daphnia magna* en 21 jours, la NOAEC était de 12 mg AMPA/L, la plus grande concentration testée. Ces valeurs dépassent de 2 à 3 ordres de grandeur les concentrations dans l'eau les plus élevées, ce qui indique qu'il n'y a aucun risque chronique inacceptable pour les organismes aquatiques vertébrés et invertébrés résultant d'une exposition environnementale à l'AMPA (Levine et al., 2015). Cependant, il faut rester prudent sur la toxicité indirecte.
## II. Méthodologie

<figure><img src="image_6.png" /></figure>

Figure 4: Schéma des designs expérimentaux à partir de lames de verre vierges colonisées par du biofilm dans l'étang de Gazinet-Cestas (environnement naturel et non pollué). Pour l'expérience en canaux, les lames ont maturé dans l'étang, puis remis en suspension et re maturer dans un aquarium (131 jours de maturation totale) avant d'être placer dans des canaux avec 3 conditions de cocktails polluants chimiques différents. L'abondance de la micro-meiofaune a été faite à t0, t1, t14 et t28. Pour l'expérience in-situ dans l'étang de Gazinet, les lames ont été colonisé pendant 28 jours. L'abondance de la micro-meiofaune a été déterminer une fois par mois et comparer aux valeurs environnementales prélevées.

### A. Collecte des données

#### 1. Zone d'étude

L'étang de Gazinet Cestas situé en France (44.775012, -0.695808), se trouve dans le département de la Gironde (33). De par sa localisation, le climat qui caractérise ce système est qualifié par des hivers doux et pluvieux, et des étés chauds mais relativement humides (Annexe 2). Ce système lentique et eutrophe est principalement alimenté par les eaux de pluie (en cas de fortes pluies : ruissèlement d'une partie du parking de l'INRAE) et son niveau varie en fonction des variations de la nappe phréatique, aucun autre flux d'entrées ou de sorties n'est répertoriés.

#### 2. Descripteurs biologiques (structuraux)

Le suivi de l'évolution de la communauté biologique a été menée au niveau du biofilm, qui constitue une communauté benthique d'eau douce, particulièrement utilisée pour les travaux en écotoxicologie de l'équipe ECOVEA. Le biofilm se compose d'une grande variété d'espèces provenant de différents règnes. Au cours de cette étude, une attention particulière a été portée à la micro-méiofaune d'une taille comprise entre 2 µm et 2 mm tels que les zooflagellés, héliozoaires, amibes, ciliés, rotifères, nématodes, oligochètes, gastrotriches et crustacés.
## II. Méthodologie

<figure><img src="image_7.png" /><figcaption>Figure 4: Schéma des designs expérimentaux à partir de lames de verre vierges colonisées par du biofilm dans l'étang de Gazinet-Cestas (environnement naturel et non pollué). Pour l'expérience en canaux, les lames ont maturé dans l'étang, puis remis en suspension et re maturer dans un aquarium (131 jours de maturation totale) avant d'être placer dans des canaux avec 3 conditions de cocktails polluants chimiques différents. L'abondance de la micro-meiofaune a été faite à t0, t1, t14 et t28. Pour l'expérience in-situ dans l'étang de Gazinet, les lames ont été colonisé pendant 28 jours. L'abondance de la micro-meiofaune a été déterminer une fois par mois et comparer aux valeurs environnementales prélevées.</figcaption></figure>

### A. Collecte des données

#### 1. Zone d'étude

L'étang de Gazinet Cestas situé en France (44.775012, -0.695808), se trouve dans le département de la Gironde (33). De par sa localisation, le climat qui caractérise ce système est qualifié par des hivers doux et pluvieux, et des étés chauds mais relativement humides (Annexe 2). Ce système lentique et eutrophe est principalement alimenté par les eaux de pluie (en cas de fortes pluies : ruissèlement d'une partie du parking de l'INRAE) et son niveau varie en fonction des variations de la nappe phréatique, aucun autre flux d'entrées ou de sorties n'est répertoriés.

#### 2. Descripteurs biologiques (structuraux)

Le suivi de l'évolution de la communauté biologique a été menée au niveau du biofilm, qui constitue une communauté benthique d'eau douce, particulièrement utilisée pour les travaux en écotoxicologie de l'équipe ECOVEA. Le biofilm se compose d'une grande variété d'espèces provenant de différents règnes. Au cours de cette étude, une attention particulière a été portée à la micro-méiofaune d'une taille comprise entre 2 µm et 2 mm tels que les zooflagellés, héliozoaires, amibes, ciliés, rotifères, nématodes, oligochètes, gastrotriches et crustacés.
### 3. Descripteurs abiotiques (fonctionnels)

Des mesures et analyses ont été effectuées dans l'étang après 28 jours de colonisation du biofilm. Les variables environnementales sont mesurées dans l'étang (température de l'eau, pH, conductivité à 25°C et oxygène dissous) ou obtenues après analyses d'échantillons d'eau collectées à proximité des lames de verre lors du retrait de ces lames du plan d'eau. Les mesures et analyses sont réalisées au laboratoire biomarqueur et au laboratoire du pôle végétation aquatique de l'INRAE. Ainsi les concentrations de différents paramètres (matières en suspension, nitrates, nitrites, orthophosphates, carbone organique total, ...) et la proportion des différents groupes algaux (bleu, vert et marron) sont connus. L'ensemble de ces données sont reportées dans la partie résultat.

## B. Développement et préparation du biofilm

### 1. Les designs expérimentaux

#### a) In situ (étang)

Des lames en verre de dimensions 26,5 x 6 cm vierges ont été disposées parallèlement dans des cagettes en plastiques, immergées à 20cm sous la surface de l'étang à l'aide d'un dispositif flottant (Annexe 3). La colonisation de ces lames par le biofilm s'effectuait pendant environ 28 jours chaque mois de l'année 2023 de janvier à mai permettant ainsi d'obtenir 5 biofilms de maturité très proche (Annexe 4), comparable à un suivi précédant réalisé en 2017 et 2018 (Neury-Ormanni, 2021) (février 2017, mai 2017, juin 2018 et décembre 2018).

#### b) Les canaux expérimentaux (salle d'expérimentation)

Dans une autre série d'expérience, de petites lames en verre (7,6 x 2,6 cm) préalablement colonisées (84 jours) dans l'étang puis maturé en aquarium durant 14 jours, ont été placées dans trois conditions expérimentales distinctes pendant 28 jours. Des canaux séparés permettaient d'exposé le biofilm à de l'azurant optique (DAST, 30mg/L) ou de l'insecticide fénoxycarbe (FNX, 30µg/L), en mélange avec deux contaminants omniprésents : l'herbicide glyphosate et son principal métabolite AMPA à des concentrations environnementales (1µg/L de glyphosate et 100µg/L d'AMPA). Ces canaux étaient placés dans une salle d'expérimentation permettant d'assurer un éclairage à 70µmol/cm2 (12 heures de nuit et 12 heures de jours) et à une température constante de 18°C (Annexe 4 et Annexe 5).

### 2. Échantillonnage et stockage du biofilm

Dans le but de récupérer les échantillons de biofilm de chaque lame, il est nécessaire de gratter les deux côtés des lames de verre (Annexe 3) à l'aide d'un rasoir. Le biofilm in situ était remis en suspension dans 50mL d'eau minérale Volvic et stocké dans des piluliers en verre de 1,5mL au frais (4°C). Quant au biofilm des canaux expérimentaux, il était gratté et remis en suspension dans 20 mL d'eau filtré des conditions expérimentales.
### 3. Descripteurs abiotiques (fonctionnels)

Des mesures et analyses ont été effectuées dans l'étang après 28 jours de colonisation du biofilm. Les variables environnementales sont mesurées dans l'étang (température de l'eau, pH, conductivité à 25°C et oxygène dissous) ou obtenues après analyses d'échantillons d'eau collectées à proximité des lames de verre lors du retrait de ces lames du plan d'eau. Les mesures et analyses sont réalisées au laboratoire biomarqueur et au laboratoire du pôle végétation aquatique de l'INRAE. Ainsi les concentrations de différents paramètres (matières en suspension, nitrates, nitrites, orthophosphates, carbone organique total, ...) et la proportion des différents groupes algaux (bleu, vert et marron) sont connus. L'ensemble de ces données sont reportées dans la partie résultat.

## B. Développement et préparation du biofilm

### 1. Les designs expérimentaux

#### a) In situ (étang)

Des lames en verre de dimensions 26,5 x 6 cm vierges ont été disposées parallèlement dans des cagettes en plastiques, immergées à 20cm sous la surface de l'étang à l'aide d'un dispositif flottant (Annexe 3). La colonisation de ces lames par le biofilm s'effectuait pendant environ 28 jours chaque mois de l'année 2023 de janvier à mai permettant ainsi d'obtenir 5 biofilms de maturité très proche (Annexe 4), comparable à un suivi précédant réalisé en 2017 et 2018 (Neury-Ormanni, 2021) (février 2017, mai 2017, juin 2018 et décembre 2018).

#### b) Les canaux expérimentaux (salle d'expérimentation)

Dans une autre série d'expérience, de petites lames en verre (7,6 x 2,6 cm) préalablement colonisées (84 jours) dans l'étang puis maturé en aquarium durant 14 jours, ont été placées dans trois conditions expérimentales distinctes pendant 28 jours. Des canaux séparés permettaient d'exposé le biofilm à de l'azurant optique (DAST, 30mg/L) ou de l'insecticide fénoxycarbe (FNX, 30µg/L), en mélange avec deux contaminants omniprésents : l'herbicide glyphosate et son principal métabolite AMPA à des concentrations environnementales (1µg/L de glyphosate et 100µg/L d'AMPA). Ces canaux étaient placés dans une salle d'expérimentation permettant d'assurer un éclairage à 70µmol/cm2 (12 heures de nuit et 12 heures de jours) et à une température constante de 18°C (Annexe 4 et Annexe 5).

### 2. Échantillonnage et stockage du biofilm

Dans le but de récupérer les échantillons de biofilm de chaque lame, il est nécessaire de gratter les deux côtés des lames de verre (Annexe 3) à l'aide d'un rasoir. Le biofilm in situ était remis en suspension dans 50mL d'eau minérale Volvic et stocké dans des piluliers en verre de 1,5mL au frais (4°C). Quant au biofilm des canaux expérimentaux, il était gratté et remis en suspension dans 20 mL d'eau filtré des conditions expérimentales.
## C. Mesure de la densité de la micromeiofaune

### 1. Identification de la micromeiofaune

L'identification de la micro-méiofaune a été réalisée par Jacky Vedrenne et moi-même sur du matériel biologique frais, c'est-à-dire le jour même et le lendemain de l'échantillonnage, au microscope optique droit NikonEclipseNiU (en sélectionnant les types d'éclairages selon les besoins : contraste de phase, DIC, BF), équipé d'une caméra Arktur associé au logiciel de traitement d'images et de vidéos Archimed (Microvision). Ce logiciel permet d'enregistrer des photos ou des vidéos au microscope, de constituer une base de données d'image et de mesurer les individus sur les photos à l'aide de diverses fonctions de mesures. L'identification a été réalisée en déposant une goutte de biofilm remis en suspension entre lame et lamelle puis en l'observant. L'observation sur matériel frais donne des informations sur la façon dont se déplacent les individus et leur comportement, tout en évitant la déformation des individus provoquée par un fixateur. Différentes sources bibliographiques ont été mobilisées en fonction des types d'organismes à identifier (Annexe 6).

### 2. Comptage de la micromeiofaune

Une fois l'identification des espèces terminée, le dénombrement a été effectué sur une cellule de Nageotte (Annexe 7). L'ensemble des 40 bandes, correspondant à un volume de 50 µL, a été minutieusement balayé selon la taille des individus au grossissement x40, x100, x200, x400 et parfois x600 afin de compter les taxons de la micro-meiofaune. Ensuite, la densité d'individus était calculée en fonction du volume compté en Ind.mL⁻¹, puis convertie en Ind.cm⁻² en fonction de la surface grattée sur la lame colonisée. Les équations pour le calcul de la densité de la micro-meiofaune sont répertoriés en Annexe 8.

## D. Analyses et traitements des données

### 1. Paramètres univariés

Du fait de la taille réduite du nombre d'échantillons, tous les tests seront non paramétriques. Un niveau de signification de p < 0,05 a été fixé pour toutes les comparaisons. Les corrélations deux à deux entre chaque variable, ont été réalisées grâce au test de corrélation non paramétrique de Spearman sur le logiciel R (version 2022.12.0) (Annexe 9).

