# Polyomavirus et infertilité masculine idiopathique

Olivier Carpentras

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Olivier Carpentras. Polyomavirus et infertilité masculine idiopathique. Médecine humaine et pathologie. 2025. dumas-05404466

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UNIVERSITE DE PICARDIE JULES VERNE ANNEE 2025 – Thèse n°2025 – 57

# POLYOMAVIRUS ET INFERTILITE MASCULINE IDIOPATHIQUE

Thèse pour l'obtention du Diplôme d'État de Docteur en Médecine

Spécialité : Biologie médicale

Présentée et soutenue publiquement

Le 26 juin 2025

Par

Olivier CARPENTRAS

Président du Jury : Madame le Professeur Rosalie CABRY-GOUBET

Membres du Jury : Madame le Professeur Anne TOTET
Monsieur le Professeur Étienne BROCHOT
Madame la Docteur Céline DAMIANI

Directeur de Thèse : Monsieur le Docteur Baptiste DEMEY
# REMERCIEMENTS

## Aux membres de mon jury,

Madame le Professeur Rosalie CABRY-GOUBET, merci d'avoir acceptée de présider mon jury. Je suis extrêmement reconnaissant pour l'attention que vous portez à mon travail.

Madame le Professeur Anne TOTET, vous me faites l'honneur de participer à mon jury, je vous remercie pour avoir acceptée d'évaluer ce travail et pour votre présence.

Monsieur le Professeur Étienne BROCHOT, je vous remercie également d'être présent et de m'avoir accompagné pendant mon semestre de virologie avec vos conseil éclairés.

Madame la Docteur Céline DAMIANI, un immense merci d'avoir accepté de faire partie de mon jury, j'espère en apprendre plus auprès de vous et vos connaissances.

Enfin, je remercie chaleureusement mon directeur de Thèse, le Docteur Baptiste DEMEY d'avoir accepté de superviser mes travaux. Ta bienveillance, ta gentillesse et ta patience m'ont beaucoup aidé à progresser au fil de mes manipulations et de mes recherches. J'espère avoir appris beaucoup auprès de ton enseignement.

## A ma famille et mes amis,

Merci à mes parents de m'avoir soutenu depuis le début de mes études, et à mes frères pour leur présence tout au long de ma vie. Guillaume, depuis le lycée, on partage des aventures et des parties de jeux vidéo parfois épiques... parfois salées, merci d'avoir été là. Hugues et Armand, merci d'avoir été présent pendant ces longues et difficiles années d'études, mais aussi des années formidables grâce à vous.

Merci aux techniciens et aux biologistes du CBH pour leur aide et leur gentillesse. Véronique, merci de m'avoir aidé à appréhender la PCR avec ta gentillesse et ton calme. Merci également aux techniciens du CURS pour m'avoir aidé dans mes manipulations.

Je remercie tous mes co-internes de biologie pour ces années enrichissantes. Florian, merci d'avoir partagé cet internat avec moi, en espérant que nos belles aventures continuent.
Table des matières

<table><tr><td>REMERCIEMENTS</td><td>2</td></tr><tr><td>INDES DES TABLEAUX et FIGURES</td><td>4</td></tr><tr><td>ABREVIATIONS</td><td>5</td></tr><tr><td>INTRODUCTION</td><td>6</td></tr><tr><td>Polyomavirus</td><td>6</td></tr><tr><td>Généralités et classification</td><td>6</td></tr><tr><td>Cycle viral et structure</td><td>8</td></tr><tr><td>Persistance du virome et tropisme cellulaire</td><td>9</td></tr><tr><td>Epidémiologie</td><td>10</td></tr><tr><td>Physiopathologie</td><td>11</td></tr><tr><td>Pathologies BKPyV</td><td>12</td></tr><tr><td>Pathologies JCPyV</td><td>13</td></tr><tr><td>Pathologies MCPyV</td><td>14</td></tr><tr><td>Infertilité</td><td>16</td></tr><tr><td>Définition</td><td>16</td></tr><tr><td>Prise en charge du couple infertile</td><td>17</td></tr><tr><td>Etiologies</td><td>19</td></tr><tr><td>Causes infectieuses</td><td>20</td></tr><tr><td>Focus sur le Papillomavirus humain</td><td>22</td></tr><tr><td>Causes infectieuses virales</td><td>23</td></tr><tr><td>Revue de la littérature à propos du lien de Polyomavirus et infertilité</td><td>26</td></tr><tr><td>Objectifs de l'étude</td><td>27</td></tr><tr><td>MATERIEL et MÉTHODES</td><td>27</td></tr><tr><td>Recueil de données et population étudiée</td><td>27</td></tr><tr><td>Rappel sur la PCR</td><td>28</td></tr><tr><td>Analyse par PCR en temps réel (qPCR)</td><td>31</td></tr><tr><td>Analyses statistiques</td><td>32</td></tr><tr><td>RÉSULTATS</td><td>33</td></tr><tr><td>DISCUSSION</td><td>45</td></tr><tr><td>CONCLUSION</td><td>50</td></tr><tr><td>BIBLIOGRAPHIE</td><td>51</td></tr><tr><td>ANNEXE</td><td>59</td></tr></table>
# INDEX DES TABLEAUX ET FIGURES

## Index des tableaux

**Tableau 1.** Synthèse des anomalies du spermogramme/spermocytogramme selon les normes OMS 2021.

**Tableau 2.** Synthèse des étiologies infectieuses d'infertilité masculine (hors virus) avec les mécanismes associés.

**Tableau 3.** Synthèse des étiologies infectieuses d'origines virales avec les mécanismes associés et leurs impacts sur la fertilité masculine.

**Tableau 4.** Récapitulatif des groupes d'études selon les résultats de la PCR.

**Tableau 5.** Caractéristiques démographiques de notre cohorte selon la présence ou non d'un polyomavirus.

**Tableau 6.** Analyse de contingence du nombre d'anomalies du spermogramme selon le polyomavirus impliqué.

**Tableau 7.** Analyse descriptive des paramètres du spermogramme et spermocytogramme selon le polyomavirus impliqué.

## Index des figures

**Figure 1.** Exemple de carte génomique pour le BKPyV.

**Figure 2.** Représentation du cycle viral pour le BKPyV et le JCPyV.

**Figure 3.** Flowchart d'inclusion de notre étude.

**Figure 4.** Exemple de courbes d'amplification pour le BKPyV.

**Figure 5.** Exemple d'une droite d'amplification pour le BKPyV.

**Figure 6.** Diagramme de Venn représentant la prévalence des différents polyomavirus recherchés.

**Figure 7.** Analyse quantitative des paramètres du spermogramme et spermocytogramme, représentation en valeurs individuelles (médiane et écart interquartile)

**Figure 8.** Analyse statistique des charges virales en log de copies/ml de sperme et Ct des échantillons positifs (médiane et écart interquartile)

**Figure 9.** Analyse comparative des échantillons d'urines et de sperme.
## ABREVIATIONS

BКPyV : BK polyomavirus

BKVN : BK Virus Associated Nephropathy ou Néphropathie à BK virus

CCM : Carcinome à Cellule de Merkel

CH : Cystite Hémorragique

CMV : Cytomegalovirus

CNIL : Commission Nationale de l'Informatique et des Libertés

DRCI : Direction de la Recherche Clinique et de l'Innovation

HPV : Papillomavirus Humain

HPyV : Human Polyomavirus

IST : Infection Sexuellement Transmissible

JCPyV : JC polyomavirus

LEMP : Leucoéncéphalopathie Multifocale Progressive

MCPyV : Polyomavirus à cellules de Merkel

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

PCR : Polymerase Chain Reaction

SNC : Système Nerveux Central

SV40 : Virius Simien 40

VIH : Virus de l'Immunodéficience Humaine
# INTRODUCTION

## Polyomavirus

Les Polyomavirus constituent un groupe de virus découvert récemment, au cours de la seconde moitié du XXème siècle, les plus connus étant le BK Polyomavirus (BКPyV) et le JC Polyomavirus (JCPyV). Ils font partis de la famille des *Polyomaviridae* et peuvent atteindre plusieurs espèces (humains, singes, souris, oiseaux, ...) avec des pathologies souvent bégnines chez l'homme mais pouvant provoquer des maladies plus graves en cas d'immunodépression.

## Généralités et classification

L'origine du mot Polyomavirus vient du grec : « poly » signifiant plusieurs et « oma » voulant dire tumeurs [1]. Cela fait sens car le premier Polyomavirus identifié était chez une souris atteinte de leucémie dans les années 1950, de nombreuses tumeurs solides ont été décrites. Le second représentant des Polyomavirus est le Simian Virus 40 (SV40) isolé en 1960 à partir de cellules de reins de singe qui deviendra ensuite le modèle pour l'étude *in vitro* des *Polyomaviridae*, notamment pour modèle de l'oncogenèse virale.

Les *Polyomaviridae* contenaient initialement un seul genre, les Polyomavirus, mais en 2011 une révision taxonomique [2] sépara les Polyomavirus des mammifères (*Orthopolyomavirus* et *Wukipolyomavirus*) des Polyomavirus aviaires (*Avipolyomavirus*). Puis, en 2020, l'ICTV (International Committee on Taxonomy of Viruses), révisa une nouvelle fois la taxonomie des *Polyomaviridae* en les classant en six genres : [3]

Les *Alphapolyomavirus* avec plus de 30 espèces connues chez l'homme et certains mammifères, notamment le Polyomavirus à cellules de Merkel pouvant provoquer des cancers chez son hôte.

Les *Betapolyomavirus* avec plus de 20 espèces pouvant infecter les mammifères. Les BKPyV et JCPyV, bien étudiés et très impliqués en pathologie humaine, en font partie. Il existe quatre génotypes et plusieurs sous-types pour le BKPyV (les génotypes I et IV étant les plus fréquents dans le monde) et sept génotypes pour le JCPyV. La répartition des génotypes de BKPyV diffère selon la région du globe, à ce jour il n'y a pas de corrélation qui a
formellement été démontrée entre le génotype et le développement de pathologies associées au BKPyV [4].

Les *Gammapolyomavirus* infectent les oiseaux mais ne provoquent pas de cancer. Enfin, les *Deltapolyomavirus*, avec principalement les Polyomavirus humains 6, 7, 10 et 11 pouvant être retrouvés au niveau de la peau et du tractus intestinal, deux autres genres ont également été rajoutés récemment (*Epsilonpolyomavirus* et *Zetapolyomavirus*).

Plus généralement, un virion présente une taille de 45 nm, une capside icosaédrique et n'a pas d'enveloppe. Le génome viral est composé d'une molécule d'ADN circulaire double brin d'environ 5 kb codant pour environ 90% de protéines et 10 % d'ADN, il contient trois régions principales : une région précoce codant pour les antigènes tumoraux qui jouent un rôle dans l'infection et l'oncogenèse, une région non codante pour les facteurs de transcription et une région tardive codant pour les protéines de structure de la capside. Les deux régions codantes (précoce et tardive) sont séparées par la 3ème région non codante (NCCR).

<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>**Figure 1.** Exemple de carte génomique pour le BKPyV [5].</figcaption></figure>
Les Polyomavirus sont ubiquitaires, souvent spécifique à l'espèce qu'ils infectent. Les chefs de fil sont le BKPyV et le JCPyV, ce sont les premiers Polyomavirus humains décrits. En 1971, le BKPyV est isolé à partir de l'urine d'un patient transplanté rénal avec une sténose de l'uretère et la même année, le JCPyV est identifié chez un patient avec un antécédent de lymphome de Hodgkin et de leucoencéphalopathie multifocale progressive (LEMP). La dénomination des deux virus dérive des initiales des patients chez lesquels ils ont été identifiés. Pendant plus de 30 ans, ces deux virus sont restés les seuls représentants des Polyomavirus chez l'homme. Néanmoins, à ce jour, grâce au progrès de la biologie moléculaire, 13 Polyomavirus strictement humains [3] ont été découverts : on peut citer le Polyomavirus à cellules de Merkel (MCPyV) retrouvé dans la peau et certaines tumeurs (Carcinome à Cellule de Merkel) ou les Polyomavirus KI et WU (KIPyV et WUPyV) retrouvés dans les sécrétions respiratoires dont la pathogénicité est encore étudiée. L'étude *in vitro* des Polyomavirus est réservé aux laboratoires spécialisés, l'isolement viral est possible pour certains d'entre eux (BKPyV, JCPyV et MCPyV), notamment à partir de cellules embryonnaires de rein humain [6].

## Cycle viral et structure

La capside virale est constituée de 3 protéines principales : VP1, VP2 et VP3. La protéine virale VP1 étant le constituant principal de la capside et les protéines VP2 et VP3 semblent jouer un rôle dans la cohésion et le maintien de la structure parfois associées à l'agnoprotéine [7]. Cette dernière est seulement présente chez le BKPyV, le JCPyV et le SV40 et semble être impliquée dans la transcription, la réplication, l'assemblage, la maturation et la libération des virions.

