L'étude bibliographique a montré des résultats de rhizodégradation prometteurs en conditions contrôlées de laboratoire. Pourtant, l'efficacité de ce procédé appliqué *in situ* sur des sites et sols pollués reste fortement limitée du fait des difficultés culturales rencontrées (Ouvrard *et al.* 2011).

L'espèce végétale utilisée doit pouvoir tolérer la contamination dans un environnement complexe pour un développement optimal sur le sol à dépolluer. Les plantes supérieures répondent de multiples façons à la présence de HAP. Les réponses observées sont d'intensité variable selon l'espèce végétale, la nature et la concentration du polluant, mais souvent communes : inhibition de la germination (Chaineau 1995; Henner *et al.* 1999; Kummerová *et al.* 2004), diminution de la biomasse totale, généralement accompagnée de modifications morphologiques du système racinaire (Wittig *et al.* 2003; Baldyga *et al.* 2005; Alkio *et al.* 2005; Liu *et al.* 2009a; Kummerová *et al.* 2012, 2013), interactions avec les phytohormones (Alkio *et al.* 2005; Váňová *et al.* 2009; Weisman *et al.* 2010; Ahammed *et al.* 2012b), dommages cellulaires (Pašková *et al.* 2006; Li *et al.* 2008; Liu *et al.* 2009a; Ahammed *et al.* 2012a; b; Kummerová *et al.* 2004, 2006; Váňová *et al.* 2009; Ogehin *et al.* 2010; Alkio *et al.* 2005; Babula *et al.* 2012; Debiane *et al.* 2008) et inhibition de l'activité photosynthétique (Ogehin *et al.* 2010; Ahammed *et al.* 2012a; b).

Malgré l'identification de tous ces symptômes phytotoxiques, le mécanisme général de toxicité des HAP sur les plantes n'est toujours pas pleinement identifié. L'hypothèse de base de cette étude est que les HAP entraînent un dysfonctionnement du système racinaire, organe directement exposé à la pollution, au niveau du prélèvement de l'eau et/ou des nutriments, se répercutant ensuite à l'ensemble de l'organisme. En conséquence, l'objectif général de ce chapitre est d'évaluer l'efficacité de la nutrition minérale et du prélèvement d'eau du maïs en présence de HAP, en vérifiant le statut nutritionnel et les teneurs en eau des systèmes racinaires et aériens de la plante. Pour répondre à cet objectif, différentes approches expérimentales complémentaires ont
été menées, se distinguant par la complexité des systèmes étudiés et des échelles d'observations
choisies. Une première expérimentation a mis en œuvre une culture de maïs en conditions
contrôlées de laboratoire sur des terres industrielles historiquement contaminées (Expérience III)
pour prendre en compte les difficultés de revégétalisation de sites et sols pollués rencontrées in
situ. Une deuxième culture de maïs a été réalisée sur du sable artificiellement contaminé en un
HAP modèle, le PHE, à plusieurs niveaux de concentration (ExpérienceII) pour évaluer la
toxicité du PHE sur le maïs, en s'affranchissant de paramètres édaphiques limitant la croissance
de la plante et la disponibilité du polluant. En plus de la quantification des éléments nutritifs,
d'autres paramètres physiologiques ont été mesurés pour évaluer l'intensité de la réponse toxique
du maïs en présence de HAP tels que l'allocation de la biomasse, la géométrie des systèmes
foliaire et racinaire et les échanges gazeux des feuilles. Une partie de ces travaux ont fait l'objet
d'un article (Dupuy et al. 2015). Enfin, une troisième expérimentation a suivi la subérification
des racines de maïs cultivés sur du sable artificiellement contaminé en PHE pendant 10 et 20 j, à
l'aide d'outils de microscopie, la subérine intervenant dans la perméabilité des racines et donc
indirectement sur la nutrition minérale de la plante et son économie en eau (Expérience I).

# 1 Fonctionnement du maïs exposé aux HAP

## 1.1 Allocation de la biomasse

À l'issue de l'expérience III, les plantes présentent des BMSt très variables selon les terres
industrielles utilisées comme support de culture (Figure 45). Un effet significatif de la terre de
culture sur la BMSt est observé (p < 0,05). Les maïs cultivés sur sable et FR02 présentent les
BMSt les plus élevées, proches de 4 g par plante, suivis des maïs de la terre FR03, avec environ 3
g par plante. Les maïs des terres FR01 et suédoises présentent des biomasses plus faibles,
comprises entre 2 et 2,6 g en moyenne par plante. Sur les terres FR04, FR06 et BE01, les plantes ont des biomasses encore plus faibles, variant entre 1 et 1,4 g par individu en moyenne. Enfin, les maïs cultivés sur FR05 et FR07 présentent les biomasses totales les plus significativement diminuées, comprises entre 0,3 et 0,5 g par plante. La diminution de biomasse est souvent observée lors de cultures sur des terres contaminées fraîches ou anciennes (Henner et al. 1999; Baldyga et al. 2005; Merkl et al. 2005a; Smith et al. 2006). Chaineau (1995) a noté une inhibition de la croissance de maïs cultivés sur terre contaminée mais sans relation de proportionnalité à la quantité d'hydrocarbures.

<figure><img src="image_48.png" /><figcaption>Figure 45 – Moyennes des biomasses sèches totales par plante (g) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4)</figcaption></figure>

L'allocation de biomasse aux différents organes de la plante peut traduire en partie l'utilisation du carbone assimilé et rendre compte des stratégies d'évitement ou de tolérance d'un stress environnemental par des modifications spécifiques du métabolisme. La Figure 46 présente la
répartition des biomasses racinaires et aériennes des maïs à l'issue de la culture sur les terres industrielles. Les maïs des terres FR03, FR04 et FR05 présentent un système racinaire proportionnellement plus important que les maïs cultivés sur du sable, les distributions étant comprises entre 64 et 79 % de la biomasse totale. Les maïs des terres FR06 et FR07 possèdent également des parties racinaires plus importantes que les parties aériennes, 52 et 54 % respectivement. Au contraire, les maïs cultivés sur les terres suédoises, belges et françaises, FR01 et FR02, présentent des proportions en biomasses aériennes supérieures à celles souterraines, et représentent 30 à 48 % de la biomasse totale en moyenne.

<figure><img src="image_49.png" /><figcaption>Figure 46 – Allocation de la biomasse (%) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4)</figcaption></figure>

Ces différences selon la terre de culture peuvent être issues d'une modification du développement ou d'une inhibition de la production de biomasse. La Figure 47 présente le nombre moyen de feuilles par plante, indicateur du développement de la plante, à l'issue de la culture sur les terres
industrielles. Les maïs des terres suédoises, FR02 et FR03 ne présentent pas de différences significatives avec les maïs cultivés sur le sable et présentent le stade le plus avancé, avec un nombre de feuilles moyen compris entre six et huit par plante. Les plantes des terres FR01, FR04 et SW02 ont en moyenne six feuilles tandis que celles des terres FR05, FR06, FR07 et BE01 présentent des stades phénologiques moins avancés, avec quatre à cinq feuilles par individu en moyenne.

<figure><img src="image_50.png" /><figcaption>Figure 47 – Nombre de feuilles moyen par plante selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4)</figcaption></figure>

Ainsi, sans pouvoir démontrer un effet direct des concentrations en HAP des terres sur la biomasse végétal, ces différences de biomasses totales et d'allocation seraient le résultat d'un développement ralenti. En effet, durant la phase végétative, l'allocation de biomasse aux différents organes de la plante au cours de son cycle se traduit pour l'appareil racinaire par une
réduction progressive de la biomasse au bénéfice de l'appareil aérien (Lövenstein et al. 1995). De ce fait, les maïs aux biomasses totales les plus faibles et ayant un système racinaire proportionnellement plus important, FR04, FR05, FR06 et FR07, ne seraient pas au même stade de développement que ceux de contrôle et cultivés sur les terres FR01, FR02, FR03, BE01 et suédoises.

## 1.2 Géométrie racinaire

Les longueurs totales moyennes des racines de maïs cultivés sur les terres industrielles sont présentées dans la Figure 48.

<figure><img src="image_51.png" /><figcaption>Figure 48 – Longueurs racinaires totales des maïs selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4)</figcaption></figure>
Les maïs de contrôle ont une longueur racinaire moyenne de 6906 cm par individu, qui tend à être supérieure à celles des maïs cultivés sur les terres industrielles. Une diminution significative (p < 0,05) est d'ailleurs observée pour les terres FR05 et FR07, avec des valeurs respectives de 90 et 619 cm. Les maïs de FR04 et BE01 ont également des faibles longueurs racinaires, étant en moyenne de 1027 et 867 cm par plante. Les maïs des terres suédoises ne présentent pas de différence significative entre eux et ont des longueurs racinaires moyennes comprises entre 2207 et 5269 cm par individu, similaires à celles observées pour les terres FR01 (3376 cm), FR03 (5183 cm) et FR06 (3238 cm). Ainsi, les différences observées sur les BMSt sont semblables à celles concernant la longueur totale des systèmes racinaires : les maïs aux biomasses les plus faibles présentent les longueurs racinaires les plus diminuées, tels que FR05 et FR07.

La Figure 49 présente la distribution des diamètres des racines selon sept classes en fonction de la terre industrielle utilisée comme support de culture. Un effet significatif des terres de culture sur les diamètres des racines apparaît (p < 0,05). Les maïs de contrôle possèdent essentiellement des racines très fines, aux diamètres inférieurs à 0,2 mm, à hauteur d'environ 48 % de la longueur racinaire totale. De même, les maïs des terres FR01, FR02, SW01, SW02, SW03, et SW05 présentent majoritairement des racines de ce diamètre, avec des proportions respectives de 45, 56, 53, 46, 49 et 43 %. Au contraire, ceux des terres FR03, FR04, FR05, FR06, FR07, BE01 et SW04 montrent une majorité de racines aux diamètres compris entre 0,2 et 0,4 mm, avec des distributions de 41, 34, 22, 36, 35, 45 et 47 % respectivement. Sur ces mêmes terres, les racines aux diamètres compris entre 0,4 et 0,6 mm représentent en moyenne 12, 22, 22, 14, 18, 13 et 10 % de la longueur totale des racines respectives. Elles sont en proportions plus abondantes que dans la modalité contrôle et les terres FR01 et FR02 (7 %), SW01 (6 %), SW02 (8 %), SW03 (6 %). Les maïs cultivés sur les terres industrielles ont également des abondances relatives de
racines aux diamètres compris entre 0,6 et 0,8 mm plus élevées (variant entre 4 et 9 %) que dans le sable et FR02 (en moyenne 3 %). Des abondances maximales sont observées pour les maïs des terres FR04 et FR05, avec 10 et 23 % respectivement. De même, les classes de racine aux diamètres supérieurs à 0,8 mm pour les terres FR04, FR05, FR06, FR07 et BE01 présentent des abondances relatives supérieures au contrôle et autres terres.
<figure><img src="image_52.png" /><figcaption>Figure 49 – Distribution du diamètre des racines (mm) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4)</figcaption></figure>
Un effet de la terre de culture est donc observé pour chaque paramètre morphologique étudié et une phytotoxicité plus ou moins élevée des terres industrielles historiquement contaminées est mise en évidence, sans toutefois pouvoir démontrer un effet des concentrations en HAP totaux, extractibles par résine Tenax® et dissous dans l'eau porale. L'allocation de la biomasse et le nombre de feuilles à l'issue des quatre semaines de culture indiquent un retard de croissance des maïs des terres FR04, FR05, FR06, FR07 et BE01 en comparaison aux maïs cultivés sur du sable non contaminé. Ces maïs négativement impactés présentent un système racinaire plus court avec des racines plus épaisses.

La surabondance de certains éléments dans les terres pourrait induire cette phytotoxicité mais la caractérisation des terres FR04, FR05, FR06, FR07 et BE01 ne montre pas de valeurs remarquables communes. Chaque dispositif a été préparé de la même façon et exclut un effet possible de la compaction des terres. Au cours de ses travaux, Chaineau (1995) a observé des chloroses sur des feuilles de maïs cultivés sur une terre contaminée en hydrocarbures et a émis l'hypothèse d'une carence en nutriments attribuée à la consommation par les microorganismes responsables de la biodégradation. Une solution nutritive adaptée a été apportée de façon hebdomadaire pour éviter de possibles carences nutritives et les éléments nutritifs ont été dosés dans les tissus des parties racinaires et aériennes des maïs à l'issue de la culture.

## 1.3 Nutrition minérale

### 1.3.1 Prélèvement de l'eau

La Figure 50 renseigne sur le statut hydrique des systèmes racinaires et aériens des maïs cultivés sur les terres industrielles contaminées. Sur sable, les plantes ont une humidité pondérale relative moyenne de 87 % pour chaque compartiment. Les plantes cultivées sur les terres ne présentent
pas différence significative avec le témoin, hormis les parties aériennes de FR05 avec 47 % d'humidité pondérale relative. BE01 et SW05 présentent également des systèmes racinaires impactés, avec respectivement 43 et 65 % d'humidité pondérale relative, sans diminution significative de leur teneur en eau dans les parties aériennes toutefois.

<figure><img src="image_53.png" /><figcaption>**Figure 50 – Humidité pondérale relative (%) des systèmes racinaires et aériens des maïs cultivés sur les terres industrielles contaminées (n=4)**</figcaption></figure>

À l'exception de BE01, il semblerait que le prélèvement d'eau par les racines et le transport vertical jusqu'aux feuilles n'aient pas été affectés durant la culture. Cela peut laisser supposer que le prélèvement des minéraux et leur translocation n'ont pas été impactés.
1.3.2 Éléments dans les racines

La Figure 51 présente les concentrations µmolaires en éléments majeurs (Ca, K, Mg et P) quantifiées dans les parties racinaires de maïs à l'issue des quatre semaines de culture sur les terres industrielles et du sable non contaminé. Un effet des terres de culture est observé (p < 0,05) et des tendances apparaissent. Les maïs de contrôle montrent des teneurs de 216 µmol g⁻¹ en Ca, 98 µmol g⁻¹ en K, 18 µmol g⁻¹ en Mg et 37 µmol g⁻¹ en P. Les maïs de la terre FR05 présentent des teneurs en Ca supérieures significatives (922 µmol g⁻¹). Les maïs des terres FR03, FR06 et FR07 tendent à avoir des teneurs en Ca élevées, en moyenne 418, 387 et 566 µmol g⁻¹ respectivement. Les plantes des terres FR02, FR04, BE01 et de Suède présentent des teneurs variables mais il n'y a pas de différence significative en comparaison avec le témoin pour cet élément. Concernant le K, les teneurs quantifiées dans les maïs des terres FR01, FR05, SW03, SW04 et SW05 sont équivalentes ou inférieures aux contrôles, avec des concentrations moyennes respectives de 138, 66, 135, 87 et 25 µmol g⁻¹. Les autres plantes ont des teneurs supérieures, variant entre 201 et 408 µmol g⁻¹. Les maïs des terres FR01, FR04, FR05, FR06, FR07 et SW01 se démarquent avec des fortes teneurs en Mg (232, 242, 96, 100, 125 et 95 µmol g⁻¹ respectivement) en comparaison aux maïs de contrôle et des terres FR02, BE01 et SW02 à SW05 (18, 52, 65, 44, 39, 51 et 15 µmol g⁻¹ respectivement). Il n'y a pas de différence significative des teneurs en P entre les maïs cultivés sur les terres industrielles et le sable, exceptée une tendance notable pour les maïs de FR05 et FR07 qui montrent une légère accumulation (85 et 79 µmol g⁻¹) en comparaison avec le témoin (37 µmol g⁻¹).
<figure><img src="image_54.png" /></figure>

Figure 51 – Concentrations molaires en éléments majeurs dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4)
Les Figure 52 et Figure 53 présentent respectivement les concentrations molaires en Cu, Mn et Zn, et Fe, quantifiées dans les parties racinaires de maïs. Les autres éléments (B, Cd, Co, Cr, Na, Ni et Pb) ne sont pas présentés, étant en dessous des limites de quantification (LQ respectives de 0,0017 ; 0,0004 ; 0,0005 ; 0,0017 et 0,0403 mg L⁻¹). Les mesures d'azote dans les tissus n'ont pas pu être réalisées du fait d'un manque de biomasse. Un effet des terres de culture est observé. La teneur en Cu dans les maïs cultivés sur sable n'a pas pu être déterminée, étant en dessous de la limite de quantification (LQ = 0,0232 mg L⁻¹). Les maïs de FR04 présentent les teneurs les plus faibles, en moyenne 0,5 µmol Cu g⁻¹, quand les plus élevées sont observées pour SW01 (1,0 µmol Cu g⁻¹) et SW02 (2,4 µmol Cu g⁻¹). La variabilité est faible entre les maïs cultivés sur les terres industrielles mais les maïs à faible biomasse ont de faibles teneurs en Cu dans les racines.
Les maïs de contrôle montrent des teneurs de 0,5 µmol g⁻¹ en Mn, 0,4 µmol g⁻¹ en Zn et, 1,7 µmol g⁻¹ en Fe. Les maïs des terres FR02, FR03 et suédoises (à l'exception de SW01) présentent des teneurs en Mn similaires à celles des maïs de contrôle, avec des valeurs moyennes comprises entre 0,3 et 1,3 µmol g⁻¹. Ceux des terres BE01, FR01 et FR06 montrent des teneurs un peu plus élevées, variant entre 2,1 et 2,8 Mn µmol g⁻¹. Des teneurs encore plus importantes sont observées dans les racines de maïs cultivés sur FR04, FR05 et FR07, avec des valeurs respectives de 9,7, 6,3 et 6 Mn µmol g⁻¹. Les maïs FR04 présentent également des concentrations en Zn significativement supérieures à celles des témoins, moyennant 6,8 µmol g⁻¹; de même que les racines de SW01 et SW04 (5,8 et 6,9 µmol g⁻¹ respectivement). Les maïs de FR05, FR07 et BE01 ont également des teneurs en Zn plus élevées mais non significatives, avec des valeurs respectives de 1,8, 2,3 et 2 µmol g⁻¹. De plus, les teneurs en Fe dans les maïs cultivés sur les terres industrielles sont toutes plus élevées que les teneurs observées dans les maïs de contrôle
avec des teneurs remarquables pour FR04 (369 µmol g⁻¹), FR05 (281 µmol g⁻¹), FR07 (312 µmol g⁻¹) et SW01 (127 µmol g⁻¹). Les teneurs pour les autres maïs varient entre 20 et 89 µmol g⁻¹.
<figure><img src="image_55.png" /><figcaption>Figure 52 - Concentrations molaires en Cu, Mn et Zn dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 3 et 4)</figcaption></figure>
<figure><img src="image_56.png" /><figcaption>Figure 53 – Concentrations molaires en Fe dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4)</figcaption></figure>

Ainsi, les maïs aux BMSt et géométries racinaires les plus impactées, tels que FR04, FR05, FR06, FR07 et BE01, présentent généralement des teneurs en éléments nutritifs dans les racines contrastées par rapport aux témoins et autres maïs cultivés sur terres industrielles avec des accumulations de Ca, Mg, Mn, Zn et Fe. L'analyse en composantes principales (ACP) de paramètres morphologiques racinaires (BMS, HMP, proportion de la longueur racinaire au compris entre 0,2 et 0,4 mm et proportion de la BM racinaire) avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP quantifiées dans les racines (Figure 54) permet une meilleure compréhension des réponses de phytotoxicité des racines de maïs cultivés sur les terres industrielles.
<figure><img src="image_57.png" /></figure>

Figure 54 – Représentations des ACP des paramètres morphologiques racinaires avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP dans les racines selon deux axes (F2 à gauche et F3 à droite) (BMS : biomasse sèche ; %_0,2-0,4 : proportion des racines de diamètre compris entre 0,2 et 0,4 mm ; %_HMP : humidité pondérale ; % BM : allocation de la biomasse du système racinaire dans la plante entière ; HAP : concentrations en 13 HAP dans le système racinaire ; Zn, Fe, Mn, Mg, Ca, K : concentrations en éléments nutritifs dans le système racinaire)
La BMS des racines présente notamment des corrélations négatives significatives avec les teneurs en Mg (R² = -0,495), Fe (R² = -0,806) et Mn (R² = -0,708), qui seraient positivement corrélées à la teneur en HAP mesurées dans les racines (R² de 0,581, 0,434 et 0,605 respectivement). La teneur en HAP aurait également un effet négatif significatif sur la proportion de racines à diamètre compris entre 0,2 et 0,4 mm, R² étant égal à – 0,372. Les HAP dans les racines auraient un effet sur la nutrition des racines. Leur accumulation entraînerait alors une diminution de la biomasse des racines. L'étude des concentrations de ces éléments dans les feuilles devrait renseigner sur leur translocation et sur le fonctionnement global du maïs sur ces terres de culture.

