# La biomasse fongique des sols agricoles. Influence des caractéristiques physicochimiques des sols et conséquences d'une pollution cuivrique

Marc Legras, Christophe Gangneux, Caroline Bailleul, J.-C. Thoisy-Dur, Patrice Lepelletier, Christian Mougin, Karine Laval

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Marc Legras, Christophe Gangneux, Caroline Bailleul, J.-C. Thoisy-Dur, Patrice Lepelletier, et al. La biomasse fongique des sols agricoles. Influence des caractéristiques physicochimiques des sols et conséquences d'une pollution cuivrique. 9èmes Journées Nationales de l'Etude des Sols, Apr 2007, Angers, France. 2007. hal-01608107v2

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Submitted on 19 Mar 2023

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# La biomasse fongique des sols agricoles.
## Influence des caractéristiques physicochimiques des sols et conséquences d'une pollution cuivrique.

Marc LEGRAS¹, Christophe GANGNEUX¹, Caroline BAILLEUL¹, Jeanne-Chantal DUR², Patrice LEPELLETIER³, Christian MOUGIN⁴, Karine LAVAL¹

### INTRODUCTION

Les sols agricoles, et particulièrement les sols cultivés, constituent des écosystèmes très anthropisés. Le travail du sol induit des modifications importantes sur le fonctionnement des communautés microbienes, notamment sur la biomasse fongique (BF).

En ce contexte, notre objectif a consisté en la définition d'un état biologique de référence de sols agricoles en vue d'estimer comment les polluants peuvent modifier cet équilibre. Ainsi, la variabilité de 40 « descripteurs » quantitatifs (physico-chimiques et biologiques) a été mesurée dans des sols de cultures et de prairies, durant 3 ans, via des expérimentations aux champs. Pour les sols contaminés, nous avons utilisé des microcosmes de sols non remaniés. Cette étude se focalise sur la BF et l'impact d'une contamination par le cuivre sur ce compartiment microbien.

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### MATERIELS ET METHODES

**Sites d'expérimentations**

Les parcelles d'étude [praire permanente (M) et grande culture (C)], situées en Normandie, sont considérées comme limoneuse.

Les précipitations sont de l'ordre de 800 à 900 mm/an en moyenne avec de faibles variations saisonnières. Les caractéristiques de ces deux parcelles sont résumées dans le **Tableau 1**.

**Echantillonnage**

L'échantillonnage a été conçu pour observer un effet temporel. Les échantillons ont été collectés en Avril, Juin et Octobre sur l'horizon 0-10 cm pour chaque parcelle. Chaque déscripteur a été mesuré à chaque date pour les deux sols (200 échantillons).

Une approche de type « microcosmes » (Fig. 1) a été envisagée (cylindres de sol non perturbé). Ils ont été collectés sur les parcelles précédentes et ont fait l'objet d'un suivi pendant 2 mois (trois campagnes de mesures - 90 échantillons). Les microcosmes ont été replacés en terre et soumis aux mêmes conditions que les sols en place (climat, température, humidité et pression). Plan d'échantillonnage des microcosmes: 45 cylindres par type de sol (15 références, 15 inoculés avec Cu à 2ppm, 15 inoculés Cu à 200 ppm). 5 échantillons ont été analysés pour chaque situation après 7, 21 et 60 jours. Tous les échantillons sont tamisés à 2 mm dans les conditions d'humidité réelle. Toutes les valeurs sont exprimées sur la base d'une « terre fine sèche » (105°C pendant 24 h).

<figure><img src="image_6.png" /><figcaption>Figure 1: Configuration des microcosmes – Inoculation du cuivre à T₀</figcaption></figure>