### 2. Paramètres multivariés

Les effets de saisons, des cinétiques (T0, T1, T14 et T28) et des conditions (FNX et DAST) sur l'abondance totale de la micro-meiofaune et sur chacun des ensembles taxonomiques qui la compose, ont été testés à l'aide d'une ANOVA non paramétrique à un facteur à échantillons appariés (Test de Friedman, post Hoc de Conover) sur le logiciel R (version 2022.12.0, packages : PMCMRplus). Les clusters ont été réalisés à l'aide d'une classification hiérarchique ascendante (CAH) avec le lien moyen. Les effets liés au temps sur la composition des espèces micro-méiobenthiques in situ ont été évalués à
## C. Mesure de la densité de la micromeiofaune

### 1. Identification de la micromeiofaune

L'identification de la micro-méiofaune a été réalisée par Jacky Vedrenne et moi-même sur du matériel biologique frais, c'est-à-dire le jour même et le lendemain de l'échantillonnage, au microscope optique droit NikonEclipseNiU (en sélectionnant les types d'éclairages selon les besoins : contraste de phase, DIC, BF), équipé d'une caméra Arktur associé au logiciel de traitement d'images et de vidéos Archimed (Microvision). Ce logiciel permet d'enregistrer des photos ou des vidéos au microscope, de constituer une base de données d'image et de mesurer les individus sur les photos à l'aide de diverses fonctions de mesures. L'identification a été réalisée en déposant une goutte de biofilm remis en suspension entre lame et lamelle puis en l'observant. L'observation sur matériel frais donne des informations sur la façon dont se déplacent les individus et leur comportement, tout en évitant la déformation des individus provoquée par un fixateur. Différentes sources bibliographiques ont été mobilisées en fonction des types d'organismes à identifier (Annexe 6).

### 2. Comptage de la micromeiofaune

Une fois l'identification des espèces terminée, le dénombrement a été effectué sur une cellule de Nageotte (Annexe 7). L'ensemble des 40 bandes, correspondant à un volume de 50 µL, a été minutieusement balayé selon la taille des individus au grossissement x40, x100, x200, x400 et parfois x600 afin de compter les taxons de la micro-meiofaune. Ensuite, la densité d'individus était calculée en fonction du volume compté en Ind.mL⁻¹, puis convertie en Ind.cm⁻² en fonction de la surface grattée sur la lame colonisée. Les équations pour le calcul de la densité de la micro-meiofaune sont répertoriés en Annexe 8.

## D. Analyses et traitements des données

### 1. Paramètres univariés

Du fait de la taille réduite du nombre d'échantillons, tous les tests seront non paramétriques. Un niveau de signification de p < 0,05 a été fixé pour toutes les comparaisons. Les corrélations deux à deux entre chaque variable, ont été réalisé grâce au test de corrélation non paramétrique de Spearman sur le logiciel R (version 2022.12.0) (Annexe 9).

### 2. Paramètres multivariés

Les effets de saisons, des cinétiques (T0, T1, T14 et T28) et des conditions (FNX et DAST) sur l'abondance totale de la micro-meiofaune et sur chacun des ensembles taxonomiques qui la compose, ont été testés à l'aide d'une ANOVA non paramétrique à un facteur à échantillons appariés (Test de Friedman, post Hoc de Conover) sur le logiciel R (version 2022.12.0, packages : PMCMRplus). Les clusters ont été réalisés à l'aide d'une classification hiérarchique ascendante (CAH) avec le lien moyen. Les effets liés au temps sur la composition des espèces micro-méiobenthiques in situ ont été évalués à
l'aide d'une échelle multidimensionnelle non métrique (nMDS). Des tests ANOSIM ont été faits.
(Annexe 9)

### III. Résultats et discussions

#### A. Une influence des facteurs abiotiques naturels et/ou de la productivité de l'écosystème ?

1. Une relation entre les facteurs abiotiques et la composition taxonomique de la micro-meiofaune ?

L'analyse suivante des données porte uniquement sur les suivis réalisés sur cet étang concomitamment aux échantillonnages de la micro-méiofaune des biofilms (en 2017, 2018 et 2023). Le Tableau 1 illustre les 10 mesures de paramètres physico-chimiques ponctuels (température de l'eau, pH, conductivité, oxygène dissous, matière en suspension, proportion de matière organique, NH4, NO2, NO3 et PO4) obtenus sur les 9 échantillons allant de 2017 à 2023. Les 9 échantillons sont caractérisés par des conditions environnementales significativement différentes du fait d'une variation interannuelle. Différentes a-t-elle point que les valeurs de ces conditions environnementales ne présentaient pas de corrélation deux à deux entre-elles. Ainsi chaque échantillonnage semble unique de par ses caractéristiques environnementales.

<table><caption>Tableau 1: Les facteurs environnementaux avec Temp.:Température de l'eau (°C); pH: potentiel hydrique; Cond.: Conductivité (µS.cm⁻¹); Ox: Oxygène dissous (mgO₂/L); MES: Matières En Suspension (mg/L); MO: Matières Organiques (%); NH₄ (azote ammoniacal: mgNH₄/L), NO₂ (nitrites: mgNO₂/L), NO₃ (nitrates: mgNO₃/L) et PO₄ (orthophosphates: mgPO₄/L)</caption><thead><tr><th></th><th>Temp.</th><th>pH</th><th>Cond.</th><th>Ox</th><th>MES</th><th>MO</th><th>NH<sub>4</sub></th><th>NO<sub>2</sub></th><th>NO<sub>3</sub></th><th>PO<sub>4</sub></th></tr></thead><tbody><tr><td>Février 2017</td><td>10,2</td><td><strong>6,3</strong></td><td>141</td><td>5,94</td><td>39,5</td><td>78,48</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Mai 2017</td><td>16,4</td><td>6,8</td><td>167</td><td><strong>2,62</strong></td><td>56,36</td><td>83,87</td><td>0,03</td><td>0</td><td>0,004</td><td>0</td></tr><tr><td>Juin 2018</td><td><strong>24,0</strong></td><td>7,0</td><td><strong>275</strong></td><td>6,78</td><td>6,86</td><td>62,5</td><td>0,09</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Décembre 2018</td><td>11,2</td><td><strong>7,1</strong></td><td>173</td><td>3,2</td><td>4,25</td><td>70,59</td><td><strong>3,05</strong></td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Janvier 2023</td><td>9,6</td><td>6,6</td><td><strong>138</strong></td><td>7,5</td><td>6,67</td><td><strong>100</strong></td><td>0,704</td><td><strong>0,042</strong></td><td>0,057</td><td>0,01</td></tr><tr><td>Février 2023</td><td><strong>6,0</strong></td><td>6,5</td><td>207</td><td><strong>13,7</strong></td><td>64,67</td><td><strong>44,33</strong></td><td>0,55</td><td>0,014</td><td><strong>0,38</strong></td><td>0,01</td></tr><tr><td>Mars 2023</td><td>12,6</td><td>7</td><td>197</td><td>8,26</td><td><strong>0,2</strong></td><td><strong>100</strong></td><td>0,28</td><td>0,007</td><td>0,27</td><td>0</td></tr><tr><td>Avril 2023</td><td>14,9</td><td>7,0</td><td>274</td><td>8,35</td><td>0,8</td><td><strong>100</strong></td><td>0,41</td><td>0,03</td><td>0,42</td><td>0,01</td></tr><tr><td>Mai 2023</td><td>18,3</td><td>7,0</td><td>265</td><td>6,9</td><td><strong>351,7</strong></td><td>79,41</td><td>0,097</td><td>0,012</td><td>0,11</td><td>0,01</td></tr><tr><td>LQ</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td><td><strong>2</strong></td><td>/</td><td>0,005</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td></tr></tbody></table>

Néanmoins, il est possible d'en dégager quelques clusters grâce à la classification hiérarchique ascendante (CAH) et la distance euclidienne appliquée aux valeurs physico-chimiques. Les résultats de la CAH (Figure 5, A) révèle 4 clusters en fonction des différentes valeurs des variables environnementales (critère de dissemblance). Février 2023 (cluster 1), février 2017 et décembre 2018
l'aide d'une échelle multidimensionnelle non métrique (nMDS). Des tests ANOSIM ont été faits.
(Annexe 9)

### III. Résultats et discussions

#### A. Une influence des facteurs abiotiques naturels et/ou de la productivité de l'écosystème ?

1. Une relation entre les facteurs abiotiques et la composition taxonomique de la micro-meiofaune ?

L'analyse suivante des données porte uniquement sur les suivis réalisés sur cet étang concomitamment aux échantillonnages de la micro-méiofaune des biofilms (en 2017, 2018 et 2023). Le Tableau 1 illustre les 10 mesures de paramètres physico-chimiques ponctuels (température de l'eau, pH, conductivité, oxygène dissous, matière en suspension, proportion de matière organique, NH4, NO2, NO3 et PO4) obtenus sur les 9 échantillons allant de 2017 à 2023. Les 9 échantillons sont caractérisés par des conditions environnementales significativement différentes du fait d'une variation interannuelle. Différentes a-t-elle point que les valeurs de ces conditions environnementales ne présentaient pas de corrélation deux à deux entre-elles. Ainsi chaque échantillonnage semble unique de par ses caractéristiques environnementales.

<table><caption>Tableau 1: Les facteurs environnementaux avec Temp.:Température de l'eau (°C); pH: potentiel hydrique; Cond.: Conductivité (µS.cm⁻¹); Ox: Oxygène dissous (mgO₂/L); MES: Matières En Suspension (mg/L); MO: Matières Organiques (%); NH₄ (azote ammoniacal: mgNH₄/L), NO₂ (nitrites: mgNO₂/L), NO₃ (nitrates: mgNO₃/L) et PO₄ (orthophosphates: mgPO₄/L)</caption><thead><tr><th></th><th>Temp.</th><th>pH</th><th>Cond.</th><th>Ox</th><th>MES</th><th>MO</th><th>NH<sub>4</sub></th><th>NO<sub>2</sub></th><th>NO<sub>3</sub></th><th>PO<sub>4</sub></th></tr></thead><tbody><tr><td>Février 2017</td><td>10,2</td><td><strong>6,3</strong></td><td>141</td><td>5,94</td><td>39,5</td><td>78,48</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Mai 2017</td><td>16,4</td><td>6,8</td><td>167</td><td><strong>2,62</strong></td><td>56,36</td><td>83,87</td><td>0,03</td><td>0</td><td>0,004</td><td>0</td></tr><tr><td>Juin 2018</td><td><strong>24,0</strong></td><td>7,0</td><td><strong>275</strong></td><td>6,78</td><td>6,86</td><td>62,5</td><td>0,09</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Décembre 2018</td><td>11,2</td><td><strong>7,1</strong></td><td>173</td><td>3,2</td><td>4,25</td><td>70,59</td><td><strong>3,05</strong></td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Janvier 2023</td><td>9,6</td><td>6,6</td><td><strong>138</strong></td><td>7,5</td><td>6,67</td><td><strong>100</strong></td><td>0,704</td><td><strong>0,042</strong></td><td>0,057</td><td>0,01</td></tr><tr><td>Février 2023</td><td><strong>6,0</strong></td><td>6,5</td><td>207</td><td><strong>13,7</strong></td><td>64,67</td><td><strong>44,33</strong></td><td>0,55</td><td>0,014</td><td><strong>0,38</strong></td><td>0,01</td></tr><tr><td>Mars 2023</td><td>12,6</td><td>7</td><td>197</td><td>8,26</td><td><strong>0,2</strong></td><td><strong>100</strong></td><td>0,28</td><td>0,007</td><td>0,27</td><td>0</td></tr><tr><td>Avril 2023</td><td>14,9</td><td>7,0</td><td>274</td><td>8,35</td><td>0,8</td><td><strong>100</strong></td><td>0,41</td><td>0,03</td><td>0,42</td><td>0,01</td></tr><tr><td>Mai 2023</td><td>18,3</td><td>7,0</td><td>265</td><td>6,9</td><td><strong>351,7</strong></td><td>79,41</td><td>0,097</td><td>0,012</td><td>0,11</td><td>0,01</td></tr><tr><td>LQ</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td><td><strong>2</strong></td><td>/</td><td>0,005</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td></tr></tbody></table>

Néanmoins, il est possible d'en dégager quelques clusters grâce à la classification hiérarchique ascendante (CAH) et la distance euclidienne appliquée aux valeurs physico-chimiques. Les résultats de la CAH (Figure 5, A) révèle 4 clusters en fonction des différentes valeurs des variables environnementales (critère de dissemblance). Février 2023 (cluster 1), février 2017 et décembre 2018
(cluster 2), mars et avril 2023 (cluster 3) enfin mai 2017/2023 et juin 2018 (cluster 4) sont les quatre clusters crées d'après cette analyse statistique.