Le cycle viral se déroule en deux phases, il y a dans un premier temps la transcription et la traduction des protéines précoces (antigènes T), LTAg joue le rôle d'hélicase, qui est nécessaire à la réplication du génome viral, la transformation cellulaire et la tumorigenèse. Dans un second temps, nous avons la transcription et traduction des protéines tardives (VP1, VP2 et VP3 sauf pour le MCPyV dont le génome ne code pas VP3). L'assemblage de la particule virale a lieu dans le noyau puis le virus est libéré après lyse cellulaire.
<figure><img src="image_5.png" /><figcaption>**Figure 2.** Représentation du cycle viral pour le BKPyV et le JCPyV [8].</figcaption></figure>

Le virion rentre dans la cellule grâce à un tropisme spécifique : il y a une interaction avec la protéine VP1 exposée à la surface du virus et les récepteurs glycanes sialylés de la cellule hôte. Le BKPyV se lie à la cellule via l'acide sialique α(2,3) des gangliosides [9]. Tandis que le JCPyV utilise le récepteur terminal de l'acide sialique α(2,6) et le récepteur sérotoninergique 5HT-2A pour pénétrer dans la cellule [10]. Il y a ensuite une endocytose des particules virales à l'aide d'endosome puis un transport vers le réticulum endoplasmique pour faciliter l'entrée dans le noyau cellulaire avec la protéine VP1. Une fois dans le noyau, les gènes précoces sont exprimés, et les protéines précoces sont transloquées dans le noyau pour initier la réplication de l'ADN viral. Les gènes tardifs sont ensuite exprimés et les protéines tardives transloquées dans le noyau. Après la translocation, les protéines VP1, VP2 et VP3 s'assemblent pour former la capside virale à l'intérieure de laquelle il y a l'ADN viral nouvellement synthétisé. Les virions sont ensuite libérés, soit par lyse cellulaire, ce qui libère des virions nus, soit par une voie non lytique, à l'aide de vésicules extracellulaires [8] (qui pourront ensuite faciliter l'entrée des virions dans les cellules naïves).

## Persistance du virome et tropisme cellulaire

Une fois que l'hôte est infecté, il y a persistance du génome des Polyomavirus dans l'organisme sous forme latente. Les différents mécanismes qui gouvernent cette persistance
du virome sont encore peu connus. Un nouveau modèle *in vitro* utilisant des cellules humaines a été mis en place afin d'étudier la persistance du BKPyV [11], les résultats de cette étude ont montré que le génome viral restait stable pendant plusieurs mois avant une amplification génomique associée à une recombinaison extensive du génome viral. Ces événements de recombinaison ont conduit à une réactivation du virus, suggérant que la recombinaison génétique joue un rôle clé dans la persistance et la réactivation du BKPyV. Une autre étude a identifié un mécanisme de latence médiée par les protéines du MCPyV [12] : l'antigène T est normalement dégradé par des ligases E3 de type SCF (Skp-F-box-cullin), telles que Fbw7 et βTrCP. Cette dégradation régule négativement la réplication virale, permettant au virus de persister sans produire de particules infectieuses. En cas d'atteinte de ces ligases ou de mutation au niveau des sites de phosphorylation de l'antigène T, il y a une dysrégulation et donc une réactivation virale. De plus, le BKPyV, le JCPyV, le MCPyV et plus généralement les HPyV produisent des micro-ARNs qui régulent l'expression des gènes viraux et des facteurs cellulaires. Ces micro-ARNs ont été détectés dans les exosomes qui permettent le transport de particules virales, de protéines dans les fluides biologiques humains [13] suggérant que ce mécanisme jouerait un rôle dans la modulation de la réponse immunitaire, de l'infection de nouvelle cellule et donc de la persistance virale. Enfin, nous pouvons évoquer la mutation de la protéine de capside VP1 qui pourrait être associée à une évasion de la neutralisation, facilitant la persistance virale. En effet, il a été mis en évidence que les isolats viraux de JCPyV provenant de patients atteints de LEMP étaient souvent porteurs de mutations ponctuelles de la protéine de capside VP1 [14]. Pour rappel, VP1 assure la liaison du virion aux récepteurs glycanes sialylées pour l'entrée cellulaire et d'autre part les Polyomavirus n'ayant pas d'enveloppe, VP1 est également la cible des anticorps neutralisants de l'hôte. Les mutations de VP1 pourraient donc affecter le tropisme cellulaire et la reconnaissance par les anticorps spécifiques, ce qui pourrait modifier la capacité de la capside virale à se lier aux récepteurs sialylés et pourrait également permettre au virus d'échapper à la neutralisation, facilitant ainsi sa latence au sein de l'organisme.

## Epidémiologie

Les Polyomavirus sont ubiquitaires dans la population, la primo-infection a lieu pour la majorité des cas dans l'enfance [15], de manière asymptomatique ou avec de légers symptômes comme une infection respiratoire bégnine [16]. Il existe une acquisition précoce de la séroconversion dans l'enfance avec des séroprévalences à l'âge de 10 ans proche de celle des adultes pour le BKPyV. Chez la personne âgée, la séroprévalence diminue à environ
80% pour le BKPyV [17]. Globalement, la séroprévalence varie entre 40 et 90 % selon les Polyomavirus impliqués mais il faut noter que, contrairement à celle du BKPyV, la séroprévalence du JCPyV et du MCPyV augmente avec l’âge [18,19]. Les modes de transmission des différents HPyV restent encore en partie méconnus mais une transmission interhumaine semble possible, notamment par voie respiratoire qui semble la plus plausible (de nombreux HPyV ont été retrouvés dans les sécrétions respiratoires), par transfusion sanguine, transplantation d’organe [20] ou encore via le fluide séminal. Une transmission par voie cutanée est évoquée pour le MCPyV et les HPyV6/7 et également une transmission oro-fécale (certains HPyV retrouvés dans l’environnement) [21].

## Physiopathologie

Chez la personne immunocompétente, la primo-infection est dans la grande majorité des cas asymptomatique ou bégnine. Après cette dernière, le virus se maintient à vie dans l’organisme avec des réactivations possibles, notamment en cas d’immunodépression. Les mécanismes impliqués et la nature des sites atteints sont controversés. Une transmission verticale pendant la grossesse semble également plausible et des cas de transmissions dans un contexte de transplantation rénale ont été décrites.

Le mode de transmission du **BKPyV** [22] reste incertain, les voies orale et respiratoire sont considérées comme les plus probables. Le virus se multiplierait ensuite au niveau des amygdales avant de se disséminer par voie hématogène via les monocytes infectés [23] pour atteindre les sites de persistance virale au niveau des cellules tubulaires rénales et du tractus urinaire. Le virus est excrété dans les urines des individus infectés de façon intermittente et asymptomatique [24] ; et est également retrouvé dans l’environnement [21], ce qui suggère une transmission possible via de l’eau contaminée. Une transmission verticale durant la grossesse semble également possible [25]. Enfin, des transmissions par transplantation d’organes ont été décrites, notamment en cas de transplantation rénale [26,27].

Le mode de transmission serait similaire pour le **JCPyV**, le virus pénétrerait dans l’organisme par l’oropharynx ou par voie intestinale avant de se disséminer grâce aux leucocytes. Le JCPyV utilise les récepteurs cellulaires oligosaccharidiques (α 2-6 acide sialique) et les récepteurs sérotoninergiques 5HT2a [28] présents au niveau du rein, cellules épithéliales, lymphocytes ou du système nerveux central. C’est pour cela qu’il peut être retrouvé dans différents organes : le rein, les leucocytes, les cellules du SNC
(oligodendrocytes, astrocytes) mais également au niveau de l'amygdale [29]. Environ 50% des adultes sont séropositifs vis-à-vis de ce virus dans la population générale [30].

Le **MCPyV** est fréquemment retrouvé sur la peau saine avec une prévalence d'environ 80% [31] dans la population générale, ce qui suggère une transmission par voie cutanée [32], il existe également une corrélation positive entre le titre d'anticorps anti-MCPyV et la détection d'ADN provenant de différents sites cutanée [33]. Une transmission semble également possible par voie respiratoire [34]. Le virus devient ensuite un composant permanent de la flore cutanée, les fibroblastes dermiques joueraient le rôle de cellule hôte pour le MCPyV et donc une fonction centrale pour l'oncogenèse [35].

Cependant, il faut garder à l'esprit que si du matériel ADN provenant de différents Polyomavirus est détectable dans plusieurs types de cellules, ce n'est pas forcément la preuve directe d'une infection active car ce sont des virus latents avec une primo-infection précoce dans la vie d'un individu.

## Pathologies BKPyV

Chez la personne immunocompétente, le BKPyV et plus généralement les Polyomavirus auront peu d'incidence sur le développement de pathologies graves mais en cas d'immunodépression les conséquences d'une infection peuvent être beaucoup plus sévères. En effet, le nombre de patients immunodéprimés est en augmentation en raison d'une meilleure prise en charge des patients greffés et du recours accru aux biothérapies, tendance qui ne fera que s'accentuer au fil des années, ce qui place les HPyV au premier plan en pathologie humaine.

Les pathologies majeures causées par le BKPyV sont la **néphropathie associée au BK (BKVN)** chez les transplantés rénaux et la **cystite hémorragique (CH)** observée chez les greffés de moelle osseuse. La découverte du BKPyV comme agent étiologique de la BKVN a été mis en évidence à la fin des années 1990 [36,37] en raison d'une mise en place de nouveaux protocoles immunosuppresseurs plus puissants qui ont permis une diminution du rejet de greffon mais parallèlement une augmentation des réactivations de pathogènes opportunistes comme le BKPyV.

En cas de **BKVN**, le virus se réplique fortement au niveau des cellules épithéliales tubulaire du rein transplanté ce qui va entraîner une lyse cellulaire et un afflux de cellules inflammatoires au niveau de l'interstitium pour *in fine* provoquer une atrophie des tubules et
une fibrose interstitielle [38] responsables de l'altération de la fonction rénale. La prévalence du BKVN varie entre 1 et 10% chez les transplantés rénaux durant les deux premières années post-transplantation [39-41] avec un diagnostic en moyenne 44 semaines post-transplantation. La BKVN peut survenir en cas d'autre transplantations d'organes solides mais reste plus rares [42]. En cas de réplication locale intense, le passage du virus dans le compartiment sanguin (phase de virémie) est probable, ce qui va être prédictif de survenue de BKVN.

La **cystite hémorragique** (CH) est une pathologie invalidante, présentant une morbidité élevée et est caractérisée par une dysurie, une hématurie, des douleurs sus-pubiennes et pouvant aller jusqu'à une sténose urétérale [43] et une insuffisance rénale aigue, elle est la conséquence directe de l'activation en chaîne de facteurs de l'inflammation et de destruction de l'urothélium. La CH due au BKPyV intervient dans un contexte de greffe de cellules souches hématopoïétiques chez les patients suivis pour une pathologie hématologique. Elle débute en moyenne dans les deux à huit semaines suivant la greffe [44] et survient entre 10 et 25% des patients, ce qui en fait la complication la plus fréquente de l'infection BKPyV.

Le BKPyV peut provoquer des pneumopathies interstitielles et des encéphalites, pouvant s'associer à une néphropathie ou une rétinite chez les patients infectés par le VIH au stade SIDA [45].

A ce jour, il n'existe pas de traitement antiviral spécifique pour prendre en charge les pathologies induites par le BKPyV chez les patients immunodéprimés [46]. Chez le patient transplanté rénal, la principale thérapeutique mise en place sera la modification du traitement immunosuppresseur [47], notamment une diminution des posologies ou un changement de classe pharmacologique ce qui permettra de restaurer une réponse immunitaire afin de limiter l'infection.

## Pathologies JCPyV

L'infection par le JCPyV chez l'individu immunodéprimé peut entraîner le développement d'une maladie appelée **leuco-encéphalopathie multifocale progressive** ou **LEMP**. C'est une maladie neurodégénérative grave entraînant rapidement le décès. Elle est caractérisée par démyélinisation et une lyse des oligodendrocytes par le JCPyV [48]. La maladie va se manifester par une maladresse, une hémiparésie, des troubles du langage (aphasie, dysarthrie), une atteinte visuelle (hémianopsie), l'atteinte multifocale entraine également des difficultés intellectuelles. La plupart des patients qui vont développer une
LEMP auront une immunité à médiation cellulaire altérée, notamment les patients infectés par le VIH qui représentent les individus les plus à risque de développer la maladie [49], mais également les patients suivis pour des maladies du sang ou en cas de transplantation d'organes. De plus, les traitements à base d'anticorps monoclonaux comme le Natalizumab ou le Rituximab sont associés à un risque accru de LEMP [50], une sérologie pré-thérapeutique est souvent nécessaire car le statut sérologique va conditionner la prise en charge de ces patients, la présence d'anticorps anti-JC est un facteur de risque de survenue de LEMP [51]. Plus rarement, le JCPyV est responsable de neuropathie à cellules granuleuse, de méningite, d'encéphalite ou de néphropathie.

La détection de l'ADN du JCPyV dans le LCR par PCR associée à des signes cliniques et radiologiques évocateurs permettent de poser le diagnostic de LEMP [52], en cas de doute diagnostic il est possible de faire une analyse histologique sur une biopsie cérébrale. A ce jour, il n'existe pas de traitement complétement curatif. Bien que des molécules comme le cidofovir, la cytarabine ou la méfloquine aient été étudiées, il n'a pas été mis en évidence un bénéfice clinique dans le traitement de la LEMP [53-55]. Chez les patients positifs au VIH, une initiation rapide du traitement antirétroviral est recommandée pour réduire le risque de LEMP. En cas de survenue de LEMP sous Natalizumab, l'arrêt du traitement et le recours à l'échange plasmatique sont conseillés [56].