### Détermination de la Biomasse Fongique: 5 descripteurs

La BF a été estimée par plusieurs approches: (i) moléculaire via la quantification des ADNr 18S fongiques par PCR quantitative en temps réel (ADNr18S) (Gangneux et al. 2004) (ii) chimiques, via l'extraction et la quantification de l'ergostérol total (Legras et al. 2004), de l'ergostérol libre (Gong et al. 2001) et de PLFAs spécifiques (C18:2w6,9, C16:1w5). L'ergostérol libre a été extrait sans saponification et semble quantifier les molécules libres du sol. Elles proviennent de la membrane des cellules fongiques en dégradation. L'ergostérol total, quant à lui, est obtenu par extraction assistée aux micro-ondes avec saponification. Ce déscripteur prend en compte toutes les molécules d'ergostérol y compris celles présentes sous forme d'ester dans les membranes de cellules de champignons "viables". Les PLFAs spécifiques sont extraits par SPE et les FAMES résultant sont analysés par GC-FID. C16:1 est spécifique des champignons du sol, C18:2 est plus spécifique des mycorrhizes vésiculo-arbusculaires (Baath et al. 2003).

### RESULTATS ET DISCUSSION

**Données physicochimiques des parcelles**

<table><caption>**Tableau 1.**</caption><thead><tr><th>CEC</th><th>meq/g</th><th>ppm</th><th>SiR</th><th> Density</th><th>Moisture</th><th>%</th></tr><tr><th></th><th>g/m²</th><th>ppm</th><th>g/m²</th><th>g/m²</th><th>%</th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td>Meadow</td><td>9.29</td><td>180</td><td>615</td><td>1.29</td><td>29.7</td><td>19</td></tr><tr><td>Crop</td><td>1.13</td><td>127</td><td>687</td><td>1.48</td><td>22</td><td>17</td></tr><tr><td></td><td>0.12</td><td>4.9</td><td>1.7</td><td>0.03</td><td>1.4</td><td></td></tr><tr><td>C</td><td>N</td><td>ppm</td><td>pH</td><td>Cu</td><td>P(O₂)</td><td>ppm</td></tr><tr><td>Meadow</td><td>27.8</td><td>2.59</td><td>5.6</td><td>14</td><td>0.835</td><td></td></tr><tr><td>Crop</td><td>10.6</td><td>1.06</td><td>6.64</td><td>10.2</td><td>0.111</td><td></td></tr><tr><td></td><td>±0.46</td><td>±0.12</td><td>±0.19</td><td>±1.7</td><td>±0.16</td><td></td></tr></tbody></table>

Moyennes des caractéristiques physicochimiques des sols d'Yvetot.

Prairie permanente et grande culture.

**Effet des pratiques agronomiques sur la biomasse fongique**

<figure><img src="image_7.png" /><figcaption>Figure 3a: Concentration en Ergostérol total dans la prairie et la grande culture. (Juin 2006)</figcaption></figure>

<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>Figure 3b: Concentration en ADNr 18S dans la prairie et la grande culture. (Juin 2006)</figcaption></figure>

<figure><img src="image_9.png" /><figcaption>Figure 3c: Concentration en PLFA (C16:1w5) dans la prairie et la grande culture (Expérimentation de juin)</figcaption></figure>

L'analyse de l'ensemble des résultats (aux champs et microcosmes) montre que tous les déscripteurs de la biomasse fongique discriminent de façon significative les deux sols aux pratiques contrastées. La **Figure 3** indique que la teneur en BF dans les **grands** est plus importante que dans la **grande culture** quel que soit le déscripteur considéré (même résultat pour l'ergostérol libre et le C18:2).

De la même façon, leur variabilité spatiale est plus faible en grande culture qu'en prairie (forte concentration en BF et forte variabilité en **prairie** vs faible concentration en **culture** et faible variabilité).

Cette différence peut s'expliquer par la présence d'un couvert végétal, une humidité et une rhizosphère plus importante en **prairie**.