La Figure 5,B illustre le positionnement multidimensionnel non métrique (nMDS) de nos échantillons à une valeur stress de 0.08, dans le but de visualiser les informations sur les mesures physico-chimiques permettant d'explorer les similarités des données en privilégiant l'ordre des proximités sur la conservation des distances. Les résultats de la nMDS confirment la présence des 4 clusters réalisés lors de la CAH. En associant chaque échantillonnage à sa saison météorologique correspondante (rond : été ; triangle : hiver ; carré : printemps), les clusters respectifs forment hiver (cluster 1), hiver (cluster 2), printemps (cluster 3), printemps et été (cluster 4). Ensuite, a été fait la projection des données biologiques sur cette nMDS et plus particulièrement de l'abondance totale de la micro-meiofaune en (ind.cm⁻²) répartie en 4 niveaux (10 à 50 ind.cm⁻² ; 80 à 105 ind.cm⁻² ; 955 ind.cm⁻² ; 3850 ind.cm⁻²). Graphiquement, les valeurs d'abondance totale de la micro-meiofaune sont très hétérogènes au sein des groupes constitués selon la CAH. Ainsi, les clusters formés selon les variables environnementales n'ont graphiquement pas de relation directe avec les 4 niveaux d'abondance totale de la micro-meiofaune selon la nMDS.

Pour confirmer nos affirmations, l'analyse des similarités (ANOSIM) a été réalisée. C'est test statistique non paramétrique largement utilisé dans le domaine de l'écologie, utilisant une matrice de dissemblance comme entrée au lieu de données brutes. Ce test, similaire à un test d'hypothèse ANOVA, a été utilisé afin de savoir si les clusters crées par l'ensemble des variables environnementales pouvaient influencer de manière significative l'abondance totale de la micro-meiofaune, le nombre de taxons relevé pour chaque échantillon, ou bien même leur cluster selon la composition taxonomiques de la micro-meiofaune réalisé à l'aide du CAH avec Bray-curtis à une dissimilarité de 0.35 (

Figure 6). 6 ensembles taxonomiques étaient recensés en hiver 2017 et 8 au printemps 2017 contre un maximum de 4 taxons pour les 6 autres échantillons. Ainsi, une plus grande richesse en termes d'ensemble taxonomique et une abondance par surface bien plus importante est constatée en hiver et printemps 2017. En revanche, les tests ANOSIM n'ont données que des résultats non significatifs. Ainsi les clusters basés sur les dissemblances environnementales n'expliquent ni l'abondance totale de la micro-meiofaune, ni la richesse des taxons et ni les groupes formés selon les valeurs de l'abondance de la micro-meiofaune.
(cluster 2), mars et avril 2023 (cluster 3) enfin mai 2017/2023 et juin 2018 (cluster 4) sont les quatre clusters crées d'après cette analyse statistique.

La Figure 5,B illustre le positionnement multidimensionnel non métrique (nMDS) de nos échantillons à une valeur stress de 0.08, dans le but de visualiser les informations sur les mesures physico-chimiques permettant d'explorer les similarités des données en privilégiant l'ordre des proximités sur la conservation des distances. Les résultats de la nMDS confirment la présence des 4 clusters réalisés lors de la CAH. En associant chaque échantillonnage à sa saison météorologique correspondante (rond : été ; triangle : hiver ; carré : printemps), les clusters respectifs forment hiver (cluster 1), hiver (cluster 2), printemps (cluster 3), printemps et été (cluster 4). Ensuite, a été fait la projection des données biologiques sur cette nMDS et plus particulièrement de l'abondance totale de la micro-meiofaune en (ind.cm⁻²) répartie en 4 niveaux (10 à 50 ind.cm⁻² ; 80 à 105 ind.cm⁻² ; 955 ind.cm⁻² ; 3850 ind.cm⁻²). Graphiquement, les valeurs d'abondance totale de la micro-meiofaune sont très hétérogènes au sein des groupes constitués selon la CAH. Ainsi, les clusters formés selon les variables environnementales n'ont graphiquement pas de relation directe avec les 4 niveaux d'abondance totale de la micro-meiofaune selon la nMDS.

Pour confirmer nos affirmations, l'analyse des similarités (ANOSIM) a été réalisée. C'est test statistique non paramétrique largement utilisé dans le domaine de l'écologie, utilisant une matrice de dissemblance comme entrée au lieu de données brutes. Ce test, similaire à un test d'hypothèse ANOVA, a été utilisé afin de savoir si les clusters crées par l'ensemble des variables environnementales pouvaient influencer de manière significative l'abondance totale de la micro-meiofaune, le nombre de taxons relevé pour chaque échantillon, ou bien même leur cluster selon la composition taxonomiques de la micro-meiofaune réalisé à l'aide du CAH avec Bray-curtis à une dissimilarité de 0.35 (

Figure 6). 6 ensembles taxonomiques étaient recensés en hiver 2017 et 8 au printemps 2017 contre un maximum de 4 taxons pour les 6 autres échantillons. Ainsi, une plus grande richesse en termes d'ensemble taxonomique et une abondance par surface bien plus importante est constatée en hiver et printemps 2017. En revanche, les tests ANOSIM n'ont données que des résultats non significatifs. Ainsi les clusters basés sur les dissemblances environnementales n'expliquent ni l'abondance totale de la micro-meiofaune, ni la richesse des taxons et ni les groupes formés selon les valeurs de l'abondance de la micro-meiofaune.
<figure><img src="image_7.png" /><figcaption>Figure 5:</figcaption></figure>

A) Classification hiérarchique descendante avec distance euclidienne et formation de 4 clusters à une distance de 4,3. Utilisation des liens moyens.

B) nMDS à partir des données environnementales et projection des saisons (formes) et de l'abondance totale de la micro-meiofaune (couleurs)

<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>Figure 6: Classification hiérarchique descendante avec distance de Bray-Curtis à partir des données d'abondance de la micromeiofaune. Formation de 4 clusters à un distance de 0,35. Utilisation des liens moyens.</figcaption></figure>
<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>Figure 5:</figcaption></figure>

A) Classification hiérarchique descendante avec distance euclidienne et formation de 4 clusters à une distance de 4,3. Utilisation des liens moyens.

B) nMDS à partir des données environnementales et projection des saisons (formes) et de l'abondance totale de la micro-meiofaune (couleurs)

<figure><img src="image_9.png" /><figcaption>Figure 6: Classification hiérarchique descendante avec distance de Bray-Curtis à partir des données d'abondance de la micromeiofaune. Formation de 4 clusters à un distance de 0,35. Utilisation des liens moyens.</figcaption></figure>
Par conséquent, une approche réductionniste s'appuyant sur une stratégie de simplification a été réalisé afin de mieux comprendre les effets des conditions environnementales sur l'abondance de la micro-meiofaune. Cette approche permet de passer à une échelle en dessous, plus détaillé, en divisant l'abondance totale de la micro-meiofaune en 9 taxons distincts (crustacées, gastrotriches, plathelminthes, nématodes, oligochètes, rotifères, amibes, ciliés et héliozoaires). Le Tableau 2 présente la moyenne (+/- l'écart type) de chaque ensemble taxonomique de la micro-meiofaune en ind.cm⁻² selon les 4 clusters formés lors de la précédente CAH sur les variables environnementales. Les écarts types élevés s'expliquent du fait de la très grande hétérogénéité de la composition taxonomique de la micro-meiofaune entre chaque échantillon au sein d'un cluster. Selon le regroupement des échantillons, les héliozoaires constituent 39,03% de la micro-meiofaune, s'en suit les ciliés qui représentent 36,3% puis les rotifères 14,63% de la micro-meiofaune totale. L'abondance totale la plus importante s'élève à 1301 individu.cm⁻² pour le cluster 4 qui pour rappel est composé de l'échantillons des mois de mai (2017 et 2023) et de juin 2018. Bien que l'abondance totale de la micro-meiofaune n'est montré aucuns résultats significatifs avec les variables environnementales, il est nécessaire, pour ne pas tirer de conclusions trop hâtives, de réaliser des tests de corrélation entre variables et groupes taxonomiques des 4 clusters. D'après les tests de corrélation de Spearman aucune variable environnementale est corrélé significativement à la composition taxonomique de la micro-meiofaune par cluster à un seuil risque alpha de 5%. Néanmoins, à un risque alpha augmenté égal à 10% (c'est-à-dire, 10% de chance de se tromper), des relations significatives entre certaines variables environnementales et certains taxons de la micro-meiofaune sont présentes. En revanche, compte tenu de la complexité de l'environnement, l'interprétation des analyses de corrélation doit être faite avec prudence. Toutefois, la température de l'eau est positivement corrélée avec l'abondance des héliozoaires, puis l'oxygène dissous est négativement corrélé avec la présence des ciliés. Chercher à comprendre la composition de la micro-meiofaune en utilisant les échantillons rassemblés dans des clusters de par leur similitude environnementale n'est pas concluant, car chaque échantillon est unique de par sa composition biotique et abiotique. Les clusters formés ont bien des similitudes de par les variables environnementales, mais ces dernières au sein de chaque cluster n'impactent pas de manière significative l'abondance totale de la micro-meiofaune et sa composition taxonomique. Ainsi les regrouper n'est pas une solution très pertinente.
Par conséquent, une approche réductionniste s'appuyant sur une stratégie de simplification a été réalisé afin de mieux comprendre les effets des conditions environnementales sur l'abondance de la micro-meiofaune. Cette approche permet de passer à une échelle en dessous, plus détaillé, en divisant l'abondance totale de la micro-meiofaune en 9 taxons distincts (crustacées, gastrotriches, plathelminthes, nématodes, oligochètes, rotifères, amibes, ciliés et héliozoaires). Le Tableau 2 présente la moyenne (+/- l'écart type) de chaque ensemble taxonomique de la micro-meiofaune en ind.cm⁻² selon les 4 clusters formés lors de la précédente CAH sur les variables environnementales. Les écarts types élevés s'expliquent du fait de la très grande hétérogénéité de la composition taxonomique de la micro-meiofaune entre chaque échantillon au sein d'un cluster. Selon le regroupement des échantillons, les héliozoaires constituent 39,03% de la micro-meiofaune, s'en suit les ciliés qui représentent 36,3% puis les rotifères 14,63% de la micro-meiofaune totale. L'abondance totale la plus importante s'élève à 1301 individu.cm⁻² pour le cluster 4 qui pour rappel est composé de l'échantillons des mois de mai (2017 et 2023) et de juin 2018. Bien que l'abondance totale de la micro-meiofaune n'est montré aucuns résultats significatifs avec les variables environnementales, il est nécessaire, pour ne pas tirer de conclusions trop hâtives, de réaliser des tests de corrélation entre variables et groupes taxonomiques des 4 clusters. D'après les tests de corrélation de Spearman aucune variable environnementale est corrélé significativement à la composition taxonomique de la micro-meiofaune par cluster à un seuil risque alpha de 5%. Néanmoins, à un risque alpha augmenté égal à 10% (c'est-à-dire, 10% de chance de se tromper), des relations significatives entre certaines variables environnementales et certains taxons de la micro-meiofaune sont présentes. En revanche, compte tenu de la complexité de l'environnement, l'interprétation des analyses de corrélation doit être faite avec prudence. Toutefois, la température de l'eau est positivement corrélée avec l'abondance des héliozoaires, puis l'oxygène dissous est négativement corrélé avec la présence des ciliés. Chercher à comprendre la composition de la micro-meiofaune en utilisant les échantillons rassemblés dans des clusters de par leur similitude environnementale n'est pas concluant, car chaque échantillon est unique de par sa composition biotique et abiotique. Les clusters formés ont bien des similitudes de par les variables environnementales, mais ces dernières au sein de chaque cluster n'impactent pas de manière significative l'abondance totale de la micro-meiofaune et sa composition taxonomique. Ainsi les regrouper n'est pas une solution très pertinente.
<table><caption>Tableau 2: Abondance de la micro-meiofaune en ind.cm⁻² par ensemble taxonomique en fonction des 4 clusters crées avec les mesures de variables environnementales</caption><thead><tr><th>Ensemble taxonomique</th><th>Cluster 1</th><th>Cluster 2</th><th>Cluster 3</th><th>Cluster 4</th><th>Ntotal</th><th>% total</th></tr></thead><tbody><tr><td>Crustacés</td><td>0</td><td>3,18 +- 4,50</td><td>0</td><td>4,55 +- 7,87</td><td>7,73</td><td>0,40</td></tr><tr><td>Gastrotriche</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>1,52 +- 2,62</td><td>1,52</td><td>0,08</td></tr><tr><td>Plathelminthe</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>3,03 +- 5,25</td><td>3,03</td><td>0,15</td></tr><tr><td>Oligochètes</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>4,55 +- 7,87</td><td>4,55</td><td>0,23</td></tr><tr><td>Nématodes</td><td>0</td><td>2,27 +- 3,21</td><td>0</td><td>0</td><td>2,27</td><td>0,19</td></tr><tr><td>Rotifères</td><td>1,03</td><td>62,04 +- 84,53</td><td>0,52 +- 0,73</td><td>214,14 +- 369,59</td><td>277,73</td><td>14,63</td></tr><tr><td>Ciliés</td><td>6,19</td><td>378,78 +- 422,12</td><td>13,40 +- 1,46</td><td>290,75 +- 460,71</td><td>689,12</td><td>36,30</td></tr><tr><td>Amibes</td><td>11,34</td><td>67,05 +- 91,60</td><td>22,68 +- 30,62</td><td>69,70 +- 120,72</td><td>170,77</td><td>8,99</td></tr><tr><td>Héliozoaires</td><td>1,03</td><td>6,81 +- 9,64</td><td>21,65 +- 29,16</td><td>712,4 +- 1233,2</td><td>741,49</td><td>39,03</td></tr><tr><td>Total</td><td>19,59</td><td>520,17</td><td>58,25</td><td>1300,64</td><td>1897,91</td><td>100</td></tr></tbody></table>

Bien que les ensembles taxonomiques par cluster expliquent quelques variables environnementales, le risque alpha est trop important pour dégager une tendance de l'effet de l'impact environnementale sur la composition taxonomique au sein de ces ensembles. De ce fait, il a été choisi de comprendre la relation entre chaque ensemble taxonomique et les conditions environnementales pour chaque échantillon et non plus par cluster. Le nombre d'individu.cm⁻² pour chaque ensemble taxonomique est donnée en Annexe 10.

