# BIOMALEG – (Bio)dégradabilité dans les sols des matériaux de la filière légumière

Marion Yvin, Maët Le Lan, Mikaël Kedzierski, Vianney Estorgues, Samuel

Mondy, Céline Faivre-Primot, Louise Astie, Stéphane Bruzaud

► To cite this version:

Marion Yvin, Maët Le Lan, Mikaël Kedzierski, Vianney Estorgues, Samuel Mondy, et al.. BIOMALEG – (Bio)dégradabilité dans les sols des matériaux de la filière légumière. Ademe - Agence de la transition écologique. 2024, pp.63. hal-05059271

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https://ubs.hal.science/hal-05059271v1

Submitted on 7 May 2025

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RÉPUBLIQUE
FRANÇAISE

Liberté
Égalité
Fraternité

ADEME

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AGENCE DE LA
TRANSITION
ECOLOGIQUE

(BIO)DEGRADABILITE DANS LES SOLS
DES MATERIAUX DE LA FILIERE
LEGUMIERE : FIN DE VIE DES RESIDUS
DE POLYMERES (BIO)DEGRADABLES

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BIOMALEG

BIOMALEG

Rapport final

Juillet
2024

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EXPERTISES

Université
Bretagne Sud
ubs:

iRDL
Institut de Recherche en Diversité de Lille

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CHAMBRES
D'AGRICULTURE
BRETAGNE

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STATION
D'AURAY

INRAE

GenSol

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PLATEFORME
# REMERCIEMENTS

Les membres du projet remercient l'ADEME, en particulier :

* Isabelle Deportes, Ingénieure impacts sanitaires et écotoxicologiques de l'économie circulaire

* Aline Grudet,

* Agathe Jarry.

Cette étude n'aurait pu être réalisée sans l'implication des équipes techniques des différents partenaires, nous les remercions chaleureusement.

# CITATION DE CE RAPPORT

YVIN Marion, LE LAN Maët, KEDZIERSKI Mikaël, ESTORGUES Vianney, MONDY Samuel, FAIVRE-PRIMOT Céline, ASTIE Louise, BRUZAUD Stéphane. 2023. BIOMALEG – (Bio)dégradabilité dans les sols des matériaux de la filière légumière. 63 pages.

Cet ouvrage est disponible en ligne https://librairie.ademe.fr/

Toute représentation ou reproduction intégrale ou partielle faite sans le consentement de l'auteur ou de ses ayants droit ou ayants cause est illicite selon le Code de la propriété intellectuelle (art. L 122-4) et constitue une contrefaçon réprimée par le Code pénal. Seules sont autorisées (art. 122-5) les copies ou reproductions strictement réservées à l'usage privé de copiste et non destinées à une utilisation collective, ainsi que les analyses et courtes citations justifiées par le caractère critique, pédagogique ou d'information de l'œuvre à laquelle elles sont incorporées, sous réserve, toutefois, du respect des dispositions des articles L 122-10 à L 122-12 du même Code, relatives à la reproduction par reprographie.

Ce document est diffusé par l'ADEME

ADEME

20, avenue du Grésillé
BP 90 406 | 49004 Angers Cedex 01

Numéro de contrat : 2102D0001

Étude réalisée par Marion Yvin, Maët Le Lan, Mikaël Kedzierski, Vianney Estorgues, Samuel Mondy, Céline Faivre-Primot, Louise Astié, et Stéphane Bruzaud pour ce projet financé par l'ADEME

Projet de recherche coordonné par : Stéphane BRUZAUD, Professeur des Universités, Université Bretagne Sud, IRDL, Lorient
Appel à projet de recherche : APR GRAINE 2019

Coordination technique - ADEME : Isabelle DEPORTES

Direction/Service : Direction Economie Circulaire et Déchets
# SOMMAIRE

RÉSUMÉ..................................................................................................................5

ABSTRACT ................................................................................................................6

1. CONTEXTE ET OBJECTIFS DU PROJET................................................................7

1.1. Les films de paillage en agriculture................................................................7

1.2. Objectifs du projet BIOMALEG................................................................8

1.3. Organisation du projet................................................................................8

2. METHODE ........................................................................................................10

2.1. Dispositif expérimental sur le long terme..................................................10

2.1.1. Objectifs................................................................................................................10

2.1.2. Description du dispositif experimental .................................................................11

2.1.3. Stratégie d'échantillonnage et extraction des particules plastiques..................12

2.1.4. Inventaire des poses de paillage................................................................13

2.2. Dispositif expérimental pour la dégradation à court terme ..................................14

2.2.1. Objectifs................................................................................................................14

2.2.2. Mise en place du dispositif ................................................................................14

2.2.2.1. Description des films biodégradables étudiés..................................................15

2.2.2.2. Conformité des films biodégradables à la norme EN 17033 ..................................16

2.2.3. Stratégie d'échantillonnage et extraction des particules plastiques..................16

2.2.4. Quantification des microplastiques présents sur les potimarrons..................17

2.3. Méthodes d'extraction des particules plastiques............................................17

2.3.1. État de l'art synthétique sur les méthodes d'extraction existantes..................17

2.3.2. Principe général de l'extraction des particules plastiques..................................18

2.3.3. Matrice sol agricole..................................................................................................18

2.3.4. Matrice potimarron..................................................................................................20

2.4. Évaluation de l'impact des produits de la dégradation des paillages sur la vie du sol
22

2.4.1. Objectifs................................................................................................................22

2.4.2. Etat de l'art synthétique sur l'impact des microplastiques sur le sol..................22

2.4.3. Analyses des communautés microbiennes.................................................................22

2.4.4. Analyses des communautés de lombriciens et nématodes ....................................23

2.4.4.1. Vers de terre........................................................................................................23

2.4.4.2. Nématodes ........................................................................................................23

2.4.5. Analyses de la germination des plantes.................................................................23

3. RESULTATS OBTENUS ....................................................................................25

3.1. Validation de la méthode d'extraction des microplastiques.................................25

3.1.1. Effets des réactifs sur les paillages .................................................................25

3.1.2. Matrice sol............................................................................................................25

3.1.3. Matrice potimarron..................................................................................................26

3.2. Dispositif expérimental sur le long terme....................................................26

3.2.1. Quantification et caractérisation de la contamination plastique..................27

<figure><img src="image_9.png" /></figure>
<table><tr><td>3.2.1.1. Abondances et masses</td><td>27</td></tr><tr><td>3.2.1.2. Caractéristiques de tailles, formes et couleurs</td><td>28</td></tr><tr><td>3.2.1.2.1. Répartition selon la taille</td><td>28</td></tr><tr><td>3.2.1.2.2. Aspect général des particules</td><td>28</td></tr><tr><td>3.2.1.2.3. Distribution des particules selon leur forme</td><td>29</td></tr><tr><td>3.2.1.2.4. Distribution des particules selon leur couleur</td><td>29</td></tr><tr><td>3.2.1.3. Identification chimique</td><td>30</td></tr><tr><td>3.2.2. Lien entre contamination et historique de paillage</td><td>31</td></tr><tr><td>3.2.3. Evaluation de l'impact</td><td>33</td></tr><tr><td>3.2.3.1. Analyse des communautés microbiennes</td><td>33</td></tr><tr><td>3.2.3.2. Analyse des communautés de vers</td><td>34</td></tr><tr><td>3.2.4. Conclusion & discussion</td><td>36</td></tr><tr><td>3.3. Dispositif expérimental pour la dégradation à court terme</td><td>36</td></tr><tr><td>3.3.1. Biodégradation des paillages selon la norme EN 17033</td><td>36</td></tr><tr><td>3.3.2. Dégradation des paillages en conditions environnementales (in situ)</td><td>37</td></tr><tr><td>3.3.2.1. Cinétique de dégradation des films</td><td>37</td></tr><tr><td>3.3.2.2. Influence de l'année</td><td>41</td></tr><tr><td>3.3.2.3. Aspect physique et nature chimique des particules</td><td>42</td></tr><tr><td>3.3.3. Évaluation de l'impact</td><td>44</td></tr><tr><td>3.3.3.1. Analyse des communautés microbiennes</td><td>44</td></tr><tr><td>3.3.3.2. Analyse des communautés de vers</td><td>47</td></tr><tr><td>3.3.3.3. Analyse de la germination</td><td>49</td></tr><tr><td>3.3.4. Quantification des particules sur la peau de potimarron</td><td>50</td></tr><tr><td>3.3.4.1. Données de récolte</td><td>50</td></tr><tr><td>3.3.4.2. Contamination de la peau</td><td>50</td></tr><tr><td>3.3.4.3. Recherche de particules dans la chair du fruit</td><td>52</td></tr><tr><td>3.3.5. Conclusion & discussion</td><td>52</td></tr><tr><td>4. VALORISATION DU PROJET</td><td>54</td></tr><tr><td>CONCLUSION ET PERSPECTIVES</td><td>55</td></tr><tr><td>REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES</td><td>56</td></tr><tr><td>INDEX DES TABLEAUX ET FIGURES</td><td>58</td></tr><tr><td>SIGLES ET ACRONYMES</td><td>60</td></tr><tr><td>ANNEXES</td><td>61</td></tr></table>
## RÉSUMÉ

Les films de paillage composés de polyéthylène (PE) sont, depuis les années 50, utilisés par les maraîchers. Cette pratique limite le recours au désherbage manuel et aux produits phytosanitaires, et améliore les rendements. Des problématiques existent quant à la fin de vie de ces films en PE, notamment à cause d'un taux de souillure élevé en particulier dans la filière maraîchage. De plus, une pollution résiduelle peut persister dans les sols après la dépose si celle-ci n'est pas totale. Une des alternatives est l'utilisation de films biodégradables. En fin de culture, ceux-ci sont directement broyés avec les résidus végétaux et enfouis sur place. La norme de spécification EN 17033 exige 90 % de biodégradation 2 ans après l'enfouissement du paillage. Après plusieurs années de cycle filmage/broyage, une certaine accumulation pourrait alors exister.

Le projet BIOMALEG vise à apporter une meilleure compréhension de la fin de vie des paillages plastiques agricoles, un focus est fait sur les paillages biodégradables. Ce projet s'appuie sur 20 ans d'expérimentations sur le sujet des alternatives aux plastiques agricoles conventionnels à la station expérimentale d'Auray (Chambre régionale d'Agriculture de Bretagne). Les objectifs sont :

- Développer des méthodes d'extraction fiables de microplastiques notamment pour les biodégradables,

- Faire un état des lieux de la contamination par les plastiques de parcelles agricoles anciennement paillées,

- Déterminer la cinétique de biodégradation des films de paillage biodégradables,

- Étudier les impacts potentiels sur la vie du sol et les cultures,

- Évaluer l'entrée potentielle de particules dans l'alimentation par des cultures de potimarrons.

Deux dispositifs expérimentaux ont été mis en place. Le premier se place dans un cadre d'étude sur le long terme. Après plusieurs cycles de paillages sur une vingtaine d'années puis une pause de quelques années suite à ces cycles, la contamination résiduelle par les plastiques a été évaluée. Les principales conclusions de cette étude montrent que les paillages oxodégradables utilisés en agriculture, et désormais interdits, ont contaminé durablement les sols. Pour autant, les analyses de toxicité menées n'ont pas montré d'effets significatifs sur les populations de vers de terre et nématodes ni sur les communautés microbiennes. Bien que les films soient retirés des sols en fin de culture, des fragments de films PE ont été retrouvés dans les 8 sous-parcelles d'essais. Enfin, des fragments de films biodégradables ont également été retrouvés dans les parcelles d'essais qui les ont reçus.

Des essais sur le court terme (24 mois) ont été menés afin de mieux comprendre la dégradation des paillages biodégradables dans les sols. Ces films de paillage biodégradables satisfaisants la norme EN 17033 se dégradent de manière assez rapide dans les sols après leur enfouissement. En effet, en 6 mois d'enfouissement, la masse des particules est divisée par 21 pour le film Bionov® et par 6 pour Eurobio®. Des particules supérieures à 500 µm peuvent, tout de même, être retrouvées au moins jusqu'à 24 mois après l'enfouissement des paillages. Cependant, la réduction en nombre et en taille de ces particules est observée au cours des 2 années de suivi. La présence de particules issues de la dégradation des paillages n'induit pas d'impacts délétères sur la qualité biologique du sol. Aucun impact significatif n'a été observé sur les populations de vers de terre et nématodes, ni sur le taux de germination de végétaux. Les analyses des communautés microbiennes ont mis en évidence la présence de communautés particulières sur le sol directement adhérent aux paillages biodégradables. Ces communautés sont à la fois différentes du sol environnant et du sol adhérent aux paillages en PE. Ainsi, des bactéries et champignons ayant des fonctions spécifiques liées à la biodégradation de polymères complexes pourraient être surreprésentés dans ces communautés.

<figure><img src="image_10.png" /></figure>
ABSTRACT

Mulching films made of polyethylene (PE) have long been used by vegetable producers. This practice reduces the need of manual weeding and phytosanitary products and improves yields. There are some issues with the end of life of these films, particularly because of the high level of soiling. Moreover, residual pollution may persist in the soil after film removal if it is not total. An alternative to the use of PE films exists with the development of the biodegradable film market. At the end of the crop season, these films are directly tilled and buried on site with plant residues. The EN 17033 standard requires 90 % of biodegradation 24 months after burying the mulch. After several years of filming/crushing cycles by vegetable producers, an accumulation may occur.

The BIOMALEG project aims to provide a better understanding of the fate of agricultural plastic mulches, with a focus on biodegradable mulches. The project is based on 20 years of experiments on alternatives to conventional agricultural plastics at the Auray experimental station (Chambre régionale d'Agriculture de Bretagne). The objectives are:

- To develop a reliable extraction method for microplastics in soil, particularly biodegradables ones

- To draw up an inventory of plastic contamination in formerly mulched agricultural plots

- To determine the biodegradable kinetics of biodegradable films

- To study the potential impacts on soil life and crops

- To estimate the entry of particles into the diet by pumpkin crops

Two experimental systems have been set up. The first was a long-term study. After several cycles of mulching over twenty years, then a break of a few years following these cycles, residual plastic contamination was assessed. The main conclusions of this study show that the oxodegradable mulches used in agriculture, and now banned, have caused long-term soil contamination. However, the toxicity analyses carried out did not show any significant effects on earthworm and nematode populations, or on microbial communities. Although the films are removed from the soil at the end of cultivation, fragments of PE film were found in the 8 sub-plots tested. Finally, fragments of biodegradable films were also found in the test plots that received them.

A short-term assay (24 months) were carried out to gain a better understanding of the degradation of biodegradable mulch films in soils. These biodegradable mulch films, which comply with standard EN 17033, degrade fairly rapidly in the soil after burial. In fact, in 6 months of burial, the mass of particles is divided by 21 for Bionov® film and by 6 for Eurobio®. Particles larger than 500 µm can still be found up to 24 months after burial. However, a reduction in the number and size of these particles was observed over the 2 years of monitoring. The presence of particles resulting from the degradation of mulch does not have a deleterious impact on the soil biological quality. No significant impact was observed on earthworm and nematode populations, or on the rate of plant germination. Analysis of the microbial communities revealed the presence of a specific community in the soil directly in contact with the mulches. These communities are different from both the surrounding soil and the soil adhering to the PE mulches. Bacteria and fungi with specific biological functions linked to the biodegradation of complex polymers could be more abundant these communities.

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# 1. Contexte et objectifs du projet

## 1.1. Les films de paillage en agriculture

Introduits dans les années 50 en agriculture, les films de paillage et plus largement les plastiques sont devenus des outils indispensables à l'obtention de bonnes performances agricoles. Le terme « plasticulture » a alors été introduit et fait référence à l'ensemble des plastiques utilisés en agriculture allant des bâches de serres et tunnels, aux fils et ficelles, ou aux films de paillages (Mormile et al., 2017). En France, l'ensemble de ces plastiques mis sur le marché représente 87 700 tonnes (Rapport d'activité CPA, 2022). Le rôle des films de paillage est de jouer sur les paramètres physiques et chimiques du sol sur lequel ils reposent (réchauffement du sol, maintien de l'humidité, etc.). L'environnement sous le film devient alors favorable à la croissance des végétaux. Par ailleurs, le développement des adventices est limité et la souillure de la récolte par de la terre est évitée. Ainsi, le recours aux produits phytosanitaires, les coûts de production et les besoins en eau sont réduits, tandis que les rendements augmentent (Kaisrajan and Ngouajio, 2012).

Classiquement, les films de paillage utilisés en maraîchage sont de couleur noire et fabriqués à partir d'une résine polyéthylène (PE). Le PE est issu de ressources non renouvelables et n'est pas considéré biodégradable (Ghimire et al., 2018). Ainsi, en fin de culture, les films doivent être retirés du champ puis collectés. Un système de collecte existe en France, il a été mis en place par A.D.I.VALOR. Cependant, les films de paillage sont difficilement recyclables. En effet, la dépose (le fait de retirer le film du champ en fin de culture) ne permet pas d'enlever tous les résidus végétaux ou de terre présents sur le film. Cette souillure peut représenter jusqu'à 3 à 5 fois le poids du film initial. Ce type de déchets, c'est-à-dire un mélange de plastique, de terre et de matière organique, n'est pas économiquement intéressant sur le plan du recyclage. Généralement, ces paillages finissent leur vie dans des sites d'enfouissement, mais sont aussi parfois entreposés et/ou brûlés sur l'exploitation agricole (Rapport d'activité A.D.I.VALOR, 2022).

Dans ce contexte, les films de paillage biodégradables ont été développés dès les années 90. Ces films sont fabriqués de telle sorte qu'ils soient biodégradables dans un sol agricole. En fin de culture, ils sont broyés et mécaniquement enfouis avec les résidus végétaux dans le sol, où ils se biodégraderont. La biodégradation est synonyme d'assimilation complète du carbone organique constituant les films par les microorganismes du sol. Ceux-ci l'utilisent comme source d'énergie. Il en résulte la production de CO2 (et/ou CH4) et de biomasse. Les gains de temps, de main d'œuvre et de coûts (écocontribution de 330 EUR par tonnes de films PE) rendent ces films biodégradables véritablement compétitifs face aux films en PE. En 2019, 4000 à 5000 ha étaient cultivés sous paillages biodégradables en France. Ainsi, d'après le dernier rapport d'activité du CPA, le marché des films biodégradables est en hausse constante, et atteint 1492 tonnes en 2022 (Rapport d'activité CPA, 2022).

Cependant, des doutes persistent sur la fin de vie de ces films après enfouissement dans le sol et sur les impacts potentiels sur l'environnement. En effet, la norme EN 17033 de 2018 encadrant l'utilisation de ce type de film précise qu'après deux années enfouis dans le sol, au moins 90 % du matériau doit être biodégradé, et ce sans impact négatif sur la vie du sol. D'une part, cette norme se base sur des protocoles standards applicables en laboratoire mais pas toujours représentatifs de la réalité des conditions environnementales. De plus, si on considère qu'un agriculteur peut poser des films sur une même parcelle deux années de suite, voire deux fois à l'année selon les espèces cultivées, une accumulation de particules semble possible.

Enfin, il est important de distinguer les plastiques biodégradables des plastiques oxodégradables. L'utilisation de ces derniers est interdite depuis 2021. Les films de paillage oxodégradables sont composés de polymères tels que le PE ou le polyvinyl chloride (PVC) et d'agents pro-oxydants. Ces agents sensibles aux UV entraînent la fragmentation des films en particules submilimétrique limitant alors la pollution visible ou « macroscopique ». Cependant, la dégradation ultime du matériau n'est pas démontrée. Il en résulte l'accumulation de microplastiques non biodégradables dans l'environnement sur le long terme. Les microplastiques sont définis comme étant des particules plastiques de taille inférieure à 5 mm mais supérieure au nanomètre.
## 1.2. Objectifs du projet BIOMALEG

L'intérêt scientifique pour l'étude de la pollution plastique et microplastique terrestre est récent comparativement au milieu aquatique. L'application d'amendements organiques et le paillage des sols agricoles sont les deux canaux principaux d'introduction de plastiques dans les sols (Guo et al., 2020).

