## 2.Le glyphosate et son principal métabolite l'AMPA

### a.Définition

Le glyphosate est un herbicide utilisé en agriculture et en situations non agricoles pour le contrôle d'une large gamme de mauvaises herbes.

Chimiquement, la substance active glyphosate (N-phosphonométhyl-glycine) est un dérivé de la glycine, le plus petit acide aminé trouvé dans les protéines. Dans la molécule de glyphosate, un des atomes d'hydrogène de la fonction amine de la glycine est remplacé par un groupement méthylphosphonique. Les végétaux absorbent le glyphosate par leurs feuilles et les autres parties vertes. La molécule se lie ensuite à l'enzyme énolpyruvylshikimate-3-phosphate synthase (EPSPS) située dans les chloroplastes et bloque son activité. La synthèse d'un précurseur des acides aminés aromatiques et, en définitive, d'hormones, de vitamines et autres métabolites essentiels à la croissance des végétaux s'en trouve ainsi inhibée (Minh et al. 2015).

### b.Origine

La molécule « glyphosate » a été brevetée par Monsanto au début des années 1970 comme substance active de l'herbicide Roundup®. Le Roundup a été commercialisé pour le grand public en 1974 comme herbicide à large spectre, devenant rapidement l'un des désherbants les plus vendus depuis 1980.

Depuis l'expiration de son brevet en 2000, le glyphosate a été commercialisé par diverses sociétés et plusieurs centaines de produits de protection des plantes contenant du glyphosate sont actuellement homologués en Europe pour être utilisés sur les terres cultivées. Dans certains pays européens, par exemple au Royaume-Uni et en Allemagne, les agriculteurs ont recours au glyphosate pour gérer jusqu'à 40 % des surfaces agricoles totales. Cette molécule représente environ 25% des parts de marché des herbicides.

### C.Aspects réglementaires

Fin juin 2016, la Commission européenne a décidé de prolonger l'autorisation du glyphosate, pour 18 mois, et de restreindre son utilisation (certains adjuvants sont interdits et des règles limitent son utilisation dans les parcs et les jardins publics), alors qu'il était question d'une reconduite pour 15 ans sans restriction. Ce revirement de la CE est liée à la mobilisation citoyenne et à la pression de divers organismes comme le CIRC (Centre international de recherche sur le cancer), l'OMS (Organisation mondiale de la Santé), ou encore les ONG Greenpeace et Avaaz qui ont dénoncé des conflits d'intérêts avec des industriels... dont Monsanto, et renvoyé au rapport publié par l'OMS et le CIRC en mars 2015. Ce rapport concluait que le glyphosate est un «cancérogène probable pour l'homme et pour l'animal». Les effets sanitaires du glyphosate ont été réévalués par l'Agence européenne des produits chimiques (ECHA) ou, plus précisément, le CER (comité scientifique composé d'experts désignés par les États membres de l'Union européenne et nommés par l'ECHA). Le 15 mars 2017, l'ECHA maintenant la classification du glyphosate comme substance pouvant entrainer des lésions oculaires graves et ayant un effet toxique sur le long terme sur le milieu aquatique. Bien que classé, depuis le 20 mars 2015, comme « probablement cancérogène » par le Centre international de recherche sur le cancer, le glyphosate n'est donc pas considéré comme une substance carcinogène, mutagène ou toxique pour la reproduction au sens de la législation européenne ; ce qui est l'objet de polémiques.

### d.Les biocapteurs développés pour la détection du glyphosate

Il existe plusieurs méthodes standardisées pour la détection au laboratoire du glyphosate et de son principal métabolite, l'AMPA. Les échantillonneurs passifs actuellement développés et qui font l'objet de gros efforts de la part de l'AFB pour en faire des outils utilisés en routine pour l'évaluation des milieux aquatiques, ne permettent pas encore de retenir et donc de mesurer les molécules très polaires et hydrophiles comme le glyphosate et son métabolite l'AMPA. Ce verrou technique, tout comme la pression sociétale née des multiples polémiques concernant ce pesticide, renforcent
l'intérêt de développer un biocapteur ciblé sur la détection du glyphosate et de l'AMPA. Cependant, aucun projet concernant l'AMPA n'a été identifié et force est de constater que les méthodes développées pour la détection du glyphosate ne sont pas très nombreuses (Tableaux 13 et 14 ci-dessous).

Notons que la conception de polymères à empreinte moléculaire (MIP) spécifique du glyphosate peut être valorisée à la fois dans le développement d'un biocapteur (Minh et al. 2015) et dans celui d'un échantillonneur passif ciblé sur le glyphosate (Puzio et al. 2014).

Comme pour le 17β œstradiol et le Bisphénol A, un kit ELISA est commercialisé par la société ABRAXYS.
<table><caption>Tableau 13 : Biocapteurs, développés jusqu'à un stade de maturité technologique élevé mais non commercialisés, pour la détection du glyphosate</caption><thead><tr><th colspan="11">Travaux de recherche</th></tr><tr><th>Molécule</th><th>Type de récepteur</th><th>Type de transducteur</th><th>Type de signal</th><th>Matrice</th><th>Stade de maturité technologique</th><th>Limite de détection</th><th>Gamme de détection</th><th>Références bibliographiques</th><th>Remarques/précisions (avantages et inconvénients)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Glyphosate</td><td>Polymère à empreinte moléculaire obtenu par électropolymérisation de nanoparticules de p-aminothiophenol fonctionnalisées avec de l'or en présence de glyphosate</td><td>Electrochimique</td><td>Voltamétrie</td><td>Eaux (test sur l'eau du robinet)</td><td></td><td>0,8 pg/L</td><td>1 pg/L - 1 µg/L</td><td>Minh Huy D., A. Florea, A. Farre, A. Bonhomme, F. Bessueille, F. Vocanson, Nhu-Trang T-T., N. Jaffrezic-Renault. Molecularly imprinted polymer-based electrochemical sensor for the sensitive detection of glyphosate herbicide. International Journal of environmental analytical chemistry, 2015, 95(15): 1489-1501</td><td></td></tr><tr><td>Glyphosate</td><td>Oligopeptide, TPFDLRPSSDTR</td><td>SPR gold sensor chip</td><td>Résonance de plasmon de surface</td><td>Buffer solution</td><td>Test laboratoire</td><td>0.58 µM</td><td></td><td>Ding X., Yang KL. Development of an oligopeptide functionalized surface plasmon resonance biosensor for online detection of glyphosate. Anal Chem. 2013 Jun 18;85(12):5727-33</td><td>On reste loin du seuil réglementaire</td></tr><tr><td>Glyphosate</td><td>Atemoya peroxidase, enzyme, mesure de l'inhibition</td><td>Electrochimique</td><td>Voltamétrie</td><td>Phosphate buffer solution (pH 7.0)<br/>Test dans l'eau naturelle</td><td>Test laboratoire</td><td>30 µg L<sup>-1</sup><br/>LOD non déterminée dans l'eau naturelle</td><td>0.10 and 4.55 mg L<sup>-1</sup><br/>0,2, 1 et 1,75 mg/l</td><td>Oliveira GC1, Moccelini SK, Castilho M, Terezo AJ, Possavatz J, Magalhães MR, Dores EF., Biosensor based on atemoya peroxidase immobilised on modified nanoclay for glyphosate biomonitoring. Talanta. 2012 Aug 30;98:130-6</td><td>On reste loin du seuil réglementaire</td></tr><tr><td>Glyphosate</td><td>Anticorps</td><td>Optique</td><td>Fluorescence</td><td></td><td>Test laboratoire</td><td>8 ng/mL</td><td>0.01-80 µg/mL</td><td>Wang D, Lin B, Cao Y, Guo M, Yu Y. A Highly Selective and Sensitive Fluorescence Detection Method of Glyphosate Based on an Immune Reaction Strategy of Carbon Dot Labeled Antibody and Antigen Magnetic Beads. J Agric Food Chem. 2016 Aug 3;64(30):6042-50</td><td>On reste loin du seuil réglementaire</td></tr><tr><td>Glyphosate</td><td>MIP</td><td>Optique</td><td>Chimiluminescence</td><td>En buffer</td><td>Plaque 96 puits</td><td>0.046 µg mL<sup>-1</sup></td><td>0.5 µg mL<sup>-1</sup> à 35 µg mL<sup>-1</sup></td><td>Zhao P, Yan M, Zhang C, Peng R, Ma D, Yu J. Determination of glyphosate in foodstuff by one novel chemiluminescence-molecular imprinting sensor. Spectrochim Acta A Mol Biomol Spectrosc. 2011 May;78(5):1482-6.</td><td>On reste loin du seuil réglementaire</td></tr><tr><td>Glyphosate</td><td>Inhibition de l'activité de l'HRP</td><td>Electrochimique</td><td>Voltamétrie</td><td>En buffer</td><td></td><td>1.70 µg L<sup>-1</sup></td><td>0.25-14.0 µg L<sup>-1</sup></td><td>Songa EA, Arotiba OA, Owino JH, Jahed N, Baker PG, Iwuoha EI. Electrochemical detection of glyphosate herbicide using horseradish peroxidase immobilized on sulfonated polymer matrix. Bioelectrochemistry. 2009 Jun;75(2):117-23.</td><td>Pas spécifique au glyphosate</td></tr></tbody></table>

<table><caption>Tableau 14 : Autre méthode analytique disponible et commercialisée pour la détection du glyphosate</caption><thead><tr><th colspan="6">Méthode analytique commercialisée</th></tr><tr><th>Molécules détectées</th><th>Nom commercial, usages</th><th>Principe technologique</th><th>Matrice</th><th>Commercialisation</th><th>Remarques</th></tr></thead><tbody><tr><td>Glyphosate</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits ou test avec particules magnétiques)</td><td>lim de détection = 50 ppt</td><td>Eaux, sol et aliments</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td>Autres pesticides également détectables sur le même principe (cf glyphosate flyer)</td></tr></tbody></table>
### 3.Le mercure (Hg) et autres Éléments Traces Métalliques (EMT)

Certains métaux comme le plomb (Pb), le mercure (Hg) et le cadmium (Cd) ne sont pas essentiels aux réactions biologiques. Au contraire, ils sont dangereux pour les organismes vivants même à faible concentration car ils favorisent la prolifération de radicaux libres. Le mercure est également considéré comme neurotoxique, génotoxique et tératogène. De plus, il est stocké dans des organes vitaux où il se lie avec des protéines et des enzymes contenant du souffre, ce qui perturbe leur fonctionnement et est à l'origine de plusieurs maladies (Liu et al. 2015).

Le cycle biogéochimique du mercure dans l'environnement est complexe et encore imparfaitement connu (Figure 32). Deux aspects d'importance sont néanmoins parfaitement identifiés. D'une part, le mercure subit un phénomène de bioaccumulation le long de la chaine alimentaire. Il peut donc être présent en grande concentration chez les prédateurs. Il a également la capacité d'être transporté par voie atmosphérique, de se condenser ou se volatiliser en fonction de la température, ce qui explique que les concentrations présentes dans l'environnement sont variables et ne sont pas directement liées aux sources d'émission.

<figure><img src="image_35.png" /><figcaption>Figure 32 : Représentaiton schématique du cycle du mercure dans l'environnement</figcaption></figure>

La contamination des écosystèmes par le mercure représente donc un enjeu de santé publique ce qui justifie la recherche de moyens de surveillance efficaces, rapides, sensibles, peu coûteux.