## Pathologies MCPyV

Le carcinome à cellules de Merkel (CCM) est un cancer rare de la peau mais très agressif prenant son origine au niveau des couches profondes de l'épiderme avec une différenciation neuroendocrine. Deux types de CCM peuvent être différenciés selon le mécanisme cancérigène impliqué: le CCM viro-induit causé par l'intégration du MCPyV dans le génome de l'hôte et l'expression de son potentiel oncogène ou le CCM MCPyV-négatif provoqué par une exposition chronique aux ultraviolets menant à des mutations importantes du génome cellulaire [57]. L'ADN du MCPyV est détecté dans jusqu'à 80% des cas de carcinomes à cellules de Merkel [58,59], le potentiel oncogène du virus proviendrait d'une protéine tronquée codée par l'antigène T. Alors que chez le CCM non viro-induit, un taux important de mutations est corrélé à l'exposition des ultraviolets, ces mutations vont toucher des protéines anti-oncogène comme le gène du rétinoblastome RB1 ou la protéine de tumeur p53. Le diagnostic de certitude passe par une analyse histologique et immuno-histologique de la tumeur.
Actuellement, il y a une augmentation du nombre de CCM dans le monde par rapport
au dernier millénaire avec une incidence variant de 0,1 à 2,5 cas pour 100 000 habitants par
an. C'est en Australie où l'incidence est la plus importante et en Norvège où elle est la plus
basse, plus généralement les personnes les plus risque à de développer un CCM vivent près de
l'équateur [60]. Le CCM va donc préférentiellement se développer sur les zones photo-
exposées du corps : la tête et le cou, les membres supérieurs et les épaules, les membres
inférieurs et les hanches, le tronc dans l'ordre décroissant de fréquence. D'autres facteurs de
risques ont été mis en évidence : une peau claire, sexe masculin [61], les personnes âgées à
partir de 75 ans, avoir un autre cancer primitif (notamment d'autres cancer cutanés) [62].
Mais l'un des facteurs de risque le plus important est l'**immunosuppression**, chez les patients
CCM+ un diagnostic de pathologie hématologique maligne est plus fréquent. Un risque 30
fois supérieur chez les patients suivis pour une leucémie lymphoïde chronique et 24 fois
supérieur chez les patients transplantés d'organe de développer un CCM ont été mis en
évidence [63]. Les patients positifs au VIH ont également un risque accru de développer un
CCM avec un diagnostic à un âge plus précoce et des localisations atypiques [64], de plus les
patients immunodéprimés auront un pronostic plus péjoratif.

Le carcinome à cellules de Merkel va souvent donner des métastases et des rechutes fréquentes [65], c'est pour cela que les patients seront suivis régulièrement par un dermatologue après le traitement avec réalisation d'examens complémentaires.
## Infertilité

L'infertilité est aujourd'hui un problème de santé publique qui risque encore de s'aggraver au cours du siècle, en constituant sans doute un des prochains enjeux majeurs à résoudre. L'OMS estime que 1 personne sur 6 dans le monde (17,5%) est concernée, la prévalence de l'infertilité variant d'une région à l'autre indépendamment du taux de revenu du pays [66], ce qui en fait un problème global générant beaucoup de détresse sociale et de difficultés chez les personnes concernées.

L'accès au traitement, comme la fécondation in vitro, varie considérablement en fonction des ressources du pays, étant donné qu'une grande partie de ces traitements sont financés directement par le patient, cela produit, avec l'importance des coûts, une inégalité à l'accès aux soins.

En France, nous estimons que l'infertilité affecte 3,3 millions de personnes, soit un quart des couples qui éprouvent des difficultés à concevoir. De plus, en petite section de maternelle, il y aurait 1 enfant conçu par assistance médicale à la procréation dans chaque classe en moyenne [67].

De nombreuses étiologies ont été identifiées, masculines, féminines ou mixtes, qu'elles soient d'origines hormonales, mécaniques, génétiques ou encore infectieuses. C'est sur ses dernières que nous allons plus nous pencher. Plusieurs agents infectieux ont déjà été étudiés, et leurs implications dans l'infertilité démontrés.

## Définition

L'infertilité est une affection du système reproducteur masculin ou féminin définie par l'impossibilité d'aboutir à une grossesse après 12 mois ou plus de rapports sexuels non protégés réguliers.

L'infertilité peut être primaire ou secondaire. Le terme d'infertilité primaire est utilisé quand le couple éprouve des difficultés pour concevoir leur premier enfant et d'infertilité secondaire quand au moins une grossesse antérieure a abouti à la naissance d'un enfant vivant ou viable. L'infertilité primo-secondaire est définie par une grossesse qui a démarré mais sans naissance d'un enfant, notamment en cas de fausse couches.
## Prise en charge du couple infertile

La majorité des grossesses surviennent dans les six premiers mois de désir de procréer. Les couples vont être orientés vers une consultation spécialisée après un an de rapports sexuels non protégés et non réguliers, ce délai est à moduler selon l'âge de la femme et les antécédents du couple.

Le bilan de première intention comprend un interrogatoire, un examen clinique et des examens paracliniques.

Lors de l'interrogatoire, le médecin va aller chercher des données essentielles :

- L'âge de la femme, considéré comme le premier facteur pronostic de fertilité du couple [68]. Chez l'homme, il impacte directement la qualité du sperme en diminuant son volume et la mobilité des spermatozoïdes

- Prise de contraception

- Une exposition à des toxiques/médicaments et le mode de vie

- Le poids : le surpoids et l'obésité étant des facteurs de risque d'infertilité [69]

- Les antécédents médicaux et chirurgicaux chez les deux partenaires, notamment les antécédents gynéco-obstétricaux chez la femme (fausse couche spontanée, grossesse extra-utérine, ...) et les antécédents génitaux chez l'homme (infection génitale, traumatisme, ...).

L'examen clinique est primordial chez les deux partenaires pour orienter la prise en charge. Un examen gynécologique peut être réalisé chez la femme et chez le partenaire masculin l'examen sera plutôt orienté sur les organes génitaux externes.

Les examens paracliniques vont comprendre des examens d'imagerie (échographie pelvienne, hystérographie, ...), des examens biologiques (dosages hormonaux : FSH, LH, testostérone, prolactine, œstradiol) et des examens plus spécifiques comme le spermogramme et spermocytogramme chez l'homme.

Le spermogramme est un examen clé dans l'appréciation de l'infertilité masculine, il permet une analyse quantitative et qualitative des spermatozoïdes [70,71] à l'état frais. Le spermocytogramme désigne l'analyse cytologique réalisé dans un second temps sur des cellules fixées après coloration. Cet examen reflète les étapes de production, de
formation et de maturation des spermatozoïdes dans les 74 jours qui le précède. Le
recueil est réalisé après un délai d'abstinence de 2 à 5 jours.

Au niveau macroscopique sont évalués :

- Le volume

- L'aspect

- La viscosité

- Le pH

Au niveau microscopique, les paramètres spermatiques évalués sont :

- La concentration des spermatozoïdes

- La numération totale

- La mobilité

- La vitalité

- La présence ou non d'agglutinats

- La morphologie des spermatozoïdes

- La numération des cellules rondes et leucocytes : une concentration de leucocytes importante dans le sperme peut être le témoin d'une inflammation ou infection des voies génitales.

L'examen morphologique des spermatozoïdes s'effectue sur un frottis lu au microscope.

L'aspermie correspond à l'absence totale d'émission de sperme et l'azoospermie signifie l'absence de spermatozoïdes dans le sperme.

L'interprétation des résultats du spermogramme-spermocytogramme se fait selon les normes définies par l'OMS révisées en 2021 [72]:
<table><caption>**Tableau 1.** Synthèse des anomalies du spermogramme/spermocytogramme selon les normes OMS 2021.</caption><thead><tr><th>Anomalies</th><th>Définition</th><th>OMS 2021</th></tr></thead><tbody><tr><td>Hypospermie</td><td>Diminution du volume de l'éjaculat</td><td>&lt;1,4 mL</td></tr><tr><td rowspan="2">Oligospermie</td><td>Diminution du nombre de spermatozoïdes dans l'éjaculat</td><td>&lt;39M</td></tr><tr><td>Diminution du nombre de spermatozoïdes</td><td>&lt;16M/mL</td></tr><tr><td rowspan="3">Asthénospermie</td><td>Diminution du pourcentage de formes mobiles a + b</td><td>&lt;30%</td></tr><tr><td>Diminution du pourcentage de formes mobiles a + b + c</td><td>&lt;42%</td></tr><tr><td>Augmentation du pourcentage de formes immobiles d</td><td>&gt;20%</td></tr><tr><td>Nécrospermie</td><td>Diminution de pourcentage de formes vivantes</td><td>&lt;54%</td></tr><tr><td>Tératospermie</td><td>Diminution du pourcentage de formes normales selon Kruger</td><td>&lt;4%</td></tr></tbody></table>

Néanmoins, la variabilité intra-individuelle du spermogramme est très importante, c'est pour cela qu'il faut réaliser au moins deux examens à trois mois d'intervalle afin de pouvoir conclure [73].

Une spermoculture peut également être demandée devant des antécédents d'infection uro-génitales ou des anomalies au spermogramme comme une leucospermie.

## Etiologies

Les étiologies de l'infertilité sont d'origine :

- Féminine dans 40 à 45% des cas

- Masculine dans 30 à 40% des cas

- Mixtes ou idiopathiques pour 20% des cas.

L'enjeu est d'explorer ces facteurs qui pour certains demeurent inexplicués.

En premier lieu, l'âge constitue un facteur important d'infertilité avec une diminution de la fertilité à partir de l'âge de 30 ans en raison d'une diminution du nombre d'ovocytes constituant la « réserve ovarienne » [67] ou une augmentation du nombres d'anomalies chromosomiques. Ce qui cause un problème démographique car l'âge de la parentalité ne cesse de reculer en raison de l'allongement de la durée des études et de la progression de l'emploi féminin, ce phénomène étant surtout présent dans les pays développés.
Les facteurs environnementaux sont aussi considérés comme facteur majeur d'infertilité [74] : de nombreuses substances chimiques sont associées à des troubles de la fertilité et pourraient même provoquer des maladies chez les descendants de la personne exposée. De surcroît, ces contaminants sont de plus en plus omniprésents dans la vie quotidienne, ce qui en fait également un problème majeur de santé publique.

Chez la femme, l'infertilité peut être causée s'il y a une atteinte de son système reproducteur, différentes causes peuvent être citées comme : une atteinte tubaire (en cas d'IST notamment), une atteinte utérine comme l'endométriose, des pathologies ovariennes comme le syndrome des ovaires polykystiques ou encore des troubles endocriniens (si atteinte de l'hypothalamus et/ou hypophyse).

Les causes de l'infertilité masculines sont nombreuses et variées, et sont divisées en trois catégories selon le mécanisme impliqué [75] :

- Les causes « pré-testiculaires, par hypogonadisme hypogonadotrope d'origine acquise ou congénitale qui empêche ou interrompt l'activation testiculaire nécessaire à la production de spermatozoïdes.

- Les causes « testiculaires » avec une atteinte des testicules d'origines chromosomiques, génétiques ou lésionnelles altérant le bon déroulement de la spermatogénèse.

- Les causes « post-testiculaires » ou par obstacle définit par un blocage des voies excrétrices, empêchant donc l'évacuation des spermatozoïdes.

En plus de ces principaux mécanismes cités ci-dessus, il reste des infertilités masculines dites « idiopathiques » où l'étiologie est difficile à identifier mais qui relèvent possiblement d'un mécanisme cité.

## Causes infectieuses

La prévalence des infections urogénitales est estimée entre 6% et 10% chez l'homme infertile [76]. Le plus souvent ces infections sont asymptomatiques, leur diagnostic va reposer largement sur la biologie. F. Saint *et al*. ont proposé un classement en quatre grandes familles de pathogènes : les uropathogènes, les germes associés aux infections sexuellement transmissibles (IST), les virus et les parasites [77].
Nous pouvons évoquer certains agents infectieux, hors virus :

<table><caption>**Tableau 2.** Synthèse des étiologies infectieuses d'infertilité masculine (hors virus) avec les mécanismes associés [77].</caption><thead><tr><td>Pathogène</td><td>Type</td><td>Effets sur la fertilité</td></tr></thead><tbody><tr><td>Chlamydia trachomatis (CT)</td><td>Bactérie à multiplication intracellulaire responsable d'IST.</td><td><ul><li>Altération de la capacité fonctionnelle du spermatozoïde.</li><li>Conséquences de l'inflammation et du stress oxydatif.</li><li>Atteinte des stéréocils des voies séminales.</li></ul></td></tr><tr><td>Ureaplasma urealyticum (UU)</td><td>Bactérie faisant partie des mycoplasmes urogénitaux à l'état commensal, responsable d'urétrite chez l'homme.</td><td><ul><li>Altération membranaire.</li><li>Production d'anticorps anti-spermatozoïdes.</li><li>Production de réactifs oxydatifs.</li><li>Endommagement de l'ADN.</li></ul></td></tr><tr><td>Mycoplasma hominis (MH)</td><td>Bactérie faisant partie des mycoplasmes urogénitaux à l'état commensal.</td><td><ul><li>Similaire à UU.</li></ul></td></tr><tr><td>Neisseria gonorrhoeae (NG)</td><td>Bactérie Gram négative responsable de la gonorrhée (IST).</td><td><ul><li>Nécrose des tubes séminifères, hémorragies interstitielles et leucospermie à la phase aiguë de l'infection.</li></ul></td></tr><tr><td>Trichomonas vaginalis (TV)</td><td>Parasite protozoaire flagellé provoquant une IST symptomatique chez la femme.</td><td><ul><li>Protéine sécrétée par le parasite, toxique pour le spermatozoïde.</li></ul></td></tr></tbody></table>

Pour ces pathogènes, l'impact sur les paramètres spermatiques est souvent variable avec des résultats parfois contradictoires selon les études et les méthodes diagnostiques (PCR, culture, sérologie) [77].
Nous allons maintenant nous intéresser davantage à l'infertilité d'origine virale. Akhigbe *et al.* [78] a fait une revue des infections virales et les mécanismes impliqués dans l'atteinte de la fertilité masculine afin de trouver de nouvelles stratégies thérapeutiques.

