<figure><img src="image_1.png" /></figure>

# Potentiel des organoïdes cérébraux comme modèles d'étude des neuropathologies chez les animaux domestiques

INRAE Prod. Anim.,
2023, 36 (2), 7637

PAIN Bertrand<fnref n="1" />, AURINE Noémie<fnref n="1" />, LAROSA Théo<fnref n="1" />, BAQUERRE Camille<fnref n="1" />, COULPIER Muriel<fnref n="2" />

Courriel: bertrand.pain@inrae.fr

■ Le cerveau est un organe particulièrement complexe et son accès est quasi impossible sans perturber sa structure et son organisation intégrée. Développer des modèles *in vitro* mimant le tissu et son architecture est un défi auquel les organoïdes cérébraux peuvent désormais contribuer. Ces nouveaux modèles peuvent par exemple aider à mieux étudier les interactions hôte-pathogènes de virus neurotropes touchant certaines espèces agronomiques.

## Introduction

### Le cerveau est un organe complexe

Le cerveau est un des organes les plus complexes d'un organisme et son accès est délicat aussi bien au cours du développement que de la vie post-natale des individus. Chez les mammifères, toute approche de biopsie est quasi impossible sans modifier sa structure et son organisation intégrée, et donc potentiellement son activité. Cela le distingue d'autres tissus plus plastiques, plus « régénérants » comme la peau, l'intestin, le foie, la moelle, le tissu adipeux, etc., pour lesquels des biopsies plus ou moins invasives sont possibles sans qu'elles n'endommagent à long terme, la structure du tissu qui va se renouveler. Cela est vrai dans toutes les espèces dont l'homme, les animaux modèles et ceux d'intérêt agronomique. En conséquence, il est difficile d'évaluer les processus morphogénétiques, développementaux et surtout patholo-

giques qui peuvent affecter ce tissu par des approches analytiques.

Le développement de modèles *in vitro* qui visent à mimer le développement de cet organe et à proposer de nouvelles approches pour l'étude des processus pathologiques est très attendu et constitue un enjeu majeur du domaine des neurosciences humaines et agronomiques.

#### a. Un schéma de développement commun aux différentes espèces

Dans la longue histoire de l'évolution du monde vivant, la mise en place d'un système nerveux est une des principales caractéristiques des métazoaires. D'abord présent sous la forme d'un réseau diffus puis progressivement centralisé au niveau de cordons avec l'apparition de noyaux/ ganglions au niveau de chaque segment de l'organisme, le plus important de ces ganglions à l'avant de l'animal va contribuer par son développement au

processus de céphalisation et d'apparition d'un cerveau. Si les morphologies d'un annélide, d'un échinoderme, d'un insecte et d'un vertébré apparaissent vraiment très différentes, la mise en place de ce système nerveux obéit à des mécanismes spatio-temporels et moléculaires très similaires retrouvés très tôt dans l'arbre phylogénétique des espèces comme élégamment démontré par Denes et al. (2007), qui mentionne qu'« une grande partie de l'organisation spatiale du système nerveux central (SNC) des annélides et des vertébrés était déjà présent dans leur dernier ancêtre commun ».

Au cours du développement embryonnaire des vertébrés, le processus de gastrulation met en place les trois feuillets, l'ectoderme, le mésoderme et l'endoderme. Dans sa partie dorsale, l'ectoderme s'épaissit d'abord comme une simple feuille épithéliale pseudostratifiée, appelée neuroépithélium puis forme progressivement une gouttière en U avec la plaque neurale pour

<footnote n="1">¹Université Lyon 1, INSERM, INRAE, Stem Cell and Brain Research Institute, U1208, USC1361, 69675, Bron, France</footnote>

<footnote n="2">²UMR1161 Virologie, Anses, INRAE, École Nationale Vétérinaire d'Alfort, 94706, Maisons-Alfort, France</footnote>
plancher et des parois et des replis qui
vont constituer les futures crêtes neu-
rales. Celles-ci donneront naissance
au système nerveux périphérique. Les
parois de la plaque neurale se replient,
fusionnent et donne naissance en se
refermant au tube neural. Cette ferme-
ture s'étend et le tube neural en se dif-
férenciant va constituer les différentes
parties du SNC. La partie rostrale se
développe beaucoup plus vite que la
partie caudale et va se segmenter en
3 vésicules primitives (prosencéphale,
mésencéphale et rhombencéphale)
qui se différencient en dédoublant
les structures antérieures et posté-
rieures pour donner les 5 subdivisions
encéphaliques à l'origine de toutes les
structures anatomiques du cerveau
des vertébrés – le télencéphale, dien-
céphale, mésenséphale, métencéphale
et myélencéphale (Puelles et al., 2003)
comme illustré (figure 1).

Comme pour beaucoup de tissus au
cours du développement, la mise en
place et la différenciation des différents
types cellulaires sont contrôlés par des
gradients de morphogènes. Dans le cas
du tube neural puis de la formation des
différentes vésicules, il existe un double
gradient antiparallèle des facteurs de
croissances SHH (Sonic Hedgehog) et
BMP (Bone morphogenetic protein)
qui définit l'axe dorso-ventral (Zagorski
et al., 2017). De façon similaire, des inte-
ractions complexes entre les facteurs
WNT (« Wingless »), FGF (« Fibroblast
Growth Factor ») et l'acide rétinoïque
(RA) contrôlent l'axe antéro-postérieur
au travers de l'expression de facteurs de
transcriptions spécifiques (Green et al.,
2015).

Selon les espèces et les temps de
développement embryonnaire, ce pro-
cessus est plus ou moins rapide. Chez
l'homme, le processus d'induction neu-
rale commence au jour 12 de la gesta-
tion, avec l'établissement de la lignée
primitive. Ensuite, la neurogenèse
est initiée à partir de la semaine 8 de
gestation et les premières connexions
synaptiques sont établies à partir des
semaines 11 à 12 (Silbereis et al., 2016).
Les cellules gliales apparaissent plus
tard : les astrocytes et les oligoden-
drocytes sont détectés à partir des
semaines 13 et 19, respectivement,

<figure><img src="image_2.png" /><figcaption>**Figure 1.** Schéma illustrant les principales subdivisions embryonnaires du cerveau des vertébrés.</figcaption></figure>

Le tube neural se différencie en 3 vésicules primitives (prosencéphale, mésencéphale et rhombencéphale) qui se différencient ensuite en 5 vésicules télencéphale, diencéphale, mésenséphale, métencéphale et myélencéphale. (Wikimedia Commons)

et le processus de myélinisation com-
mence dès le 3ᵉ trimestre de la gros-
sesse (Gilmore et Walsh, 2013). Chez les
espèces d'intérêt agronomique, notam-
ment les ruminants, petits ruminants
et équidés, le cerveau présente éga-
lement une mise en place progressive
et une structure complexe. On mettra
en perspective les temps de gestation
dans l'espèce humaine avec ceux des

principales espèces de mammifères
d'intérêt agronomique (tableau 1) pour
souligner que les structures cérébrales
embryonnaires se mettent en place
dans des cinétiques longues au cours
du développement, sans mentionner
le développement post-natal, égale-
ment très variable selon les espèces.
Cette notion de « temps long » est au
centre des approches de modélisation

<table><caption>**Tableau 1.** Durée de gestation des mammifères.</caption>
   <thead>
    <tr>
     <td>
      Espèce
     </td>
     <td>
      Temps de gestation moyen (jours)
     </td>
    </tr>
   </thead>
   <tbody>
    <tr>
     <td>
      Femme (Homo sapiens)
     </td>
     <td>
      273 (9 mois)
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Souris (Mus musculus)
     </td>
     <td>
      21
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Truie (Sus scorfa)
     </td>
     <td>
      115
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Chèvre (Capra hercus)
     </td>
     <td>
      150
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Brebis (Ovis aries)
     </td>
     <td>
      150
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Vache (Bos taurus)
     </td>
     <td>
      280
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Jument (Equus caballus)
     </td>
     <td>
      336
     </td>
    </tr>
    <tr>
     <td>
      Anesse (Equus asinus)
     </td>
     <td>
      365
     </td>
    </tr>
   </tbody>
  </table>
in vitro, notamment par l'approche des organoïdes cérébraux dans le modèle humain pour laquelle le processus de maturation prend plusieurs semaines voire plusieurs mois (Lancaster et al., 2013 ; Kanton et al., 2019 ; Velasco et al., 2019).

## b. Un processus de gyration unique aux mammifères

Les comparaisons des structures cérébrales de différentes espèces de mammifères sont généralement effectuées entre les rongeurs, les primates non humains et les humains. Elles sont plus rares avec d'autres grands mammifères bien que plusieurs études d'imagerie par résonance magnétique (IRM) et un atlas cérébral aient été publiés pour le porc (Conrad et al., 2014), le bovin (Ballarin et al., 2016), l'ovin (Liyanage et al., 2016) et le cheval (Schmidt et al., 2019). Les paramètres du quotient d'encéphalisation (EQ) et du quotient cérébelleux (CQ), définis comme le rapport théorique entre la taille totale du cerveau observée (ou la taille du cervelet pour le CQ) et la masse corporelle donnée (Jerison, 1977) ont permis de comparer la taille des cerveaux de différentes espèces dont les mammifères incluant les animaux domestiques (Ballarin et al., 2016 ; Steinhausen et al., 2016 ; Smaers et al., 2021). Au cours du développement de l'encéphale, la présence d'un processus de gyration commun à l'homme, aux primates non humains et aux gros animaux (encadré 1) permet de considérer les modèles porcins comme modèles d'intérêt pour l'homme, peut-être plus accessibles que les primates non humains. L'intérêt du modèle porcin a particulièrement été souligné par Conrad et al. (2012) ; Conrad et al. (2014) qui indiquent que « les porcs ont un cerveau gyrencéphalique qui peut être étudié à l'aide de scanners/protocoles IRM cliniques » (2014) et aussi que « la forte augmentation du volume cérébral dans la période post-natale est similaire à celle des nouveau-nés humains et suggère que les porcs peuvent être utilisés pour étudier le développement du cerveau » (2012). Différents gènes sont impliqués dans la formation de ces gyri parmi lesquels la β-caténine (Chenn et Walsh, 2002) ou le gène spécifique humain ARHGAP11B

dont l'expression chez la souris (Florio et al., 2015), le furet (Kalebic et al., 2018) ou le ouistiti (Heide et al., 2020) modifie la prolifération de progéniteurs et conduit à l'expansion du cortex et à une gyration accrue dans ses différents modèles. Une étude récente sur le gène NDE1 « NudE Neurodevelopment Protein 1 », – dont la protéine est impliquée dans la régulation de la fonction de la dynéine et dont les mutations sont associées à la microlissencéphalie chez l'homme – a montré que l'épissage alternatif d'un exon terminal de ce gène pourrait être responsable de l'aparition de gyri chez les mammifères, y compris les porcins et bovins (Soto-Perez et al., 2020).