Le Tableau 15 ci-dessous reprend les principaux travaux conduits dans cet objectif et ayant fait l'objet de publications. Les Tableau 16 et Tableau 17 concernent respectivement les produits déjà commercialisés et les projets en cours abordés au cours des entretiens.
<table><caption>Tableau 15 : Biocapteurs, développés jusqu'à un stade de maturité technologique élevé mais non commercialisés, pour la détection du mercure (et parfois d'autres ETM et polluants)</caption><thead><tr><th colspan="10">Travaux de recherche</th></tr><tr><th>Molécule</th><th>Type de récepteur</th><th>Type de transducteur</th><th>Type de signal</th><th>Matrice</th><th>Stade de maturité technologique</th><th>Limite de détection</th><th>Gamme de détection</th><th>Références bibliographiques</th><th>Remarques/précisions (avantages et inconvénients)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Métaux</td><td>Algues immobilisées sur des électrodes par des couches autoassemblées (SAMs)</td><td>Conductimétrique (Mesure l'activité photosynthétique résiduelle par la mesure de l'inhibition de l'activité phosphatase qui est perturbée en présence de métaux)</td><td>Conductivité</td><td>Eaux (rejets de réservoir d'orage et eaux d'infiltration urbaines)</td><td>Preuve de concept</td><td></td><td></td><td>Gosset A, Y. Ferro, M. Perullini, M. Jobbagy, S. A. Bilmes, C. Durrieu. Des biocapteurs algaux au service de la surveillance des milieux aquatiques vulnérables Algal biosensors for the monitoring of vulnerable water bodies. https://www.researchgate.net/publication/304622997_Des-algaux-au_service_de_la_surveillance_des_milieux_aquatiques_vulnérables</td><td>Cette technologie pourrait fournir un bon outil d'alerte de la contamination par les métaux des rejets urbains</td></tr><tr><td>Mercure, hydroxydes d'ammonium et formaldéhyde</td><td>Bactéries bioluminescentes fixées dans une matrice d'alginate de calcium à la surface de la puce CMOS</td><td>Photodétecteur basé sur une technologie électronique (complementary metal-oxide-semiconductors (CMOS))</td><td>Lumière</td><td>Eaux</td><td>Prototype et essais sur échantillons naturels contaminés par des ETM</td><td></td><td></td><td>T. Axelrod, E. Eltzov, R.S.Marks. Bioluminescent bioreporterpadbiosensorformonitoringwater toxicity. 2016. Talanta 149:290-297</td><td>Étude établissant la preuve de concept même si d'autres souches de bactéries bioluminescentes pourraient être tester notamment pour améliorer la spécificité de l'appareil.</td></tr><tr><td>Mercure en solution aqueuse (Hg<sup>2+</sup>)</td><td>Biorécepteur à ADN : Brin d'ADN enrichi en thymine immobilisé à la surface d'un composé nanoporeux d'oxide de Cu et de nano-chitosan (Cu2O@NCs)</td><td>Signal électrochimique émis par l'hybridation de mercure et formation de complexe T-Hg<sup>2+</sup>-T. Le signal est détecté par spectroscope à impédance (EIS)</td><td>Electrochimique (impédance)</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept</td><td>0.15 nmol L<sup>-1</sup></td><td>1 to 100 nmol L<sup>-1</sup></td><td>S. Liu, M.Kang, F. Yan, D.Peng, Y. Yang, L. He, M. Wang, S. Fang, Z. Zhang. Electrochemical DNA Biosensor Based on Microspheres of Cuprous Oxide and Nano-chitosan for Hg(II) Detection. 2015. Electrochimica Acta 160:64-73</td><td></td></tr><tr><td>Mercure en solution aqueuse (Hg<sup>2+</sup>)</td><td>Biorécepteur à ADN : Brin d'ADN enrichi en thymine immobilisé à la surface d'un composé magnétique de CoFe2O4@Ag, lui-même enroulé autour d'un nanotube de carbone.</td><td>Un signal Raman est émis par le complexe CoFe2O4@Ag@ssDNA@nanotube de carbone. En présence de mercure, du fait de la très forte affinité du mercure pour la molécule de Thymine, un complexe T-Hg<sup>2+</sup>-T se forme, libérant les nanotubes de carbone ce qui affaiblit nettement le signal Raman. Le signal est détecté par la technologie SERS (Surface enhancement Raman spectrum) (cf shéma ce-dessous)</td><td>Optique</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept</td><td>0.84 pM</td><td>1 pM to 100 nM</td><td>X. Yang, Y. He, X. Wang, R. Yuan. A SERS biosensor with magnetic substrate CoFe2O4@Ag for sensitive detection of Hg<sup>2+</sup>. 2017. Applied Surface Science 416:571-586.</td><td></td></tr><tr><td>Cd, Hg, Pb, 2,4-dinitrophenol, 2,4,6-trichlorophenol, and pentachlorophenol.</td><td>Cellules entières (culture d'hépatocytes humains en plaque 96 puits)</td><td>Signal électrochimique émis par la culture cellulaire et mesuré par spectroscope à impédance (EIS) au moyen d'une électrode composée de nanotubes de carbone et de billes d'oxyde de graphène (2 autres électrodes composent le transducteur)</td><td>Electrochimique (impédance)</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept (Méthode plus sensible que la méthode traditionnelle au MTT, méthode colorimétrique permettant d'évaluer la viabilité des cellules au sein d'un échantillon)</td><td></td><td></td><td>X. Zhua, G. Wua, N. Lua, X. Yuana, B. Li. A miniaturized electrochemical toxicity biosensor based on grapheneoxide quantum dots/carboxylated carbon nanotubes for assessment of priority pollutants. 2017. Journal of Hazardous Materials. 324:272-280</td><td>Ce bioessais permet de réaliser des tests cellulaires in vitro et ainsi d'évaluer la cytotoxicité d'échantillons environnementaux. Il pourrait être adapté pour un usage in situ et une surveillance non spécifique à large échelle.</td></tr><tr><td>Mercure en solution aqueuse (Hg<sup>2+</sup>)</td><td>Une sonde ADN, capable de s'hybrider avec un brin complémentaire d'ADN marqué et fluorescent, est fixée par liaison covalente à la surface d'une fibre optique. Le brin d'ADN contient aussi des molécules de thymine qui, en présence de mercure, se lient avec le mercure pour former des complexes T-Hg<sup>2+</sup>-T et ainsi provoquer le repliement en épingle à cheveux de la molécule d'ADN. Par un phénomène compétitif, la fluorescence diminue donc avec l'augmentation de la concentration en mercure.</td><td>Fibre optique</td><td>Optique</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept. Tests concluants sur échantillons naturels (eau du robinet, eau en bouteille et effluent tertiaire de station d'épuration)</td><td></td><td>0 to 6 µM</td><td>F. Long, C. Gao, H.C. Shi, M. He, A.N. Zhu, A.M. Klibanov, A.Z. Gu. Reusable evanescent wave DNA biosensor for rapid, highly sensitive, and selective detection of mercury ions. 2011. Biosensors and Bioelectronics 26:4018-4023</td><td>Méthode rapide, sensible, spécifique, reproductible (jusqu'à 100 analyses sans perte de performance). Cette méthode peut être utilisée pour la surveillance in situ de contamination par le mercure, d'autres ETM et même d'autres micropollants en modifiant d'autres brins d'ADN ou des aptamers.</td></tr><tr><td>Mercure en solution aqueuse (Hg<sup>2+</sup>)</td><td>Une sonde ADN ayant une configuration spatiale en épingle à cheveux, emprisonnant ainsi le site de fixation d'une endonucléase (enzyme de restriction) ayant la capacité de n'agir que sur un seul brin ADN (NEase) est fixée à la surface d'une électrode d'or. En présence de mercure et du brin d'ADN complémentaire, ce dernier s'hybride à la sonde ADN pour former une double hélice d'ADN intégrant des complexes T-Hg<sup>2+</sup>-T, libérant ainsi le site de fixation de la NEase et permettant la réaction enzymatique, ce qui produit des brins d'ADNc et du mercure. Le cycle peut donc se poursuivre et amplifier la réaction initiale. Cette réaction en chaine est mise en évidence par l'ajout de sondes marquées au bleu de méthylène qui ont la capacité de se fixer aux sondes ADN initiale après la réaction enzymatique.</td><td>Le signal électrochimique lié à la réduction du bleu de méthylène est mesuré par voltamétrie cyclique (CV), voltamétrie à onde carrée (SWV) et spectoscopie à impédance (EIS) au moyen de 3 électrodes (une électrode d'or modifiée, une électrode de référence Ag/AgCl et une électrode circulaire de platine)</td><td>Electrochimique (impédance)</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept. Tests concluants sur échantillons naturels (eau du robinet et eau d'un lac après filtration sur une membrane de 22 µm e dilution avec de l'acide nitrique)</td><td>1.6 pM</td><td>10 pM to 50 nM</td><td>M. Hong, M. Wang, J. Wang, X. Xu, Z. Lin. Ultrasensitive and selective electrochemical biosensor for detection of mercury (II) ions by nicking endonuclease-assisted target recycling and hybridization chain reaction signal amplification. 2017. Biosensors and Bioelectronics 94:19-23</td><td>Méthode sensible, spécifique, reproductible (sur 10 réplicats), utilisable pour la surveillance in situ de contamination par le mercure.</td></tr><tr><td>Mercure en solution aqueuse (Hg<sup>2+</sup>)</td><td>Cellules entières d'Escherichia coli génétiquement modifiée (son génome inclut le gène merR responsable de la résistance au mercure d'une autre bactérie : Serratia marcescens associée avec une séquence opérateur/promoteur également responsable de l'expression du gène gfp). La présence de mercure entraîne l'expression du gène gfp et la synthèse de la protéine fluorescente. Le gène merR est responsable de la stabilité et de la précision du biocapteur.</td><td>Fluorescence</td><td>Optique</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept sur échantillons de laboratoire</td><td></td><td>100-1700 nmol/L</td><td>H. Priyadarshi, A. Alam, P. Gireesh-Babu, R. Das, P.Kishore, S. Kumar, A. Chaudhari. A GFP-based bacterial biosensor with chromosomally integrated sensing cassette for quantitative detection of Hg(II) in environment. 2012. Journal of Environmental Sciences 24(5):963-968</td><td></td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_36.png" /><figcaption>Figure 33 : Schéma représentant le principe du biocapteur basé sur un composé magnétique de CoFe2O4@Ag enroulé autour de nanotubes de carbone</figcaption></figure>
<table><caption>Tableau 16 : Autre biocapteur disponible et commercialisé pour la détection d'EMT</caption><thead><tr><th colspan="7">Méthode analytique commercialisée</th></tr><tr><th>Molécules détectées</th><th>Nom commercial, usages</th><th>Principe technologique</th><th>Matrice</th><th>Commercialisation</th><th>Remarques</th></tr></thead><tbody><tr><td>Hg, Cr et aussi hydrocarbures, Pesticides (Dichlorvos, Carbaryl, Parathion, Paraquat, Atrazine, Diuron), Neurotoxins (Phenol) + Blooms algaux</td><td>AquaSentinel®</td><td>Mesure de la fluorescence naturelle des algues présentes dans l'échantillon, elle-même correllée avec l'activité photosynthétique des algues. Le profil d'altération observé est comparé à de nombreux profils bancarisés, ce qui permet de détecter la présence d'un perturbateur voire de l'identifier. L'échantillon est conservé en vue de son analyse en cas de détection de toxique.</td><td>Eau et cendre de charbon</td><td>SecureWaters North-America (USA) et SecureWaters EMEA (The Netherlands) : http://www.securewatersinc.com/aquasentinel_watersecuritysensor/</td><td>Gestionnaires de réseau interligents (Smart cities), municipalité, industriels</td></tr></tbody></table>