Dans ce contexte, le projet BIOMALEG (BIOdégradabilité dans les sols des MATériaux de la filière LEGumière : fin de vie des résidus de polymères biodégradables) vise à mieux comprendre la fin de vie des films de paillage dans les sols avec un focus sur les films biodégradables les plus récents. L'impact environnemental de films sera évalué, d'une part en estimant la quantité de plastiques résiduels (dont les microplastiques) sur le court terme et le long terme. D'autre part, la qualité des sols au fil de cycles culturaux sera évaluée par des approches écotoxicologiques. Les 5 grands objectifs sont les suivants :

- Développer des méthodes d'extraction fiables de microplastiques notamment pour les biodégradables

- Faire un état des lieux de la contamination par les plastiques de parcelles agricoles anciennement paillées (long terme)

- Déterminer la cinétique de biodégradation des films de paillage biodégradables après une seule pose (court terme)

- Étudier les impacts potentiels sur la vie du sol et les cultures

- Évaluer l'entrée potentielle de particules plastique dans l'alimentation humaine par des cultures de courges

Pour cela, le projet s'appuie sur l'expertise historique de la station expérimentale d'Auray (56) concernant les différents types de paillage existants en maraîchage. En effet, la station dispose de parcelles sur lesquelles des films de paillage (conventionnel, oxodégradable out biodégradable) ont été posés pendant une vingtaine d'années. Notre dispositif expérimental est alors divisé en deux grandes parties. Le recensement des particules plastiques sur ces parcelles dites « historiques » où tous les cycles de pose sont documentés depuis 20 ans. L'essai d'impact à long terme sera réalisé sur ces parcelles. À l'inverse, la station d'Auray dispose de parcelles où aucun paillage plastique n'a été installé auparavant. Cela permet la réalisation de l'essai de dégradation à court terme. L'évaluation de l'abondance des particules sera effectuée pendant 24 mois après une saison de culture et l'enfouissement de différents films dans le sol. Le suivi des populations de vers (lombriciens et nématodes) et des communautés microbiennes, ainsi que des tests de germination seront effectués sur les sols contenant des particules issues de la dégradation des films biodégradables.

Ces études de terrain en conditions classiques d'usage par un maraîcher pourront compléter les données de la norme EN 17033. Ainsi, la filière aura accès à une vision globale de la fin de vie de ces paillages biodégradables. Des préconisations et améliorations d'emploi de ces films pourront être apportées à l'issue de ce projet, et pourront servir à étendre l'utilisation de ces films de paillage auprès des agriculteurs.

## 1.3. Organisation du projet

La réalisation du projet BIOMALEG mobilise trois partenaires : l'Université Bretagne Sud (UBS) avec l'IRDL (Institut de Recherche Dupuy de Lôme), la Chambre d'agriculture de région Bretagne avec la station expérimentale en maraîchage d'Auray, et l'INRAE avec la plateforme GenoSol (Tableau 1).

* L'IRDL (UBS) est le porteur du projet. L'équipe possède une expertise historique en science des polymères et est impliquée dans plusieurs projets concernant la contamination de l'environnement par les plastiques (macro et micro), et le développement de plastiques biodégradables.

<figure><img src="image_12.png" /></figure>
* La station expérimentale en maraîchage d'Auray qui dépend de la Chambre d'agriculture de région Bretagne est un site dédié à la recherche et au développement en maraîchage, au service des agriculteurs. Une thématique historique de la station est l'utilisation de matériaux alternatifs aux plastiques conventionnels en maraîchage. La station possède des parcelles dont l'historique de paillage est connu sur plus de vingt ans, ce qui constitue un site unique en

France.

* Le GenoSol (INRAE) est une plateforme analytique spécialisée dans la conservation et l'analyse des communautés microbiennes des sols. Elle est certifiée ISO 9001. Au sein du projet, son rôle sera d'étudier les variations microbiologiques des sols en fonction des pratiques de paillages.

<table><caption>Tableau 1 : Partenaires du projet</caption><thead><tr><th>Structure</th><th>Partenaire</th><th>Fonction</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="3">UBS/IRDL<br>(Porteur du projet)</td><td>Stéphane Bruzaud</td><td>Professeur des universités (responsable du projet)</td></tr><tr><td>Marion Yvin</td><td>Ingénieure d'études (suivi technique du projet)</td></tr><tr><td>Mikaël Kedzierski</td><td>Maître de conférences</td></tr><tr><td rowspan="4">CRAB/station<br>d'Auray</td><td>Maët Le Lan</td><td>Responsable de la station expérimentale d'Auray</td></tr><tr><td>Vianney Estorgues</td><td>Chargée de mission cultures légumières</td></tr><tr><td>Louise Astié</td><td>Chargée d'études légumes et cultures spécialisées</td></tr><tr><td>Maureen Gicquel</td><td>Chargée d'études légumes et cultures spécialisées (01/2021 – 02/2022)</td></tr><tr><td rowspan="3">INRAE/GenoSol</td><td>Samuel Mondy</td><td>Responsable de la plateforme GenoSol</td></tr><tr><td>Céline Faivre-Primot</td><td>Responsable du conservatoire de ressources génétiques</td></tr><tr><td>Mélanie Lelièvre</td><td>Responsable du laboratoire d'analyses et de développement moléculaires (01/2021 – 01/2023)</td></tr></tbody></table>

Le projet est financé pour trois ans de 2021 à 2023. Il est organisé en cinq différentes tâches, dont trois tâches techniques (Figure 1). Les tâches 1 et 5 concernent la gestion du projet et son organisation ainsi que tout l'aspect valorisation, que ce soit auprès de la communauté scientifique ou des professionnels utilisateurs des films de paillages. La tâche 2 est dédiée à la mise au point d'une méthode efficace pour l'extraction de particules plastiques issues de sols agricoles. C'est une étape clé qui permet ensuite l'accomplissement de la tâche 3 dont l'objectif est de quantifier et caractériser les particules plastiques
issues du sol ou de courges. Enfin, la tâche 4 permet la mise en perspective les résultats obtenus en tâche 3 par des aspects écotoxicologiques.

<figure><img src="image_13.png" /><figcaption>Figure 1 : Structure des différentes tâches du projet.</figcaption></figure>

## 2. Méthode

Dans ce chapitre, seuls les aspects techniques seront abordés (tâches 2, 3 et 4). Les deux dispositifs expérimentaux mis en place seront présentés. Le premier est l'étude de contamination et d'impacts du sol sur la longue durée. Le second est l'essai de dégradation sur le court terme. Ensuite, la méthode développée pour l'extraction des particules plastiques à partir d'échantillons de sols sera détaillée. Enfin, les différentes études menées concernant l'impact potentiel des particules plastiques sur la vie du sol seront exposées.

### 2.1. Dispositif expérimental sur le long terme

#### 2.1.1. Objectifs

L'objectif est de faire un état des lieux de la contamination plastique de parcelles ayant reçu des apports fréquents de paillages plastiques sur une vingtaine d'années. L'idée est de mettre en relation l'état de la contamination actuelle (en 2021) avec les cycles de poses passés. Cela nécessite, d'une part de quantifier la contamination actuelle du sol de ces parcelles et de recenser les poses d'après les itinéraires techniques archivés à la station d'Auray. La qualité biologique du sol sera également évaluée Figure 2 : Résumé des études et analyses réalisées sur le dispositif ancien. Figure 2).

<figure><img src="image_14.png" /></figure>
<figure><img src="image_15.png" /><figcaption>Figure 2 : Résumé des études et analyses réalisées sur le dispositif ancien.</figcaption></figure>

Cette étude sur la contamination à long terme permettra de répondre aux questions suivantes :

Après plusieurs années sans pose de paillage, des résidus de film sont-ils toujours présents dans le sol ?

Y-a-t-il une différence de contamination des sols selon le type de paillage posé (PE, biodégradable, oxodégradable) ?

Y-a-t-il un lien entre le nombre de pose de paillage et le taux de contamination du sol ?

La présence de résidus plastiques issus de la dégradation des paillages impacte-t-elle la qualité biologique du sol ?

### 2.1.2. Description du dispositif experimental

Les deux parcelles en question sont nommées P16 et P18. Dans le cadre d'un projet CEMAGREF-ADEME-AGRICE réalisé sur la station d'Auray au début des années 2000, des poses successives de différentes modalités de films ont été initiées sur deux parcelles. Les deux parcelles en question mesurent environ 1000 m² chacune : P16 (26 m sur 34 m) et P18 (24 m sur 46 m) et sont divisées en 4 sous-parcelles (Figure 3). Les premières installations de paillage datent du printemps 2001. Les années suivantes, la disposition des modalités a été conservée. Différents types de films ont été posés : conventionnels, oxodégradables et biodégradables (Figure 4). Sur chaque sous-parcelle (n=8), 3 planches de paillage ont été déroulées. Toutes les poses ont été archivées à la station (références commerciales, épaisseur, type de culture, etc.) (Tableau 2).

<figure><img src="image_16.png" /><figcaption>Figure 3 : Vue aérienne de P16 et P18 à la station d'Auray (47°65'94.2"N, 02°96'94.3"W).</figcaption></figure>
<figure><img src="image_17.png" /><figcaption>Figure 4 : Disposition des 8 parcelles élémentaires en fonction du type de film.</figcaption></figure>

### 2.1.3. Stratégie d'échantillonnage et extraction des particules plastiques

Sur ce dispositif à long terme, une seule campagne d'échantillonnage est effectuée en avril 2021, le but étant de caractériser l'état actuel de la contamination. Trois échantillons sont prélevés pour chacune des 8 modalités.

Ces parcelles P16 et P18 ne sont plus travaillées depuis plusieurs années (actuellement en prairie permanente). Trois planches de paillage y avaient été posées lors des cycles de culture, mais aujourd'hui leur emplacement n'est plus matérialisé. Ainsi, dans ce cas précis d'échantillonnage, chaque parcelle élémentaire est considérée comme homogène (même si la répartition des particules plastiques peut ne pas l'être).

Pour chaque parcelle élémentaire, 3 zones d'échantillonnage de 2 m de diamètre sont délimitées (Figure 5). Dix prélèvements aléatoires à la tarière (diamètre de 5 cm) sont réalisés dans cette zone à 15 cm de profondeur. Cette profondeur correspond à la profondeur du travail du sol lors de l'enfouissement des films. Les 10 prélèvements sont rassemblés puis mélangés. L'objectif est d'obtenir un échantillon composite de 1 kg, représentatif de la zone échantillonnée. Cet échantillon est conditionné dans une barquette aluminium pour être transporté au laboratoire.

<figure><img src="image_18.png" /><figcaption>Figure 5 : Stratégie d'échantillonnage sur les parcelles historiques.</figcaption></figure>
Les particules plastiques sont ensuite extraites selon la méthode d'extraction décrite (2.3.3).

### 2.1.4. Inventaire des poses de paillage

Le recueil d'informations dans les archives de la station d'Auray a permis de résumer le nombre de poses de paillages sur chacune des parcelles. Des informations concernant le type de film, sa densité, son épaisseur, ou encore le type de culture sont également collectées (Tableau 2).

<table><caption>Tableau 2 : Synthèse de l'historique des poses de paillages plastiques sur les parcelles historiques P16 et P18.</caption><thead><tr><th>Parcell e</th><th>Numér o de sous-parcell e</th><th>Nom commerciau x des films posés</th><th>Type de dégradation</th><th>Compositio n</th><th>Epaisseu r (µm)</th><th>Couleur</th><th>Nombr e de poses</th><th>Années premièr e et dernière pose</th><th>Nom utilisé dans le rapport</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="4">P16</td><td>1</td><td>Linagri®</td><td>Oxodégradabl e</td><td>PVC + oxydants</td><td>12</td><td>Translucid e</td><td>11</td><td>2001-2013</td><td>P16-1- OXO</td></tr><tr><td>2</td><td>Actimaïs®</td><td>Oxodégradabl e</td><td>PE + oxydants</td><td>10</td><td>Translucid e</td><td>10</td><td>2001-2013</td><td>P16-2- OXO</td></tr><tr><td>3</td><td>PE</td><td>Non biodégradable</td><td>PE</td><td>35</td><td>Noir</td><td>4</td><td>2010-2013</td><td>P16-3- PE</td></tr><tr><td>4</td><td>Biolène® et Bionov®</td><td>Biodégradable</td><td>PBAT + amidon</td><td>17 et 15</td><td>Noir</td><td>6 et 4</td><td>2001-2013</td><td>P16-4- BIO</td></tr><tr><td rowspan="4">P18</td><td>1</td><td>PE</td><td>Non biodégradable</td><td>PE</td><td>35</td><td>Noir</td><td>7</td><td>2010-2016</td><td>P18-1- PE</td></tr><tr><td>2</td><td>Actimaïs®</td><td>Oxodégradabl e</td><td>PE + oxydants</td><td>10</td><td>Translucid e</td><td>11</td><td>2003-2016</td><td>P18-2- OXO</td></tr><tr><td>3</td><td>Biolène® et Bionov®</td><td>Biodégradable</td><td>PBAT + amidon</td><td>17 et 15</td><td>Noir</td><td>4 et 7</td><td>2003-2016</td><td>P18-3- BIO</td></tr><tr><td>4</td><td>Biofilm® et Bi-Opl®</td><td>Biodégradable</td><td>PBAT + amidon PBAT + PLA</td><td>17 et 17</td><td>Noir</td><td>4 et 7</td><td>2003-2016</td><td>P18-4- BIO</td></tr></tbody></table>

Des poses successives des 3 principaux types de paillage plastiques ont été faites sur P16 et P18 sur une quinzaine d'années. Plus précisément, les premières poses ont été faites sur P16 entre 2001 et 2013. Entre 2001 et 2005, deux poses de films par an ont été faites certaines années. Il y a ensuite une « pause » entre 2005 et 2010, puis le paillage a de nouveau été installé 4 fois entre 2010 et 2013. Sur les premières années, la sous-parcelle PE servait de témoin en sol nu, et n'a donc pas reçu d'apport de paillage. Dans le cas de la parcelle P18, les premières installations de paillage datent de 2003. Il y a eu 4 cycles pose/enfouissement entre 2003 et 2004. Après une période sans paillage, ils ont de nouveau été installés à partir de 2010 jusqu'en 2016. Là aussi, la parcelle PE a servi de témoin non paillé sur les premières années de l'essai, et a donc reçu moins d'apport de paillage. Mais il faut noter que les films en PE n'ont pas été enfouis dans le sol contrairement aux films biodégradables et oxodégradables. L'enfouissement des films s'est fait mécaniquement au rotavator dans les 15 premiers centimètres de sol.

A partir des caractéristiques des films et du nombre de pose, il est possible d'estimer la quantité théorique de paillage enfouie dans la parcelle considérée. Cela a permis de faire le rapport avec les quantités extraites, et de connaître la proportion de plastique restante plusieurs années après les dernières poses.

D'après les protocoles et les rapports des essais, 2 apports de compost ont été faits sur les parcelles P16 et P18 : en 2013 sur P16 et P18 à raison de 5 t/ha, et en 2014 seulement sur P18 à raison de 15 t/ha. Ce compost issu de déchets verts a été fourni par Arvor Compost. La présence de particules plastiques n'est

<figure><img src="image_19.png" /></figure>
pas à exclure (Microplastiques présents dans les produits résiduaires organiques en France métropolitaine. 2024).

## 2.2. Dispositif expérimental pour la dégradation à court terme

### 2.2.1. Objectifs

À l'inverse du dispositif précédent sur le long terme présenté ci-dessus, la station dispose de parcelles sans apport préalable de paillage. Ces parcelles sont nommées P19 et P20 et situées au nord de la station (Figure 7). L'idée est d'utiliser ces parcelles pour suivre la contamination du sol après une seule saison de culture, donc une seule pose de paillage. Ainsi, la cinétique de dégradation du film en conditions naturelles sera déterminée. L'impact de cette dégradation sur la qualité biologique du sol sera également étudié. La culture choisie est celle du potimarron. Le fruit étant directement au contact du film pendant sa croissance, la quantification des particules présentes dans la peau est effectuée (Figure 6). En parallèle, les films commerciaux seront caractérisés selon la norme EN 17033, la dégradation au cours du temps en laboratoire sera notamment suivie.

<figure><img src="image_20.png" /><figcaption>Figure 6 : Résumé des études et analyses réalisées sur le dispositif récent.</figcaption></figure>

Cet essai sur la dégradation à court terme permettra de répondre aux questions suivantes :

* Comment se comporte un film biodégradable une fois enfoui dans le sol ?

* Quelles sont les proportions de particules issues des paillages biodégradables que l'on retrouve dans les sols ?

* Combien de temps dure le phénomène de dégradation ?

* Quels sont les impacts des résidus de biodégradation sur la qualité biologique du sol ?

* Quelle est la proportion de résidus de paillage qui entre potentiellement dans la chaîne alimentaire ?

### 2.2.2. Mise en place du dispositif

Deux parcelles vierges de tout apport de paillage préalable ont été installées dans le cadre du projet. Une première parcelle, P19, est cultivée en 2021, et l'essai est reproduit sur P20 en 2022 (Figure 7). Les films sont posés au printemps (mai), puis enfouis après la récolte à l'automne (septembre) de la même année. Des campagnes d'échantillonnage sont ensuite programmées tous les 6 mois afin de suivre dans le temps les quantités de plastiques résiduelles dans les sols, et ainsi évaluer la dégradation des films.

<figure><img src="image_21.png" /></figure>
<figure><img src="image_22.png" /><figcaption>Figure 7: Vue aérienne de P19 et P20 à la station d'Auray (47°65'94.2"N, 02°96'94.3"W).</figcaption></figure>

### 2.2.2.1. Description des films biodégradables étudiés

Quatre modalités de paillage ont été étudiées : témoin sans paillage ou « sol nu », paillage PE conventionnel, et 2 films biodégradables (Bionov® et Eurobio®). Tous les paillages sont noirs, leurs caractéristiques sont détaillées dans le Tableau 3. Trois répétitions par type de paillage ont été posées pour chaque modalité (triplicat de terrain).

En pratique, chaque linéaire de paillage mesure 20 m de long et la disposition des modalités est donnée Figure 8. En fin de culture, les films biodégradables ont été broyés mécaniquement et enfouis dans les 15 premiers centimètres du sol. Le PE a été retiré manuellement du champ.

<figure><img src="image_23.png" /><figcaption>Figure 8: Disposition des modalités sur les parcelles P19 (gauche) et P20 (droite).</figcaption></figure>
<table><caption>Tableau 3 : Informations sur les films posés sur P19 et P20.</caption><thead><tr><td>Nom commercial</td><td>Fabricant</td><td>Composition</td><td>Epaisseur</td><td>Largeur</td></tr></thead><tbody><tr><td>PE</td><td></td><td>Polyéthylène</td><td>35 µm</td><td>140 cm</td></tr><tr><td>Bionov® B</td><td>Barbier</td><td>Mater-Bi® (Novamont)</td><td>15 µm</td><td>140 cm</td></tr><tr><td>Eurobio® NT CLHR</td><td>Europlastic</td><td>Ecovio® (BASF)</td><td>14 µm</td><td>140 cm</td></tr></tbody></table>

* Bionov®

Le film utilisé est un Bionov® de grade B qui correspond à une durée d'utilisation sous culture de 3 à 6 mois. Il est fabriqué par le Groupe Barbier. Le film est noir et épais de 15 µm.

Il est composé de Mater-Bi® matière première fabriquée par Novamont. Il contient des additifs dont la composition n'est pas connue. Le Mater-Bi® correspond à une matrice polymère à base de PBAT à laquelle est ajouté de l'amidon thermoplastique (TPS). Le PBAT représenterait 70 % du Mater-Bi®, le TPS 20 % et les additifs 10 %. En effet, le PBAT étant hydrophobe et le TPS hydrophile, des additifs sont notamment nécessaires pour les rendre compatibles.