Notre connaissance du cerveau des animaux domestiques a fortement progressé ces dernières années, plusieurs études se focalisant sur certaines de leurs sous-structures (hypothalamus, substance noire, cervelet...), notamment chez les bovins (Peruffo et Cozzi, 2014 ; Ballarin et al., 2016), ovins (Liyanage et al., 2016 ; John et al., 2017), équins (Schmidt et al., 2019) et porcins (Minervini et al., 2016 ; Ryan et al., 2018). Ces études ont principalement porté sur la description des systèmes d'innervation, la composition en neurones et cellules gliales (Jelsing et al., 2006), la distribution de neurotransmetteurs spécifiques (Pirone et al., 2018) et la connectivité fonctionnelle (Simchick et al., 2019). Récemment, l'importance du modèle porcin pour explorer de nouvelles manières expérimentales et éthiques d'envisager la mort a été soulignée par le rapport original sur la « restauration des réponses inflammatoires vasculaires dilatatrices et gliales, de l'activité synaptique spontanée et du métabolisme cérébral actif en l'absence d'activité électro-corticographique globale » dans le cerveau de porc post-mortem de quatre heures (Vrselja et al., 2019).

Au niveau moléculaire, les analyses transcriptomiques et protéomiques ont également permis de comparer les profils d'expression génique et protéique entre l'homme et différentes espèces animales dont le porc et qui s'avèrent in fine très similaires entre les espèces (Sjöstedt et al., 2020).

**Encadré 1. La gyration, un processus propre aux grands mammifères.**

La gyration est le processus qui aboutit lors du développement précoce et infantile de l'individu à la plissure de la surface du cerveau en crêtes et sillons (gyri et sulci) propres à certains mammifères, dont l'homme pour lequel le processus est maximal au niveau du cortex.

## ■ Comment mimer le cerveau

Comme souligné, il est particulièrement délicat d'accéder au tissu cérébral et les modèles cellulaires sont une des voies privilégiées pour étudier le développement du cerveau et mimer son dysfonctionnement. Les cellules souches pluripotentes (CSPs) sont rapidement apparues comme le modèle de choix par leurs propriétés uniques. D'abord utilisées dans des approches de cellules adhérentes en monocouche (2D), de nouvelles approches tridimensionnelles (3D) ont été développées, notamment avec la mise au point des organoïdes cérébraux (Eiraku et al., 2008 ; Lancaster et al., 2013).

Différents types de cellules souches peuvent générer des organoïdes, selon leur origine développementale ou tissulaire (Rossi et al., 2018). Dans une description très générale, les principales étapes pour générer un organoïde sont tout d'abord la prolifération initiale de cellules souches et précurseurs dans une structure 3D, puis leur différenciation sous l'effet d'inducteurs (milieux, facteurs de croissance, petites molécules chimiques, matrice...). Des changements dans les conditions de culture sont mis en place séquentiellement pour guider cette différenciation et l'ensemble du processus assure le développement et la maturation de l'organoïde qui présente alors une architecture et plusieurs types cellulaires représentatifs du tissu. Les cellules souches cancéreuses peuvent également produire dans certaines conditions de culture des structures tridimensionnelles (tumoroïdes), mais ne sont pas considérées dans le contexte présenté ici.

Dans la suite de cette revue, nous présentons successivement les cellules
souches pluripotentes, la production et l'utilisation des organoïdes, notamment dans une perspective d'interaction hôte-pathogènes pour l'étude des encéphalites virales (avec l'exemple du cheval) avant de mettre en perspective les développements en cours pour complexifier encore davantage ces structures uniques que sont les organoïdes cérébraux.

# 1. Les cellules souches pluripotentes

Elles sont de deux types (les cellules souches pluripotentes embryonnaires et induites) présentées ci-après.

## ■ 1.1. Les cellules souches pluripotentes embryonnaires (CSPEs)

Les CSPEs ont été isolées pour la première fois dans les années 1980 à partir d'embryons murins (Evans et Kaufman, 1981). Caractérisées par leur auto-renouvellement et leur potentiel de différenciation *in vitro*, les CSPEs de souris ont également la propriété unique de contribuer en plus du chimérisme somatique à la colonisation de la lignée germinale d'un embryon lorsqu'elles sont injectées dans un blastocyste préimplantatoire. Les CSPEs de primates non humains et humains ont été obtenues pour la première fois dans les années 1990 (Thomson *et al.*, 1995, Thomson *et al.*, 1998) à partir de culture d'embryons préimplantatoires. Selon les espèces, les conditions de culture restent le point critique dans l'établissement et la plasticité de ces cellules.

Dans les années 2000, des cellules souches épiblastiques (EpiSCs) ont été isolées à partir d'un embryon de souris post-implantation (Brons *et al.*, 2007; Tesar *et al.*, 2007). Contrairement aux CSPEs, les EpiSCs n'ont pas la propriété de contribuer au chimérisme *in vivo* bien qu'elles conservent les propriétés de différenciation *in vitro* dans les trois lignées embryonnaires (l'ectoderme, l'endoderme et le mésoderme). La propriété de colonisation de l'embryon et, en particulier, de colonisation germinale est actuellement considérée

comme l'un des critères les plus exigeants, permettant de distinguer les CSPEs dans un état dit « naïf » versus un état « amorcé », dont l'archétype est représenté par les EpiSCs (Nichols et Smith, 2009). De nombreuses publications ont caractérisé ces deux types de cellules souches qui diffèrent à la fois par leurs conditions de culture et leur potentiel développemental ainsi que par leurs caractéristiques moléculaires et épigénétiques (Marks *et al.*, 2012; Martello *et al.*, 2012; Tosolini *et al.*, 2018).

Plus récemment, un état formatif a été introduit comme « une troisième phase, appelée pluripotence formative, proposée pour exister dans le cadre d'un continuum de développement entre les phases naïve et amorcée » (Smith, 2017), état qui a pu être « capturé *in vitro* à la fois dans le modèle murin et humain (Kinoshita *et al.*, 2021a).

L'existence de ces mêmes stades – naïf, amorcé et formatif – chez d'autres espèces que les rongeurs est encore largement débattue, notamment dans les modèles primates non humains et humains, pour lesquels de nombreux travaux ont tenté de définir des conditions de culture pour obtenir et maintenir des cellules naïves (Nakamura *et al.*, 2016). En particulier, l'utilisation de différents cocktails de petites molécules inhibant les voies de signalisation a été décrite, permettant d'obtenir des cellules naïves (Guo *et al.*, 2016; Bredenkamp *et al.*, 2019).

Chez les espèces d'intérêt agronomique, des cellules de type « souches pluripotentes embryonnaires – CSPEs » avec des propriétés d'auto-renouvellement et de différenciation ont été isolées, amplifiées et établies en lignées chez les porcins (Park *et al.*, 2013; Gao *et al.*, 2019; Zhi *et al.*, 2022), les bovins (Bogliotti *et al.*, 2018), les ovins et caprins (De Kumar *et al.*, 2011; Vilarino *et al.*, 2020), les équins (Paris et Stout, 2010) et les lapins (Tancos *et al.*, 2012). La plupart de ces cellules sont caractérisées par leur potentiel de prolifération et de différenciation *in vitro* et par la présence de certains marqueurs, comme les antigènes de surface, dont SSEA1, SSEA3 et SSEA4,

des antigènes initialement identifiés chez la souris mais dont la réactivité croisée avec d'autres espèces s'est avérée importante pour l'identification de ces cellules. Mais leur potentiel développemental n'a pas été évalué (Koh et Piedrahita, 2014; Ezashi *et al.*, 2016).