<table><caption>Tableau 17 : Autres biocapteurs en cours de développement pour la détection d'EMT</caption><thead><tr><th colspan="7">Projets</th></tr><tr><th>Molécules détectées</th><th>Stade de maturité</th><th>Principe technologique</th><th>Matrice</th><th>Organisme concepteur</th><th>Remarques</th></tr></thead><tbody><tr><td>Développement en cours de capteurs pour les ETM (prototype à l'horizon fin 2017) et de biocapteurs pour les petites molécules (pesticides et médicaments) à un stade TRL plus faible (prototype en 2021).</td><td>Technologie en cours de développement (TRL 6)</td><td>Immunocapteurs (nanobodies) électrochimiques</td><td>Eau</td><td>Société KLEARIA (entretien Mr Clément Nanteuil)</td><td>Le marché visé est celui de l'eau potable : détection de molécules cibles, représentative d'un groupe de micropolluants et du bassin versant concerné</td></tr><tr><td>Le laboratoire a déjà développé des biorécepteurs fonctionnels spécifiques pour plusieurs ETM : Hg, Zn, Cd, Co, Ni et aussi des biorécepteurs à plus large spectre (Il suffit qu'un voie génétique ait été identifiée) ainsi qu'un biodétecteur de toxicité globale.</td><td>Projet Life + environnement déposé</td><td>Sur la base des acquis du projet COMBITOX relatifs au conditionnement, la lyophilisation des bactéries, la calibration de leur réponse, ceprojet propose de développer un appareil mobile facile à utiliser pour une surveillance par un opérateur qui assurerait le prélèvement, l'incubation, la mise en lecture et la télétransmission des résultats. Cet appareil serait plus un outil d'alerte (mesure semi-quantitative). Les biorécepteurs sont des biorécepteurs à cellules (bactériennes) entières, génétiquement modifiées et qui émettent de la fluorescence dès qu'une voie génétique est activée par la présence d'un toxique. Le laboratoire a aussi développé des biocapteurs capables d'émettre de la fluorescence dans l'infrarouge et donc d'être employés dans les eaux turbides.</td><td>Eau</td><td>Laboratoire de Bioénergétique Cellulaire DRF/BIAM ; UMR7265 CNRS/CEA/Université Aix-Marseille CEA Cadarache Bat 156, 13108 Saint Paul lez Durance, France (entretien Mr David PIGNOL)</td><td></td></tr></tbody></table>
## 4.Les hydrocarbures, les composés chlorés et phénolés

### a.Définition

Les hydrocarbures sont des composés organiques composés de carbone et d'hydrogène. Il en existe de nombreuses molécules, habituellement classées selon la structure de leur molécule :

* Les alcanes, hydrocarbures saturés comme le méthane, le butane, l'hexane...et leurs isomères

* Les cycloalcanes

* Les alcènes, hydrocarbures insaturés comme l'éthène, le butadiène,...

* Les alcynes, hydrocarbures fortement insaturés comme l'éthyne (anciennement acétylène),

* Le aromatiques, hydrocarbures fortement insaturés comme le benzène, le méthylbenzène ou toluène, le vinylbenzène ou le styrène, le TriNitroToluène ou TNT.

<figure><img src="image_37.png" /></figure>

Parmi les hydrocarbures aromatiques, on distingue les hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP) qui contiennent au moins deux cycles aromatiques condensés ce qui leur confère des propriétés et une toxicité particulières. Ils sont répertoriés en tant que polluants organiques persistants (POP) dans le protocole d'Aarhus.

<figure><img src="image_38.png" /></figure>

Les phtalates sont également composés d'un noyau benzénique et de deux groupements carboxylates.

Certains hydrocarbures sont halogénés (ex : trichlorobutane, fluoropentane, trichloroéthylène, chlorure de vinyle ou chloroéthène) et ont des propriétés qui leur confère un intérêt industriel (insecticides, solvants, résines, silicones,...).

Les polymères d'hydrocarbures sont souvent utilisés en tant que revêtement (polychloroéthène ou PVC, polystyrène, polytérafluoroéthène utilisé par la marque Tefal) ou matériau textile (polypropène, polyacrilonitrile).

Le phénol est un alcool, composé d'un radical OH fixé sur une molécule de benzène. Les composés phénolés (alkylphénols, chlorophénol, nitrophénol, hydroquinone, catéchol,...) entrent dans la composition de nombreux produits industriels comme les pesticides, plastifiants, résines, adhésifs, durcisseurs, etc. À travers les rejets d'effluents industriels ou de déchets ménagers, ils contaminent souvent les masses d'eau naturelles où ils deviennent toxiques pour la santé humaine et les écosystèmes. Ils peuvent être aussi présents dans les sols.

<figure><img src="image_39.png" /></figure>

Les Polychlorobiphényle (PCB) et Polychlorotriphényle (PCT) sont des composés organiques composés de 2 ou 3 anneaux de phénol et d'un nombre variable d'atomes de chlore. Ils sont utilisés pour leur grande stabilité thermique et leurs caractéristiques électriques. Ils sont notamment employés comme isolants électriques pour les transformateurs et les condensateurs (pyralène) ou fluides caloporteurs pour le transfert de calories dans des installations industrielles diverses. Après leur apparition dans les années 50, ces produits se sont avérés rapidement nocifs pour l'homme et l'environnement et classés comme tel. Ils sont insolubles dans l'eau mais solubles dans la plupart des solvants organiques et dans les huiles végétales, stables et pratiquement pas biodégradables sauf à haute température ce qui conduit à la formation de furanes et de dioxines (produits toxiques et cancérogènes). Enfin ils sont bioaccumulables.

(https://www.actu-environnement.com/ae/dictionnaire_environnement/definition.php4)
Ils sont considérés comme des polluants organiques persistants (POP).

<figure><img src="image_40.png" /></figure>

Les polyphénols sont des composés naturels, bien connus pour leurs propriétés antioxydantes. Les méthodes traditionnelles d'analyse de ces composés sont chronophages, couteûses, nécessitent l'emploi de personnel qualifié et parfois la mise en œuvre d'étapes de préconcentration et d'extraction qui sont autant de sources d'erreurs (Diaconu, Litescu, and Radu 2010).

Que ce soit dans un objectif de surveillance de l'environnement ou pour des raisons industrielles, dans le cas des polyphénols notamment, le développement de biocapteurs pour
la détection et la mesure des composés chlorés, phénolés et des hydrocarbures présente un intérêt certain.

b. Les biocapteurs développés pour la détection des composés phénolés (Karim and Fakhruddin 2012)

*Des biocapteurs microbiens* (bactéries, levures) souvent associés à un transducteur ampérométrique ont été employés dans la conception de biocapteurs pour la détection de composés phénolés.

*Cependant, ce sont les biocapteurs enzymatiques* qui sont les plus fréquemment développés du fait de la spécificité des enzymes disponibles, qui peut, de plus, être améliorée par génie génétique. La stabilité des enzymes, quant à elle, peut être améliorée par diverses techniques de fixation des enzymes dans des matrices ou à la surface de microorganismes. Sanchez-Paniagua López, López-Cabarcos, and López-Ruiz (2012) ont comparés quatre biocapteurs ampérométriques basés sur la tyrosinase pour la détection de composés phénolés. Ils ont montré que la nature (organique ou inorganique) de la matrice dans laquelle étaient fixées les enzymes pouvait influencer la performance des biocapteurs, notamment leur sensibilité.

Les biocapteurs enzymatiques peuvent intégrer deux enzymes, permettant ainsi la détection de plusieurs composés phénolés en même temps.

*Des immunocapteurs* ont pu être conçus suite à la synthèse d'anticorps monoclonaux et recombinants.