Densité du Mater-Bi® : 1,27 g.cm⁻³

* Eurobio®

Le film utilisé est Eurobio® NT CLHR (Cycle Long Haute Résistance) sa durée d'utilisation est de 3 à 6 mois. Il est fabriqué par Europlastic. Le film est noir et épais de 14 µm.

Il est composé de « résines fossiles et de résines bio-sourcées de hautes performances additivées de PLA » d'après la fiche technique du produit (Annexe D). La composition précise n'est pas connue (nature des additifs), mais il est composé de Ecovio® fabriqué par BASF, c'est un mélange de PBAT (Ecoflex®) et de PLA.

Densité de Eurobio® : 1,38 g.cm⁻³

### 2.2.2.2. Conformité des films biodégradables à la norme EN 17033

En parallèle des essais de terrain, les films ont été caractérisés par PolyBioAid by IRMA (prestation) selon la norme EN 17033. Différents paramètres ont été étudiés : physico-chimiques, composition en substance réglementées, biodégradabilité aérobie ultime, absence d'activité oestrogénique, et désintégration du film *in situ*.

Le test de biodégradation a été réalisé en sol naturel à 28±2 °C. Les films commerciaux ont été découpés en particules inférieures à 1 mm. La quantité de film mise en œuvre correspond à un équivalent de 50 mg de carbone. L'essai a démarré le 21/10/2021 pour une durée maximale de 24 mois (temps défini dans la norme). Les mesures indirectes de CO₂ émis ont été effectuées environ toutes les 2 semaines (respirométrie). La quantité de CO₂ produite témoigne d'une activité microbienne en particulier de la métabolisation du carbone des films de paillage.

### 2.2.3. Stratégie d'échantillonnage et extraction des particules plastiques

L'emplacement des films au champ est connu pour les parcelles P19 et P20 de l'essai sur le court terme. Le but étant de suivre les quantités résiduelles de plastique au cours de la biodégradation, l'échantillonnage a été fait exclusivement sur la zone préalablement paillée. Celle-ci étant longiligne, les 10 prélèvements à la tarière ont été faits en zigzag sur la longueur (Figure 9). Ensuite, de la même manière que pour les parcelles de l'essai longue durée, ces prélèvements ont été homogénéisés pour récupérer un échantillon composite de 1 kg. L'extraction des particules plastiques a été réalisée selon le protocole présenté (2.3.3).
<figure><img src="image_24.png" /><figcaption>Figure 9 : Stratégie d'échantillonnage sur les parcelles récentes.</figcaption></figure>

### 2.2.4. Quantification des microplastiques présents sur les potimarrons

Les potimarrons sont des cultures essentiellement paillées, très souvent sur paillages biodégradables, et ont ainsi été choisis comme culture dans l'expérimentation. La variété cultivée est Orange Summer (Vitalis), 27 graines sont semées par linéaire de paillage. Il a été fait le 2 juin sur P19 en 2021, et le 24 mai sur P20 en 2022. Après récolte à l'automne, les résidus plastiques sur la peau et dans la chair sont extraits selon la méthode décrite (2.3.4).

## 2.3. Méthodes d'extraction des particules plastiques

Un des objectifs majeurs du projet est de développer un protocole d'extraction des particules plastiques de taille supérieure à 500 µm (macro et microplastiques) issues de sols agricoles. D'autre part, et de manière plus exploratoire, un protocole a été développé pour l'extraction de particules plastiques présentes sur la peau de potimarrons. Toutes les étapes, de l'échantillonnage à l'analyse complète des particules (caractérisation chimique, masse, nombre) doivent être structurées. Ces méthodes doivent prendre en compte le caractère biodégradable des particules recherchées.

### 2.3.1. État de l'art synthétique sur les méthodes d'extraction existantes

Il n'existe, à ce jour, aucune méthode communément admise ou normée pour extraire les microplastiques contenus dans des matrices solides complexes telles que le sol. Les grandes particules (>1 mm) peuvent être simplement extraites par tamisage de l'échantillon. En revanche, il devient plus difficile de séparer de petites particules plastiques avec les éléments du sol, celles-ci pouvant aussi être emprisonnées dans des agrégats par exemple. Dans la majorité des publications scientifiques sur ce sujet, l'extraction des microplastiques comporte deux grandes phases. Après le prétraitement de l'échantillon (séchage et tamisage), l'extraction implique une séparation par densité et une élimination de la matière organique. La chronologie de ces deux étapes pouvant varier (Hurley et al., 2018).

La partie inorganique du sol (argiles, silicates, etc.) est séparée physiquement des microplastiques par séparation par densité. Les plastiques ont une densité entre 0,8 et 1,6 (Cutroneo et al., 2021), plus faible que la partie minérale ; pour exemple la silice a une densité supérieure à 2,6. Les sels les plus fréquemment utilisés pour effectuer la séparation par densité sont NaCl, ZnCl₂ et NaI (Cutroneo et al., 2021). En revanche, la matière organique a une densité similaire aux plastiques, entre 1,0 et 1,4 (Möller et al., 2020).

<figure><img src="image_25.png" /></figure>
Celle-ci est éliminée dans un deuxième temps. En effet, cette matière composée de molécules plus ou moins complexes issues de différents stades de dégradation de la matière végétale ou animale peut interférer avec l'analyse et l'identification des microplastiques. Différentes solutions peuvent être utilisées : basiques (KOH), acides ($H_2SO_4$), oxydantes ($H_2O_2$, réaction de Fenton) ou enzymatiques (protéinase k) (Möller et al., 2020).

Dans le cadre de BIOMALEG, les principaux microplastiques ciblés issus des paillages sont en polymères biodégradables. Ceux-ci sont conçus pour être plus sensibles aux attaques chimiques. Ainsi, l'utilisation des méthodes communes d'extraction exposées ci-dessus pourrait ne pas être adaptée (Astner et al., 2023; Fojt et al., 2020). Cependant, peu de littérature existe quant à l'extraction de microplastiques biodégradables, et l'hypothèse précédente doit être investiguée.

En ce qui concerne l'extraction de microplastiques issus de fruits et légumes, la littérature est quasi-inexistante. L'extraction de microplastiques de la peau des potimarrons n'a jamais été effectuée. Une seule étude récente s'est intéressée aux microplastiques dans les fruits et légumes (Conti et al., 2020). Cette étude s'est focalisée sur la recherche de nano- et microplastiques inférieurs à 10 µm dans la pulpe de fruits et légumes. La taille considérée étant en dehors de celle ciblée dans BIOMALEG, cette méthode n'est pas applicable.

### 2.3.2. Principe général de l'extraction des particules plastiques

Le développement de la méthode de quantification des microplastiques du sol est découpé en trois grandes parties : l'échantillonnage/préparation des échantillons, l'extraction chimique et l'analyse.

L'échantillonnage et la préparation des échantillons en vue de l'extraction sont des étapes essentielles. En effet, sans une bonne stratégie d'échantillonnage, les résultats peuvent ne pas être représentatifs de la parcelle étudiée. La matrice sol est très hétérogène verticalement et horizontalement. Les microplastiques sont également de forme, de taille, et de nature chimique hétérogènes. Beaucoup de paramètres sont donc à prendre en compte lors de l'échantillonnage. Une revue bibliographique des méthodes existantes et la recherche des normes associées à la préparation du sol en vue de son analyse ont permis de définir la stratégie à utiliser.

La mise en place de l'étape d'extraction, c'est-à-dire la séparation des microplastiques des éléments du sol en vue de leurs caractérisations, s'appuie sur les connaissances et méthodes existantes dans la littérature et sur le projet MICROSOF (Recherche de microplastiques dans 33 sols français, 2023). Une des particularités du projet BIOMALEG est que l'on recherche des microplastiques biodégradables. L'analyse de l'intégrité des polymères biodégradables face aux réactifs d'extraction et des tests d'efficacité de l'extraction ont permis de valider la méthode choisie.

Après extraction, les microplastiques sont quantifiés et caractérisés. En s'appuyant sur les travaux menés au laboratoire, la caractérisation des particules a été optimisée et rendue moins couteuse en temps.

### 2.3.3. Matrice sol agricole

#### 2.3.3.1. Échantillonnage et pré-traitement

La stratégie d'échantillonnage étant dépendante des parcelles et du dispositif expérimental, elle est détaillée dans les sections précédentes (2.1.3 et 2.2.3).

Après échantillonnage, au laboratoire, l'échantillon (1 kg de sol) dans sa barquette aluminium est placé en étuve à 47 °C pour être séché. Selon l'état d'humidité de la parcelle lors de l'échantillonnage, cette étape prend plus ou moins de temps (quelques jours). En moyenne, la proportion de l'eau est comprise entre 20 et 25 % de la masse initiale.

Le sol sec a ensuite été tamisé sur des mailles de 2 et 5 mm. Ainsi, les plus gros résidus végétaux ou les petits cailloux sont directement éliminés. Les particules plastiques restées dans les refus de tamis (>5 mm et [5;2] mm) sont collectées. Elles sont ensuite nettoyées des restes de terre par un lavage à l'eau, un bain de $H_2O_2$ 30 % pendant une demi-journée, puis un rinçage du réactif à l'eau. Une fois totalement sèches, les particules sont quantifiées, pesées et identifiées par spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (IRTF).
Le sol sec et tamisé sur 2 mm est sous-échantillonné. Trois sous-échantillons de 50 g sont formés par la méthode normée des quartiers (ISO 11464). C'est à partir de ces sous-échantillons que les microplastiques entre 2 mm et 500 µm sont extraits chimiquement.

#### 2.3.3.2. Extraction

Un tamisage humide du sous-échantillon est effectué sur un tamis de 100 µm sous l'eau du robinet. [Les microplastiques sous forme de film, principalement ciblés dans le cas de cette étude, peuvent se replier sur eux-mêmes. C'est-à-dire qu'un film de 500 µm peut en se repliant avoir une longueur moins grande et donc passer au travers des tamis. C'est pourquoi, pour conserver au maximum l'information contenue dans les échantillons, les étapes intermédiaires de l'extraction utilisent des tamis inférieurs à 500 µm.] Le tamisage humide permet l'élimination des matières du sol les plus fines ou hydrosolubles. Après séchage de la fraction >100 µm, environ 100 mL d'une solution de NaI de densité 1,7-1,8 sont ajoutés. L'échantillon est mélangé vigoureusement puis placé dans un bain à ultrasons pendant 2 min. Après décantation, seule la partie supérieure correspondant à la fraction la moins dense est récupérée par filtration. Cette fraction moins dense contient des résidus de matières organiques et les particules plastiques potentiellement présentes dans l'échantillon. La matière organique contenue dans cette fraction est éliminée par digestion chimique avec H₂O₂ 30 % pendant 24 h. Cette réaction étant exothermique, la température est maintenue en dessous de 45 °C pour éviter au maximum la dégradation des plastiques. Après filtration sur maille de 500 µm, l'extrait final [2;0,5] mm est obtenu.

Lors de l'extraction, l'étape la plus critique pouvant affecter les plastiques est celle de la digestion de la manière organique. Le réactif choisi pouvant impacter plus ou moins fortement l'intégrité des particules plastiques. Plusieurs réactifs ont été envisagés au départ : KOH 10 %, H₂O₂ 30 %, et Fenton/H₂O₂. Des échantillons de paillages commerciaux vierges et vieillis pendant 4 mois en conditions climatiques en extérieur (conditions non contrôlées) ont été exposés à ces différents réactifs. Un film vieilli a subi des phénomènes d'oxydation dus aux rayonnements ultraviolets, et donc se rapproche en quelque sorte d'un paillage après une saison de culture. Plusieurs analyses, à la fois mécanique, chimique, et microscopique ont ensuite permis de déterminer le réactif le moins impactant.

Des tests de dopage ont été menés afin de connaître l'efficacité de l'extraction. Des particules de taille [10;0,5] mm obtenues par cryobroyage de films commerciaux de PE et Bionov®, ont été ajoutées à 50 g de sol sec. Ce sol provenant également de la station d'Auray a été séché et tamisé sur maille de 2 mm. L'absence de particules plastiques a été validée avant la mise en place du test de dopage. Au total, trois réplicats de 50 g de sol comprenant 80 particules chacun (40 particules PE + 40 particules biodégradables) ont subi le protocole d'extraction, au même titre qu'un échantillon control sans ajout de particules plastiques.

#### 2.3.3.3. Caractérisation

Après la phase d'extraction, l'extrait brut est trié sous loupe binoculaire (Zeiss Stemi 508). Cette étape fastidieuse est réalisée sur la fraction [2;0,5] mm. La reconnaissance des particules plastiques est faite selon plusieurs critères : forme, couleur, particule souple, brillance, ne se fragmentant pas sous pression de la pince. Ces critères permettent de les différencier des débris végétaux. Les microplastiques triés sont placés dans une boîte de Pétri en verre. Une prise de photo haute définition est réalisée dans une boîte lumière HAVOX® HPB-40D à l'aide d'un appareil photo D850 Nikon® (objectif Nikon 105 mm f/2.8). La masse de l'ensemble des particules est pesée sur une balance Mettler Toledo XS205 Dual Range précise à 0,1 mg. Il y a donc une masse de particules par sous-échantillon. Enfin, la nature chimique des particules est identifiée par analyse IRTF-ATR (Bruker Vertex70v). Les spectres d'absorbance sont obtenus dans la région 4000-600 cm⁻¹ avec une résolution de 4 cm⁻¹ et 16 balayages.

<figure><img src="image_26.png" /></figure>
<figure><img src="image_27.png" /><figcaption>Figure 10 : Résumé du processus d'extraction et de caractérisation des particules plastiques issues de sols.</figcaption></figure>

### 2.3.4. Matrice potimarron

De manière plus exploratoire, une recherche de particules plastiques a été réalisée à la surface de la peau et dans la chair de potimarron ayant été cultivés sur des paillages biodégradables.

#### 2.3.4.1. Échantillonnage

Seuls les potimarrons directement sur le paillage sont conservés pour les analyses. Pour chaque linéaire de paillage, 20 fruits sont sélectionnés au hasard. Ils sont conservés (entre 2 et 3 mois) en chambre froide à la station d'Auray jusqu'au transfert au laboratoire pour l'analyse de la contamination plastique.

#### 2.3.4.2. Extraction

La difficulté de cette étape réside dans le fait qu'il est nécessaire de digérer la peau du potimarron sans dégrader les films biodégradables pouvant y être incrustés. La peau de potimarron est épaisse et résistante, ce qui n'est pas le cas des films qui ont séjourné plusieurs mois dans l'environnement et qui ont subi des phénomènes de vieillissement et de dégradation.

L'extraction est faite sur des potimarrons souillés, donc avec présence avérée (visible à l'œil nu) de particules plastiques sur la peau. Sauf pour les modalités PE et sol nu, où aucun fruit ne présente de souillure visible.

Les données métriques telles que la masse, la circonférence ou la hauteur du potimarron sont mesurées.

La stratégie consiste ensuite à séparer l'extraction en deux grandes étapes. La première est une étape de nettoyage de la peau à l'eau puis l'analyse de cette eau de rinçage. En effet, classiquement après récolte et avant leur vente, les potimarrons sont brossés et lavés afin de retirer les résidus de terre. Une partie des particules plastiques adhérentes à la peau sont potentiellement retirées à cette étape. Les résidus plastiques se trouvant à la surface de la peau seront quantifiés en analysant l'eau de lavage des potimarrons. Le fruit est placé dans un sachet plastique avec 500 mL d'H₂O. Après agitation, cette eau est récupérée et filtrée sur tamis de 100 µm. Une solution dense de NaI est ensuite ajoutée, après séparation par densité, l'extrait trié sous loupe binoculaire. Une masse plastique est alors obtenue.

Dans un second temps, les particules incrustées dans la peau et qui ne sont pas retirées après lavage sont extraites. Il s'agit donc d'une partie potentiellement ingérée par un consommateur si la peau n'est pas épluchée. L'extraction nécessite une phase de digestion chimique de la peau. Seule une partie de la peau est souillée par des particules plastiques, cette partie correspond à celle directement au contact du film. Elle est de forme circulaire. La peau correspondant à cette partie est épluchée finement avec un économe. Selon les caractéristiques du potimarron et la zone considérée, la masse de peau échantillonnée est d'environ 15 g de peau. L'étape de digestion de la peau consiste en une attaque chimique impliquant la réaction de Fenton (H₂O₂ 30 % et FeSO₄ 20 g/L, v/v) pendant 24 h. Après élimination du réactif, une deuxième digestion par H₂O₂ 30 % pendant 4 jours est réalisée (Figure 11). La peau devient alors molle, voire se désagrège. La matière restante est filtrée sur un tamis de 100 µm. Le refus de tamis est conservé dans une boîte de Pétri en verre.
L'extrait (Figure 12) est ensuite trié sous loupe binoculaire afin de séparer les restes de peau des particules plastiques. Cette étape est délicate. En effet, les restes de peau sont collants et il est difficile de séparer les microplastiques de la peau sans les fragmenter davantage. Le risque étant qu'une partie des microplastiques soit issue de la fragmentation liée au procédé, entrainant potentiellement une surestimation du nombre de particules par échantillon. Les résultats seront donc exprimés sous forme de masse (mg de plastique /kg de potimarron).

<figure><img src="image_28.png" /><figcaption>Figure 11 : Etapes de l'extraction des particules incrustées dans la peau de potimarron.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_29.png" /><figcaption>Figure 12 : Exemple d'un extrait filtré sur 100 µm obtenu après traitement de la peau de potimarron.</figcaption></figure>

En suivant la même méthode d'extraction, des morceaux de chair de potimarron ont été analysés. Chaque morceau fait en moyenne 16 g de masse fraîche. Après lyophilisation, il reste moins de 2 g de matière sèche. L'extraction par digestion chimique de la matière organique suit le même protocole que pour la peau (Figure 11). L'échantillon est filtré sur des tamis de 250 µm et de 50 µm. En effet, l'hypothèse est émise que les particules potentiellement intégrées dans la chair sont de taille inférieure à celles retrouvées sur la peau.

#### 2.3.4.3. Caractérisation

Les particules issues de la peau ne sont pas analysées en IRTF-ATR. En effet, une particule présente sur un potimarron provient nécessairement du film sur lequel reposait le potimarron. De plus, il n'est pas possible de différencier les spectres du Bionov® avec celui du Eurobio®, les deux films ayant des compositions similaires.
Dans le cas des extraits issus de la chair de potimarron, l'idée est d'observer la présence ou l'absence de particules plastiques. En effet, les extraits sont filtrés sur de plus petites mailles (250 µm et 50 µm), et manipuler ces tailles particules est extrêmement difficile. Après des essais de plusieurs stratégies d'analyse, la méthode consistant en un tri à la loupe binoculaire couplé à une observation au microscope électronique à balayage (MEB) et cartographie des éléments chimiques de la surface a été retenue. Dans un premier temps, les particules noires correspondant potentiellement à des résidus de paillage sont sélectionnées sous loupe binoculaire. Ces mêmes particules sont ensuite observées au MEB associé à une cartographie des éléments chimiques par microanalyse X (EDX). Une différence de signal entre des résidus de potimarron et des particules plastiques a été mise en évidence, et permettrait donc d'identifier la présence de plastique dans les échantillons.

## 2.4. Évaluation de l'impact des produits de la dégradation des paillages sur la vie du sol

### 2.4.1. Objectifs

La norme EN 17033 applicable aux films de paillages biodégradables précise qu'en plus d'être au moins biodégradés à 90 % deux ans après enfouissement, les produits issus de la dégradation ne doivent pas être toxiques pour la vie du sol. Ainsi, l'objectif de cette tâche est d'étudier les impacts potentiels de la présence de plastique sur différents niveaux trophiques d'organismes vivant dans le sol, ainsi que la toxicité vis-à-vis de végétaux.