Plus récemment, en utilisant des stratégies similaires à celles développées pour les cellules humaines (à base de cocktails de molécules inhibitrices), des études ont été menées pour obtenir des CSPEs plus « naïves » chez les espèces bovine et porcine même si des expériences de chimères n'étaient pas mentionnées (Bogliotti *et al.*, 2018; Gao *et al.*, 2019). En parallèle, des analyses moléculaires réalisées au niveau de cellules isolées d'embryons préimplantatoires ont permis de mieux définir les marqueurs associés à ces stades précoces chez différentes espèces (bovins, porcs, lapins) et de les comparer avec la souris, le primate non humain et l'humain (Bernardo *et al.*, 2018; Ramos-Ibeas *et al.*, 2019). Les dernières conditions mises au point pour les espèces bovine, porcine et ovine, calquées sur l'état formatif humain (Kinoshita *et al.*, 2021a), semblent permettre l'obtention de lignées de cellules capables de coloniser efficacement les embryons, comme démontré dans le modèle porcin (Kinoshita *et al.*, 2021b). Ces cellules seraient ainsi d'excellents supports pour le développement de nouvelles approches *in vivo* et *in vitro*, notamment pour l'obtention des organoïdes cérébraux

## ■ 1.2. Les cellules souches pluripotentes induites (CSPIs)

La mise au point de la reprogrammation somatique en 2006 a constitué une véritable révolution dans le domaine des CSP (Takahashi et Yamanaka, 2006). Encriblant un ensemble de 24 gènes tous fortement exprimés dans les CSP, l'équipe de S. Yamanaka a ainsi identifié une combinaison minimale de quatre gènes, les gènes OCT4, SOX2, KLF4 et c-MYC qui était capable de « reprogrammer » un fibroblaste c'est-à-dire de donner à cette cellule des propriétés similaires à une CSP. Cette combinaison OSKM est définie comme la combinaoire canonique
de la reprogrammation. Ce concept de reprogrammation somatique consiste donc à exprimer une combinatoire de gènes – dont des facteurs de transcription impliqués dans le contrôle de la pluripotence – dans une cellule somatique, conduisant ainsi à sa reprogrammation en cellule souche pluripotente induite (CSPI). Par la suite, d'autres combinaisons ont été identifiées comme OSNL avec OCT4, SOX2, NANOG et LIN28 (Yu et al., 2007) ainsi que le rôle d'autres gènes comme NR5A2, ESRRB, GLIS1, ZIC3, TBX3, H1F00, NKX3.2, et MIR302 (liste non exhaustive). Ces facteurs participent directement au processus de reprogrammation ou augmentent son efficacité (David et Polo, 2014). Les CSPIs partagent la plupart des propriétés des CSPEs mais sans le questionnement éthique de l'utilisation et de la destruction des embryons lors de leur mise en culture. De plus, par cette approche de reprogrammation, des CSPIs peuvent être obtenues à partir de n'importe quel individu ou animal, sain ou malade, porteur de mutation génétique ou non, et donc de tout génotype ouvrant entre autres aussi la voie à l'étude de nombreuses pathologies, voir à une médecine personnalisée pour l'Homme. Initialement démontré dans le modèle murin, le concept a été rapidement étendu aux primates non humains, à l'homme (Yu et al., 2007) et à de nombreuses autres

espèces agronomiques comme les lapins (Honda et al., 2013 ; Osteil et al., 2013), les moutons et les bovins (Liu et al., 2012 ; Sandmaier et al., 2015 ; Talluri et al., 2015), les porcs (Ezashi et al., 2009 ; Rodríguez et al., 2012 ; Congras et al., 2016) et les chevaux (Nagy et al., 2011 ; Breton et al., 2013). Cependant, chez la plupart de ces espèces, il est difficile de valider le statut complet des cellules reprogrammées car leur potentiel de développement est rarement testé (De Los Angeles et al., 2015).

## 2. Les organoïdes cérébraux

### ■ 2.1. Les travaux pionniers

Les propriétés d'auto-renouvelle-
ment et de différenciation des CSPEs
ou des CSPIs sont les deux propriétés
essentielles pour obtenir des orga-
noïdes. Les travaux pionniers du
laboratoire de Y. Sasai (Eiraku et al.,
2008) dans le modèle neural puis de
H. Clevers (Sato et al., 2009) dans le
modèle intestinal ont été rapidement
popularisés avec le développement de
nombreuses approches pour la produc-
tion d'organoïdes dans la plupart des
tissus. La plupart de ces études ont été
initialement réalisées sur des modèles
murins et humains et, à ce jour, peu de

données sont disponibles pour d'autres
espèces, en particulier agronomiques et
aucune pour les organoïdes cérébraux
(Augustyniak et al., 2019; Pain, 2021;
Pain et al., 2021).

Le développement des organoïdes cérébraux humains a été initié avec les travaux pionniers du laboratoire de J. Knoblich (Lancaster et al., 2013). Les CSPIs humaines sont induites dans la voie neurale de manière contrôlée et la structure obtenue s'auto-organise et se différencie en un organoïde lamel laire multicouche, similaire à la struc ture observée lors du développement du SNC. Ces premières études ont mis en évidence la nécessité d'un proto cole en plusieurs étapes avec diverses conditions de culture. Initialement, les agrégats sont placés dans une matrice qui maintient l'organoïde en suspen sion et évite la polarisation des cellules. Puis ces gouttes sont placées dans un bioréacteur maintenu sous agitation qui permet le développement de struc tures 3D pendant plusieurs semaines. Un ensemble diversifié de marqueurs des précurseurs neuraux tels que SOX1, PAX6, TBR2, NESTIN et de marqueurs neuronaux exprimés plus tardivement tels que TUJ1, MAP2, CTIP2, SATB2, etc., est utilisé pour suivre le développement et la différenciation des organoïdes cérébraux (figure 2).

<figure><img src="image_3.png" /><figcaption>Figure 2. Production d'organoïdes cérébraux dans le modèle humain (d'après Pain et al., 2021).</figcaption></figure>

A) Le processus de production des organoïdes cérébraux débute par l'agrégation des hiPSCs et leur induction dans un milieu d'induction neurale. Différentes conditions de cultures permettent alors d'obtenir des organoïdes cérébraux qui se différencient et s'engagent dans des processus de maturation aboutissant à la formation de structures complexes avec des rosettes apparentes (B), rosettes qui expriment différents marqueurs analysés à 58 jours (J58) après induction comme SOX1, NESTIN et N-CADHERIN (C) ou KI67, marqueur de la prolifération des précurseurs qui sont PAX6 et TBR2 positifs (D).
Le « développement du cerveau humain présente une organisation unique de la zone progénitrice », c'est-à-dire que la présence de la zone sous-ventriculaire externe (OSVZ) est typique du néocortex de l'homme et des primates non humains (Dehay et al., 2015). Or comme les marqueurs de ces zones étaient présents et organisés dans les organoïdes de façon similaire au tissu *in vivo*, il a été conclu que la structure 3D obtenue pouvait bien récapituler au moins certains aspects du développement cortical précoce humain (Lancaster et al., 2013).

## 2.2. Organoïdes et zones du cerveau

Au fur et à mesure du développement des protocoles de production des organoïdes cérébraux humains, il a également été possible d'obtenir des organoïdes cérébraux représentatifs de différentes zones du cerveau en changeant surtout les combinatoires de facteurs de croissance et de cytokines ajoutés au cours des différentes étapes d'induction.

Une liste non exhaustive de différents exemples de structures a été établie avec les références des protocoles utilisés (Qian et al., 2019). Celle-ci comprend des inductions non guidées, générant des organoïdes avec mélange de structures, et des inductions guidées par l'addition de molécules chimiques et facteurs de croissances spécifiques pour générer une structure en particulier. Ces molécules sont également souvent celles identifiées comme les morphogènes importants lors de la mise en place des structures neurales au cours du développement (SHH, BMP, FGF, WNT, RA...) (Cederquist et al., 2019). Les inductions guidées peuvent conduire par exemple à des organoïdes corticaux, ceux correspondant aux différentes structures du télencéphale, du cervelet, du cerveau antérieur, ceux du plexus choroïde, de l'hippocampe, du mésencéphale ainsi que l'organoïde mimant l'hypophyse antérieure et le récent organoïde du plexus choroïde avec vésicule qui mime la barrière du SNC avec le liquide céphalo rachidien (Lancaster et al., 2017 ; Pellegrini et al., 2020). D'autres avancées ont été faites

avec le développement des assemblages qui consistent soit à mélanger/fusionner les prosencéphales dorsaux et ventraux dans le but de mimer certains processus de projection (Bagley et al., 2017), soit à mélanger l'émi-nence ganglionnaire médiale humaine (MGE) avec un organoïde cortical, ce dernier étant utilisé pour modéliser la migration des interneurones humains (Xiang et al., 2017). Les relations entre différents tissus neuraux commencent également à être mimés pour être mieux étudié comme l'atteste l'obtention d'organoïdes cérébraux avec vésicules optiques (Gabriel et al., 2021) ou le développement des interactions neuro-musculaires dans des assemblages réalisés entre des organoïdes cérébraux (corticaux ou de cerveau postérieur/moelle épinière) et des sphéroïdes du muscle squelettique humain pour générer des assemblages cortico-moteurs dans une structure 3D (Andersen et al., 2020).

Il est important de noter que les analyses transcriptomiques ont démontré que les divers et nombreux types cellulaires identifiés dans le cerveau ont également été identifiés dans les structures 3D humaines *in vitro* (Camp et al., 2019). L'acquisition de la diversité cellulaire s'avère progressive et, sur une période de 6 mois de culture, la plupart des types cellulaires se retrouvent comme dans le tissu de référence. Le séquençage au niveau cellule unique a également montré que les organoïdes cérébraux humains récapitulaient remarquablement bien le programme d'expression génique progressivement activé au cours du développement du néocortex fœtal humain (Camp et al., 2019 ; Velasco et al., 2019).

Une autre caractéristique importante des organoïdes cérébraux est la démonstration de leur fonctionnalité. Par exemple, le mouvement nucléaire intercinétique typique (un mouvement périodique du noyau cellulaire en phase avec la progression du cycle cellulaire qui est observé dans les progéniteurs prolifératifs engagés dans la différenciation au cours du développement cortical) et les activités électriques ont été observés dans les organoïdes cérébraux 3D (Trujillo et al., 2019).

