# Inactivation de deux virus pathogènes pour les salmonidés (virus de la nécrose pancréatique infectieuse et de la septicémie hémorragique virale) par les rayons ultraviolets

Gérard Maisse, M. Dorson, C. Trochy

► To cite this version:

Gérard Maisse, M. Dorson, C. Trochy. Inactivation de deux virus pathogènes pour les salmonidés (virus de la nécrose pancréatique infectieuse et de la septicémie hémorragique virale) par les rayons ultraviolets. Aquaculture in heated effluents and recirculation systems, Vol. 1, Heenemann Verlags-gesellshaft, pp.467-473, 1981, 3-87903-055-3. hal-01605652

HAL Id: hal-01605652

https://hal.science/hal-01605652

Submitted on 8 Jun 2020

HAL is a multi-disciplinary open access
archive for the deposit and dissemination of sci-
entific research documents, whether they are pub-
lished or not. The documents may come from
teaching and research institutions in France or
abroad, or from public or private research centers.

L'archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est
destinée au dépôt et à la diffusion de documents
scientifiques de niveau recherche, publiés ou non,
émanant des établissements d'enseignement et de
recherche français ou étrangers, des laboratoires
publics ou privés.

<figure><img src="image_1.png" /></figure>
INACTIVATION DE DEUX VIRUS PATHOGENES POUR LES SALMONIDES (VIRUS DE LA NECROSE PANCREATIQUE INFECTIEUSE ET DE LA SEPTICEMIE HEMORRAGIQUE VIRALE) PAR LES RAYONS ULTRAVIOLETS

par G. MAISSE¹), M. DORSON²) and C. TORCHY²)

1) Laboratoire de Physiologie des Poissons
I.N.R.A. 35042, Rennes, Cedex
France

2) Laboratoire d'Ichthyopathologie
I.N.R.A. 78850 Thiveral, Grignon
France

## SOMMAIRE

Page

1 Introduction

468

2 Materiel et methode

469

3 Resultats et discussion

470

4 Conclusion

471

5 References

471

6 Figures 1 - 3

472
## RESUME

Le virus de la Nécrose Pancréatique Infectieuse (N.P.I.) et le virus de la Septicémie Hémorragique Virale (S.H.V.) ont été dilués dans de l'eau claire, puis inactivés par passage à différents débits dans un appareil U.V., fabriqué au Laboratoire.

Le titrage d'échantillons de l'effluent a permis le calcul d'une D.L. 90 DE 10 000 µWs cm⁻² pour le virus de la S.H.V. Le virus de la N.P.I. a montré une plus grande résistance, avec une D.L. 80 de 330 000 µWs⁻².

Dans les conditions de la Salmoniculture, la protection des écloseries à l'aide des U.V. contre les virus européens des Salmonidés ne peut être pratiquée que dans le cas du virus de la S.H.V. et non contre le virus de la N.P.I.

## SUMMARY

Ultraviolet inactivation of two pathogenic salmonid viruses (I.P.N. Virus and V.H.S. Virus).

Infectious pancreatic necrosis virus (I.P.N.V.) and viral haemorrhagic septicaemia virus (V.H.S.V.) were diluted in clear tap water and then inactivated by passage through a laboratory constructed U.V. system at various flow rates.

Titration of outflowing samples allowed calculation of a LD₉₀ of 10,000 µW.s.cm⁻² for V.H.S.V. I.P.N.V. proved much more resistant, with a LD₈₀ of 330,000 µW.s.cm⁻².

For trout farming, U.V. protection of hatcheries against European salmonid viruses would be practical only against V.H.S.V., and not I.P.N.V.

## 1. INTRODUCTION

L'importance des maladies virales de la Truite arc-en-ciel (Salmo gairdneri) et l'absence de traitement disponible, nous ont amenés à tester l'efficacité des rayons ultra-violets (U.V.) pour la désinfection d'une eau contaminée soit par le virus de la Septicémie Hémorragique Virale (S.H.V.) (Zwillenberg et al., 1965), soit par le Virus de la Nécrose Pancréatique Infectieuse (N.P.I.) (Wolf et al., 1960).

Si les rayonnements U.V. sont couramment utilisés dans le traitement des eaux potables, pour la lutte contre les bactéries et les virus, leur utilisation en Ichthyopathologie est surtout limitée à l'aquariophilie.

L'effet germicide maximum est produit par des longcurs d'onde comprises entre 2 500 et 2 600 Å dont l'absorption est affectée principalement par la turbidité, les composés organiques et la teneur en sels ferreux. (Huff et al., 1965).

Divers dispositifs sont disponibles dans le commerce, mais les travaux rapportés ici ont été réalisés à l'aide d'un système fabriqué, à l'exception de la lampe, au Laboratoire, permettant de masquer une partie de la lampe.
## 2. MATERIEL ET METHODE

### 2.1 Dispositif expérimental:

Le dispositif utilisé (fig. 1) fait appel à une unité de recyclage (pompe et bac 1) de laquelle l'eau peut être dérivée sous un débit connu vers un bac de décharge 2 en passant sous pression par le tube générateur de rayons U.V.