### 2.4.2. État de l'art synthétique sur l'impact des microplastiques sur le sol

Le sol est un milieu complexe composé d'un ensemble d'organismes et microorganismes participant à son équilibre. La présence de microplastiques ne serait pas sans effet sur le fonctionnement de l'écosystème du sol. En effet, l'introduction et l'accumulation de microplastiques dans les sols peuvent affecter les propriétés physico-chimiques de manière très variable selon le type de sol et les caractéristiques des microplastiques (Techniques de l'Ingénieur AM9010, 2022). Du côté du vivant, les vers de terre sont, par exemple, en capacité d'ingérer des microplastiques puis de les excréter. Des concentrations plus grandes de microplastiques ont été mesurées dans les terriers par rapport au sol environnant (Huerta Lwanga et al., 2016). Certaines études démontrent des effets toxiques tels qu'une surmortalité ou un stress oxydant, d'autres ne concluent à aucun effet toxique. La toxicité semble dépendante de divers facteurs liés aux caractéristiques du polymère (nature chimique, taille, forme, etc.) (Techniques de l'Ingénieur AM9010, 2022). La présence de microplastiques peut également déséquilibrer les communautés microbiennes. Il a, par exemple, été montré le développement de communautés spécifiques à la surface des microplastiques. Dans des sols contaminés, la multiplication d'espèces microbiennes peut être favorisée et d'autres inhibées (Techniques de l'Ingénieur AM9010, 2022). Enfin, les microplastiques peuvent être à l'origine de perturbations de la croissance des végétaux. D'autre part, les petits microplastiques et nanoplastiques peuvent passer dans le système racinaire et être ensuite redistribués dans toute la plante (Techniques de l'Ingénieur AM9010, 2022).

### 2.4.3. Analyses des communautés microbiennes

L'impact de la dégradation des paillages a été évaluée sur le dispositif à long terme. Un seul échantillonnage a été fait en mai 2021. En revanche, sur le dispositif à court terme, les communautés microbiennes ont été décrites tous les 6 mois à partir de l'enfouissement des films. L'état initial a été échantillonné le 11/05/2021 sur P19 (Ti). Les films ont été enfouis le 30/09/2021 sur cette même parcelle. Le prélèvement correspond au $t_0$ de l'enfouissement a été fait le 7/10/2021 (T0), soit en réalité 7 jours après.

Selon le même principe d'échantillonnage que pour l'étude des particules plastiques, les prélèvements à la tarière ont permis d'obtenir un échantillon composite. Cet échantillon de sol a ensuite été tamisé sur un tamis de 4 mm, et le volume d'un pot en plastique (environ 50 g) est transféré à 4 °C à la plateforme GenoSol à Dijon. L'ADN des sols a été extrait selon la norme ISO 11063 à partir d'un gramme d'échantillon.
Plusieurs paramètres ont été étudiés : la biomasse moléculaire microbienne (BMM), le ratio 18S/16S, et la diversité taxonomique des communautés par séquençage. La BMM permet d'estimer l'abondance microbienne par quantification totale de l'ADN présent dans 1 g de sol. Le ratio 18S/16S permet de caractériser l'équilibre taxonomique entre les communautés fongiques (18S) et les communautés bactériennes (16S).

De manière plus exploratoire, des morceaux de paillage avant l'enfouissement ont été collecté sur P19 le 29/09/2021, la veille de l'enfouissement (T-1). Ces échantillons de film de 30x30 cm ont été directement découpé dans le paillage au champ. Le sol qui était adhéré au paillage sur la face en contact avec le sol a été collecté. Puis, de la même manière que pour les échantillons de sol prélevés dans la parcelle, l'ADN microbien a été extraits et les différents paramètres déterminés. Le but est d'étudier le biofilm microbien qui s'est formé sur le paillage pendant la culture. Celui-ci pouvant être spécifique du film de paillage et contenir potentiellement des bactéries spécialisées dans la biodégradation de ces films.

### 2.4.4. Analyses des communautés de lombriciens et nématodes

Les vers de terre comme les nématodes sont des bioindicateurs de la bonne santé des sols. Ils sont sensibles aux conditions du milieu et aux perturbations physiques ou chimiques. L'étude de leur population permet d'évaluer un effet potentiellement toxique de la présence de plastique sur leur environnement.

#### 2.4.4.1. Vers de terre

L'impact de la dégradation des films sur les populations de vers de terre a été étudiée sur le dispositif à long terme et sur le dispositif à court terme. Le protocole appliqué est celui du test bêche (Annexe A) de l'UMR ECOBIO (Université de Rennes 1). Les prélèvements ont été réalisés début avril 2021 sur le dispositif à long terme. Ils ont également été faits sur P19 et P20 (essai à court terme), avant la pose des paillages, puis 6 mois et 18 mois après l'enfouissement de ces paillages dans le sol. Ces prélèvements ont été réalisés à la fin de l'hiver, au moment de la période d'activité maximale des vers de terre. Les individus ont été dénombrés et classés selon les 4 groupes fonctionnels (épigé, endogé, anécique strict, et épi-anécique) dont la clé d'identification est également issue de l'UMR ECOBIO.

#### 2.4.4.2. Nématodes

De la même manière que pour les vers de terre, les populations de nématodes ont été étudiées sur le dispositif à long terme et sur celui à court terme (seulement sur P19). La nématofaune est formée par l'ensemble des nématodes du sol. Les nématodes sont des vers microscopiques de l'ordre de 1 mm de longueur et sont présents à une densité de l'ordre d'un million d'individus par mètre carré (Fiche explicative ELISOL, Annexe B).

Des échantillons composites d'environ 500 g de sol ont été produits à partir de 10 prélèvements à la tarière. Le coût de l'analyse étant élevé (environ 260 EUR par échantillon), il n'y a pas de réplicat de terrain. Ces échantillons ont été envoyés à la société ELISOL spécialisée dans l'étude des nématodes. L'analyse se fait de manière normalisée et les résultats en termes de nombre et de diversité sont ensuite disponibles. L'échantillonnage sur le dispositif à long terme a été fait le 02/06/2021. L'analyse de l'état initial de P19 a également été fait à cette date. Puis deux années de suite sur les 4 modalités de paillage (le 17/05/2022 et le 05/06/2023).

### 2.4.5. Analyses de la germination des plantes

En se basant sur la norme EN 17033, des études de germination ont été réalisées sur les sols contaminés par des particules plastiques. L'objectif est de voir si la présence de particules et des produits de dégradation interfère avec la germination et la croissance de plantes modèles. Cet essai a été réalisé sur P19 du dispositif à court terme. Le sol de la parcelle a été prélevé à t₁mois, t₃mois, t₁₂mois et t₂₄mois après l'enfouissement. Ce sol contient des particules de paillage en cours de dégradation. Il a été prélevé et placé dans des bacs où des graines d'orge (*Hordeum vulgare*) et de radis (*Raphanus sativus*) seront semées à raison de 50 graines par bacs. Le choix de ces espèces correspond pour l'une à la famille des monocotylédones et l'autre aux dycotylédones proposées dans la norme EN 17033. L'essai a été fait en duplicat pour chaque répétition au champ. Un suivi de la germination après semis (taux de levée) et la
biomasse végétale à la fin de l'essai ont été quantifiés. L'essai a été stoppé quand au moins la moitié des semis de la parcelle témoin en sol ont développés leur deuxième feuille.
# 3. Résultats obtenus

## 3.1. Validation de la méthode d'extraction des microplastiques

### 3.1.1. Effets des réactifs sur les paillages

La méthode d'extraction a été validée à la fois en terme d'efficacité et d'impact sur les films biodégradables. Les paillages neufs et vieillis ont été mis au contact de plusieurs réactifs d'extraction. Si visuellement, l'aspect du paillage n'est pas modifié, les propriétés mécaniques sont quant à elles impactées. Une diminution des performances d'élongation est notamment observée pour les films biodégradables au contact du KOH 10 %. Cette diminution est d'autant plus importante si le paillage a été préalablement vieilli. Des observations par microscopie (MEB) permettent d'observer plus finement les structures affectées par le traitement chimique. Le KOH provoque l'apparition de cavités plus grandes en nombre et en taille que les autres traitements. Le film Bionov® étant constitué d'une matrice PBAT dans laquelle de l'amidon thermoplastique est ajouté, les cavités pourraient correspondre à la dégradation de cet amidon, ceci affectant ensuite les propriétés mécaniques. La dégradation de l'amidon a été observée précédemment sur d'autres films biodégradables (Touchaleaume et al., 2018).

Ainsi, pour l'extraction des microplastiques du sol, le traitement par H₂O₂ 30 % a été privilégié. En revanche, la peau de potimarron étant plus récalcitrante, le traitement Fenton/H₂O₂ a été choisi pour l'extraction des particules présentes dans les potimarrons. Cette dernière peut, cependant, laisser quelques particules de fer à la surface du film, comme les amas observés Figure 13. Pour autant, les particules ne sont pas dégradées et sont toujours identifiables par spectroscopie infrarouge.

<figure><img src="image_30.png" /><figcaption>Figure 13 : Observations au MEB de la surface des paillages après vieillissement et traitement chimique.</figcaption></figure>

### 3.1.2. Matrice sol

<figure><img src="image_31.png" /></figure>
Le protocole décrit 2.3.3.2 a été appliqué sur des échantillons de sol sec et tamisé auxquels 80 microplastiques de différentes tailles (>0,5 mm) ont été ajoutés. Le protocole a permis d'éliminer 99,4±0,04 % de la masse initiale de l'échantillon qui correspond notamment aux matières organiques et inorganiques du sol. De plus, la matière organique (résidus de feuilles, racine, ou insectes) a été légèrement décolorée contrairement aux particules plastiques noires. Cela constitue un critère en plus permettant de discriminer les plastiques des résidus de matière végétale. Concernant le taux d'extraction des particules plastiques, en moyenne, 92 % d'entre elles ont été récupérées et identifiées à la fin de l'extraction. Ce taux est satisfaisant et comparable aux données observées dans la littérature (Claessens et al., 2013; Li et al., 2021). Aucune différence significative n'a été observée entre les différentes classes de taille (p-value = 0,076) ni entre les deux types de paillage PE et Bionov® (p-value = 0,063). L'analyse en spectroscopie IRTF-ATR de certaines particules n'a pas montré de signe de dégradation et l'identification chimique est toujours possible.

### 3.1.3. Matrice potimarron

Le protocole associant la réaction de Fenton puis un traitement avec H₂O₂ 30 % a été choisi pour extraire les microplastiques présents dans la peau et dans la chair de potimarron.

Les extraits de la peau de potimarron et l'eau issue de l'étape de lavage de la peau ont été triés sous loupe binoculaire.

En revanche, les particules suspectées d'être des particules plastiques dans les extraits de chair ont été analysées par MEB associé à une sonde EDX. En effet, des premiers essais ont montré une différence de profil d'éléments chimiques entre la surface des paillages et la surface de la peau (Figure 14). En s'affranchissant des composants majoritaires que sont le carbone (C) et l'oxygène (O), il est possible de mettre en lumière les différences. Le potimarron contient une forte proportion de phosphore (P) qui est quasiment absent des films de paillages. Du fer (Fe) est également retrouvé à la surface du potimarron, celui-ci peut provenir du réactif de Fenton utilisé pour l'extraction. Les films de paillages n'ont pas subi de traitement, ce sont les films neufs. Il semblerait également possible de distinguer un film Bionov® d'un film Eurobio®. En effet, ce dernier contient du magnésium (Mg), de la silice (Si) et du calcium (Ca), ces mêmes éléments représentent moins de 0,2 % du Bionov®.

Il est donc potentiellement possible de distinguer une particule provenant d'un paillage dans les extraits de potimarron. La difficulté réside dans le transfert de particules microscopiques [250;50] µm sur le plot d'analyse MEB. Des améliorations restent à apporter à ce protocole.

<figure><img src="image_32.png" /><figcaption>Figure 14 : Profil de la composition chimique de la surface des films de paillage Bionov® et Eurobio®, et de la peau de potimarron.</figcaption></figure>

### 3.2. Dispositif expérimental sur le long terme
## 3.2.1. Quantification et caractérisation de la contamination plastique

### 3.2.1.1. Abondances et masses

L'échantillonnage sur ces parcelles a été fait le 7 avril 2021. Trois échantillons ont été prélevés dans les 8 sous-parcelles, il y a donc 24 échantillons au total.

Sur l'ensemble des échantillons, 1676 particules ont été comptabilisées à la suite des extractions :

137 supérieures à 5 mm Extraites sur l'ensemble des échantillons traités entièrement
577 [5;2] mm

962 [2;0,5] mm Extraites sur l'ensemble des sous-échantillons de 50 g (n=72)

Au moins une particule plastique a été retrouvée dans chaque échantillon. En revanche, les abondances sont bien différentes selon la parcelle considérée. En moyenne, 298 items/kg de sol ont été retrouvés. La parcelle la moins contaminée est P18-1-PE avec 37,3±30,9 items/kg de sol, cette parcelle a été paillée avec du PE. La parcelle la plus fortement contaminée est P16-1-OXO avec 1013,5±351,5 items/kg de sol, la parcelle a été paillée avec un film oxodégradable Linagri® en PVC (Figure 15 : Vision globale des quantités en nombre et en masse des particules extraites sur les parcelles P16 et P18 du dispositif à long terme. Figure 15). Pour rappel les films en PE ont été retirés de la parcelle après récolte et n'ont pas été enfouis contrairement aux autres types de films.

<figure><img src="image_33.png" /><figcaption>Figure 15 : Vision globale des quantités en nombre et en masse des particules extraites sur les parcelles P16 et P18 du dispositif à long terme. En bleu : paillage PE, en orange : paillage oxodégradable, en vert : paillage biodégradable.</figcaption></figure>

Les parcelles les moins contaminées, en termes de nombre de particules par kg, sont les parcelles paillées avec du PE : P16-3-PE = 49,9±30,4 et P18-1-PE = 37,3±30,9 items/kg de sol. Ce sont aussi les parcelles qui ont reçu le moins d'années de paillage, et dont le paillage a été systématiquement retiré en fin de culture. Ceci explique notamment pourquoi peu de particules ont été extraites sur ces sous-parcelles.

Les parcelles P16-2-OXO et P18-2-OXO sont contaminées à des niveaux intermédiaires avec environ 260 items/kg de sol. Il s'agit de deux parcelles oxodégradables (Actimaïs®). Les parcelles P18-3-BIO et P18-4-BIO paillées avec des films biodégradables sont contaminées à des concentrations comprises entre 70 et 170 items/kg de sol. Ainsi, en moyenne et pour un nombre de poses équivalent, les parcelles avec biodégradables sont moins contaminées que les parcelles avec oxodégradables, mais plus que les parcelles avec les films PE retirés en fin de culture. Pour autant, dans le temps, on peut imaginer que les résidus de films biodégradables vont continuer à se dégrader et biodégrader, ce qui ne sera pas le cas des résidus en PE. En effet, le paillage des sols par le PE reste une source importante de contamination tant il reste largement utilisé partout dans le monde (Li et al., 2020; Qiang et al., 2023).

Au sein d'une parcelle, les écarts-types calculés sur un triplicat sont parfois grands. Les particules plastiques n'étant probablement pas réparties de manière homogène dans le sol, de fortes variations peuvent exister entre les zones échantillonnées (Figure 5). C'est le cas de la parcelle P16-4-BIO, qui est une

<figure><img src="image_34.png" /></figure>
parcelle paillée avec des films biodégradables. Une grande quantité de particules a été extraite dans l'un des trois réplicats, en moyenne la quantité de particules s'élève à 523,0±473,5 items/kg de sol. Pour autant, en termes de masse, la parcelle est similaire aux autres parcelles biodégradables.

### 3.2.1.2.Caractéristiques de tailles, formes et couleurs

Dans le cadre de ce projet, seules les particules supérieures à 500 µm ont été caractérisées. De plus, les particules sous forme de fibre n'ont pas été traitées.

#### 3.2.1.2.1. Répartition selon la taille

D'une manière générale, plus la taille des particules diminue, plus leur nombre augmente (Figure 16). Si la proportion moyenne de particules entre [5;2] mm représente 7 % du total, cette proportion grimpe à 17 % pour la parcelle P16-1-OXO. Ce film oxodégradable posé sur cette parcelle semble effectivement se fragmenter, pour autant la taille moyenne des particules est légèrement plus grande que dans le cas des autres parcelles oxodégradables (P16-2-OXO et P18-2-OXO). Dans le projet BIOMALEG, la limite inférieure de la taille des particules étudiées est de 500 µm. Au vu du lien entre la taille des particules et leurs abondances, il semble qu'en termes de nombre une partie non négligeable de particules restent dans les sols. Si leur masse est peu importante comparativement à des plus grandes particules, leur petite taille leur confère certaines propriétés (passage des membranes cellulaires) pouvant mener à des effets toxiques sur différents organismes (Ng et al., 2018).

<figure><img src="image_35.png" /><figcaption>Figure 16 : Vision globale du nombre de particules plastiques en fonction de la taille des particules sur les parcelles du dispositif à long terme.</figcaption></figure>

#### 3.2.1.2.2. Aspect général des particules

Au niveau de l'aspect physique, la majorité des particules extraites sont observées sous la forme de films fins (96 %) aux bords irréguliers (Figure 17). Parmi ces films, la majorité est translucide ou de couleur noire. Très rarement, des films fins bleus, des fragments blancs, ou des petits fragments de diverses couleurs ont aussi été retrouvés.
<figure><img src="image_36.png" /><figcaption>Figure 17 : Exemples de particules de taille supérieure à 5 mm extraites des échantillons de sols.</figcaption></figure>

Les films fins noirs et translucides seraient issus de la dégradation de films de paillages noirs ou translucides, leur origine sera ensuite confirmée par IRTF-ATR. Les films bleus (Figure 17) ont été identifiés comme étant issus des systèmes d'irrigation installés à la station d'Auray.

### 3.2.1.2.3. Distribution des particules selon leur forme

Sur l'ensemble des particules, 96 % sont des films, 4 % des fragments (Figure 18). La forte présence de films fins dans ces parcelles agricoles s'explique notamment par la pratique du paillage. Les fragments pourraient quant à eux être issus des apports de compost ou des autres activités de la station.

<figure><img src="image_37.png" /><figcaption>Figure 18 : Distribution des particules selon leur forme, en moyenne par kg de sol sur chaque parcelle.</figcaption></figure>

### 3.2.1.2.4. Distribution des particules selon leur couleur

Sur l'ensemble des particules, 58 % sont translucides et 40 % sont de couleur noire. Des particules de 6 autres couleurs ont été extraites et représentent moins de 2 % de l'ensemble (Figure 19). Les films de paillages posés sur les parcelles d'essai sont noirs pour les films PE et biodégradables. Ils sont translucides pour les oxodégradables. La majorité des particules plastiques extraites sont donc des films fins noirs ou translucides, les mêmes caractéristiques que les films de paillage.

<figure><img src="image_38.png" /></figure>
<figure><img src="image_39.png" /><figcaption>Figure 19 : Distribution des particules selon leur couleur, en moyenne par kg de sol sur chaque parcelle.</figcaption></figure>

### 3.2.1.3.Identification chimique

La nature chimique des particules a été déterminée par spectroscopie infrarouge en mode réflectance (IRTF-ATR), seulement une partie de l'ensemble des particules extraites a été analysée (631 sur 1676 ; 38 %). Une assignation chimique a été donnée à toutes les particules en prenant en compte les caractéristiques de couleur et de forme ainsi que la nature chimique des particules identifiées par infrarouge pour chacun des échantillons.