# 3. De nombreux exemples de virus neurotropes

## 3.1. De nombreuses familles virales

En raison de la similitude dans leur développement et de l'architecture tissulaire obtenue, même encore imparfaite, les organoïdes cérébraux humains sont des modèles *in vitro* de plus en plus utilisés dans les études sur le neurodéveloppement, la modélisation des pathologies neurodégénératives, l'évaluation de la toxicité de molécules et pour l'étude de nombreuses encéphalites d'origine bactérienne ou virales (Arlotta, 2018). Les organoïdes cérébraux ont montré leur potentiel élevé lorsque le virus Zika est apparu en Amérique du Sud en 2016 et a été déclaré urgence de santé publique par l'Organisation mondiale de la santé en raison de son association possible avec de multiples cas de microcéphalie chez les nouveau-nés. Ils ont été utilisés pour démontrer le rôle causal du virus dans cette maladie dévastatrice ainsi que pour élucider les mécanismes qui conduisent à une altération de la neurogenèse (Qian et al., 2016 ; Krenn et al., 2021) et pour tester des molécules antivirales (Xu et al., 2016). Ce domaine de l'étude des interactions hôte-virus neurotropes et de leurs contrôles est sans doute le plus facilement transposable aux sciences vétérinaires (Antonucci et Gehrke, 2019).

Les virus neurotropes affectant les animaux domestiques appartiennent à de nombreuses familles et genres, dont les *Lyssavirus*, *Flavivirus*, *Alphavirus*, *Bunyavirus*, etc. Le virus de la rage, un *Rhabdovirus* du genre *Lyssavirus*, est probablement le plus connu des virus neurotropes. Il est capable d'infecter tous les mammifères, mais les chiens, les carnivores sauvages et les chauves-souris sont considérés comme ses réservoirs naturels. Dans 99 % des cas, la transmission à l'homme se fait par le chien. Elle induit une encéphalite aiguë et progressive, avec une létalité proche de 100 % (Green, 1997). Le virus de la stomatite vésiculeuse, un autre *Rhabdovirus* mais du genre *Vesiculovirus*, affecte les porcs, les bovins
et les chevaux dans l'hémisphère occi-
dental. Il est rarement zoonotique mais
une infection chez l'enfant a cepen-
dant été décrite (Rodríguez, 2002). Les
*Flavivirus* de la famille des *Flaviviridae*
forment un autre genre comprenant de
nombreux virus neurotropes respon-
sables d'encéphalites chez l'homme
et le cheval (virus West Nile, virus de
l'encéphalite japonaise, virus de l'en-
céphalite de Saint-Louis, virus de l'en-
céphalite de Murray Valley...) et chez
l'ovin (virus Louping III) (Kumar *et al*.,
2018). Les encéphalites à Louping III
sont cependant rares chez l'homme
(Desole *et al*., 2019). Les *Alphavirus*,
(virus des encéphalites équines de l'Est,
de l'Ouest et Vénézuélienne) et le mam-
malian 1 orthobornavirus de la famille
des *Bornaviridae* peuvent également
provoquer des encéphalites, poten-
tiellement mortelles, chez l'homme et
le cheval. (Lecollinet *et al*., 2019). Les
hénipavirus, dont l'émergence s'est
produite dans les années 1990, pro-
voquent également des encéphalites
chez l'homme et les animaux avec des
taux de mortalité très élevés dans les
deux cas. Les virus Nipah et Hendra
ciblent respectivement les porcs et les
chevaux. Les humains sont infectés
soit directement par les chauves-souris
(leur réservoir naturel) soit par contact
avec des porcs et des chevaux infectés
(leur hôte amplificateur) (Weatherman
et al., 2018; Wang et Anderson, 2019).
Parmi les virus non zoonotiques, le virus
Schmallenberg, un Bunyavirus apparu
en Allemagne en 2001 et transmis

par des vecteurs Culicoides, affecte
les ruminants (principalement bovins,
mais aussi ovins, caprins et ruminants
sauvages) et induit diverses lésions
neurologiques (cécité, ataxie, paralysie,
convulsions et sévères malformations
du cerveau du veau au cours du déve-
lopvement) (Conraths et al., 2013) et le
virus de l'encéphalomyélite hémagglu-
tinante porcine, un coronavirus, induit
une encéphalomyélite chez les por-
celets de moins de 3 semaines (Dong
et al., 2014). Enfin, l'herpès virus équin
1, distribué dans le monde entier est
responsable de myéloencéphalopa-
thies chez les chevaux (Oladunni et al.,
2019). À noter qu'à l'exception des che-
vaux qui sont fortement touchés par de
nombreux virus neurotropes, les prin-
cipales pertes économiques induites
par les virus chez les animaux domes-
tiques ne sont pas dues à des troubles
neurologiques.

■ 3.2. Organoïdes cérébraux de cheval

Ainsi, le cheval apparaît comme un
modèle de choix pour le développement
des organoïdes cérébraux. Nos travaux
(non encore publiés) et ceux de Fortuna
et al. (2018) ont déjà montré que des cel-
lules neurales obtenues à partir de CSPI
équines pouvaient être infectées par
des *Flavivirus* et *Alphavirus* neurotropes,
ouvrant la porte à des infections des
organoïdes cérébraux équins. L'avantage
d'un modèle 3D versus les cellules 2D
réside notamment dans la complexité

des interactions cellulaires qui sont présentes dans l'architecture tridimensionnelle de ces structures plus similaires au tissu que la culture 2D. En se basant sur une approche similaire à celle développée avec les CSPI humaines, nous avons obtenu, par reprogrammation somatique de cellules de l'oreille, des CSPI équines. Puis, selon une cinétique proche de celle suivie avec les cellules humaines, nous avons induit la formation d'organoïdes cérébraux (figure 3). Ces nouveaux modèles équins seront prochainement utilisés pour mimer les processus d'infection par des virus neurotropes.

4. La perspective de complexification des modèles

La complexité et les processus du déve-
lopment cérébral ont été largement
étudiés notamment chez l'homme mais
proportionnellement peu chez les ani-
maux domestiques. Cependant, comme
mentionné précédemment, quelques
études comparatives ont démontré une
forte proximité des structures cérébrales
chez différentes espèces de mammifères,
suggérant que des mécanismes cellu-
laires et moléculaires similaires sous-
tendent le développement cérébral
chez beaucoup d'espèces. On peut ainsi
espérer que les protocoles développés
pour obtenir des organoïdes du cerveau
humain pourraient être transposés aux

<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>Figure 3. Production d'organoïdes cérébraux dans le modèle équin.</figcaption></figure>

À partir de biopsies de tissus équins, notamment d'oreille, des cellules souches pluripotentes induites sont obtenues par reprogrammation somatique (avec le virus Sendaï apportant les facteurs de reprogrammation). Ces cellules sont induites en organoïdes cérébraux selon des protocoles similaires à ceux développés pour les organoïdes humains. Les marqueurs associés sont également très similaires à ceux détectés dans les organoïdes humains. Ces nouveaux modèles équins sont une base d'exploration originale des interactions hôte-pathogènes de virus neurotropes affectant à la fois l'homme et le cheval.
espèces domestiques. Nous essayons de le démontrer dans le modèle équin (figure 2), espèce pour laquelle le besoin est vraiment important au regard de la problématique des nombreuses encéphalites virales observées chez cette espèce. On peut également espérer que le développement de nouveaux protocoles de dérivation de CSPEs et CSPIs dans les espèces agronomiques va permettre d'obtenir des cellules avec des propriétés de différenciation améliorées pour générer des organoïdes cérébraux dans les différentes espèces d'intérêt. Cela permettrait de questionner les mécanismes neuropathogéniques, tels que ceux induits par des virus dans des modèles animaux domestiques qui sont pertinents et seraient très bénéfiques pour la recherche vétérinaire.

Enfin, les derniers développements dans le domaine des organoïdes cérébraux, comme la constitution d'assembloïdes (Bagley et al., 2017 ; Paşca, 2019), les premiers tests de vascularisation d'organoïdes et l'obtention de

structures mimant la barrière hémato-encéphalique élargissent encore le champ des possibilités d'utilisation de ces structures innovantes (Pham et al., 2018 ; Ham et al., 2020 ; Pellegrini et al., 2020). L'absence de microglie demeure encore un obstacle pour mimer au mieux la physiologie complexe et complète du cerveau (Varrault et al., 2019), mais de premiers essais sont développés pour obtenir une microglie endogène (Ormel et al., 2018 ; Cakir et al., 2022) ou pour introduire dans le modèle des cellules microgliales (Fagerlund et al., 2021 ; Xu et al., 2021).

Dans tous les cas, le développement des organoïdes participera et conduira sans aucun doute à une réduction très importante de l'utilisation des animaux dans les protocoles expérimentaux, satisfaisant ainsi la règle des 3R – raffiner, réduire, remplacer. Ce sera certainement une force motrice majeure pour mener des recherches visant à améliorer le développement de ces approches pour les espèces domestiques.

## Conclusion

Les récentes évolutions dans l'obtention de CSPEs et CSPIs les plus plastiques possibles dans les espèces de mammifères d'intérêt agronomique permettent d'envisager le développement de nouveaux protocoles pour obtenir des organoïdes cérébraux très similaires à ceux obtenus chez l'homme. Ceux-ci sont devenus un outil indispensable en neurosciences et on peut s'attendre dans les années qui viennent à de réelles avancées en recherche vétérinaire dans ce domaine, notamment pour les études des interactions hôtes-pathogènes neurotropes.

## Remerciements

Les résultats présentés dans cette revue sur le modèle équin ont été obtenus dans le cadre du projet CRB-ANIM – ANR-11-INBS-0003 (BP).