**Relations entre les caractéristiques physicochimiques et la biomasse fongique**

<table><caption>**Tableau 3.** Coefficients de corrélation (linéaire) et p-value.</caption><thead><tr><th></th><th>C16</th><th>C18</th><th>18S rDNA</th><th>Free ergostérol</th><th>Total ergostérol</th></tr></thead><tbody><tr><td>Mesilite</td><td>0.314</td><td>0.099</td><td>0.589</td><td>0.425</td><td>0.365</td></tr><tr><td></td><td>0.034</td><td>0.344</td><td>0.001</td><td>0.001</td><td>0.007</td></tr><tr><td>pH</td><td>0.733</td><td>0.452</td><td>0.275</td><td>0.750</td><td>0.785</td></tr><tr><td>CEC</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td></tr><tr><td>CEC</td><td>0.051</td><td>0.166</td><td>-0.085</td><td>0.048</td><td>0.0716</td></tr><tr><td></td><td>0.124</td><td>0.429</td><td>0.658</td><td></td><td>0.504</td></tr><tr><td>N</td><td>0.830</td><td>0.475</td><td>0.781</td><td>0.899</td><td>0.800</td></tr><tr><td>C</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td></tr><tr><td>Cu</td><td>0.226</td><td>0.192</td><td>0.198</td><td>0.321*</td><td>0.354</td></tr><tr><td>P(O₂)</td><td>0.0353</td><td>0.0725</td><td>0.0642</td><td>0.0028</td><td>0.0010</td></tr><tr><td>Density</td><td>0.000</td><td>0.055</td><td>0.482</td><td>0.398</td><td>0.145</td></tr><tr><td></td><td>0.450</td><td>0.495</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.0721</td></tr><tr><td>Clay</td><td>0.347</td><td>-0.195</td><td>0.482</td><td>0.491</td><td>-0.444</td></tr><tr><td></td><td>0.019</td><td>0.149</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td></tr><tr><td></td><td>0.001</td><td>0.198</td><td>0.289</td><td>0.328</td><td>0.262</td></tr><tr><td></td><td>0.0133</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.000</td><td>0.0010</td></tr></tbody></table>

Il existe de fortes corrélations, point par point, entre les variables physicochimiques et la biomasse fongique. Il semble que la concentration en BF soit en liaison directe avec le C, N et le pH.

Néanmoins, l'évolution temporelle de la communauté fongique dans les microcosmes (Fig. 4) témoigne de l'absence de variations statistiquement significatives quels que soient la date d'analyse et la quantité de cuivre ajouté. Ces résultats, obtenus sur sol en place, semblent en contradiction avec les études déjà réalisées sur cette problématique. Cependant, ces approches, envisagées sur sol « remaniés », pourraient augmenter considérablement la réponse des microorganismes aux stress chimiques.

### CONCLUSIONS

L'analyse de variances (ANOVA) de l'ensemble des données nous permet de hiérarchiser les différents facteurs affectant la biomasse fongique :

- la pratique culturelle en est le déterminant principal,

- l'effet « date de prélèvement » (saison, travail du sol, climat...) est le second,

- l'azote total, le carbone organique et le pH sont des descripteurs majeurs dans le fonctionnement de la BF.

Enfin, nous ne sommes pas en mesure, dans le cadre de notre expérimentation, de mettre en évidence un effet significatif du cuivre sur les micro-organismes du sol, notamment pour la FB.

**Impact du cuivre sur la biomasse fongique**

<figure><img src="image_10.png" /><figcaption>Figure 4: Concentrations en biomasse fongique. (1) ADNr18S et (2) ergostérol total, au champ à T=0 jour et en microcosmes (sans, avec 2ppm ou 200ppm de cuivre) à T=7 et 60 jours pour les deux pratiques culturales.</figcaption></figure>

### REFERENCES

Baath et al. (2004) Can the extent of degradation of soil fungal mycelium during soil incubation be used to estimate ecomycorrhizal biomass in soil? Soil Biology & Biochemistry 36:2105-2109.

Gangneux et al. (2004) Real-time PCR to investigate telluric fungi. Eurofoil 2004, Freiburg, Germany, 4th-12th September 2004.

Gong et al. (2001) A rapid method to extract ergosterol from soil by physical disruption. Appl Soil Ecology 17: 285-289.

L Legras et al. (2004) A fast and sensitive method to determine the fungal biomass in the agricultural soils, Eurofoil 2004, Freiburg, Germany, 4th-12th September 2004.

ADEME * http://www.esitpa.org/biosol

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Remerciements: Les auteurs remercie nt le support financier de l'ADEME (Programme n° 0475C0071) et le LGTA d'Yvetot pour l'acces aux parcelles d'expérimentations.