Le Tableau 18 ci-dessous reprend quelques exemples de travaux menés dans le but de concevoir des biocapteurs pour la détection de composés phénolés tandis que le Tableau 19, page suivante, concerne des produits et méthodes commercialisés pour la détection de composés phénolés et chlorés bien que ce ne soient pas des biocapteurs.
<table><caption>Tableau 18 : Biocapteurs, développés jusqu'à un stade de maturité technologique élevé mais non commercialisés, pour la détection de composés phénolés</caption><thead><tr><th colspan="10">Travaux de recherche</th></tr><tr><th>Molécule</th><th>Type de récepteur</th><th>Type de transducteur</th><th>Type de signal</th><th>Matrice</th><th>Stade de maturité technologique</th><th>Limite de détection</th><th>Gamme de détection</th><th>Références bibliographiques</th><th>Remarques/précisions (avantages et inconvénients)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Bisphénol A et composés phénolés</td><td>Enzymes (tyrosinase) fonctionnalisées avec différentes nanoparticules (Oxydes de Fe, nanoparticules d'Au et nanoparticules de Ni)</td><td>Electrochimique</td><td>Ampérométrique</td><td>Solution aqueuse</td><td>Bioessais</td><td>8,3.10<sup>-9</sup> M (Oxydes de Fe);<br>1.10<sup>-8</sup> M (nanoparticules d'Au);<br>7,1.10<sup>-9</sup> M (nanoparticules de Ni)</td><td>2,2.10<sup>-8</sup> - 4.10<sup>-5</sup> M (Oxydes de Fe);<br>4,2.10<sup>-8</sup> -<br>3,6.10<sup>-5</sup> M (nanoparticules d'Au);<br>9,1.10<sup>-7</sup> - 4,8.10<sup>-5</sup> M (nanoparticules de Ni)</td><td>Alkasir R. S. J., Ganesana M., Won Y-H., Stanciu L., and Andreescu S. Enzyme functionalized nanoparticles for electrochemical biosensors: A comparative study with applications for the detection of bisphenol A. Biosensors and Bioelectronics 26 (2010) 43-49. doi:10.1016/j.bios.2010.05.001</td><td>Les électrodes fonctionnalisées avec des nanoparticules de Ni sont plus performantes que celles fonctionnalisées avec de l'oxyde de Fe ou de l'or. Elles permettent une détection du BPA de l'ordre du nanoMolaire</td></tr><tr><td>Composés phénolés dont le phénol, le Bisphenol A (BPA), le catechol et les crésols</td><td>Enzymes (tyrosinase) enchassées entre des couches altemées de chitosan et d'électrolytes, déposées sur une bandelette de papier</td><td>Optique (la réaction enzymatique entre la molécule cible et la tyrosinase produit une quinone qui se complexe avec le chitosan, ce qui induit un changement de couleur visible à l'oeil nu ou optimisé par analyse d'image)</td><td>Colorimétrique (mesure de l'intensité de la couleur)</td><td>Eaux (Eau du robinet, Eau de rivière)</td><td>Bioessais (preuve de concept de la technologie, y compris sur des échantillons naturels et technique de production de masse du récepteur sont acquis)</td><td>0.86 µg/L</td><td>Alkasir R. S. J., Ormatska M. and Andreescu S. Colorimetric Paper Bioassay for the Detection of Phenolic Compounds. Anal. Chem. 2012, 84, 9729-9737. dx.doi.org/10.1021/ac301110d</td><td>Cette technologie peut être facilement adaptée à d'autres polluants comme les COV, les phthalates ou les pesticides</td></tr><tr><td>Phénol</td><td>Enzymes (tyrosinase) enchassées dans une matrice de nanotubes de carbone et de glutaraldéhyde</td><td>Electrochimique</td><td>Ampérométrique</td><td>Eau de mer</td><td>Preuve de concept</td><td>0,14 10<sup>-6</sup> M</td><td>Alarcón G., Guix M, Ambrosi A, Ramirez Silva MT, Palomar Pardave ME, Merkogi A.Stable and sensitive flow-through monitoring of phenol using a carbon nanotube based screen printed biosensor. 2010. Nanotechnology 21(24):245502.</td><td>Cette technologie peut être adaptée à d'autres enzymes pour la détection d'autres polluants</td></tr><tr><td>Hydroquinone</td><td>Cellules entières (culture de cellules V79 de mammifères). La croissance et la capacité d'attachement de ces cellules est inversement proportionnelle à la dose d'hydroquinone présente.</td><td>Différence de potentiel mesurée par une électrode d'or (électrode de référence Ag/AgCl)</td><td>Electrochimique</td><td></td><td>Preuve de concept. Ces travaux ont également montré que l'exposition des cellules à de faibles doses d'hydroquinone pendant 15h les rendant plus adaptables et résistantes à de fortes doses d'hydroquinone.</td><td></td><td>Y. Wanga, Q. Chenb, X. Zenga. Potentiometric biosensor for studying hydroquinone cytotoxicity in vitro. 2010. Biosensors and Bioelectronics 25:1356-1362</td><td>Ce bioessais permet de réaliser des tests cellulaires de cytotoxicité — très sensibles. Il pourrait aussi être adapté pour un usage in situ et une surveillance environnementale.</td></tr><tr><td>Cd, Hg, Pb, 2,4-dinitrophenol, 2,4,6-trichlorophenol, et pentachlorophenol.</td><td>Cellules entières (culture d'hépatocytes humains en plaque 96 puits)</td><td>Signal électrochimique émis par la culture cellulaire et mesuré par spectroscopie à impédance (EIS) au moyen d'une électrode composée de nanotubes de carbone et de billes d'oxyde de graphène (2 autres électrodes composent le transducteur)</td><td>Electrochimique (impédance)</td><td>Eaux</td><td>Preuve de concept (Méthode plus sensible que la méthode traditionnelle au MTT, méthode colorimétrique permettant d'évaluer la viabilité des cellules au sein d'un échantillon)</td><td></td><td>X. Zhua, G. Wua, N. Lua, X. Yuana, B. Li. A miniaturized electrochemical toxicity biosensor based on grapheneoxide quantum dots/carboxylated carbon nanotubes for assessment of priority pollutants. 2017. Journal of Hazardous Materials. 324:272-280</td><td>Ce bioessais permet de réaliser des tests cellulaires ... et ainsi d'évaluer la cytotoxicité d'échantillons environnementaux. Il pourrait être adapté pour un usage in situ et une surveillance non spécifique à large échelle.</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 19 : Autres méthodes analytiques disponibles et commercialisées pour la détection de composés phénolés et chlorés</caption><thead><tr><th colspan="6">Méthode analytique commercialisée</th></tr><tr><th>Molécules détectées</th><th>Nom commercial, usages</th><th>Principe technologique</th><th>Matrice</th><th>Commercialisation</th><th>Remarques</th></tr></thead><tbody><tr><td>Alkylphénol</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Gamme de détection 5-500 µg/L</td><td>Eau</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Benzo(a)Pyrene</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Limite de détection = 0,30 ppb (µg/L)</td><td>Eau</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Coplanar Polychlorinated Biphenyls (PCBs)</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Gamme de détection 25-1000 ppt</td><td>eau (sous-terraines, surface et captage); possiblement d'autres matrices</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Higher chlorinated Polychlorinated Biphenyls (PCBs)</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Limite de détection ~ 0,2 ng/mL</td><td>Eau et sols (après extraction)</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Lower chlorinated Polychlorinated Biphenyls (PCBs)</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Limite de détection = 5ppb</td><td>Eau et sols (après extraction)</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Polybrominated Diphenyl Ether (PBDE)</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Limite de détection = 0,03ppb</td><td>Eau et sols (après extraction)</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Phtalates</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Limite de détection = 30ppb</td><td>Eaux de surface</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Triclosan (ou 5-chloro-2-(2,4-dichlorophénoxy) phénol) et Méthyl-triclosan</td><td>Test ELISA commercialisé sous forme de Kits (plaques 96 puits). La lecture des résultats nécessite l'usage d'un spectrophotomètre</td><td>Gamme de détection 0,02-2,5 ppb</td><td>Eau et sols (après extraction)</td><td>ABRAXIS (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Solvants chlorés légers (perchloréthylène par exemple)</td><td>Méthode développées au cours du projet SILPHES (Solutions Innovantes de Lutte contre les Produits Halogénés dans les Eaux souterraines), financé par l'ADEME</td><td>Méthode de prélèvement et d'analyse de la lignine des arbres permettant de mesurer la concentration en solvants chlorés légers. Les quantités mesurées sont le refflet de la contamination des nappes phréatiques (David Cazaux, com. pers.). Il s'agit d'un outil d'alerte plus que de monitoring compte-tenu de la précision des mesures.</td><td>Eaux souterraines</td><td>La technologie est pratiquement matûre. Elle sera mise en œuvre par le bureau d'étude TAUW France (http://www.tauw.fr/)</td><td></td></tr></tbody></table>
# IX. Bilan et Perspectives

## 1. Bilan

Les avantages et inconvénients de la technologie ainsi que les opportunités qui pourraient la porter et les menaces qui, au contraire, pourraient la freiner sont synthétisés dans le Tableau 20 ci-dessous. Bien que parfois extrapolables à d'autres domaines d'application, nous avons analysé ces critères essentiellement dans le cadre d'un usage environnemental.

<table><caption>Tableau 20 : Analyse AFOM concernant les biocapteurs à usage environnemental</caption><thead><tr><th>Atouts</th><th>Faiblesses</th></tr></thead><tbody><tr><td>Economique à l'achat autant qu'à l'entretien</td><td>Par comparaison aux biocapteurs à usages médicaux, la spécificité et la fiabilité des biocapteurs à usages environnementaux se heurtent souvent à la variabilité et la complexité des échantillons naturels</td></tr><tr><td>Autonome et économe énergétiquement</td><td>Reproductibilité souvent moindre que les méthodes analytiques traditionnelles</td></tr><tr><td>Usage en continu</td><td>Faible durée de vie</td></tr><tr><td>Télétransmission des résultats possible</td><td></td></tr><tr><td>Usage in situ</td><td>Usage in situ impossible pour les biocapteurs intégrant des organismes génétiquement modifiés</td></tr><tr><td>Sensible et spécifique</td><td></td></tr><tr><td>Pas ou peu de maintenance</td><td>Durée de conservation limitée et conditions de stockage parfois strictes</td></tr><tr><td>Compact (faible encombrement), mobile</td><td></td></tr><tr><td>Ne nécessite pas de personnel qualifié</td><td></td></tr><tr><td>Outil d'alerte multi-paramètres (biocapteurs d'effet)</td><td>Nombre limité de composés détectables</td></tr><tr><td>Prise en compte des cocktails de molécules</td><td></td></tr><tr><td>Meilleur reflet de la biodisponibilité des molécules analysées et de leur toxicité sur les organismes vivants. Notamment prise en compte du rôle de la machinerie cellulaire par les biocapteurs à cellule entière.</td><td></td></tr><tr><th>Opportunités</th><th>Menaces</th></tr><tr><td>Réglementation (Obligation de surveillance des milieux récepteurs et de l'environnement)</td><td>Réglementation (l'interdiction d'une molécule jugée trop toxique rend souvent le biocapteur développé pour sa détection caduque sauf en cas de très forte rémanence)</td></tr><tr><td>Fort engouement lié au développement de nombreux projets dans le domaine de la santé et plus modestement dans celui de l'agroalimentaire</td><td>Le marché de l'environnement est un marché porté essentiellement par les obligations réglementaires et apparaît comme moins porteur que les marchés de la santé et de l'agro-alimentaire</td></tr><tr><td>Prise de conscience de l'augmentation sans fin du nombre de molécules toxiques à rechercher</td><td>Pas toujours de solution de dépollution, l'usage d'un outil de détection/mesure rapide n'a alors pas d'intérêt</td></tr><tr><td>Prise de conscience de l'importance des effets cocktails</td><td>Levées de fonds difficiles compte tenue du temps de développement long des biocapteurs appliqués à l'environnement</td></tr><tr><td>Prise de conscience de la diversité des territoires et de la nécessité d'adapter la surveillance</td><td></td></tr><tr><td>Demande sociétale croissante concernant la surveillance de l'environnement (naturel, urbain, batiments)</td><td></td></tr></tbody></table>
## 2. Perspectives

Les entretiens et l'ensemble des recherches menés au cours de cette étude révèlent que le domaine de la recherche sur les biocapteurs est dynamique depuis 20 à 30 ans. Cependant les marchés les plus porteurs concernent très nettement les secteurs de la santé et de l'agro-alimentaire. Le marché de l'environnement ne semble pas réellement au rendez-vous ce qui explique le peu de transferts industriels observés. En effet, de nombreuses questions demeurent qui compliquent la prise de décision et pénalisent l'investissement et le transfert industriel pour un usage environnemental :

* Quels sont les molécules qui représentent le marché le plus porteur ? Quels sont celles qui risquent d'être interdites ? Comment prioriser les projets ?

* Quels sont les verrous techniques ? Comment évaluer le risque d'échec et leur impact sur le temps de développement d'un projet ?

* Quels sont les réels avantages de ces technologies par rapport aux autres méthodes ?

* Comment va évoluer la réglementation ? Comment anticiper les évolutions réglementaires en prenant en compte le temps de développement d'un biocapteur.

Néanmoins, les perspectives de développement des biocapteurs existent et concernent essentiellement 3 axes : les molécules cibles, les matrices cibles, et surtout les nouvelles technologies et approches.

### a. Les molécules cible

La mise sur le marché de nouvelles molécules peut favoriser et justifier le développement de biocapteurs, technologies particulièrement adaptées à leur mesure. C'est par exemple le cas des néonicotinoïdes qui ont une forte affinité pour le récepteur à l'acétylcholine nicotinique des insectes. Celui-ci pourrait être utilisé comme biorécepteur dans la conception d'un biocapteur ciblé sur les néonicotinoïdes.

Les molécules initialement ciblées pour le développement de biocapteurs ou d'autres méthodes analytiques étaient sélectionnées essentiellement parce qu'elles présentaient un risque pour la santé humaine et/ou qu'elles étaient largement employées. Actuellement, font aussi l'objet de développement expérimentaux les biocapteurs visant des molécules présentant un risque pour l'environnement comme les régulateurs de croissance des insectes et autres biopesticides, les pesticides microbiens ou les plantes génétiquement modifiées pour produire leurs propres pesticides (Plant-incorporated protectants ou PIPs).

La liste des molécules d'intérêt s'avère sans fin et il apparaît que les analyses individuelles traditionnelles, bien que sensibles, spécifiques et robustes, ne peuvent répondre à tous les besoins. Outre leur coût, leur limite vient de ce qu'elles ne rendent pas compte des impacts sur les organismes vivants des molécules présentes dans l'échantillon et encore moins des molécules non recherchées comme les métabolites. De même, elles ne permettent pas de révéler des effets cocktails. Au contraire, les biocapteurs apparaissent comme des outils pertinents permettant de mieux sélectionner et prioriser les échantillons qui méritent d'être analyser par des méthodes traditionnelles plus robustes.

### b. Les matrices cible

La majorité des biocapteurs développés concerne la matrice « eau ». Toutefois, de gros efforts de développement doivent être menés pour commercialiser ces produits, et aussi pour poursuivre les développements, en particulier en milieu marin où des biocapteurs ont été développés principalement pour la détection de nitrates et de nitrite, aussi pour celle de microorganismes ou de toxines algales, mais encore peu pour la détection de polluants (pesticides, ETM) (Mehrotra 2016).