### 1.3.3 Éléments dans les parties aériennes

Les Figure 55 et Figure 56 présentent respectivement les concentrations molaires en éléments majeurs (Ca, K, Mg et P) et traces métalliques (Cu, Mn, Zn et Fe) quantifiées dans les parties aériennes de maïs à l'issue de la culture sur les terres industrielles et du sable non contaminé. Les autres éléments (B, Cd, Co, Cr, Na, Ni et Pb) ne sont pas présentés, étant en dessous des limites de quantification (LQ respectives de 0,0232 ; 0 ; 0,0011 ; 0,0007 ; 0,1911 ; 0,0007 et 0,0020 mg L⁻¹). De même, les mesures sur les maïs de FR05 et BE01 n'ont pas pu être réalisées du fait d'un manque de biomasse. Un effet des terres de culture est observé (p < 0,05) et des tendances apparaissent. Les maïs de contrôle montrent des teneurs en macroélément de 123 µmol g⁻¹ en Ca, 188 µmol g⁻¹ en K, 98 µmol g⁻¹ en Mg et 34 µmol g⁻¹ en P. Quant aux concentrations molaires en microéléments, elles sont de 0,6 µmol Cu g⁻¹, 0,7 µmol Mn g⁻¹ et 1,2 µmol Fe g⁻¹, le Zn n'ayant pas pu être dosé dans les contrôles (LQ de 0,0514 mg L⁻¹). Les maïs des terres FR01, FR06, FR07 et SW03 présentent des teneurs en Ca supérieures à celles des témoins, avec des valeurs moyennes respectives de 251, 208, 241 et 197 µmol g⁻¹. Dans les maïs des autres terres, les valeurs varient entre 77 et 140 µmol g⁻¹. Les maïs des terres FR01 et FR04 présentent également
des teneurs en Mg supérieures significatives par rapport aux maïs de contrôle, ces valeurs étant
respectivement de 252 et 198 µmol g⁻¹. Les concentrations en Mg observées dans les maïs
cultivés sur les autres terres varient en moyenne de 59 à 111 µmol g⁻¹. Les maïs des terres FR02,
FR03 et FR07 ont également des teneurs en P plus élevées que les témoins, celles-ci étant de 50,
61 et 47 µmol g⁻¹. Autrement, les valeurs sont comprises entre 22 et 32 µmol g⁻¹. Enfin, de très
fortes accumulations en K sont observées, allant de 579 à 1046 µmol g⁻¹. Comme pour les
racines, les feuilles de FR04, FR06 et FR07 présentent de fortes teneurs en Mn en comparaison
avec les témoins, avec en moyenne 1,8, 1,4 et 1,6 µmol g⁻¹ respectivement. Les teneurs en Cu
sont très faibles et sont significativement inférieures dans les maïs cultivés sur les terres
industrielles en comparaison avec les maïs de contrôle, les valeurs varient entre 0,11 et 0,23 µmol
g⁻¹. Quant aux teneurs en Zn et Fe, elles ne semblent pas significativement affectées par la terre
de culture mais varient respectivement entre 0,8 et 3,1 µmol g⁻¹ et 1,1 et 2 µmol g⁻¹.
Chapitre 4 : Fonctionnement du maïs exposé aux HAP

<figure><img src="image_58.png" /><figcaption>Figure 55 - Concentrations molaires en éléments majeurs dans le système aérien selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4)</figcaption></figure>
<figure><img src="image_59.png" /><figcaption>Figure 56 - Concentrations molaires en éléments traces métalliques dans le système aérien selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4)</figcaption></figure>
L'analyse en composantes principales (ACP) de paramètres morphologiques du système aérien (BMS, HMP, nombre de feuilles et proportion de la BM aérienne) avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP quantifiées (Figure 57) permet une meilleure compréhension des réponses de phytotoxicité du système aérien de maïs cultivés sur les terres industrielles. La teneur en HAP dans les parties aériennes semble limiter la translocation des éléments Zn et Cu, comme l'indiquent les R² significatifs de – 0,391 et – 0,397. Le Zn présente toutefois des corrélations positives significatives avec la BMS aérienne (R² = 0,367) et le nombre de feuilles (R² = 0,357).

L'accumulation de Ca et Mn aurait également un effet négatif sur le nombre de feuilles (R² respectifs de – 0,528 et – 0,538), ainsi que sur la BMS pour ce dernier élément (R² = - 0,309).
<figure><img src="image_60.png" /></figure>

Figure 57 - Représentations des ACP de paramètres morphologiques du système aérien avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP dans les parties aériennes selon deux axes (F2 à gauche et F3 à droite) (BMS : biomasse sèche ; Nbre_Feuilles : nombre de feuilles par plante ; %HMP : humidité pondérale ; % BM : allocation de la biomasse du système aérien dans la plante entière ; HAP : concentrations en 13 HAP dans le système aérien ; Zn, Cu, K, P, Fe, Ca, Mg, Mn : concentrations en éléments nutritifs dans le système racinaire)
Ainsi, les symptômes phytotoxiques identifiés dans la plante semblent liés aux teneurs en certains éléments dans les racines et les parties aériennes et non aux HAP accumulés. Ces différences nutritionnelles peuvent être liées aux propriétés agronomiques très hétérogènes d'une terre à l'autre et/ou aux teneurs en HAP totaux.

## 1.4 Effets des terres sur le fonctionnement du maïs

L'analyse en composantes principales (ACP) des propriétés agronomiques des terres industrielles (Figure 58) indique de fortes corrélations positives entre les teneurs en argile et les éléments quantifiés dans les terres. La fraction fine concentrerait la majorité des éléments (P, Ca, Mg, K, Fe, Na, Zn, S, Co, Pb, Cd, Cr et Ni), dont les teneurs montrent des corrélations négatives significatives avec les BMS racinaires ($R^2$ entre -0,338 et -0,670). De même, la BMS aérienne serait négativement affectée par le Mn et le Ca présents en fortes concentrations dans les terres ($R^2$ respectifs de -0,322 et -0,529). Les teneurs en HAP n'auraient que très peu d'effet sur la BMS des deux parties de la plante, les concentrations en HAP totaux ayant des $R^2$ de -0,062 et -0,024 et les HAP dissous (méthode POM) ayant des $R^2$ de -0,150 et -0,193 avec les racines et les parties aériennes respectivement.
<figure><img src="image_61.png" /></figure>

Figure 58 - Représentations des ACP des BMS racinaires (à gauche) et aériennes (à droite) avec les propriétés agronomiques des terres industrielles selon les axes 1 et 2 (C/N : ratio Carbone/Azote; Limon, Argile, Sable : texture ; CO : concentration en carbone organique ; Exch : éléments échangeables ; HAP_dissous : concentrations des 13 HAP dissous dans la solution ; HAP_terre : concentrations des 13 HAP totaux)
Ainsi, les terres industrielles ont induit des réponses de phytotoxicité chez le maïs. Les individus les plus affectés présentent une forte diminution de la BMSt (Chaineau 1995; Henner et al. 1999; Baldyga et al. 2005; Merkl et al. 2005a; Smith et al. 2006), accompagnée de modifications morphologiques du système racinaire, comme cela est souvent rapporté (Wittig et al. 2003; Baldyga et al. 2005; Alkio et al. 2005; Liu et al. 2009a; Kummerová et al. 2012, 2013). L'allocation de la biomasse et le nombre de feuille indiquent un retard de développement (Lövenstein et al. 1995), peut-être dû à une toxicité métallique. En effet, des différences au niveau du statut nutritionnel des plantes sont observées dans les racines et les feuilles. Les maïs cultivés sur les terres industrielles présentent d'importantes teneurs en Ca, K, Mn, Zn et Fe dans les racines mais l'observation la plus remarquable est l'accumulation de K dans les parties aériennes. Toutefois, aucun lien direct avec les concentrations en HAP totaux ou dissous dans l'eau porale n'a pu être établi. Les caractéristiques agronomiques des terres sont très hétérogènes mais la pollution métallique semble être à l'origine des réponses toxiques des maïs et pourrait masquer une action des HAP sur le fonctionnement de la plante. La mise en œuvre d'une culture sur un support neutre limiterait les interactions entre les HAP et le milieu et amplifierait les réponses toxiques pour une meilleure visibilité. De même, les conditions de culture doivent être optimales pour ne pas masquer les effets du polluant sur les paramètres étudiés. Une culture sur sable complémenté par une solution nutritive a ainsi été réalisée, intégrant plusieurs niveaux de concentration d'une seule molécule de HAP, le PHE, d'origine artificielle et fait l'objet de la partie suivante du chapitre.
# 2 Fonctionnement du maïs exposé au PHE

## 2.1 Devenir du PHE dans le milieu

### 2.1.1 Observation du PHE au sein du support de culture

Afin de vérifier que le PHE était bien adsorbé sur les grains de sable, ces derniers ont été observés après 10 jours de culture (Expérience I) par microscopie à épifluorescence grâce au filtre UV-1A. Le PHE n'était pas visible dans le sable contrôle (Figure 59, A). Des amas de PHE étaient bien visibles à 50 et 150 mg PHE kg⁻¹, avec une intensité lumineuse plus importante à 150 mg PHE kg⁻¹ (Figure 59, C) qu'à 50 mg PHE kg⁻¹ (Figure 59, B).

<figure><img src="image_62.png" /><figcaption>Figure 59 - Photographies couleurs, prises sous UV-1A, des grains de sable 10 jours après contamination à (A) 0, (B) 50 et (C) 150 mg PHE kg⁻¹. Barre blanche = 300µm.</figcaption></figure>

### 2.1.2 Devenir dans le temps

La quantification du PHE total (Figure 60) à l'issue de la culture (Expérience II) indique une très forte dégradation du polluant avec des effets significatifs de la concentration initiale et de la plante (p < 0,05). Les concentrations les plus élevées, 34 et 54 µg kg⁻¹, sont respectivement observées pour la modalité avec plante aux concentrations initiales de 500 et 750 mg kg⁻¹. La
plante aurait donc limité la dégradation du PHE. Toutefois, il existe un facteur de plus de 1000
entre les concentrations initiales et finales, que ce soit avec ou sans plante.

<figure><img src="image_63.png" /><figcaption>**Figure 60 – Concentrations finales de PHE dans le sable à l'issue de l'expérimentation avec et sans plante (n = 6)**</figcaption></figure>

La quantification du PHE dissous au cours du temps renseigne sur l'exposition des racines par l'eau porale durant la culture (Figure 61). Une analyse de variance à trois facteurs montre un effet significatif du temps et de la concentration initiale en PHE mais pas d'effet lié à la présence de la plante sur la dégradation du polluant. Les concentrations en PHE dans l'eau porale dépendent de la concentration initiale dans le sable : 22, 55, 50, 78 et 89 µg L⁻¹ en moyenne le premier jour pour des concentrations dans le sable de 50, 150, 250, 500 et 750 mg kg⁻¹. Ces concentrations diminuent avec le temps. Au 8ème jour, la concentration en PHE dissous varie entre 3 et 5 µg L⁻¹,
quelle que soit la concentration initiale dans le sable, jusqu'à être quasiment nulle dès la troisième semaine pour toutes les niveaux de PHE testés.

<figure><img src="image_64.png" /><figcaption>Figure 61 – Évolution temporelle des concentrations en PHE dissous en fonction de la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 3 et 6)</figcaption></figure>

Les pots de culture en verre limitent la sorption du PHE sur les parois, également enveloppées de bâche noire à l'extérieur pour empêcher la photodégradation du polluant dans le milieu. La dégradation du polluant serait donc principalement liée à l'activité microbienne du milieu. Cette activité est confirmée par la diminution dans le temps des nitrates en l'absence de plante (Figure 62). Au début de la culture, les concentrations moyennes en nitrates sont de 810, 765 et 740 mg L⁻¹ dans les milieux avec des concentrations initiales dans le sable de 0, 50 et 150 mg PHE kg⁻¹ respectivement. Ces différences significatives d'assimilation du nitrate peuvent être liées à une augmentation de l'activité microbienne (Ambrosoli et al. 2005) du fait de teneurs plus élevées en PHE dans le milieu. Une dégradation peut se produire en présence des ions nitrates qui assurent
le rôle de réducteur dans les biodégradations anaérobies de HAP comme le PHE (McNally *et al.*
1999; Chang *et al.* 2002). Le restant de la culture, les teneurs en nitrates sont similaires entre
elles, d'une moyenne de 695 mg L⁻¹.

<figure><img src="image_65.png" /><figcaption>Figure 62 – Concentrations initiales et finales de nitrate en solution en solution lors de l’expérimentation sans plante (n = 3)</figcaption></figure>

En conclusion, la quantification du PHE total dans le sable à l'issue de la culture de l'expérience
II indique une dégradation quasi-totale du polluant dans le milieu et celle-ci est d'autant plus
marquée en l'absence de plante. Du PHE est pourtant encore visible après 10 jours de culture lors
de l'expérience I. Il semble que l'inoculum bactérien apporté dans les dispositifs de culture lors
de l'expérience II ait eu l'effet opposé à celui recherché et aurait accéléré la dégradation du PHE
par rapport à l'expérience I. L'exposition des plantes au PHE ne serait donc pas constante, voire
nulle à partir d'un certain laps de temps non défini. Les teneurs de PHE en solution à 8 j de
culture confirment la présence du HAP dans le milieu à des concentrations similaires, malgré
d'importantes différences de concentrations initiales dans le sable. L'observation d'amas de PHE
sur des grains de sable en microscopie du PHE après 10 j de culture sur les grains de sable
indique aussi une sorption homogène du polluant dans le substrat. La diminution dans le temps
des teneurs en nitrate dans les milieux sans plante démontre une activité microbienne, principal
acteur de la dégradation des HAP dans les sols (Ambrosoli et al. 2005; Haritash et al. 2009).
Celle-ci serait plus importante au début aux concentrations en PHE les plus élevés jusqu'à
atteindre l'équilibre, observée ici à 8 j avec une concentration de PHE dissous de 3 mg L⁻¹.

## 2.2 Réponses physiologiques du maïs

2.2.1 Allocation de la biomasse

À l'issue des 28 j de culture (Expérience II), six maïs sur six ont été récoltés pour la modalité témoin. En présence de PHE, quatre maïs sur six ont survécu lors d'exposition à 50, 150, 250 et 500 mg PHE kg<sup>-1</sup> contre cinq sur six à 750 mg PHE kg<sup>-1</sup>.
<figure><img src="image_66.png" /><figcaption>Figure 63 – Photographies illustrant des plants de maïs en pot de culture après 28 j de culture sur sable complémenté en solution nutritive et artificiellement contaminé en PHE selon plusieurs niveaux de concentration (mg PHE kg⁻¹)</figcaption></figure>

Malgré un taux de survie élevé, les maïs exposés au PHE présentent des BMSt significativement réduites (p < 0,05), variant entre 0,6 et 0,22 g, soit une diminution de 75 % en comparaison avec la modalité de contrôle, ayant une BMSt moyenne de 0,88 g par plante.
<figure><img src="image_67.png" /><figcaption>Figure 64 - Biomasses sèches totales par plante (g) selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6)</figcaption></figure>

Des différences significatives dans l'allocation de biomasse sèches sont également observées (p < 0,05). La proportion de racines s'élève en moyenne à 29 % de la BMSt des maïs exposés au PHE, alors qu'elle n'est que de 20 % pour les plantes cultivées sur sable non contaminé. Toutefois, cette augmentation est indépendante du gradient croissant de concentration en PHE. L'exposition en PHE a également induit une diminution significative de la proportion de la tige. Étant en moyenne de 27 % pour les maïs de contrôle, elle diminue de 21 à 15 % selon des niveaux croissants de 50 à 750 mg PHE kg⁻¹. La proportion du système foliaire n'est pas affectée par l'exposition en PHE et représente approximativement 54 % de la BMSt toutes concentrations en PHE dans le sable confondues.
<figure><img src="image_68.png" /><figcaption>Figure 65 – Allocation de la biomasse (%) du maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6)</figcaption></figure>

2.2.2 Géométrie du système foliaire

Le Tableau 9 présente les caractéristiques géométriques du système foliaire mesurées à l’issue de
la culture sur sable. Les plantes exposées au PHE possèdent en moyenne quatre feuilles, contre
cinq pour la modalité témoin. Toutefois, les feuilles des plantes exposées au PHE présentent des
jaunissements à l’extrémité des feuilles, semblables à un début de sénescence. Ces surfaces
sénescentes sont très faibles, à peine 2 % de la surface foliaire totale, à 50 mg kg⁻¹ mais
augmentent considérablement aux concentrations en PHE supérieures, variant entre 14 et 31 % en
moyenne. La détermination de la SLA (équation 11, page 37) montre également une
augmentation de 13 à 21 % lors d'exposition au PHE en comparaison avec le contrôle, bien que
non significative et sans corrélation avec les différents niveaux de concentration. Au contraire,
l'ELT (équation 13, page 66) est significativement supérieure chez les maïs de contrôle et à 50 mg PHE kg⁻¹. Au-delà de cette concentration, l'ELT diminue de 39 à 49 % en comparaison avec les témoins.

<table><caption>Tableau 9 – Nombre de feuilles, moyennes des surfaces foliaires spécifiques (SLA), proportion de sénescence des feuilles et épaisseurs foliaires du maïs (ELT) selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6)</caption><thead><tr><th>[PHE]<sub>initiale</sub> (mg kg<sup>-1</sup>)</th><th>Nombre de feuilles</th><th>Sénescence (% surface)</th><th>SLA (m<sup>2</sup> kg<sup>-1</sup>)</th><th>ELT (µm)</th></tr></thead><tbody><tr><td>0</td><td>5 a</td><td>0 ± 0 b</td><td>43,1 ± 4,0 a</td><td>166 ± 3 a</td></tr><tr><td>50</td><td>4 b</td><td>1,6 ± 1,0 ab</td><td>53,5 ± 1,3 a</td><td>136 ± 7 ab</td></tr><tr><td>150</td><td>4 b</td><td>31 ± 12,7 a</td><td>54,2 ± 3,4 a</td><td>101 ± 12 bc</td></tr><tr><td>250</td><td>4 b</td><td>18 ± 3,4 ab</td><td>51,4 ± 5,5 a</td><td>85 ± 13 c</td></tr><tr><td>500</td><td>4 b</td><td>14 ± 2,1 ab</td><td>49,5 ± 5,5 a</td><td>102 ± 9 bc</td></tr><tr><td>750</td><td>4 b</td><td>19 ± 4,5 a</td><td>53,7 ± 4,8 a</td><td>96 ± 6 c</td></tr></tbody></table>

### 2.2.3 Géométrie du système racinaire

Les longueurs totales moyennes des racines de maïs cultivés sur du sable contaminé selon différents niveaux de concentration en PHE sont présentées dans la Figure 66. Les maïs exposés au PHE présentent des longueurs racinaires totales significativement réduites (p < 0,05). Les maïs exposés à 50 mg PHE kg⁻¹ ont une longueur racinaire totale moyenne de 600 cm par individu, équivalent à une inhibition de 50 % par rapport au contrôle (1200 cm par plante). Les maïs exposés aux concentrations comprises entre 150 et 750 mg PHE kg⁻¹ présentent des longueurs racinaires totales similaires entre elles, environ 220 cm par individu, soit une diminution de près de 80 % par rapport au contrôle.
<figure><img src="image_69.png" /><figcaption>Figure 66 - Longueurs racinaires totales du maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6)</figcaption></figure>

La distribution de la longueur racinaire totale selon le diamètre des racines (Figure 67) ne montre pas d'effet significatif de la concentration d'exposition en PHE sur les racines de plus de 0,4 mm de diamètre en comparaison avec la modalité sans PHE. Toutefois, les racines de maïs de moins de 0,2 mm d'épaisseur et supérieures à 1,2 mm tendent à disparaitre en faveur de racines plus épaisses en présence de PHE. En effet, les plantes exposées aux deux plus faibles concentrations en PHE présentent en moyenne 42 % de racines aux diamètres inférieurs à 0,2 mm, contre 52 % pour les témoins. Cette proportion diminue significativement aux concentrations supérieures testées, variant entre 23 et 27 %. De même, les racines supérieures à 1,2 mm d'épaisseur constituent en moyenne 3 % de la longueur racinaire totale pour les témoins mais diminue à 1 % en moyenne, tous niveaux de PHE confondus. Au contraire, les racines de diamètre entre 0,2 et
0,4 mm, représentant 26 % de la longueur totale des témoins, voient leur proportion augmenter en présence de PHE, jusqu'à 37 % à 250 mg PHE kg⁻¹. De même, les classes de diamètres entre 0,4 et 1,2 mm représentent globalement des proportions légèrement plus importantes, celles-ci étant en moyenne de 19,17, 8 et 3 % pour ces quatre classes de diamètre, contre 11, 8, 5, et 1 % sans PHE dans le milieu.
<figure><img src="image_70.png" /><figcaption>Figure 67 - Distribution du diamètre des racines (mm) selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n = 6)</figcaption></figure>
### 2.2.4 Fonctions physiologiques

#### Photosynthèse et transpiration

L'étude des échanges gazeux des feuilles de maïs montre une diminution significative de l'absorption en CO₂, atteignant 0,43 µmol m⁻² s⁻¹ à 50 mg PHE kg⁻¹, soit 51 % de l'influx mesuré sur les feuilles de contrôle (0,88 µmol m⁻² s⁻¹), 0,14 µmol m⁻² s⁻¹ à 150 mg kg⁻¹ (soit une diminution de 84 % par rapport au témoin) et 0,03 µmol m⁻² s⁻¹ (inhibition de 98 % par rapport au témoin) pour les concentrations initiales en PHE testées entre 250 et 750 mg kg⁻¹. De même, les plantes exposées aux concentrations supérieures à 50 mg PHE kg⁻¹ présentent des émissions en H₂O plus faibles d'environ 71 % (en moyenne 0,09 mmol m⁻² s⁻¹) par rapport aux plantes de contrôle et à 50 mg PHE kg⁻¹ (0,17 mmol m⁻² s⁻¹).