## Références

Andersen J., Revah O., Miura Y., Thom N., Amin N.D., Kelley K.W., Singh M., Chen X., Thete M.V., Walczak E.M., Vogel H., Fan H.C., Paşca S.P., 2020. Generation of functional human 3d cortico-motor assembloids. Cell, 183, 1913-1929.e26. https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.11.017

Antonucci J., Gehrke L., 2019. Cerebral organoid models for neurotropic viruses. ACS Infect. Dis., 5, 1976-1979. https://doi.org/10.1021/acsinfecdis.9b00339

Arlotta P., 2018. Organoids required! A new path to understanding human brain development and disease. Nature Methods, 15, 27-29. https://doi.org/10.1038/nmeth.4557

Augustyniak J., Bertero A., Coccini T., Baderna D., Buzanska L., Caloni F., 2019. Organoids are promising tools for species-specific in vitro toxicological studies. J. Appl. Toxicol., 39, 1610-1622. https://doi.org/10.1002/jat.3815

Bagley J.A., Reumann D., Bian S., Lévi-Strauss J., Knoblich JA., 2017. Fused cerebral organoids model interactions between brain regions. Nature Methods, 14, 743-751. https://doi.org/10.1038/nmeth.4304

Ballarin C., Povinelli M., Granato A., Panin M., Corain L., Peruffo A., Cozzi B., 2016. The brain of the domestic boar taurus: weight, encephalization and cerebellar quotients, and comparison with other domestic and wild cetartiodactyla. PloS One, 11, e0154580. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0154580

Bernardo A.S., Jouneau A., Marks H., Kensche P., Kobolak J., Freude K., Hall V., Feher A., Polgar Z., Sartori C., Bock I., Louet C., Faial T., Kerstens H.H.D., Bouissou C., Parsonage G., Mashayekhi K., Smith J.C., Lazzari G., Hyttel P., Stunnenberg H.G., Huynen M., Pedersen R.A., Dinnyes A., 2018. Mammalian embryo comparison identifies novel pluripotency genes associated with the naïve or primed state. Biol. Open. 7, bio033282. https://doi.org/10.1242/bio.033282

Bogliotti Y.S., Wu J., Vilarino M., Okamura D., Soto D.A., Zhong C., Sakurai M., Sampaio R.V., Suzuki K., Izpisua Belmonte J.C., Ross P.J., 2018. Efficient derivation of stable primed pluripotent embryonic stem cells from bovine blastocysts. Proc. Natl. Acad. Sci., 115, 2090-2095. https://www.pnas.org/doi/full/10.1073/pnas.1716161115

Bredenkamp N., Yang J., Clarke J., Stirparo G.G., von Meyenn F., Dietmann S., Baker D., Drummond R., Ren Y., Li D., Wu C., Rostovskaya M., Eminli-Meissner S., Smith A., Guo G., 2019. Wnt inhibition facilitates RNA-mediated reprogramming of human somatic cells to naïve pluripotency, Stem Cell Rep., 13, 1083-1098. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2019.10.009

Breton A., Sharma R., Diaz AC., Parham AG., Graham A., Neil C., Bruce Whitelaw C., Milne E., Xavier Donadeu F., 2013. Derivation and characterization of induced pluripotent stem cells from equine fibroblasts. Stem Cells Dev., 22, 611-621. https://doi.org/10.1089/scd.2012.0052

Brons I.G., Smithers L.E., Trotter M.W., Rugg-Gunn P., Sun B., Chuva de Sousa Lopes S.M., Howlett S.K., Clarkson A., Ahrlund-Richter L., Pedersen R.A., Vallier L., 2007. Derivation of pluripotent epiblast stem cells from mammalian embryos. Nature, 448, 191-195. https://doi.org/10.1038/nature05950

Cakir B., Tanala Y., Ridvan Kiral F., Xiang Y., Dagliyan O., Wang J., Lee M., Greaney A.M., Yang W.S., duBoulay C., Kural M.H., Patterson B., Zhong M., Kim J., Bai Y., Min W., Niklason L.E., Patra P., Park I.H., 2022. Expression of the transcription factor PU.1 induces the generation of microglia-like cells in human cortical organoids. Nature Commun. 13, 430. https://doi.org/10.1038/s41467-022-28043-y

Camp J.G., Platt R., Treutlein B., 2019. Mapping human cell phenotypes to genotypes with single-cell genomics. Science, 365, 1401-1405. https://doi.org/10.1126/science.aax6648

Cederquist G.Y., Asciolla J.J., Tchieu J., Walsh R.M., Cornacchia D., Resh M.D., Studer L., 2019. Specification of positional identity in forebrain organoids. Nature Biotechnol., 37, 436-444. https://doi.org/10.1038/s41587-019-0085-3

Chenn et Walsh, 2002. Regulation of cerebral cortical size by control of cell cycle exit in neural precursors. Science, 297, 365-369. https://doi.org/10.1126/science.1074192

Congras A., Barasc H., Canale-Tabet K., Plisson-Petit F., Delcros C., Feraud O., Oudrhiri N., Hadadi E., Griscelli
F., Bennaceur-Griscelli A., Turhan A., Afanassieff M., Ferchaud S., Pinton A., Yerle-Bouissou M., Acloque H., 2016. Non integrative strategy decreases chromosome instability and improves endogenous pluripotency genes reactivation in porcine induced pluripotent-like stem cells. Sci. Rep., 6, 27059. https://doi.org/10.1038/srep27059

Conrad M.S., Dilger R.N., Johnson R.W., 2012. Brain growth of the domestic pig (Sus scrofa) from 2 to 24 weeks of age: a longitudinal MRI study. Dev. Neurosci., 34, 291-298. https://doi.org/10.1159/000339311

Conrad M.S., Sutton B.P., Dilger R.N., Johnson R.W., 2014. An in vivo three-dimensional magnetic resonance imaging-based averaged brain collection of the neonatal piglet (Sus scrofa), PLoS One, 9:e107650. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0107650

Conraths F.J., Kämer D., Teske K., Hoffmann B., Mettenleiter T.C., Beer M., 2013. Reemerging Schmallenbergs virus infections., Germany, 2012. Emerg. Infect. Dis., 19, 513-514. https://doi.org/10.3201/eid1903.121324

David L., Polo J.M., 2014. Phases of reprogramming. Stem Cell Res., 12, 754-761. https://doi.org/10.1016/j.scr.2014.03.007

De Los Angeles A., Ferrari F., Xi R., Fujiwara Y., Benvenisty N., Deng H., Hochedlinger K., Jaenisch R., Lee S., Leitch H.G., Lensch M.W., Lujan E., Pei D., Rossant J., Wernig M., Park P.J., Daley G.Q., 2015. Hallmarks of pluripotency. Nature, 525, 469-478. https://doi.org/10.1038/nature15515

Dehay C., Kennedy H., Kosik K.S., 2015. The outer subventricular zone and primate-specific cortical complexification. Neuron, 85, 683-694. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2014.12.060

Denes A.S., Jékely G., Steinmetz P.R., Raible F., Snyman H., Prud'homme B., Ferrier D.E., Balavoine G., Arendt D., 2007. Molecular architecture of annelid nerve cord supports common origin of nervous system centralization in bilateria. Cell, 129, 277-288. https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.02.040

Desole G., Sinigaglia A., Riccetti S., Masi G., Pacenti M., Trevisan M., Barzon L., 2019. Modelling neurotropic Flavivirus infection in human induced pluripotent stem cell-derived systems. Int. J. Mol. Sci., 20, 5404. https://doi.org/10.3390/ijms20215404

Dong B., Lu H., Zhao K., Liu W., Gao W., Lan Y., Zhao J., Tang B., Song D., He W., Gao F., 2014. Identification and genetic characterization of porcine hemagglutinating encephalomyelitis virus from domestic piglets in China. Arch. Virol., 159, 2329-2337. https://doi.org/10.1007/s00705-014-2070-y

Eiraku M., Watanabe K., Matsuo-Takasaki M., Kawada M., Yonemura S., Matsumura M., Wataya T., Nishiyama A., Muguruma K., Sasai Y., 2008. Self-organized formation of polarized cortical tissues from ESCs and its active manipulation by extrinsic signals. Cell/Stem Cell, 3, 519-532. https://doi.org/10.1016/j.stem.2008.09.002

Evans M.J., Kaufman M.H., 1981. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature, 292, 154-156. https://doi.org/10.1038/292154a0

Ezashi T., Telugu B.P., Alexenko A.P., Sachdev S., Sinha S., Roberts R.M., 2009. Derivation of induced pluripotent stem cells from pig somatic cells. Proc. Natl. Acad. Sci., 106, 10993-10998. https://doi.org/10.1073/pnas.0905284106

Ezashi T., Yuan Y., Roberts R.M., 2016. Pluripotent stem cells from domesticated mammals. Annu. Rev. Anim. Biosci., 4, 223-253. https://doi.org/10.1146/annurev-animal-021815-111202

Fagerlund I., Dougalis A., Shakirzyanova A., Mireia Gómez-Budia M., Pelkonen A., Konttinen H., Ohtonen S., Fazaludeen M.F., Koskuvi M., Kuusisto J., Hernández D., Pebay A., Koistinaho J., Rauramaa T., Lehtonen S., Korhonen P., Malm T., 2021. Microglia-like Cells Promote Neuronal Functions in Cerebral Organoids. Cells, 11, 124. https://doi.org/10.3390/cells11010124

Florio M., Albert M., Taverna E., Namba T., Brandl H., Lewitus E., Haffner C., Sykes A., Wong F.K., Peters J., Guhr E., Klemroth S., Prüfer K., Kelso J., Naumann R., Nüsslein I., Dahl A., Lachmann R., Pääbo S., Huttner W.B., 2015. Human-specific gene ARHGAP11B promotes basal progenitor amplification and neocortex expansion. Science, 347, 1465-1470. https://doi.org/10.1126/science.aaa1975

