# La cavéoline-1 rigidifie la membrane plasmique et limite l'expansion de tunnels transcellulaires

Emmanuel Lemichez, Camille Morel, Cécile Leduc, Patricia Bassereau

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Emmanuel Lemichez, Camille Morel, Cécile Leduc, Patricia Bassereau. La cavéoline-1 rigidifie la membrane plasmique et limite l'expansion de tunnels transcellulaires. Médecine/Sciences, 2025, 41 (6-7), pp.558-560. 10.1051/medsci/2025093. hal-05150052

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Submitted on 8 Jul 2025

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La cavéoline-1 rigidifie
la membrane plasmique
et limite l'expansion
de tunnels transcellulaires

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Patricia Bassereau<fnref n="3" />

> Les exoenzymes de la famille EDIN (epidermal cell differentiation inhibitors), que sécrètent certaines souches de Staphylococcus aureus, provoquent l'ouverture de tunnels transcellulaires, de plusieurs micromètres de diamètre, dans les revêtements endothéliaux de la paroi des vaisseaux (Figure 1). Ces toxines sont des mono-ADP-ribosyl-transférase, qui pénètrent dans le cytoplasme des cellules hôtes pour inhiber la petite GTPase RhoA [1]. L'ouverture des tunnels à travers les cellules endothéliales est associée à une perte de la fonction de barrière de l'endothélium, qui se manifeste par des fuites vasculaires et une translocation accrue de S. aureus entre le compartiment sanguin et les tissus [1]. Des régulateurs cellulaires clés de la dynamique de ces tunnels transcellulaires, notamment l'ezrine et la protéine à domaine inverse-BAR MIM (missing in metastasis), ont précédemment été identifiés [1, 2]. Les résultats d'une nouvelle étude établissent que la cavéoline-1, une protéine en forme d'épingle à cheveux enchâssée dans la bicouche lipidique, contrôle la rigidité de courbure de la membrane plasmique, et influe ainsi sur le diamètre des tunnels transcellulaires endothéliaux [3].

Dépléter la cavéoline-1 augmente
le nombre et la largeur des tunnels
transcellulaires endothéliaux

Les cavéoles sont des nanoinvagina-
tions de la membrane plasmique, dont

le diamètre est compris entre 60 et
90 nm [4]. Elles sont particulièrement
nombreuses dans les cellules exposées
à d'importantes contraintes méca-
niques d'étirement, telles que les cel-
lules endothéliales. En réponse à une
augmentation soudaine de la tension
membranaire, les cavéoles se déplient
immédiatement pour libérer un réser-
voir de membrane plasmique et limiter
ainsi les déchirements membranaires
susceptibles de provoquer la mort cel-
lulaire [5]. Les cavéoles se forment au
feuillet interne de la bicouche lipidique
à partir de l'assemblage de disques
composés de 11 monomères de cavéo-
line. La formation des cavéoles résulte
de l'effet combiné de l'association
de molécules de caveine-1 aux disques
de cavéoline-1 et d'un enrichissement
membranaire local en cholestérol et
sphingolipides, qui sont des lipides
connus pour influer sur la rigidité mem-
branaire [6].

Les tunnels transcellulaires endothé-
liaux sont des structures dynamiques
transitoires à travers les cellules endo-
théliales intoxinées [1]. L'étape de
nucléation de ces tunnels repose sur
l'apposition des membranes basale et
apicale [7]. Elle est facilitée par un
désassemblage du cytosquelette d'ac-
tomyosine, dont l'organisation dépend
notamment de la GTPase RhoA, et par
la diminution de l'épaisseur cellulaire
en réponse à l'étalement de la cel-
lule (Figure 2). L'analyse fine et com-
plète du réseau formé par les filaments
d'actine dans les cellules endothéliales

intoxinées, par microscopie super-
résolutive 2D (microscopie à recon-
struction optique stochastique, STORM),
a révélé l'existence d'un réseau lâche
et peu structuré, et l'apparition de
larges zones dépourvues de ces fila-
ments d'actine. Par ailleurs, l'obser-
vation, par microscopie électronique à
transmission, de la face interne de la
membrane plasmique de cellules intoxi-
nées a mis en évidence une diminution
de la densité des cavéoles. Une telle
diminution est cohérente avec l'aug-
mentation de la tension membranaire
attendue en réponse à l'étalement des
cellules endothéliales qu'induit l'inhi-
bition de la GTPase RhoA par cette
famille de toxines. Les différents rôles
de la cavéoline-1 dans la formation des
tunnels transcellulaires endothéliaux,
qu'ils soient dépendants ou indépen-
dants de la structuration des cavéoles,
ont été déterminés grâce à une analyse
comparée des effets d'une déplétion
en cavéoline-1 ou en caveine-1. L'épais-
seur cellulaire moyenne, c'est-à-dire
le rapport entre le volume et la surface
d'adhérence des cellules à la matrice,
et la nucléation des tunnels trans-
cellulaires endothéliaux sont contrô-
lées par la structuration de cavéoles
(dépendant de la caveine-1 et de la
cavéoline-1), alors que l'élargissement
de ces tunnels est uniquement sous
contrôle de la cavéoline-1. Ainsi, un
défaut d'expression de la cavéoline-1
conduit à une augmentation de la den-
sité et de la largeur des tunnels trans-
cellulaires endothéliaux (Figure 1).