Nous avons utilisé une lampe "Mazda Germicide TG 30" placée dans un tube en PVC de diamètre intérieur 9,8 cm dans lequel la circulation de l'eau était ascendante. La longueur de stérilisation était réduite à 60 cms.

Durant les différentes expérimentations la température de l'eau était comprise entre 10°C et 12°C et le pH égal à 7,3, la teneur en fer ferreux était inférieure à 0,01 mg/1.

L'intensité germicide U.V. est donnée par la formule:

$$I = \frac{P}{S} \times t \quad (\text{d'après Luckiesh et Holliday, 1944})$$

où P est la puissance totale émise à 2537 Å (ici 9000 µW)

S est la surface de la lampe (ici 698,6 cm²)

t le temps de passage d'une particule devant la lampe (en sec.)

La valeur de I, donnée en microwatt seconde par centimètre carré (µWs/cm²) pouvait être fixée en modifiant le débit de l'effluent (de 600 l/h à 3200 l/h) ou (et) en masquant une partie de la lampe à l'aide d'un tube opaque.

Environ $3 \times 10^9$ unités formant plage (ufp) du virus étaient dispersées dans 3000 l d'eau contenus dans le bac 1, la vanne étant fermée et V1 ouverte, la pompe fournissant alors un débit de recyclage de 3200 l/h.

Au bout de 10 mn et 20 mn deux prises d'essai en V1 permettaient de contrôler la bonne dispersion des particules virales.

Le débit désiré entre le bac 1 et le bac 2 était obtenu par réglage des vannes VI et V2. La prise d'échantillon à titrer était pratiquée en V3 après purge de 1 litre environ. Une prise de contrôle final était effectuée de la même façon en V3 après extinction de la lampe.

Entre deux expérimentations, l'installation était désinfectée aux iodophores (Gerard, 1974) qui étaient ensuite neutralisés puis éliminés par rinçage abondant.

### 2.2 Les virus et leur dénombrement dans les échantillons:

Le virus de la S.H.V. (virus d'Egtved) utilisé est la souche pathogène 07/71 (Grignon).

Le virus de la N.P.I. est la souche pathogène 31/75 (Grignon).

Après dilution du prélèvement au 1/10 en milieu de Eagle, les deux virus sont titrés par la méthode des plages sous agarose classiquement utilisée (Dekinkelin et Scherrer, 1970). Des monocouches de cellules de Truite RTG₂ en boîte de pétri de 35 mm regoivent 0,1 ml de la suspension virale et sont recouvertes 1 h plus tard de milieu nutritif gélosé à 0,5%. Après incubation (3 jours à 14°C) et coloration des cellules au Rouge Neutre, les plages de lyse (correspondant chacune à une unité virale dans la suspension de départ) sont dénombrées. Le pourcentage d'inactivation est donné par:
$$P = \left(1 - \frac{N}{N_0}\right) \times 100$$

où $N_0$ = nombre initial de virions et $N$ = Nombre de virios après passage dans le stérilisateur.

### 3. RESULTATS ET DISCUSSION

Les résultats de l'inactivation des deux virus ont été reportés sur des courbes du type: (figure 2)

$$P = \left(1 - e^{-kT}\right) \times 100$$

où $P$ = pourcentage d'inactivation

$I$ = intensité germicide

$K$ = constante

Ceci conformément aux résultats de Luckiesh et Holliday (1944) qui donnent la relation entre le taux de survie de la bactérie Escherichia coli et l'intensité germicide:

$$\frac{N}{N_0} = e^{-Et/Q}$$

$N$ = Nombre de survivantes

$N_0$ = Nombre initial

$E$ = Intensité du rayonnement

$t$ = Temps d'exposition de la particule

$Q$ = Dose mortelle

Les pourcentages d'inactivation de 100% rapportés dans cette étude sont dus à la méthode de caclul à partir d'un échantillon. D'après les formules mathématique les 100% représentent l' asymptote vers laquelle tendent les courbes.

Une très nette différence de sensibilité aux U.V. apparaît entre les virus de la SHV et de la NPI.

Nous constatons une DL 90 de 10 000 µWS/cm² pour le virus de la S.H.V. et une DL 80 de 330 000 µWS/cm² pour le virus de la N.P.I. Dans ce dernier cas nos installations ne nous ont pas permis de déterminer une DL 90.

La figure no. 3 replace les virus de la S.H.V. et de la N.P.I. par rapport à d'autres organismes pathogènes des Salmonides, du point de vue de leur inactivation par les rayons U.V. en eau claire.

Si la N.P.I. apparaît comme l'agent ichthyopathogène testé le plus résistant, il est intégrant de constater que le virus de la S.H.V. se situe parmi ceux qui sont les plus sensibles avec Aeromonas salmonicida, Aeromonas hydrophila, Pseudomonas fluorescens, Vibrio anguillarum et les zoospores de Saprolegnia sp pour qui les doses léthales sont toutes inférieures à 50 000 µWS/cm².