<table><caption>Tableau 10 – Bilan des échanges gazeux en CO₂ et H₂O sur la deuxième feuille de maïs après 25 j de culture sur sable artificiellement contaminé en PHE selon plusieurs niveaux de concentration</caption><thead><tr><td>[PHE]<sub>initial</sub> (mg kg<sup>-1</sup>)</td><td>Influx de CO<sub>2</sub> (µmol m<sup>-2</sup> s<sup>-1</sup>)</td><td>Efflux de H<sub>2</sub>O (mmol m<sup>-2</sup> s<sup>-1</sup>)</td></tr></thead><tbody><tr><td>0</td><td>0,88 ± 0,10 <i>a</i></td><td>0,17 ± 0,03 <i>a</i></td></tr><tr><td>50</td><td>0,43 ± 0,15 <i>ab</i></td><td>0,16 ± 0,03 <i>a</i></td></tr><tr><td>150</td><td>0,14 ± 0,01 <i>bc</i></td><td>0,05 ± 0,05 <i>a</i></td></tr><tr><td>250</td><td>0,01 ± 0,01 <i>c</i></td><td>0,05 ± 0,02 <i>a</i></td></tr><tr><td>500</td><td>0,03 ± 0,01 <i>c</i></td><td>0,08 ± 0,02 <i>a</i></td></tr><tr><td>750</td><td>0,04 ± 0,02 <i>c</i></td><td>0,11 ± 0,02 <i>a</i></td></tr></tbody></table>

Toutefois, les organes des maïs cultivés ne présentent pas de différence significative d'humidité relative pondérale entre eux selon la concentration initiale en PHE dans le sable étant en moyenne autour de 90 % pour les trois organes (Figure 68). Toutefois, la sénescence précoce du bout des
feuilles apparaissant avec le PHE tend à diminuer l'humidité pondérale au-delà de 150 mg PHE kg⁻¹.

<figure><img src="image_71.png" /><figcaption>**Figure 68 – Humidité pondérale relative des différents organes des maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n = 6)**</figcaption></figure>

## Nutrition minérale

Les teneurs en éléments dans les feuilles de maïs exposés au PHE montrent des différences significatives avec les maïs de contrôle. Au-delà de 50 mg PHE kg⁻¹, les feuilles tendent à accumuler d'importantes concentrations en Ca, Mg, P et Zn, respectivement + 48, + 32, + 68, et + 49 % que les maïs de contrôle, et présentent une carence en K, en moyenne 77 % inférieures à celles du contrôle. Les autres éléments nutritifs quantifiés, N, Fe et Mn, ne présentent pas de différences significatives avec le contrôle, à l'exception du Fe à 250 mg PHE kg⁻¹ et du Mn à 50 et 750. Les teneurs dans les racines de maïs exposés au PHE ne présentent pas de grandes différences avec les maïs de contrôle. De fortes diminutions en N et K sont observées lors d'une
exposition à la concentration en PHE la plus élevée, de 60 et 56 % respectivement. Les racines exposées à des niveaux de PHE entre 150 et 500 mg kg⁻¹ présentent des concentrations plus faibles en Ca et Mn que les témoins et les plantes à 750 mg PHE kg⁻¹.
<table><caption>Tableau 11 – Concentrations molaires en éléments nutritifs (mol g⁻¹) dans les systèmes aériens et racinaires des maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n = 3 et 6). Les différences statistiques sont étudiées par élément et distinctement entre les systèmes aériens et racinaires.</caption><thead><tr><th></th><th>[PHE] initiale (mg kg<sup>-1</sup>)</th><th>N</th><th>K</th><th>Ca</th><th>Mg</th><th>P</th><th>Fe</th><th>Mn</th><th>Zn</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="6">Système aérien</td><td rowspan="2">0</td><td>3283 ± 269</td><td>413 ± 62</td><td>152 ± 11</td><td>83 ± 4</td><td>70 ± 10</td><td>2,25 ± 0,2</td><td>0,57 ± 0,07</td><td>0,81 ± 0,22</td></tr><tr><td>a</td><td>a</td><td>b</td><td>c</td><td>c</td><td>b</td><td>b</td><td>c</td></tr><tr><td rowspan="2">50</td><td>4070 ± 242</td><td>566 ± 86</td><td>250 ± 28</td><td>97 ± 6</td><td>129 ± 21</td><td>3,12 ± 0,5</td><td>0,90 ± 0,08</td><td>1,14 ± 0,06</td></tr><tr><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>bc</td><td>bc</td><td>ab</td><td>a</td><td>bc</td></tr><tr><td rowspan="2">150</td><td>3598 ± 125</td><td>188 ± 47</td><td>243 ± 26</td><td>96 ± 11</td><td>152 ± 25</td><td>3,57 ± 0,4</td><td>0,71 ± 0,05</td><td>1,72 ± 0,13</td></tr><tr><td>a</td><td>b</td><td>ab</td><td>bc</td><td>bc</td><td>ab</td><td>ab</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">250</td><td>2737 ± 728</td><td>100 ± 10</td><td>306 ± 36</td><td>108 ± 10</td><td>188 ± 20</td><td>4,98 ± 1,4</td><td>0,79 ± 0,04</td><td>1,55 ± 0,21</td></tr><tr><td>a</td><td>b</td><td>a</td><td>abc</td><td>ab</td><td>a</td><td>ab</td><td>ab</td></tr><tr><td rowspan="2">500</td><td>2958 ± 564</td><td>86 ± 9</td><td>285 ± 20</td><td>118 ± 5</td><td>184 ± 29</td><td>2,86 ± 0,2</td><td>0,70 ± 0,02</td><td>1,39 ± 0,09</td></tr><tr><td>a</td><td>b</td><td>a</td><td>ab</td><td>ab</td><td>ab</td><td>ab</td><td>ab</td></tr><tr><td rowspan="2">750</td><td>2954 ± 636</td><td>81 ± 8</td><td>328 ± 11</td><td>142 ± 9</td><td>277 ± 24</td><td>3,14 ± 0,2</td><td>0,91 ± 0,11</td><td>1,72 ± 0,06</td></tr><tr><td>a</td><td>b</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>ab</td><td>a</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="6">Système racinaire</td><td rowspan="2">0</td><td>2189 ± 142</td><td>230 ± 25</td><td>209 ± 11</td><td>59 ± 2</td><td>73 ± 5</td><td>4,24 ± 0,4</td><td>0,41 ± 0,06</td><td>1,57 ± 0,32</td></tr><tr><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>ab</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">50</td><td>2573 ± 150</td><td>253 ± 72</td><td>161 ± 18</td><td>39 ± 4</td><td>86 ± 9</td><td>6,76 ± 0,4</td><td>0,32 ± 0,02</td><td>0,97 ± 0,10</td></tr><tr><td>a</td><td>a</td><td>abc</td><td>ab</td><td>a</td><td>a</td><td>ab</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">150</td><td>2190 ± 202</td><td>194 ± 30</td><td>122 ± 21</td><td>36 ± 9</td><td>85 ± 3</td><td>10,09 ± 2,2</td><td>0,28 ± 0,03</td><td>1,63 ± 0,30</td></tr><tr><td>a</td><td>ab</td><td>c</td><td>ab</td><td>a</td><td>a</td><td>b</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">250</td><td>2797 ± 164</td><td>123 ± 16</td><td>133 ± 18</td><td>37 ± 7</td><td>73 ± 9</td><td>6,21 ± 0,4</td><td>0,26 ± 0,03</td><td>1,38 ± 0,05</td></tr><tr><td>a</td><td>ab</td><td>bc</td><td>ab</td><td>a</td><td>a</td><td>b</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">500</td><td>2348 ± 149</td><td>136 ± 19</td><td>110 ± 19</td><td>24 ± 5</td><td>63 ± 3</td><td>8,36 ± 0,5</td><td>0,27 ± 0,04</td><td>1,23 ± 0,21</td></tr><tr><td>a</td><td>ab</td><td>c</td><td>b</td><td>a</td><td>a</td><td>b</td><td>a</td></tr><tr><td rowspan="2">750</td><td>957 ± 120</td><td>106 ± 21</td><td>200 ± 20</td><td>43 ± 7</td><td>84 ± 13</td><td>24,50 ± 14,4</td><td>0,60 ± 0,10</td><td>1,43 ± 0,19</td></tr><tr><td>b</td><td>b</td><td>ab</td><td>ab</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td><td>a</td></tr></tbody></table>
Le PHE semble donc hautement toxique pour le maïs. Toutefois, les réponses toxiques ne sont pas proportionnelles aux concentrations initiales de PHE dans le sable. En effet, des réponses similaires entre elles sont généralement observées lors d'exposition à des teneurs entre 150 et 750 mg PHE kg⁻¹, tandis qu'elles sont moins prononcées à 50 mg PHE kg⁻¹. La croissance des plantes est affectée dès le plus faible niveau de concentration, à 50 mg kg⁻¹ où une faible mortalité apparait. Les réponses du maïs seraient peut-être plus progressives lors d'expositions au PHE comprises entre 0 et 50 mg kg⁻¹. Par exemple, Alkio et al. (2005) ont observé chez l'arabette des dames, cultivée sur milieu solide, des réponses toxiques croissantes à de faibles concentrations en PHE (entre 0,05 et 0,25 mM) mais des réponses de mêmes amplitudes à des concentrations plus élevées (de 0,25 à 0,75 mM). Le pouvoir inhibiteur du PHE sur la biomasse a déjà été répertorié (Alkio et al. 2005; Li et al. 2008; Ahammed et al. 2012b). Toutefois, la diminution du nombre de feuilles et la proportion plus élevée du système racinaire (Lövenstein et al. 1995) témoignent d'un retard de développement en comparaison avec le contrôle. Les mesures d'échanges gazeux foliaires montrent également une forte diminution de la transpiration et de l'absorption de CO₂ lors d'exposition à des concentrations supérieures à 50 mg PHE kg⁻¹. L'humidité pondérale n'étant pas significativement affectée, cette diminution de la perte d'eau confirmerait donc une fermeture plus importante des stomates. Ainsi, la réduction de la fixation de carbone photosynthétique peut être à l'origine de ce ralentissement de croissance chez ces plantes, malgré l'augmentation de la SLA et la diminution de l'épaisseur foliaire qui pourraient témoigner d'une réponse adaptative de la plante pour maximiser l'exposition lumineuse et les échanges gazeux des cellules photosynthétiques. Les racines sont également plus épaisses et plus courtes, mais leur humidité pondérale inchangée laisse supposer un prélèvement d'eau suffisant. Les parties aériennes du maïs présentent d'importantes accumulations en Ca, Mg, P et Zn ainsi qu'une
carence en K dues à l'exposition au PHE. Ces éléments ont des rôles majeurs dans la biochimie
ou la physiologie de la plante mais peuvent se révéler toxiques lorsqu'ils sont en concentration
excessive (Marschner 2012). Certains de ces symptômes sont communs au stress hydrique (Rao
et al. 1987; Tezara et al. 1999; Shao et al. 2008), hypothèse évoquée lors d'expositions à des
HAP et/ou hydrocarbures (Adam et Duncan 2002; Merkl et al. 2005b; Langer et al. 2010). Le
potassium et le calcium sont notamment impliqués dans le fonctionnement des stomates. L'efflux
des ions K+ par les cellules de garde dans les cellules annexes est possible grâce à la
dépolarisation de la membrane, causée par le passage d'ions Ca2+ et entraîne la fermeture des
stomates (Ward et Schroeder 1994). Le calcium est aussi impliqué dans certaines réponses
hormonales et aux facteurs environnementaux (Nabors 2008). Lors d'un stress hydrique,
l'accumulation de Mg2+ dans les feuilles peut également inhiber la photosynthèse (Rao et al.
1987; Lawlor 2002). De plus, il a été démontré que le stress hydrique diminue la capacité de la
plante à synthétiser de l'ATP, entrainant une baisse de l'assimilation photosynthétique de CO2
(Tezara et al. 1999). De même, la mobilisation du P, acteur principal du transfert d'énergie
(Marschner 2012), pourrait résulter d'une carence en P inorganique du fait de l'altération de
l'ATPase. Le mécanisme de défense au stress hydrique peut aussi perturber la défense contre le
stress oxydant (Jiang et Zhang 2002). Ce stress oxydatif a été observé lors d'exposition à des
HAP (Alkio et al. 2005; Pašková et al. 2006; Liu et al. 2009b), causant des dommages cellulaires
et tissulaires, telles que la senescence précoce observée à la pointe des feuilles. Enfin, le Zn est
présent dans des enzymes comme les oxydoréductases et est capable d'inhiber la photosynthèse à
travers plusieurs mécanismes (Marschner 2012).

La nouvelle question qui en découle est : la perturbation du statut nutritionnel dans les feuilles
entraîne-t-elle la fermeture des stomates, réduisant la photosynthèse et diminuant ainsi la
croissance ? Bien que ces symptômes puissent correspondre à ceux d'un stress hydrique, la disponibilité en eau n'était pas limitée et l'humidité pondérale dans les racines n'indique pas de déficit d'eau. Toutefois, plusieurs études ont montré l'existence d'un système de contrôle de l'activation de la fermeture des stomates par les racines (Blackman et Davies 1985; Zhang et Davies 1987). L'étude des racines à l'échelle microscopique pourrait renseigner sur l'impact du PHE au niveau des tissus et des cellules et aider à la compréhension du mécanisme sous-jacent aux perturbations physiologiques observées.

## 2.3 Subérification des tissus racinaires

Les Figure 69 et Figure 70 présentent les taux de subérification de l'exoderme et de l'endoderme le long de la racine après 10 et 20 j de culture (Expérience I).

À 10 j, la racine du contrôle présente un taux de subérification de l'exoderme et de l'endoderme supérieur à 80 % de la graine jusqu'à 70 et 80 % de distance de l'apex. Aucune subérification n'est observée au-delà de la moitié de la racine dans les tissus. À 50 et 150 mg PHE kg⁻¹, la subérification de l'exoderme s'étend de la graine jusqu'à environ 45 % de l'apex à un taux supérieur à 80 % et disparait dans les derniers 20 % de la racine. À la plus faible concentration en PHE, l'endoderme présente une subérification supérieure à 80 % de la graine à 50 % de distance à l'apex, tandis qu'elle s'étend jusqu'à 40 % de l'apex lors d'une exposition à 150 mg PHE kg⁻¹. Une augmentation significative de l'intensité de subérification de l'endoderme et de l'exoderme est donc observée aux concentrations initiales 50 et 150 mg PHE kg⁻¹ dans le sable par rapport à la situation contrôle (Annexes, Figure 84).

À 20 j, l'exoderme et l'endoderme de la racine de contrôle présentent une subérification complète jusqu'à 10 % de l'apex. L'exoderme des racines exposées au PHE est subérifié à plus de 80 %
jusqu'à environ 40 % de distance à l'apex. À la concentration la plus faible, l'endoderme est également subérifié à plus de 80 % jusqu'à environ 40 % de distance à l'apex mais au plus fort niveau d'exposition en PHE, l'endoderme est subérifié à plus de 80 % jusqu'à 20 %. À 20 j, aucune différence significative de l'intensité de subérification n'est observée pour les deux tissus racinaires par rapport au contrôle (Annexes, Figure 84), bien qu'elle tend à diminuer dans l'exoderme en présence de PHE.

Le PHE affecte donc la subérification de l'endoderme et de l'exoderme de la racine principale mais cette action ne perdure pas dans le temps.
<figure><img src="image_72.png" /></figure>

<figure><img src="image_73.png" /></figure>

Figure 69 - Évolution du taux de subérification de l'exoderme et l'endoderme de la racine principale selon les trois niveaux d'exposition en PHE à 10 j de culture (n = 5)
<figure><img src="image_74.png" /></figure>

<figure><img src="image_75.png" /></figure>

Figure 70 - Évolution du taux de subérification de l'exoderme et l'endoderme de la racine principale selon les trois niveaux d'exposition en PHE à 20 j de culture (n = 5)
Parfois, une subérification plus intense peut être observée autour de cristaux de PHE, comme illustrée en Figure 71. Soit le PHE s'est accumulé dans une zone plus subérifiée du fait d'une forte affinité pour la matrice (Chen et al. 2009), soit la subérine s'est développée autour de l'amas de PHE pour limiter sa diffusion.

<figure><img src="image_76.png" /></figure>

Figure 71 - Photographie d'une coupe (200 µm d'épaisseur) de la racine principale de maïs exposée à 150 mg PHE kg⁻¹, durant 10 jours, située à 50 % de distance à l'apex, colorée au Fluorol yellow 088. L'image est issue de la superposition de photographie prise sous filtre UV-1A (bleue) et filtre FITC (verte). Les flèches rouges montrent des amas de PHE. EX = exoderme ; C = cortex ; EN = endoderme ; X1 = xylème primaire ; X2 = xylème secondaire ; S = stèle.

En conclusion, l'exposition au PHE induit une augmentation précoce de la subérification (Kummerová et al. 2013) puis semble se maintenir au cours du temps, alors que les maïs non soumis au PHE subissent une subérification des tissus plus lente, développement normal lié à l'âge (Enstone et Peterson 2005). Après 10 j de culture, dans le cas d'une exposition au PHE
égale ou supérieur à 50 mg kg⁻¹, les mesures indiquent des taux de recouvrement de PHE les plus importants près de la graine, jusqu'à 75 % de distance à l'apex, avec des amas de PHE seulement observés dans l'exoderme (Chapitre 3, §4). D'après les racines de contrôle, cette partie de la racine est également subérifiée à plus de 80 %. Ainsi, l'exoderme subérifié près de la graine constituerait un « puits » pour le PHE mais limiterait également la diffusion radiale du HAP (Chen et al. 2009). L'hypothèse est que le PHE absorbé au niveau de l'exoderme est détecté et induit une subérification précoce de l'endoderme et de l'exoderme le long de la racine. À 20 j, la subérification de ces zones est moins avancée que dans les racines de contrôle. Le PHE en solution et dans le sable a probablement disparu (Chapitre 4, §2.1) mais les racines exposées à 150 mg PHE kg⁻¹ ont continué à absorber davantage de PHE, comme l'indique l'augmentation des taux de recouvrement dans les zones subérifiées (Chapitre 3, §4), intensifiant la subérification de l'exoderme le long de la racine. Du fait d'une plus faible concentration initiale dans le sable, le PHE a été dégradé plus rapidement à 50 mg kg⁻¹ et n'est plus absorbé par les racines. La subérification de l'endoderme s'arrête et la plante métabolise le polluant, hypothèse déduite de la diminution des taux de recouvrement de PHE près de la racine (Chapitre 3, §4). Au contraire, à 150 mg PHE kg⁻¹, il est possible que cette capacité de métabolisation soit dépassée, le PHE dans le milieu continue à s'accumuler et les amas de PHE accumulés dans les tissus forment un réservoir limité par la subérine mais non entièrement confiné.

## 3 Conclusion

La phytotoxicité de certaines terres industrielles a été démontrée mais la variété d'amplitude des réponses et la pluralité des propriétés agronomiques des terres ne permettent pas d'affirmer une relation directe avec les HAP (Chaineau 1995). Les symptômes toxiques observés seraient d'origine multifactorielle et pourraient masquer les effets des HAP. Toutefois, les plants de maïs
cultivés sur ces terres présentent en général une inhibition de la croissance, un épaississement et raccourcissement racinaire mais également un statut nutritionnel perturbé, avec l'accumulation de certains éléments dans les parties aériennes (Ca, Mg, P, Mn et Zn). L'expérimentation de culture du maïs sur un système simplifié, du sable artificiellement contaminé avec une molécule de HAP, a permis de s'affranchir de nombreux facteurs limitants : disponibilité du polluant (MO, vieillissement), de l'eau (CRE) et des nutriments (solution nutritive adaptée). Ainsi, il a été possible d'étudier le comportement du PHE dans le milieu et lors de son contact avec les racines, et d'amplifier les réponses toxiques du maïs en présence du PHE.

Une biodégradation rapide et quasi-totale du PHE est observée dans le milieu de culture. De ce fait, les réponses observées chez le maïs seraient causées par une exposition intense (disponibilité totale du polluant) et très courte (moins de 16 j). L'accumulation de PHE dans les parois apoplasmiques des tissus racinaires ne permet pas de limiter complètement la diffusion et ces amas de PHE pourraient constituer des réservoirs pour la racine malgré la disparition du polluant dans le milieu. De plus, il ne faut pas écarter la production possible de métabolites potentiellement toxiques, par biodégradation (Haritash et al. 2009). Ces métabolites, aux masses molaires plus faibles, pourraient diffuser plus facilement dans la plante.

Le taux de subérification des tissus et de recouvrement du PHE de la racine principale des maïs montrent des réponses différentes selon le degré d'exposition ainsi qu'une évolution différente dans le temps. Des modifications de la subérification de la racine principale ont déjà été constatées par d'autres auteurs. Redjala et al. 2011 et Meyer et al. (2009) montrent que la subérification de la racine principale de maïs est accrue lors d'une culture sur sol par rapport à une culture en hydroponie. Notre hypothèse de fonctionnement est que le PHE en contact avec l'exoderme va accélérer la subérification de ce tissu et de l'endoderme lors des premiers jours de
croissance, dès le plus faible niveau de concentration en PHE dans le milieu. Au-delà d'un certain temps, un équilibre entre dégradation interne et réponse de toxicité s'établirait, provoquant l'arrêt de la subérification chez les maïs exposés au 50 mg PHE kg⁻¹. À 150 mg PHE kg⁻¹, la capacité de métabolisation serait dépassée, la subérification des individus exposés au contaminant est limitée et le PHE continue à s'accumuler. La subérification des tissus pourrait limiter la diffusion du PHE dans la racine, par une stratégie de confinement du polluant grâce à la forte affinité des HAP pour la subérine (Chen et al. 2009). Toutefois, ce polymère a pour fonction première de limiter la perte d'eau de la racine. Son développement précoce pourrait donc être le symptôme d'un déficit hydrique (Enstone et al. 2005) lié à la présence du PHE.