Malgré les difficultés techniques inhérentes aux matrices air et solide, les besoins sont identiques et le développement de biocapteurs adaptés à ces matrices présenterait les mêmes avantages que ceux dédiés à un usage dans l'eau, en permettant le criblage des sites les plus pollués, la prise en compte des effets toxiques et des effets cocktail des échantillons.
### C. Les nouvelles technologies

La conception d'un biocapteur nécessite une recherche interdisciplinaire associée aux semi-conducteurs, à l'optique et/ou à la biochimie (ainsi qu'à d'autres domaines selon les cas d'applications comme la micro/nano électronique, la chimie des surfaces, la biologie moléculaire, l'électrochimie, la chimie des matériaux, ou encore la microfluidique, le traitement du signal, la chimiométrie, la chimie analytique...). Chaque développement d'innovation dans un domaine impactera la conception de biocapteurs (Rivollet et Serre, 2015). Il s'agit donc d'un secteur potentiellement très dynamique et en perpétuelle évolution.

L'utilisation de nanomatériaux<fnref n="6" /> et, plus généralement, le recours aux nanotechnologies ouvrent de nouvelles perspectives pour la fabrication de biocapteurs de nouvelle génération aux propriétés mécaniques, électrochimiques, optiques et magnétiques améliorées (Hassani et al. 2017). Cela nécessite aussi de mieux comprendre les interactions entre biomolécules et nanomatériaux (Mehrotra 2016).

La combinaison de plusieurs types de biorécepteurs (DNAzymes et aptamers) peut également offrir des capacités et applications nouvelles (Bazin 2017)

Les techniques d'analyses de données comme les réseaux de neurones artificiels ou les nouvelles techniques informatiques de calcul (approches computationnelles) sont très prometteuses, notamment quand elles sont couplées aux technologies impliquées dans la conception ou l'utilisation de biocapteurs. À titre d'exemple, les approches computationnelles permettent de balayer et de hiérarchiser toutes les conformations possibles d'aptamers candidats à la conception d'un biorécepteur et donc de choisir le meilleur. Les limites de détection obtenues par un biocapteur ainsi conçu sont nettement améliorées (Hassani et al. 2017).

<footnote n="6">⁶ Nanotubes de carbones, nanoparticules métalliques (Au, Ag), graphène et ses nanocomposites, polymères, points quantiques, nanoparticules magnétiques.</footnote>
CONCLUSION

Les biocapteurs constituent une technologie en constante et rapide évolution qui concerne autant les aspects techniques que les usages. L'avenir de la technologie est donc dépendant de l'équilibre entre ses limites, sans cesse repoussées, et ses atouts de plus en plus concrets, diversifiés et cohérents avec la demande sociétale. C'est certainement une explication du paradoxe observé : les produits commercialisés et utilisés en routine sont encore rares malgré l'abondance et le dynamiste des recherches menées.
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Poynton, H.C., R. Zuzow, A.V. Loguinov, E.J. Perkins, and C.D. Vulpe. 2008. "Gene Expression Profiling in Daphnia Magna, Part II: Validation of a Copper Specific Gene Expression Signature with Effluent from Two Copper Mines in California." *Environ. Sci. Technol.* 42:6257-6263.

"Proceedings 3ème Rencontres Nationales de La Recherche Sur Les Sites & Sols Pollués." 2014. Paris: ADEME.

http://www.rencontres-recherche-ssp.ademe.fr/?IdNode=12283&CurrentNode=12283&Lang=FR&KMSession=5c7b222924578a7cc3d744c2664b3091.

Puzio, K., B. Claude, L. Amalric, C. Berhob, E. Grelletb, S. Bayoudh, R. Nehmé, and Ph Morin. 2014. "Molecularly Imprinted Polymer Dedicated to the Extraction of Glyphosate in Natural Waters." *J. Chromatogr. A.* //dx.doi.org/10.1016/j.chroma.2014.07.043.

Sanchez-Paniagua López, M., E. López-Cabarcos, and B. López-Ruiz. 2012. "Influence of the Host Matrix of the Enzyme in the Performance of Amperometric Biosensors." *Sensors and Actuators B: Chemical* 171-172 (August):387-97. https://doi.org/10.1016/j.snb.2012.04.074.

Sankaran, Sindhuja, Lav R. Khot, and Suranjan Panigrahi. 2012. "Biology and Applications of Olfactory Sensing System: A Review." *Sensors and Actuators B: Chemical* 171-172 (August):1-17. https://doi.org/10.1016/j.snb.2012.03.029.

Smith, M.B., A.M. Rocha, C.S. Smillie, S.W. Olesen, C. Paradis, L. Wu, J.H. Campbell, et al. 2015. "Natural Bacterial Communities Serve as Quantitative Geochemical Biosensors." *mBio* 6 (3):1-13. https://doi.org/10.1128/mBio.00326-15.

Tecon, Robin, and Jan Roelof van der Meer. 2008. "Bacterial Biosensors for Measuring Availability of Environmental Pollutants." *Sensors* 8 (7):4062-80. https://doi.org/10.3390/s8074062.

Toba, F.A., and A.G. Hay. 2005. "A Simple Solid Phase Assay for the Detection of 2,4-D in Soil." *J. Microbiol. Meth.* 2:135-43.
# ANNEXES
Annexe 1
## Liste des personnes interrogées de vive voix ou par téléphone

<table><thead><tr><th>Nom</th><th>Organisme</th><th></th><th>Coordonnées</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="4">Organismes impliqués dans l'innovation et/ou la gestion de la qualité des milieux</td></tr><tr><td>François Straub</td><td>AFB et AQUAREF</td><td>entretien téléphonique</td><td></td></tr><tr><td>Olivier Perceval</td><td>AFB</td><td>entretien téléphonique</td><td></td></tr><tr><td>Estérelle Villemagne</td><td>AFB</td><td>entretien téléphonique et en présentielle</td><td></td></tr><tr><td>Wilfried Sanchez</td><td>Fondation Rovaltain</td><td>entretien avec Julie Carimalo</td><td></td></tr><tr><td>Laure Huguenot</td><td>AXELERA</td><td>conversation à la faveur du colloque Atmos'Fair (10 &11 octobre 2017)</td><td>04 28 27 04 84</td></tr><tr><td>Nathalie Guigues</td><td>LNE</td><td>entretien téléphonique</td><td>01 40 43 37 01 07 78 34 80 44</td></tr><tr><td>France Bailly</td><td>Cnrt Nickel en NC</td><td>échanges par mail</td><td>nathalie.guigues@lne.fr</td></tr><tr><td>Céline Léger</td><td>ATMO Normandie</td><td>conversation à la faveur du colloque Atmos'Fair (10 &11 octobre 2017)</td><td></td></tr><tr><td>Frank Karg</td><td>HPC International SAS</td><td>conversation à la faveur du colloque Atmos'Fair (10 &11 octobre 2017)</td><td></td></tr></tbody></table>

<table><thead><tr><th colspan="5">Concepteurs - Développeurs privés</th></tr></thead><tbody><tr><td>Nadine Dumoutier</td><td>Cirsee, Suez</td><td>entretien téléphonique</td><td>01 34 80 23 45</td><td></td></tr><tr><td>Laurent Paulic</td><td>TRONICO-VIGICELL</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olivier Sibourg</td><td>ENOVEO</td><td>entretien téléphonique et en présentielle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Delphine Guillebault</td><td>MICROBIA</td><td>entretien téléphonique et en présentielle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hélène Cérémonie</td><td>ELISOL</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clément Nanteuil</td><td>KLEARIA</td><td>entretien téléphonique</td><td>01 69 63 61 25</td><td>clement.nanteuil@klearia.com</td></tr><tr><td>Tristan Rousselle et Fanny Turlure</td><td>Aryballe Technologies</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 38 78 03 99</td><td>fanny@aryballe.com; tristan@aryballe.com</td></tr><tr><td>Guillame Jubeaux et Laurent Viviani</td><td>Biomae</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Claire Trocquet</td><td>In'Air Solutions</td><td>conversation à la faveur du colloque Atmos'Fair (10 &11 octobre 2017)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sébastien Kaskassian</td><td>Tauw France</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th colspan="6">Organismes de recherche académique (publics ou EPIC)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Laurence Salomé</td><td>IPBS - Université de Toulouse</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silvana Andreescu</td><td>Clarkson University</td><td>échanges par mail</td><td></td><td>eandrees@clarkson.edu</td><td></td></tr><tr><td>Ingrid BAZIN</td><td>LGEI - Ecole Mines d'Ales<br>Laboratoire Génie de l'Environnement Industriel<br>Equipe Eau, Systèmes Anthropique et Hydrosystèmes</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Claude DURRIEU</td><td>ENTPE - Ecole Nationale des Travaux Publics de l'Etat/Université de Lyon 1</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 72 04 71 68 ;</td><td>Claude.Durrieu@entpe.fr</td><td></td></tr><tr><td>Loïc BLUM</td><td>ICBMS - UMR 5246, UCB/ CNRS/ INSA Lyon/ ESCPE Lyon<br>Institut de Chimie et Biochimie Moléculaires et Supramoléculaires</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 72 43 13 97</td><td>loic.blum@univ-lyon1.fr</td><td></td></tr><tr><td>Patrick BALAGUER</td><td>INSERM U1194 - Plateforme CMT - Equipe Signalisation Hormonale et Cancer</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 67 61 24 09</td><td>Patrick.Balaguer@montpellier.unicancer.fr</td><td></td></tr><tr><td>Nicole JAFFREZIC</td><td>ISA - UMR CNRS/ UCB/ ENS Lyon<br>Institut des Sciences Analytiques</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jean-Louis MARTY</td><td>LBBM (ex EA IMAgES)- USR 3579 CNRS/UPMC<br>Laboratoire de biodiversité et biotechnologies microbiennes</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 68 66 22 54</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yves LEVI</td><td>ESE - Univ Paris Sud -Chatenay Malabry<br>Laboratoire d'Ecologie, Systématique et Evolution</td><td>entretien téléphonique</td><td>01 46 83 53 66</td><td>yves.levi@u-psud.fr</td><td></td></tr><tr><td>David PIGNOL</td><td>Laboratoire de Bioénergétique Cellulaire<br>CEA - Centre d'étude nucléaire de Cadarache</td><td>entretien téléphonique</td><td>04 42 25 30 60</td><td>david.pignol@cea.fr</td><td></td></tr><tr><td>Carmen Palacio</td><td>CRIOBE - USR 3278, EPHE/ CNRS/ UPVD (ex LCBE)<br>Centre de Recherche Insulaires et Observatoire de l'Environnement</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

<table><thead><tr><th colspan="6">Utilisateurs potentiels</th></tr></thead><tbody><tr><td>Anne-Marie Charissou</td><td>LECES</td><td>entretien téléphonique</td><td>06 20 35 35 17</td><td>anne-marie.charissou@leces.fr</td><td></td></tr><tr><td>Philippe Le Louers</td><td>LECES</td><td>entretien téléphonique</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
Structures publiques ou privées qui ont pour activité de recherche de concevoir des biocapteurs ou des bioessais appliqués à l'environnement