L'hypothèse évoquée est que les infections virales stimuleraient la réponse inflammatoire avec une libération de cytokines pro-inflammatoires, ce qui induit un stress oxydatif. Cette réponse inflammatoire entrainerait des lésions testiculaires, une atrophie des tubes séminifères et des cellules de Sertoli, ainsi qu'une réduction de la masse des cellules de Leydig. Ces différentes atteintes entrainent une baisse du taux de testostérone circulante, une altération de la spermatogenèse, une réduction de la mobilité des spermatozoïdes, une peroxydation des lipides, une fragmentation de l'ADN et *in fine* une apoptose des spermatozoïdes. C'est un cercle vicieux car l'inflammation est auto-entretenue par la sécrétion des cytokines pro-inflammatoires entraînant un cycle oxydo-inflammatoire continu.

## Focus sur le Papillomavirus humain

Les Papillomavirus humains (HPV) appartiennent à la famille des *Papillomaviridae*, plus de 120 génotypes différents. Ils ont un tropisme épithélial visant la peau ou les muqueuses, ils se transmettent par contact cutanéo-muqueux, l'infection est considérée comme une IST. Le virus peut favoriser la prolifération de tumeurs bégnines pouvant se transformer en cancer, notamment le cancer du col de l'utérus chez la femme. Toutefois le virus peut infecter l'homme et provoquer également des cancers [79]. Une méta-analyse a estimé la prévalence mondiale de tout type d'HPV à 31% [80] chez l'homme, avec une prévalence plus importante chez les hommes jeunes pouvant suggérer qu'ils constituent un réservoir pour la transmission sexuelle de l'HPV. Une autre méta-analyse menée par Lyu *et al.* [81] a mis en évidence une prévalence de l'HPV plus importante chez les hommes consultant en clinique de fertilité par rapport à la population générale avec un risque accru d'infertilité des hommes infectés par rapport aux non infectés (Odd ratio de 2,93). Xiong *et al.* [82] ont également conclu dans sa méta-analyse que l'HPV était un facteur de risque d'infertilité masculine avec une atteinte des paramètres spermatiques. L'étude des papillomavirus humains sur le CHU d'Amiens [83] a mis en évidence une prévalence de 22,34%, proche de celle retrouvée dans la littérature avec une atteinte de la numération et de la mobilité progressive au spermogramme/spermocytogramme.
Le rôle de l'inflammation sur la qualité spermatique a été démontrée, les HPV entrainant une majoration de l'inflammation avec élévation des cytokines pro-inflammatoires et une augmentation du stress oxydatif [84] comme un certain nombre de virus. Les HPV semblent avoir développé des mécanismes pour échapper au système immunitaire de l'hôte : notamment grâce à l'oncoprotéine E5 qui entraîne une baisse du complexe majeur d'histocompatibilité de classe I permettant d'échapper aux lymphocytes de l'hôte et donc d'établir une persistance virale [85].

## Causes infectieuses virales

De nombreux autres virus ont été étudiés pour leur impact sur la fertilité masculine, le tableau ci-dessous est un récapitulatif non exhaustif de l'impact des différents virus et les mécanismes associés [78] :
<table><thead><tr><td>Virus</td><td>Famille</td><td>Impact sur la fertilité masculine</td><td>Mécanisme(s)</td></tr></thead><tbody><tr><td>Virus influenza</td><td>Orthomyxoviridae</td><td>➢ Altération des paramètres spermatiques, lésions de l'ADN des spermatozoïdes.</td><td>➢ Apoptose induite le stress oxydatif.</td></tr><tr><td>Virus Zika</td><td>Flaviviridés</td><td>➢ Perte de cellules germinales, altération des cellules de Sertoli, altération des paramètres spermatiques, suppression des androgènes.</td><td>➢ Réponse pro-inflammatoire.</td></tr><tr><td>Virus des oreillons</td><td>Paramyxoviridae</td><td>➢ Atrophie testiculaire, atteinte de synthèse stéroïdienne et spermatogénèse, altération de la qualité des spermatozoïdes.<br/>➢ Perturbation de la barrière hémato-testiculaire induite par le TNF-α.</td><td>➢ Inflammation des cellules de Leydig, des cellules de Sertoli et des cellules germinales, lésions oxydatives.</td></tr><tr><td>Virus de l'immunodéficience humaine (VIH)</td><td>Lentivirus</td><td>➢ Hypogonadisme et leucospermie, lésions des cellules germinales, fibrose péritubulaire et atteinte de la spermatogenèse, synthèse stéroïdienne.<br/>➢ Altération de la qualité du sperme.</td><td>➢ Stress oxydatif induit par les cytokines.</td></tr><tr><td>Virus herpes simplex (HSV)</td><td>Herpesviridae</td><td>➢ Faible nombre de spermatozoïdes et mobilité réduite des spermatozoïdes.</td><td>➢ Réponse inflammatoire.</td></tr><tr><td>Virus de l'hépatite</td><td>VHB<br/>(Hepadnaviridae)<br/>VHC (Flaviridae)</td><td>➢ Altération des paramètres spermatiques, réduction de la testostérone circulatoire et de l'inhibine B.</td><td>➢ Stress oxydatif, apoptosis.</td></tr><tr><td>Parvovirus humain</td><td>Parvoviridae</td><td>➢ Perturbation du développement des spermatozoïdes.</td><td>➢ Transduction germinale.</td></tr></tbody></table>
<table><caption>**Tableau 3.** Synthèse des étiologies infectieuses d'origines virales avec les mécanismes associés et leurs impacts sur la fertilité masculine [78].</caption><tr><td>Virus Ebola</td><td>Filoviridae</td><td><ul><li>Perturbation de la barrière hémato-testiculaire, altération de la spermatogénèse.</li><li>Faible libido, dysfonction érectile.</li></ul></td><td><ul><li>Stress oxydatif induit par l'inflammation.</li></ul></td></tr><tr><td>Coronavirus</td><td>Coronoviridae</td><td><ul><li>Réduction du taux de testostérone.</li></ul></td><td><ul><li>Activation de la réponse pro-inflammatoire induite par la signalisation MAPK/ERK.</li></ul></td></tr></table>
Revue de la littérature à propos du lien entre Polyomavirus et infertilité

Les études publiées traitant du possible en lien entre Polyomavirus et infertilités sont peu nombreuses, les principales investigations se concentrant sur les HPV. Des études ont montrés la présence de SV40, JCPyV, MCPyV et de STLPyV (STL Polyomavirus) dans le sperme [86-88].

Une étude italienne cas-contrôle de 2012 de Comar et al. [89] a essayé de faire l'association entre l'infection à Polyomavirus (JCPyV et BKPyV) et infertilité masculine. Pour cela, 106 échantillons d'urine et de sperme de patients infertiles (cas) ont été appareillés à 100 échantillons d'urines et de sperme de patients fertiles (contrôles). Une recherche directe par PCR détectant l'antigène T a été ensuite réalisée puis un séquençage effectué pour les échantillons positifs. La prévalence du JCPyV du groupe infertile dans le sperme et les urines était respectivement de 24,5% (26/106) et de 43,4% (46/106), la prévalence du BKPyV était de 0,94% (2/212). Dans le groupe des hommes fertiles, la prévalence du JCPyV dans le sperme et les urines était respectivement de 11% et 28%. Une différence statistiquement significative (p<0,05) de la prévalence du JCPyV entre cas et contrôle a été mis en évidence. La charge virale du JCPyV était également plus élevée chez les patients infertiles que chez les contrôles. Le génotype 2 du JCPyV était plus prévalent dans le groupe infertile, le type 1 étant le plus fréquemment retrouvé en Italie [90], certains génotypes pourraient être plus impliqués que d'autre dans la pathogénèse.

Ces données suggèrent une association entre l'infection par le JCPyV et l'infertilité masculine, que les Polyomavirus devraient être pris en compte comme facteur de risque d'infertilité. De plus, il semble y avoir une association entre la présence du JCPyV dans le sperme et l'altération de la mobilité et de la morphologie des spermatozoïdes, donc une atteinte des paramètres spermatiques comme cela est le cas pour les HPV [91] ou d'autres virus. Cette possible association entre JCPyV et infertilité masculine doit être confirmée par d'autres travaux.

Rotondo et al. [92] a détecté 27,6 % (47/170) de séquences de la protéine VP1 du JCPyV dans le sperme de 170 hommes provenant de différents continents, ce qui est cohérent avec le travail de Comar et al. D'autre part, le séquençage de l'ADN a révélé que les hommes européens étaient porteurs majoritairement du type 1A et 4, les hommes asiatiques du type 2D1 et les africains du type 3A et 1A. Chez environ 10% des hommes, deux génotypes différents de JCPyV ont été détectés suggérant que le second génotype ait été acquis dans le
pays de destination. La majorité des échantillons de sperme positif au JCPyV ont été infectés par le génotype présent dans le pays d'origine de l'homme.

## Objectifs de l'étude

Les *Polyomaviridae* sont donc une famille de virus peu étudiée dans l'infertilité contrairement à d'autres, notamment les HPV avec plusieurs travaux déjà réalisés sur le CHU Amiens-Picardie. Nous avons donc réalisé une recherche directe par biologie moléculaire de trois Polyomavirus dans le sperme des hommes consultant pour infertilité au CHU d'Amiens-Picardie : le BKPyV, le JCPyV et le MCPyV.

L'objectif de ce travail est d'estimer la prévalence de ces Polyomavirus dans le sperme, et de rechercher une association entre la présence de ces virus et des anomalies des paramètres spermatiques.

# MATÉRIELS ET MÉTHODES

## Recueil de données et population étudiée

Le recueil de données a été effectué dans le cadre de l'étude monocentrique SPERM-VIR [83] au CHU d'Amiens en 2021, qui avait initialement pour but d'évaluer la prévalence des HPV dans le sperme des hommes consultant pour troubles de la fertilité puis secondairement d'évaluer l'impact des HPV sur les paramètres spermatiques. Un recueil prospectif avait été réalisé chez tous les patients adressés dans le centre d'Assistance Médicale à la Procréation du CHU entre le 1er mai et le 30 octobre 2021. Le protocole de cette étude SPERM-VIR (PI2021_843_0125) avait été validé et encadré par la DRCI disposant d'une validation par le comité d'éthique local. Les données récoltées ont été anonymisées et transmises à la CNIL.

Tous les patients inclus étaient des hommes majeurs qui ont reçu une information orale et signé un consentement écrit pour l'utilisation des déchets biologiques à des fins de recherche. Les patients exclus étaient tous ceux qui s'opposaient à ce que leurs données personnelles soient réutilisées dans le cadre de la recherche, les patients mineurs, ceux dont le volume de sperme était insuffisant (inférieur à 200 microlitres), ainsi que ceux pouvant générer un biais statistique : les contrôles post-vasectomie, hypogonadisme
hypergonadotrope, mucoviscidose avec agénésie bilatérale des canaux déférents, anomalie génétique pouvant être responsable d'infertilité ou les données incomplètes. Initialement, 574 patients étaient consentants pour cette étude puis 461 ont été inclus car éligibles pour le screening HPV mais seulement 431 patients ont été retenus pour notre travail car certains échantillons étaient insuffisants en volume.

<figure><img src="image_6.png" /><figcaption>**Figure 3.** Flowchart d'inclusion de notre étude.</figcaption></figure>

## Rappel sur la PCR

La réaction de polymérisation en chaine (ou polymerase chain reaction) permet d'amplifier de façon spécifique et sensible un fragment d'ADN. Cette amplification permet d'obtenir à partir d'un échantillon contenant une petite quantité d'ADN, des quantités importantes (accumulation exponentielle) d'une région d'intérêt de taille définie selon l'amorce utilisée.

Il est décrit classiquement trois étapes dans un cycle de PCR : tout d'abord la dénaturation où les deux brins d'ADN sont séparés, ensuite l'hybridation où les amorces s'accrochent sur les zones d'intérêts puis viens l'élongation dans laquelle il y a une synthèse de nouveaux fragments d'acide nucléiques pour obtenir un nouveau fragment d'ADN double brin synthétisé de novo. Un nouveau cycle commence ensuite.
Il est d'usage d'opposer la PCR en temps réel à la PCR en point final. Dans la PCR en point final ou dite « classique », la mesure de la quantité de produits accumulés se fait à la fin des cycles de PCR sans possibilité de faire une analyse quantitative précise. Alors que dans la PCR en temps réel, la mesure de l'amplification se fait au fur et à mesure qu'elle se produit avec une analyse quantitative possible car les données sont recueillies au cours de la phase de croissance exponentielle de PCR lorsque la quantité de produits obtenus est directement proportionnelle à la quantité d'acides nucléiques de la matrice [93].