Fortuna P.R.J., Bielefeldt-Ohmann H., Ovchinnikov D.A., Wolvetang E.J., Whitworth D.J., 2018. Cortical neurons derived from equine pluripotent stem cells are susceptible to neurotropic Flavivirus infection and replication: an in vitro model for equine neuropathic diseases. Stem Cells Dev., 27, 704-715. https://doi.org/10.1089/scd.2017.0106

Gabriel E., Albanna W., Pasquini G., Ramani A., Josipovic N., Mariappan A., Schinzel F., Karch C.M., Bao G., Gottardo M., Suren A.A., Hescheler J., Nagel-Wolfrum K., Persico V., Rizzoli S.O., Altmüller J., Riparbelli M.G., Callaini G., Goureau O., Papantonis A., Busskamp V., Schneider T., Gopalakrishnan J., 2021. Human brain organoids assemble functionally integrated bilateral optic vesicles. Cell Stem Cell., 28, 1740-1757.e8. https://doi.org/10.1016/j stem.2021.07.010

Gao X., Nowak-lmialek M., Chen X., Chen D., Herrmann D., Ruan D., Chen ACH., Eckersley-Maslin MA., Ahmad S., Lee YL., Kobayashi T., Ryan D., Zhong J., Zhu J., Wu J., Lan G., Petkov S., Yang J., Antunes L., Campos L.S., Fu B., Wang S., Yong Y., Wang X., Xue S.G., Ge L., Liu Z., Huang Y., Nie T., Li P., Wu D., Pei D., Zhang Y., Lu L., Yang F., Kimber S.J., Reik W., Zou X., Shang Z., Lai L., Surani A., Tam P.P.L., Ahmed A., Yeung W.S.B., Teichmann S.A., Niemann H., Liu P., 2019. Establishment of porcine and human expanded potential stem cells. Nat. Cell Biol., 21, 687-699. https://doi.org/10.1038/s41556-019-0333-2

Gilmore E.C., Walsh C.A., 2013. Genetic causes of microcephaly and lessons for neuronal development. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol., 2, 461-478. https://doi.org/10.1002/wdev.89

Green S.L., 1997. Rabies. Vet. Clin. North Am. Equine Pract., 13, 1-11. https://doi.org/10.1016/S0749-0739(17)30251-1

Green D., Whitener A.E., Mohanty S., Lekven A.C., 2015. Vertebrate nervous system posteriorization:

Grading the function of Wnt signaling. Dev. Dyn., 244, 507-512. https://doi.org/10.1002/dvdy.24230

Guo G., von Meyenn F., Santos F., Chen Y., Reik W., Bertone P., Smith A., Nichols J., 2016. Naive pluripotent stem cells derived directly from isolated cells of the human inner cell mass. Stem Cell Rep., 6, 437-446. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2016.02.005

Ham O., Jin Y.B., Kim J., Lee M.O., 2020. Blood vessel formation in cerebral organoids formed from human embryonicstem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 521, 84-90. https://doi.org/10.1016/j. bbrc.2019.10.079

Heide M., Haffner C., Murayama A., Kurotaki Y., Shinohara H., Okano H., Sasaki E., Huttner W.B., 2020. Human-specific ARHGAP11B increases size and folding of primate neocortex in the fetal marmoset. Science, 369, 546-550. https://doi.org/10.1126/science.abb2401

Honda A., Hatori M., Hirose M., Honda C., Izu H., Inoue K., Hirasawa R., Matoba S., Togayachi S., Miyoshi H., Ogura A., 2013. Naive-like conversion overcomes the limited differentiation capacity of induced pluripotent stem cells. J. Biol. Chem., 288, 26157-26166. https://doi.org/10.1074/jbc.M113.502492

Jelsing J., Nielsen R., Olsen A.K., Grand N., Hemmingsen R., Pakkenberg B., 2006. The postnatal development of neocortical neurons and glial cells in the Gottingen minipig and the domestic pig brain. J. Exp. Biol., 209, 1454-1462. https://doi.org/10.1242/jeb.02141

Jerison H.J., 1977. The theory of encephalisation. Ann. N.Y. Acad. Sci., 299, 146-160. https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.1977.tb41903.x

John S.E., Lovell T.J.H., Opie N.L., Wilson S., Scordas T.C., Wong Y.T., Rind G.S., Ronayne S., Bauquier S.H., May C.N., Grayden D.B., O'Brien T.J., Oxley T.J., 2017. The ovine motor cortex: A review of functional mapping and cytoarchitecture. Neurosci. Biobehav. Rev., 80, 306-315. https://doi.org/10.1016/j.neubiorev.2017.06.002

Kalebic N., Gilardi C., Albert M., Namba T., Long K.R., Kostic M., Langen B., Huttner W.B., 2018. Human-specific ARHGAP11B induces hallmarks of neocortical expansion in developing ferret neocortex. Elife, 7:e41241. https://doi.org/10.7554/eLife.41241

Kanton S., Boyle M.J., He Z., Santel M., Weigert A., Sanchís-Calleja F., Guijarro P., Sidow L., Fleck J.S., Han D., Qian Z., Heide M., Huttner W.B., Khaitovich P., Pääbo S., Treutlein B., Camp J.G., 2019. Organoid single-cell genomic atlas uncovers human-specific features of brain development. Nature, 574, 418-422. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1654-9

Kinoshita M., Barber M., Mansfield W., Cui Y., Spindlow D., Stirparo G.G., Dietmann S., Nichols J., Smith A., 2021a. Capture of mouse and human stem cells with features of formative pluripotency. Cell Stem Cell., 28, 453-471.e8. https://doi.org/10.1016/j.stem.2020.11.005

Kinoshita M., Kobayashi T., Planells B., Klisch D., Spindlow D., Masaki H., Bornelöv S., Stirparo G.G., Matsunari H., Uchikura A., Lamas-Toranzo I., Nichols J., Nakauchi H., Nagashima H., Alberio R., Smith A.,
2021b. Pluripotent stem cells related to embryonic disc exhibit common self-renewal requirements in diverse livestock species. Development, 148, dev199901 https://doi.org/10.1242/dev.199901

Koh S., Piedrahita J.A., 2014. From "ES-like" cells to induced pluripotent stem cells: a historical perspective in domestic animals. Theriogenology, 81, 103-111. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2013.09.009

Krenn V., Bosone C., Burkard TR., Spanier J., Kalinke U., Calistri A., Salata C., Rilo Christoff R., Pestana Garcez P., Mirazimi A., Knoblich JA., 2021. Cell Stem Cell., 28, 1362-1379.e7. https://doi.org/10.1016/j.stem.2021.03.004

Kumar B., Manuja A., Gulati B.R., Virmani N., Tripathi B.N., 2018. Zoonotic viral diseases of equines and their impact on human and animal health. Open Virol. J., 12, 80-98. https://doi.org/10.2174/1874357901812010080

De Kumar A., Malakar D., Akshey Y.S., Jena M.K., Dutta R., 2011. Isolation and characterization of embryonic stem cell-like cells from in vitro produced goat (Capra hircus) embryos. Anim. Biotechnol., 22, 181-196. https://doi.org/10.1080/10495398.2011.622189

Lancaster M.A., Renner M., Martin C.A., Wenzel D., Bicknell L.S., Hurles M.E., Homfray T., Penninger J.M., Jackson A.P., Knoblich J.A., 2013. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature, 501, 373-379. https://doi.org/10.1038/nature12517

Lancaster M.A., Corsini N.S., Wolfinger S., Gustafson E.H., Phillips A.W., Burkard T.R., Otani T., Livesey F.J., Knoblich J.A., 2017. Guided self-organization and cortical plate formation in human brain organoids. Nat. Biotechnol., 35, 659-666. https://doi.org/10.1038/nbt.3906

Lecollinet S., Pronost S., Coulpier M., Beck C., Gonzalez G., Leblond A., Tritz P., 2019. Viral equine encephalitis, a growing threat to the horse population in Europe? Viruses, 12, 23. https://doi.org/10.3390/v12010023

Liu J., Balehosur D., Murray B., Kelly J.M., Sumer H., Verma P.J., 2012. Generation and characterization of reprogrammed sheep induced pluripotent stem cells. Theriogenology, 77, 338-346.e1. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2011.08.006

Liyanage K.A., Steward C., Moffat B.A., Opie N.L., Rind G.S., John S.E., Ronayne S., May C.N., OBrien T.J., Milne M.E., Oxley T.J., 2016. Development and Implementation of a Corriedale Ovine Brain Atlas for Use in Atlas-Based Segmentation. PLoS One., 11, e0155974. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0155974

Marks H., Kalkan T., Menafra R., Denissov S., Jones K., Hofemeister H., Nichols J., Kranz A., Stewart A.F., Smith A., Stunnenberg H.G., 2012. The transcriptional and epigenomic foundations of ground state pluripo- tency. Cell. 149, 590-604. https://doi.org/10.1016/j. cell.2012.03.026

Martello G., Sugimoto T., Diamanti E., Joshi A., Hannah R., Ohtsuka S., Göttgens B., Niwa H., Smith

A., 2012. Esrrb is a pivotal target of the Gsk3/Tcf3 axis regulating embryonic stem cell self-renewal. Cell Stem Cell., 11, 491-504. https://doi.org/10.1016/j. stem.2012.06.008

Minervini S., Accogli G., Pirone A., Graïc J.M., Cozzi B., Desantis S., 2016. Brain Mass and Encephalization Quotients in the Domestic Industrial Pig (Sus scrofa). PLoSOne, 11, e0157378. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0157378