<table><thead><tr><th></th><th></th><th>Nom de la structure</th><th>Public/Privé</th><th>Contact</th><th>Adresse</th><th>Type de biocapteur conçu (cellulaire/affinité/enzymatique)</th><th>Cible</th><th>Type</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="10">Produits commercialisés</td><td rowspan="10">AquaMS</td><td>AquaMS</td><td>Privé</td><td>18 Rue Blaise Pascal, Parc d'activité St-Jacques 1, 54320 Maxéville Tél : 03 83 49 54 72</td><td>Maxeville</td><td>Organismes (Apteronotus albifrons)</td><td>Tout polluant suceptible d'entrainer une modification physico-chimique de l'eau</td><td>Biocapteur (Gymnotox)</td></tr><tr><td>Armatronic</td><td>Privé</td><td>IFETURA-eu département ARNATRONIC - Rue du Mad - 54530 ARNAVILLE (France) Tél. +33 (0) 83 80 02 02 Fax +33 (0) 83 81 74 30 arnatronic@ifetura.com</td><td>Arnaville</td><td>Cellulaire (Algues)</td><td>Herbicides</td><td>Biocapteur (Fluotox)</td></tr><tr><td>BioMonitor</td><td>Privé</td><td>BioMonitor 25 rue Anatole France 54530 Pagny sur Moselle contact@biomonitor.fr Tél : 03.83.80.25.90 Fax : 03.83.80.25.91</td><td>Pagny-sur-Moselle</td><td>Organismes (bryophytes, lichens, graminées, légumes)</td><td>Métaux lourds, HAP, dioxines, furanes dans l'air</td><td>Biomonitoring actif et passif</td></tr><tr><td>CIFEC</td><td>Privé</td><td>CIFEC, 12 bis rue du Cdt Pilot, F92200 NEUILLYS/SEINE. Tél : 33(0)1 4640 4949, Fax 33 (0) 1 4640 0087, infor@cifec.fr, Web : www.cifec.fr</td><td>Neuilly sur Seine</td><td>Organismes (Truittel ou vairon)</td><td>Toxicité globale</td><td>Bioessais in situ (TRUITEL)</td></tr><tr><td>Enoveo</td><td>Privé</td><td>Olivier SIBOURG</td><td>Lyon</td><td>Cellulaire (biocapteur microbien)</td><td>pollution globale, DBO, Produits toxiques</td><td>Biocapteur</td></tr><tr><td>Fluidion</td><td>Privé</td><td>Dan ANGELESCU</td><td>Créteil</td><td>Détection optique des bactéries porrésentes, après incubation, dans l'échantillon prélevé</td><td>Pathogènes (Escherichia coli et coliformes totaux)</td><td>Laboratoire d'analyse microbiologique mobile</td></tr><tr><td>Kallistem</td><td>Privé</td><td>Philippe DURAND</td><td>ENS Lyon</td><td>Cellulaire</td><td>Perturbateurs endocriniens, les métaux lourds, les résidus médicamenteux, les pesticides,...</td><td>Bioessais (Bio-AlteR® : Culture Cellulaire Testiculaire en 3D)</td></tr><tr><td>Klearia</td><td>Privé</td><td>Clément NANTEUIL</td><td>C2N, Marcoussis</td><td>Lab on chip</td><td>Détection de polluants organiques et inorganiques (micropolluants, pesticides, medicaments) dans les eaux</td><td>Biocapteur</td></tr><tr><td>LIBIOS</td><td>Privé</td><td>Boutros KERBAJE</td><td>Pontcharra Sur Turdine (69)</td><td>Kit de diagnostic (type ELISA) adaptés à une utilisation sur le terrain ou en laboratoire</td><td>Contaminants organiques, PCB, dioxines</td><td>Développement et commercialisation de kits de diagnostic</td></tr><tr><td>Microbia Environnement</td><td>Privé</td><td>Carmem-Lara DE OLIVEIRA MANES</td><td>Banyuls sur mer</td><td>Affinité (Acides nucléiques)</td><td>Détection précoce d'algues toxiques en milieu marin</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>PrediTox</td><td>Privé</td><td>Marc AUDEBERT</td><td>INRA Toulouse</td><td>Cellulaire (cellules humaines)</td><td>Génotoxicité et cytotoxicité</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>Prestation de service : Mise en œuvre de tests écotoxicologiques</td><td>Provademse (plateforme d'innovation technologique d'INSAVALOR, la filiale de valorisation de l'INSA de Lyon)</td><td>Privé</td><td></td><td>Villeurbanne</td><td>Cellulaire / organismes</td><td>Toxicité globale, herbicides</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td rowspan="2">Produits commercialisés</td><td>Toxem</td><td>Privé</td><td>Jérôme COUTEAU</td><td>Université du Havre</td><td>Cellulaire (test d'ecotoxicité sur larves d'huitres creuses (embryo-larvaire) afin d'évaluer la toxicité de sédiments ou d'échantillons d'eau selon la norme XP T 90-382 ) Organismes (test d'ecotoxicité sur larves d'huitres creuses (embryo-larvaire) afin d'évaluer la toxicité de sédiments ou d'échantillons d'eau selon la norme XP T 90-382 )</td><td>Toxicité globale, génotoxicité</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>Tronico-Vigicell (ALCEN)</td><td>Privé</td><td>Yann PICHOT</td><td>La Roche sur Yon 85000</td><td>Cellulaire</td><td>Toxicité globale, génotoxicité, cytotoxicité et reprotoxicité</td><td>Bioessais in situ et au laboratoire</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th></th><th>Nom de la structure</th><th>Public/ Privé</th><th>Contact</th><th>Adresse</th><th>Type de biocapteur conçu (cellulaire/affinité/enzymatique)</th><th>Cible</th><th>Type</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="10">Produits commercialisés</td><td>Biomae</td><td>Privé</td><td></td><td>Villeurbanne</td><td>Organismes (gammarès exposés in situ</td><td>Toxicité globale, génotoxicité, cytotoxicité et reprotoxicité</td><td>Bioessais in situ</td></tr><tr><td>Watchfrog</td><td>Privé</td><td>Gregory LEMKINE</td><td>Evry</td><td>Organismes (Larves de batraciens et de poissons) génétiquement modifiées</td><td>Perturbateurs endocriniens essentiellement</td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr><tr><td>Viewpoint (Conception et commercialisation d'équipement de laboratoire)</td><td>Privé</td><td></td><td>Lyon</td><td>Organismes (Danio rerio, gammarès,...)</td><td>Analyse des perturbations comportementales (mouvement, fréquence cardiaque,...) dans le cadre de la recherche (pharmaceutique)</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>Anova Plus</td><td>Privé</td><td></td><td>Evry</td><td>Affinité (ADN)</td><td>Détection des pathogènes des végétaux, des gènes VAT (Valeur Agronomique et Technologique), des mutations génétiques, des OGMs</td><td>Bioessais et tests ADN de terrain (domaine agroalimentaire)</td></tr><tr><td>GTP technology (production de proteines recombinantes et d'anticorps monoclonaux pour la recherche)</td><td>Privé</td><td>GTP Technology Bâtiment Gould - 52, l'Occitane 31670 Labège Cedex - France Tel: +33 (0)5 61 28 70 20</td><td>Labège</td><td></td><td></td><td>Production d'enzymes, d'antigènes, d'anticorps, de peptides</td></tr><tr><td>Biosentec</td><td>Privé</td><td></td><td>Auzeville-Tolosane</td><td>Kits enzymatiques</td><td>Acides organiques, alcools, allergènes,...</td><td>kits enzymatiques (domaine agroalimentaire)</td></tr><tr><td>ICMN - UMR 7374 CNRS/ Université Orléans Interfaces Confinement, Matériaux et nanostructures</td><td>Public</td><td>Christine VAUTRIN-UL</td><td>Orléans</td><td>Intégration des carbones dans des systèmes ou procédés : Développement et optimisation de systèmes ou de procédés relevant des applications environnementales, à la fois la dépollution et la détection des polluants dans des milieux aqueux (eaux naturelles, eaux de rejets industriels, eaux d'entrée de station d'épuration...).</td><td>Les projets de recherche menés dans le cadre de ces applications environnementales visent tout particulièrement les polluants prioritaires (fixée par la Directive Cadre Européenne) et émergents (résidus de médicaments, hormones).</td><td>Amélioration des procédés</td></tr><tr><td>LGEI - Ecole Mines d'Ales Laboratoire Génie de l'Environnement Industriel Equipe Eau, Systèmes Anthropique et Hydrostystèmes</td><td>Public</td><td>Ingrid BAZIN/ Catherine GONZALES</td><td>Ecole des Mines d'Alès</td><td>Cellulaire et affinité (développement de biocapteurs mixtes)</td><td>Herbicides, toxines (plus généralement, les molécules de petites tailles)</td><td>Bioessais et biocapteurs (Projet COMBITOX)</td></tr><tr><td>LIEC - UMR 7360, CNRS/ Université de Lorraine Laboratoire Unterdisciplinaire des Environnement Continentaux Ecotoxicité Santé Environnementale</td><td>Public</td><td>Pascale BAUDA/ Christian MUSTIN</td><td>Vandoeuvre-Lès-Nancy</td><td>Cellulaire (bactéries OGM)</td><td></td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>ENTPE - Ecole Nationale des Travaux Publics de l'Etat</td><td>Public</td><td>Claude DURRIEU</td><td></td><td>Cellulaire (algues)</td><td>Herbicides</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>ICBMS - UMR 5246, UCB/ CNRS/ INSA Lyon / ESCPE Lyon Institut de Chimie et Biochimie Moléculaires et Supramoléculaires</td><td>Public</td><td>Loïc BLUM</td><td>Lyon</td><td>Affinité</td><td></td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr><tr><td>INSERM U1194 - Plateforme CMT - Equipe Signalisation Hormonale et Cancer</td><td>Public</td><td>Patrick BALAGUER</td><td>IRCM Montpellier</td><td>Cellulaire</td><td>Perturbateurs endocriniens</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>ISA - UMR CNRS/ UCB/ ENS Lyon Institut des Sciences Analytiques</td><td>Public</td><td>Nicole JAFFREZIC / Florence LAGARDE</td><td>Lyon</td><td>Enzymatique / cellulaire</td><td></td><td>Biocapteurs jetables à usage médical maintenant</td></tr><tr><td>Laboratoire de chimie des milieux aquatiques - IRSTEA</td><td>Public</td><td>Marina COQUERY / Jeanne GARRIC</td><td>Lyon</td><td>Cellulaire</td><td>Toxiques génotoxiques</td><td>Bioessais (cf projet ECHIBIOTEB - ANR 2011)</td></tr><tr><td>Laboratoire d'écotoxicologie - IRSTEA</td><td>Public</td><td>Olivier GEFFARD</td><td>Lyon</td><td>Organisme</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EMHA - IRSTEA Ecologie Microbienne des Hydrostystèmes Anthropisés</td><td>Public</td><td>Stéphane PESCE</td><td>Villeurbanne</td><td>Micro-organismes</td><td>Pollution globale</td><td>bio-indication ? http://www.irstea.fr/toutes-les-actualites/departement-eaux/pollution-eaux-bioindicateurs-microbienne-methode-pict</td></tr><tr><td>Laboratoire d'Immunologie - Microbiologie (IUT Thionville-Yutz)</td><td>Public</td><td>J. FALLA (Laboratoire Interdisciplinaire des Environnements Continentaux (LIEC) - UMR UL/CNRS 7360 Tel: +33(0)3.72.74.98.12 Fax: +33(0)3.72.74.98.03 Mail: jairo.falla@univ-lorraine.fr</td><td>Thionville</td><td>Biocapteur basé sur la réponse cellulaire de l'immunité innée d' insectes polinisateurs et de l'Hommela (mobilité des macrophages)</td><td>Biosurveillance de la qualité de l'air (polluants atmosphériques, et plus particulièrement des produits phytosanitaires)</td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr><tr><td>MAPIEM - EA 4323 - Université de Toulon Matériaux Polymères Interfaces Environnement Marin</td><td>Public</td><td>Hugues BRISSET</td><td>Université de Toulon, La Garde</td><td>MIPs</td><td>Métaux lourds, antifouling (surveillance du milieu marin)</td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th>Nom de la structure</th><th>Public /Privé</th><th>Contact</th><th>Adresse</th><th>Type de biocapteur conçu</th><th>Cible</th><th>Type</th></tr></thead><tbody><tr><td>LPA - INRA<br>Laboratoire de Pollution Atmospherique</td><td>Public</td><td>Jean pierre GARREC</td><td>Nancy</td><td>Indicateurs de pollution</td><td>Ozone, métaux lourds, COV</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>GEPEA - UMR6144 CNRS/ Univ Nantes/ Oniris Nantes/ Institut Mines Telecom<br>Laboratoire de Génie des Procédés Environnement - Agroalimentaire<br>Labcom RIMAE</td><td>Public</td><td>Gérald THOUAND</td><td>Université de Nantes-IUT La Roche sur Yon</td><td>Cellulaire</td><td>Métaux, Toxicité, organométaliques, pesticides, pathogènes</td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr><tr><td>LBBM (ex EA IMAgES) - USR 3579 CNRS/UPMC<br>Laboratoire de biodiversité et biotechnologies microbiennes</td><td>Public</td><td>Jean-Louis MARTY, Carole CALAS-BLANCHARD, Lise BARTHELMEBS</td><td>UPVD-Perpignan</td><td>Enzymatique et affinité</td><td>Pesticides essentiellement comme les herbicides tricétones (projet TRICETOX)</td><td>Bioessais et biocapteurs</td></tr><tr><td>ESE - Univ Paris Sud - Chatenay Malabry<br>Laboratoire d'Ecologie, Systématique et Evolution</td><td>Public</td><td>Yves LEVI</td><td>Paris Sud</td><td>Cellulaire</td><td>Perturbateurs endocriniens</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>Université de Limoges</td><td>Public</td><td>https://www.unilim.fr/recherche/structure-de-la-recherche/</td><td>Limoges</td><td>Cellulaire</td><td></td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>Vet'agro sup</td><td>Public</td><td></td><td></td><td>Cellulaire</td><td>Pathogènes</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>DCM - UMR5250-CNRS/UGA<br>Département de Chimie Moléculaire</td><td>Public</td><td>Serge COSNIER / Alan LE GOFF</td><td>Grenoble</td><td>Affinité/ Enzymatique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ERE - UMR 7221, CNRS/ MNHN<br>evolution des Régulations Endocriniennes</td><td>Public</td><td>Barbara DEMENEIX</td><td>Paris</td><td>Organismes</td><td>Perturbateurs endocriniens</td><td></td></tr><tr><td>PASTEUR - UMR 8640, CNRS/ ENS/ UPMC<br>Laboratoire Processus d'Activation par Transfeert d'Energie</td><td>Public</td><td>Fabien JOUX/ François-Yves BOUGET</td><td>Banyuls sur mer</td><td>Cellulaire (micro-algues OGM)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CRPP - CNRS/ Univ. Bordeaux<br>Centre de Recherche Paul Pascal</td><td>Public</td><td>Nicolas MANO</td><td>Bordeaux</td><td>Enzymatique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LBDV - UMR 7009 CNRS/ UPMC<br>Laboratoire de Biologie du Développement de Villefranche-sur-Mer</td><td>Public</td><td>Clare HUDSON</td><td>Villefranche-sur-Mer</td><td>Organismes (oeufs d'ascidies fluorescents)</td><td>Toxines</td><td></td></tr><tr><td>UMR Agroécologie - INRA</td><td>Public</td><td>Muriel DEQUAIRE-ROCHELET</td><td>Dijon</td><td>Cellulaire (bactéries antibiorésistantes)</td><td>Antibiorésistance</td><td></td></tr><tr><td>EPOC - UMR 5805 CNRS/ UGA<br>Environnements et paléoenvironnement océaniques et continentaux</td><td>Public</td><td>Jean-Charles MASSABUAU</td><td>Bordeaux</td><td>Organismes (mollusques bivalves)</td><td>Toxines</td><td></td></tr><tr><td>Laboratoire de Bioénergétique Cellulaire<br>CEA - Centre d'étude nucléaire de Cadarache</td><td>EPIC</td><td>David PIGNOL</td><td>Saint-paul-lez-Durance</td><td>Cellulaire (bactéries génétiquement modifiées intégrant la luciferase )</td><td>Métaux (Hg, Zn, Cd, Co, Ni), Toxicité globale</td><td>Bioessais et biocapteurs (Projet COMBITOX)</td></tr><tr><td>IMS - UMR 5218, CNRS/ Bordeaux INP/ Univ. Bordeaux<br>Laboratoire d'intégration du matériau au Système</td><td>Public</td><td>Corinne DEJOUS</td><td>Bordeaux</td><td>Cellulaire</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IATE - UMR INRA/CIRAD/UM2/SupAgro<br>Ingénierie des Agro-polymères et Technologies Emergentes</td><td>Public</td><td>Carole GUILLAUME</td><td>Montpellier</td><td>Biopolymère</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ICMMO - UMR8182 - CNRS/ UPSud<br>Institut de Chimie Moléculaire et des Matériaux d'Orsay</td><td>Public</td><td>Hafsa KORRI Youssouf</td><td>Saclay</td><td>Affinité (ADN)</td><td></td><td>Biocapteurs électrochimique</td></tr><tr><td>ECOT - INERIS<br>Unité Écotoxicologie in vitro et in vivo</td><td>Public</td><td>Selim AIT-AISSA</td><td>Verneuil en halatte</td><td>Organisme (zebra fish), lignées cellulaires humaines</td><td>Perturbateurs endocriniens</td><td>Bioessais</td></tr><tr><td>GMPA - INRA<br>Génie et Microbiologie des Procédés Alimentaires</td><td>Public</td><td>Fernanda FONSECA</td><td>Versailles/ Grignon</td><td>Bactéries lactiques</td><td></td><td>Domaine agroalimentaire</td></tr><tr><td>LBE - INRA<br>Laboratoire de Biotechnologie de l'Environnement</td><td>Public</td><td>Eric TRABLY/ Jean-Jacques GODON</td><td>Narbonne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LISBP - INRA<br>Laboratoire d'Ingénierie des Systèmes Biologiques et des Procédés</td><td>Public</td><td>Hélène MARTIN-YKEN</td><td>Toulouse</td><td>Cellulaire (levures)</td><td>Toxines</td><td>Domaine agroalimentaire</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><td>Nom de la structure</td><td>Public/ Privé</td><td>Contact</td><td>Adresse</td><td>Type de biocapteur conçu (cellulaire/affinité/enzymatique)</td><td>Cible</td><td>Type</td></tr></thead><tbody><tr><td>MICALIS-INRA<br/>MICROBIologie de l'ALimentation au Service de la Santé Humaine</td><td>Public</td><td>Jean-Loup FAULON</td><td>Jouy-en-Josas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDG-REM-RDT- IFREMER<br/>Unité Recherches et Développements Technologiques</td><td>Public</td><td>Chantal COMPERE/ Catherine DREANNO</td><td>Brest</td><td>Affinité (anticorps et acides nucléiques)</td><td>Toxines en eau de mer</td><td></td></tr><tr><td>PDG-ODE-DYNECO-PHYC- IFREMER Laboratoire Phycotoxines</td><td>Public</td><td>Philipp HESS</td><td>Nantes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CRIOBE - USR 3278, EPHE/ CNRS/ UPVD (ex LCBE)<br/>Centre de Recherche Insulaires et Observatoire de l'Environnement</td><td>Public</td><td>Cédric BERTRAND</td><td>Perpignan</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>
Annexe 2
## Projets ANR concernant l'environnement (l'eau en vert, les sols en marron)