Nous pouvons diviser une analyse PCR de base en trois phases : la phase exponentielle où le produit de la PCR est doublé à chaque cycle et s'accumule, la phase linéaire où les réactions commencent à ralentir et enfin la phase de plateau où la réaction s'arrête, aucun produit supplémentaire n'est alors généré.

La PCR en temps réel se concentre sur la phase exponentielle, car cette phase fournit des données plus précises et exactes pour l'évaluation quantitative. Dans la phase exponentielle, l'appareil de PCR en temps réel calcule deux valeurs. La ligne de seuil correspond au niveau de détection auquel une réaction atteint une intensité fluorescente supérieure au bruit de fond. Le cycle de PCR où l'échantillon atteint ce niveau est appelé seuil de cycle (Cycle Threshold ou Ct). La valeur Ct est utilisée pour l'évaluation quantitative en comparant les valeurs Ct des échantillons dont la concentration est inconnue avec une série d'étalons, la quantité de matériel ADN dans une réaction inconnue peut alors être déterminée avec précision.

Chaque réaction de PCR en temps réel contient une molécule fluorescente rapporteuse composée d'un fluorochrome qui est excité à une certaine longueur d'onde permettant de suivre l'accumulations du produit de PCR. Ainsi, au fur à mesure que la quantité d'amplicons augmente, l'intensité de la fluorescence émise par le fluorophore augmente également.

Enfin, pour obtenir une gamme de quantification, il faut effectuer des dilutions de 10 en 10 d'un échantillon contenant une quantité connue de matériel ADN. Il faut alors normalement obtenir des courbes d'amplifications normalement séparées de 3,2 Ct avec une droite de quantification.
<figure><img src="image_7.png" /><figcaption>**Figure 4.** Exemple de courbes d'amplification pour le BKPyV.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>**Figure 5.** Exemple d'une droite d'amplification pour le BKPyV.</figcaption></figure>

On peut ensuite déduire une équation de cette droite sous la forme suivante :

<figure><img src="image_9.png" /></figure>

Par la suite il est possible de déterminer la charge virale avec cette formule si on
connait la valeur du Ct avec la formule $CV = (Ct-Yintercep)/pente$.
Analyse par PCR en temps réel (qPCR)

Les échantillons de sperme ont été collectés après un délai d'abstinence de deux à sept jours. Dans le cadre de l'étude SPERM – VIR au CHU d'Amiens Picardie, une technique fiable d'extraction et de détection des acides nucléiques des Papillomavirus à partir d'échantillons de sperme a été mise en place. L'ADN contenu dans le liquide spermatique a été extrait et isolé par un protocole d'extraction automatisé d'acides nucléiques totaux Emag® (Biomérieux, France). Après lyse, 200 µL de sperme décongelé sont extraits en accord avec le protocole du fabriquant. Les acides nucléiques sont ensuite élués dans 50µL et stockés à -20°C. Les extraits d'ADN restants après analyse ont été conservés à -80°C puis récupérés afin de réaliser la recherche directe de Polyomavirus (BКPyV, JCPyV, MCPyV) par biologie moléculaire.

La détection des Polyomavirus recherchés a été effectuée par PCR quantitative en temps réel sur le thermocycleur QuantStudio 5 (Thermo Fischer, Etats-Unis) à l'aide d'une technique mise en place par l'équipe AGIR du centre universitaire de recherche en santé de l'université de Picardie Jules Verne. Afin de rechercher le BKPyV, le JCPyV et le MCPyV, la zone d'intérêt a été amplifié à l'aide d'amorces ciblant des régions codantes d'intérêts : pour le BKPyV nous avons utilisé des amorces ciblant VP1 (5'-AGAGTGTCCAGGGGCAGCT-3' et 3'-AGTTTTGGCACTTGCACGG-5'), pour le JCPyV des amorces ciblant l'antigène T ont été utilisées (5'-AGAGTGTTGGGATCCTGTGTTTTC-3' et 3'-GAGAAGTGGGATGAAGACCTGTTT-5') et pour le MCPyV nous avons utilisés des amorces ciblant une partie de l'antigène T (LT3 avec comme séquence 5'-TCGCCAGCATTGTAGTCTAAAAAC-3' et 3'-CCAAACCAAAGAATAAAGCACTGA-5'). Ensuite, les résultats positifs ont été quantifiés à l'aide de différentes gammes, obtenues après une série de dilution d'un facteur 10 d'une solution contenant un plasmide avec les génomes recherchés. Chaque puit réactionnel contenait 5 µL d'ADN, 250 nM de sonde (5'FAM/3'MGB pour le BKPyV et MCPyV, 5'VIC/3'QSY pour le JCPyV), entre 400 nM et 500 nM d'amorces et du TaqMan Fast Advanced Master Mix (Thermo Fischer Scientific, Etats-Unis) en quantité variable pour un volume total de 25 µL. Les conditions de réaction étaient les suivantes : 50°C pendant 2 minutes pour dégrader les produits non spécifiques, 95°C pendant 2 minutes pour l'activation de la polymérase suivie par 45 cycles de PCR avec d'abord une dénaturation à 95°C pendant 3 secondes puis une hybridation/elongation à 60°C pendant 30 secondes; pour une durée totale d'environ 1 heure avec une lecture par fluorescence à la fin de chaque cycle. La limite de détection était de 30 copies/ml pour le
BKPyV et de 100 copies/ml pour le JCPyV. Les résultats obtenus ont été enregistrés et interprétés à l'aide du logiciel QuantStudio™ (Thermo Fisher Scientific, Etats-Unis). Tous les résultats positifs ont été inclus dans notre étude, même avec des charges virales très faibles.

Afin de compléter notre travail, nous avons également récupéré des extraits d'urines disponibles (protocole d'extraction similaire au sperme : réalisée sur Emag® à partir de 200 µL d'urine de premier jet) pour réaliser une recherche de Polyomavirus par PCR et de comparer les résultats avec les échantillons de sperme appariés. Nous avons réalisé une PCR urinaire avec les même sondes et amorces qu'auparavant pour rechercher le BKPyV, le JCPyV et le MCPyV. Le recueil urinaire s'est fait de façon prospective mais non interventionnel (recherche d'uropathogène nécessaire pour obtenir les urines) et seulement 47 échantillons d'urines étaient disponibles pour analyse.

## Analyses statistiques

Pour nous permettre de réaliser les différentes analyses statistiques, nous avons utilisé le logiciel Graphpad Prism. Nous avons ensuite classé notre population d'étude en 5 groupes selon les résultats de la PCR : **groupe A** (patients négatifs pour le BKPyV, le JCPyV et le MCPyV), **groupe B** (patients positifs pour le BKPyV), **groupe C** (patients positifs pour le JCPyV), **groupe D** (patients positifs pour le MCPyV) et le **groupe E** (patient avec au moins un HPyV positif).

<table><caption>**Tableau 4.** Récapitulatif des groupes d'études selon les résultats de la PCR.</caption><thead><tr><th></th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td><strong>GROUPE A :</strong><br>Patients testés négatifs pour le BKPyV, JCPyV et MCPyV</td><td></td></tr><tr><td><strong>GROUPE B :</strong><br>Patients BKPyV+</td><td></td></tr><tr><td><strong>GROUPE C :</strong><br>Patients JCPyV+</td><td></td></tr><tr><td><strong>GROUPE D :</strong><br>Patients MCPyV+</td><td></td></tr><tr><td><strong>GROUPE E :</strong><br>Patient avec au moins 1 HPyV+ (BKPyV/JCPyV/MCPyV)</td><td></td></tr></tbody></table>
# RÉSULTATS

<table><thead><tr><th></th><th>Groupe A<br>(HPyV-)<br>N = 281</th><th>Groupe B<br>(BKPyV+)<br>N = 14</th><th>Groupe C<br>(JCPyV+)<br>N = 94</th><th>Groupe D<br>(MCPyV+)<br>N = 64</th><th>Groupe E<br>(HPyV+)<br>N = 150</th><th>Total<br>N = 453</th><th>Valeurs de p</th></tr></thead><tbody><tr><td><strong>Type d'infertilité</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Primaire n (%)</td><td>184 (65,5 %)</td><td>7 (50%)</td><td>53 (56,4%)</td><td>29 (45,3 %)</td><td>80 (53,3%)</td><td>273 (60,3%)</td><td>X<sup>2</sup> : <strong>0,0239</strong></td></tr><tr><td>Autre n (secondaire et primo-secondaire)</td><td>93 (33,1%)<br>n=277</td><td>7 (50%)</td><td>40 (42,6%)<br>n=93</td><td>32 (50%)<br>n=61</td><td>66 (44%)<br>n=146</td><td>172 (38%)<br>n=445</td><td>FT : <strong>0,0080</strong> <sup>A vs D</sup>;<br><strong>0,0205</strong> <sup>A vs E</sup></td></tr><tr><td><strong>Âge</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mean (SD)</td><td>34,2 (6,42)</td><td>34,1 (6,22)</td><td>36,7 (7,42)</td><td>36,8 (7,83)</td><td>36,1 (7,35)</td><td>35,08 (6,925)</td><td>MW : <strong>0,0029</strong> <sup>A vs C</sup>;</td></tr><tr><td>Median (IQR)</td><td>34 (30-38)</td><td>33 (30,3-39)</td><td>36 (32-42)</td><td>36 (31,3-42)</td><td>36 (31-41)</td><td>34 (30-40)</td><td><strong>0,0182</strong> <sup>A vs D</sup>;<br><strong>0,0096</strong> <sup>A vs E</sup></td></tr><tr><td><strong>IMC</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mean (SD)</td><td>26,6 (5,20)</td><td>27 (4,56)</td><td>26,8 (5,39)</td><td>26 (4,13)</td><td>26,6 (5,04)</td><td>26,57 (5,071)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Median (IQR)</td><td>25,6 (23,2-29,4)</td><td>27,4 (24,2-28,9)</td><td>25,3 (23,7-28,7)</td><td>25,8 (23,5-28,4)</td><td>25,5 (23,7-28,6)</td><td>25,54 (23,45-28,96)</td><td></td></tr></tbody></table>
<table><tbody><tr><td><strong>Tabac</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui/Sevré n (%)</td><td>153 (54,4%)</td><td>4 (28,6%)</td><td>50 (53,2%)</td><td>34 (53,1%)</td><td>77 (51,3%)</td><td>241 (53,2%)</td><td>X<sup>2</sup>: NS</td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>125 (44,5%)</td><td>10 (71,4%)</td><td>42 (44,7%)</td><td>30 (46,9%)</td><td>71 (47,3%)</td><td>207 (45,7%)</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n=278</td><td></td><td>n=92</td><td></td><td>n=148</td><td>n=448</td><td></td></tr><tr><td><strong>Tabagisme en PA (paquet-année)</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mean (SD)</td><td>5,15 (6,85)</td><td>2,93 (5,97)</td><td>5,44 (7,24)</td><td>6,08 (7,79)</td><td>5,33 (7,20)</td><td>5,273 (7,040)</td><td></td></tr><tr><td>Median (IQR)</td><td>2 (0-8,25)</td><td>0 (0-3,5)</td><td>3 (0-8)</td><td>2,5 (0-10)</td><td>0 (0-8)</td><td>2 (0-8)</td><td>MW: NS</td></tr><tr><td><strong>Alcool</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui n (%)</td><td>202 (71,9%)</td><td>10 (71,4%)</td><td>71 (75,5%)</td><td>44 (68,7%)</td><td>110 (73,3%)</td><td>327 (72,2%)</td><td>X<sup>2</sup>: NS</td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>76 (27%)</td><td>4 (28,6%)</td><td>21 (22,3%)</td><td>20 (31,3%)</td><td>38 (25,3%)</td><td>121 (26,7%)</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n=278</td><td></td><td>n=92</td><td></td><td>n=148</td><td>n=448</td><td></td></tr><tr><td><strong>Cannabis</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui/Sevré n (%)</td><td>30 (10,7%)</td><td>0 (0%)</td><td>10 (10,6%)</td><td>8 (12,5%)</td><td>11 (7,3%)</td><td>48 (10,6%)</td><td>X<sup>2</sup>: NS</td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>249 (88,6%)</td><td>14 (100%)</td><td>82 (87,2%)</td><td>56 (87,5%)</td><td>134 (89,3%)</td><td>401 (88,5%)</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n=279</td><td></td><td>n=92</td><td></td><td>n=145</td><td>n=449</td><td></td></tr></tbody></table>
<table><tbody><tr><td><strong>Diabète</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui n (%)</td><td>2 (0,7%)</td><td>0 (0%)</td><td>2 (2,1%)</td><td>0 (0%)</td><td>2 (0,6%)</td><td>4 (0,9%)</td><td>X²: N/A</td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>277 (98,6%)</td><td>14 (100%)</td><td>91 (96,8%)</td><td>64 (100%)</td><td>147 (98%)</td><td>446 (98,5%)</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n=279</td><td></td><td>n=93</td><td></td><td>n=149</td><td>n=450</td><td></td></tr><tr><td><strong>Présence HPV</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Positif n (%)</td><td>47 (16,7%)</td><td>3 (21,4%)</td><td>17 (18,1%)</td><td>12 (18,7%)</td><td>29 (19,3%)</td><td>79 (17,4%)</td><td>X²: NS</td></tr><tr><td>Négatif n (%)</td><td>233 (82,9%)</td><td>11 (78,6%)</td><td>77 (81,9%)</td><td>52 (81,3%)</td><td>121 (80,7%)</td><td>373 (82,3%)</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n=279</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>n=452</td><td></td></tr><tr><td><strong>Antécédent de néoplasie</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui n (%)</td><td>7 (2,5%)</td><td>0 (0%)</td><td>0 (0%)</td><td>0 (0%)</td><td>0 (0%)</td><td>7 (1,5%)</td><td></td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>272 (96,8%)</td><td>14 (100%)</td><td>93 (99%)</td><td>64 (100%)</td><td>149 (99,3%)</td><td>443 (97,8%)</td><td>X²: N/A</td></tr><tr><td></td><td>n=279</td><td></td><td>n=93</td><td></td><td>n=149</td><td>n=450</td><td></td></tr><tr><td><strong>Anomalie chromosomique</strong></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oui n (%)</td><td>3 (1,1%)</td><td>0 (0%)</td><td>2 (2,2%)</td><td>0 (0%)</td><td>2 (1,3%)</td><td>5 (1,1%)</td><td></td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>276 (98,2%)</td><td>14 (100%)</td><td>91 (96,8%)</td><td>64 (100%)</td><td>147 (98%)</td><td>445 (98,2%)</td><td>X²: N/A</td></tr><tr><td></td><td>n=279</td><td></td><td>n=93</td><td></td><td>n=149</td><td>n=450</td><td></td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th colspan="7">Vie en milieu rural</th><th>X²: N/A</th></tr></thead><tbody><tr><td>Oui n (%)</td><td>67 (23,8%)</td><td>5 (35,7%)</td><td>22 (23,4%)</td><td>12 (18,7%)</td><td>35 (23,3%)</td><td>106 (23,4%)</td><td></td></tr><tr><td>Non n (%)</td><td>210 (74,7%)</td><td>9 (64,3%)</td><td>72 (76,6%)</td><td>52 (81,3%)</td><td>115 (76,7%)</td><td>343 (75,7%)</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">n=277</td><td colspan="4">n=449</td></tr></tbody></table>