Cependant, une grande proportion de particules n'a pas pu être identifiée (ND), cela présente 34 % de l'ensemble. En effet, l'épaisseur des films, notamment pour la fraction entre [2;0,5] mm n'est pas suffisante pour avoir un signal de qualité en spectroscopie IRTF-ATR. Cette fraction de taille étant la plus représentée dans chaque échantillon, peut induire une proportion non négligeable de particules non identifiées. Du PE a été retrouvé au moins une fois dans chacune des parcelles et représente 30 % de l'ensemble des particules. Les biodégradables représentent 21 % des particules, la distinction entre les mélanges PBAT/PLA et PBAT/amidon, très similaires, n'est pas faite à partir des spectres obtenus par spectroscopie infrarouge. Le PVC majoritairement présent sur une seule parcelle représente 13 % des particules. Le PP et le PS représentent à eux deux moins de 2 % des particules (Figure 20).

<figure><img src="image_40.png" /><figcaption>Figure 20 : Distribution des particules selon leur nature chimique, en moyenne par kg de sol pour chaque parcelle.

PVC : Polyvinyl chloride, Biodégradable : Polyester biodégradable, PE : Polyéthylène, PS : Polystyrène, PP : Polypropylène, ND : nature chimique non déterminée.</figcaption></figure>
En se focalisant sur les particules supérieures à 2 mm, on s'affranchit de la majorité des particules non identifiées. Ainsi, la nature chimique la plus représentée au sein de la parcelle correspond au type de paillage posé, sauf dans le cas de la parcelle P18-4-BIO. Un lien entre le paillage du sol et la contamination de celui-ci par des particules plastiques a ainsi été mis en évidence. Cependant, le paillage ne semble pas être la seule source, des contaminations entre parcelles ou encore provenant des autres activités de la station sont également mises à jour. Par exemple, au moins une particule en PE est retrouvée dans chacune des parcelles témoignant soit d'un usage plus ancien de film en PE sur toutes les parcelles, soit issu d'un transfert de particules d'une autre parcelle.

<figure><img src="image_41.png" /><figcaption>Figure 21 : Distribution des particules supérieures à 2 mm en fonction de la nature chimique identifiée.
PVC : Polyvinyl chloride, Biodégradable : Polyester biodégradable, PE : Polyéthylène, PS : Polystyrène, PP : Polypropylène,
ND : nature chimique non déterminée.</figcaption></figure>

### 3.2.2. Lien entre contamination et historique de paillage

Un lien entre la nature des plastiques présents dans une parcelle et le type de paillage posé précédemment a été mis en évidence.

Le nombre de poses des films est connu, il est donc possible de chercher un lien entre le nombre de poses et la quantité enfouie dans le sol, avec les quantités en nombre ou en masse des particules extraites.

L'estimation de la masse de films installée a été réalisée pour chacune des sous-parcelles (Tableau 4). L'hypothèse est émise qu'une pose sur une année correspond à trois planches de 20 m de longueur sur 1,40 m de largeur. La densité et l'épaisseur des films sont également connues.

<table><caption>Tableau 4 : Estimation de la masse des paillages posés, et le nombre d'années de paillage sur chacune des parcelles.</caption><thead><tr><td>Parcelle</td><td>Type de paillage</td><td>Nombre de poses</td><td>Temps en années depuis la dernière pose</td><td>Masse (kg) de paillage par parcelle (cumul toutes les poses)</td></tr></thead><tbody><tr><td>P16-1-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>11</td><td>7</td><td>13,9</td></tr><tr><td>P16-2-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>10</td><td>7</td><td>8,0</td></tr><tr><td>P16-3-PE</td><td>PE</td><td>4</td><td>7</td><td>11,2</td></tr><tr><td>P16-4-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>10</td><td>7</td><td>18,1</td></tr><tr><td>P18-1-PE</td><td>PE</td><td>7</td><td>5</td><td>19,6</td></tr></tbody></table>
<table><tr><td>P18-2-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>11</td><td>5</td><td>8,8</td></tr><tr><td>P18-3-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>11</td><td>5</td><td>19,3</td></tr><tr><td>P18-4-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>11</td><td>5</td><td>20,9</td></tr></table>

Des tests de corrélation ont été menés entre différents paramètres et en ne considérant pas les parcelles PE où le film n'est pas enfoui. Il n'y a pas de corrélation entre le nombre de poses sur une parcelle et la masse des particules extraites (p-value = 0,41, test de Spearman), ni avec le nombre de particules extraites (p-value = 0,70, test de Spearman). Aucun lien n'est également observé entre la masse de paillage introduit sur la parcelle et la masse extraite (p-value = 0,50, test de Spearman), ni avec le nombre des particules extraites (p-value = 0,92, test de Spearman). En revanche, un lien entre le nombre d'années de paillage et la quantité de plastique dans le sol a été mise en évidence sur des parcelles en Chine (Huang et al., 2020). Cette étude montrait un lien entre la concentration de macroplastiques (>5 mm) avec la masse de paillage posée sur les 5 années précédant l'analyse.

Afin de déterminer quelle est la proportion de plastique restante dans la parcelle après les années de paillages, un rapport entre la masse posée et la masse extraite a été calculé. Il est possible de calculer la masse théorique de plastique en mg par kg de sol. Cette concentration est estimée sur la totalité de la parcelle entre 0 et 15 cm de profondeur, et avec une densité du sol à 1,3 g/cm³. La répartition des particules sur la parcelle est donc considérée homogène pour faciliter les calculs. La masse extraite correspond à la masse du polymère qui compose le film initial. La masse totale des particules supérieures à 2 mm est connue ainsi que la répartition des différents polymères identifiés dans chaque parcelle (Figure 21).

Dans le cas des parcelles où des films biodégradables ont été enfouis (P16-4-BIO, P18-3-BIO, et P18-4-BIO), il ne reste qu'une faible proportion de la masse enfouie, moins de 5 %. Il semble que les films aient subi divers phénomènes de dégradation et de biodégradation. Ainsi, plusieurs années après la dernière pose de paillage (2013 sur P16 et 2016 sur P18), il ne reste qu'une faible proportion en termes de masse. Dans le cas des parcelles ayant reçues des paillages en PE, ceux-ci ont été retirés, si cette dépose est totale il ne devrait pas avoir de particules dans la parcelle. Or, quelques particules noires identifiées comme du PE y sont retrouvées. Si, le même raisonnement que pour les autres parcelles est appliqué sur les parcelles PE, la proportion représentée par les particules extraites serait de moins de 5 %. Cette proportion est bien plus importante pour les parcelles paillées avec des films oxodégradables, en particulier pour P16-1-OXO où ce rapport est proche de 100 %. Cette forte proportion s'explique en partie par le fait que la répartition des résidus plastiques n'est pas homogène au sein de la parcelle. Si un échantillon a été effectué dans une zone de forte concentration de plastique, la masse mesurée peut être supérieure à la masse moyenne sur la parcelle, et donc potentiellement supérieure à la masse estimée enfouie.

De plus, il faut prendre ces résultats avec précautions car ces données ne prennent pas en compte les contaminations potentielles entre parcelles. Par exemple, les particules en PE retrouvées sur une parcelle paillée avec du PE ne proviennent pas forcément d'un film PE posé sur la parcelle en question. En effet, sur P16-3-PE, si toutes les particules supérieures à 2 mm sont identifiées comme étant du PE (Figure 21), la plupart d'entre elles sont translucides (Figure 19) et ne correspondent pas aux caractéristiques des films PE posés. Il s'agirait plutôt d'un transfert provenant d'une parcelle voisine paillée avec un film oxodégradable lui aussi composé de PE.

<table><caption>Tableau 5 : Rapport entre la masse des particules extraites et la masse estimée de films posés sur une parcelle.</caption><thead><tr><td>Parcelle</td><td>Type de paillage</td><td>Estimation de la masse enfouie dans la parcelle (mg/kg de sol)</td><td>Masse extraite en 2021 du polymère posés initialement (mg/kg de sol)</td><td>Rapport entre la masse enfouie estimée et la masse extraite</td></tr></thead><tbody><tr><td>P16-1-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>227,8</td><td>217,7</td><td>96 %</td></tr></tbody></table>
<table><tr><td>P16-2-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>131,2</td><td>49,5</td><td>38 %</td></tr><tr><td>P16-3-PE</td><td>PE (non enfoui)</td><td>0</td><td>4,4</td><td>1 %</td></tr><tr><td>P16-4-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>714,0</td><td>28,1</td><td>4 %</td></tr><tr><td>P18-1-PE</td><td>PE (non enfoui)</td><td>0</td><td>20,5</td><td>5 %</td></tr><tr><td>P18-2-OXO</td><td>Oxodégradable</td><td>170,2</td><td>19,7</td><td>12 %</td></tr><tr><td>P18-3-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>374,7</td><td>2,9</td><td>1 %</td></tr><tr><td>P18-4-BIO</td><td>Biodégradable</td><td>405,1</td><td>1,8</td><td>0 %</td></tr></table>

Un lien entre le type de paillage et sa capacité à contaminer les parcelles a pu être mis en évidence dans cette étude. Les paillages oxodégradables sont les plus problématiques en termes de contamination des sols. En revanche, un lien entre le nombre de poses de paillage et le taux de contamination des parcelles n'a pas été observé.

### 3.2.3. Evaluation de l'impact

#### 3.2.3.1.Analyse des communautés microbiennes

Plusieurs paramètres ont été étudiés dans le cadre des analyses des communautés microbiennes. Aucunes différences significatives n'ont été montrées entre P16 et P18 toutes modalités confondues que cela concerne la biomasse moléculaire microbienne (p-value = 0,12 Kruskal-Wallis) ou lae ratio 18S/16S (p-value = 0,37 Kruskal Wallis). Le type de film n'influe donc pas sur ces paramètres.

<figure><img src="image_42.png" /><figcaption>Figure 22 : Biomasse moléculaire microbienne mesurée sur les parcelles de l'essai à long terme (P16 et P18) en fonction du nom commercial du dernier film posé sur la parcelle (cf. Tableau 2).</figcaption></figure>

<figure><img src="image_43.png" /></figure>
<figure><img src="image_44.png" /><figcaption>Figure 23 : Ratio 18S/16S mesuré sur les parcelles de l'essai à long terme (P16 et P18) en fonction du nom commercial du dernier film posé sur la parcelle (cf. Tableau 2).</figcaption></figure>

Les analyses taxonomiques montrent, en effet, plutôt une différence liée à la parcelle, P16 ou P18, et non liée au type de film. L'abondance des différents genres bactériens a été analysée pour chaque échantillon, ceux-ci ont ensuite été regroupés selon leurs similarités (Figure 24). Deux groupes se distinguent, l'un correspondant aux échantillons prélevés sur P18, et l'autre aux échantillons de P16. Ainsi, l'influence du type de paillage n'est pas mise en évidence sur ces parcelles. Il s'agit plutôt d'un effet de parcelle. Les communautés microbiennes ne sont pas impactées par la présence de résidus plastiques dans les sols.

<figure><img src="image_45.png" /><figcaption>Figure 24 : Heatmap de l'abondance des genres bactériens dans les différents échantillons des parcelles d'essais sur le long terme.</figcaption></figure>

Rouge : peu abondant, blanc : très abondant.

### 3.2.3.2. Analyse des communautés de vers

<figure><img src="image_46.png" /></figure>
Les populations de vers de terre ont été recensées sur les 8 sous-parcelles en 2021. Aucune différence significative n'est observée entre P16 et P18 (p-value = 0,054 Wilcoxon). Au sein de la parcelle P16, il existe une différence significative entre P16-2-OXO et P16-3-PE (p-value = 0,02 Kruskal-Wallis). Sur l'autre parcelle, P18, il existe une différence de population de vers de terre entre les deux modalités biodégradables, P18-3-BIO et P18-4-BIO (p-value = 0,04 Kruskal-Wallis). Il n'y a pas de véritable tendance sur le fait qu'un type de film serait défavorable aux vers de terre. De même que pour l'analyse des communautés microbiennes, la présence de particules plastiques n'impacte pas les populations de vers de terre (Figure 25).

<figure><img src="image_47.png" /><figcaption>Figure 25 : Population des vers de terre en nombre par m² sur les parcelles de l'étude à long terme, P16 et P18.</figcaption></figure>

L'analyse des communautés de nématodes est seulement informative, car il n'y a pas de réplicats d'échantillonnage. Il y a en moyenne plus de nématodes sur P18 que sur P16, comme c'est également le cas pour les vers de terre (Figure 25, Figure 26). En revanche, l'influence du type de paillage n'est pas observée. Par exemple, le même type de film oxodégradable a été disposé sur P16-2-OXO et P18-2-OXO, pour autant il y a deux fois plus de nématodes sur P18-2-OXO que sur P16-2-OXO. La répartition des populations selon les 2 groupes fonctionnels est détaillée Figure 26. Les phytophages comprennent les phytoparasites et peuvent donc être délétères pour les cultures. En revanche, les nématodes bactérivores et fongivores font partie des nématodes libres, ils renseignent sur le compartiment microbien et la dynamique de la matière organique. En proportion, ils sont plus représentés sur les parcelles P18-2-OXO et P18-3-BIO, où les nématodes bactérivores sont environ 5 fois plus présents que dans les autres parcelles. Un lien avec le type de film est difficile à mettre en évidence. Ces parcelles étant l'une à côté de l'autre, il pourrait plutôt s'agir d'un effet de parcelle et pas du type de paillage.

<figure><img src="image_48.png" /><figcaption>Figure 26 : Population des nématodes en nombre pour 100 g de sol sur les parcelles P16 et P18.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_49.png" /></figure>
### 3.2.4. Conclusion & discussion

L'étude de la contamination des parcelles sur le long terme a permis de faire un état des lieux des quantités de particules toujours présentes dans le sol après plusieurs années sans paillage. Cette contamination résiduelle est plus ou moins importante selon le type de paillage considéré. En effet, le paillage des sols avec des films en PE retirés en fin de culture ou les films biodégradables permet de limiter la contamination du sol sur le long terme. En revanche, les films oxodégradables produisent une grande quantité de particules capables de perdurer dans le sol. Une des parcelles d'essai paillée avec Linagri® (PVC + additifs prooxidants) contient après plusieurs années sans paillage plus de 1000 particules/kg de sol. La commercialisation des films oxodégradables est désormais interdite. Si les parcelles paillées avec des films PE sont faiblement contaminées par des particules plastiques, du PE est tout de même retrouvé dans toutes les sous-parcelles étudiées. Qu'il provienne de paillage conventionnel en PE ou oxodégradable en PE, ce polymère n'est pas réellement biodégradable et contamine durablement les sols. Les résultats montrent qu'il reste moins de 5 % (en masse) de polymères biodégradables dans les parcelles où des paillages biodégradables ont été installés antérieurement. La biodégradation de ce type de paillage dans les sols est efficace et ne laisse que peu de résidus. Les analyses effectuées pour étudier l'impact de la présence de ces particules n'ont montré aucun effet significatif sur les populations microbiennes, de vers de terre ou nématodes. La présence de particules plastiques, parfois en grand nombre comme pour le cas de parcelle Linagri® n'impacte pas la qualité biologique du sol selon les tests effectués dans cette étude.

## 3.3. Dispositif expérimental pour la dégradation à court terme

### 3.3.1. Biodégradation des paillages selon la norme EN 17033

Les films biodégradables ont été caractérisés selon la norme NF EN 17033 de 2018 par PolyBioAid by IRMA. Pour être conforme à la norme, plusieurs critères doivent être remplis. La concentration de certains constituants est notamment réglementée, c'est le cas des métaux. Les concentrations des métaux pour les deux paillages Bionov® et Eurobio® sont inférieures aux limites autorisées. Ces deux films sont également conformes au niveau de leurs propriétés mécaniques. De plus, aucun des deux films ne présente d'activité oestrogénique. L'épaisseur mesurée du Bionov® est de 14,37 µm et sa densité est de 1,253 g.cm⁻³. Le film Eurobio® est également légèrement plus fin que l'épaisseur annoncée sur la bobine, 12,93 µm, et sa densité est de 1,367 g.cm⁻³.

Les essais normés de biodégradation sont conduits selon la méthode ISO 17556 et les exigences de EN 17033. L'analyse élémentaire du carbone organique total a été réalisée dans un premier temps. Cette mesure permet de déterminer la quantité théorique maximale de CO₂ pouvant être émis lors de la biodégradation complète du matériau. Les taux mesurés pour les films sont de 60,8 % et 53,4 % pour Bionov® et Eurobio®, respectivement. Le sol utilisé pour ces tests a été prélevé à la station d'Auray. L'essai dure au maximum 24 mois et est stoppé quand la biodégradation absolue du film est d'au moins 90 % et que le taux de la cellulose a atteint au moins 60 %. Les mesures de CO₂ sont faites régulièrement, environ toutes les deux semaines. Les tests de biodégradation normés ont démontré la conformité des films (Figure 27). La biodégradation absolue du Bionov® est de 99,3 % à 406 jours, ce qui fait une biodégradation relative à la cellulose supérieure à 100 % (pour rappel, la norme exige au moins 90 %). La biodégradation absolue de Eurobio® atteint 90,6 % à 595 jours, à ce stade, la biodégradation relative à la cellulose est supérieure à 100 %.

Sur les premiers mois du test, le taux de biodégradation des paillages est inférieur à celui de la cellulose. Ensuite, les films se dégradent plus rapidement. Le parallèle peut être fait avec l'utilisation des paillages biodégradables en plein champ. Ceux-ci doivent garder leurs propriétés mécaniques pour jouer leur rôle de paillage les premiers de leur utilisation. Ensuite, une fois enfoui dans le sol, l'objectif est qu'ils se dégradent rapidement.
<figure><img src="image_50.png" /><figcaption>Figure 27 : Cinétique de biodégradation des films Bionov® et Eurobio® selon les exigences de la norme EN 17033.
En gris : la cellulose (témoin) et en vert : le film de paillage.</figcaption></figure>

### 3.3.2. Dégradation des paillages en conditions environnementales (in situ)

En parallèle de l'application de la norme, la dégradation de ces mêmes films biodégradables a été
investiguée selon les conditions classiques d'utilisation par un marâcher. Le but étant de mettre en
perspective les données obtenues par la norme EN 17033. Dans le milieu ouvert que sont les parcelles
d'essai, ce n'est pas directement la biodégradation qui est mesurée, mais bien une quantité de plastique
au cours du temps. L'hypothèse est émise qu'une décroissance de cette quantité reflète la dégradation
et donc potentiellement la biodégradation du matériau initial. Le suivi est réalisé sur 24 mois après
l'incorporation des films dans le sol avec des prélèvements tous les 6 mois.

#### 3.3.2.1.Cinétique de dégradation des films

Les films biodégradables ont été enfouis le 30 septembre 2021 sur la parcelle P19, au lendemain de la récolte des potimarrons. Dans un premier temps, il est aisé d'observer une diminution de la contamination visuelle de la parcelle au cours du temps. C'est-à-dire qu'une disparition des plus grandes particules, supérieures à 5 mm, semble observée. L'extraction confirme cette observation, comme sur l'exemple d'une parcelle paillée avec Eurobio® aux 6 points de prélèvements (Figure 28). Pendant les 6 premiers mois d'enfouissement, la dégradation semble très active. Une diminution du nombre, mais aussi de la taille est observée. Entre 12 et 24 mois, peu d'évolution est observée (Figure 28).

<figure><img src="image_51.png" /></figure>
<figure><img src="image_52.png" /><figcaption>Figure 28 : Evolution du nombre des particules supérieures à 5 mm par kg de sol échantillonné sur la même parcelle Eurobio® pendant les 24 mois du suivi de la dégradation des paillages dans le sol (parcelle P19).</figcaption></figure>

Dans leur étude, Li et al. ont observé qu'après 2 ans et demi dans le sol, aucune particule supérieure à 5 mm n'est détectée. La même tendance est observée dans notre étude, où en moyenne 2 particules de cette taille sont extraites après 24 mois d'enfouissement (Li et al., 2023).

Ces observations sont appuyées par le dénombrement précis des particules à tous les temps de prélèvements, c'est-à-dire de l'état initial de la parcelle avant l'installation des films, jusqu'à la fin de l'expérimentation 24 mois après l'enfouissement des films. Les particules plastiques sont très majoritairement retrouvées sur les parcelles Bionov® et Eurobio®, les particules sur les parcelles en sol nu ou PE sont anecdotiques (Figure 29, Figure 30). A ce stade, il apparaît donc que les transferts de particules entre les planches soient inexistants. Pour rappel, un espace entre deux planches est d'environ 1,5 m, sans filet de protection.