Des différences de subérification sont observées aux deux concentrations en PHE testées, 50 et 150 mg kg⁻¹. Toutefois, à l'échelle macroscopique, les réponses sont d'amplitude similaire entre 150 et 750 mg PHE kg⁻¹, tandis qu'elles sont moins prononcées à 50 mg PHE kg⁻¹. Il est possible que les réponses toxiques soient plus graduelles lors d'exposition inférieures à 50 mg PHE kg⁻¹.

Les différences de BMSt et de longueurs racinaires totales seraient dues à un retard de développement de la plante dont l'origine pourrait s'expliquer par la subérification précoce de la racine principale et un dysfonctionnement racinaire. Cependant, malgré une géométrie racinaire modifiée, le statut nutritionnel et l'humidité pondérale du système racinaire laissent supposer un bon fonctionnement de ce dernier. Toutefois, le système foliaire des plantes exposées au PHE présente de nombreux symptômes communs au stress hydrique : sénescence précoce, SLA diminuée, inhibition de la photosynthèse et de la transpiration, accumulation d'éléments tels que le Ca et Mg, carence en K.... Pourtant, la disponibilité en eau durant la culture n'était pas limitée et l'humidité pondérale de la plante n'indique pas de déficit d'eau (Wittig et al. 2003). La perturbation du statut nutritionnel dans les feuilles entraîne-t-elle la fermeture des stomates,
réduisant ainsi la photosynthèse et ralentissant la croissance ? Le système racinaire est le siège du système de surveillance de la plante et plusieurs études ont montré l'existence d'un système de contrôle de l'activation de la fermeture des stomates par les racines (Blackman et al. 1985; Zhang et al. 1987). Les messagers de cette voie de signalisation sont les phytohormones. Des relations entre HAP et phytohormone ont déjà été établies. Par exemple, l'effet stimulateur de HAP à faible dose sur la croissance d'une plante a déjà été rapporté dans certains cas (Wild et al. 1992a; Váňová et al. 2009; Kummerová et al. 2010). Il est ainsi possible que le PHE ou des métabolites induisent la production d'une phytohormone telle que l'ABA (Váňová et al. 2009) ou interagissent avec ses récepteurs, entraînant des réponses de stress hydrique chez le maïs. En effet, l'ABA joue un rôle essentiel dans cette voie de signalisation (Pospíšilová 2003). Weisman et al. (2010) ont noté de faibles corrélations entre la concentration en PHE dans le milieu et l'expression du gène de l'ABA chez l'arabette des dames mais ils ont démontré l'implication d'autres phytohormones. Le HAP pourrait induire l'accumulation d'éléments à des niveaux toxiques et entraîner une fermeture prolongée des stomates (Osakabe et al. 2014), limitant la croissance par réduction de l'assimilation photosynthétique de carbone.

Le mécanisme de toxicité du PHE trouverait donc son origine dans les racines mais le fonctionnement du système foliaire serait le plus touché. L'application externe de phytohormone pourrait aider à lever ces stress. Par exemple, la vaporisation d'une brassinostéroïde (24-épibrassinolide) sur des feuilles de plants de tomate a permis d'améliorer l'assimilation de CO2, de prévenir la dégradation de pigments photosynthétiques, de stimuler l'activité antioxydante du système et ainsi, d'augmenter la production de biomasse malgré une exposition à des HAP (Ahammed et al. 2012b). Les études devraient alors s'orienter davantage sur une possible perturbation hormonale des HAP.
CONCLUSION

GÉNÉRALE ET

PERSPECTIVES
Une meilleure compréhension des interactions HAP-plante est nécessaire pour aider à la revégétalisation des sols de friches industrielles, que ce soit dans un cadre de rhizodégradation ou de restauration paysagère, mais également améliorer l'évaluation des risques pour une meilleure gestion des sites contaminés. Ainsi, les principaux objectifs de cette thèse étaient : i) d'améliorer les modèles existant pour l'évaluation de la fraction de HAP absorbable par la plante depuis la fraction disponible dans le sol, ii) de mieux comprendre les facteurs contrôlant le transfert des HAP à la plante et iii) d'évaluer l'impact des HAP sur le fonctionnement des végétaux. Pour ce faire, ces travaux de thèse ont été menés sur des systèmes de complexité décroissante, de terres de friches industrielles multicontaminées à du substrat simplifié et artificiellement contaminé en un seul HAP à, et cela à différentes échelles du maïs, allant de l'individu entier à la cellule. Une série d'hypothèses sur les mécanismes de prélèvement, de translocation et de phytotoxicité des HAP ont pu être formulées et qui permet de proposer un modèle de ces interactions HAP-plante (Erreur ! Source du renvoi introuvable.).
Conclusion générale et perspectives

<figure><img src="image_77.png" /><figcaption>Figure 72 – Représentation des interactions entre les HAP et le maïs dans un sol contaminé</figcaption></figure>
1) La sorption physique des HAP par contact direct comme voie principale de transfert

Dans le cas d'un transport des HAP vers les racines via l'eau du sol, l'intensité de prélèvement racinaire d'un HAP devrait être inversement proportionnelle à son poids moléculaire (Kipopoulou et al. 1999). Pourtant, la distribution moléculaire dans les racines est similaire à celle dans les terres et des extraits par résine Tenax®. D'autres arguments sont en faveur de cette hypothèse, telles que les mauvaises corrélations entre les concentrations en HAP dissous et les racines, la surestimation des concentrations prédites par des modèles d'absorption de molécules organiques dans la solution du sol, ainsi que la localisation du PHE en amas dans l'exoderme des racines.

Cette hypothèse de fonctionnement remet en question la théorie selon laquelle la solution du sol serait le vecteur principal du passage des HAP dans la racine (Ryan *et al.* 1988) et de ce fait, les modèles couramment utilisés pour la prédiction de la bioaccumulation des HAP dans les plantes supérieures (Briggs *et al.* 1982, 1983; Zhang *et al.* 2009). Dans le cas du modèle développé par Zhang *et al.* (2009), la contribution attribuée à la fraction lipidique de la plante serait trop importante par rapport à la fraction organique non lipidique. Il faudrait en effet plutôt considérer que toute la matière carbonée (cellulose, hémicellulose, pectines, subérine...) des racines, et en particulier celles des parois cellulaires, constituerait un puits responsable de la sorption des HAP.

De plus, ces modèles font abstraction de l'effet rhizosphérique induit par la présence de racines.

En effet, la surface de sol autour des racines est enrichie en différents types de rhizodépots : cellules desquamées de la coiffe racinaire, sécrétions de mucilage, exsudats racinaires et débris cellulaires épidermiques (Nguyen 2003). Ces exsudats racinaires favorisent l'augmentation de densité des bactéries du sol et leur activité, caractéristiques propices à la rhizodégradation
(Sterckeman *et al.* 2012; Ouvrard *et al.* 2014) et pouvant modifier localement la réactivité des HAP.

À partir de ces hypothèses, un nouveau modèle est proposé. Ce modèle se base sur les HAP extractibles par résine Tenax® comme le pool de HAP facilement désorbable et susceptible de pénétrer dans la racine, et sur leur répartition entre deux fractions organiques, celle des terres et celle du système racinaire. Les prédictions réalisées présentent des meilleures estimations des teneurs en HAP bioaccumulés dans les racines de maïs cultivés sur 13 terres différentes que les modèles couramment utilisés de Briggs *et al.* (1982) et Zhang *et al.* (2009).

## 2) Le transport des HAP dans les racines par diffusion apoplasmique

Les amas de PHE observés aux intersections cellulaires confirmerait un transport du HAP par voie apoplasmique (Wild *et al.* 2005). Les amas sous forme de bâtonnets parallèle à l'axe de la racine seraient liés à l'élongation des cellules épidermales et non à une diffusion longitudinale intercellulaire. La bande de Caspari pourrait former une barrière physique hydrophobe pour les HAP transportés par voie apoplasmique via le flux d'eau et constituer une zone d'accumulation dans l'endoderme du fait d'une forte affinité pour la subérine (Chen *et al.* 2009). Cette rétention des HAP dans les racines limiterait le passage aux parties aériennes. À faible concentration, un mécanisme permettrait de limiter le transfert des HAP dans les racines et la dégradation des molécules. Autrement, des réservoirs de HAP se formeraient dans les tissus racinaires et pourraient diffuser progressivement dans la plante (Wild *et al.* 2006). Ainsi, malgré la dissipation du polluant dans le milieu, un stock de HAP absorbés générerait un effet sur la plante. La formation de métabolites (Haritash *et al.* 2009) pourrait également induire des réponses
phytotoxiques. Ces métabolites, aux masses molaires plus faibles, pourraient diffuser plus facilement dans la plante.

### 3) Signalisation de la pénétration des HAP dans les racines

Notre hypothèse de fonctionnement est que le PHE en contact avec l'exoderme va accélérer la subérification de ce tissu et de l'endoderme lors des premiers jours de croissance, dès le plus faible niveau de concentration en PHE dans le milieu. La subérification des tissus pourrait limiter la diffusion du PHE dans la racine, par une stratégie de confinement du polluant grâce à la forte affinité des HAP pour la subérine (Chen et al. 2009). L'augmentation de la subérification de la racine principale ne perturberaient pas le prélèvement racinaire de nutriments (Meyer et al. 2009; Redjala et al. 2011), comme l'indiquent les teneurs en éléments dans les racines lors de la culture sur sable contaminé en PHE.

### 4) Perturbation du fonctionnement du système foliaire

Une première hypothèse serait que la pénétration du PHE dans les racines induirait une réponse signalétique d'origine hormonale (Wild et al. 1992a; Váňová et al. 2009; Kummerová et al. 2010), entraînant une subérification précoce des tissus racinaires. Toutefois, le fonctionnement du système foliaire est plus affecté que le système racinaire. Une étude récente laisse supposer que le transport du K faciliterait le passage du PHE de l'apoplasme au symplasme dans les racines (Zhan et al. 2013a). Cela pourrait causer une perturbation de la translocation du cation jusqu'aux parties aériennes et la plante pourrait compenser par l'allocation d'autres éléments tels que le Ca. L'accumulation d'éléments tels que le Ca et le Mg à des niveaux toxiques pourrait entraîner une fermeture prolongée des stomates (Osakabe et al. 2014), limiter la croissance par réduction de l'assimilation photosynthétique de carbone, voire causer la mort de la plante.
Ces résultats soulignent la complexité des interactions HAP-plantes et de nombreuses questions relevées mériteraient d'être poursuivies. Il serait envisageable de coupler des techniques de marquage isotopique du carbone à des outils de microscopie pour tracer avec plus de précision les HAP selon leur masse moléculaire, depuis le milieu à la plante. Des recherches complémentaires sur la translocation aérienne des HAP sont également nécessaires. Un protocole similaire à l'étude des racines pourrait être appliqué, couplé à l'étude de conduction hydraulique et la composition de la sève xylémienne. L'étude de la formation des métabolites et de leur interaction avec la plante serait également facilitée et permettrait de distinguer leur effet à celui des molécules mères. La capacité de résilience de la plante pourrait être étudiée en exposant brièvement un jeune plant à des HAP avant de l'implanter dans un milieu de culture optimale. De plus, les friches industrielles présentent généralement des contaminations d'origine métallique et organique. Il serait intéressant d'investiguer les effets des métaux des terres sur les interactions HAP-plante. Les métaux peuvent-ils interférer sur le prélèvement des HAP ? Y a-t-il un effet combiné métaux/HAP sur le fonctionnement de la plante ? Il serait possible de conduire des cultures sur un substrat simplifié, intégrant différentes molécules de HAP, sélectionnées selon le nombre de cycle par exemple, et un gradient de concentrations connues pour un ou plusieurs éléments métalliques. L'existence naturelle d'analogues structuraux de métabolites de HAP, telle que la phytohomone acide naphtalèneacétique, peut laisser supposer à une perturbation du fonctionnement moléculaire de la plante. Il s'agirait d'une part de déterminer la voie de signalisation activée lors de la détection des HAP et les signaux de régulation de fonctionnement de la plante perturbés. Pour ce faire, l'application externe de phytohormones, la quantification dans la plante de phythormones ciblées ou encore, l'étude d'activation de gênes promoteurs pourraient être utilisées. D'autre part, la connaissance des mécanismes de métabolisation des HAP par la plante semble primordiale afin de mieux comprendre dans quelles mesures les HAP
peuvent affecter le fonctionnement de la plante. Toutefois, la multiplicité des voies de dégradation selon les HAP considérés s'illustre à travers une très grande variété des métabolites intermédiaires (Haritash et al. 2009), rendant la tâche difficile. Enfin, le rôle de l'espèce végétale ne doit pas être négligé et devrait être étudié en fonction de critères spécifiques (i.e. besoin nutritionnel, mono ou dicotylédone, métabolisme C3 ou C4, système racinaire pivotant ou fasciculé).
Adam, G. et Duncan, H. (2002) Influence of diesel fuel on seed germination. *Environmental pollution*, **120**, 363-370.

Admon, S., Green, M. et Avnimelech, Y. (2001) Biodegradation kinetics of hydrocarbons in soil during land treatment of oily sludge. *Biorernediation Journal*, **5**, 193-209.

Ahammed, G.J., Wang, M.-M., Zhou, Y.-H., Xia, X.-J., Mao, W.-H., Shi, K. et Yu, J.-Q. (2012a) The growth, photosynthesis and antioxidant defense responses of five vegetable crops to phenanthrene stress. *Ecotoxicology and Environmental Safety*, **80**, 132-139.

Ahammed, G.J., Yuan, H.-L., Ogweno, J.O., Zhou, Y.-H., Xia, X.-J., Mao, W.-H., Shi, K. et Yu, J.-Q. (2012b) Brassinosteroid alleviates phenanthrene and pyrene phytotoxicity by increasing detoxification activity and photosynthesis in tomato. *Chemosphere*, **86**, 546-555.

Alexander, M. (2000) Aging, Bioavailability, and Overestimation of Risk from Environmental Pollutants. *Environmental Science & Technology*, **34**, 4259-4265.

Alkio, M., Tabuchi, T.M., Wang, X. et Colón-Carmona, A. (2005) Stress responses to polycyclic aromatic hydrocarbons in Arabidopsis include growth inhibition and hypersensitive response-like symptoms. *Journal of Experimental Botany*, **56**, 2983-2994.

Aloni, R., Aloni, E., Langhans, M. et Ullrich, C.I. (2006) Role of Cytokinin and Auxin in Shaping Root Architecture: Regulating Vascular Differentiation, Lateral Root Initiation, Root Apical Dominance and Root Gravitropism. *Annals of Botany*, **97**, 883-893.

Ambrosoli, R., Petruzzelli, L., Luis Minati, J. et Ajmone Marsan, F. (2005) Anaerobic PAH degradation in soil by a mixed bacterial consortium under denitrifying conditions. *Chemosphere*, **60**, 1231-1236.

Babula, P., Vodicka, O., Adam, V., Kummerova, M., Havel, L., Hosek, J., Provaznik, I., Skutkova, H., Beklova, M. et Kizek, R. (2012) Effect of fluoranthene on plant cell model: Tobacco BY-2 suspension culture. *Environmental and Experimental Botany*, **78**, 117-126.

Baek, S.O., Field, R.A., Goldstone, M.E., Kirk, P.W., Lester, J.N. et Perry, R. (1991) A review of atmospheric polycyclic aromatic hydrocarbons: Sources, fate and behavior. *Water, Air, and Soil Pollution*, **60**, 279-300.

Bakker, M.I., Casado, B., Koerselman, J.W., Tolls, J. et Kollöffel, C. (2000) Polycyclic aromatic hydrocarbons in soil and plant samples from the vicinity of an oil refinery. *Science of The Total Environment*, **263**, 91-100.

Baldyga, B., Wieczorek, J., Smoczynski, S., Wieczorek, Z. et Smoczynska, K. (2005) Pea plant response to anthracene present in soil. *Polish Journal of Environmental Studies*, **14**, 397-401.
Barnier, C., Ouvrard, S., Robin, C. et Morel, J.L. (2014) Desorption kinetics of PAHs from aged industrial soils for availability assessment. *Science of The Total Environment*, **470–471**, 639-645.

Benková, E., Michniewicz, M., Sauer, M., Teichmann, T., Seifertová, D., Jürgens, G. et Friml, J. (2003) Local, Efflux-Dependent Auxin Gradients as a Common Module for Plant Organ Formation. *Cell*, **115**, 591-602.

Bergknut, M., Sehlin, E., Lundstedt, S., Andersson, P.L., Haglund, P. et Tysklind, M. (2007) Comparison of techniques for estimating PAH bioavailability: Uptake in Eisenia fetida, passive samplers and leaching using various solvents and additives. *Environmental Pollution*, **145**, 154-160.

Binet, P., Portal, J., et Leyval, C. (2000) Dissipation of 3–6-ring polycyclic aromatic hydrocarbons in the rhizosphere of ryegrass. *Soil Biology and Biochemistry*, **32**, 2011–2017.

Binet, P., Portal, J.M. et Leyval, C. (2001) Application of GC-MS to the study of anthracene disappearance in the rhizosphere of ryegrass. *Organic Geochemistry*, **32**, 217–222.

Blackman, P.G. et Davies, W.J. (1985) Root to Shoot Communication in Maize Plants of the Effects of Soil Drying. *Journal of Experimental Botany*, **36**, 39-48.

Blilou, I., Xu, J., Wildwater, M., Willemsen, V., Paponov, I., Friml, J., Heidstra, R., Aida, M., Palme, K. et Scheres, B. (2005) The PIN auxin efflux facilitator network controls growth and patterning in Arabidopsis roots. *Nature*, **433**, 39-44.

Brennan, A., Moreno Jiménez, E., Albuquerque, J.A., Knapp, C.W. et Switzer, C. (2014) Effects of biochar and activated carbon amendment on maize growth and the uptake and measured availability of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) and potentially toxic elements (PTEs). *Environmental Pollution*, **193**, 79-87.

Briggs, G.G., Bromilow, R.H. et Evans, A.A. (1982) Relationships between lipophilicity and root uptake and translocation of non-ionised chemicals by barley. *Pesticide Science*, **13**, 495-504.

Briggs, G.G., Bromilow, R.H., Evans, A.A. et Williams, M. (1983) Relationships between lipophilicity and the distribution of non-ionised chemicals in barley shoots following uptake by the roots. *Pesticide Science*, **14**, 492-500.

Chaineau, C.-H. (1995) *Devenir et effets des hydrocarbures dans le cas de l'épandage extensif de déblais de forage en agrosystème*. Institut National Polytechnique de Lorraine, Nancy.

Chaineau, C.H., Morel, J.L. et Oudot, J. (2000) Biodegradation of fuel oil hydrocarbons in the rhizosphere of maize. *Journal of environmental quality*, **29**, 569-578.
Chang, B.V., Shiung, L.C. et Yuan, S.Y. (2002) Anaerobic biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbon in soil. *Chemosphere*, **48**, 717-724.

Chen, B. et Schnoor, J.L. (2009) Role of suberin, suberan, and hemicellulose in phenanthrene sorption by root tissue fractions of switchgrass (Panicum virgatum) seedlings. *Environmental science & technology*, **43**, 4130-4136.

Chiapusio, G., Pujol, S., Toussaint, M.L., Badot, P.M. et Binet, P. (2007) Phenanthrene toxicity and dissipation in rhizosphere of grassland plants (Lolium perenne L. and Trifolium pratense L.) in three spiked soils. *Plant and Soil*, **294**, 103-112.

Chiou, C.T., Sheng, G. et Manes, M. (2001) A Partition-Limited Model for the Plant Uptake of Organic Contaminants from Soil and Water. *Environmental Science & Technology*, **35**, 1437-1444.

Cofield, N., Banks, M.K. et Schwab, A.P. (2008) Lability of polycyclic aromatic hydrocarbons in the rhizosphere. *Chemosphere*, **70**, 1644-1652.

Collins, C.D. et Finnegan, E. (2010) Modeling the Plant Uptake of Organic Chemicals, Including the Soil-Air-Plant Pathway. *Environmental Science & Technology*, **44**, 998-1003.

Collins, C., Fryer, M. et Grosso, A. (2005) Plant Uptake of Non-Ionic Organic Chemicals. *Environ. Sci. Technol.*, **40**, 45-52.

Cornelissen, G., van Noort, P.C.M. et Govers, H.A.J. (1997) Desorption kinetics of chlorobenzenes, polycyclic aromatic hydrocarbons, and polychlorinated biphenyls: Sediment extraction with Tenax® and effects of contact time and solute hydrophobicity. *Environmental Toxicology and Chemistry*, **16**, 1351-1357.

Cornelissen, G., Rigterink, H., Ferdinandy, M.M. et van Noort, P.C. (1998) Rapidly desorbing fractions of PAHs in contaminated sediments as a predictor of the extent of bioremediation. *Environmental Science & Technology*, **32**, 966-970.

Cunningham, S.D., Berti, W.R. et Huang, J.W. (1995) Phytoremediation of contaminated soils. *Trends in Biotechnology*, **13**, 393-397.