La Figure 7 présente les corrélations significatives entre certaines variables environnementales et certains groupes taxonomique de la micro-meiofaune. Les tests de corrélation de Spearman entre les facteurs abiotiques et biotiques avec une valeur alpha de 5% ont été réalisés. La présence de rotifère est corrélée négativement avec la conductivité, la concentration en oxygène dissous et les concentrations en nitrate et nitrite. La présence de ciliés est corrélée négativement avec la concentration en oxygène dissous et en nitrate. Enfin, la présence de crustacés est elle aussi corrélée négativement avec la concentration en ion ammonium. L'ensemble des résultats sont répertoriés dans le Tableau 3.

<table><caption>Tableau 3: Récapitulatifs des corrélations significatives (négatives: flèches dirigées vers le bas) entre ensemble taxonomique de la micro-meiofaune et variable des paramètres physico-chimiques. P-value <0.05.</caption><thead><tr><th></th><th>Rotifères</th><th>Ciliés</th><th>Crustacés</th></tr></thead><tbody><tr><td>Conductivité</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygène dissous</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NO<sub>3</sub><sup>-</sup></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NO<sub>2</sub><sup>-</sup></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NH<sub>4</sub></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 2: Abondance de la micro-meiofaune en ind.cm⁻² par ensemble taxonomique en fonction des 4 clusters crées avec les mesures de variables environnementales</caption><thead><tr><th>Ensemble taxonomique</th><th>Cluster 1</th><th>Cluster 2</th><th>Cluster 3</th><th>Cluster 4</th><th>Ntotal</th><th>% total</th></tr></thead><tbody><tr><td>Crustacés</td><td>0</td><td>3,18 +- 4,50</td><td>0</td><td>4,55 +- 7,87</td><td>7,73</td><td>0,40</td></tr><tr><td>Gastrotriche</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>1,52 +- 2,62</td><td>1,52</td><td>0,08</td></tr><tr><td>Plathelminthe</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>3,03 +- 5,25</td><td>3,03</td><td>0,15</td></tr><tr><td>Oligochètes</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>4,55 +- 7,87</td><td>4,55</td><td>0,23</td></tr><tr><td>Nématodes</td><td>0</td><td>2,27 +- 3,21</td><td>0</td><td>0</td><td>2,27</td><td>0,19</td></tr><tr><td>Rotifères</td><td>1,03</td><td>62,04 +- 84,53</td><td>0,52 +- 0,73</td><td>214,14 +- 369,59</td><td>277,73</td><td>14,63</td></tr><tr><td>Ciliés</td><td>6,19</td><td>378,78 +- 422,12</td><td>13,40 +- 1,46</td><td>290,75 +- 460,71</td><td>689,12</td><td>36,30</td></tr><tr><td>Amibes</td><td>11,34</td><td>67,05 +- 91,60</td><td>22,68 +- 30,62</td><td>69,70 +- 120,72</td><td>170,77</td><td>8,99</td></tr><tr><td>Héliozoaires</td><td>1,03</td><td>6,81 +- 9,64</td><td>21,65 +- 29,16</td><td>712,4 +- 1233,2</td><td>741,49</td><td>39,03</td></tr><tr><td>Total</td><td>19,59</td><td>520,17</td><td>58,25</td><td>1300,64</td><td>1897,91</td><td>100</td></tr></tbody></table>

Bien que les ensembles taxonomiques par cluster expliquent quelques variables environnementales, le risque alpha est trop important pour dégager une tendance de l'effet de l'impact environnementale sur la composition taxonomique au sein de ces ensembles. De ce fait, il a été choisi de comprendre la relation entre chaque ensemble taxonomique et les conditions environnementales pour chaque échantillon et non plus par cluster. Le nombre d'individu.cm⁻² pour chaque ensemble taxonomique est donnée en Annexe 10.

La Figure 7 présente les corrélations significatives entre certaines variables environnementales et certains groupes taxonomique de la micro-meiofaune. Les tests de corrélation de Spearman entre les facteurs abiotiques et biotiques avec une valeur alpha de 5% ont été réalisés. La présence de rotifère est corrélée négativement avec la conductivité, la concentration en oxygène dissous et les concentrations en nitrate et nitrite. La présence de ciliés est corrélée négativement avec la concentration en oxygène dissous et en nitrate. Enfin, la présence de crustacés est elle aussi corrélée négativement avec la concentration en ion ammonium. L'ensemble des résultats sont répertoriés dans le Tableau 3.

<table><caption>Tableau 3: Récapitulatifs des corrélations significatives (négatives: flèches dirigées vers le bas) entre ensemble taxonomique de la micro-meiofaune et variable des paramètres physico-chimiques. P-value <0.05.</caption><thead><tr><th></th><th>Rotifères</th><th>Ciliés</th><th>Crustacés</th></tr></thead><tbody><tr><td>Conductivité</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygène dissous</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NO<sub>3</sub><sup>-</sup></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NO<sub>2</sub><sup>-</sup></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NH<sub>4</sub></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
Selon ces tests les concentrations en oxygène dissous et en nitrate influent donc négativement sur l'abondance des rotifères ou des ciliés ; ou bien la présence de rotifères et de ciliés (ou de l'abondance de leurs proies, tels que les bactéries) influe sur ces concentrations. La conductivité et la concentration en nitrite influe sur la présence de rotifères, et la présence de crustacés est en relation avec la concentration en ion ammonium. Pour certains, les facteurs environnementaux ont donc pu jouer un rôle important dans la distribution de la micro-meiofaune. Ce biotope (aux périodes étudiées) pauvre en oxygène dissous, sels minéraux, nutriments tels que NO2, NO3 et NH4 favorise ainsi la densité de ciliés, rotifères et crustacés ou bien ces ensembles taxonomique (ou leurs proies) abaissent ces paramètres.

Ces résultats n'ont cependant pas affirmé ceux de Majdi et al., 2020b, Villanueva et al., 2011 et Kathol et al., 2009. En effet, contrairement à ces publications aucune corrélation significative positive entre la température et la présence de ciliés, nématodes ou rotifère n'a été constaté. Les variations pour chaque échantillon des paramètres physico-chimiques semblent néanmoins quelque peu responsable de changements au sein de la composition de la micro-méiofaune. Jiang et al. (2007) ont d'ailleurs démontré que la structure, en termes d'espèces, des communautés de protozoaires du lac Donghu était principalement dépendante de la variabilité des paramètres de qualité de l'eau tel que l'azote, et oxygène dissous, ce que nos résultats ont pu affirmer. Toutes ces études indiquent que le biofilm peut être perçu comme un habitat favorable pour la micro-méiofaune, puisque le développement est présent et qu'en retour l'activité de la micro-méiofaune influence probablement l'organisation et les fonctions du biofilm. De plus, les très fortes densités observées peuvent être également corrélées avec la disponibilité en microphytes au sein du biofilm, permettant au biofilm d'être une ressource trophique par la micro-méiofaune brouteuse (Peters & Traunspurger, 2005; Gaudes et al., 2006). Il est possible de le constater avec le rotifère qui est en couverture de ce rapport.
Selon ces tests les concentrations en oxygène dissous et en nitrate influent donc négativement sur l'abondance des rotifères ou des ciliés ; ou bien la présence de rotifères et de ciliés (ou de l'abondance de leurs proies, tels que les bactéries) influe sur ces concentrations. La conductivité et la concentration en nitrite influe sur la présence de rotifères, et la présence de crustacés est en relation avec la concentration en ion ammonium. Pour certains, les facteurs environnementaux ont donc pu jouer un rôle important dans la distribution de la micro-meiofaune. Ce biotope (aux périodes étudiées) pauvre en oxygène dissous, sels minéraux, nutriments tels que NO2, NO3 et NH4 favorise ainsi la densité de ciliés, rotifères et crustacés ou bien ces ensembles taxonomique (ou leurs proies) abaissent ces paramètres.

Ces résultats n'ont cependant pas affirmé ceux de Majdi et al., 2020b, Villanueva et al., 2011 et Kathol et al., 2009. En effet, contrairement à ces publications aucune corrélation significative positive entre la température et la présence de ciliés, nématodes ou rotifère n'a été constaté. Les variations pour chaque échantillon des paramètres physico-chimiques semblent néanmoins quelque peu responsable de changements au sein de la composition de la micro-méiofaune. Jiang et al. (2007) ont d'ailleurs démontré que la structure, en termes d'espèces, des communautés de protozoaires du lac Donghu était principalement dépendante de la variabilité des paramètres de qualité de l'eau tel que l'azote, et oxygène dissous, ce que nos résultats ont pu affirmer. Toutes ces études indiquent que le biofilm peut être perçu comme un habitat favorable pour la micro-méiofaune, puisque le développement est présent et qu'en retour l'activité de la micro-méiofaune influence probablement l'organisation et les fonctions du biofilm. De plus, les très fortes densités observées peuvent être également corrélées avec la disponibilité en microphytes au sein du biofilm, permettant au biofilm d'être une ressource trophique par la micro-méiofaune brouteuse (Peters & Traunspurger, 2005; Gaudes et al., 2006). Il est possible de le constater avec le rotifère qui est en couverture de ce rapport.
<figure><img src="image_9.png" /></figure>

Figure 7: Graphique des corrélations significative de Spearman entre les ensembles taxonomiques et les variables environnementales. p.value <0,05
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Figure 7: Graphique des corrélations significative de Spearman entre les ensembles taxonomiques et les variables environnementales. p.value <0,05
## 2. Une étroite relation entre les relations trophiques

Les organismes autotrophes sont d'une importance majeure pour assurer la productivité des eaux douces. Les éléments dissous, tel que les nitrates, nitrites et ammonium sont des constituants majeurs des cellules. Il existe une assimilation de NH4+ par les végétaux pour synthétiser leurs protides. Les orthophosphates ont un rôle majeur dans le métabolisme biologique (formation des ADP/ATP). C'est sous cette forme que le phosphore est directement assimilable par les végétaux. Si sa présence est en quantité limitée dans les eaux alors c'est le premier facteur limitant de la productivité des systèmes aquatiques. La figure x présente les variables environnementales tel que la température, l'oxygène dissous, les concentrations en NH4, NO3,NO2 et PO4 mis en parallèle avec les variables biotiques tel que la composition en cyanobactéries, algues vertes, diatomées et l'abondance totale de la micro-meiofaune. L'augmentation d'ammonium dans l'eau en fin 2018 est en lien avec la diminution flagrante des 3 groupes algaux dû à la baisse d'absorption de ce nutriment. De plus,

l'augmentation des nitrates dans l'eau en début d'année 2023 suggère d'une diminution de l'absorption de ce nutriment par les groupes taxonomiques algaux et par conséquent d'une abondance plus faible. Globalement l'abondance totale de la micro-meiofaune semble suivre la même évolution que les cyanobactéries (bleu) (Figure 8).

Le Tableau 4, illustre les valeurs des 3 groupes algaux, de l'abondance totale de la micromeio-faune, de la température, de l'oxygène et des nutriments. En hiver, les concentrations en ammonium et nitrate dans l'eau sont plus fortes et les 3 groupes algaux sont peu présents. Pour la saison printanière 2017, les différents groupes algaux y sont plus élevés que pour les autres saisons. Les algues bleues sont dominantes dans l'eau et dans le biofilm du printemps.