NS: non significatif; FT: test exact de Fisher; MW: test de Mann Whitney; X²: test du Chi-2; N/A: non applicable

L'effectif total des différents groupes (noté N dans le tableau) peut différer selon le paramètre en raison de données manquantes, l'effectif exact (noté n) est reporté quand il y a une différence avec l'effectif total du groupe (si données manquantes).

<caption>**Tableau 5.** Caractéristiques démographiques de notre cohorte selon la présence ou non d'un Polyomavirus.</caption>

Les caractéristiques démographiques de notre cohorte étaient comparables, cependant nous avions mis en évidence certaines différences statistiquement significatives. Tout d'abord pour le type d'infertilité, le test du Chi-2 (*p*=0,0239) avait révélé une différence entre plusieurs groupes puis le test exact de Fisher avait précisé cette différence entre le groupe HPyV- et le groupe MCPyV+ (*p*=0,008) mais également entre le groupe HPyV- et le groupe de patients avec au moins un HPyV+ (*p*=0,0205). L'âge variait également selon le groupe avec le test Mann-Whitney : groupe HPyV- versus groupe JCPyV+ (*p*=0,0029) ; groupe HPyV- versus groupe MCPyV+ (*p*=0,0182) et groupe HPyV- versus groupe HPyV+ (*p*=0,0096). Il n'y avait pas d'autre différence significative sur les autres paramètres. Ces résultats semblent indiquer que les prévalences du JCPyV et du MCPyV augmentent en fonction de l'âge et que chez ces patients il y a une part plus importante d'infertilité de type secondaire.
<figure><img src="image_10.png" /><figcaption>**Figure 6.** Diagramme de Venn représentant la prévalence des différents Polyomavirus recherchés.</figcaption></figure>

Le diagramme de Venn ci-dessus représente la répartition des différents échantillons de sperme selon la positivité ou la négativité de la PCR. Parmi les 431 échantillons, 281 étaient négatifs pour la recherche de BKPyV, JCPyV, MCPyV et 150 étaient positifs à au moins un de ces Polyomavirus, ce qui représentait une prévalence globale d'environ **34,8%** (150/431) dans notre cohorte. Plus en détail, nous avions 14 patients positifs au BKPyV, 94 patients positifs pour le JCPyV et 64 patients positifs au MCPyV, ce qui faisait respectivement une prévalence de **3,2%** (14/431), **21,8%** (94/431) et **14,8%** (64/431). Il y avait également des co-infections : 2 patients étaient positifs au BKPyV et JCPyV, 5 patients étaient positifs au BKPyV et MCPyV, 15 patients étaient positifs au JCPyV et MCPyV. La prévalence respective de ces co-infections était de 0,4% (2/431), 1,2% (5/431) et 3,5% (15/431).
<figure><img src="image_11.png" /></figure>

Cellules rondes en millions/ml

<figure><img src="image_12.png" /></figure>

<figure><img src="image_13.png" /></figure>

TMS : nombre de spermatozoïdes mobiles progressifs sélectionnés en millions (%)

<figure><img src="image_14.png" /></figure>

TMS : nombre de spermatozoïdes mobiles obtenus pour l'éjaculat entier en millions (%)

<figure><img src="image_15.png" /></figure>

<figure><img src="image_16.png" /></figure>
(A) pH, (B) mobilité b%, (C) cellules rondes en million par ml, (D) TMS : nombre de spermatozoïdes mobiles progressifs en millions, (E) TMS : nombres de spermatozoïdes mobiles obtenus pour l'éjaculat entier en million / TMS : test de migration survie

Valeur p : (A) *=0,0129 ; **=0,0287 (B) *=0,0145 (C) *=0,0084 ; **=0,0077 ; ***=0,0022 (D) *=0,0309 ; **=0,0241 ; (E) *=0,0429

**Figure 7.** Analyse quantitative des paramètres du spermogramme et spermocytogramme, représentation en valeurs individuelles (médiane et écart interquartile)

Seuls les paramètres spermatiques avec une différence statistiquement significative entre les groupes ont été représentés dans la **Figure 7** ci-dessus, l'analyse descriptive complète de l'ensemble des paramètres spermatiques sont consultables dans le **Tableau 7** en annexe.

L'analyse des paramètres du spermogramme/spermocytogramme avait pu mettre en évidence plusieurs différences statistiquement significatives (Figure 7) à l'aide du test de Mann-Whitney. Tout d'abord pour le pH, le groupe HPyV- était différent du groupe BKPyV+ (p=0,0129) et le groupe BKPyV+ différait du groupe MCPyV+ (p=0,0287). La mobilité b% était différente entre le groupe HPyV- et MCPyV+ (p=0,0145), et il n'y avait pas de différence lorsque que nous prenions en compte les mobilités globales (a+b% et a+b+c%). Le compte de cellules rondes, qui représente majoritairement les leucocytes dans le sperme, était différente entre le groupe HPyV- et le groupe JCPyV+ (p=0,0084), entre le groupe HPyV- et le groupe MCPyV+ (p=0,0077) et entre le groupe HPyV- et le groupe HPyV+ (p=0,0022). Puis pour terminer, le résultat du TMS (test de migration survie) avec le nombre de spermatozoïdes mobiles progressifs sélectionnés en millions (en %) était différent pour le groupe BKPyV+ par rapport aux groupes JCPyV+ et MCPyV+ (p=0,03 et p=0,02 respectivement). Lorsque le TMS reposait sur le pourcentage (en millions) de spermatozoïdes obtenus pour l'éjaculat entier, seule la différence entre les groupes BKPyV+ et JCPyV+ était retrouvée (p=0,04). Il n'a pas été retrouvée d'autre différence statistiquement significative sur les autres paramètres spermatiques en fonction des groupes. La détection du BKPyV ou du MCPyV semble associée à un pH plus faible par rapport aux groupes non infectés. La mobilité b% semble différente pour deux groupes mais sans incidence sur les mobilités globales. Il y aurait également moins de cellules rondes dans le sperme des patients positifs au JCPyV et MCPyV par rapport aux patients négatifs, ce qui peut suggérer que la détection de ces virus ne serait pas liée à un infiltrat inflammatoire. Enfin pour les deux paramètres du test
de migration survie, les résultats étaient plus faibles dans le groupe BKPyV+, sans différence par rapport aux patients non porteurs de HPyV, mais avec une différence notable par rapport aux patients JCPyV+.

<figure><img src="image_17.png" /></figure>

Valeur p : (A) *<0.0001 ; **<0.0001 (B) *=0.0003 ; **=0.0298 ; ***<0.0001

<caption>**Figure 8.** Analyse statistique des charges virales en log de copies/ml de sperme (A) et Ct (B) des échantillons positifs (médiane et écart interquartile)</caption>

Tous les échantillons positifs ont été quantifiés pour obtenir la charge virale en copie par ml de sperme, les valeurs médianes avec l'écart interquartile étaient de 640 copies/ml (370-23 928 copies/ml) pour le BKPyV, 1762 copies/ml (367-7267 copies/ml) pour le JCPyV et 32 880 copies/ml (17 003-83 649 copies/ml) pour le MCPyV. Les valeurs médianes du Ct avec l'écart interquartile étaient de 39,33 (34,87-40,21) pour le BKPyV, 34,75 (32,48-37,45)
pour le JCPyV et enfin 37,13 (35,78-38,09) pour le MCPyV. Ces charges virales sont relativement faibles par rapport à ce qui peut être retrouvé en pathologies courantes.

La **Figure 8** compare les charges virales et le Ct selon le Polyomavirus impliqué. Pour cela, nous avions effectué un test de Mann-Whitney : il y avait une différence statistiquement significative entre les charges virales en log de copie par ml du MCPyV versus BKPyV (p<0,0001) et du MCPyV versus JCPyV (p<0,0001). L'analyse du Ct avait également mise en évidence une différence entre les trois Polyomavirus : BKPyV versus JCPyV (p=0,0003), JCPyV versus MCPyV (p=0,0298) et BKPyV versus MCPyV (p<0,0001). Les résultats semblent donc indiquer que les charges virales (en copie par ml) du MCPyV+ étaient plus élevées que pour le BKPyV ou le JCPyV. Nous pouvons également noter qu'il y avait 2 patients positifs pour le BKPyV avec une charge virale inférieure à moins de 100 copies par ml. Le Ct diffère également pour tous les groupes avec une distribution variable, par exemple la répartition des Ct pour le JCPyV est plus importante par rapport au MCPyV : ce qui peut indiquer des différences de charge virale selon le Polyomavirus impliqué, dont le calcul dépend du Ct obtenus pour les différents points de calibration.
<table><thead><tr><th></th><th>BKPyV-</th><th>BKPyV+</th><th>JCPyV-</th><th>JCPyV+</th><th>MCPyV-</th><th>MCPyV+</th><th>HPyV-</th><th>HPyV+</th></tr></thead><tbody><tr><td>≤ 3 anomalies</td><td>333 (79,9%)</td><td>8 (57,1%)</td><td>263 (78%)</td><td>78 (83%)</td><td>288 (78,5%)</td><td>53 (82,8%)</td><td>219 (77,9%)</td><td>122 (81,3%)</td></tr><tr><td>≥ 4 anomalies</td><td>84 (20,1%)</td><td>6 (42,9%)</td><td>74 (22%)</td><td>16 (17%)</td><td>79 (21,5%)</td><td>11 (17,2%)</td><td>62 (22,1%)</td><td>28 (18,7%)</td></tr><tr><td>Valeurs de p</td><td colspan="2">X<sup>2</sup> = 0,0397</td><td colspan="2">X<sup>2</sup> : NS</td><td colspan="2">X<sup>2</sup> : NS</td><td colspan="2">X<sup>2</sup> : NS</td></tr></tbody></table>

X² : test du Chi-2 ; NS : non significatif

<caption>**Tableau 6.** Analyse de contingence du nombre d'anomalies du spermogramme selon le Polyomavirus impliqué.</caption>

Lors de l'étude princeps de la cohorte SPERM-VIR en lien avec le portage séminal d'HPV [83], il avait été retrouvé une association forte entre la détection des HPV et la présence d'au moins une anomalie des paramètres spermatiques. En ce sens, nous avons cherché si une association similaire existait avec les HPyV. Le **Tableau 6** montre qu'il fallait au moins 4 anomalies sur le spermogramme/spermocytogramme pour mettre en évidence une différence statistiquement significative pour les patients positifs au BKPyV (p=0,0397) par rapport aux patients négatifs pour le BKPyV. Il n'y avait pas d'autres différences significatives sur les autres Polyomavirus et lorsque nous prenions en compte globalement tous les Polyomavirus. De plus, lorsque nous abaissions le seuil du nombre d'anomalie, nous ne mettions pas en évidence de différence pour toutes les catégories. En considérant les biais liés aux faibles effectifs ; la présence de Polyomavirus ne semblait donc pas être associée à des anomalies du spermogramme, a contrario des observations qui avaient été faites sur l'infection à HPV.
<figure><img src="image_18.png" /><figcaption>**Figure 9.** Analyse comparative des échantillons d'urine et de sperme</figcaption></figure>

(A) Flowchart représentant les échantillons d'urines disponibles pour recherche de Polyomavirus associés au sperme pour un même patient.