Ces résultats concernent des eaux de turbidité voisinc de zéro. Leur application en pisciculture doit être réservée à des eaux très claires, ou préalablement filtrées. C'est ainsi que Bullock et Stuckey (1977) ont montré qu'on pouvait empêcher la transmission expérimentale de la furonculose en filtrant puis en irradiant par les U.V. l'eau ayant hébergé des Truites fario malades avant de servir à infecter de jeunes Saumons atlantiques.
## 4. CONCLUSIONS

La désinfection des eaux de pisciculture par les U.V. ne peut raisonnablement être envisagée que pour les agents pathogènes sensibles à des intensités germicides inférieures à 50 000 µW/cm², pour d'évidentes raisons de coût.

L'utilisation des rayonnements U.V. peut être un moyen de couper la transmission de la S.H.V., le virus de la N.P.I. étant trop résistant.

La grande résistance du virus de la N.P.I. aux rayons U.V. avait déjà été remarquée (Mackelvic et Desautels 1975, Dorson, résultats non publiés) dans des conditions différentes (inactivation d'une suspension virale en couche mince dans une boite de pétri placée sous une lampe germicide).

Le dimensionnement des stérilisateurs devra tenir compte du vieillissement des lampes. Le flux énergétique de la lampe Mazda TG 30 tombe à 80% au bout de 2000 heures et 75% au bout de 5000 heures (données du constructeur).

L'utilisation des U.V. devra être réservée à des eaux très claires ou filtrées et toujours compte tenu des coûts, on se limitera aux postes nécessitant peu d'eau: incubation, premier alevinage et recyclage.

Dans ce dernier cas elle peut se révéler utile à la fois sur l'alimentation en eau neuve (introduction d'agents pathogènes) et sur le débit recyclé pour limiter le nombre de germes dans le circuit,

La désinfection des eaux de pisciculture par les rayons U.V. peut, dans les conditions précédemment décrites, être retenue comme moyen de lutte contre notamment la furonculose, la S.H.V., et les mycoses.

## 5. REFERENCES

Bullock, G.L.; Stuckey, H.M.: Ultra-violet treatment of water for destruction of five gram-negative bacteria pathogenic to fishes. J.Fish. Res. Board Can. 34:8-12. 1977

De Kinkelin, P.; Scherrer, R.: Le Virus d'Egtved. I. Développement, stabilité et structure de la souche danoise. Ann. Rech. Veter I. 1970

Gerard, J.P.: Note technique no 03 sur l'emploi des iodophores en pisciculture. Bull. Franc. Pisc. (254). 1974

Hoffman, G.I.: Disinfection of contaminated water by ultra violet irradiation, with emphasis on whirling disease (Myxosoma cerebralis) and its effect on fish. Trans. Amer. Fish. Soc. (3). 1974

Huff, C.B.; Smith, H.F.; Boring, W.D.; Clarke, N.A.: Study of ultra violet desinfection of water and factors in treatment efficiency. Publis Health Rep. 80:(8). 1965

Luckiesh, M.; Holliday, L.L.: Disinfecting water by means of germicidal lamps. General Electric Rev. 47. 1944

Mac Kelvie, R.M.; Desautels, D.: Fish viruses: Survival and inactivation of infectious pancreatic necrosis virus. J.Fish. Resh. Board Can. 32 (8). 1975

Normandeau, D.A.: Progress Report, Project F14 R3, State of New Hampshire (mimeo). 1968

Sanders, J.E.; Fryer, J.L.; Leith, D.A.; Moore, K.D.: Control of the infectious protozoan *Ceratomyxa shasta* by treatment of hatchery water supplies. Progve.Fish Cult.34. 1972
Vlasenko, M.I.: Ultraviolet rays as a method for the control of diseases of fish eggs
1969 and young fishes. Problems of Ichthyol. 9.

Wolf, K.; Snieszko, S.F.; Dunbar, C.E.; Pyle, E.A.: Virus nature of infectious pancreatic
necrosis in trout. Proceedings of the Society for Experimental Biology and
Medicine 104.

Zwillenberg, L.D.; Jensen, M.H.; Zwillenberg, H.L.: Electron microscopy of the virus of
1965 viral haemorrhagic septicemia of rainbow trout. Archiv für die gesamte Virus-
forschung 17.

## 6. FIGURES

<figure><img src="image_2.png" /><figcaption>**Figure 1:** Schéma de l'installation utilisée pour les essais d'inactivation de Virus de la S.H.V. et de la N.P.I. par les U.V.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_3.png" /><figcaption>**Figure 2:** Inactivation des virus de la S.H.V. (○-○) et de la N.P.I. (Δ-Δ) par les rayons U.V. Les résultats sont exprimés en pourcentage d'inactivation par rapport aux prélèvements témoins.</figcaption></figure>
<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>**Figure 3:** Comparaison des intensités germicides U.V. nécessaires à la destruction de différents agents ichtyopathogenes.</figcaption></figure>