Nagy K., Sung H.K., Zhang P., Laflamme S., Vincent P., Agha-Mohammadi S., Woltjen K., Monetti C., Michael I.P., Smith L.C., Nagy A., 2011. Induced pluripotent stem cell lines derived from equine fibroblasts. Stem Cell Rev Rep., 7, 693-702. https://doi.org/10.1007/s12015-011-9239-5

Nakamura T., Okamoto I., Sasaki K., Yabuta Y., Iwatani C., Tsuchiya H., Seita Y., Nakamura S., Yamamoto T., Saitou M., 2016. A developmental coordinate of pluripo- tency among mice, monkeys and humans. Nature, 537, 57-62. https://doi.org/10.1038/nature19096

Nichols J., Smith A., 2009. Naïve and primed pluripo- tent states. Cell Stem Cell., 4, 487-492. https://doi.org/10.1016/j.stem.2009.05.015

Oladunni F.S., Horohov D.W., Chambers T.M., 2019. EHV-1: A constant threat to the horse industry. Front Microbiol., 10, 2668. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.02668

Ormel P.R., Vieira de Sa R., van Bodegraven E.J., Karst H., Harschnitz O., Sneeboer M.A.M., Johansen L.E., van Dijk R.E., Scheefhals N., van Berlekom A.B., Ribes Marinez E., Kling S., MacGillavry H.D., van den Berg L.H., Kahn R.S., Hol A.M., de Witte L.D., Pasterkamp R.J., 2018. Microglia innately develop within cere- bral organoids. Nat. Commun., 9, 4167. https://doi.org/10.1038/s41467-018-06684-2

Osteil P., Tapponnier Y., Markossian S., Godet M., Schmaltz-Panneau B., Jouneau L., Cabau C., Joly T., Blachère T., Gócza E., Bernat A., Yerle M., Acloque H., Hidot S., Bosze Z., Duranthon V., Savatier P., Afanassieff M., 2013. Induced pluripotent stem cells derived from rabbits exhibit some characteristics of naïve pluripotency. Biol. Open, 2, 613-628. https://doi.org/10.1242/bio.20134242

Pain B., 2021. Organoids in domestic animals: with which stem cells? Vet Res., 52, 38. https://doi.org/10.1186/s13567-021-00911-3

Pain B., Baquerre C., Coulpier M., 2021. Cerebral organoids and their potential for studies of brain diseases in domestic animals. Vet. Res., 52, 65. https://doi.org/10.1186/s13567-021-00931-z

Paris D.B., Stout T.A., 2010. Equine embryos and embryonic stem cells: defining reliable markers of pluripotency. Theriogenology, 74, 516-524. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2009.11.020

Park J.K., Kim H.S., Uh K.J., Choi K.H., Kim H.M., Lee T., Yang B.C., Kim H.J., Ka H.H., Kim H., Lee C.K., 2013. Primed pluripotent cell lines derived from various embryonic origins and somatic cells in pig. PLoSOne, 8, e52481. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0052481

Paşca S.P., 2019. Assembling human brain organoids. Science, 363, 126-127. https://doi.org/10.1126/science.aau5729

Pellegrini L., Bonfio C., Chadwick J., Begum F., Skehel M., Lancaster M.A., 2020. Human CNS barrier-for- ming organoids with cerebrospinal fluid production. Science, 369, eaaz5626. https://doi.org/10.1126/science.aaz5626

Peruffo A., Cozzi B., 2014. Bovine Brain: An in vitro translational model in developmental neuroscience and neurodegenerative research. Front Pediatr., 2, 74. https://doi.org/10.3389/fped.2014.00074

Pham M.T., Pollock K.M., Rose M.D., Cary W.A., Stewart H.R., Zhou P., Nolta J.A., Waldau B., 2018. Generation of human vascularized brain organoids. Neuro Report., 29, 588-593. https://doi.org/10.1097/WNR.00000000000001014

Pirone A., Miragliotta V., Ciregia F., Giannessi E., Cozzi B., 2018. The catecholaminergic innervation of the claustrum of the pig J. Anat., 232, 158-166. https://doi.org/10.1111/joa.12706

Puelles L., John L.R., Rubenstein J.L.R., 2003. Forebrain gene expression domains and the evolving prosome- ric model. Trends Neurosci., 26, 469-476. https://doi.org/10.1016/S0166-2236(03)00234-0

Qian X., Nguyen H.N., Song M.M., Hadiono C., Ogden S.C., Hammack C., Yao B., Hamersky G.R., Jacob F., Zhong C., Yoon K.J., Jeang W., Lin L., Li Y., Thakor J., Berg D.A., Zhang C., Kang E., Chickering M., Nauen D., Ho C.Y., Wen Z., Christian K.M., Shi P.Y., Maher B.J., Wu H., Jin P., Tang H., Song H., Ming G.L., 2016. Brain- region-specific organoids using mini-bioreactors for modeling ZIKV exposure. Cell, 165, 1238-1254. https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.04.032

Qian X., Song H., Ming G.L., 2019. Brain organoids: advances, applications and challe- nges Development, 146, dev166074. https://doi.org/10.1242/dev.166074

Ramos-Ibeas P., Sang F., Zhu Q., Tang W.W.C., Withey S., Klisch D., Wood L., Loose M., Surani M.A., Alberio R., 2019. Pluripotency and X chromosome dynamics revealed in pig pre-gastrulating embryos by single cell analysis. Nat Commun., 10, 500. https://doi.org/10.1038/s41467-019-08387-8

Rodríguez L.L., 2002. Emergence and re-em- gence of vesicular stomatitis in the United States. Virus Res., 85, 211-219. https://doi.org/10.1016/S0168-1702(02)00026-6

Rodríguez A., Allegrucci C., Alberio R., 2012. Modulation of pluripotency in the porcine embryo and iPS cells. PlosOne, 7, e49079. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0049079

Rossi G., Manfrin A., Lutolf M.P., 2018. Progress and potential in organoid research. Nat. Rev. Genet., 19, 671-687. https://doi.org/10.1038/s41576-018-0051-9

Ryan M.C., Kochunov P., Sherman P.M., Rowland L.M., Wijtenburg S.A., Acheson A., Hong L.E., Sladky J., McGuire S., 2018. Miniature pig magnetic resonance
spectroscopy model of normal adolescent brain development. J. Neurosci. Methods, 308, 173-182. https://doi.org/10.1016/j.jneumeth.2018.08.008

Sandmaier S.E., Nandal A., Powell A., Garrett W., Blomberg L., Donovan D.M., Talbot N., Telugu B.P., 2015. Generation of induced pluripotent stem cells from domestic goats. Mol. Reprod. Dev., 82, 709-721. https://doi.org/10.1002/mrd.22512

Sato T., Vries R.G., Snippert H.J., van de Wetering M., Barker N., Stange D.E., van Es J.H., Abo A., Kujala P., Peters P.J., Clevers H., 2009. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459, 262-265. https://doi.org/10.1038/nature07935

Schmidt M.J., Knemeyer C., Heinsen H., 2019. Neuroanatomy of the equine brain as revealed by high-field (3Tesla) magnetic-resonance-imaging. PLoSOne, 14, e0213814. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0213814

Silbereis JC., Pochareddy S., Zhu Y., Li M., Sestan N., 2016. The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system. Neuron, 89, 248-268. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2015.12.008

Simchick G., Shen A., Campbell B., Park HJ., West FD., Zhao Q., 2019. Pig Brains Have Homologous Resting-State Networks with Human Brains. Brain Connect., 9, 566-579. https://doi.org/10.1089/brain.2019.0673

Sjöstedt E., Zhong W., Fagerberg L., Karlsson M., Mitsios N., Adori C., Oksvold P., Edfors R., Limiszewska A., Hikmet F., Huang J., Du Y., Lin L., Dong Z., Yang L., Liu X., Jiang H., Xu X., Wang J., Yang H., Bolund L., Mardinoglu A., Zhang C., von Feilitzen K., Lindskog C., Pontén F., Luo Y., Hökfelt T., Uhén M., Mulder J., 2020. An atlas of the protein-coding genes in the human, pig, and mouse brain. Science, 367, 6482. https://doi.org/10.1126/science.aay5947

Smaers J.B., Rothman R.S., Hudson D.R., Balanoaff A.M., Beatty B., Dechmann D.K.N., de Vries D., Dunn J.C., Fleagle J.G., Gilbert C.C., Goswami A., Iwaniuk A.N., Jungers W.L., Kerney M., DT Ksepka D.T., Manger P.R., Mongle C.S., Rohlf J.F., Smith N.A., Soligo C., Weisbecker V., Safi K., 2021. The evolution of mammalian brain size. Sci. Adv., 7, eabe2101. https://doi.org/10.1126/sciadv.abe2101

Smith A., 2017, Formative pluripotency: the executive phase in a developmental continuum. Development, 144, 365-373. https://doi.org/10.1242/dev.142679

Soto-Perez J., Baumgartner M., Kanadia R.N., 2020. Role of NDE1 in the Development and Evolution of the Gyrified Cortex. Front Neurosci., 14, 617513. https://doi.org/10.3389/fnins.2020.617513

Steinhausen C., Zehl L., Haas-Rioth M., Morcinek K., Walkowiak W., Huggenberger S., 2016. Multivariate meta-analysis of brain-mass correlations in ethereal mammals. Front Neuroanat., 10, 91. https://doi.org/10.3389/fnana.2016.00091

Takahashi K., Yamanaka S., 2006. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult

fibroblast cultures by defined factors. Cell, 126, 663-676. https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.07.024