(B) (C) (D) Figures de type « before-after » représentant les CV (charges virales) appariées des urines et du sperme des différents Polyomavirus (CV en log sur l'axe des ordonnés).
La **Figure 9** représente la comparaison des échantillons d'urines de premier jet avec les échantillons de sperme d'un même patient pour la recherche de Polyomavirus. Sur les 47 échantillons d'urines, 25 étaient négatifs, 7 étaient positifs pour le BKPyV, 8 étaient positifs pour le JCPyV et 7 étaient positifs pour le MCPyV (**Figure 9A**). Notons, qu'il y avait 3 patients positifs à deux polyomavirus dans les urines. Parmi les 28 urines négatives, nous avions 2 échantillons de sperme positifs au BKPyV et 1 échantillon positif au MCPyV. Pour le BKPyV (**Figure 9B**), 2 échantillons de sperme étaient positifs sur les 7 (28%), de plus 3 échantillons de sperme étaient positifs avec une charge virale urinaire négative. Pour le JCPyV (**Figure 9C**), 7 échantillons de sperme étaient positifs sur les 8 (87%). Enfin, pour le MCPyV (**Figure 9D**), il y avait 2 échantillons de sperme positifs sur les 7 échantillons urinaires (28%) et 2 échantillons de sperme positifs sans charge virale urinaire associée. Au total, un certain nombre d'HPyV étaient détectés dans les urines avec une recherche spermatique négative, ce qui peut suggérer que le risque de contamination du sperme par l'urine est peu probable. De plus, un test de comparaison apparié (test de Student) a été réalisé et a mis une différence significative pour les charges virales du JCPyV (*p*=0.0451) mais sans différence sur les autres Polyomavirus, ce qui peut renforcer l'hypothèse de l'absence de contamination spermatique. A contrario, certains échantillons de sperme sont positifs sans charge virale urinaire associée, ce qui indiquerait que les Polyomavirus peuvent infecter le sperme sans infecter les urines, ce qui conforte dans l'idée que le risque de contamination croisée entre les deux compartiments est peu probable. Pour le JCPyV, la concordance de détection entre urine et sperme était plus franche, ce qui peut indiquer une physiopathologie différente pour ce virus par rapport au BKPyV et au MCPyV.
DISCUSSION

Malgré des effectifs parfois limités et hétérogènes pour les analyses statistiques poussées, cette étude apporte de nombreuses informations permettant de mieux comprendre le portage séminal des HPyV. De plus, elle permet de contextualiser sur une large cohorte des données peu ou non traitées dans la littérature, notamment en population française.

La prévalence globale des Polyomavirus recherchés dans le sperme était de 34,8%
avec une prévalence de 3,2% pour le BKPyV et de 21.8% pour le JCPyV. Ces prévalences
étaient comparables avec celles retrouvées dans les travaux de Comar et al. [89] et Rotondo et
al. [92]. Le MCPyV a peu été étudié dans l'infertilité, il nous est donc difficile de comparer
notre prévalence spermatique avec la littérature, cependant le MCPyV a été recherché dans les
urines d'enfants transplantés rénaux et chez des témoins sains avec une prévalence respective
de 36,9% et de 47,8% [94], ces taux étaient significativement plus élevés que ceux observés
pour le BKPyV ou JCPyV, suggérant que le MCPyV est fréquemment excrété par voie
urinaire, indépendamment de l'état immunitaire. De plus, chez les patients atteints de
carcinome à cellules de Merkel, de l'ADN du MCPyV a été détecté dans 58% d'échantillons
d'urines avec des charges virales médianes de 600 copies/ml [95]. Pour notre travail, nous
avions trouvé une prévalence du MCPyV dans les urines d'environ 15% (7/47) avec un
charge virale médiane de 5996 copies/ml, ce qui diffère de la littérature mais cela peut
s'expliquer par le manque de puissance (peu d'échantillons d'urine disponible). Les
prévalences urinaires du BKPyV et du JCPyV dans notre population étaient respectivement
d'environ 15% (7/47) et de 17% (8/47), ce qui est plus cohérent avec la littérature. En effet la
prévalence urinaire pour le BKPyV peut varier entre environ 2 et 20%, et entre 10 et 40%
pour le JCPyV chez les individus sains non immunodéprimés [96–98]. Le JCPyV est
généralement plus fréquemment excrété dans les urines des adultes sains par rapport au
BKPyV, ce qui est cohérent avec nos résultats. La comparaison entre échantillons d'urines et
de sperme nous a montré que nous pouvions avoir des urines positives avec des charges
virales spermatiques associées négatives, ce qui rend le risque de contamination peu probable
sauf pour les charges virales urinaires élevées où il ne peut être exclu que du virus puisse être
entrainé mécaniquement dans le sperme (1 patient BKPyV et 1 patient MCPyV). La
différence significative de charges virales pour le JCPyV entre le sperme et les urines pourrait
conforter cette idée si confirmée sur une plus grande cohorte. De plus, le recueil de sperme
avait lieu après un nettoyage génital et une évacuation des urines, la contamination de l'échantillon de sperme est peu probable mais reste possible en cas de présence importante de virus au niveau vésical. En outre, nous avions peu d'échantillons urinaires par rapport aux extraits de sperme, ce qui peut provoquer un manque de puissance. Nous pouvons ajouter qu'il y avait 3 co-infections urinaires dans notre étude, cette co-excrétion est rarement décrite dans la population saine sauf chez les patients immunodéprimés [99]. Enfin, nous avions mis également en évidence des co-infections spermatiques dans notre étude : 22 patients étaient positifs pour deux virus avec pour la majorité d'entre eux une co-infection JCPyV-MCPyV. Cela peut être expliqué par des charges virales urinaires plus fortes pour ces deux virus. Ces co-infections dans le sperme n'ont pas été décrites dans la littérature à notre connaissance, de plus elles pouvaient constituer un biais de confusion lors de l'analyse statistique.

Les caractéristiques démographiques de notre cohorte étaient globalement comparables sauf pour l'âge et le type d'infertilité. Tout d'abord, les patients positifs au JCPyV et au MCPyV étaient significativement plus âgés que les patients HPyV négatifs, en effet des études montrent l'augmentation de la séroprévalence de ces virus avec l'âge, ce qui est différent du BKPyV dont l'acquisition de l'infection est plus précoce. Pour le JCPyV et le MCPyV chez les enfants la prévalence peut être faible mais augmente avec l'âge. Pour le premier, il est retrouvé une séroprévalence entre 50 et 70% chez la personne âgée [30,100] tandis que pour le second la séroprévalence peut atteindre jusqu'à 80% [30]. De plus, l'infertilité d'origine secondaire semble plus fréquemment associée aux patients positifs au MCPyV, ce qui peut s'expliquer par l'infection plus tardive au cours de la vie pour le MCPyV. En effet, le couple aurait donc pu mener une première grossesse à terme avant que l'homme soit infecté par ce Polyomavirus. Néanmoins il n'a pas été retrouvé de différence significative sur le type d'infertilité dans le groupe JCPyV+, pourtant aussi acquis plus tardivement au cours de la vie.

Les charges virales du MCPyV dans le sperme étaient significativement plus élevées par rapport au BKPyV et au JCPyV. Il est difficile de comparer nos résultats à la littérature par absence de données mais l'analyse des urines conjointes permet d'indiquer que le MCPyV semble être excrété de manière beaucoup plus importante par rapport au BKPyV et JCPyV [94]. Nous pouvons noter que les charges virales BKPyV spermatiques étaient majoritairement faibles (<10⁵ copies/ml), mais une nouvelle fois difficiles à interpréter sachant que les données de la littérature sont peu nombreuses pour l'excrétion spermatique du BKPyV. Lors de l'analyse statistique du Ct, nous avions mis en évidence des différences
significatives entre tous les groupes, cela peut signifier que la quantité de virus était variable selon le type de Polyomavirus. Néanmoins cette différence peut être due à la performance et l'efficacité des techniques de PCR pour lesquelles nous avions utilisé des gammes de quantification non standardisées qui pouvaient varier légèrement selon les séries en raison de la préparation manuelle des plaques de PCR et de la congélation/décongélation répétée des gammes.

L'analyse des paramètres spermatiques nous a révélé plusieurs associations dépendantes des groupes.

Tout d'abord le pH semblait plus acide pour le groupe BKPyV+ par rapport aux groupes des HPyV négatifs et le groupe MCPyV+, toutefois nous n'avons rien trouvé dans la littérature à ce propos et l'effectif du groupe BKPyV+ était faible, ce qui peut constituer un biais statistique. Selon la norme OMS, le pH spermatique doit être compris entre 7,2 et 8, la médiane de tous les groupes était dans ces normes mais avec des valeurs supérieures à 8 (Figure 7A). Lorsque nous prenions en compte tous les HPyV positifs confondus, il n'y avait plus de différence par rapport aux autres groupes. Cet effet, restant à confirmer sur un effectif plus grand, serait donc spécifique du BKPyV.

Ensuite la mobilité b% était significativement différente entre le groupe HPyV- et le groupe MCPyV+ mais cette différence n'était plus présente quand nous prenions en compte les mobilités globales (a+b% et a+b+c%). Au total, il n'y avait donc pas d'argument fort pour un impact du portage séminal de HPyV sur les paramètres spermatiques de mobilité progressive et totale.

Le compte de cellules rondes représentent le nombre de cellules présentent dans l'éjaculat qui ne sont pas des spermatozoïdes. Ce sont généralement des leucocytes pouvant être le témoin d'une infection des voies génitales. Nous avons pu constater plusieurs différences significatives entre le groupe des patients HPyV négatifs versus les groupes JCPyV+, MCPyV+ et le groupe des patients avec au moins un HPyV positif. Etonnamment, il semblerait donc qu'il y ait moins de cellules inflammatoires chez les patients infectés par les HPyV, particulièrement le JCPyV ou le MCPyV dont la pondération était forte dans le groupe HPyV+. Ces résultats peuvent sembler contradictoires car la littérature a mis en évidence que ces virus étaient souvent associés à un phénomène inflammatoire : chez les patients atteints de LEMP liée au JCPyV, la biopsie cérébrale peut montrer des macrophages activés ou un infiltrat lymphocytaire en cas de syndrome de reconstitution inflammatoire [101]. De plus, une étude a montré que l'infection des cellules épithéliales du plexus choroïde par le JCPyV
pouvait entrainer une augmentation des cytokines pro-inflammatoires, ce qui pourrait dégrader la barrière hémato-encéphalique [102]. Chez les patients atteints de CCM, on retrouve un infiltrat de lymphocytes T et de cellules dendritiques dans le stroma tumoral [103]. En outre, des recherches ont montré que le MCPyV était détecté dans les monocytes inflammatoires du sang périphérique suggérant que ces cellules pourraient servir de réservoir et de vecteur pour la dissémination du virus dans l'organisme [104]. Or dans notre étude, nous avons mis en évidence que la présence de ces Polyomavirus ne serait pas liée à un infiltrat inflammatoire dans le sperme. Pour expliquer cela nous pouvons évoquer certaines hypothèses, nous savons que les mutations de la protéine de capside VP1 peut affecter le tropisme cellulaire du JCPyV [14], les cibles cellulaires pourraient être alors différentes et le virus pourrait infecter des cellules non-inflammatoires. Afin d'explorer cela, nous pourrions séquencer la région codante pour VP1 de nos échantillons positifs pour le JCPyV et nous intéresser aux mutations. Une autre hypothèse est que les Polyomavirus peuvent être influencés par leur environnement cellulaire : en effet une étude a montré que l'expression de la protéine PD-L1 (servant à l'activation des voies oncogénétiques) sur les cellules tumorales était associée à une réponse inflammatoire intense et à la présence de MCPyV [105]. L'expression de certaines protéines dans l'environnement cellulaire proche des virus pourrait donc avoir un rôle inflammatoire. Enfin, il est possible que les gonades, peu exposées au système immunitaire, soient un terrain propice à l'infection latente à HPyV et que ces virus soient bénéficiaires en cas de déficit immunitaire local. D'ailleurs, les micro-ARNs produits par les HPyV sont connus pour limiter la réponse immune et pourraient contribuer à ce phénomène. La recherche de micro-ARNs dans le sperme pourrait s'avérer pertinente, par exemple si leur niveau d'expression est corrélu à l'altération des paramètres spermatiques. La diminution de cellules rondes dans le sperme de patients porteurs de HPyV est donc un résultat inattendu, d'autres études sont nécessaires pour mieux comprendre et caractériser ce phénomène. Pour conclure sur les paramètres spermatiques, nous avions mis en évidence des différences pour les tests de migration survie pour le nombre de spermatozoïdes mobiles progressifs sélectionnés en millions (%) et pour le nombre de spermatozoïdes obtenus pour l'éjaculat entier en millions (%). Cette différence concernait le groupe BKPyV+ versus les groupes JCPyV+/MCPyV+ pour le premier paramètre et le groupe BKPyV+ versus le groupe JCPyV+ pour le second. Or encore une fois, le groupe BKPyV+ avait l'effectif le plus faible ce qui pouvait constituer un biais statistique, d'autant plus que cette différence disparaissait lorsque nous prenions en compte tous les HPyV dans leur globalité en comparaison avec les autres groupes. L'étude de Comar et al. [89] avait mis en évidence une différence
significative sur certains paramètres spermatiques chez les patients positifs au JCPyV : une mobilité spermatique réduite et une morphologie des spermatozoïdes altérée par rapport au groupe contrôle. Cependant dans notre travail, les patients positifs au JCPyV semblent avoir un nombre de spermatozoïdes plus important après le test de migration survie, ce qui ne corrobore pas les données de la littérature.