Le nombre de particules augmente au cours du temps, avec plutôt une stabilisation voire une baisse entre 18 et 24 mois (Figure 29). Une augmentation plus importante est mise en évidence entre 12 et 18 mois. C'est, en effet, à cette période que le nombre des plus petites particules augmente fortement. Leur

<figure><img src="image_53.png" /></figure>
abondance étant en proportion bien plus importante que les fractions >2 mm, cela tire l'abondance totale à la hausse. En effet, l'évolution de la quantité des particules au cours du temps est dépendante de la taille considérée. Si le maximum d'abondance est au point de prélèvement t₀ pour les particules supérieures à 5 mm (Figure 31), celui-ci se déplace dans le temps pour les autres tailles. Le maximum se situe aux alentours du t₁₂ pour la fraction [5;2] mm (Figure 32), et plutôt vers t₁₈ pour les plus petites particules (Figure 33). Le même profil est observé pour les cinétiques des masses. Li *et al.* ont déterminé le maximum d'abondance des particules entre 0,1 et 5 mm 2 ans et demi après l'enfouissement des films dans le sol (Li *et al.*, 2023). Dans l'étude de *BIOMALEG*, le maximum se situe environ 1 an et demi après, mais la gamme de taille des particules considérés est différente, entre 0,5 et 5 mm.

Il reste donc, 24 mois après l'enfouissement des films une certaine quantité de particules, aux alentours de 500 particules/kg, ce qui n'est a priori pas négligeable. Pour autant, en comparant les masses aux différents points de prélèvement, les masses extraites à t₂₄ représentent 4% et 9% de la masse à l'enfouissement (t₀), pour Bionov® et Eurobio® respectivement. La perte de masse sur les particules >2 mm est d'au moins 90% pour ces films biodégradables. La synthèse détaillée des données est fournie Annexe C.

<figure><img src="image_54.png" /><figcaption>Figure 29 : Evolution du nombre des particules supérieures à 0,5 mm selon la modalité au cours du temps.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_55.png" /></figure>
<figure><img src="image_56.png" /><figcaption>Figure 30 : Vision globale de la masse des particules supérieures à 2 mm selon la modalité au cours du temps.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_57.png" /><figcaption>Figure 31 : Evolution des quantités en nombre (A) et en masse (B) des particules supérieures à 5 mm.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_58.png" /></figure>
<figure><img src="image_59.png" /><figcaption>Figure 32 : Evolution des quantités en nombre (A) et en masse (B) des particules de taille [5;2] mm.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_60.png" /><figcaption>Figure 33 : Evolution du nombre des particules de taille [2;0,5].</figcaption></figure>

### 3.3.2.2. Influence de l'année

La comparaison des résultats entre P19 et P20 n'est faite que sur les particules supérieures à 2 mm et sur les 12 premiers mois après l'enfouissement des films (cause fin de projet) (Figure 34 et Figure 35).
<figure><img src="image_61.png" /><figcaption>Figure 34 : Comparaison des quantifications en nombre (items/kg de sol sec) de la contamination du sol de P19 et P20 sur les 12 premiers mois après l'enfouissement.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_62.png" /><figcaption>Figure 35 : Comparaison des masses de particules (mg/kg de sol sec) de la contamination du sol de P19 et P20 sur les 12 premiers mois après l'enfouissement.</figcaption></figure>

Les différences à t₀ peuvent être dues au niveau de dégradation du film au moment de l'enfouissement dépendant des conditions climatiques durant son utilisation. Par exemple, plus le film sera cassant et fragile au moment de l'enfouissement, plus le nombre de particules formées sera important. Pour le reste, les niveaux de contamination entre P19 et P20 sont équivalents. Il ne semble pas avoir d'influence de la saison sur la cinétique de dégradation des films.

### 3.3.2.3. Aspect physique et nature chimique des particules

Quasiment toutes les particules sont des films fins noirs (Figure 36). Ces particules majoritaires semblent être issues de la dégradation des films de paillage installés. Elles ne sont par ailleurs pas observées ou seulement exceptionnellement au niveau des modalités sol nu ou PE.
<figure><img src="image_63.png" /><figcaption>Figure 36 : Exemple de particules extraites dans la gamme [2;0,5] mm pour un échantillon Eurobio® à t₁₈.</figcaption></figure>

Des analyses par spectroscopie IRTF-ATR ont tout de même été menées afin de confirmer l'origine des films, c'est à dire issu de films biodégradables ou PE. Il n'est, en revanche, pas possible de savoir si le film provient du Bionov® ou Eurobio®.

Deux particules noires extraites de la modalité PE ont été analysées, il s'agit dans les deux cas de PE (Figure 37). Les 4 pics caractéristiques de PE sont également retrouvés dans les particules analysées. Le pic qui apparaît autour de 1000 cm⁻¹ n'est présent que sur les particules extraites, il correspond à la signature chimique de matières organiques et inorganiques.

<figure><img src="image_64.png" /><figcaption>Figure 37 : Spectres en infrarouge des deux particules noires extraites des modalités PE.</figcaption></figure>

Dans le cas des particules noires extraites sur les modalités Bionov® et Eurobio®, une vingtaine d'entre elles ont été analysées de façon aléatoire dans la gamme de taille [5;2] mm aux temps t₀ et t₆. Toutes correspondent à des films biodégradables (Figure 38), les profils d'absorbance des particules extraites sont similaires à ceux du Bionov® et Eurobio®. La principale différence est l'apparition d'un pic correspondant à des matières organiques et inorganiques (autour de 1000 cm⁻¹), potentiellement présente

<figure><img src="image_65.png" /></figure>
sur les particules extraites des sols. Il est donc considéré que toutes les particules retrouvées dans ces parcelles sont bien issues des films de paillages biodégradables Bionov® et Eurobio®.

<figure><img src="image_66.png" /><figcaption>Figure 38 : Exemples de spectres infrarouge des particules extraites sur modalités Bionov® et Eurobio® comparés aux spectres des films commerciaux.</figcaption></figure>

### 3.3.3. Évaluation de l'impact

#### 3.3.3.1. Analyse des communautés microbiennes

L'objectif est de déterminer les effets du paillage et de son enfouissement sur les communautés microbiennes. Dans cette section, seules les résultats des premiers échantillonnages sur P19 seront présentés : état initial de la parcelle Ti, biofilm adhérent au paillage prélevé avant enfouissement T-1, et T0 de l'enfouissement. L'effet du paillage du sol pendant une saison de culture sera donc évalué. De même que l'influence du type de paillage sur le biofilm microbien qui s'y forme. En revanche, l'effet de l'enfouissement sur plus long terme ne sera pas présenté, les résultats étant en cours de production.

La BMM est significativement plus importante sur le sol au contact direct des paillages biodégradables (p-value = 0,048 Kruskal-Wallis). Cette augmentation est spécifique des paillages biodégradables car n'est pas observée sur les films en PE qui a une BMM comparable au sol initial.
<figure><img src="image_67.png" /><figcaption>Figure 39 : Evolution de la BMM sur la parcelle P19 (t<sub>i</sub>, sol adhérent au paillage t<sub>i-1mois</sub>, et t<sub>0</sub>).</figcaption></figure>

La ratio 18S/16S donne le rapport entre les populations fongiques et les populations bactériennes. Une augmentation significative est observée sur les sols adhérents aux paillages (p-value = 3,16.10<sup>-3</sup>). Cela témoigne d'une augmentation de la population fongique sur les paillages. Cette augmentation est d'autant plus forte sur le film PE que sur les films biodégradables (Figure 40).

<figure><img src="image_68.png" /><figcaption>Figure 40 : Evolution du ratio 18S/16S sur la parcelle P19 (t<sub>i</sub>, sol adhérent au paillage t<sub>i-1mois</sub>, et t<sub>0</sub>).</figcaption></figure>

Comparativement aux films en PE, le sol adhérent aux films biodégradables possède une quantité de microorganismes plus importante. La structure de cette communauté diffère également de celle présente sur les films PE.

Les analyses taxonomiques permettent de comprendre de manière plus détaillée les modifications de structure des communautés. La classification des échantillons selon leurs similarités de structure au niveau des phylums bactériens permet de distinguer 3 groupes. Le premier concerne tous les échantillons de sol adhérent sur les parcelles paillées. Le second concerne les prélèvements à l'état initial, c'est-à-dire avant toutes poses de films. Le troisième concerne les prélèvements effectués juste après l'enfouissement et

<figure><img src="image_69.png" /></figure>
ceux réalisés avant l'enfouissement sur la modalité sol nu. Les deux derniers groupes sont assez similaires (Figure 41). Cette distinction en 3 groupes principaux est moins visible sur la heatmap des classes de champignons (Figure 42). Pour autant, il est possible d'observer de fortes similarités entre les sols adhérents des parcelles paillées, avec notamment la forte abondance des Sordariomycetes (Figure 42) et également visible Figure 43.

<figure><img src="image_70.png" /><figcaption>Figure 41 : Heatmap de l'abondance des phylums bactériens dans les différents échantillons de l'essai à court terme. Rouge : peu abondant, blanc : très abondant.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_71.png" /><figcaption>Figure 42 : Heatmap de l'abondance des classes fongiques dans les différents échantillons de l'essai à court terme. Rouge : peu abondant, blanc : très abondant.</figcaption></figure>

La fréquence de certains phylums bactériens et classes fongiques a été analysé par échantillon. Cela permet de mettre en lumière les différences taxonomiques (Figure 43). Les Bacteroidota sont peu abondants dans le sol à l'état initial (Ti), en revanche, ils sont présents sur les sols adhérents aux paillages (T-1), d'autant plus si le film est biodégradable. Concernant les Actinobacteriota, ce phylum est légèrement plus présent sur les sols adhérents aux biodégradables que dans le sol à l'état initial. Ce phylum est très abondant sur les paillages PE. Dans une moindre mesure, il est plus abondant dans le sol préalablement paillé par le PE que sur celui paillé par les films biodégradables. Les Actinobacteriota
semblent impliqués dans la dégradation du PE (Soleimani et al., 2021), ce qui expliquerait leur présence plus importante dans la modalité PE. Il a précédemment été montré dans la littérature que les communautés présentes sur les films sont différentes du sol environnant. En particulier, des phylums impliqués dans la dégradation des plastiques sont favorisés comme les Proteobacteria, Actinobacteria, et Bacteroidetes (Han et al., 2023). Ces trois mêmes phylums sont également plus abondants sur les sols adhérents dans notre étude.

Les Sordariomycetes sont plus abondants (fréquence proche de 100%) sur les sols adhérents aux paillages que dans le sol non paillé et le sol après enfouissement (T0). Ce type de champignons est connu pour être impliqués dans la dégradation de plastiques (Ekanayaka et al., 2022). Les Mortierellomycotina sont à l'inverse moins abondants dans le sol adhérent que dans le sol non paillé. Les Glomeromycetes sont peu abondants dans les sols adhérents et dans les sols après enfouissement en comparaison à l'état initial.

<figure><img src="image_72.png" /><figcaption>Figure 43 : Fréquence des phylums bactériens (Bacteroidota, Actinobacteriota, Proteobacteria) et des classes de champignons (Sordariomycetes, Mortierellomycotina, Glomeromycetes) en fonction des échantillons.</figcaption></figure>

### 3.3.3.2. Analyse des communautés de vers

Les populations de vers de terre ont été recensées à différents temps sur les parcelles P19 et P20. En moyenne, la population à l'état initial est de 132 individus/m². C'est en deçà de la moyenne française de 264 individus/m² (sur la période 2005-2015, données naturefrance). Six mois après l'enfouissement des films, il n'y a pas de différence significative au niveau des vers de terre. En revanche, la population est significativement plus importante à t₁₈ (Figure 44). Le sol étant travaillé avant l'installation des paillages et au moment de leur enfouissement, ceci peut engendrer des perturbations voire des dommages physiques sur les vers de terre. La population se reconstituant petit à petit, l'abondance est plus importante à t₁₈. La

<figure><img src="image_73.png" /></figure>
présence de particules plastiques quel que soit le type de film, n'a pas impacté les populations de vers de terre.

<figure><img src="image_74.png" /><figcaption>Figure 44 : Abondances des vers de terre sur la parcelle P19 à différents temps avant et après l'enfouissement des films.</figcaption></figure>

Le nombre de vers de terre sur modalité PE est significativement plus faible que sur les modalités sol nu et Bionov® (p-value = 8,32.10⁻³ Kruskal-Wallis) 6 mois après l'enfouissement. Le nombre de vers de terre augmente au cours du temps sur les parcelles. L'abondance est significativement plus important sur la parcelle Bionov® que sur les modalités PE et Eurobio® 18 mois après l'enfouissement (p-value = 5,15.10⁻³ Kruskal-Wallis). D'après ces résultats, l'utilisation du paillage biodégradable Bionov® serait favorable à la présence de vers de terre comparativement au film PE. Il est à noter que même si le film en PE a été retiré du champ, un passage au rotavator a tout de même été réalisé pour avoir une conduite similaire aux modalités biodégradables.

Les parcelles P19 et P20 ont le même profil (Figure 45). L'abondance est significativement différente entre P19 et P20 sur la modalité sol nu (p-value = 0,03 Mann-Whitney). En revanche, pour les parcelles ayant été paillées, aucunes différences significatives ne sont observées.

<figure><img src="image_75.png" /><figcaption>Figure 45 : Abondances des vers de terre 6 mois après l'enfouissement sur P19 et P20 selon les modalités de paillage.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_76.png" /></figure>
Du côté des populations de nématodes, l'abondance reste plutôt stable dans le temps (Figure 46). Une légère diminution est observée 6 mois après l'enfouissement des films, quelle que soit la modalité. Cette diminution ne semble pas due à la présence de particules plastiques dans le sol. De plus, des indices et scores sont établies par ELISOL pour chacune des parcelles selon un référentiel de conduite « prairie ». Toutes les prairies sont caractérisées comme étant dans un bon été biologique, sauf la modalité sol nu à t18mois. Il y a en proportion plus de nématodes dits bactérivores sur cette parcelle, mais il s'agit plutôt d'un effet de l'environnement. Un impact délétère du paillage sur les nématodes n'est pas montré dans cette étude.

<figure><img src="image_77.png" /><figcaption>Figure 46 : Population des nématodes en nombre pour 100 g de sol selon la modalité sur P19.</figcaption></figure>

### 3.3.3.3. Analyse de la germination

La qualité de la germination d'orge et de radis a été évaluée sur les sols de l'essai de dégradation à court terme sur P19. Ces tests de germination n'ont pas montré l'influence de la présence de particules plastiques et des produits de dégradation des paillages. En effet, les taux de germination ne sont pas modifiés significativement à aucun point de mesure après l'enfouissement des films (Figure 47 et Figure 48). De la même manière, aucune différence significative n'est observée sur la biomasse obtenue après chacun des tests.

<figure><img src="image_78.png" /><figcaption>Figure 47 : Taux de levée des semis d'orge en fonction du temps après l'enfouissement des paillages.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_79.png" /></figure>
<figure><img src="image_80.png" /><figcaption>Figure 48 : Taux de levée des semis de radis en fonction du temps après l'enfouissement des paillages.</figcaption></figure>

### 3.3.4. Quantification des particules sur la peau de potimarron

#### 3.3.4.1. Données de récolte

En 2021, les paillages ont été installés sur P19 le 2 juin puis les potimarrons semés. Les potimarrons ont été récoltés le 29 septembre, soit après 119 jours de culture.

Au total, 1,6 tonne de potimarrons ont été récoltées. Ils ont une masse comprise entre 1,5 et 2 kg. Les potimarrons qui n'étaient pas au contact du paillage représentent 20 % de la récolte. Les potimarrons souillés par des particules plastiques étaient forcément sur les films biodégradables Bionov® et Eurobio®. Ces derniers représentent environ 60 % des potimarrons par répétition. Une vingtaine de potimarrons ont été conservés par répétition pour l'analyse de la contamination plastique.

#### 3.3.4.2. Contamination de la peau

Les potimarrons sont des fruits cultivés directement au contact de films de paillage. L'utilisation de films biodégradables est répandue pour ce type de culture. Cependant, en fin de culture, des fragments plus ou moins grands de films sont observés sur leur peau (Figure 49).
<figure><img src="image_81.png" /><figcaption>Figure 49 : Exemple d'un potimarron après récolte, souillé par des fragments de paillage plastique.</figcaption></figure>

Les particules plastiques adhérées à la peau sont extraites selon le protocole présenté section 2.3.4.2. Si aucune particule n'a été observée et extraite sur les potimarrons des modalités sol nu et PE, ce n'est pas le cas sur les paillages biodégradables. La proportion de plastique a été calculée en masse de plastique par masse du potimarron. En moyenne, cette quantité est de 2,8 et 1,7 mg/kg de potimarron pour les modalités Bionov® et Eurobio®, respectivement (Figure 50). Il n'y a pas de différence significative entre ces deux paillages biodégradables en terme de souillure des potimarrons par du plastique. La masse de plastique est celle incrustée dans la peau, c'est-à-dire toujours présente après l'étape de rinçage de la peau. Cette étape de rinçage à l'eau de la peau mime en quelque sorte le brossage effectué sur les potimarrons avant leur vente. Elle permet d'enlever la majorité des résidus plastiques présents sur la peau après la récolte (Figure 51). L'analyse de la contamination plastique de cette eau a été réalisée sur 3 échantillons pour chaque modalité. Il existe une différence significative entre les modalités Bionov® et Eurobio® (p-value = 0,02 Kruskal-Wallis). Si les masses dans la peau et dans l'eau de rinçage sont additionnées, il apparaît que les potimarrons ayant été cultivés sur les paillages Bionov® sont plus contaminés par des résidus de films que ceux cultivés sur Eurobio®. Une caractéristique des films qui peut expliquer en partie cette différence est le poids au m². Celui-ci est de 18,0 g/m² pour Bionov® et de 17,7 pour Eurobio®.

<figure><img src="image_82.png" /><figcaption>Figure 50 : Masses des résidus plastiques extraits de la peau des potimarrons en mg/kg de fruit.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_83.png" /></figure>
<figure><img src="image_84.png" /><figcaption>Figure 51 : Masses des résidus plastiques éliminés lors du rinçage des potimarrons en mg/kg de fruit.</figcaption></figure>

La recherche de corrélation entre les caractéristiques physiques du potimarron et la quantité de plastique dans la peau a été menée. Les tests statistiques ne montrent pas de relation linéaire entre la quantité de plastique et : le poids du potimarron (p-value= 0,18 Pearson), la taille (p-value = 0,79), la circonférence (p-value = 0,50), la surface de la peau calculée (p-value = 0,48), le masse de peau analysée (p-value = 0,62). Le calibre du potimarron n'influe donc pas sur la quantité de particules incrustées dans la peau.

### 3.3.4.3. Recherche de particules dans la chair du fruit

La recherche de particules dans la chair de potimarron a été réalisée sur la récolte de 2022 (parcelle P20). Quelques particules noires ont été observées dans plusieurs extraits. Leur analyse chimique par MEB permet de suspecter une origine liée au paillage du sol. Cependant, il faut prendre des précautions quant à ces résultats. La présence de particules plastiques pouvant être à la découpe du potimarron, le couteau pouvant introduire des particules de la peau vers la chair. Cette expérimentation nécessiterait d'être réitérée pour confirmer ou non ces résultats.