<table><thead><tr><td>Dénomination du projet</td><td>Objectifs</td><td>Partenaires</td><td>date de début et durée</td><td>Montant de l'aide ANR</td><td>Coordinateur du projet</td></tr></thead><tbody><tr><td>WaQMoS: Surveillance de la qualité de eaux côtières à l'aide de mollusques bivalves bio-capteurs</td><td>L'objectif principal du projet est développement d'un biocapteur, basée sur des mesures et l'interprétation de comportement des mollusques bivalves, pour la détection en ligne de la pollution de l'eau et conséquences du changement climatique côtières. Le développement de biocapteurs est basée sur la technologie de l'équipe EA (CNRS UMR 5805 EPOC, Arcachon) de haute fréquence valvometrie non invasive pour les mollusques et en appliquant de la théorie et les méthodes des systèmes de commande de l'équipe Non-A (Inria, Lille). Le système de surveillance doit avoir des capacités intelligentes et posséder long temps de travail autonome sans intervention humaine. Il se agit d'un projet interdisciplinaire de collaboration (biologie marine - électronique - mathématiques appliquées). L'une des principales applications potentielles de la technique est la surveillance de qualité de l'eau sur les côtes et les ports (épisodes de prolifération d'algues, la pollution sonore), et autour de la plateformes de production d'énergie. Une autre application est surveillance d'évolution des écosystèmes due au réchauffement climatique dans les zones sensibles telles que la zone arctique.</td><td>CNRS - EPOC laboratory<br>Inria Lille - Nord Europe</td><td>48 mois</td><td>393 848 euros</td><td>Monsieur Denis EFIMOV (Inria Lille - Nord Europe)</td></tr><tr><td>RIMAE: Recherche et Industrialisation de Mesures Appliquées à l'Environnement</td><td>Création du laboratoire commun RIMAE pour développer puis industrialiser des biocapteurs microbiens aptes à mesurer les effets toxiques dans une approche innovante de création d'empreinte de pollution. RIMAE met en œuvre la complémentarité des savoirs issus du laboratoire GEPEA (Génie des procédés – environnement – agro-alimentaire) UMR CNRS (équipe CBAC - Capteurs Bactériens pour l'Analyse et le Contrôle) spécialiste en biocapteurs microbiens avec une ETI de l'électronique de niveau international, TRONICO-ALCEN, afin de travailler en complémentarité à l'interface de leurs domaines d'excellence. Trois axes de recherche : Amener sur le marché les technologies en cours de maturation au sein du GEPEA qui utilisent un panel de microorganismes différents (bactéries bioluminescentes, levures, algues) afin de construire une empreinte de la toxicité d'un effluent; Associer des biocapteurs au sein d'un réseau communicant; Préparer l'avenir des biocapteurs microbiens en étendant le concept de l'empreinte de pollution à de nouveau mode de mesures</td><td>GEPEA UMR GEPEA Génie des Procédés en Environnement et Agroalimentaire</td><td>janvier 2016 - 36 mois</td><td>300 000 euros</td><td>Monsieur Gérald THOUAND (UMR GEPEA Génie des Procédés en Environnement et Agroalimentaire)</td></tr><tr><td>CYANOSENS: Bio-outils pour une détection rapide des cyanotoxines</td><td>L'objectif de ce projet est de développer un système de détection basé sur l'activité de l'enzyme qui est la cible naturelle de ces toxines : la protéine phosphatase. Cette enzyme est normalement capable d'hydrolyser une grande quantité de substrat par seconde. Comme son inhibition par les microcystines est irréversible, l'enzyme sert d'amplificateur : une molécule d'inhibiteur inactive/une molécule d'enzyme. Ainsi, ce système de détection permet d'atteindre les performances adaptées à la législation, de l'ordre du ppb (µg/L). Le travail proposé se réparti en plusieurs tâches : un travail d'ingénierie des protéines permettra d'améliorer la production, la sensibilité et la stabilité d'une protéine phosphatase. Un travail de production et de formulation permettra de disposer d'une grande quantité d'enzyme. Plusieurs systèmes de détection seront proposés : un test liquide avec détection colorimétrique, un test « stick » et un biocapteur à détection ampérométrique facile d'emploi ne nécessitant pas d'appareil coûteux. Un système d'automatisation sera envisagé pour étendre ces techniques de mesures ponctuelles aux mesures en flux continu. Le biocapteur sera validé par rapport aux techniques classiques de la chimie analytique sur des échantillons réels. L'objectif de ce projet est la mise au point d'un prototype pouvant être commercialisé rapidement.</td><td>CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE MIDI-PYRENEES<br>INSTITUT NATIONAL DES SCIENCES APPLIQUEES - INSA TOULOUSE<br>UNIVERSITE DE PERPIGNAN</td><td>18 mois</td><td>149 000 euros</td><td>UNIVERSITE DE PERPIGNAN (UNIVERSITE DE PERPIGNAN)</td></tr><tr><td>DOLFIN: MultiBioCapteur intégrant des détecteurs optiques de fluorescence et des cellules électrochimiques sur une plateforme microfluidique pour l'analyse c ouplée de la pollution de l'eau.</td><td>Développer une plateforme portable et sensible dédiée à la détection de la pollution de l'eau pour des diagnostics rapides. Ce travail sera concentré sur les aspects suivants : détection et analyse de plusieurs analytes sur une seule plateforme, et miniaturisation pour utilisation sur site. Pour atteindre ces objectifs, une puce constituée de microsystèmes électrochimiques (microcellules électrochimiques à trois électrodes) et optiques (diodes électroluminescentes organiques OLEDs et photodiodes organiques OPDs) intégrés est proposée. Afin d'augmenter la sensibilité et la sélectivité du système, la détection sera basée sur l'utilisation d'algues ou de cyanobactéries comme biocapteur. L'outil développé sera un outil d'alerte permettant de mieux cibler les échantillons devant faire l'objet d'analyse par des laboratoires spécialisés.</td><td>CNRS Laboratoire d'Analyse et d'Architecture des Systèmes</td><td>janvier 2014 - 42 mois</td><td>240 000 euros</td><td>Monsieur Jérôme LAUNAY (Laboratoire d'Analyse et d'Architecture des Systèmes)<br>jlaunay@laas.fr</td></tr><tr><td>EVASOL: Evaluation et Développement du Traitement Anaérobie des Sites Pollués par les Solvants Chlorés</td><td>Développement de nouvelles techniques basées sur un monitoring chimique en continu grâce à des biosensors parallèlement avec l'analyse microbiologique de la microflore grâce à des puces à ADN s'affichent comme des outils complémentaires, indispensables à l'évaluation de la réhabilitation des sites pollués.</td><td>TPE<br>ECOLE CENTRALE DE LYON<br>SITA REMEDIATION<br>UNIVERSITE BLAISE PASCAL - CLERMONT-FERRAND II<br>UNIVERSITE CLAUDE BERNARD - LYON I</td><td>36 mois</td><td>620 962 euros</td><td>Monsieur Jean-Yves RICHARD (SITA REMEDIATION)</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><td>Dénomination du projet</td><td>Objectifs</td><td>Partenaires</td><td>date de début et durée</td><td>Montant de l'aide ANR</td><td>Coordinateur du projet</td></tr></thead><tbody><tr><td>TRICETOX : Impact environnemental des herbicides β-tricétones synthétiques et naturels : détection, adaptation microbienne, biodégradation et toxicité.</td><td>Le projet TRICETOX se focalisera sur l'étude des herbicides de la famille des β-tricétones, herbicides de nouvelle génération, sélectifs pour la culture du maïs en traitement post-levée et utilisés en remplacement de l'atrazine, interdite dans de nombreux pays européens depuis 2003. Dans cette famille, 4 molécules vont être étudiées: deux composés synthétiques, la sulcotrione et la mésotrione et deux composés naturels, la leptospermome et la myrigalone. Les objectifs visés sont (i) le développement d'outils analytiques innovants et peu coûteux de type bioessais et biocapteurs pour la détection des herbicides tricétones. (ii) la caractérisation du système génétique impliqué dans les voies métaboliques de dégradation des tricétones chez Pseudomonas putida 10P, souche sulcotrione dégradante et Bacillus sp. 3B6, souche mésotrione dégradante. (iii) l'étude des herbicides tricétones d'origine naturelle via leur comportement dans le sol, leur impact sur les communautés microbiennes, leur(s) voie(s) de biodégradation et leur toxicité, ainsi que celle de leurs produits de dégradation. (iv) la communication à des publics scientifiques et aussi aux non initiés, la contribution aux formations de l'enseignement supérieur ainsi que la valorisation des résultats auprès des entreprises</td><td>AgroEcolgy INRA<br>ICCF Institut de Chimie de Clermont-Ferrand<br>UPVD-IMAGES Institut de Modélisation et d'Analyses en Environnement et Santé<br>UPVD-LCBE Laboratoire de Chimie des Biomolécules et de l'Environnement<br>LMGE Laboratoire Microorganismes: Genome et Environnement<br>USDA Natural Products Utilization Research unit</td><td>septembre 2013 - 48 mois</td><td>410 000 euros</td><td>Madame Lise BARTHELMEBS (Institut de Modélisation et d'Analyses en Environnement et Santé)<br>barthelm@univ-perp.fr</td></tr><tr><td>SENCEI : Capteur de type FET ultra-sensible et versatile: Application à la détection du césium</td><td>Développement d'un capteur versatile permettant la détection de quantités femtomolaires (pg/l) d'ions/molécules en solution et à l'horizon 20/30 ans, la détection de molécules d'intérêt dans l'eau (potable ou naturelle). Des plateformes multiplexées pourront développées pour la détection simultanée de diverses molécules/ions. La connectivité, le transfert et le stockage de données fait parti du développement futur de ce capteur. On peut envisager par exemple le transfert de donnée via un smartphone en utilisant le bluetoot.</td><td>CNRS DR12-CINAM Centre National de la Recherche Scientifique,<br>CNRS DR12<br>NIMS</td><td>janvier 2017 - 36 mois</td><td>249 150 euros</td><td>Madame Anne CHARRIER (Centre National de la Recherche Scientifique, CNRS DR12)</td></tr><tr><td>COMBITOX : COnc ept ion d'un inst rument pour la M esure<br>Biologique multiparamétrique en continu de TOXiques</td><td>Développement d'un système intégré et transportable permettant la détection rapide de multiples polluants par des non-spécialistes. Plus précisément, l'approche consiste en une mesure chimioluminescente ou fluorescente d'une interaction biologique ou biochimique générée entre un contaminant et un élément de reconnaissance biologique (ERB). L'objectif est de permettre le contrôle de la présence de ces contaminants "n'importe où, n'importe quand et par n'importe qui"</td><td>AP2E<br>ARMINES ASSOCIATION POUR LA RECHERCHE ET LE DEVELOPPEMENT DES METHODES ET PROCESSUS INDUSTRIELS (ARMINES)<br>LCB-CNRS-DR12 CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE PROVENCE ET CORSE<br>M-A-P-CNRS-DR7 CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE RHONE-AUVERGNE</td><td>janvier 2012 - 36 mois</td><td>999 677 euros</td><td>Monsieur David PIGNOL (COMMISSARIAT A L'ENERGIE ATOMIQUE ET AUX ENERGIES ALTERNATIVES (C.E.A.) - CENTRE D'ETUDE NUCLEAIRE DE CADARACHE)</td></tr></tbody></table>
Annexe 3
## Projets concernant l'environnement (l'eau en vert, les sols en marron)