<footnote n="1">¹Unité des toxines bactériennes,
Département de microbiologie, Institut Pasteur,
Université Paris Cité, CNRS UMR6047, Inserm U1306,
Paris, France.</footnote>

<footnote n="2">²CNRS UMR7592, Institut Jacques Monod, Université Paris Cité, Paris, France.</footnote>

<footnote n="3">³Physique des cellules et cancer, CNRS UMR168, Institut Curie, Université Paris Sciences et Lettres, Paris, France.
Emmanuel.lemichez@pasteur.fr</footnote>
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**Figure 1. La cavéoline-1 contrôle le nombre et le diamètre des tunnels transcellulaires endothéliaux.** Image de tunnels transcellulaires (flèches jaunes) se formant après inhibition de la GTPase RhoA au sein de cellules endothéliales intoxicées. Les cellules expriment la protéine fluorescente GFP-LifeAct, qui marque l'actine filamentaire (signal blanc). De gauche à droite : cellules transfectées avec des ARN interférents (ARNi) témoins ou ciblant la caveine-1 ou la cavéoline-1. Barre d'échelle = 10 µm. Figure adaptée de [3].

## La cavéoline-1 contrôle la rigidité de la membrane plasmique

Les mécanismes qui sous-tendent l'effet de la cavéoline-1 sur l'expansion des tunnels transcellulaires endothéliaux ont pu être établis grâce à une approche combinant une mesure de la vitesse d'ouverture de ces tunnels et une modélisation biophysique. La durée de la phase d'élargissement des tunnels transcellulaires endothéliaux est constante : elle correspond au temps nécessaire à la construction d'un câble d'actomyosine ceinturant les tunnels, de rigidité suffisante pour contrebalancer la tension membranaire qui gouverne leur élargissement [8] (Figure 2). Ainsi, le diamètre maximal atteint par les tunnels transcellulaires endothéliaux est fonction de leur vitesse d'expansion. La perte de la cavéoline-1 dans les cellules intoxicées, contrairement à celle de la caveine-1, induit un doublement de la vitesse d'expansion des tunnels transcellulaires, ce qui est responsable de l'augmentation de leur diamètre (Figure 1). Il existe une analogie remarquable entre le phénomène de nucléation et d'ouverture des tunnels transcellulaires endothéliaux et le phénomène physique de « démouillage de

liquides visqueux », que l'on rencontre fréquemment dans la vie courante [9] (Figure 2). Dans ce phénomène physique, un liquide visqueux étalé sur une surface non-mouillante (par exemple la pâte à crêpe étalée sur une poêle non-adhésive) forme des zones sèches par rétraction du liquide au sein du film. Le concept de « démouillage cellulaire » postule ainsi que l'augmentation de l'étalement cellulaire induit une tension membranaire capable de nucléer des tunnels transcellulaires endothéliaux. Dans ce modèle, la tension membranaire est contrebalancée par la tension de ligne au bord de ces tunnels, une force qui rend compte de la résistance intrinsèque de la membrane à se courber. Contrairement au phénomène physique de démouillage, qui se poursuit jusqu'à la formation de gouttelettes, la construction du câble d'actomyosine autour des tunnels transcellulaires permet de stopper leur expansion [8] (Figure 2). Le modèle de démouillage cellulaire offre la possibilité, connaissant la densité de tunnels transcellulaires et leur vitesse d'expansion dans différentes conditions expérimentales, de calculer les variations de tension et de rigidité