### 3.3.5. Conclusion & discussion

La dégradation de deux paillages biodégradables a été étudiée sur deux ans après une seule pose de film. Les conclusions ne portent donc pas sur des apports itératifs de film et les potentielles concentrations de fragments issus de ces apports. Ces paillages, Bionov® et Eurobio® sont conformes à la norme EN 17033. C'est-à-dire qu'en conditions de laboratoire leur biodégradation est d'au moins 90 % relativement à la cellulose (cf. 3.3.1). Et, cette biodégradation ne produit pas de toxicité. La dégradation de ces mêmes films a été menée en plein champ en conditions d'usages par un maraîcher. Après l'enfouissement des films dans le sol, le nombre de particules >500 µm augmente au cours du temps, une stabilisation autour de 500 particules/kg de sol est observée à t24mois. Il est important de mettre ces résultats en perspective de la masse de plastique. En effet, la masse diminue très fortement dans les 6 premiers mois de dégradation. Celle-ci diminue d'un facteur 21 pour la modalité Bionov® et d'un facteur 6 pour le film Eurobio®. La cinétique de fragmentation et dégradation observée est similaire à l'étude récente menée par Li *et al.* (2023). Les résultats de cette étude montrent un maximum d'abondance de particules après 2 ans et demi d'enfouissement. Il serait intéressant de poursuivre de suivi de la parcelle P19 au-delà des 24 mois d'enfouissement. La modélisation de la dégradation de ces paillages biodégradables montre qu'il faudrait entre 21 et 58 mois pour atteindre 90 % de dégradation (Griffin-LaHue et al., 2022). Cependant, notre étude montre qu'en 24 mois il reste moins de 10 % de la masse des films mesurée à t0.

<figure><img src="image_85.png" /></figure>
La présence de particules plastiques et les produits issues de la dégradation des paillages en un apport de film sur les sols ne provoque pas de modifications des communautés de vers et n'influence pas la germination d'orge et de radis. Les paillages biodégradables sont dégradés et décomposés par les microorganismes du sol. Des communautés microbiennes différentes du sol environnant ont été observée sur le sol directement au contact du paillage. Ces communautés microbiennes pourraient contenir des bactéries ayant des fonctionnalités spécifiques liées à la dégradation de polymères complexes.
# 4. Valorisation du projet

Les résultats obtenus au cours du projet BIOMALEG permettent de mieux comprendre la fin de vie des paillages biodégradables dans l'environnement. D'importants enjeux animent la filière des plastiques agricoles, et ce projet a été très suivi par les différents acteurs. C'est pourquoi, les communications faites se sont adressées à différents publics, à la fois dans des salons dédiés à l'agriculture et lors de conférences scientifiques nationales et internationales. Plusieurs articles sont également parus dans le magazine Plasticulture et des articles scientifiques valorisant les résultats obtenus dans BIOMALEG sont en cours d'écriture. Les premiers résultats sur le projet ont fait l'objet d'un article « BIOMALEG : des premiers résultats prometteurs pour les films de paillage biodégradables » paru dans le numéro 142 de Plasticulture. D'autres articles, en lien avec la thématique du projet, ont aussi été publiés :

* « Continents of plastics: an estimate of the stock of microplastics in agricultural soil », M. Kedzierski, D. Cirederf, M. Palazot, M. Yvin, S. Bruzaud, Sci. Total Environ. 2023, 880, 163294.

* « Contamination des sols par les plastiques et les microplastiques », M. Palazot, L. Soccalingame, M. Yvin, D. Cirederf, M. Kedzierski, S. Bruzaud, Techniques de l'Ingénieur 2022, AM9010.

Une liste non exhaustive de communications réalisées au cours du projet est résumée Tableau 6.

<table><caption>Tableau 6 : Liste non exhaustives des communications orales effectuées dans la cadre du projet.</caption><thead><tr><td>Date</td><td>Lieu</td><td>Cadre</td><td>Format</td><td>Présentateur</td><td>Titre</td></tr></thead><tbody><tr><td>30/11/2021</td><td>Lorient</td><td>Journées techniques ADEME micro/nanoplastiques dans les milieux solides</td><td>Présentation orale</td><td>Marion Yvin et Maët Le Lan</td><td>Présentation du projet</td></tr><tr><td>20/09/2022</td><td>Auray</td><td>Portes ouvertes, 50 ans de la station d'Auray</td><td>Posters</td><td>Marion Yvin</td><td>Présentation du projet</td></tr><tr><td>01/12/2022</td><td>Lyon</td><td>Symposium métrologie de la pollution plastique dans le continuum terre-mer</td><td>Présentation orale</td><td>Marion Yvin</td><td>Fin de vie des paillages biodégradables – Quelles sont les méthodes d'extraction applicables aux MP biodégradables ?</td></tr><tr><td>18/01/2023</td><td>Angers</td><td>SIVAL</td><td>Présentation orale</td><td>Maët Le Lan</td><td>Paillages biodégradables : contexte, définitions et fin de vie des films</td></tr><tr><td>11/09/2023</td><td>Piacenza (Italie)</td><td>AgriFoodPlast</td><td>Présentation orale</td><td>Marion Yvin</td><td>Degradation and end-of-life of biodegradable plastic mulches in soils</td></tr></tbody></table>
Conclusion et perspectives

Le projet BIOMALEG a apporté une meilleure compréhension du devenir des paillages plastiques, en particulier des paillages biodégradables dans les sols agricoles. Le devenir de ces paillages plastiques a été étudié à long terme après plusieurs années de cycles de pose/enfouissement. Ainsi, les parcelles paillées antérieurement avec des films oxodégradables sont fortement contaminées par des particules plastiques. Plus de 1000 particules/kg de sol ont été recensées dans une parcelle paillée avec un film oxodégradable à base de PVC. Concernant les films biodégradables et les films conventionnels en PE, les taux de contamination du sol sont similaires alors que le PE est retiré du champ après récolte. Les films biodégradables seraient donc plus avantageux sur le long terme. Un focus sur la cinétique de dégradation des paillages biodégradables a été fait. Après 24 mois d'enfouissement dans le sol, il reste moins de 10 % de la masse initialement enfouie. La dégradation dans le sol est plutôt rapide et efficace. De plus, aucun impact toxique n'a été observé durant la dégradation sur les populations de vers de terre ou nématodes. Une plastisphère différente du sol environnant a été mise en lumière sur les paillages juste avant leur enfouissement dans le sol. D'après les analyses taxonomiques, il apparaît qu'une communauté liée spécifiquement à la dégradation de plastique s'y serait installée.

Ce projet a suscité un vif intérêt de la part des utilisateurs de paillage et des acteurs industriels des plastiques biosourcés et biodégradables.

Il serait intéressant de poursuivre le suivi de dégradation après 24 mois d'enfouissement. En effet, s'il reste moins de 10 % du film initial, la fragmentation se poursuit en de plus petites particules. Connaître le devenir des plus petites particules, en dessous de 500 µm, voire jusqu'à l'échelle nanométrique permettrait d'avoir une vision globale de la dégradation dans les sols. Les nanoplastiques ont la capacité de franchir les barrières biologiques. Potentiellement, ces nanoplastiques pourraient être intégrés dans les végétaux cultivés sur un sol où des paillages ont été enfouis. Il serait ainsi intéressant d'étudier le transfert de ces particules vers les plantes. Les essais menés dans le cadre de BIOMALEG ont montré qu'un sol contaminé par des résidus de dégradation des paillages n'a pas d'impact sur la germination. Enfin, des communautés microbiennes spécifiques aux films de paillages biodégradables ont été mises en évidences. D'après les premières analyses taxonomiques, certaines bactéries ou champignons sont sur-représentés dans ces communautés et pourrait avoir des fonctions dans la dégradation de plastiques. Une analyse en profondeur de ces communautés permettrait de mettre en évidence des microorganismes potentiellement dégradeurs de paillage biodégradables.
ADEME, Mortas N., Thevenin N., Ehrhardt F., Ruidavets L., Rabat C., Kedzierski M., Cirederf D., Yeuch V., Durand G., Caurant A, Goulitquer S., Even A., Maisonnat S., Cuny-Yesbergenova Z., 2024. Microplastiques présents dans les produits résiduaires organiques en France métropolitaine. 81 pages.

Astner, A.F., Gillmore, A.B., Yu, Y., Flury, M., DeBruyn, J.M., Schaeffer, S.M., Hayes, D.G., 2023. Formation, behavior, properties and impact of micro- and nanoplastics on agricultural soil ecosystems (A Review). Nanol Impact 100474. https://doi.org/10.1016/j.impact.2023.100474

Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M.B., Janssen, C.R., 2013. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Marine Pollution Bulletin 70, 227-233. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2013.03.009

Cutroneo, L., Reboa, A., Geneselli, I., Capello, M., 2021. Considerations on salts used for density separation in the extraction of microplastics from sediments. Mar Pollut Bull 166, 112216. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2021.112216

Ekanayaka, A.H., Tibpromma, S., Dai, D., Xu, R., Suwannarach, N., Stephenson, S.L., Dao, C., Karunarathna, S.C., 2022. A Review of the Fungi That Degrade Plastic. Journal of Fungi 8, 772. https://doi.org/10.3390/jof8080772

Fojt, J., David, J., Přikryl, R., Řezáčová, V., Kučerík, J., 2020. A critical review of the overlooked challenge of determining micro-bioplastics in soil. Science of The Total Environment 745, 140975. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.140975

Ghimire, S., Hayes, D., DeVetter, L.W., Inglis, D., Cowan, J.S., Miles, C.A., 2018. Biodegradable plastic mulch and suitability for sustainable and organic agriculture.

Griffin-LaHue, D., Ghimire, S., Yu, Y., Scheenstra, E.J., Miles, C.A., Flury, M., 2022. In-field degradation of soil-biodegradable plastic mulch films in a Mediterranean climate. Science of The Total Environment 806, 150238. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.150238

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Oliveri Conti, G., Ferrante, M., Banni, M., Favara, C., Nicolosi, I., Cristaldi, A., Fiore, M., Zuccarello, P., 2020. Micro- and nano-plastics in edible fruit and vegetables. The first diet risks assessment for the general population. Environmental Research 187, 109677. https://doi.org/10.1016/j.envres.2020.109677

Palazot M., Froger C., Kedzierski M., ADEME, 2023. Projet MICROSOF : Recherche microplastiques dans 33 sols français. 32 pages.

Qiang, L., Hu, H., Li, G., Xu, J., Cheng, J., Wang, J., Zhang, R., 2023. Plastic mulching, and occurrence, incorporation, degradation, and impacts of polyethylene microplastics in agroecosystems. Ecotoxicology and Environmental Safety 263, 115274. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2023.115274

Soleimani, Z., Gharavi, S., Soudi, M., Moosavi-Nejad, Z., 2021. A survey of intact low-density polyethylene film biodegradation by terrestrial Actinobacterial species. Int Microbiol 24, 65–73. https://doi.org/10.1007/s10123-020-00142-0

Touchaleaume, F., Angellier-Coussy, H., César, G., Raffard, G., Gontard, N., Gastaldi, E., 2018. How Performance and Fate of Biodegradable Mulch Films are Impacted by Field Ageing. J Polym Environ 26, 2588–2600. https://doi.org/10.1007/s10924-017-1154-7

Rapport annuel d'activité du Comité français des Plastiques en Agricultures (CPA) de 2022. https://www.plastiques-agricoles.com/documentation-du-cpa/

Rapport d'activité ADIVALOR de 2022. https://www.adivalor.fr/ADIVALOR/telechargement-rapport.html
# INDEX DES TABLEAUX ET FIGURES

## TABLEAUX

<table><tr><td>Tableau 1 : Partenaires du projet</td><td>9</td></tr><tr><td>Tableau 2 : Synthèse de l'historique des poses de paillages plastiques sur les parcelles historiques P16 et P18</td><td>13</td></tr><tr><td>Tableau 3 : Informations sur les films posés sur P19 et P20</td><td>16</td></tr><tr><td>Tableau 4 : Estimation de la masse des paillages posés, et le nombre d'années de paillage sur chacune des parcelles</td><td>31</td></tr><tr><td>Tableau 5 : Rapport entre la masse des particules extraites et la masse estimée de films posés sur une parcelle</td><td>32</td></tr><tr><td>Tableau 6 : Liste non exhaustives des communications orales effectuées dans la cadre du projet</td><td>54</td></tr></table>

## FIGURES

<table><tr><td>Figure 1 : Structure des différentes tâches du projet</td><td>10</td></tr><tr><td>Figure 2 : Résumé des études et analyses réalisées sur le dispositif ancien</td><td>11</td></tr><tr><td>Figure 3 : Vue aérienne de P16 et P18 à la station d'Auray (47°65'94.2"N, 02°96'94.3"W)</td><td>11</td></tr><tr><td>Figure 4 : Disposition des 8 parcelles élémentaires en fonction du type de film</td><td>12</td></tr><tr><td>Figure 5 : Stratégie d'échantillonnage sur les parcelles historiques</td><td>12</td></tr><tr><td>Figure 6 : Résumé des études et analyses réalisées sur le dispositif récent</td><td>14</td></tr><tr><td>Figure 7 : Vue aérienne de P19 et P20 à la station d'Auray (47°65'94.2"N, 02°96'94.3"W)</td><td>15</td></tr><tr><td>Figure 8 : Disposition des modalités sur les parcelles P19 (gauche) et P20 (droite)</td><td>15</td></tr><tr><td>Figure 9 : Stratégie d'échantillonnage sur les parcelles récentes</td><td>17</td></tr><tr><td>Figure 10 : Résumé du processus d'extraction et de caractérisation des particules plastiques issues de sols</td><td>20</td></tr><tr><td>Figure 11 : Etapes de l'extraction des particules incrustées dans la peau de potimarron</td><td>21</td></tr><tr><td>Figure 12 : Exemple d'un extrait filtré sur 100 µm obtenu après traitement de la peau de potimarron</td><td>21</td></tr><tr><td>Figure 13 : Observations au MEB de la surface des paillages après vieillissement et traitement chimique</td><td>25</td></tr><tr><td>Figure 14 : Profil de la composition chimique de la surface des films de paillage Bionov® et Eurobio®, et de la peau de potimarron</td><td>26</td></tr><tr><td>Figure 15 : Vision globale des quantités en nombre et en masse des particules extraites sur les parcelles P16 et P18 du dispositif à long terme. En bleu : paillage PE, en orange : paillage oxodégradable, en vert : paillage biodégradable</td><td>27</td></tr><tr><td>Figure 16 : Vision globale du nombre de particules plastiques en fonction de la taille des particules sur les parcelles du dispositif à long terme</td><td>28</td></tr><tr><td>Figure 17 : Exemples de particules de taille supérieure à 5 mm extraites des échantillons de sols</td><td>29</td></tr><tr><td>Figure 18 : Distribution des particules selon leur forme, en moyenne par kg de sol sur chaque parcelle</td><td>29</td></tr><tr><td>Figure 19 : Distribution des particules selon leur couleur, en moyenne par kg de sol sur chaque parcelle</td><td>30</td></tr><tr><td>Figure 20 : Distribution des particules selon leur nature chimique, en moyenne par kg de sol pour chaque parcelle</td><td>30</td></tr><tr><td>Figure 21 : Distribution des particules supérieures à 2 mm en fonction de la nature chimique identifiée. PVC : Polyvinyl chloride, Biodégradable : Polyester biodégradable, PE : Polyéthylène, PS : Polystyrène, PP : Polypropylène, ND : nature chimique non déterminée</td><td>31</td></tr><tr><td>Figure 22 : Biomasse moléculaire microbienne mesurée sur les parcelles de l'essai à long terme (P16 et P18) en fonction du nom commercial du dernier film posé sur la parcelle (cf. Tableau 2)</td><td>33</td></tr><tr><td>Figure 23 : Ratio 18S/16S mesuré sur les parcelles de l'essai à long terme (P16 et P18) en fonction du nom commercial du dernier film posé sur la parcelle (cf. Tableau 2)</td><td>34</td></tr><tr><td>Figure 24 : Heatmap de l'abondance des genres bactériens dans les différents échantillons des parcelles d'essais sur le long terme. Rouge : peu abondant, blanc : très abondant</td><td>34</td></tr><tr><td>Figure 25 : Population des vers de terre en nombre par m² sur les parcelles de l'étude à long terme, P16 et P18</td><td>35</td></tr><tr><td>Figure 26 : Population des nématodes en nombre pour 100 g de sol sur les parcelles P16 et P18</td><td>35</td></tr><tr><td>Figure 27 : Cinétique de biodégradation des films Bionov® et Eurobio® selon les exigences de la norme EN 17033. En gris : la cellulose (témoin) et en vert : le film de paillage</td><td>37</td></tr></table>

<figure><img src="image_86.png" /></figure>
<table>
  <tbody>
    <tr>
      <td>Figure 28 : Evolution du nombre des particules supérieures à 5 mm par kg de sol échantillonné sur la même parcelle Eurobio® pendant les 24 mois du suivi de la dégradation des paillages dans le sol (parcelle P19).</td>
      <td>38</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 29 : Evolution du nombre des particules supérieures à 0,5 mm selon la modalité au cours du temps.</td>
      <td>39</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 30 : Vision globale de la masse des particules supérieures à 2 mm selon la modalité au cours du temps.</td>
      <td>40</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 31 : Evolution des quantités en nombre (A) et en masse (B) des particules supérieures à 5 mm.</td>
      <td>40</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 32 : Evolution des quantités en nombre (A) et en masse (B) des particules de taille [5;2] mm.</td>
      <td>41</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 33 : Evolution du nombre des particules de taille [2;0,5].</td>
      <td>41</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 34 : Comparaison des quantifications en nombre (items/kg de sol sec) de la contamination du sol de P19 et P20 sur les 12 premiers mois après l'enfouissement.</td>
      <td>42</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 35 : Comparaison des masses de particules (mg/kg de sol sec) de la contamination du sol de P19 et P20 sur les 12 premiers mois après l'enfouissement.</td>
      <td>42</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 36 : Exemple de particules extraites dans la gamme [2;0,5] mm pour un échantillon Eurobio® à t<sub>18</sub>.</td>
      <td>43</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 37 : Spectres en infrarouge des deux particules noires extraites des modalités PE.</td>
      <td>43</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 38 : Exemples de spectres infrarouge des particules extraites sur modalités Bionov® et Eurobio® comparés aux spectres des films commerciaux.</td>
      <td>44</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 39 : Evolution de la BMM sur la parcelle P19 (t<sub>i</sub> sol adhérent au paillage t<sub>1mois</sub>, et t<sub>0</sub>).</td>
      <td>45</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 40 : Evolution du ratio 18S/16S sur la parcelle P19 (t<sub>i</sub> sol adhérent au paillage t<sub>1mois</sub>, et t<sub>0</sub>).</td>
      <td>45</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 41 : Heatmap de l'abondance des phylums bactériens dans les différents échantillons de l'essai à court terme. Rouge : peu abondant, blanc : très abondant.</td>
      <td>46</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 42 : Heatmap de l'abondance des classes fongiques dans les différents échantillons de l'essai à court terme. Rouge : peu abondant, blanc : très abondant.</td>
      <td>46</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 43 : Fréquence des phylums bactériens (Bacteroidota, Actinobacteriota, Proteobacteria) et des classes de champignons (Sordariomycetes, Mortierellomycotina, Glomeromycetes) en fonction des échantillons.</td>
      <td>47</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 44 : Abondances des vers de terre sur la parcelle P19 à différents temps avant et après l'enfouissement des films.</td>
      <td>48</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 45 : Abondances des vers de terre 6 mois après l'enfouissement sur P19 et P20 selon les modalités de paillage.</td>
      <td>48</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 46 : Population des nématodes en nombre pour 100 g de sol selon la modalité sur P19.</td>
      <td>49</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 47 : Taux de levée des semis d'orge en fonction du temps après l'enfouissement des paillages.</td>
      <td>49</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 48 : Taux de levée des semis de radis en fonction du temps après l'enfouissement des paillages.</td>
      <td>50</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 49 : Exemple d'un potimarron après récolte, souillé par des fragments de paillage plastique.</td>
      <td>51</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 50 : Masses des résidus plastiques extraites de la peau des potimarrons en mg/kg de fruit.</td>
      <td>51</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 51 : Masses des résidus plastiques éliminés lors du rinçage des potimarrons en mg/kg de fruit.</td>
      <td>52</td>
    </tr>
  </tbody>
</table>

<figure><img src="image_87.png" /></figure>
<table><tr><td>ADEME</td><td>Agence de l'Environnement et de la Maîtrise de l'Énergie</td></tr><tr><td>BMM</td><td>Biomasse Moléculaire Microbienne</td></tr><tr><td>CIPA</td><td>Comité International des Plastiques en Agriculture</td></tr><tr><td>CPA</td><td>Comité français des Plastiques en Agriculture</td></tr><tr><td>CO<sub>2</sub></td><td>Dioxyde de carbone</td></tr><tr><td>CRAB</td><td>Chambre d'Agriculture de Bretagne</td></tr><tr><td>IRTF-ATR</td><td>Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier – Réflectance Totale Atténuée</td></tr><tr><td>H<sub>2</sub>O<sub>2</sub></td><td>Peroxyde d'hydrogène</td></tr><tr><td>INRAE</td><td>Institut National de Recherche pour l'Agriculture, l'Alimentation et l'Environnement</td></tr><tr><td>IRDL</td><td>Institut de Recherche Dupuy de Lôme</td></tr><tr><td>MEB-EDX</td><td>Microscopie électronique à balayage – spectroscopie à rayons X à dispersion d'énergie</td></tr><tr><td>MO</td><td>Matière organique</td></tr><tr><td>MP</td><td>Microplastiques</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Chlorure de sodium</td></tr><tr><td>NaI</td><td>Iodure de sodium</td></tr><tr><td>PBAT</td><td>Poly(butylène adipate téréphtalate)</td></tr><tr><td>PE</td><td>Poly(éthylène)</td></tr><tr><td>PLA</td><td>Acide poly(lactique)</td></tr><tr><td>PVC</td><td>Poly(chlorure de vinyle)</td></tr><tr><td>UBS</td><td>Université Bretagne Sud</td></tr><tr><td>ZnCl<sub>2</sub></td><td>Chlorure de zinc</td></tr></table>
## Annexe A : Protocole du test bêche

<figure><img src="image_88.png" /></figure>

Observatoire
de Rennes

UNIVERSITE DE RENNES
RENNES 1

<figure><img src="image_89.png" /></figure>

<figure><img src="image_90.png" /></figure>

<figure><img src="image_91.png" /></figure>

<figure><img src="image_92.png" /></figure>

<figure><img src="image_93.png" /></figure>

## Test Bêche Vers de Terre

### Durée d'observation

3 heures pour une personne (30 min par bloc)

### Conditions d'observation

Dates : Janvier- avril pendant la période d'activité maximale des vers de terre.
De préférence le matin.
Avant tout travail du sol

Météo : T°C du sol à -10 cm < 50°F soit < 12°C.