Cuypers, C., Pancras, T., Grotenhuis, T. et Rulkens, W. (2002) The estimation of PAH bioavailability in contaminated sediments using hydroxypropyl-β-cyclodextrin and Triton X-100 extraction techniques. *Chemosphere*, **46**, 1235-1245.

Debiane, D., Garçon, G., Verdin, A., Fontaine, J., Durand, R., Grandmougin-Ferjani, A., Shirali, P. et Sahraoui, A.L.-H. (2008) In vitro evaluation of the oxidative stress and genotoxic potentials of anthracene on mycorrhizal chicory roots. *Environmental and Experimental Botany*, **64**, 120-127.
Desalme, D., Binet, P., Epron, D., Bernard, N., Gilbert, D., Toussaint, M.-L., Plain, C. et Chiapusio, G. (2011) Atmospheric phenanthrene pollution modulates carbon allocation in red clover (Trifolium pratense L.). *Environmental Pollution*, **159**, 2759-2765.

Doumergue, Y. (1962) La cokéfaction du charbon lorrain. *L'information géographique*, **26**, 20-22.

Dupuy, J., Ouvrard, S., Leglize, P. et Sterckeman, T. (2015) Morphological and physiological responses of maize (Zea mays) exposed to sand contaminated by phenanthrene. *Chemosphere*, **124**, 110-115.

Endo, S., Hale, S.E., Goss, K.-U. et Arp, H.P.H. (2011) Equilibrium Partition Coefficients of Diverse Polar and Nonpolar Organic Compounds to Polyoxymethylene (POM) Passive Sampling Devices. *Environmental Science & Technology*, **45**, 10124-10132.

Enstone, D.E. et Peterson, C.A. (2005) Suberin lamella development in maize seedling roots grown in aerated and stagnant conditions. *Plant, Cell & Environment*, **28**, 444-455.

Fan, S., Li, P., Gong, Z., Ren, W. et He, N. (2008) Promotion of pyrene degradation in rhizosphere of alfalfa (< i> Medicago sativa</i> L.). *Chemosphere*, **71**, 1593-1598.

Fismes, J., Perrin-Ganier, C., Empereur-Bissonnet, P. et Morel, J.L. (2002) Soil-to-Root Transfer and Translocation of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons by Vegetables Grown on Industrial Contaminated Soils. *Journal of Environment Quality*, **31**, 1649.

Földes-Papp, Z., Demel, U. et Tilz, G.P. (2003) Laser scanning confocal fluorescence microscopy: an overview. *International Immunopharmacology*, **3**, 1715-1729.

Forêt, R. (2006) *Dico de Bio*. De Boeck Supérieur.

Gan, S., Lau, E.V. et Ng, H.K. (2009) Remediation of soils contaminated with polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs). *Journal of Hazardous Materials*, **172**, 532-549.

Gao, Y., Cheng, Z., Ling, W. et Huang, J. (2010) Arbuscular mycorrhizal fungal hyphae contribute to the uptake of polycyclic aromatic hydrocarbons by plant roots. *Bioresource technology*, **101**, 6895-6901.

Gao, Y. et Collins, C.. (2009) Uptake Pathways of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons in White Clover. *Environ. Sci. Technol.*, **43**, 6190-6195.

Gao, Y. et Zhu, L. (2004) Plant uptake, accumulation and translocation of phenanthrene and pyrene in soils. *Chemosphere*, **55**, 1169-1178.

Gomez-Eyles, J.L., Jonker, M.T.O., Hodson, M.E. et Collins, C.D. (2012) Passive Samplers Provide a Better Prediction of PAH Bioaccumulation in Earthworms and Plant Roots than Exhaustive, Mild Solvent, and Cyclodextrin Extractions. *Environmental Science & Technology*, **46**, 962-969.
Haritash, A.K. et Kaushik, C.P. (2009) Biodegradation aspects of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs): a review. *Journal of hazardous materials*, **169**, 1–15.

Hatzinger, P. et Alexander, M. (1995) Effect of Aging of Chemicals in Soil on Their Biodegradability and Extractability. *Environmental Science & Technology*, **29**, 537-545.

Hawthorne, S.B., Jonker, M.T., van der Heijden, S.A., Grabanski, C.B., Azzolina, N.A. et Miller, D.J. (2011) Measuring picogram per liter concentrations of freely dissolved parent and alkyl PAHs (PAH-34), using passive sampling with polyoxymethylene. *Analytical chemistry*, **83**, 6754–6761.

Hawthorne, S.B., Miller, D.J. et Grabanski, C.B. (2009) Measuring Low Picogram Per Liter Concentrations of Freely Dissolved Polychlorinated Biphenyls in Sediment Pore Water Using Passive Sampling with Polyoxymethylene. *Analytical Chemistry*, **81**, 9472–9480.

Heijden, S.A. van der et Jonker, M.T.O. (2009) PAH Bioavailability in Field Sediments: Comparing Different Methods for Predicting in Situ Bioaccumulation. *Environmental Science & Technology*, **43**, 3757–3763.

Henner, P. (2000) *Phytoremédiation appliquée au traitement de sols contaminés par des hydrocarbures aromatiques polycycliques*. Vandoeuvre-les-Nancy, INPL.

Henner, P., Schiavon, M., Druelle, V. et Lichtfouse, E. (1999) Phytotoxicity of ancient gaswork soils. Effect of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) on plant germination. *Organic Geochemistry*, **30**, 963–969.

Hodge, A. (2009) Root decisions. *Plant, cell & environment*, **32**, 628–640.

Honeyman, B.D. et Santschi, P.H. (1988) Metals in aquatic systems. *Environmental Science & Technology*, **22**, 862–871.

Ten Hulscher, T.E., Postma, J., den Besten, P.J., Stroomberg, G.J., Belfroid, A., Wegener, J.W., Faber, J.H., van der Pol, J.J., Hendriks, A.J. et van Noort, P. (2003) Tenax extraction mimics benthic and terrestrial bioavailability of organic compounds. *Environmental toxicology and chemistry*, **22**, 2258–2265.

Jiang, M. et Zhang, J. (2002) Water stress-induced abscisic acid accumulation triggers the increased generation of reactive oxygen species and up-regulates the activities of antioxidant enzymes in maize leaves. *Journal of Experimental Botany*, **53**, 2401–2410.

Jiao, X.C., Xu, F.L., Dawson, R., Chen, S.H. et Tao, S. (2007) Adsorption and absorption of polycyclic aromatic hydrocarbons to rice roots. *Environmental Pollution*, **148**, 230–235.

Jones, D.L., Hodge, A. et Kuzyakov, Y. (2004) Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. *New Phytologist*, **163**, 459–480.
Kang, F., Chen, D., Gao, Y. et Zhang, Y. (2010) Distribution of polycyclic aromatic hydrocarbons in subcellular root tissues of ryegrass (Lolium multiflorum Lam.). *BMC Plant Biology*, **10**, 210.

Kaplan, C.W. et Kitts, C.L. (2004) Bacterial succession in a petroleum land treatment unit. *Applied and Environmental Microbiology*, **70**, 1777–1786.

Karickhoff, S.W. (1981) Semi-empirical estimation of sorption of hydrophobic pollutants on natural sediments and soils. *Chemosphere*, **10**, 833-846.

Kelsey, J.W., Kottler, B.D. et Alexander, M. (1996) Selective chemical extractants to predict bioavailability of soil-aged organic chemicals. *Environmental science & technology*, **31**, 214-217.

Kipopoulou, A.M., Manoli, E. et Samara, C. (1999) Bioconcentration of polycyclic aromatic hydrocarbons in vegetables grown in an industrial area. *Environmental Pollution*, **106**, 369-380.

Kummerová, M. et Kmentová, E. (2004) Photoinduced toxicity of fluoranthene on germination and early development of plant seedling. *Chemosphere*, **56**, 387-393.

Kummerová, M., Krulová, J., Zezulka, Š. et Tříska, J. (2006) Evaluation of fluoranthene phytotoxicity in pea plants by Hill reaction and chlorophyll fluorescence. *Chemosphere*, **65**, 489-496.

Kummerová, M., Váňová, L., Fišerová, H., Klemš, M., Zezulka, Š. et Krulová, J. (2010) Understanding the effect of organic pollutant fluoranthene on pea in vitro using cytokinins, ethylene, ethane and carbon dioxide as indicators. *Plant Growth Regulation*, **61**, 161-174.

Kummerová, M., Zezulka, Š., Babula, P. et Váňová, L. (2013) Root response in Pisum sativum and Zea mays under fluoranthene stress: Morphological and anatomical traits. *Chemosphere*, **90**, 665-673.

Kummerová, M., Zezulka, Š., Váňová, L. et Fišerová, H. (2012) Effect of organic pollutant treatment on the growth of pea and maize seedlings. *Central European Journal of Biology*, **7**, 159-166.

Langer, I., Syafruddin, S., Steinkellner, S., Puschenreiter, M. et Wenzel, W.W. (2010) Plant growth and root morphology of Phaseolus vulgaris L. grown in a split-root system is affected by heterogeneity of crude oil pollution and mycorrhizal colonization. *Plant and Soil*, **332**, 339-355.

Laplaze, L., Benkova, E., Casimiro, I., Maes, L., Vanneste, S., Swarup, R., Weijers, D., Calvo, V., Parizot, B., Herrera-Rodriguez, M.B., Offringa, R., Graham, N., Doumas, P., Friml, J., Bogusz, D., Beeckman, T. et Bennett, M. (2007) Cytokinins Act Directly on Lateral Root Founder Cells to Inhibit Root Initiation. *The Plant Cell Online*, **19**, 3889-3900.
Lawlor, D.W. (2002) Limitation to Photosynthesis in Water-stressed Leaves: Stomata vs. Metabolism and the Role of ATP. *Annals of Botany*, **89**, 871-885.

Leyser, O. (2006) Dynamic Integration of Auxin Transport and Signalling. *Current Biology*, **16**, R424-R433.

Leyval, C. et Binet, P. (1998) Effect of polyaromatic hydrocarbons in soil on arbuscular mycorrhizal plants. *Journal of Environmental Quality*, **27**, 402-407.

Li, X., Feng, Y. et Sawatsky, N. (1997) Importance of soil-water relations in assessing the endpoint of bioremediated soils. *Plant and Soil*, **192**, 219-226.

Li, J.H., Gao, Y., Wu, S.C., Cheung, K.C., Wang, X.R. et Wong, M.H. (2008) Physiological and Biochemical Responses of Rice (Oryza Sativa L.) to Phenanthrene and Pyrene. *International Journal of Phytoremediation*, **10**, 106-118.

Ling, W., Dang, H. et Liu, J. (2013) In situ gradient distribution of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in contaminated rhizosphere soil: a field study. *Journal of Soils and Sediments*, **13**, 677-685.

Li, H., Sheng, G., Chiou, C.T. et Xu, O. (2005) Relation of Organic Contaminant Equilibrium Sorption and Kinetic Uptake in Plants. *Environmental Science & Technology*, **39**, 4864-4870.

Liste, H.-H. et Alexander, M. (2002) Butanol extraction to predict bioavailability of PAHs in soil. *Chemosphere*, **46**, 1011-1017.

Liu, H., Weisman, D., Ye, Y., Cui, B., Huang, Y., Colón-Carmona, A. et Wang, Z. (2009a) An oxidative stress response to polycyclic aromatic hydrocarbon exposure is rapid and complex in Arabidopsis thaliana. *Plant Science*, **176**, 375-382.

Liu, H., Weisman, D., Ye, Y., Cui, B., Huang, Y., Colón-Carmona, A. et Wang, Z. (2009b) An oxidative stress response to polycyclic aromatic hydrocarbon exposure is rapid and complex in Arabidopsis thaliana. *Plant Science*, **176**, 375-382.

Lövenstein, H., Lantinga, E., Rabbinge, R. et Van Keulen, H. (1995) *Potential Crop Production. Principles of Production Ecology*. Wageningen Agricultural University, Wageningen, The Netherlands.

Lux, A., Morita, S., Abe, J.U.N. et Ito, K. (2005) An improved method for clearing and staining free-hand sections and whole-mount samples. *Annals of Botany*, **96**, 989-996.

Mackay, D., Shiu, W.-Y., Ma, K.-C. et Lee, S.C. (2006) *Handbook of Physical-Chemical Properties and Environmental Fate for Organic Chemicals, Second Edition*. CRC Press.
MacRae, J.D. et Hall, K.J. (1998) Comparison of methods used to determine the availability of polycyclic aromatic hydrocarbons in marine sediment. *Environmental science & technology*, **32**, 3809-3815.

Marschner, P. (2012) *Marschner's Mineral Nutrition of Higher Plants*. Academic Press.

McKone, T.E. et Maddalena, R.L. (2007) Plant uptake of organic pollutants from soil: Bioconcentration estimates based on models and experiments. *Environmental Toxicology and Chemistry*, **26**, 2494-2504.

McNally, D.L., Mihelcic, J.R. et Lueking, D.R. (1999) Biodegradation of mixtures of polycyclic aromatic hydrocarbons under aerobic and nitrate-reducing conditions. *Chemosphere*, **38**, 1313-1321.

Menzie, C.A., Potocki, B.B. et Santodonato, J. (1992) Exposure to carcinogenic PAHs in the environment. *Environmental Science & Technology*, **26**, 1278-1284.

Merkl, N., Schultze-Kraft, R. et Infante, C. (2005a) Assessment Of Tropical Grasses And Legumes For Phytoremediation Of Petroleum-Contaminated Soils. *Water, Air, & Soil Pollution*, **165**, 195-209.

Merkl, N., Schultze-Kraft, R. et Infante, C. (2005b) Phytoremediation in the tropics – influence of heavy crude oil on root morphological characteristics of graminoids. *Environmental Pollution*, **138**, 86-91.

Meudec, A., Dussauze, J., Deslandes, E. et Poupart, N. (2006) Evidence for bioaccumulation of PAHs within internal shoot tissues by a halophytic plant artificially exposed to petroleum-polluted sediments. *Chemosphere*, **65**, 474-481.

Meyer, C.J., Seago, J.L. et Peterson, C.A. (2009) Environmental effects on the maturation of the endodermis and multiseriate exodermis of Iris germanica roots. *Annals of Botany*, **103**, 687-702.

Ministère de l’Écologie, du Développement Durable et de l’Énergie. BASOL. URL http://basol.developpement-durable.gouv.fr/tableaux/home.htm [accessed 3 juin 2014]

Murphy, E.M., Zachara, J.M. et Smith, S.C. (1990) Influence of mineral-bound humic substances on the sorption of hydrophobic organic compounds. *Environmental Science & Technology*, **24**, 1507-1516.

Nabors, M. (2008) *Biologie végétale - Structures, fonctionnement, écologie et biotechnologies*. Pearson Education France, Paris.

Nguyen, C. (2003) Rhizodeposition of organic C by plants: mechanisms and controls. *Agronomie*, **23**, 375-396.

Nguyen, T.H., Goss, K.-U. et Ball, W.P. (2005) Polyparameter Linear Free Energy Relationships for Estimating the Equilibrium Partition of Organic Compounds between Water and the
Natural Organic Matter in Soils and Sediments. *Environmental Science & Technology*, **39**, 913-924.

Van Noort, P., Cornelissen, G., ten Hulscher, T.E., Vrind, B.A., Rigterink, H. et Belfroid, A. (2003) Slow and very slow desorption of organic compounds from sediment: influence of sorbate planarity. *Water research*, **37**, 2317-2322.

Notions essentielles de botanique générale: la racine. URL http://floranet.pagesperso-orange.fr/gene/botagen/gen2.htm [accessed 1 octobre 2014]

Oguntimehin, I., Eissa, F. et Sakugawa, H. (2010) Negative effects of fluoranthene on the ecophysiology of tomato plants (Lycopersicon esculentum Mill): Fluoranthene mists negatively affected tomato plants. *Chemosphere*, **78**, 877-884.

Oleszczuk, P. (2008) Tenax-TA extraction as predictor for free available content of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in composted sewage sludges. *Journal of environmental monitoring: JEM*, **10**, 883-888.

Oleszczuk, P. (2009) Application of three methods used for the evaluation of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) bioaccessibility for sewage sludge composting. *Bioresource Technology*, **100**, 413-420.

Osakabe, Y., Yamaguchi-Shinozaki, K., Shinozaki, K. et Tran, L.-S.P. (2014) ABA control of plant macroelement membrane transport systems in response to water deficit and high salinity. *New Phytologist*, **202**, 35-49.

Ouvrard, S., Barnier, C., Bauda, P., Beguiristain, T., Biache, C., Bonnard, M., Caupert, C., Cébron, A., Cortet, J., Cotelle, S., Dazy, M., Faure, P., Masfaraud, J.F., Nahmani, J., Palais, F., Poupin, P., Raoult, N., Vasseur, P., Morel, J.L. et Leyval, C. (2011) In Situ Assessment of Phytotechnologies for Multicontaminated Soil Management. *International Journal of Phytoremediation*, **13**, 245-263.

Ouvrard, S., Leglize, P. et Morel, J.L. (2014) PAH Phytoremediation: Rhizodegradation or Rhizoattenuation? *International Journal of Phytoremediation*, **16**, 46-61.

Parrish, Z.D., Banks, M.K. et Schwab, A.P. (2005) Assessment of contaminant lability during phytoremediation of polycyclic aromatic hydrocarbon impacted soil. *Environmental Pollution*, **137**, 187-197.

Pašková, V., Hilscherová, K., Feldmannová, M. et Bláha, L. (2006) Toxic effects and oxidative stress in higher plants exposed to polycyclic aromatic hydrocarbons and their N-heterocyclic derivatives. *Environmental Toxicology and Chemistry*, **25**, 3238-3245.

Paterson, S., Mackay, D., Tam, D. et Shiu, W.Y. (1990) Uptake of organic chemicals by plants: A review of processes, correlations and models. *Chemosphere*, **21**, 297-331.
Peng, R.-H., Xiong, A.-S., Xue, Y., Fu, X.-Y., Gao, F., Zhao, W., Tian, Y.-S. et Yao, Q.-H. (2008) Microbial biodegradation of polyaromatic hydrocarbons. *FEMS Microbiology Reviews*, **32**, 927-955.

Pignatello, J.J. et Xing, B.S. (1996) Mechanisms of slow sorption of organic chemicals to natural particles. *Environmental Science & Technology*, **30**, 1-11.

Pospíšilová, J. (2003) Participation of Phytohormones in the Stomatal Regulation of Gas Exchange During Water Stress. *Biologia Plantarum*, **46**, 491-506.

Qiu, X., Leland, T.W., Shah, S.I., Sorensen, D.L. et Kendall, E.W. (1997) Field study: grass remediation for clay soil contaminated with polycyclic aromatic hydrocarbons.

Rao, I.M., Sharp, R.E. et Boyer, J.S. (1987) Leaf Magnesium Alters Photosynthetic Response to Low Water Potentials in Sunflower. *Plant Physiology*, **84**, 1214-1219.

Redjala, T., Zelko, I., Sterckeman, T., Legué, V. et Lux, A. (2011) Relationship between root structure and root cadmium uptake in maize. *Environmental and Experimental Botany*, **71**, 241-248.

Reeves, W.R., McDonald, T.J., Cizmas, L. et Donnelly, K.C. (2004) Partitioning and desorption behavior of polycyclic aromatic hydrocarbons from disparate sources. *Science of the total environment*, **332**, 183-192.

Reid, B.J., Jones, K.C. et Semple, K.T. (2000) Bioavailability of persistent organic pollutants in soils and sediments—a perspective on mechanisms, consequences and assessment. *Environmental Pollution*, **108**, 103-112.

Rezek, J., in der Wiesche, C., Mackova, M., Zadrazil, F. et Macek, T. (2008) The effect of ryegrass (Lolium perenne) on decrease of PAH content in long term contaminated soil. *Chemosphere*, **70**, 1603-1608.

Ryan, J.A., Bell, R.M., Davidson, J.M. et O’connor, G.A. (1988) Plant uptake of non-ionic organic chemicals from soils. *Chemosphere*, **17**, 2299-2323.

Samsøe-Petersen, L., Larsen, E.H., Larsen, P.B. et Bruun, P. (2002) Uptake of Trace Elements and PAHs by Fruit and Vegetables from Contaminated Soils. *Environmental Science & Technology*, **36**, 3057-3063.

Schwab, A.P., Al-Assi, A.A. et Banks, M.K. (1998) Adsorption of Naphthalene onto Plant Roots. *Journal of Environment Quality*, **27**, 220.

Schwab, K. et Brack, W. (2007) Large volume TENAX® extraction of the bioaccessible fraction of sediment-associated organic compounds for a subsequent effect-directed analysis. *Journal of Soils and Sediments*, **7**, 178-186.
Semple, K.T., Morriss, A.W.J. et Paton, G.I. (2003) Bioavailability of hydrophobic organic contaminants in soils: fundamental concepts and techniques for analysis. *European Journal of Soil Science*, **54**, 809–818.

Shann, J.R. (1995) The role of plants and plant/microbial systems in the reduction of exposure. *Environmental Health Perspectives*, **103**, 13–15.

Shao, H.-B., Chu, L.-Y., Jaleel, C.A. et Zhao, C.-X. (2008) Water-deficit stress-induced anatomical changes in higher plants. *Comptes Rendus Biologies*, **331**, 215-225.

Smith, M.J., Flowers, T.H., Duncan, H.J. et Alder, J. (2006) Effects of polycyclic aromatic hydrocarbons on germination and subsequent growth of grasses and legumes in freshly contaminated soil and soil with aged PAHs residues. *Environmental Pollution*, **141**, 519-525.