<figure><img src="image_10.png" /><figcaption>Figure 8 : Évolution de 6 facteurs environnementaux en fonction des groupes algaux et de l'abondance totale de la micro-meiofaune. Température de l'eau (°C) : Oxygène dissous (mgO2/L) ; NH4 (azote ammoniacal : mgNH4/L), NO2 (nitrites : mgNO2/L), NO3 (nitrates : mgNO3/L) et PO4 (orthophosphates : mgPO4/L)</figcaption></figure>
## 2. Une étroite relation entre les relations trophiques

Les organismes autotrophes sont d'une importance majeure pour assurer la productivité des eaux douces. Les éléments dissous, tel que les nitrates, nitrites et ammonium sont des constituants majeurs des cellules. Il existe une assimilation de NH4+ par les végétaux pour synthétiser leurs protides. Les orthophosphates ont un rôle majeur dans le métabolisme biologique (formation des ADP/ATP). C'est sous cette forme que le phosphore est directement assimilable par les végétaux. Si sa présence est en quantité limitée dans les eaux alors c'est le premier facteur limitant de la productivité des systèmes aquatiques. La figure x présente les variables environnementales tel que la température, l'oxygène dissous, les concentrations en NH4, NO3,NO2 et PO4 mis en parallèle avec les variables biotiques tel que la composition en cyanobactéries, algues vertes, diatomées et l'abondance totale de la micro-meiofaune. L'augmentation d'ammonium dans l'eau en fin 2018 est en lien avec la diminution flagrante des 3 groupes algaux dû à la baisse d'absorption de ce nutriment. De plus,

l'augmentation des nitrates dans l'eau en début d'année 2023 suggère d'une diminution de l'absorption de ce nutriment par les groupes taxonomiques algaux et par conséquent d'une abondance plus faible. Globalement l'abondance totale de la micro-meiofaune semble suivre la même évolution que les cyanobactéries (bleu) (Figure 8).

Le Tableau 4, illustre les valeurs des 3 groupes algaux, de l'abondance totale de la micromeio-faune, de la température, de l'oxygène et des nutriments. En hiver, les concentrations en ammonium et nitrate dans l'eau sont plus fortes et les 3 groupes algaux sont peu présents. Pour la saison printanière 2017, les différents groupes algaux y sont plus élevés que pour les autres saisons. Les algues bleues sont dominantes dans l'eau et dans le biofilm du printemps.

<figure><img src="image_11.png" /><figcaption>Figure 8 : Évolution de 6 facteurs environnementaux en fonction des groupes algaux et de l'abondance totale de la micro-meiofaune. Température de l'eau (°C) : Oxygène dissous (mgO2/L) ; NH4 (azote ammoniacal : mgNH4/L), NO2 (nitrites : mgNO2/L), NO3 (nitrates : mgNO3/L) et PO4 (orthophosphates : mgPO4/L)</figcaption></figure>
<table><caption>Tableau 4: Les facteurs environnementaux avec Temp. : Température de l'eau (°C) ; Ox : Oxygène dissous (mgO2/L) ; pH ; NH₄ (mgN/L), NO₂(mgN/L), NO₃(mgN/L) et PO₄ (mgP/L) et les facteurs biotiques, abondance totale de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²), les groupes algaux (cyanobactéries, algues vertes et diatomées)</caption><thead><tr><th></th><th>Temp.</th><th>Ox</th><th>pH</th><th>NH₄</th><th>NO₂</th><th>NO₃</th><th>PO₄</th><th>Ab tot MM</th><th>Cyano</th><th>Algues vertes</th><th>Diato</th></tr></thead><tbody><tr><td>Février 2017</td><td>10,2</td><td>5,94</td><td><strong>6,3</strong></td><td>0,01</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>955,5</td><td>19,14</td><td>18,66</td><td>11,17</td></tr><tr><td>Mai 2017</td><td>16,4</td><td><strong>2,62</strong></td><td>6,8</td><td>0,023</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td><strong>3850</strong></td><td><strong>146,1</strong></td><td>91,47</td><td><strong>38,71</strong></td></tr><tr><td>Juin 2018</td><td><strong>24,0</strong></td><td>6,78</td><td>7,0</td><td>0,07</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>28,8</td><td>25,98</td><td><strong>94,22</strong></td><td>14,14</td></tr><tr><td>Décembre 2018</td><td>11,2</td><td>3,2</td><td><strong>7,1</strong></td><td><strong>2,376</strong></td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>84,8</td><td>3,28</td><td>6,93</td><td>10,33</td></tr><tr><td>Janvier 2023</td><td>9,6</td><td>7,5</td><td>6,6</td><td>0,704</td><td><strong>0,042</strong></td><td>0,057</td><td>0,01</td><td>ND</td><td><strong>0</strong></td><td><strong>0,275</strong></td><td><strong>0,18</strong></td></tr><tr><td>Février 2023</td><td><strong>6,0</strong></td><td><strong>13,7</strong></td><td>6,5</td><td>0,55</td><td>0,005</td><td><strong>0,38</strong></td><td>0,01</td><td>19,6</td><td><strong>0</strong></td><td>6,664</td><td>3,02</td></tr><tr><td>Mars 2023</td><td>12,6</td><td>8,26</td><td>7</td><td>0,28</td><td>0,005</td><td>0,27</td><td>0,01</td><td><strong>15,5</strong></td><td><strong>0</strong></td><td>15,33</td><td>17,56</td></tr><tr><td>Avril 2023</td><td>14,9</td><td>8,35</td><td>7,0</td><td>0,41</td><td>0,03</td><td>0,42</td><td>0,01</td><td>101</td><td>0,49</td><td>12,47</td><td>2,26</td></tr><tr><td>Mai 2023</td><td>18,3</td><td>6,9</td><td>7,0</td><td>0,097</td><td>0,012</td><td>0,11</td><td>0,01</td><td>23,1</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_11.png" /><figcaption>Figure 9: Représentation de l'abondance totale de la micro-meiofaune par ensemble taxonomiques et échantillon. L'abondance est exprimée en log (x+1).</figcaption></figure>

L'ensemble des groupes taxonomique de la micro-meiofaune par échantillon sont représenté à la Figure 9. La somme des individus.cm-2 en fonction des groupes taxonomiques de la micro-meiofaune sont représenté sur une échelle log+1. Les ciliés sont l'ensemble taxonomique le plus représenté en termes de densité surfacique tout au long du suivi, s'en suit, des amibes et des rotifères.

Pour comprendre la relation entre les groupes taxonomiques de la micro-meiofaune et ceux des algues, des corrélations non paramétriques ont été réalisée. En effet, ces tests permettent de comprendre l'importance du réseau trophique dans l'étang de Gazinet-Cestas. Seules les corrélations significatives sont présentées dans la Figure 10. Des corrélations positives entre les densités de diatomées et de rotifères

ont été observé confirmant les conditions de laboratoire de l'étude de Neury-Ormanni et al. 2016. Les densités de rotifère et de ciliés dans les biofilms épilithiques sont positivement corrélées à la biomasse algale totale et principalement aux cyanobactéries des biofilms. Malgré la diversité des facteurs environnementaux au sein des communautés, ces études confirment les dynamiques conjointes de ces compartiments, notamment avec les rotifères et les ciliés en tant que brouteurs. Ainsi cela confirme les propos de (Kathol et al., 2011), la dynamique de population de la micro-meiofaune est étroitement liée à la composition des producteurs primaires présents dans le biofilm.
<table><caption>Tableau 4: Les facteurs environnementaux avec Temp. : Température de l'eau (°C) ; Ox : Oxygène dissous (mgO2/L) ; pH ; NH₄ (mgN/L), NO₂(mgN/L), NO₃(mgN/L) et PO₄ (mgP/L) et les facteurs biotiques, abondance totale de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²), les groupes algaux (cyanobactéries, algues vertes et diatomées)</caption><thead><tr><th></th><th>Temp.</th><th>Ox</th><th>pH</th><th>NH₄</th><th>NO₂</th><th>NO₃</th><th>PO₄</th><th>Ab tot MM</th><th>Cyano</th><th>Algues vertes</th><th>Diato</th></tr></thead><tbody><tr><td>Février 2017</td><td>10,2</td><td>5,94</td><td><strong>6,3</strong></td><td>0,01</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>955,5</td><td>19,14</td><td>18,66</td><td>11,17</td></tr><tr><td>Mai 2017</td><td>16,4</td><td><strong>2,62</strong></td><td>6,8</td><td>0,023</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td><strong>3850</strong></td><td><strong>146,1</strong></td><td>91,47</td><td><strong>38,71</strong></td></tr><tr><td>Juin 2018</td><td><strong>24,0</strong></td><td>6,78</td><td>7,0</td><td>0,07</td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>28,8</td><td>25,98</td><td><strong>94,22</strong></td><td>14,14</td></tr><tr><td>Décembre 2018</td><td>11,2</td><td>3,2</td><td><strong>7,1</strong></td><td><strong>2,376</strong></td><td>0,005</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>84,8</td><td>3,28</td><td>6,93</td><td>10,33</td></tr><tr><td>Janvier 2023</td><td>9,6</td><td>7,5</td><td>6,6</td><td>0,704</td><td><strong>0,042</strong></td><td>0,057</td><td>0,01</td><td>ND</td><td><strong>0</strong></td><td><strong>0,275</strong></td><td><strong>0,18</strong></td></tr><tr><td>Février 2023</td><td><strong>6,0</strong></td><td><strong>13,7</strong></td><td>6,5</td><td>0,55</td><td>0,005</td><td><strong>0,38</strong></td><td>0,01</td><td>19,6</td><td><strong>0</strong></td><td>6,664</td><td>3,02</td></tr><tr><td>Mars 2023</td><td>12,6</td><td>8,26</td><td>7</td><td>0,28</td><td>0,005</td><td>0,27</td><td>0,01</td><td><strong>15,5</strong></td><td><strong>0</strong></td><td>15,33</td><td>17,56</td></tr><tr><td>Avril 2023</td><td>14,9</td><td>8,35</td><td>7,0</td><td>0,41</td><td>0,03</td><td>0,42</td><td>0,01</td><td>101</td><td>0,49</td><td>12,47</td><td>2,26</td></tr><tr><td>Mai 2023</td><td>18,3</td><td>6,9</td><td>7,0</td><td>0,097</td><td>0,012</td><td>0,11</td><td>0,01</td><td>23,1</td><td>/</td><td>/</td><td>/</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_12.png" /><figcaption>Figure 9: Représentation de l'abondance totale de la micro-meiofaune par ensemble taxonomiques et échantillon. L'abondance est exprimée en log (x+1).</figcaption></figure>

L'ensemble des groupes taxonomique de la micro-meiofaune par échantillon sont représenté à la Figure 9. La somme des individus.cm-2 en fonction des groupes taxonomiques de la micro-meiofaune sont représenté sur une échelle log+1. Les ciliés sont l'ensemble taxonomique le plus représenté en termes de densité surfacique tout au long du suivi, s'en suit, des amibes et des rotifères.

Pour comprendre la relation entre les groupes taxonomiques de la micro-meiofaune et ceux des algues, des corrélations non paramétriques ont été réalisée. En effet, ces tests permettent de comprendre l'importance du réseau trophique dans l'étang de Gazinet-Cestas. Seules les corrélations significatives sont présentées dans la Figure 10. Des corrélations positives entre les densités de diatomées et de rotifères

ont été observé confirmant les conditions de laboratoire de l'étude de Neury-Ormanni et al. 2016. Les densités de rotifère et de ciliés dans les biofilms épilithiques sont positivement corrélées à la biomasse algale totale et principalement aux cyanobactéries des biofilms. Malgré la diversité des facteurs environnementaux au sein des communautés, ces études confirment les dynamiques conjointes de ces compartiments, notamment avec les rotifères et les ciliés en tant que brouteurs. Ainsi cela confirme les propos de (Kathol et al., 2011), la dynamique de population de la micro-meiofaune est étroitement liée à la composition des producteurs primaires présents dans le biofilm.
<figure><img src="image_12.png" /><figcaption>Figure 10: Graphique des corrélations significative de Spearman entre les ensembles taxonomiques et les groupes algaux. p.value <0,05</figcaption></figure>

La micro-meiofaune peut également se dynamiser dans son propre compartiment par des relations de prédation. En effet d'autres corrélations ont permis de mettre en évidence une relation de prédation entre les rotifères et les ciliés comme l'indique l'étude d' Arndt, 1993, qui indique que 10 à 40% du régime alimentaire des rotifères pourraient être des micro-organismes hétérotrophes tel que les bactéries, les microflagellés hétérotrophes et les petits ciliés. L'étude des communautés benthiques de McCormick et Cairns, 1991 affirme qu'au cours de ces expériences les rotifères ont réduit les densités de ciliés ainsi que les taxons d'algues dominants, par compétition ou par ingestion.
<figure><img src="image_13.png" /><figcaption>Figure 10: Graphique des corrélations significative de Spearman entre les ensembles taxonomiques et les groupes algaux. p.value <0,05</figcaption></figure>

La micro-meiofaune peut également se dynamiser dans son propre compartiment par des relations de prédation. En effet d'autres corrélations ont permis de mettre en évidence une relation de prédation entre les rotifères et les ciliés comme l'indique l'étude d' Arndt, 1993, qui indique que 10 à 40% du régime alimentaire des rotifères pourraient être des micro-organismes hétérotrophes tel que les bactéries, les microflagellés hétérotrophes et les petits ciliés. L'étude des communautés benthiques de McCormick et Cairns, 1991 affirme qu'au cours de ces expériences les rotifères ont réduit les densités de ciliés ainsi que les taxons d'algues dominants, par compétition ou par ingestion.
## B. Une influence des facteurs anthropiques et/ou de la productivité de l'écosystème ?