Sol : Humide, non engorgé. Ni sec, ni gelé.
Peu ou non caillouteux.

### Matériel nécessaire

- Bêche

- Mètre ruban

- 6 Seaux ou bacs pour stocker les blocs de terre

- Pince à épiler plate

- 10 Boîtes remplies d'eau pour le stockage et l'identification des vers de terre

- Feuilles de terrain et crayons

- Clé d'identification des vers de terre

Attention : ne pas piétiner les zones de prélèvements !

## Mise en œuvre du protocole

1. Identifier les zones d'extraction des blocs de sol selon le schéma préconisé pour le milieu étudié (pour les cas particuliers, contactez nous : opvt@univ-rennes1.fr).

<figure><img src="image_94.png" /><figcaption>Culture/Prairie/Pelouse</figcaption></figure>

<figure><img src="image_95.png" /><figcaption>Vigne</figcaption></figure>

<figure><img src="image_96.png" /><figcaption>Jardin potager</figcaption></figure>

2. À l'aide de la bêche, extraire tous les blocs de sol et les déposer dans les bacs. Les blocs doivent mesurer 20x20x25 cm de profondeur. Lors de l'extraction, veiller à ne pas laisser s'échapper les vers de terre qui sortent du bloc sous l'effet des vibrations. Les ramasser et les placer dans une boîte avec de l'eau (prévoir une boîte par bloc pour ne pas mélanger les vers de terre).

<figure><img src="image_97.png" /></figure>

<figure><img src="image_98.png" /></figure>

3. Trier les blocs de sol en effritant les mottes pour récupérer les vers de terre. Les déposer dans une boîte remplie d'eau. Le tri est terminé lorsque le diamètre des mottes est inférieur à 1 cm.

<figure><img src="image_99.png" /></figure>

<figure><img src="image_100.png" /></figure>

4. Laver les vers, les étaler sur une surface de couleur claire. Les déterminer à l'aide de la clé d'identification et les séparer selon les 4 groupes fonctionnels. Compter les individus par groupe et reporter les résultats sur la feuille de terrain. Reboucher les trous, déposer les vers de terre à la surface et les recouvrir d'une poignée de terre.

<figure><img src="image_101.png" /></figure>

5. Saisir et transférer vos observations et photos à l'Université de Rennes 1, sur le site de l'OPVT ecobiosoil.univ-rennes1.fr

Si vous avez des questions, n'hésitez pas à nous contacter : opvt@univ-rennes1.fr / 02 99 61 81 80

Version od. 2015
# FICHE EXPLICATIVE

Version 1.1 : 01/12/2019

# ANALYSE DE LA NEMATOFAUNE DU SOL

(norme ISO NF 23611-4)

## La nématofaune est formée par l'ensemble des nématodes du sol.

Lee nématodes sont des organismes microscopiques vermiformes de l'ordre de 1 mm de longueur pour un diamètre de 20 µm.

Ils sont :

- très nombreux (plus de 1 million par m²) et diversifiés (plus de 40 espèces par m²) dans les sols,

- présente dans tous les milieux,

- ils sont sensibles aux conditions du milieu et aux perturbations physiques ou chimiques.

ELISOL
ENVIRONNEMENT

## Bio-indicateur du fonctionnement du sol

<figure><img src="image_102.png" /></figure>

L'analyse de la nématofaune prend en compte l'abondance et la diversité des nématodes mais également leur comportement alimentaire qui permet de les affilier à différentes groupes fonctionnels (bactérimores, fongivores, prédateurs, phytophages).

Chaque groupe fonctionnel joue un rôle essentiel dans le fonctionnement biologique des sols. Par exemple, les nématodes fongivores et bactérimores jouent un rôle de régulateur des microorganismes.

Parce qu'ils se placent aux différents niveaux du réseau trophique, les différents groupes fonctionnels de nématodes refient le fonctionnement biologique global d'un sol, au-delà de leur propre groupe.

## Structure écologique de la communauté

Les 3 groupes de nématodes libres

Ils sont tous bénéfiques au fonctionnement du sol.

<figure><img src="image_103.png" /></figure>

<figure><img src="image_104.png" /></figure>

Les 2 groupes de nématodes phytophages

Ils sont liés aux couvertes végétaux, et certains d'entre eux peuvent occasionner des dégâts sur les cultures (les phytoparasites).

Chaque sol présente une nématofaune spécifique, caractérisée par les abondances des différents groupes fonctionnels et par des indices : Indice de Diversité (Shannon), Indice de Structure (SI), Indice d'Enrichissement (EI), Indice des Voies de Décomposition (IVD).

## Les résultats

### Niveau d'activité biologique du sol

<figure><img src="image_105.png" /></figure>

### Abondance de nématodes bénéfiques (nématodes libres)

L'abondance des nématodes libres du sol (c'est-à-dire des nématodes vivant librement dans le sol indépendamment des plantes : bactérimores, fongivores, prédateurs) est à caractériser le niveau d'activité biologique du sol.

Plus ce paramètre a une valeur élevée, plus l'activité biologique du sol est intense.

<figure><img src="image_106.png" /></figure>

Ces nématodes participent à la décomposition des matières organiques, au recyclage des éléments et aux régulations biologiques du sol (pathogènes et autres organismes). L'abondance des nématodes libres est liée à la qualité de l'habitat (milieu perturbé ou non, présence de contaminants...) et à la matière organique du sol (quantité et qualité).

Exemple: une faible abondance de nématodes libres indique un fonctionnement biologique réduit (peu de ressources ou un habitat perturbé).

<figure><img src="image_107.png" /></figure>
## Structure écologique

### Abondance des principaux groupes trophiques de nématodes

<figure><img src="image_108.png" /></figure>

Les 3 groupes de nématodes libres

<figure><img src="image_109.png" /></figure>

Les 2 groupes de nématodes phytophages

Les groupes de nématodes utilisés pour les évaluations des indices sont préviées par la présence des piogrammes épifoïques.

ELISOL
ENVIRONNEMENT

## Diagnostic du réseau trophique du sol

### Intensité des flux de nutriment (EI)
Stabilité du milieu (SI)

**Indice d'enrichissement**: il augmente avec la disponibilité en éléments nutritifs. Sa valeur présente un optimum qui dépend de l'usage du sol.

El varie de 0 à 100.

**Indice de structure**: il augmente avec la complexité du réseau trophique et donne une indication sur la stabilité du milieu, l'assurance écologique. Plus le SI est élevé, moins le milieu est perturbé.

SI varie de 0 à 100.

La représentation de EI en fonction du SI, nommée diagnostic du réseau trophique, permet de caractériser le type de fonctionnement biologique du sol. Pour chaque mode d'usage, une zone cible qui caractérise une fonctionnement biologique satisfaisant est indiquée sur le graphique.

<figure><img src="image_110.png" /></figure>

Augmentation de la stabilité du milieu, assurance écologique

Complexité croissante du réseau trophique

<figure><img src="image_111.png" /></figure>

<figure><img src="image_112.png" /></figure>

<figure><img src="image_113.png" /></figure>

<figure><img src="image_114.png" /></figure>

## Diversité des nématodes du sol

### Indice de diversité de Shannon

<figure><img src="image_115.png" /></figure>

L'indice de Shannon augmente avec la diversité des organismes présents dans l'échantillon. Plus cet indice est élevé, mieux c'est.

## Indice des voies de décomposition de la matière organique (IVD)

<figure><img src="image_116.png" /></figure>

L'IVD indique les voies dominantes de minéralisation de la matière organique (bactérienne ou fongique). L'équilibre entre les deux voies est à rechercher en milieu agricole.

## Pression sur les racines par les nématodes phytophages

<figure><img src="image_117.png" /></figure>

L'abondance des nématodes phytophages renseigne sur le développement des couverts végétaux et la pression de l'herbivore sur les racines. Une faible abondance traduit un faible développement des végétaux, une forte abondance indique une forte pression sur leurs racines. L'équilibre entre ces deux extrêmes est à rechercher.

## Pression parasitaire

### Principaux genres de nématodes phytoparasites

<figure><img src="image_118.png" /></figure>

L'abondance des principaux genres de nématodes phytoparasites renseigne sur la pression parasitaire exercée sur la culture en place ou à venir et sur les risques de dégâts qui en découlent. Plus il sont abondants, plus les risques sont importants. Les espèces de nématodes phytoparasites responsables de perte de production varient selon les cultures (couple Espèce x Plante hôte).
Annexe C : Synthèse des résultats (en nombre et en masse) du suivi de la dégradation sur la parcelle P19

<table><thead><tr><th rowspan="2">Modalité</th><th rowspan="2">Taille des particules (mm)</th><th colspan="5">Abondances des particules (items/kg de sol)</th></tr><tr><th>t<sub>0</sub></th><th>t<sub>6mois</sub></th><th>t<sub>12mois</sub></th><th>t<sub>18mois</sub></th><th>t<sub>24mois</sub></th></tr></thead><tbody><tr><td>Sol nu</td><td>&gt;5</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Sol nu</td><td>[5;2]</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Sol nu</td><td>[2;0,5]</td><td>0</td><td>0</td><td>2,2±3,8</td><td>0</td><td>4,6±8,0</td></tr><tr><td>PE</td><td>&gt;5</td><td>0,4±0,8</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>PE</td><td>[5;2]</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>PE</td><td>[2;0,5]</td><td>2,0±3,5</td><td>0,0</td><td>2,2±3,8</td><td>2,0±3,4</td><td>0</td></tr><tr><td>Bionov®</td><td>&gt;5</td><td>13,3±1,8</td><td>5,2±2,3</td><td>2,1±2,6</td><td>2,7±2,4</td><td>0,9±0,8</td></tr><tr><td>Bionov®</td><td>[5;2]</td><td>7,3±3,1</td><td>16,1±12,3</td><td>13,3±4,0</td><td>8,9±2,1</td><td>13,8±8,0</td></tr><tr><td>Bionov®</td><td>[2;0,5]</td><td>22,4±10,2</td><td>93,2±36,1</td><td>107,7±43,8</td><td>421,5±271,4</td><td>519,2±152,6</td></tr><tr><td>Eurobio®</td><td>&gt;5</td><td>20,6±1,7</td><td>9,7±5,3</td><td>4,6±3,5</td><td>1,3±0,0</td><td>4,4±5,3</td></tr><tr><td>Eurobio®</td><td>[5;2]</td><td>10,6±5,9</td><td>30,8±8,0</td><td>35,7±27,3</td><td>17,5±10,9</td><td>15,4±10,0</td></tr><tr><td>Eurobio®</td><td>[2;0,5]</td><td>33,0±23,8</td><td>75,0±37,0</td><td>250,6±80,4</td><td>886,8±666,8</td><td>379,2±164,3</td></tr></tbody></table>

<table><thead><tr><th rowspan="2">Modalité</th><th rowspan="2">Taille des particules (mm)</th><th colspan="5">Masse des particules (mg/kg de sol)</th></tr><tr><th>t<sub>0</sub></th><th>t<sub>6mois</sub></th><th>t<sub>12mois</sub></th><th>t<sub>18mois</sub></th><th>t<sub>24mois</sub></th></tr></thead><tbody><tr><td>Sol nu</td><td>&gt;5</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Sol nu</td><td>[5;2]</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>PE</td><td>&gt;5</td><td>0</td><td>7,8±13,6</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>PE</td><td>[5;2]</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td><td>0</td></tr><tr><td>Bionov®</td><td>&gt;5</td><td>631,2±220,4</td><td>21,7±8,8</td><td>5,6±7,5</td><td>10,2±15,4</td><td>13,9±20,7</td></tr><tr><td>Bionov®</td><td>[5;2]</td><td>8,0±3,2</td><td>8,6±6,9</td><td>9,1±4,6</td><td>6,4±2,6</td><td>9,1±6,3</td></tr><tr><td>Eurobio®</td><td>&gt;5</td><td>516,2±76,6</td><td>65,8±24,2</td><td>45,0±34,9</td><td>1,9±0,1</td><td>32,2±44,2</td></tr><tr><td>Eurobio®</td><td>[5;2]</td><td>10,2±5,8</td><td>24,5±7,9</td><td>25,1±23,5</td><td>13,2±15,0</td><td>14,5±8,7</td></tr></tbody></table>
Annexe D : Fiche technique du film de paillage Eurobio®

<figure><img src="image_119.png" /></figure>
## L'ADEME EN BREF

À l'ADEME - l'Agence de la transition écologique -, nous sommes résolument engagés dans la lutte contre le réchauffement climatique et la dégradation des ressources.

Sur tous les fronts, nous mobilisons les citoyens, les acteurs économiques et les territoires, leur donnons les moyens de progresser vers une société économe en ressources, plus sobre en carbone, plus juste et harmonieuse.

Dans tous les domaines - énergie, économie circulaire, alimentation, mobilité, qualité de l'air, adaptation au changement climatique, sols... - nous conseillons, facilitons et aidons au financement de nombreux projets, de la recherche jusqu'au partage des solutions.

À tous les niveaux, nous mettons nos capacités d'expertise et de prospective au service des politiques publiques.

L'ADEME est un établissement public sous la tutelle du ministère de la Transition écologique et du ministère de l'Enseignement supérieur, de la Recherche et de l'Innovation.

## LES COLLECTIONS DE L'ADEME

<figure><img src="image_120.png" /></figure>

### FAITS ET CHIFFRES

L'ADEME référent : Elle fournit des analyses objectives à partir d'indicateurs chiffrés régulièrement mis à jour.

<figure><img src="image_121.png" /></figure>

### CLÉS POUR AGIR

L'ADEME facilitateur : Elle élabore des guides pratiques pour aider les acteurs à mettre en œuvre leurs projets de façon méthodique et/ou en conformité avec la réglementation.

<figure><img src="image_122.png" /></figure>

### ILS L'ONT FAIT

L'ADEME catalyseur : Les acteurs témoignent de leurs expériences et partagent leur savoir-faire.

<figure><img src="image_123.png" /></figure>

### EXPERTISES

L'ADEME expert : Elle rend compte des résultats de recherches, études et réalisations collectives menées sous son regard

<figure><img src="image_124.png" /></figure>

### HORIZONS

L'ADEME tournée vers l'avenir : Elle propose une vision prospective et réaliste des enjeux de la transition énergétique et écologique, pour un futur désirable à construire ensemble.
<figure><img src="image_125.png" /></figure>

RÉPUBLIQUE
FRANÇAISE

Liberté
Égalité
Fraternité

ADEME

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AGENCE DE LA
TRANSITION
ÉCOLOGIQUE

<figure><img src="image_127.png" /></figure>

EXPERTISES

BIOMALEG -
FIN DE VIE DES PAILLAGES
PLASTIQUES DANS LES SOLS

Largement utilisé depuis des décennies en agriculture, le paillage plastique à base de polyéthylène (PE) a révolutionné le secteur légumier. Cependant, des contraintes liées au recyclage de ces films existent (coûts élevés et taux de souillure important).

Une des solutions face à la gestion de la fin de vie des paillages conventionnels en PE, est le développement de paillages biodégradables. Ceux-ci sont destinés à être enfouis directement dans le sol après récolte. La norme EN 17033 applicable à ce type de film requiert 90 % de biodégradation après deux ans d'enfouissement. Cette norme ajoute que les produits issus de la dégradation ne doivent pas avoir d'impact négatif sur la qualité du sol. Le projet BIOMALEG se propose de répondre aux interrogations concernant la fin de vie des paillages plastiques dans les sols et en y intégrant une dimension écotoxicologique.

L'approche expérimentale s'organise autour de deux dispositifs d'essai : le premier permettant d'étudier la dégradation et les impacts sur le long terme, le second concerne le suivi de la dégradation de paillages biodégradables après une seule et unique application.

Au regard des résultats, il s'avère que les sols ayant reçu plusieurs cycles de paillages oxodégradables sont fortement contaminés par des particules plastiques. Plus de 1000 particules/kg de sol a été dans une des parcelles plusieurs années après la dernière pose de film. Ces résultats confirment la pertinence de l'interdiction récente de l'utilisation de ce type de film. A l'inverse, la contamination des sols par des résidus de paillages biodégradables est plus limitée dans le temps. Deux ans après l'enfouissement de ce type, il reste moins de 10 % de la masse de film mesurée initialement. La dégradation de ces films, conformes à la norme EN 17033, est donc observée en plein champ en conditions d'utilisation. La qualité biologique du sol n'est pas modifiée au cours de la dégradation des films. Des communautés microbiennes différentes du sol environnant et des paillages en PE ont été mises en évidence sur les films biodégradables. Ce qui laisse penser une certaine implication de ces communautés dans le processus de biodégradation.

Les parcelles anciennement paillées par des paillages plastiques (PE, oxodégradable, biodégradable) contiennent toutes les particules plastiques. Les parcelles paillées avec des films oxofragmentables sont les plus contaminées sur le long terme.

Le suivi de la dégradation de films biodégradables sur 2 ans montre une réduction de plus de 90 % de la masse initialement mesurée lors de l'enfouissement. En parallèle de cette dégradation, aucuns effets sur la qualité biologique du sol n'ont été observés. Des communautés microbiennes différentes du sol environnant ont été observées sur les paillages.

<figure><img src="image_128.png" /></figure>

www.ademe.fr