Pour terminer cette discussion, l'analyse de contingence du nombre d'anomalies au spermogramme/spermocytogramme n'a pas révélée de lien significatif entre la présence de certains Polyomavirus et des anomalies du spermogramme sauf pour le groupe BKPyV+ où il fallait au moins 4 anomalies spermatiques pour mettre en évidence une différence significative. Ces résultats semblent contradictoires avec les données de la littérature sur les autres causes virales d'infertilité. Par exemple, l'étude de la prévalence des HPV au CHU Amiens Picardie avait mis en évidence un risque accru d'altération du spermogramme avec une atteinte de la numération et de la mobilité progressive chez les patients positifs à l'HPV [106]. Une méta-analyse a également révélé que les infections par le virus de l'hépatite B, de l'hépatite C, le VIH et le SARS-CoV-2 étaient associées à une diminution significative de la concentration spermatique, de la viabilité, de la morphologie normale et à une atteinte de la fragmentation de l'ADN. L'HPV semble également être lié à un taux de grossesse plus faible et à un taux de fausse couche plus élevé [107]. Pour notre étude, il aurait été intéressant d'utiliser le taux de grossesse réussie comme critère de jugement chez les patients infectés par des Polyomavirus mais ces données n'avaient pas été recueillies exhaustivement lors du suivi de la cohorte SPERM-VIR. Au final, malgré des prévalences fortes, la présence des HPyV ne semblent pas avoir un impact aussi fort que d'autres virus sur les paramètres spermatiques et l'infertilité masculine.

Tous les polyomavirus humains n'ont pas pu être explorés dans notre étude, notamment le STL polyomavirus (STLPyV), qui avait déjà été recherché dans le sperme. Il est à noter qu'une autre faiblesse de notre travail est l'absence de témoins sains et fertiles pour comparer nos résultats comme ce qui a été fait dans l'article de Comar et al [89]. Nous avons effectué uniquement notre recherche chez des individus à priori malade consultant pour infertilité. Une étude cas-témoin sur la base des critères d'anomalies des paramètres spermatiques aurait pu être pertinente, bien que la détection des HPyV ne semblait pas associée à ces critères. Le recrutement de donneur fertile serait d'un renfort essentiel pour les prochaines études. Ce type de patient est rare et les échantillons précieux ce qui limite le recrutement. Une solution intermédiaire, mais restant critiquable, serait, comme dans l'étude
de Comar et al. [89], d'inclure des patients volontaires en considérant par défaut qu'ils sont
sains car ne fréquentent pas de clinique d'infertilité. Pour approfondir nos résultats, il pourrait
être pertinent d'envisager la recherche de protéines virales ou de micro-ARNs à l'aide de
techniques complémentaires telles que le Western blot car une PCR positive ne signe pas
forcément la présence du virus (ADN pouvant circuler librement) et donc l'infection. Un
protocole permettant d'étudier les micro-ARNs et les gênes d'intérêts dans le sperme avec
utilisation d'une RT-qPCR (PCR après transcription inverse) et d'un Western blot existe déjà
[108] et pourra être utilisé pour des analyses supplémentaires dans le futur.

CONCLUSION

Les Polyomavirus restent une famille de virus peu étudiée dans l'infertilité à ce jour.
Pourtant nous avons pu mettre en évidence une prévalence non négligeable de presque 35%
dans notre cohorte concernant le BKPyV, le JCPyV et le MCPyV. Néanmoins, nous n'avons
pas pu dégager une franche tendance entre la présence de ces virus et des anomalies des
paramètres spermatiques avec des résultats parfois discordants avec le peu de données
disponibles dans la littérature. Des investigations supplémentaires avec des techniques
diagnostiques et modèles expérimentaux plus avancés sont nécessaires afin de mieux
comprendre le mécanisme de portage séminal, et caractériser le potentiel lien entre les
Polyomavirus humains et l'infertilité masculine idiopathique.
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ANNEXE :

<table><thead><tr><th></th><th>Groupe A</th><th>Groupe B</th><th>Groupe C</th><th>Groupe D</th><th>Groupe E</th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td>Effectif n</td><td>281</td><td>14</td><td>94</td><td>64</td><td>150</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Médiane (IQR)</td><td>Médiane (IQR)</td><td>Médiane (IQR)</td><td>Médiane (IQR)</td><td>Médiane (IQR)</td><td>Valeurs de p</td></tr><tr><td>pH</td><td>7,9 (7,9-8,1)</td><td>7,9 (7,7-7,95)</td><td>7,9 (7,9-8,1)</td><td>7,95 (7,9-8,15)</td><td>7,9 (7,9-8,1)</td><td>MW :<br>0,0129 A vs B<br>0,0287 B vs D<br>NS pour les autres groupes</td></tr><tr><td>Volume (mL)</td><td>3,6 (2,613-4,6)</td><td>3,5 (2,025-5,425)</td><td>3,5 (2,65-4,855)</td><td>3,3 (2,6-4,4)</td><td>3,5 (2,7-4,65)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Numération million/mL</td><td>43,6 (17,85-78,23)</td><td>19,2 (8,25-64)</td><td>39,8 (20,75-87,23)</td><td>38,2 (19,4-60,65)</td><td>39,8 (19,55-69,35)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Numérotation million par éjaculat</td><td>153,7 (71,12-300,4)</td><td>42,31 (26,9-203,7)</td><td>166,1 (76,7-347,1)</td><td>124,7 (47,61-228,2)</td><td>141,6 (47,22-258,6)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Mobilité a%</td><td>15 (7-20)</td><td>15 (8,75-22,5)</td><td>15 (5-20)</td><td>17 (7,5-25)</td><td>15 (6,25-20)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Mobilité b%</td><td>25 (20-30)</td><td>20 (20-30)</td><td>25 (18-30)</td><td>20 (15-25)</td><td>20 (18-30)</td><td>MW :<br>0,0145 A vs D<br>NS pour les autres groupes</td></tr></tbody></table>
<table><tr><td>Mobilité c%</td><td>7<br>(5-10)</td><td>5<br>(5-10)</td><td>6<br>(5-10)</td><td>9<br>(5-10)</td><td>7<br>(5-10)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Mobilité d%</td><td>50<br>(40-60)</td><td>50<br>(45-56,25)</td><td>50<br>(43-58)</td><td>50<br>(40-58,5)</td><td>50<br>(40-58)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Mobilité a+b%</td><td>40<br>(30,75-50)</td><td>40<br>(30-50)</td><td>42<br>(31-50)</td><td>40<br>(30-50)</td><td>40<br>(30-50)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Mobilité a+b+c%</td><td>50<br>(40-59,5)</td><td>50<br>(38,75-55)</td><td>50<br>(41-58)</td><td>49<br>(40-60)</td><td>50<br>(40-58)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Test de vitalité %</td><td>79<br>(70-88)</td><td>81<br>(71-83)</td><td>82<br>(73-89)</td><td>80<br>(64-88)</td><td>82<br>(72-89)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Cellules rondes millions/ml</td><td>1<br>(0-3,6)</td><td>0<br>(0-1,425)</td><td>0,3<br>(0-1,8)</td><td>0<br>(0-1,475)</td><td>0,3<br>(0-1,75)</td><td>MW :<br>0,0084 A vs C<br>0,0077 A vs D<br>0,0022 A vs E<br>NS pour les<br>autres groupes</td></tr><tr><td>TMS : numération après sélection (millions/ml)</td><td>21<br>(6,85-51,4)</td><td>15,65<br>(5,963-27,6)</td><td>31,4<br>(9,4-54,8)</td><td>22,4<br>(9,45-36,98)</td><td>26,2<br>(9,45-49,7)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>TMS : a+b après sélection (%)</td><td>70<br>(60-80)</td><td>65<br>(49-75)</td><td>73,5<br>(65-80)</td><td>73<br>(63,75-80)</td><td>71<br>(65-80)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>TMS : nb de spermatozoïdes mobiles progressifs sélectionnés en millions (%)</td><td>3,69<br>(1,103-9,798)</td><td>1,75<br>(0,61-3,93)</td><td>6,47<br>(2,075-10,93)</td><td>5,47<br>(3,89-7,58)</td><td>4,585<br>(1,838-9,37)</td><td>MW :<br>0,0309 B vs C<br>0,0241 B vs D<br>NS pour les<br>autres groupes</td></tr></table>
<table><tr><td>TMS : nb de spermatozoïdes mobiles obtenus pour l'éjaculat entier en millions (%)</td><td>13,63 (3,213-32,63)</td><td>3,59 (1,46-17,51)</td><td>19,17 (5,355- 35,8)</td><td>11,61 (4,445-22,22)</td><td>14,61 (4,78-26,42)</td><td>MW : 0,0429 B vs C NS pour les autres groupes</td></tr><tr><td>Spermocytogramme formes typiques % Kruger</td><td>5 (2-9)</td><td>4 (1,5-6,5)</td><td>5 (2,5-9)</td><td>5 (3-7,25)</td><td>5 (3-8)</td><td>MW : NS</td></tr><tr><td>Spermocytogramme formes typiques après migration % Kruger</td><td>7 (4-10)</td><td>5 (2-8,25)</td><td>6 (3,5-10,5)</td><td>6 (3-9)</td><td>6 (3-10)</td><td>MW : NS</td></tr></table>

IQR: range interquartile ; MW: test de Mann Whitney ; NS: non significatif.

<caption>**Tableau 7.** Analyse descriptive des paramètres du spermogramme et spermocytogramme selon le Polyomavirus impliqué.</caption>
# Polyomavirus et infertilité masculine idiopathique

## Résumé

Les Polyomavirus humains (HPyV), virus largement répandus et habituellement bénins chez les individus sains, peuvent provoquer des maladies graves en cas d'immunodépression. Leur rôle potentiel dans l'infertilité masculine, une pathologie fréquente aux causes souvent mal élucidées, reste peu étudié. Cette étude a donc recherché par PCR quantitative la présence de trois HPyV (BКPyV, JCPyV et MCPyV) dans le sperme d'une cohorte de patients infertiles (SPERM-VIR), initialement constituée pour étudier les HPV. La prévalence globale des HPyV dans le sperme était de 34,8 %, avec 3,2 % pour le BКPyV, 21,8 % pour le JCPyV et 14,8 % pour le MCPyV. Les charges virales étaient significativement plus élevées pour le MCPyV. Une analyse urinaire a aussi été réalisée, révélant que la présence du virus dans l'urine n'était pas forcément associée à celle dans le sperme, sauf en cas de forte charge virale. Les patients porteurs du JCPyV ou du MCPyV avaient significativement moins de cellules rondes dans le sperme, mais aucune anomalie notable des paramètres spermatiques n'a été associée à la présence de ces virus. De manière inattendue, ces patients présentaient moins de cellules inflammatoires, en contradiction avec les données de la littérature. Cette observation pourrait s'expliquer par l'action régulatrice des micro-ARNs viraux. L'étude n'a pas permis d'établir de lien clair entre HPyV et anomalies du spermogramme, contrairement à d'autres virus comme les HPV ou le VIH. Elle souligne néanmoins l'intérêt de recherches complémentaires, notamment sur d'autres marqueurs viraux, pour explorer le lien entre HPyV et infertilité masculine idiopathique.

**Mots-clés** : polyomavirus – polyomaviridae – infertilité – infertilité masculine – spermogramme – PCR en temps réel

# Polyomavirus and idiopathic male infertility

## Abstract

Human Polyomaviruses (HPyV) are widespread viruses that are generally harmless in healthy individuals but can cause serious disease in cases of immunosuppression. Their potential role in male infertility—a common condition with often poorly understood causes—remains understudied. This study aimed to detect the presence of three HPyVs (BКPyV, JCPyV, and MCPyV) in semen samples from an infertile patient cohort (SPERM-VIR), initially established to study HPV. The overall prevalence of HPyVs in semen was 34.8%, with 3.2% for BКPyV, 21.8% for JCPyV, and 14.8% for MCPyV. MCPyV showed significantly higher viral loads compared to the others HPyV. Urine samples were also analyzed, revealing that the presence of the virus in urine did not necessarily correlate with its presence in semen, except when urinary viral load was high. Patients carrying JCPyV or MCPyV had significantly fewer round cells in semen, but no major abnormalities in semen parameters were associated with these viruses. Unexpectedly, these patients also had fewer inflammatory cells, contradicting previous literature. This could be explained by the regulatory action of viral microRNAs. The study did not establish a clear link between HPyVs and sperm abnormalities, unlike what has been observed with other viruses such as HPV or HIV. Nevertheless, it highlights the need for further research—particularly involving other viral markers—to better understand HPyV presence in semen and its potential role in idiopathic male infertility.

**Keywords** : polyomavirus – polyomaviridae – infertility – male infertility – semen analyses – Real-Time polymerase chain reaction