### 1. Influence des contaminants

Il est nécessaire de rappeler que l'étude ne concernait pas les contaminants seuls mais en mélange. En effet, chaque condition hors CT, est en fait un cocktail de produits chimiques contenant pour chacun des concentrations environnementales de glyphosate et son principal sous-produit de dégradation l'AMPA et également un solvant : l'acétonitrile. L'idée était de se rapprocher au mieux d'un écosystème aquatique contaminé. Ainsi, on pourrait se questionner sur l'importance de l'influence de ce glyphosate, cet AMPA et ce solvant. Les effets de l'insecticide et de l'azurant optique pourraient être modulés par l'effet de l'un ou plusieurs de ces 3 autres produits chimiques. Maëlle et Antoine stagiaires au sein de l'INRAE ont également constaté sur d'autres analyses (métabolomiques, lipidomiques) des effets prédominants et similaires entre un biofilm exposé au glyphosate et à l'AMPA, un biofilm exposé au fenoxycarbe (avec glyphosate et AMPA) enfin un biofilm exposé au DAST (avec glyphosate et AMPA).

Les premiers résultats ci-dessous (Figure 11) montrent l'abondance totale de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²) des biofilms en réponse à une exposition pendant 28 jours à un azurant optique (DAST) et un insecticide (fenoxycarbe). L'abondance avant exposition à t0 (11/4/23), t1 (12/4/23), t14 (24/4/23) et t28 jours (11/5/23) ont été cumulés par exposition dans ce graphique. Que ce soit pour le DAST ou le fenoxycarbe, aucun effet significatif a été observé sur l'abondance de ces organismes par rapport au témoin (CT) à 28 jours.

<figure><img src="image_13.png" /><figcaption>Figure 11: Comparaison en plot-violon de l'abondance totale de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30ug.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) rassemblés. Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>
## B. Une influence des facteurs anthropiques et/ou de la productivité de l'écosystème ?

### 1. Influence des contaminants

Il est nécessaire de rappeler que l'étude ne concernait pas les contaminants seuls mais en mélange. En effet, chaque condition hors CT, est en fait un cocktail de produits chimiques contenant pour chacun des concentrations environnementales de glyphosate et son principal sous-produit de dégradation l'AMPA et également un solvant : l'acétonitrile. L'idée était de se rapprocher au mieux d'un écosystème aquatique contaminé. Ainsi, on pourrait se questionner sur l'importance de l'influence de ce glyphosate, cet AMPA et ce solvant. Les effets de l'insecticide et de l'azurant optique pourraient être modulés par l'effet de l'un ou plusieurs de ces 3 autres produits chimiques. Maëlle et Antoine stagiaires au sein de l'INRAE ont également constaté sur d'autres analyses (métabolomiques, lipidomiques) des effets prédominants et similaires entre un biofilm exposé au glyphosate et à l'AMPA, un biofilm exposé au fenoxycarbe (avec glyphosate et AMPA) enfin un biofilm exposé au DAST (avec glyphosate et AMPA).

Les premiers résultats ci-dessous (Figure 11) montrent l'abondance totale de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²) des biofilms en réponse à une exposition pendant 28 jours à un azurant optique (DAST) et un insecticide (fenoxycarbe). L'abondance avant exposition à t0 (11/4/23), t1 (12/4/23), t14 (24/4/23) et t28 jours (11/5/23) ont été cumulés par exposition dans ce graphique. Que ce soit pour le DAST ou le fenoxycarbe, aucun effet significatif a été observé sur l'abondance de ces organismes par rapport au témoin (CT) à 28 jours.

<figure><img src="image_14.png" /><figcaption>Figure 11: Comparaison en plot-violon de l'abondance totale de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30ug.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) rassemblés. Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>
Bien que l'analyse de l'abondance totale de la micro-meiofaune n'est donnée aucun résultat significatif, une tendance semble se dégager sur la diminution de notre variable quantitative exposée au fenoxycarbe. Comme dans l'étude des milieux naturels du précédent chapitre, l'abondance totale a été divisée en 7 ensembles taxonomiques différents (Oligochètes, Nématodes, Rotifères, Ciliés, Amibes, Héliozoaires et Zooflagellés) pour déceler une ou des variations de l'abondance d'un ou plusieurs ensembles taxonomiques qui pourraient être masqué avec l'étude de l'abondance totale de la micro-meiofaune. La Figure 12 illustre l'abondance de la micro-meiofaune par ensembles taxonomiques (7 au total) en fonction des 3 conditions d'exposition, avec une échelle variable des abondances rencontrées. Globalement, les résultats ne présentent pas de différence significative entre les conditions contaminées et le contrôle (CT). En effet, la figure montre qu'il existe très peu de variation entre les conditions contrôle et DAST, cependant l'exposition au fenoxycarbe pendant 28 jours présente en termes d'abondance par ensembles taxonomiques des différences bien que non significatives. L'abondance des nématodes, oligochètes, rotifères et zooflagellés diminue en présence de cet insecticide tandis que l'abondance des ciliés augmente par rapport au contrôle.

<figure><img src="image_14.png" /><figcaption>Figure 12: Comparaison en plot-violon de l'abondance de la composition taxonomique de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) cumulés. La composition taxonomique a été divisée en 9 taxons (amibes, ciliés, héliozoaires, nématodes, oligochètes, rotifères et zooflagellés). Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>

Par conséquent, d'après les résultats statistiques, il n'est pas possible de repérer l'influence de l'azurant optique et du fenoxycarbe sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune en ne prenant pas en compte l'effet cinétique. Au final, la question des variations physico-chimiques au cours de l'expérience se pose aussi. N'ont-elles pas pu influencer le cours de l'abondance et de la composition taxonomique de la micro-meiofaune ? Le Tableau 5 recense les paramètres physico-chimiques mesurés (moyenne ± l'écart-type).
Bien que l'analyse de l'abondance totale de la micro-meiofaune n'est donnée aucun résultat significatif, une tendance semble se dégager sur la diminution de notre variable quantitative exposée au fenoxycarbe. Comme dans l'étude des milieux naturels du précédent chapitre, l'abondance totale a été divisée en 7 ensembles taxonomiques différents (Oligochètes, Nématodes, Rotifères, Ciliés, Amibes, Héliozoaires et Zooflagellés) pour déceler une ou des variations de l'abondance d'un ou plusieurs ensembles taxonomiques qui pourraient être masqué avec l'étude de l'abondance totale de la micro-meiofaune. La Figure 12 illustre l'abondance de la micro-meiofaune par ensembles taxonomiques (7 au total) en fonction des 3 conditions d'exposition, avec une échelle variable des abondances rencontrées. Globalement, les résultats ne présentent pas de différence significative entre les conditions contaminées et le contrôle (CT). En effet, la figure montre qu'il existe très peu de variation entre les conditions contrôle et DAST, cependant l'exposition au fenoxycarbe pendant 28 jours présente en termes d'abondance par ensembles taxonomiques des différences bien que non significatives. L'abondance des nématodes, oligochètes, rotifères et zooflagellés diminue en présence de cet insecticide tandis que l'abondance des ciliés augmente par rapport au contrôle.

<figure><img src="image_15.png" /><figcaption>Figure 12: Comparaison en plot-violon de l'abondance de la composition taxonomique de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) cumulés. La composition taxonomique a été divisée en 9 taxons (amibes, ciliés, héliozoaires, nématodes, oligochètes, rotifères et zooflagellés). Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>

Par conséquent, d'après les résultats statistiques, il n'est pas possible de repérer l'influence de l'azurant optique et du fenoxycarbe sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune en ne prenant pas en compte l'effet cinétique. Au final, la question des variations physico-chimiques au cours de l'expérience se pose aussi. N'ont-elles pas pu influencer le cours de l'abondance et de la composition taxonomique de la micro-meiofaune ? Le Tableau 5 recense les paramètres physico-chimiques mesurés (moyenne ± l'écart-type).
<table><caption>Tableau 5: Moyenne des conditions physico-chimiques issues de l'ensemble des mesures réalisées au cours des 28 jours d'exposition.</caption><tr><td>pH</td><td>8,38 ± 0,07</td></tr><tr><td>Température (°C)</td><td>20 ± 1</td></tr><tr><td>Conductivité (µS.cm<sup>-1</sup>)</td><td>380 ± 14</td></tr><tr><td>Concentration en oxygène (mg.L<sup>-1</sup>)</td><td>9,13 ± 0,16</td></tr><tr><td>Saturation en oxygène (%)</td><td>102 ± 1</td></tr></table>

L'objectif de ce suivi était de s'assurer de la stabilité des conditions expérimentales au cours des expositions. Pour tous les paramètres physico-chimiques, les valeurs sont restées constantes tout au long de l'exposition.

## 2. Influence de la temporalité

Les différents contaminants n'ont pas montré de réelle différence de composition taxonomique de la micro-meiofaune (Figure 12), mais l'aspect cinétique n'était pas pris en compte dans cette approche. Les résultats ci-dessous Figure 13 présentent l'évolution en jours (0, 1, 14 et 28) de l'abondance totale de la micro-meiofaune, en réponse à une exposition à l'azurant optique et à l'insecticide. L'abondance totale de la micro-meiofaune augmente pour les 3 conditions après un jour de contamination et diminue progressivement les deux temps suivants par rapport au temps 0. En revanche cette diminution n'est pas significative à partir du temps 0 mais l'est entre le temps 1 et le temps 28. De plus, une diminution progressive de l'abondance totale de la micro-meiofaune en fonction du temps est constaté pour les conditions exposées au DAST et FNX par rapport au contrôle. Néanmoins, si c'est une tendance qui peut être visualisé graphiquement elle ne l'est pas confirmé statistiquement. A nouveau, les données ne présentent pas de différence significative entre les conditions contaminées (FNX et DAST) et le contrôle (CT) pour chacun des temps. Par conséquent, il semblerait que l'abondance totale de la micro-meiofaune après 1 jour de contamination n'est pas du tout été impacté, bien au contraire. Les contaminants n'ont donc pas un effet immédiat sur ces organismes.
<table><caption>Tableau 5: Moyenne des conditions physico-chimiques issues de l'ensemble des mesures réalisées au cours des 28 jours d'exposition.</caption><tr><td>pH</td><td>8,38 ± 0,07</td></tr><tr><td>Température (°C)</td><td>20 ± 1</td></tr><tr><td>Conductivité (µS.cm<sup>-1</sup>)</td><td>380 ± 14</td></tr><tr><td>Concentration en oxygène (mg.L<sup>-1</sup>)</td><td>9,13 ± 0,16</td></tr><tr><td>Saturation en oxygène (%)</td><td>102 ± 1</td></tr></table>

L'objectif de ce suivi était de s'assurer de la stabilité des conditions expérimentales au cours des expositions. Pour tous les paramètres physico-chimiques, les valeurs sont restées constantes tout au long de l'exposition.