Talluri T.R., Kumar D., Glage S., Garrels W., Ivics Z., Debowski K., Behr R., Niemann H., Kues W.A., 2015. Derivation and characterization of bovine induced pluripotent stem cells by transposon-mediated reprogramming. Cell Reprogram., 17, 131-140. https://doi.org/10.1089/cell.2014.0080

Tancos Z., Nemes C., Polgar Z., Gocza E., Daniel N., Stout TA., Maraghechi P., Pirity M.K., Osteil P., Tapponnier Y., Markossian S., Godet M., Afanassieff M., Bosze Z., Duranthon V., Savatier P., Dinnyes A., 2012. Generation of rabbit pluripotent stem cell lines. Theriogenology, 78, 1774-1786. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2012.06.017

Tesar P.J., Chenoweth J.G., Brook F.A., Davies T.J., Evans E.P., Mack D.L., Gardner R.L., McKay R.D., 2007. New cell lines from mouse epiblast share defining features with human embryonic stem cells. Nature, 448, 196-199. https://doi.org/10.1038/nature05972

Thomson J.A., Kalishman J., Golos T.G., Durning M., Harris C.P., Becker R.A., Hearn J.P., 1995. Isolation of a primate embryonic stem cell line. Proc. Natl. Acad. Sci., 92, 7844-7848. https://doi.org/10.1073/pnas.92.17.7844

Thomson J.A., Itskovitz-Eldor J., Shapiro S.S., Waknitz M.A., Swiergiel J.J., Marshall V.S., Jones J.M., 1998. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science, 282, 1145-1147. https://doi.org/10.1126/science.282.5391.1145

Tosolini M., Brochard V., Adenot P., Chebrout M., Grillo G., Navia V., Beaujean N., Francastel C., Bonnet-Garnier A., Jouveau A., 2018. Contrasting epigenetic states of heterochromatin in the different types of mouse pluripotent stem cells. Sci Rep., 8, 5776. https://doi.org/10.1038/s41598-018-23822-4

Trujillo C.A., Gao R., Negraes P.D., Gu J., Buchanan J., Preissl S., Wang A., Wu W., Haddad G.G., Chaim I.A., Domissy A., Vandenberghe M., Devor A., Yeo G.W., Voytek B., Muotri A.R., 2019. Complex oscillatory waves emerging from cortical organoids model early human brain network development. Cell Stem Cell, 25, 558-569.e7. https://doi.org/10.1016/j stem.2019.08.002

Varrault A., Journot L., Bouschet T., 2019. Cerebral cortex generated from pluripotent stem cells to model corticogenesis and rebuild cortical circuits: in vitro veritas? Stem Cells Dev., 28, 361-369. https://doi.org/10.1089/scd.2018.0233

Velasco S., Kedaigle A.J., Simmons S.K., Nash A., Rocha M., Quadrato G., Paulsen B., Nguyen L., Adiconis X., Regev A., Levin J.Z., Arlotta P., 2019. Individual brain organoids reproducibly form cell diversity of the human cerebral cortex. Nature, 570, 523-527. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1289-x

Vilarino M., Alba Soto D., Soledad Bogliotti Y., Yu L., Zhang Y., Wang C., Paulson E., Zhong C., Jin M., Carlos Izpisua Belmonte J., Wu J., Juan Ross P., 2020. Derivation of sheep embryonic stem cells under optimized conditions. Reproduction, 160, 761-772. https://doi.org/10.1530/REP-19-0606

Vrselja Z., Daniele S.G., Silbereis J., Talpo F., Morozov Y.M., Sousa A.M.M., Tanaka B.S., Skarica M., Pletikos M., Kaur N., Zhuang Z.W., Liu Z., Alkawadri R., Sinusas A.J., Latham S.R., Waxman S.G., Sestan N., 2019. Restoration of brain circulation and cellular functions hours post-mortem. Nature, 568, 336-343. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1099-1

Wang L.F., Anderson D.E., 2019. Viruses in bats and potential spillover to animals and humans. Curr. Opin. Virol., 34, 79-89. https://doi.org/10.1016/j.coviro.2018.12.007

Weatherman S., Feldmann H., de Wit E., 2018. Transmission of henipaviruses. Curr. Opin. Virol., 28, 7-11. https://doi.org/10.1016/j.coviro.2017.09.004

Xiang Y., Tanaka Y., Patterson B., Kang YJ., Govindaiah G., Roselaar N., Cakir B., Kim K.Y., Lombroso A.P., Hwang S.M., Zhong M., Stanley E.G., Elefanty A.G., Naegele J.R., Lee S.H., Weissman S.M., Park I.H., 2017. Fusion of regionally specified hPSC-derived organoids models human brain development and interneuron migration. Cell Stem Cell, 21, 383-398.e7. https://doi.org/10.1016/j stem.2017.07.007

Xu M., Lee E.M., Wen Z., Cheng Y., Huang W.K., Qian X., Tcw J., Kouznetsova J., Ogden SC., Hammack C., Jacob F., Nguyen H.N., Itkin M., Hanna C., Shinn P., Allen C., Michael SG., Simeonov A., Huang W., Christian K.M., Goate A., Brennand K.J., Huang R., Xia M., Ming G.L., Zheng W., Song H., Tang H., 2016. Identification of small-molecule inhibitors of Zika virus infection and induced neural cell death via a drug repurposing screen. Nat. Med., 22, 1101-1107. https://doi.org/10.1038/nm.4184

Xu R., Boreland A.J., Li X., Erickson C., Jin M., Atkins C., Pang Z.P., Daniels B.P., Jiang P., 2021. Developing human pluripotent stem cell-based cerebral organoids with a controllable microglia ratio for modeling brain development and pathology. Stem Cell Reports, 16, 1923-1937. https://doi.org/10.1016/j stemcr.2021.06.011

Yu J., Vodyanik M.A., Smuga-Otto K., Antosiewicz-Bourget J., Frane J.L., Tian S., Nie J., Jonsdottir G.A., Ruotti V., Stewart R., Slukvin II., Thomson J.A., 2007. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science, 318, 1917-1920. https://doi.org/10.1126/science.1151526

Zagorski M., Tabata Y., Brandenberg N., Lutolf M.P., Tkačik G., Bollenbach T., Briscoe J., Kicheva A., 2017. Decoding of position in the developing neural tube from antiparallel morphogen gradients. Science, 356, 1379-1383. https://doi.org/10.1126/science.aam5887

Zhi M., Zhang J., Tang Q., Yu D., Gao S., Gao D., Liu P., Guo J., Hai T., Gao J., Cao S., Zhao Z., Li C., Weng X., He M., Chen T., Wang Y., Long K., Jiao D., Li G., Zhang J., Liu Y., Lin Y., Pang D., Zhu Q., Chen N., Huang J., Chen X., Yao Y., Yang J., Xie Z., Huang X., Liu M., Zhang R., Li Q., Miao Y., Tian J., Huang X., Ouyang H., Liu B., Xie W., Zhou Q., Wei H., Liu Z., Zheng C., Li M., Han J., 2022. Generation and characterization of stable pig pregastrulation epiblast stem cell lines. Cell Res., 32, 383-400. https://doi.org/10.1038/s41422-021-00592-9
Résumé

Le cerveau est un organe complexe et tout modèle pour l'étudier dans ses aspects normaux et pathologiques devient un outil de choix en neurobiologie. La maîtrise et la diffusion de protocoles permettant le développement d'organoïdes cérébraux ont ouvert la voie à de nouvelles études dans le domaine du développement du cerveau, de la modélisation des maladies neurodégénératives ou neurodéveloppementales, de la compréhension des tumeurs ainsi que des maladies infectieuses qui affectent le cerveau. Alors que les études se sont focalisées principalement sur l'utilisation d'organoïdes cérébraux humains, il existe un intérêt croissant pour des modèles similaires chez d'autres espèces. Cette revue présente ce qui est actuellement développé dans ce domaine avec un accent particulier sur le potentiel des organoïdes cérébraux pour l'étude des maladies neuro-infectieuses des animaux domestiques, notamment du cheval. Pour cette espèce, les atteintes neurologiques liées aux encéphalites virales sont parmi les plus dommageables pour la filière. La mise au point de modèles d'organoïdes animaux et équins en particulier, les plus prédictifs possibles permettra à la fois de diminuer les coûts de recherche particulièrement élevés pour les études sur les maladies du cerveau et surtout de contribuer efficacement aux 3R, enjeu agronomique et sociétal.

Abstract

Brain organoids as models for studying neuropathologies in domestic animals

The brain is a complex organ and any model for studying it in its normal and pathological aspects becomes a tool of choice in neurobiology. The mastery and dissemination of protocols allowing the development of brain organoids have opened the way to new studies in the field of brain development, the modeling of neurodegenerative or neurodevelopmental diseases, the understanding of tumors as well as infectious diseases that affect the brain. While studies so far have mostly focused on the use of human brain organoids, there is increasing interest in similar models in other species. This review presents what is currently being developed in this field with particular emphasis on the potential of brain organoids for the study of neuro-infectious diseases in domestic animals, particularly in horses. For this species, neurological damage linked to viral encephalitis is among the most damaging to the industry. The development of organoid models for farm/domestic animals, and particularly for equine species, will reduce both the costs and time requirements of the research on neurological diseases in these species and allow further implementation of the 3R principles, at both agronomic and societal issues.

PAIN B., AURINE N., LA ROSA T., BAQUERRE C., COULPIER M., 2023. Potentiel des organoïdes cérébraux comme modèles d'étude des neuropathologies chez les animaux domestiques. In : Cellules souches et Organoïdes : réalités et perspectives. Taragnat C., Pain B. (Eds). Dossier, INRAE Prod. Anim., 36, 7637.

https://doi.org/10.20870/productions-animales.2023.36.2.7637

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