Smith, G.S., Johnston, C.M. et Cornforth, I.S. (1983) Comparison of nutrient solutions for growth of plants in sand culture. *New Phytologist*, **94**, 537–548.

Soil contamination widespread in Europe — European Environment Agency (EEA). Highlight. URL http://www.eea.europa.eu/highlights/soil-contamination-widespread-in-europe [accessed 5 juin 2014]

Sterckeman, T., Ouvrard, S. et Leglize, P. (2012) Phytoremédiation des sols. Les techniques de l'ingénieur, BIO5300.

Stokes, J.D., Wilkinson, A., Reid, B.J., Jones, K.C. et Semple, K.T. (2005) Prediction of polycyclic aromatic hydrocarbon biodegradation in contaminated soils using an aqueous hydroxypropyl-β-cyclodextrin extraction technique. *Environmental Toxicology and Chemistry*, **24**, 1325–1330.

Swindell, A.L. et Reid, B.J. (2006) Comparison of selected non-exhaustive extraction techniques to assess PAH availability in dissimilar soils. *Chemosphere*, **62**, 1126–1134.

Tao, S., Cui, Y.H., Xu, F.L., Li, B.G., Cao, J., Liu, W.X., Schmitt, G., Wang, X.J., Shen, W.R., Qing, B.P. et Sun, R. (2004) Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in agricultural soil and vegetables from Tianjin. *Science of The Total Environment*, **320**, 11-24.

Tezara, W., Mitchell, V.J., Driscoll, S.D. et Lawlor, D.W. (1999) Water stress inhibits plant photosynthesis by decreasing coupling factor and ATP. *Nature*, **401**, 914-917.

Thomma, B.P., Eggermont, K., Penninckx, I.A., Mauch-Mani, B., Vogelsang, R., Cammue, B.P. et Broekaert, W.F. (1998) Separate jasmonate-dependent and salicylate-dependent defense-response pathways in Arabidopsis are essential for resistance to distinct microbial pathogens. *Proceedings of the National Academy of Sciences*, **95**, 15107–15111.
Váňová, L., Kummerová, M., Klemš, M. et Zezulka, Š. (2009) Fluoranthene influences endogenous abscisic acid level and primary photosynthetic processes in pea (Pisum sativum L.) plants in vitro. *Plant Growth Regulation, **57***, 39-47.

Vile, D., Garnier, É., Shipley, B., Laurent, G., Navas, M.-L., Roumet, C., Lavorel, S., Díaz, S., Hodgson, J.G., Lloret, F., Midgley, G.F., Poorter, H., Rutherford, M.C., Wilson, P.J. et Wright, I.J. (2005) Specific Leaf Area and Dry Matter Content Estimate Thickness in Laminar Leaves. *Annals of Botany, **96***, 1129-1136.

Ward, J.M. et Schroeder, J.I. (1994) Calcium-Activated K+ Channels and Calcium-Induced Calcium Release by Slow Vacuolar Ion Channels in Guard Cell Vacuoles Implicated in the Control of Stomatal Closure. *The Plant Cell Online, **6***, 669-683.

Weisman, D., Alkio, M. et Colón-Carmona, A. (2010) Transcriptional responses to polycyclic aromatic hydrocarbon-induced stress in Arabidopsis thaliana reveal the involvement of hormone and defense signaling pathways. *BMC Plant Biology, **10***, 59.

Wenzel, W.W. (2009) Rhizosphere processes and management in plant-assisted bioremediation (phytoremediation) of soils. *Plant and Soil, **321***, 385-408.

Wilcke, W. (2000) SYNOPSIS Polycyclic Aromatic Hydrocarbons (PAHs) in Soil — a Review. *Journal of Plant Nutrition and Soil Science, **163***, 229-248.

Wild, S.R., Berrow, M.L., McGrath, S.P. et Jones, K.C. (1992a) Polynuclear aromatic hydrocarbons in crops from long-term field experiments amended with sewage sludge. *Environmental Pollution, **76***, 25-32.

Wild, E., Dent, J., Barber, J.L., Thomas, G.O. et Jones, K.C. (2004) A Novel Analytical Approach for Visualizing and Tracking Organic Chemicals in Plants. *Environmental Science & Technology, **38***, 4195-4199.

Wild, E., Dent, J., Thomas, G.O. et Jones, K.C. (2005a) Direct observation of organic contaminant uptake, storage, and metabolism within plant roots. *Environmental science & technology, **39***, 3695-3702.

Wild, E., Dent, J., Thomas, G.O. et Jones, K.C. (2005b) Direct Observation of Organic Contaminant Uptake, Storage, and Metabolism within Plant Roots. *Environ. Sci. Technol.*, **39**, 3695-3702.

Wild, E., Dent, J., Thomas, G.O. et Jones, K.C. (2006) Visualizing the Air-To-Leaf Transfer and Within-Leaf Movement and Distribution of Phenanthrene: Further Studies Utilizing Two-Photon Excitation Microscopy. *Environmental Science & Technology, **40***, 907-916.

Wild, S.R. et Jones, K.C. (1992b) Organic chemicals entering agricultural soils in sewage sludges: screening for their potential to transfer to crop plants and livestock. *Science of The Total Environment, **119***, 85-119.
Wilson, S.C. et Jones, K.C. (1993) Bioremediation of soil contaminated with polynuclear aromatic hydrocarbons (PAHs): A review. *Environmental Pollution, 81*, 229-249.

Wittig, R., Ballach, H.-J. et Kuhn, A. (2003) Exposure of the Roots of Populus nigra L. cv. Loenen to PAHs and its Effect on growth and water balance. *Environmental Science and Pollution Research, 10*, 235-244.

Xu, S., Chen, Y., Lin, Q., Wu, W., Xue, S. et Shen, C. (2005) Uptake and accumulation of phenanthrene and pyrene in spiked soils by Ryegrass (Lolium perenne L.). *Journal of Environmental Sciences (China)*, **17**, 817-822.

You, J., Landrum, P.F. et Lydy, M.J. (2006) Comparison of chemical approaches for assessing bioavailability of sediment-associated contaminants. *Environmental science & technology*, **40**, 6348-6353.

Zhang, J. et Davies, W.J. (1987) Increased Synthesis of ABA in Partially Dehydrated Root Tips and ABA Transport from Roots to Leaves. *Journal of Experimental Botany, 38*, 2015-2023.

Zhang, M. et Zhu, L. (2009) Sorption of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons to Carbohydrates and Lipids of Ryegrass Root and Implications for a Sorption Prediction Model. *Environmental Science & Technology*, **43**, 2740-2745.

Zhan, X., Liang, X., Jiang, T. et Xu, G. (2013a) Interaction of phenanthrene and potassium uptake by wheat roots: a mechanistic model. *BMC Plant Biology*, **13**, 168.

Zhan, X., Liang, X., Xu, G. et Zhou, L. (2013b) Influence of plant root morphology and tissue composition on phenanthrene uptake: Stepwise multiple linear regression analysis. *Environmental Pollution*, **179**, 294-300.

Zhan, X., Ma, H., Zhou, L., Liang, J., Jiang, T. et Xu, G. (2010) Accumulation of phenanthrene by roots of intact wheat (Triticum aestivum L.) seedlings: passive or active uptake? *BMC Plant Biology*, **10**, 52.

Zhan, X., Zhang, X., Yin, X., Ma, H., Liang, J., Zhou, L., Jiang, T. et Xu, G. (2012) H+/phenanthrene Symporter and Aquaglyceroporin Are Implicated in Phenanthrene Uptake by Wheat (Triticum aestivum L.) Roots. *Journal of environmental quality*, **41**, 188-196.
TABLE DES
***
ILLUSTRATIONS
<table>
  <tbody>
    <tr>
      <td>Figure 12 – Plan des traitements physiques, chimiques et techniques analytiques utilisés lors des expérimentations menées sur les terres anciennement contaminées. CRE = capacité de rétention en eau ; DCM = dichlorométhane ; ACN = acétonitrile ; MOE = matière organique extractible</td>
      <td>57</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 13- Schéma du remplissage des cellules de l'ASE</td>
      <td>60</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 14 – Schéma de synthèse des interactions entre les molécules de HAP originaires de terre contaminée avec l'eau et la membrane POM</td>
      <td>63</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 15 – Chambre de mesure des échanges gazeux d'un Li-Cor 6200</td>
      <td>65</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 16 – Photographie du scanner adapté à l'utilisation du logiciel d'analyse d'image WinRhizo® Reg et image d'un système racinaire de maïs de 28 jours cultivé sur du sable non contaminé</td>
      <td>68</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 17 – Schéma de la découpe régulière de la racine principale et la réalisation des coupes histologiques par vibratome</td>
      <td>69</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 18 - Photographies de coupes de racines de maïs colorées au Fluorol Yellow 088 et observées au filtre FITC en microscopie à épifluorescence : A) endoderme subérifié à 89 % (objectif x10) ; B) exoderme subérifié à 100 % (objectif x2). Barre blanche : 200 µm</td>
      <td>70</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 19 – Chromatogramme de 15 HAP (0,54 mg L<sup>-1</sup>) séparés sur la colonne Pursuit 3 PAH, détectés en fluorescence</td>
      <td>75</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 20 – Distribution en fonction du nombre de cycles des HAP totaux (%)</td>
      <td>85</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 21 – Teneurs totales en HAP (mg kg<sup>-1</sup> BMF) quantifiées dans les racines de maïs cultivés sur les terres industrielles</td>
      <td>87</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 22 - Distribution en fonction du nombre de cycles (%) des HAP absorbés dans le système racinaire des maïs cultivés sur terres industrielles</td>
      <td>88</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>Figure 23 - Teneurs totales en HAP (mg kg<sup>-1</sup> BMF) quantifiées dans les parties aériennes de maïs cultivés sur les terres industrielles</td>
      <td>90</td>
    </tr>
  </tbody>
</table>
Figure 41 - Taux de recouvrement (‰) des amas de PHE en fonction de la distance à l'apex de la racine principale de maïs exposé à 50 et 150 mg PHE kg⁻¹ (n=5) .................................................... 121

Figure 42 - Observations au microscope à épifluorescence des amas de PHE dans la racine principale de maïs exposés à 50 (A) et 150 (B) mg PHE kg⁻¹ pendant 10 j, à environ 60 % de distance de l'apex (images issues de la superposition de deux photographies prises sous filtre UV-1A (rouge) et filtre FITC (verte). .................................................................................... 123

Figure 43 - Visualisation des amas de PHE sous microscope confocale. (A) et (B) Amas de PHE accumulé dans l'exoderme (vue en x-y) (C) Deux amas localisés dans l'épaisseur de l'exoderme (vue en x-z). Les cristaux de PHE sont visibles en rouge et l'autofluorescence des composés constituant la racine en jaune-vert. .................................................................................... 123

Figure 44 - Représentation hypothétique du transfert des HAP du sol à la racine .................................... 125

Figure 45 - Moyennes des biomasses sèches totales par plante (g) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4) .................................................................................... 131

Figure 46 - Allocation de la biomasse (%) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4) .................................................................................... 132

Figure 47 - Nombre de feuilles moyen par plante selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4) .................................................................................... 133

Figure 48 - Longueurs racinaires totales des maïs selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4) .................................................................................... 134

Figure 49 - Distribution du diamètre des racines (mm) selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n=4) .................................................................................... 137

Figure 50 - Humidité pondérale relative (%) des systèmes racinaires et aériens des maïs cultivés sur les terres industrielles contaminées (n=4) .................................................................................... 139
Figure 51 - Concentrations molaires en éléments majeurs dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4) .................................................. 141

Figure 52 - Concentrations molaires en Cu, Mn et Zn dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 3 et 4) .................................................. 144

Figure 53 - Concentrations molaires en Fe dans le système racinaire selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4) .................................................. 145

Figure 54 - Représentations des ACP des paramètres morphologiques racinaires avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP dans les racines selon deux axes (F2 à gauche et F3 à droite) (BMS : biomasse sèche ; %_0,2-0,4 : proportion des racines de diamètre compris entre 0,2 et 0,4 mm ; %_HMP : humidité pondérale ; % BM : allocation de la biomasse du système racinaire dans la plante entière ; HAP : concentrations en 13 HAP dans le système racinaire ; Zn, Fe, Mn, Mg, Ca, K : concentrations en éléments nutritifs dans le système racinaire) .................................... 146

Figure 55 - Concentrations molaires en éléments majeurs dans le système aérien selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4) .................................................. 149

Figure 56 - Concentrations molaires en éléments traces métalliques dans le système aérien selon la terre industrielle utilisée comme support de culture (n entre 1 et 4) .................................... 150

Figure 57 - Représentations des ACP de paramètres morphologiques du système aérien avec les teneurs en éléments nutritifs et en Σ13 HAP dans les parties aériennes selon deux axes (F2 à gauche et F3 à droite) (BMS : biomasse sèche ; Nbre_Feuilles : nombre de feuilles par plante ; %_HMP : humidité pondérale ; % BM : allocation de la biomasse du système aérien dans la plante entière ; HAP : concentrations en 13 HAP dans le système aérien ; Zn, Cu, K, P, Fe, Ca, Mg, Mn : concentrations en éléments nutritifs dans le système racinaire) .................................... 152

Figure 58 - Représentations des ACP des BMS racinaires (à gauche) et aériennes (à droite) avec les propriétés agronomiques des terres industrielles selon les axes 1 et 2 (C/N : ratio
Carbone/Azote; Limon, Argile, Sable : texture ; CO : concentration en carbone organique ; Exch : éléments échangeables ; HAP_dissous : concentrations des 13 HAP dissous dans la solution ; HAP_terre : concentrations des 13 HAP totaux) ..................................................................................154

Figure 59 - Photographies couleurs, prises sous UV-1A, des grains de sable 10 jours après contamination à (A) 0, (B) 50 et (C) 150 mg PHE kg⁻¹. Barre blanche = 300µm. .................................156

Figure 60 – Concentrations finales de PHE dans le sable à l'issue de l'expérimentation avec et sans plante (n = 6) ..................................................................................................................157

Figure 61 – Évolution temporelle des concentrations en PHE dissous en fonction de la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 3 et 6) ..................................................................................158

Figure 62 – Concentrations initiales et finales de nitrate en solution en solution lors de l'expérimentation sans plante (n = 3) ..................................................................................................................159

Figure 63 – Photographies illustrant des plants de maïs en pot de culture après 28 j de culture sur sable complémenté en solution nutritive et artificiellement contaminé en PHE selon plusieurs niveaux de concentration (mg PHE kg⁻¹) ..................................................................................................................161

Figure 64 - Biomasses sèches totales par plante (g) selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6) ..................................................................................................................162

Figure 65 – Allocation de la biomasse (%) du maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6) ..................................................................................................................163

Figure 66 - Longueurs racinaires totales du maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n entre 4 et 6) ..................................................................................................................165

Figure 67 - Distribution du diamètre des racines (mm) selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n = 6) ..................................................................................................................167

Figure 68 – Humidité pondérale relative des différents organes des maïs selon la concentration initiale en PHE dans le sable (n = 6) ..................................................................................................................169
Figure 69 - Évolution du taux de subérification de l'exoderme et l'endoderme de la racine principale selon les trois niveaux d'exposition en PHE à 10 j de culture (n = 5) ................................. 176

Figure 70 - Évolution du taux de subérification de l'exoderme et l'endoderme de la racine principale selon les trois niveaux d'exposition en PHE à 20 j de culture (n = 5) ................................. 177

Figure 71 - Photographie d'une coupe (200 µm d'épaisseur) de la racine principale de maïs exposée à 150 mg PHE kg⁻¹, durant 10 jours, située à 50 % de distance à l'apex, colorée au Fluorol yellow 088. L'image est issue de la superposition de photographie prise sous filtre UV-1A (bleue) et filtre FITC (verte). Les flèches rouges montrent des amas de PHE. EX = exoderme ; C = cortex ; EN = endoderme ; X1 = xylème primaire ; X2 = xylème secondaire ; S = stèle. ..... 178

Figure 72 – Représentation des interactions entre les HAP et le maïs dans un sol contaminé .. 186

Figure 73 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale..................................................................................................................225

Figure 74 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP extraits par résine Tenax ..................................................................................................................226

Figure 75 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP totaux ..................................................................................................................................................................................227

Figure 76 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle de Zhang et al. (2009) d'après les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale..................................................................................................................................................................................228
LISTE DES ABRÉVIATIONS

ABA : acide abscissique

ABM : allocation de biomasse

ACY : acénaphtylène

ACE : acénaphtène

ACN : acétonitrile

ACP : analyse en composantes principales

AEE : Agence Européenne de l'Environnement

AMF : champignons mycorhiziens à arbuscules

ANT : anthracène

AS : acide salicylique

BaA : benz[a]anthracène

BaP : benzo[a]pyrène

BbF : benzo[b]fluoranthène

BCF : facteur de bioconcentration sur masse sèche ou fraîche

BghiP : benzo[g,h,j]pérylène

BkF : benzo[k]fluoranthène

BMF : biomasse fraîche (en g)

BMS : biomasse sèche

CEC : capacité d'échange cationique effective

CHY : chrysène

GC-MS : chromatographie en phase gazeuse, couplée à un spectromètre de masse

C<sub>pw</sub> : concentration des HAP dissous à l'équilibre dans l'eau interstitielle

CRE : capacité de rétention d'eau

dBahA : dibenz[a]anthracène

DCM : dichlorométhane

ELT : épaisseur foliaire estimée

ERO : espèces réactives de l'oxygène

FLA : fluoranthène

FLU : fluorène

HAP : hydrocarbure aromatique polycyclique

HMP : humidité pondérale

HPCD : hydroxypropyl-β-cyclodextrine

IcdP : indène[1,2,3 cd]pyrène

K<sub>ow</sub> : coefficient de partage octanol/eau

K<sub>d</sub> : coefficient de partage sol/eau

LB : de milieu de culture Luria Broth

LDMC : teneur foliaire en matière sèche

MO : matière organique

MOE : matière organique extractible

NAPH : naphtalène

PHE : phénanthrène

POM : polyoxyméthyleène

PYR : pyrène

RCF : facteur de concentration racinaire

SCF : facteur de concentration dans la tige

SF : surface foliaire

SLA : surface foliaire spécifique

TR<sub>PHE</sub> : Taux de recouvrement en PHE

TSCF : facteur de concentration dans le flux de transpiration

US-EPA : Agence américaine de protection de l'Environnement

UE : Union Européenne
# ANNEXES
<table><caption>Tableau 12 –Concentrations (mg kg⁻¹) individuelles des 16 HAP réglementaires quantifiés depuis les extraits de terres industrielles, dits « HAP totaux » (n =1)</caption><thead><tr><th></th><th>NAPH</th><th>ACY</th><th>ACE</th><th>FLU</th><th>PHE</th><th>ANT</th><th>FLA</th><th>PYR</th><th>BaA</th><th>CHY</th><th>BbF</th><th>BkF</th><th>BaP</th><th>IcdP</th><th>dBahA</th><th>BghiP</th><th>Σ16 HAP</th></tr></thead><tbody><tr><td>FR01</td><td>28,1</td><td>60,6</td><td>15,9</td><td>26,3</td><td>109,1</td><td>96,2</td><td>248,4</td><td>200,1</td><td>204,7</td><td>151,6</td><td>194,7</td><td>111,2</td><td>166,0</td><td>128,6</td><td>52,8</td><td>108,4</td><td>1902,8</td></tr><tr><td>FR02</td><td>9,6</td><td>84,8</td><td>138,9</td><td>91,9</td><td>153,5</td><td>75,5</td><td>137,7</td><td>100,4</td><td>77,0</td><td>56,2</td><td>95,5</td><td>36,1</td><td>61,6</td><td>52,3</td><td>17,2</td><td>41,4</td><td>1229,6</td></tr><tr><td>FR03</td><td>2,1</td><td>1,8</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>4,6</td><td>1,1</td><td>8,2</td><td>6,8</td><td>6,6</td><td>6,1</td><td>5,2</td><td>2,2</td><td>6,6</td><td>5,4</td><td>0,5</td><td>6,0</td><td>63,0</td></tr><tr><td>FR04</td><td>28,4</td><td>22,7</td><td>27,0</td><td>19,4</td><td>71,7</td><td>12,4</td><td>134,4</td><td>104,1</td><td>83,5</td><td>67,1</td><td>85,4</td><td>49,8</td><td>83,7</td><td>83,0</td><td>27,3</td><td>73,5</td><td>973,4</td></tr><tr><td>FR05</td><td>5,4</td><td>7,9</td><td>3,5</td><td>3,3</td><td>19,9</td><td>4,0</td><td>30,6</td><td>25,1</td><td>19,4</td><td>14,1</td><td>22,0</td><td>9,1</td><td>19,9</td><td>16,7</td><td>3,4</td><td>15,5</td><td>219,8</td></tr><tr><td>FR06</td><td>20,6</td><td>15,9</td><td>8,9</td><td>7,3</td><td>44,5</td><td>23,2</td><td>103,6</td><td>77,0</td><td>61,8</td><td>45,5</td><td>41,6</td><td>29,2</td><td>56,1</td><td>49,9</td><td>15,0</td><td>40,6</td><td>640,7</td></tr><tr><td>FR07</td><td>0,0</td><td>1,6</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>6,6</td><td>1,3</td><td>17,2</td><td>17,2</td><td>9,2</td><td>7,5</td><td>5,0</td><td>3,1</td><td>8,9</td><td>7,0</td><td>0,9</td><td>7,8</td><td>93,3</td></tr><tr><td>BE01</td><td>1,9</td><td>2,6</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>9,5</td><td>2,8</td><td>30,7</td><td>28,4</td><td>12,4</td><td>10,2</td><td>11,2</td><td>5,0</td><td>9,7</td><td>8,9</td><td>1,3</td><td>10,3</td><td>145,1</td></tr><tr><td>SW01</td><td>0,1</td><td>3,5</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>5,5</td><td>1,6</td><td>21,2</td><td>16,0</td><td>14,4</td><td>12,5</td><td>12,3</td><td>5,5</td><td>13,7</td><td>8,5</td><td>2,6</td><td>8,4</td><td>125,8</td></tr><tr><td>SW02</td><td>0,0</td><td>1,3</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>3,9</td><td>1,7</td><td>11,3</td><td>8,4</td><td>5,6</td><td>5,7</td><td>2,4</td><td>1,5</td><td>4,0</td><td>4,4</td><td>0,6</td><td>3,5</td><td>54,3</td></tr><tr><td>SW03</td><td>0,0</td><td>0,5</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>2,7</td><td>0,5</td><td>2,6</td><td>1,7</td><td>1,6</td><td>3,5</td><td>1,2</td><td>0,0</td><td>0,6</td><td>0,2</td><td>0,0</td><td>1,0</td><td>16,1</td></tr><tr><td>SW04</td><td>0,0</td><td>0,5</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>1,7</td><td>0,4</td><td>1,7</td><td>1,0</td><td>0,5</td><td>1,4</td><td>0,5</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>0,0</td><td>0,5</td><td>8,4</td></tr><tr><td>SW05</td><td>6,9</td><td>3,3</td><td>0,0</td><td>2,3</td><td>26,7</td><td>5,2</td><td>24,0</td><td>23,9</td><td>13,4</td><td>15,6</td><td>13,0</td><td>4,1</td><td>7,4</td><td>7,0</td><td>1,7</td><td>8,1</td><td>162,4</td></tr></tbody></table>
# Annexes