## 2. Influence de la temporalité

Les différents contaminants n'ont pas montré de réelle différence de composition taxonomique de la micro-meiofaune (Figure 12), mais l'aspect cinétique n'était pas pris en compte dans cette approche. Les résultats ci-dessous Figure 13 présentent l'évolution en jours (0, 1, 14 et 28) de l'abondance totale de la micro-meiofaune, en réponse à une exposition à l'azurant optique et à l'insecticide. L'abondance totale de la micro-meiofaune augmente pour les 3 conditions après un jour de contamination et diminue progressivement les deux temps suivants par rapport au temps 0. En revanche cette diminution n'est pas significative à partir du temps 0 mais l'est entre le temps 1 et le temps 28. De plus, une diminution progressive de l'abondance totale de la micro-meiofaune en fonction du temps est constaté pour les conditions exposées au DAST et FNX par rapport au contrôle. Néanmoins, si c'est une tendance qui peut être visualisé graphiquement elle ne l'est pas confirmé statistiquement. A nouveau, les données ne présentent pas de différence significative entre les conditions contaminées (FNX et DAST) et le contrôle (CT) pour chacun des temps. Par conséquent, il semblerait que l'abondance totale de la micro-meiofaune après 1 jour de contamination n'est pas du tout été impacté, bien au contraire. Les contaminants n'ont donc pas un effet immédiat sur ces organismes.
<figure><img src="image_15.png" /><figcaption>Figure 13: Comparaison cinétique en plot-violon de l'abondance totale de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>

De la même manière que le précédent paragraphe sur l'influence du contaminant, le même raisonnement a été réalisé. C'est-à-dire, que les abondances de 7 ensembles taxonomiques différents (Oligochètes, Nématodes, Rotifères, Ciliés, Amibes, Héliozoaires et Zooflagellés) ont été étudiées. Le nombre d'individu.cm⁻² pour chaque ensemble taxonomique est donnée en

Annexe 11. La Figure 14 illustre les abondances de la micro-meiofaune par ensemble taxonomiques mesurées avant exposition et à 1, 14 et 28 jours d'exposition. Les résultats de l'abondance des ensembles taxonomiques des 3 conditions différentes ne sont pas toutes présentées, car certains ne présentaient pas de différence significative entre les conditions avant contamination (t0) et après exposition (t1, t14 et t28). Les ciliés augmentent en condition contrôle CT (3,8 ± 1,8 ind.cm⁻² à 1 jour, 3,6 ± 3,1 ind.cm⁻² à 14 jours et 15,9 ± 2,0 ind.cm⁻² à 28 jours) DAST (0,6 ± 0,9 ind.cm⁻² à 1 jour, 5,1 ± 1,0 ind.cm⁻² à 14 jours et 7,2 ± 2,0 ind.cm⁻² à 28 jours) et FNX (0 ± 0 ind.cm⁻² à 1 jour, 0,7 ± 1,0 ind.cm⁻² à 14 jours et 41,2 ± 1,0 ind.cm⁻² à 28 jours). A 14 jours d'exposition, la condition contrôle se démarque par une augmentation d'abondance en rotifère et en nématode significativement différente de la valeur avant contamination, s'en suit une diminution et un retour quasiment à la valeur initiale avant contamination. Enfin, à 28 jours d'exposition, l'abondance en condition contaminée FNX est significativement plus élevée en ciliés et plus faible en zooflagellés par rapport à l'abondance avant contamination. L'effet cinétique se démarque donc de l'effet du contaminant. Par exemple, les ciliés ne semblent pas être affecté négativement par la présence ni de l'azurant optique, ni de l'insecticide et ni des 3 autres composants chimiques (glyphosate, AMPA et acétonitrile). Néanmoins, la composition taxonomique de la micro-meiofaune au cours du temps n'est pas identique pour chacune des 3 conditions. Les zooflagellés semblent sensibles à la présence de fenoxycarbe alors que les nématodes
<figure><img src="image_16.png" /><figcaption>Figure 13: Comparaison cinétique en plot-violon de l'abondance totale de la micro-meiofaune d'un biofilm exposé à différentes conditions de contamination. CT: Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹); DAST: DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹); FNX: fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). Pour toutes les conditions n = 9.</figcaption></figure>

De la même manière que le précédent paragraphe sur l'influence du contaminant, le même raisonnement a été réalisé. C'est-à-dire, que les abondances de 7 ensembles taxonomiques différents (Oligochètes, Nématodes, Rotifères, Ciliés, Amibes, Héliozoaires et Zooflagellés) ont été étudiées. Le nombre d'individu.cm⁻² pour chaque ensemble taxonomique est donnée en

Annexe 11. La Figure 14 illustre les abondances de la micro-meiofaune par ensemble taxonomiques mesurées avant exposition et à 1, 14 et 28 jours d'exposition. Les résultats de l'abondance des ensembles taxonomiques des 3 conditions différentes ne sont pas toutes présentées, car certains ne présentaient pas de différence significative entre les conditions avant contamination (t0) et après exposition (t1, t14 et t28). Les ciliés augmentent en condition contrôle CT (3,8 ± 1,8 ind.cm⁻² à 1 jour, 3,6 ± 3,1 ind.cm⁻² à 14 jours et 15,9 ± 2,0 ind.cm⁻² à 28 jours) DAST (0,6 ± 0,9 ind.cm⁻² à 1 jour, 5,1 ± 1,0 ind.cm⁻² à 14 jours et 7,2 ± 2,0 ind.cm⁻² à 28 jours) et FNX (0 ± 0 ind.cm⁻² à 1 jour, 0,7 ± 1,0 ind.cm⁻² à 14 jours et 41,2 ± 1,0 ind.cm⁻² à 28 jours). A 14 jours d'exposition, la condition contrôle se démarque par une augmentation d'abondance en rotifère et en nématode significativement différente de la valeur avant contamination, s'en suit une diminution et un retour quasiment à la valeur initiale avant contamination. Enfin, à 28 jours d'exposition, l'abondance en condition contaminée FNX est significativement plus élevée en ciliés et plus faible en zooflagellés par rapport à l'abondance avant contamination. L'effet cinétique se démarque donc de l'effet du contaminant. Par exemple, les ciliés ne semblent pas être affecté négativement par la présence ni de l'azurant optique, ni de l'insecticide et ni des 3 autres composants chimiques (glyphosate, AMPA et acétonitrile). Néanmoins, la composition taxonomique de la micro-meiofaune au cours du temps n'est pas identique pour chacune des 3 conditions. Les zooflagellés semblent sensibles à la présence de fenoxycarbe alors que les nématodes
et les rotifères semblent résistant les deux premières semaines à la présence de glyphosate, d'AMPA et d'acétonitrile (condition contrôle) aux concentrations d'expositions. D'après les études de Nates and McKenney, 2000 et Arambourou et al., 2018, le fenoxycarbe est un insecticide qui agit de façon non ciblée sur les organismes, puisque qu'il a déjà eu des effets sur des crabes et également des gammares, ainsi il est tout à fait possible que le fenoxycarbe seul ou en mélange agit directement sur les zooflagellés ou sur leur alimentation. La résistance pendant au moins 14 jours des nématodes et des rotifères en présence du contrôle est interpellant. Parmi les ensembles taxonomiques de la micro-méiofaune, les rotifères et les nématodes présentent des capacités exceptionnelles à résister aux fluctuations environnementales extrêmes (Majdi, et al., 2015). De plus, selon Wang et al., 2016 le glyphosate est un herbicide qui cible directement les enzymes végétales alors il ne peut avoir d'effet direct sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune et particulièrement sur les nématodes ou rotifères quant à l'AMPA, des études ont été faites sur ce sous-produits de dégradation sur des daphnies mais selon Levine et al., 2015 il n'y a aucun risque chronique inacceptable pour les organismes aquatiques vertébrés et invertébrés résultant d'une exposition environnementale à l'AMPA. Par conséquent, il serait maintenant intéressant de comparer toutes ces données d'abondance et de composition taxonomique de micro-meiofaune à la productivité du biotope.

<figure><img src="image_16.png" /><figcaption>Figure 14: Comparaison cinétique de l'abondance et composition taxonomique de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²) au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 1, 14 et 28 jours à différentes conditions de contamination. CT (en orange) : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST (en vert) : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX (en bleu) : fenoxycarbe (30ug.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) rassemblés. * : p-value < 0,05.</figcaption></figure>
et les rotifères semblent résistant les deux premières semaines à la présence de glyphosate, d'AMPA et d'acétonitrile (condition contrôle) aux concentrations d'expositions. D'après les études de Nates and McKenney, 2000 et Arambourou et al., 2018, le fenoxycarbe est un insecticide qui agit de façon non ciblée sur les organismes, puisque qu'il a déjà eu des effets sur des crabes et également des gammarès, ainsi il est tout à fait possible que le fenoxycarbe seul ou en mélange agit directement sur les zooflagellés ou sur leur alimentation. La résistance pendant au moins 14 jours des nématodes et des rotifères en présence du contrôle est interpellant. Parmi les ensembles taxonomiques de la micro-méiofaune, les rotifères et les nématodes présentent des capacités exceptionnelles à résister aux fluctuations environnementales extrêmes (Majdi, et al., 2015). De plus, selon Wang et al., 2016 le glyphosate est un herbicide qui cible directement les enzymes végétales alors il ne peut avoir d'effet direct sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune et particulièrement sur les nématodes ou rotifères quant à l'AMPA, des études ont été faites sur ce sous-produits de dégradation sur des daphnies mais selon Levine et al., 2015 il n'y a aucun risque chronique inacceptable pour les organismes aquatiques vertébrés et invertébrés résultant d'une exposition environnementale à l'AMPA. Par conséquent, il serait maintenant intéressant de comparer toutes ces données d'abondance et de composition taxonomique de micro-meiofaune à la productivité du biotope.

<figure><img src="image_17.png" /></figure>

**Figure 14:** Comparaison cinétique de l'abondance et composition taxonomique de la micro-meiofaune (ind.cm⁻²) au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 1, 14 et 28 jours à différentes conditions de contamination. CT (en orange) : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST (en vert) : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX (en bleu) : fenoxycarbe (30ug.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28) rassemblés. \* : p-value < 0,05.
### 3. Une étroite relation avec la production primaire

La Figure 15 présente les différents groupes taxonomiques algaux (diatomées « brunes », algues vertes, cyanobactéries « bleues ») au sein du biofilm exposé pendant 28 jours en fonction des différentes conditions. Ces données sont présentées dans le but d'illustrer des potentielles relations trophiques en présence de contaminants. Un jour après contamination au DAST la population de cyanobactéries et de diatomées est réduite. Après quatorze jours de contamination, la population de diatomées reste significativement réduite lorsqu'elle est exposée au DAST en revanche que le nombre de cyanobactéries est significativement plus élevé en présence de fenoxycarbe. Enfin, l'exposition à 4 semaines de temps semble avoir rétablit un équilibre entre ces 3 groupes algaux par rapport au contrôle. L'importance de la productivité du biotope a déjà été évoqué dans le chapitre précédent, néanmoins il est difficile de mettre en évidence des liens entre ces groupes algaux et l'abondance totale de la micro-meiofaune aux 4 pas de temps étudiés (Figure 8). Par exemple, pour les conditions à t28, une diminution de l'abondance totale de la micro-meiofaune était observé tandis que les groupes algaux ne sont pas différents significativement. Les hypothèses suivantes peuvent être émises : les contaminants dominent les effets sur l'abondance totale de la micro-meiofaune par rapport aux relations trophiques ou bien l'abondance totale est une vue d'ensemble bien trop globale pour en tirer des conclusions.

<figure><img src="image_17.png" /></figure>

Figure 15: Variation des groupes algaux au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 28 jours à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). * : p-value < 0,05.
### 3. Une étroite relation avec la production primaire

La Figure 15 présente les différents groupes taxonomiques algaux (diatomées « brunes », algues vertes, cyanobactéries « bleues ») au sein du biofilm exposé pendant 28 jours en fonction des différentes conditions. Ces données sont présentées dans le but d’illustrer des potentielles relations trophiques en présence de contaminants. Un jour après contamination au DAST la population de cyanobactéries et de diatomées est réduite. Après quatorze jours de contamination, la population de diatomées reste significativement réduite lorsqu’elle est exposée au DAST en revanche que le nombre de cyanobactéries est significativement plus élevé en présence de fenoxycarbe. Enfin, l’exposition à 4 semaines de temps semble avoir rétablit un équilibre entre ces 3 groupes algaux par rapport au contrôle. L’importance de la productivité du biotope a déjà été évoqué dans le chapitre précédent, néanmoins il est difficile de mettre en évidence des liens entre ces groupes algaux et l’abondance totale de la micro-meiofaune aux 4 pas de temps étudiés (Figure 8). Par exemple, pour les conditions à t28, une diminution de l’abondance totale de la micro-meiofaune était observé tandis que les groupes algaux ne sont pas différents significativement. Les hypothèses suivantes peuvent être émises : les contaminants dominent les effets sur l’abondance totale de la micro-meiofaune par rapport aux relations trophiques ou bien l’abondance totale est une vue d’ensemble bien trop globale pour en tirer des conclusions.

<figure><img src="image_18.png" /></figure>

Figure 15: Variation des groupes algaux au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 28 jours à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). * : p-value < 0,05.
L'effet cinétique est ensuite analysé pour chaque condition par rapport au temps 0. La Figure 16 illustre la comparaison cinétique des trois groupes algaux (diatomées, algues verts et cyanobactéries) pour les trois conditions (CT, DAST et FNX) sur 4 pas de temps différents (t0,t1, t14 et t28). Au cours de l'expérience en canaux, les populations de diatomées (t14 et t28) et de cyanobactéries (t28) augmentent significativement dans les conditions contrôle (CT) et fenoxycarbe (FNX). Dans la condition DAST, c'est uniquement les diatomées qui augmentent en nombre de manière significative aux 28èmes jours. Enfin, pour les 3 conditions, une diminution significative d'algues vertes est relevée pour tous les temps en comparaison au temps 0 avant contamination. Ainsi comme le confirme l'étude de Fadhlaoui and Lavoie, 2021 à des concentrations environnementales, le glyphosate est susceptible d'induire un changement structurel du biofilm concernant les proportions de diatomées, d'algues vertes et de cyanobactéries.