membranaires correspondantes. Dans cette étude, le modèle prédit que l'absence de structuration des cavéoles (par déplétion en caveine-1 en utilisant l'interférence ARN) se traduit par une réduction modeste de la rigidité membranaire de 15%, alors que la perte d'expression de la cavéoline-1 entraîne une réduction beaucoup plus marquée de la rigidité membranaire, d'environ 55%. L'hypothèse d'un rôle majeur de la cavéoline-1 dans le contrôle de la rigidité membranaire a pu être confirmée par une mesure physique réalisée sur des liposomes géants produits à partir des cellules étudiées (« sphères de membrane plasmique »). En effet, la valeur de la rigidité membranaire peut être déduite de la mesure de la force nécessaire pour étirer un nanotube de membrane à partir d'un tel liposome, dont la tension de membrane est imposée. Ainsi, on mesure une rigidité membranaire relativement constante entre les cellules témoins et celles qui sont dépourvues de cavéoles (par déplétion en caveine-1). En revanche, l'absence de cavéoline-1 entraîne une diminution de 30% de la rigidité membranaire, en accord avec les prédictions du modèle théorique.
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**Figure 2.** **Principes du démouillage de liquides visqueux et du démouillage cellulaire.** En haut : démouillage cellulaire. De gauche à droite : une cellule endothéliale intoxicée perd ses câbles d'actomyosine et s'étale, entraînant ainsi une diminution de l'épaisseur cellulaire avec ouverture d'un tunnel transcellulaire endothélial, puis son élargissement. La nucléation et l'ouverture des tunnels transcellulaires endothéliaux sont induites par l'augmentation de la tension membranelle (flèches rouges) et limitées par la tension de ligne (flèches noires). Un câble d'actomyosine encercle progressivement ces tunnels (cercle vert) pour bloquer leur élargissement. En bas : démouillage d'un liquide visqueux. Le démouillage de liquide correspond à la rupture d'un film visqueux étiré sur une surface non mouillable jusqu'à la formation de gouttelettes. Figure réalisée avec BioRender.

### La caveoline-1 protège les souris contre l'effet létal de la toxine EDIN-B dans un modèle de bactériémie staphylococcique

Les bactériémies à S. aureus restent fréquentes, avec un impact souvent sévère sur la mortalité des patients. La lignée ST80 SARM-AC de ce staphylocoque est particulièrement répandue en Europe, et le gène codant la toxine EDIN-B est présent dans un petit nombre de souches. L'impact de l'EDIN-B a été évalué dans un modèle de bactériémie chez des sou-

ris déficientes pour le gène codant la caveoline-1 (souris *Cav1*⁻/⁻) et leurs congénères de génotype « sauvage » (*Cav1*⁺/⁺) issues des mêmes portées. Les animaux *Cav1*⁻/⁻ présentent une sensibilité accrue à la bactériémie causée par S. aureus produisant EDIN-B, que nous relations à l'activité enzymatique de cette toxine.

### Perspectives

Ces travaux de recherche ont mis en lumière le rôle protecteur de la caveo-

line-1 dans un processus infectieux, en lien avec une activité mécanorégulatrice de la rigidité membranelle. D'autres études seront nécessaires pour déterminer si ce contrôle de la rigidité membranelle par la caveoline-1 résulte de ses propriétés intrinsèques d'insertion dans la membrane, ou s'il découle d'une fonction de tri des lipides depuis le réticulum endoplasique vers la membrane plasmique. ◊

### Caveolin-1 stiffens the plasma membrane and limits transcellular tunnel expansion

#### LIENS D'INTÉRÊT

Les auteurs déclarent n'avoir aucun lien d'intérêt concernant les données publiées dans cet article.

#### RÉFÉRENCES

1. Lemichez E, Gonzalez-Rodriguez D, Bassereau P, Brochard-Wyart F. Transcellular tunnel dynamics: Control of cellular dewetting by actomyosin contractility and I-BAR proteins. *Biol Cell* 2012; 105: 109-17.

2. Charles-Orszag A, Lemichez E, Tran Van Nhieu G, Duménil G. Microbial pathogenesis meets biomechanics. *Curr Opin Cell Biol* 2016; 38: 31-7.

3. Morel C, Lemerle E, Tsai FC, et al. Caveolin-1 protects endothelial cells from extensive expansion of transcellular tunnel by stiffening the plasma membrane 2024; eLife 12: RP92078.

4. Lamaze C, Tardif N, Dewulf M, et al. The caveolae dress code: structure and signaling. *Curr Opin Cell Biol* 2017; 47: 117-25.

5. Sinha B, Köster D, Ruez R, et al. Cells respond to mechanical stress by rapid disassembly of caveolae. *Cell* 2011; 144: 402-13.

6. Rawicz W, Smith BA, McIntosh TJ, et al. Elasticity, strength, and water permeability of bilayers that contain raft microdomain-forming lipids. *Biophys J* 2008; 94: 4725-36.

7. Ng WP, Webster KD, Stefani C, et al. Force-induced transcellular tunnel formation in endothelial cells. *Mol Biol Cell* 2017; 28: 2650-60.

8. Stefani C, Gonzalez-Rodriguez D, Senju Y, et al. Ezrin enhances line tension along transcellular tunnel edges via NMIIa driven actomyosin cable formation. *Nat Commun* 2017; 8: 15839.

9. Gonzalez-Rodriguez D, Maddugoda MP, Stefani C, et al. Cellular dewetting: opening of macroapertures in endothelial cells. *Phys Rev Lett* 2012; 108: 218105.