<table><caption>Tableau 13 - Moyennes des humidités pondérales, des concentrations (mg kg⁻¹ BMS) individuelles des 16 HAP réglementaires et de leurs sommes quantifiés dans les racines de maïs cultivés sur sable et les terres industrielles. n = nombre d'individu</caption><thead><tr><th></th><th>n</th><th>Humidité (g/g)</th><th>NAPH</th><th>ACY</th><th>ACE</th><th>FLU</th><th>PHE</th><th>ANT</th><th>FLA</th><th>PYR</th><th>BaA</th><th>CHY</th><th>BbF</th><th>BkF</th><th>BaP</th><th>IcdP</th><th>dBahA</th><th>BghiP</th><th>Σ16 HAP</th></tr></thead><tbody><tr><td>Sable</td><td>4</td><td>6,7 ± 3,4</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>53,5 ± 26,8</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>53,8 ± 26,9</td></tr><tr><td>FR01</td><td>3</td><td>3,1 ± 1,8</td><td>2 ± 1,2</td><td>6,9 ± 4</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>86,2 ± 49,8</td><td>4,9 ± 2,8</td><td>16,2 ± 9,4</td><td>14 ± 8,1</td><td>14,5 ± 8,4</td><td>14,1 ± 8,1</td><td>17,8 ± 10,3</td><td>4,4 ± 2,5</td><td>10,1 ± 5,8</td><td>6,3 ± 3,6</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>7 ± 4</td><td>206,5 ± 119,2</td></tr><tr><td>FR02</td><td>4</td><td>6,2 ± 3,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>6,6 ± 3,3</td><td>4,5 ± 2,3</td><td>2,5 ± 1,3</td><td>120,9 ± 60,5</td><td>4 ± 2</td><td>4,3 ± 2,2</td><td>3,4 ± 1,7</td><td>2,7 ± 1,4</td><td>2,8 ± 1,4</td><td>3 ± 1,5</td><td>0,8 ± 0,4</td><td>1,6 ± 0,8</td><td>1,1 ± 0,6</td><td>0 ± 0</td><td>1,2 ± 0,6</td><td>159,7 ± 79,9</td></tr><tr><td>FR03</td><td>4</td><td>13,8 ± 6,9</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>5,4 ± 2,7</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>5,7 ± 2,9</td></tr><tr><td>FR04</td><td>4</td><td>10 ± 5</td><td>2,5 ± 1,3</td><td>6 ± 3</td><td>2,6 ± 1,3</td><td>1,7 ± 0,9</td><td>22,8 ± 11,4</td><td>2,3 ± 1,2</td><td>8,2 ± 4,1</td><td>7,5 ± 3,8</td><td>7 ± 3,5</td><td>6,4 ± 3,2</td><td>8,4 ± 4,2</td><td>5,6 ± 2,8</td><td>7,4 ± 3,7</td><td>6,7 ± 3,4</td><td>2 ± 1</td><td>5,4 ± 2,7</td><td>102,6 ± 51,3</td></tr><tr><td>FR05</td><td>1</td><td>10,6 ± 10,6</td><td>1,8 ± 1,8</td><td>3,5 ± 3,5</td><td>0,8 ± 0,8</td><td>0,8 ± 0,8</td><td>72,6 ± 72,6</td><td>2,4 ± 2,4</td><td>5 ± 5</td><td>4,3 ± 4,3</td><td>3,9 ± 3,9</td><td>4 ± 4</td><td>4,7 ± 4,7</td><td>1,3 ± 1,3</td><td>2,7 ± 2,7</td><td>1,7 ± 1,7</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>1,8 ± 1,8</td><td>111,5 ± 111,5</td></tr><tr><td>FR06</td><td>3</td><td>12,1 ± 7</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>8,2 ± 4,7</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>2,3 ± 1,3</td><td>1,8 ± 1</td><td>1,9 ± 1,1</td><td>1,1 ± 0,6</td><td>1,8 ± 1</td><td>1 ± 0,6</td><td>1,9 ± 1,1</td><td>1,3 ± 0,8</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>24,2 ± 14</td></tr><tr><td>FR07</td><td>1</td><td>6,9 ± 6,9</td><td>1,6 ± 1,6</td><td>2,7 ± 2,7</td><td>0,8 ± 0,8</td><td>0,6 ± 0,6</td><td>9,6 ± 9,6</td><td>2,3 ± 2,3</td><td>3,5 ± 3,5</td><td>3 ± 3</td><td>2,9 ± 2,9</td><td>2,2 ± 2,2</td><td>3 ± 3</td><td>1,9 ± 1,9</td><td>2,8 ± 2,8</td><td>2,1 ± 2,1</td><td>0,7 ± 0,7</td><td>1,7 ± 1,7</td><td>41,1 ± 41,1</td></tr><tr><td>BE01</td><td>1</td><td>0,9 ± 0,9</td><td>0,5 ± 0,5</td><td>1,7 ± 1,7</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>47,5 ± 47,5</td><td>0,7 ± 0,7</td><td>3,3 ± 3,3</td><td>5,7 ± 5,7</td><td>2,5 ± 2,5</td><td>3,5 ± 3,5</td><td>3,6 ± 3,6</td><td>0,8 ± 0,8</td><td>1,7 ± 1,7</td><td>1,3 ± 1,3</td><td>0 ± 0</td><td>1,6 ± 1,6</td><td>74,7 ± 74,7</td></tr><tr><td>SW01</td><td>4</td><td>4,1 ± 2,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>68,8 ± 34,4</td><td>0,8 ± 0,4</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1,2 ± 0,6</td><td>1,3 ± 0,7</td><td>1,6 ± 0,8</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,8 ± 0,4</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0 ± 0</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>78,9 ± 39,5</td></tr><tr><td>SW02</td><td>4</td><td>5 ± 2,5</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>35,5 ± 17,8</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1,5 ± 0,8</td><td>1,7 ± 0,9</td><td>2 ± 1</td><td>2,1 ± 1,1</td><td>2,2 ± 1,1</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>1 ± 0,5</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0 ± 0</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>49,5 ± 24,8</td></tr><tr><td>SW03</td><td>3</td><td>3,6 ± 2,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>54,9 ± 31,7</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>59 ± 34,1</td></tr><tr><td>SW04</td><td>3</td><td>3,5 ± 2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>15,6 ± 9</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>19,1 ± 11</td></tr><tr><td>SW05</td><td>3</td><td>2,3 ± 1,3</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>86,6 ± 50</td><td>2 ± 1,2</td><td>2,4 ± 1,4</td><td>2 ± 1,2</td><td>2 ± 1,2</td><td>2,7 ± 1,6</td><td>2 ± 1,2</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,8 ± 0,5</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0 ± 0</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>103,9 ± 60</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 14 - Humidité pondérale et concentrations (mg kg⁻¹ BMS) individuelles de 15 HAP réglementaires et de leurs sommes quantifiés dans les systèmes aériens des maïs cultivés sur terres industrielles (n = 1)</caption><thead><tr><th></th><th>Humidité (g/g)</th><th>NAPH</th><th>ACE</th><th>FLU</th><th>PHE</th><th>ANT</th><th>FLA</th><th>PYR</th><th>BaA</th><th>CHY</th><th>BbF</th><th>BkF</th><th>BaP</th><th>IcdP</th><th>dBahA</th><th>BghiP</th><th>Σ15 HAP</th></tr></thead><tbody><tr><td>FR01</td><td>11,33</td><td>0,03</td><td>0,00</td><td>0,02</td><td>39,26</td><td>0,04</td><td>0,17</td><td>0,17</td><td>0,06</td><td>0,07</td><td>0,08</td><td>0,04</td><td>0,08</td><td>0,04</td><td>0,01</td><td>0,08</td><td>40,14</td></tr><tr><td>FR02</td><td>7,58</td><td>2,46</td><td>0,00</td><td>0,05</td><td>44,82</td><td>1,60</td><td>0,06</td><td>0,67</td><td>1,28</td><td>0,00</td><td>0,06</td><td>0,06</td><td>0,10</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>51,15</td></tr><tr><td>FR03</td><td>8,10</td><td>0,17</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>4,89</td><td>0,01</td><td>0,04</td><td>0,11</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>5,23</td></tr><tr><td>FR04</td><td>6,49</td><td>0,02</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>3,79</td><td>0,01</td><td>0,06</td><td>0,09</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>4,00</td></tr><tr><td>FR05</td><td>6,44</td><td>3,36</td><td>0,00</td><td>0,11</td><td>0,00</td><td>1,78</td><td>0,79</td><td>0,78</td><td>1,85</td><td>0,00</td><td>0,77</td><td>0,38</td><td>0,65</td><td>0,27</td><td>0,12</td><td>0,65</td><td>11,51</td></tr><tr><td>FR06</td><td>5,60</td><td>0,02</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>11,39</td><td>0,01</td><td>0,08</td><td>0,12</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>11,66</td></tr><tr><td>FR07</td><td>5,12</td><td>0,07</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>5,01</td><td>0,01</td><td>0,07</td><td>0,14</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,02</td><td>0,01</td><td>0,01</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>5,35</td></tr><tr><td>SW01</td><td>10,44</td><td>0,03</td><td>0,00</td><td>0,03</td><td>29,11</td><td>0,02</td><td>0,08</td><td>0,21</td><td>0,02</td><td>0,00</td><td>0,02</td><td>0,01</td><td>0,02</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>29,54</td></tr><tr><td>SW02</td><td>12,01</td><td>0,01</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>24,00</td><td>0,01</td><td>0,03</td><td>0,05</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>24,11</td></tr><tr><td>SW03</td><td>10,77</td><td>0,01</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>30,34</td><td>0,02</td><td>0,04</td><td>0,07</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>30,50</td></tr><tr><td>SW04</td><td>8,55</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,01</td><td>18,82</td><td>0,01</td><td>0,03</td><td>0,08</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>0,00</td><td>18,95</td></tr><tr><td>SW05</td><td>9,34</td><td>0,05</td><td>0,00</td><td>0,02</td><td>28,87</td><td>0,02</td><td>0,10</td><td>0,17</td><td>0,02</td><td>0,04</td><td>0,04</td><td>0,02</td><td>0,05</td><td>0,03</td><td>0,01</td><td>0,05</td><td>29,48</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 15 - Moyennes des concentrations (mg kg⁻¹) individuelles des 16 HAP réglementaires quantifiés depuis les extraits réalisés avec la résine Tenax® sur les terres industrielles</caption><thead><tr><th></th><th>NAPH</th><th>ACY</th><th>ACE</th><th>FLU</th><th>PHE</th><th>ANT</th><th>FLA</th><th>PYR</th><th>BaA</th><th>CHY</th><th>BbF</th><th>BkF</th><th>BaP</th><th>IcdP</th><th>dBahA</th><th>BghiP</th><th>Σ16 HAP</th></tr></thead><tbody><tr><td>FR01</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,8 ± 0,5</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,8 ± 0,5</td><td>6,1 ± 3,5</td><td>1,8 ± 1,1</td><td>2,3 ± 1,3</td><td>2,3 ± 1,4</td><td>1,8 ± 1,1</td><td>2,2 ± 1,2</td><td>2 ± 1,1</td><td>1,4 ± 0,8</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1,1 ± 0,7</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>26,2 ± 15,1</td></tr><tr><td>FR02</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>1 ± 0,6</td><td>1 ± 0,6</td><td>0,8 ± 0,5</td><td>5,1 ± 2,9</td><td>1 ± 0,6</td><td>1 ± 0,6</td><td>1 ± 0,6</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,8 ± 0,4</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>15,8 ± 9,1</td></tr><tr><td>FR03</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>1,2 ± 0,7</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,1 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0</td><td>3,4 ± 2</td></tr><tr><td>FR04</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,8 ± 0,5</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1,8 ± 1</td><td>1,1 ± 0,6</td><td>2 ± 1,1</td><td>2 ± 1,1</td><td>1,3 ± 0,8</td><td>1,3 ± 0,8</td><td>1,5 ± 0,9</td><td>1 ± 0,6</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1 ± 0,6</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>18,1 ± 10,4</td></tr><tr><td>FR05</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>1,2 ± 0,7</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>5,2 ± 3</td></tr><tr><td>FR06</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>6,7 ± 3,9</td></tr><tr><td>FR07</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>1 ± 0,6</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>10 ± 5,8</td></tr><tr><td>BE01</td><td>0,6 ± 0,3</td><td>0,7 ± 0,4</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>1,2 ± 0,7</td><td>2,2 ± 1,3</td><td>1,2 ± 0,7</td><td>2,1 ± 1,2</td><td>2,3 ± 1,3</td><td>1,4 ± 0,8</td><td>1,4 ± 0,8</td><td>1,4 ± 0,8</td><td>1 ± 0,6</td><td>1,1 ± 0,6</td><td>0,9 ± 0,5</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,8 ± 0,4</td><td>19,3 ± 11,1</td></tr><tr><td>SW01</td><td>0,3 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,4 ± 0,2</td><td>0,5 ± 0,3</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>4,6 ± 2,7</td></tr><tr><td>SW02</td><td>0,2 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>1,1 ± 0,8</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,5 ± 0,4</td><td>0,6 ± 0,4</td><td>0,5 ± 0,4</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,4 ± 0,3</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>6 ± 4,2</td></tr><tr><td>SW03</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>3 ± 1,7</td></tr><tr><td>SW04</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>2,5 ± 1,4</td></tr><tr><td>SW05</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,1 ± 0</td><td>0,3 ± 0,2</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,2 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0,1</td><td>0,1 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>2,1 ± 1,2</td></tr></tbody></table>
Annexes