<figure><img src="image_18.png" /><figcaption>Figure 16: Variation cinétique des groupes algaux au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 28 jours à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). * : p-value < 0,05.</figcaption></figure>
L'effet cinétique est ensuite analysé pour chaque condition par rapport au temps 0. La Figure 16 illustre la comparaison cinétique des trois groupes algaux (diatomées, algues verts et cyanobactéries) pour les trois conditions (CT, DAST et FNX) sur 4 pas de temps différents (t0,t1, t14 et t28). Au cours de l'expérience en canaux, les populations de diatomées (t14 et t28) et de cyanobactéries (t28) augmentent significativement dans les conditions contrôle (CT) et fenoxycarbe (FNX). Dans la condition DAST, c'est uniquement les diatomées qui augmentent en nombre de manière significative aux 28èmes jours. Enfin, pour les 3 conditions, une diminution significative d'algues vertes est relevée pour tous les temps en comparaison au temps 0 avant contamination. Ainsi comme le confirme l'étude de Fadhlaoui and Lavoie, 2021 à des concentrations environnementales, le glyphosate est susceptible d'induire un changement structurel du biofilm concernant les proportions de diatomées, d'algues vertes et de cyanobactéries.

<figure><img src="image_19.png" /><figcaption>Figure 16: Variation cinétique des groupes algaux au sein d'une culture de biofilm exposée pendant 28 jours à différentes conditions de contamination. CT : Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; DAST : DAST (30mg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹) ; FNX : fenoxycarbe (30µg.L⁻¹) + Glyphosate (1 µg.L⁻¹) + AMPA (100 µg.L⁻¹), au cours de 4 temps différents (t0,t1,t14 et t28). * : p-value < 0,05.</figcaption></figure>
Ces changements pourraient entraîner une diminution de la qualité nutritionnelle du biofilm en tant que ressource (Fadhlaoui and Lavoie, 2021). Ainsi, dans un premier temps, il serait intéressant de relier ces données cinétiques de groupes algaux à celles cinétiques de composition taxonomique de la micro-meiofaune significativement différentes à la composition taxonomique avant contamination. L'abondance des ciliés de chaque condition avait significativement augmenté à 28 jours d'exposition, ce qui correspond à l'augmentation des cyanobactéries et des diatomées ou la diminution des algues vertes pour chaque condition. Ensuite, aux quatorzièmes jours exposés au contrôle, l'augmentation de l'abondance des rotifères et des nématodes correspond à l'augmentation des diatomées ou la diminution des algues vertes. Enfin, la diminution significative de l'abondance des zooflagellés en condition fenoxycarbe correspond à la diminution des algues vertes ou bien l'augmentation des cyanobactéries et des diatomées.

Dans un second temps, il serait intéressant de mettre en parallèle ces données et ceux récoltés dans l'expérience in-situ sans exposition à des contaminants (Figure 5). Pour rappel, l'expérience in-situ avait permis de mettre en évidence une corrélation positive entre les diatomées et l'abondance des rotifères puis entre les cyanobactéries et les abondances de rotifères et de ciliés. Par ailleurs, l'expérience en canaux à elle aussi mis en évidence une corrélation positive entre les diatomées et les rotifères d'après la condition contrôle à 14 jours. De plus, d'après les résultats l'abondance des ciliés est augmentée en présence de cyanobactéries ce qui confirme la corrélation positive relevé dans le premier paragraphe de résultat. Le Tableau 6 récapitulatif est mis à disposition pour une meilleure visualisation des relations trophiques.

Par conséquent, on pourrait se demander si les contaminants affectent et influent directement sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune ou alors si ces contaminants ont un effet indirect à travers les producteurs primaires qui se répercute à travers le réseau trophique sur la micro-meiofaune. Néanmoins, cette expérience confirme tout de même la consommation de diatomées par les rotifères et la consommation de cyanobactéries par les ciliés. Seuls les zooflagellés et les nématodes ne peuvent pas être comparé de par leur consommation alimentaire car le chapitre précédent n'a pas révélé de corrélations significatives. Ainsi l'augmentation de l'abondance de nématode au jour 14 peut s'expliquer par une résistance au glyphosate, à l'AMPA ou à l'acétonitrile ou une consommation de diatomées. Enfin, la diminution des zooflagellés au jour 28 s'explique par une sensibilité au fenoxycarbe seul ou additionné de glyphosate, d'AMPA et d'acétonitrile ou par une consommation d'algues vertes. Ces hypothèses ne sont bien évidemment pas exclusives d'autres relations rentrent en compte dans l'évolution de cette microméiofaune.
Ces changements pourraient entraîner une diminution de la qualité nutritionnelle du biofilm en tant que ressource (Fadhlaoui and Lavoie, 2021). Ainsi, dans un premier temps, il serait intéressant de relier ces données cinétiques de groupes algaux à celles cinétiques de composition taxonomique de la micro-meiofaune significativement différentes à la composition taxonomique avant contamination. L'abondance des ciliés de chaque condition avait significativement augmenté à 28 jours d'exposition, ce qui correspond à l'augmentation des cyanobactéries et des diatomées ou la diminution des algues vertes pour chaque condition. Ensuite, aux quatorzièmes jours exposés au contrôle, l'augmentation de l'abondance des rotifères et des nématodes correspond à l'augmentation des diatomées ou la diminution des algues vertes. Enfin, la diminution significative de l'abondance des zooflagellés en condition fenoxycarbe correspond à la diminution des algues vertes ou bien l'augmentation des cyanobactéries et des diatomées.

Dans un second temps, il serait intéressant de mettre en parallèle ces données et ceux récoltés dans l'expérience in-situ sans exposition à des contaminants (Figure 5). Pour rappel, l'expérience in-situ avait permis de mettre en évidence une corrélation positive entre les diatomées et l'abondance des rotifères puis entre les cyanobactéries et les abondances de rotifères et de ciliés. Par ailleurs, l'expérience en canaux à elle aussi mis en évidence une corrélation positive entre les diatomées et les rotifères d'après la condition contrôle à 14 jours. De plus, d'après les résultats l'abondance des ciliés est augmentée en présence de cyanobactéries ce qui confirme la corrélation positive relevé dans le premier paragraphe de résultat. Le Tableau 6 récapitulatif est mis à disposition pour une meilleure visualisation des relations trophiques.

Par conséquent, on pourrait se demander si les contaminants affectent et influent directement sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune ou alors si ces contaminants ont un effet indirect à travers les producteurs primaires qui se répercute à travers le réseau trophique sur la micro-meiofaune. Néanmoins, cette expérience confirme tout de même la consommation de diatomées par les rotifères et la consommation de cyanobactéries par les ciliés. Seuls les zooflagellés et les nématodes ne peuvent pas être comparé de par leur consommation alimentaire car le chapitre précédent n'a pas révélé de corrélations significatives. Ainsi l'augmentation de l'abondance de nématode au jour 14 peut s'expliquer par une résistance au glyphosate, à l'AMPA ou à l'acétonitrile ou une consommation de diatomées. Enfin, la diminution des zooflagellés au jour 28 s'explique par une sensibilité au fenoxycarbe seul ou additionné de glyphosate, d'AMPA et d'acétonitrile ou par une consommation d'algues vertes. Ces hypothèses ne sont bien évidemment pas exclusives d'autres relations rentrent en compte dans l'évolution de cette microméiofaune.
<table><caption>Tableau 6 : Synthèse des relations micro-meiofaune / groupes algaux via des corrélations significatives des groupes algaux et de la micro-meiofaune en fonction du temps et par condition</caption><thead><tr><th rowspan="2">Conditions d'exposition</th><th rowspan="2">Temps d'exposition (jours)</th><th colspan="3">Groupes algaux</th><th colspan="4">Groupes taxonomiques de la micro-meiofaune</th></tr><tr><th>Cyanobactéries</th><th>Diatomées</th><th>Algues vertes</th><th>Ciliés</th><th>Rotifères</th><th>Nématodes</th><th>Zooflagellés</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="3">CT</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td rowspan="3">DAST</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td rowspan="3">FNX</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 6 : Synthèse des relations micro-meiofaune / groupes algaux via des corrélations significatives des groupes algaux et de la micro-meiofaune en fonction du temps et par condition</caption><thead><tr><th rowspan="2">Conditions d'exposition</th><th rowspan="2">Temps d'exposition (jours)</th><th colspan="3">Groupes algaux</th><th colspan="4">Groupes taxonomiques de la micro-meiofaune</th></tr><tr><th>Cyanobactéries</th><th>Diatomées</th><th>Algues vertes</th><th>Ciliés</th><th>Rotifères</th><th>Nématodes</th><th>Zooflagellés</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="3">CT</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td rowspan="3">DAST</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td rowspan="3">FNX</td><td>1</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>14</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>28</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
Conclusion

L'objectif de ces recherches était d'étudier les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune des biofilms des eaux continentales. Pour répondre à l'objectif des études in-situ dans l'étang de Gazinet-Cestas ont permis de récoltées des données à la fois abiotique et biotiques, puis des études en canaux ont permis de déterminer l'abondance des ensembles taxonomiques de la micro-meiofaune exposé à 3 cocktails de polluants chimiques différents sur 3 pas de temps différents.

Par conséquent, l'étude in-situ a mis en avant la complexité entre la correspondance d'une population micro-meiofaunique et les variables environnementales. Néanmoins, les 5 paramètres physico-chimiques suivant : conductivité, oxygène dissous, NO3, NO2 et NH4 ont permis de comprendre la dynamique des ciliés, rotifères et crustacés. La présence de cyanobactéries et de diatomées a également placé les rotifères et les ciliés en tant que brouteurs dans la chaîne alimentaire, hypothèse qui s'est renforcée grâce aux expériences en canaux. L'abondance et la composition taxonomique de la micro-meiofaune exposé aux différents cocktails de contaminants n'étaient pas significativement différent. Ainsi, il aurait été intéressant d'étudier également les contaminants avec leur composé actif seul.

Il y a encore beaucoup d'autres questions auxquelles nous n'avons pas encore répondu, mais à présent, nous devons réfléchir à la raison pour laquelle il n'y a plus d'études écologiques incorporant une gamme plus large de tailles qui pourraient inclure la micro-, la méio- et la macrofaune ? Il faut souligner que, par exemple, les études de production excluant les organismes de petite taille sous-estiment fondamentalement le budget global d'un écosystème. L'omniprésence de la micro-méiofaune signifie qu'ils seront toujours là et c'est peut-être la caractéristique unique, A ce jour, plusieurs approches utilisant les données de séquences d'ADN peuvent être utilisées pour améliorer nos connaissances sur leur biodiversité.

Ces études pendant la première phase m'ont permis d'acquérir de bonnes connaissances sur l'identification des organismes de la micro-meiofaune et d'appréhender la mise en place et le déroulement d'une expérience scientifique. Ainsi, c'est avec ces connaissances que je souhaiterai poursuivre l'étude de la micro-meiofaune à travers l'exposition d'un polluant métallique : le cuivre.
Conclusion

L'objectif de ces recherches était d'étudier les effets environnementaux naturels et anthropiques sur la composition taxonomique de la micro-meiofaune des biofilms des eaux continentales. Pour répondre à l'objectif des études in-situ dans l'étang de Gazinet-Cestas ont permis de récoltées des données à la fois abiotique et biotiques, puis des études en canaux ont permis de déterminer l'abondance des ensembles taxonomiques de la micro-meiofaune exposé à 3 cocktails de polluants chimiques différents sur 3 pas de temps différents.

Par conséquent, l'étude in-situ a mis en avant la complexité entre la correspondance d'une population micro-meiofaunique et les variables environnementales. Néanmoins, les 5 paramètres physico-chimiques suivant : conductivité, oxygène dissous, NO3, NO2 et NH4 ont permis de comprendre la dynamique des ciliés, rotifères et crustacés. La présence de cyanobactéries et de diatomées a également placé les rotifères et les ciliés en tant que brouteurs dans la chaîne alimentaire, hypothèse qui s'est renforcée grâce aux expériences en canaux. L'abondance et la composition taxonomique de la micro-meiofaune exposé aux différents cocktails de contaminants n'étaient pas significativement différent. Ainsi, il aurait été intéressant d'étudier également les contaminants avec leur composé actif seul.

Il y a encore beaucoup d'autres questions auxquelles nous n'avons pas encore répondu, mais à présent, nous devons réfléchir à la raison pour laquelle il n'y a plus d'études écologiques incorporant une gamme plus large de tailles qui pourraient inclure la micro-, la méio- et la macrofaune ? Il faut souligner que, par exemple, les études de production excluant les organismes de petite taille sous-estiment fondamentalement le budget global d'un écosystème. L'omniprésence de la micro-méiofaune signifie qu'ils seront toujours là et c'est peut-être la caractéristique unique, A ce jour, plusieurs approches utilisant les données de séquences d'ADN peuvent être utilisées pour améliorer nos connaissances sur leur biodiversité.

Ces études pendant la première phase m'ont permis d'acquérir de bonnes connaissances sur l'identification des organismes de la micro-meiofaune et d'appréhender la mise en place et le déroulement d'une expérience scientifique. Ainsi, c'est avec ces connaissances que je souhaiterai poursuivre l'étude de la micro-meiofaune à travers l'exposition d'un polluant métallique : le cuivre.