<table><caption>Tableau 16 - Moyennes des concentrations (µg mL⁻¹) individuelles des 16 HAP réglementaires quantifiés depuis les extraits avec la membrane POM sur les terres industrielles.</caption><thead><tr><th></th><th>NAPH</th><th>ACY</th><th>ACE</th><th>FLU</th><th>PHE</th><th>ANT</th><th>FLA</th><th>PYR</th><th>BaA</th><th>CHY</th><th>BbF</th><th>BkF</th><th>BaP</th><th>IcdP</th><th>dBahaA</th><th>BghiP</th><th>Σ16 HAP</th></tr></thead><tbody><tr><td>Blanc</td><td>8,83.10<sup>-4</sup> ±<br>5,10.10<sup>-4</sup></td><td>0 ± 0</td><td>2,27.10<sup>-6</sup> ±<br>1,31.10<sup>-6</sup></td><td>1,36.10<sup>-5</sup> ±<br>7,88.10<sup>-6</sup></td><td>2,55.10<sup>-5</sup> ±<br>1,47.10<sup>-5</sup></td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>2,97.10<sup>-8</sup> ±<br>1,72.10<sup>-8</sup></td><td>2,27.10<sup>-9</sup> ±<br>1,31.10<sup>-9</sup></td><td>0 ± 0</td><td>1,23.10<sup>-7</sup> ±<br>7,08.10<sup>-8</sup></td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>5,33.10<sup>-8</sup> ±<br>3,08.10<sup>-8</sup></td><td>0 ± 0</td><td>9,25.10<sup>-4</sup> ±<br>5,34.10<sup>-4</sup></td></tr><tr><td>FR01</td><td>9,48.10<sup>-4</sup> ±<br>5,47.10<sup>-4</sup></td><td>2,00.10<sup>-4</sup> ±<br>1,16.10<sup>-4</sup></td><td>2,36.10<sup>-4</sup> ±<br>1,36.10<sup>-4</sup></td><td>1,04.10<sup>-4</sup> ±<br>5,99.10<sup>-5</sup></td><td>1,17.10<sup>-4</sup> ±<br>6,74.10<sup>-5</sup></td><td>1,61.10<sup>-4</sup> ±<br>9,28.10<sup>-5</sup></td><td>1,68.10<sup>-4</sup> ±<br>9,68.10<sup>-5</sup></td><td>8,79.10<sup>-5</sup> ±<br>5,08.10<sup>-5</sup></td><td>7,34.10<sup>-5</sup> ±<br>4,24.10<sup>-5</sup></td><td>1,91.10<sup>-5</sup> ±<br>1,10.10<sup>-5</sup></td><td>7,24.10<sup>-6</sup> ±<br>4,18.10<sup>-6</sup></td><td>1,44.10<sup>-5</sup> ±<br>8,30.10<sup>-6</sup></td><td>2,20.10<sup>-6</sup> ±<br>1,27.10<sup>-6</sup></td><td>5,18.10<sup>-7</sup> ±<br>2,99.10<sup>-7</sup></td><td>2,44.10<sup>-6</sup> ±<br>1,41.10<sup>-6</sup></td><td>2,21.10<sup>-3</sup> ±<br>1,28.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>FR02</td><td>1,15.10<sup>-3</sup> ±<br>6,63.10<sup>-4</sup></td><td>2,39.10<sup>-4</sup> ±<br>1,38.10<sup>-4</sup></td><td>2,52.10<sup>-3</sup> ±<br>1,46.10<sup>-3</sup></td><td>6,54.10<sup>-4</sup> ±<br>3,77.10<sup>-4</sup></td><td>3,74.10<sup>-4</sup> ±<br>2,16.10<sup>-4</sup></td><td>1,34.10<sup>-4</sup> ±<br>7,75.10<sup>-5</sup></td><td>2,69.10<sup>-4</sup> ±<br>1,55.10<sup>-4</sup></td><td>1,56.10<sup>-4</sup> ±<br>9,02.10<sup>-5</sup></td><td>7,23.10<sup>-6</sup> ±<br>4,17.10<sup>-6</sup></td><td>6,67.10<sup>-6</sup> ±<br>3,85.10<sup>-6</sup></td><td>5,72.10<sup>-6</sup> ±<br>1,00.10<sup>-6</sup></td><td>1,74.10<sup>-6</sup> ±<br>1,34.10<sup>-6</sup></td><td>2,32.10<sup>-6</sup> ±<br>1,19.10<sup>-7</sup></td><td>2,06.10<sup>-7</sup> ±<br>4,16.10<sup>-7</sup></td><td>3,91.10<sup>-7</sup> ±<br>2,40.10<sup>-7</sup></td><td>5,52.10<sup>-3</sup> ±<br>3,19.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>FR03</td><td>1,09.10<sup>-3</sup> ±<br>6,32.10<sup>-4</sup></td><td>5,56.10<sup>-6</sup> ±<br>3,21.10<sup>-6</sup></td><td>2,57.10<sup>-5</sup> ±<br>1,48.10<sup>-5</sup></td><td>2,04.10<sup>-5</sup> ±<br>1,18.10<sup>-5</sup></td><td>8,04.10<sup>-5</sup> ±<br>4,64.10<sup>-5</sup></td><td>1,27.10<sup>-6</sup> ±<br>7,35.10<sup>-7</sup></td><td>5,36.10<sup>-6</sup> ±<br>3,09.10<sup>-6</sup></td><td>3,33.10<sup>-6</sup> ±<br>1,92.10<sup>-6</sup></td><td>1,97.10<sup>-7</sup> ±<br>1,14.10<sup>-7</sup></td><td>5,18.10<sup>-8</sup> ±<br>2,99.10<sup>-8</sup></td><td>3,85.10<sup>-7</sup> ±<br>2,22.10<sup>-7</sup></td><td>3,52.10<sup>-8</sup> ±<br>2,03.10<sup>-8</sup></td><td>6,43.10<sup>-8</sup> ±<br>3,71.10<sup>-8</sup></td><td>1,46.10<sup>-8</sup> ±<br>8,43.10<sup>-9</sup></td><td>4,62.10<sup>-8</sup> ±<br>2,66.10<sup>-8</sup></td><td>2,80.10<sup>-8</sup> ±<br>1,62.10<sup>-8</sup></td><td>1,24.10<sup>-3</sup> ±<br>7,14.10<sup>-4</sup></td></tr><tr><td>FR04</td><td>6,81.10<sup>-3</sup> ±<br>3,93.10<sup>-3</sup></td><td>2,52.10<sup>-4</sup> ±<br>1,46.10<sup>-4</sup></td><td>3,88.10<sup>-3</sup> ±<br>2,24.10<sup>-3</sup></td><td>1,37.10<sup>-3</sup> ±<br>7,90.10<sup>-4</sup></td><td>3,13.10<sup>-3</sup> ±<br>1,81.10<sup>-3</sup></td><td>7,06.10<sup>-4</sup> ±<br>4,08.10<sup>-4</sup></td><td>2,50.10<sup>-3</sup> ±<br>1,44.10<sup>-3</sup></td><td>1,33.10<sup>-3</sup> ±<br>7,66.10<sup>-4</sup></td><td>1,27.10<sup>-4</sup> ±<br>7,35.10<sup>-6</sup></td><td>1,38.10<sup>-4</sup> ±<br>7,97.10<sup>-5</sup></td><td>3,87.10<sup>-5</sup> ±<br>2,23.10<sup>-5</sup></td><td>2,17.10<sup>-6</sup> ±<br>1,25.10<sup>-6</sup></td><td>2,30.10<sup>-5</sup> ±<br>1,33.10<sup>-6</sup></td><td>6,58.10<sup>-6</sup> ±<br>3,80.10<sup>-6</sup></td><td>1,00.10<sup>-6</sup> ±<br>5,78.10<sup>-7</sup></td><td>5,98.10<sup>-6</sup> ±<br>3,45.10<sup>-6</sup></td><td>2,03.10<sup>-2</sup> ±<br>1,17.10<sup>-2</sup></td></tr><tr><td>FR05</td><td>1,21.10<sup>-3</sup> ±<br>7,01.10<sup>-4</sup></td><td>5,11.10<sup>-5</sup> ±<br>2,95.10<sup>-5</sup></td><td>4,95.10<sup>-5</sup> ±<br>2,86.10<sup>-5</sup></td><td>2,78.10<sup>-5</sup> ±<br>1,61.10<sup>-5</sup></td><td>5,75.10<sup>-5</sup> ±<br>3,32.10<sup>-5</sup></td><td>2,11.10<sup>-5</sup> ±<br>1,22.10<sup>-5</sup></td><td>3,28.10<sup>-5</sup> ±<br>1,89.10<sup>-5</sup></td><td>2,30.10<sup>-5</sup> ±<br>1,33.10<sup>-5</sup></td><td>9,59.10<sup>-7</sup> ±<br>5,53.10<sup>-7</sup></td><td>1,02.10<sup>-6</sup> ±<br>5,87.10<sup>-7</sup></td><td>1,31.10<sup>-6</sup> ±<br>7,55.10<sup>-7</sup></td><td>2,35.10<sup>-8</sup> ±<br>1,36.10<sup>-8</sup></td><td>1,19.10<sup>-7</sup> ±<br>6,86.10<sup>-8</sup></td><td>5,76.10<sup>-9</sup> ±<br>3,33.10<sup>-9</sup></td><td>1,04.10<sup>-7</sup> ±<br>6,00.10<sup>-8</sup></td><td>1,95.10<sup>-8</sup> ±<br>1,13.10<sup>-8</sup></td><td>1,48.10<sup>-3</sup> ±<br>8,54.10<sup>-4</sup></td></tr><tr><td>FR06</td><td>9,70.10<sup>-4</sup> ±<br>6,86.10<sup>-4</sup></td><td>1,29.10<sup>-4</sup> ±<br>9,15.10<sup>-5</sup></td><td>1,24.10<sup>-4</sup> ±<br>8,75.10<sup>-5</sup></td><td>1,98.10<sup>-4</sup> ±<br>1,40.10<sup>-4</sup></td><td>6,18.10<sup>-4</sup> ±<br>4,37.10<sup>-4</sup></td><td>1,09.10<sup>-4</sup> ±<br>7,68.10<sup>-5</sup></td><td>5,44.10<sup>-4</sup> ±<br>3,85.10<sup>-4</sup></td><td>5,16.10<sup>-4</sup> ±<br>3,65.10<sup>-4</sup></td><td>5,05.10<sup>-5</sup> ±<br>3,57.10<sup>-5</sup></td><td>5,13.10<sup>-5</sup> ±<br>3,63.10<sup>-5</sup></td><td>1,89.10<sup>-5</sup> ±<br>1,34.10<sup>-5</sup></td><td>6,63.10<sup>-6</sup> ±<br>4,69.10<sup>-6</sup></td><td>9,45.10<sup>-6</sup> ±<br>6,68.10<sup>-6</sup></td><td>3,79.10<sup>-6</sup> ±<br>2,68.10<sup>-6</sup></td><td>7,00.10<sup>-7</sup> ±<br>4,95.10<sup>-7</sup></td><td>2,14.10<sup>-6</sup> ±<br>1,51.10<sup>-6</sup></td><td>3,35.10<sup>-3</sup> ±<br>2,37.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>FR07</td><td>9,25.10<sup>-4</sup> ±<br>5,34.10<sup>-4</sup></td><td>3,94.10<sup>-4</sup> ±<br>2,27.10<sup>-4</sup></td><td>6,15.10<sup>-4</sup> ±<br>3,55.10<sup>-4</sup></td><td>2,05.10<sup>-4</sup> ±<br>1,18.10<sup>-4</sup></td><td>4,98.10<sup>-4</sup> ±<br>2,88.10<sup>-4</sup></td><td>1,79.10<sup>-4</sup> ±<br>1,03.10<sup>-4</sup></td><td>2,90.10<sup>-4</sup> ±<br>1,68.10<sup>-4</sup></td><td>1,72.10<sup>-4</sup> ±<br>9,93.10<sup>-5</sup></td><td>3,46.10<sup>-5</sup> ±<br>2,00.10<sup>-5</sup></td><td>3,72.10<sup>-5</sup> ±<br>2,15.10<sup>-5</sup></td><td>1,52.10<sup>-5</sup> ±<br>8,76.10<sup>-6</sup></td><td>7,55.10<sup>-6</sup> ±<br>4,36.10<sup>-6</sup></td><td>8,90.10<sup>-6</sup> ±<br>5,14.10<sup>-6</sup></td><td>3,11.10<sup>-6</sup> ±<br>1,80.10<sup>-6</sup></td><td>6,80.10<sup>-7</sup> ±<br>3,93.10<sup>-7</sup></td><td>3,16.10<sup>-6</sup> ±<br>1,82.10<sup>-6</sup></td><td>3,39.10<sup>-3</sup> ±<br>1,96.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>BE01</td><td>1,00.10<sup>-3</sup> ±<br>5,78.10<sup>-4</sup></td><td>1,70.10<sup>-3</sup> ±<br>9,79.10<sup>-4</sup></td><td>1,12.10<sup>-2</sup> ±<br>6,49.10<sup>-3</sup></td><td>7,62.10<sup>-3</sup> ±<br>4,40.10<sup>-3</sup></td><td>1,35.10<sup>-2</sup> ±<br>7,81.10<sup>-3</sup></td><td>1,91.10<sup>-3</sup> ±<br>1,10.10<sup>-3</sup></td><td>5,08.10<sup>-3</sup> ±<br>2,93.10<sup>-3</sup></td><td>3,28.10<sup>-3</sup> ±<br>1,89.10<sup>-3</sup></td><td>1,68.10<sup>-4</sup> ±<br>9,72.10<sup>-5</sup></td><td>1,81.10<sup>-4</sup> ±<br>1,05.10<sup>-4</sup></td><td>2,78.10<sup>-5</sup> ±<br>1,60.10<sup>-5</sup></td><td>1,04.10<sup>-5</sup> ±<br>6,03.10<sup>-6</sup></td><td>1,90.10<sup>-5</sup> ±<br>1,10.10<sup>-5</sup></td><td>2,58.10<sup>-6</sup> ±<br>1,49.10<sup>-6</sup></td><td>5,27.10<sup>-7</sup> ±<br>3,04.10<sup>-7</sup></td><td>2,47.10<sup>-6</sup> ±<br>1,43.10<sup>-6</sup></td><td>4,58.10<sup>-2</sup> ±<br>2,64.10<sup>-2</sup></td></tr><tr><td>SW01</td><td>9,55.10<sup>-4</sup> ±<br>5,51.10<sup>-4</sup></td><td>3,44.10<sup>-5</sup> ±<br>1,98.10<sup>-5</sup></td><td>2,12.10<sup>-5</sup> ±<br>1,22.10<sup>-5</sup></td><td>2,73.10<sup>-5</sup> ±<br>1,58.10<sup>-5</sup></td><td>9,72.10<sup>-5</sup> ±<br>5,61.10<sup>-5</sup></td><td>1,56.10<sup>-5</sup> ±<br>8,98.10<sup>-6</sup></td><td>1,16.10<sup>-4</sup> ±<br>6,72.10<sup>-5</sup></td><td>7,34.10<sup>-5</sup> ±<br>4,24.10<sup>-5</sup></td><td>5,04.10<sup>-6</sup> ±<br>2,91.10<sup>-6</sup></td><td>0 ± 0</td><td>6,45.10<sup>-6</sup> ±<br>3,72.10<sup>-6</sup></td><td>7,23.10<sup>-7</sup> ±<br>4,18.10<sup>-7</sup></td><td>1,06.10<sup>-6</sup> ±<br>6,13.10<sup>-7</sup></td><td>5,31.10<sup>-8</sup> ±<br>3,06.10<sup>-8</sup></td><td>4,77.10<sup>-8</sup> ±<br>2,75.10<sup>-8</sup></td><td>6,65.10<sup>-8</sup> ±<br>3,84.10<sup>-8</sup></td><td>1,35.10<sup>-3</sup> ±<br>7,82.10<sup>-4</sup></td></tr><tr><td>SW02</td><td>9,24.10<sup>-4</sup> ±<br>5,33.10<sup>-4</sup></td><td>6,36.10<sup>-5</sup> ±<br>3,67.10<sup>-5</sup></td><td>3,19.10<sup>-5</sup> ±<br>1,84.10<sup>-5</sup></td><td>1,23.10<sup>-4</sup> ±<br>7,11.10<sup>-5</sup></td><td>2,95.10<sup>-4</sup> ±<br>1,70.10<sup>-4</sup></td><td>8,01.10<sup>-5</sup> ±<br>4,63.10<sup>-5</sup></td><td>4,61.10<sup>-4</sup> ±<br>2,66.10<sup>-4</sup></td><td>2,49.10<sup>-4</sup> ±<br>1,44.10<sup>-4</sup></td><td>2,26.10<sup>-5</sup> ±<br>1,30.10<sup>-5</sup></td><td>1,87.10<sup>-5</sup> ±<br>1,08.10<sup>-5</sup></td><td>8,57.10<sup>-6</sup> ±<br>4,95.10<sup>-6</sup></td><td>1,04.10<sup>-6</sup> ±<br>6,03.10<sup>-7</sup></td><td>3,74.10<sup>-6</sup> ±<br>2,16.10<sup>-6</sup></td><td>3,91.10<sup>-7</sup> ±<br>2,26.10<sup>-7</sup></td><td>1,78.10<sup>-8</sup> ±<br>1,03.10<sup>-8</sup></td><td>4,89.10<sup>-7</sup> ±<br>2,82.10<sup>-7</sup></td><td>2,28.10<sup>-3</sup> ±<br>1,32.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>SW03</td><td>7,07.10<sup>-4</sup> ±<br>7,07.10<sup>-4</sup></td><td>1,50.10<sup>-6</sup> ±<br>1,50.10<sup>-6</sup></td><td>4,58.10<sup>-5</sup> ±<br>4,58.10<sup>-5</sup></td><td>6,28.10<sup>-5</sup> ±<br>6,28.10<sup>-5</sup></td><td>1,10.10<sup>-4</sup> ±<br>1,10.10<sup>-4</sup></td><td>1,97.10<sup>-6</sup> ±<br>1,97.10<sup>-6</sup></td><td>1,51.10<sup>-5</sup> ±<br>1,51.10<sup>-5</sup></td><td>8,36.10<sup>-6</sup> ±<br>8,36.10<sup>-6</sup></td><td>9,74.10<sup>-8</sup> ±<br>9,74.10<sup>-8</sup></td><td>5,01.10<sup>-7</sup> ±<br>5,01.10<sup>-7</sup></td><td>2,84.10<sup>-7</sup> ±<br>2,84.10<sup>-7</sup></td><td>0 ± 0</td><td>9,59.10<sup>-6</sup> ±<br>9,59.10<sup>-6</sup></td><td>3,57.10<sup>-8</sup> ±<br>3,57.10<sup>-8</sup></td><td>1,00.10<sup>-6</sup> ±<br>1,00.10<sup>-6</sup></td><td>3,64.10<sup>-8</sup> ±<br>3,64.10<sup>-8</sup></td><td>9,65.10<sup>-4</sup> ±<br>9,65.10<sup>-4</sup></td></tr><tr><td>SW04</td><td>1,34.10<sup>-3</sup> ±<br>9,51.10<sup>-4</sup></td><td>4,61.10<sup>-6</sup> ±<br>3,26.10<sup>-6</sup></td><td>2,04.10<sup>-4</sup> ±<br>1,44.10<sup>-4</sup></td><td>1,19.10<sup>-4</sup> ±<br>8,38.10<sup>-5</sup></td><td>1,76.10<sup>-4</sup> ±<br>1,25.10<sup>-4</sup></td><td>2,09.10<sup>-6</sup> ±<br>1,48.10<sup>-6</sup></td><td>4,17.10<sup>-5</sup> ±<br>2,95.10<sup>-5</sup></td><td>2,46.10<sup>-5</sup> ±<br>1,74.10<sup>-5</sup></td><td>1,27.10<sup>-6</sup> ±<br>8,97.10<sup>-7</sup></td><td>1,97.10<sup>-6</sup> ±<br>1,39.10<sup>-6</sup></td><td>7,23.10<sup>-7</sup> ±<br>5,11.10<sup>-7</sup></td><td>0 ± 0</td><td>3,84.10<sup>-8</sup> ±<br>2,72.10<sup>-8</sup></td><td>5,31.10<sup>-8</sup> ±<br>3,76.10<sup>-8</sup></td><td>1,51.10<sup>-6</sup> ±<br>1,07.10<sup>-6</sup></td><td>7,74.10<sup>-8</sup> ±<br>5,47.10<sup>-8</sup></td><td>1,92.10<sup>-3</sup> ±<br>1,36.10<sup>-3</sup></td></tr><tr><td>SW05</td><td>7,34.10<sup>-4</sup> ±<br>7,34.10<sup>-4</sup></td><td>0 ± 0</td><td>9,83.10<sup>-6</sup> ±<br>9,83.10<sup>-6</sup></td><td>9,55.10<sup>-6</sup> ±<br>9,55.10<sup>-6</sup></td><td>2,42.10<sup>-5</sup> ±<br>2,42.10<sup>-5</sup></td><td>4,56.10<sup>-7</sup> ±<br>4,56.10<sup>-7</sup></td><td>2,16.10<sup>-6</sup> ±<br>2,16.10<sup>-6</sup></td><td>1,91.10<sup>-6</sup> ±<br>1,91.10<sup>-6</sup></td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>1,52.10<sup>-7</sup> ±<br>1,52.10<sup>-7</sup></td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>0 ± 0</td><td>3,36.10<sup>-8</sup> ±<br>3,36.10<sup>-8</sup></td><td>0 ± 0</td><td>7,83.10<sup>-4</sup> ±<br>7,83.10<sup>-4</sup></td></tr></tbody></table>
Annexes

<figure><img src="image_78.png" /><figcaption>Figure 73 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale</figcaption></figure>
Annexes

<figure><img src="image_79.png" /></figure>

Figure 74 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP extraits par résine Tenax
Annexes

<figure><img src="image_80.png" /></figure>

Figure 75 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1982) d'après les concentrations en HAP totaux
Annexes

<figure><img src="image_81.png" /><figcaption>Figure 76 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle de Zhang et al. (2009) d'après les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale</figcaption></figure>
Annexes

<figure><img src="image_82.png" /></figure>

Figure 77 – Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle de (Cofield et al. 2008) d'après les concentrations en HAP extraits par résine Tenax
Annexes

<figure><img src="image_83.png" /><figcaption>Figure 78 - Relation en échelle logarithmique entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle de Zhang et al. (2009) d'après les concentrations en HAP totaux</figcaption></figure>
Annexes

<figure><img src="image_84.png" /><figcaption>Figure 79 - Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle proposé d'après les concentrations en HAP extraits par résine Tenax</figcaption></figure>
Annexes

<figure><img src="image_85.png" /><figcaption>Figure 80 - Relation en échelle logarithmique entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les racines (mg kg⁻¹ BMS) et prédites par le modèle proposé d'après les concentrations en HAP totaux</figcaption></figure>
<figure><img src="image_86.png" /></figure>

Figure 81 - Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les parties aériennes (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1983) d'après les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale
Annexes

<figure><img src="image_87.png" /><figcaption>Figure 82 - Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les parties aériennes (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1983) d'après les concentrations en HAP extraits par résine Tenax</figcaption></figure>
Annexes

<figure><img src="image_88.png" /></figure>

Figure 83 - Relation entre les concentrations individuelles des 13 HAP mesurées dans les parties aériennes (mg kg⁻¹ BMF) et prédites par le modèle de Briggs et al. (1983) d'après les concentrations en HAP totaux
Annexes

<figure><img src="image_89.png" /></figure>

Figure 84 – Intensité moyenne de subérification de l'endoderme et de l'exoderme de la racine principale de maïs exposé à 0, 50 ou 150 mg PHE kg⁻¹ durant 10 ou 20 jours (n=5)
Résumé

En France et en Europe, la fin des activités industrielles liées à l'exploitation du charbon a laissé de
nombreux sites et sols pollués par les hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP). La
rhizodégradation pourrait permettre leur dépollution par l'utilisation de plantes et de leur microflore
associée. Toutefois, l'efficacité de cette technique, démontrée en conditions contrôlées de laboratoire,
est limitée *in situ* par de fortes mortalités ou l'inhibition de croissance de la plante. De plus, le transfert
de ces polluants dans la plante peut menacer la chaîne alimentaire. Ce travail se propose d'étudier les
interactions entre le maïs, choisi ici comme plante modèle, et les HAP de sols industriels contaminés
ou un de leur représentant, le phénanthrène ajouté à un substrat simplifié. Le prélèvement des HAP et
leur effet sur la physiologie de la plante sont évalués sur des systèmes de complexité croissante et en
abordant ces questions à différentes échelles, allant de la cellule à la plante entière. Il s'agit en
particulier d'élucider les mécanismes de transfert et de translocation des HAP dans la plante et
d'identifier les réponses toxiques de celle-ci. Les résultats mènent à l'hypothèse d'une sorption
physique des HAP de la phase solide du sol par contact direct avec les racines comme mécanisme
principal d'entrée et non par transport dans la phase aqueuse. Les principaux arguments sont les
distributions moléculaires similaires entre les HAP totaux dans les terres et celles dans les racines, les
mauvaises corrélations entre les concentrations en HAP dissous dans l'eau porale et les racines, ainsi
que la surestimation des concentrations prédites par des modèles existants fondés sur un prélèvement
de la solution du sol. La localisation du PHE dans les racines à l'aide d'outils de microscopie montre
une subérification précoce de l'exoderme et l'endoderme, même à de faibles teneurs (50 mg kg⁻¹). Le
prélèvement de nutriment ne semble pas affecté mais d'importantes accumulations et carences
d'éléments sont observées dans les parties aériennes. Ces perturbations nutritionnelles du maïs
pourraient affecter le fonctionnement de la plante et par conséquent limiter sa croissance ou entraîner
sa mort.

Mots clefs : HAP, terres industrielles, biodisponibilité, phytotoxicité, nutrition minérale, phytoremédiation

Abstract

In Europe and France, the end of industrial activities associated to coal exploitation left numerous
wastelands contaminated with polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH). Rhizodegradation enables
their remediation by using plants associated with microflora. However, the efficiency of this
technique, demonstrated at the laboratory scale, is often limited in situ by high plant mortality or
inhibited growth. Furthermore, the PAH uptake in plants may threaten the food chain. This work
studied the interactions between maize, chosen as model plant, and PAH from industrial contaminated
soils or from simplified model systems, i.e. sand spiked with phenanthrene. PAH uptake and their
effect on the plant physiology were assessed using systems of increasing complexity, to solve
questions raised at different scales, from the cell to the whole plant. Mechanisms involved in PAH
uptake and translocation are proposed and the toxic responses of the plant are detailed. Results lead to
a new hypothesis: PAH from the solid phase penetrate the roots by physical and direct contact and not
only through uptake in pore water. Main arguments are: similar molecular distributions in soils and
roots, low correlations between PAH concentrations in pore water and roots and overprediction of
bioaccumulation by using predicting models based on root absorption in soil solution. Localization of
PHE in roots using microscopic tools showed early suberisation of endoderm and exoderm in presence
of PHE, even at low concentration (50 mg kg⁻¹). Nutrient uptake seemed not affected but large
elements accumulations and depletion were observed in aerial part of maize. These nutritional
disruptions may affect plant functioning and consequently, decrease its growth or even cause its death.

Key-words: PAH, industrial soils, bioavailability, phytotoxicity, mineral nutrition, phytoremediation