<table><thead><tr><td>Dénomination du projet</td><td>Objectifs</td><td>Partenaires</td><td>date de début et durée</td><td>Montant de la subvention</td><td>Coordinateur du projet</td></tr></thead><tbody><tr><td>BEEP-WATER : Surveillance de la qualité de eaux côtières à l'aide de mollusques bivalves bio-capteurs</td><td>L'objectif principal du projet est développement d'un biocapteur, basée sur des mesures et l'interprétation de comportement des mollusques bivalves, pour la détection en ligne de la pollution de l'eau et conséquences du changement climatique côtières. Le développement de biocapteurs est basée sur la technologie de l'équipe EA (CNRS UMR 5805 EPOC, Arcachon) de haute fréquence valvometrie non invasive pour les mollusques et en appliquant de la théorie et les méthodes des systèmes de commande de l'équipe Non-A (Inria, Lille). Le système de surveillance doit avoir des capacités intelligentes et posséder long temps de travail autonome sans intervention humaine. Il se agit d'un projet interdisciplinaire de collaboration (biologie marine -- électronique -- mathématiques appliquées). L'une des principales applications potentielles de la technique est la surveillance de qualité de l'eau sur les côtes et les ports (épisodes de prolifération d'algues, la pollution sonore), et autour de la plateformes de production d'énergie. Une autre application est surveillance d'évolution des écosystèmes due au réchauffement climatique dans les zones sensibles telles que la zone arctique.</td><td>CNRS - EPOC laboratory<br>Inria Lille - Nord Europe</td><td>48 mois</td><td>393 848 euros</td><td>Monsieur Denis EFIMOV (Inria Lille - Nord Europe)</td></tr><tr><td>RIMAE : Recherche et Industrialisation de Mesures Appliquées à l'Environnement</td><td>Création du laboratoire commun RIMAE pour développer puis industrialiser des biocapteurs microbiens aptes à mesurer les effets toxiques dans une approche innovante de création d'empreinte de pollution. RIMAE met en œuvre la complémentarité des savoirs issus du laboratoire GEPEA (Génie des procédés - environnement - agro-alimentaire) UMR CNRS (équipe CBAC - Capteurs Bactériens pour l'Analyse et le Contrôle) spécialiste en biocapteurs microbiens avec une ETI de l'électronique de niveau international, TRONICO-ALCEN, afin de travailler en complémentarité à l'interface de leurs domaines d'excellence. Trois axes de recherche : Amener sur le marché les technologies en cours de maturation au sein du GEPEA qui utilisent un panel de microorganismes différents (bactéries bioluminescentes, levures, algues) afin de construire une empreinte de la toxicité d'un effluent; Associer des biocapteurs au sein d'un réseau communicant; Préparer l'avenir des biocapteurs microbiens en étendant le concept de l'empreinte de pollution à de nouveau mode de mesures</td><td>GEPEA UMR GEPEA Génie des Procédés en Environnement et Agroalimentaire</td><td>janvier 2016 - 36 mois</td><td>300 000 euros</td><td>Monsieur Gérald THOUAND (UMR GEPEA Génie des Procédés en Environnement et Agroalimentaire)</td></tr><tr><td>CYANOSENS : Bio-outils pour une détection rapide des cyanotoxines</td><td>L'objectif de ce projet est de développer un système de détection basé sur l'activité de l'enzyme qui est la cible naturelle de ces toxines : la protéine phosphatase. Cette enzyme est normalement capable d'hydrolyser une grande quantité de substrat par seconde. Comme son inhibition par les microcystines est irréversible, l'enzyme sert d'amplificateur : une molécule d'inhibiteur inactive/une molécule d'enzyme. Ainsi, ce système de détection permet d'atteindre les performances adaptées à la législation, de l'ordre du ppb (µg/L). Le travail proposé se réparti en plusieurs tâches : un travail d'ingénierie des protéines permettra d'améliorer la production, la sensibilité et la stabilité d'une protéine phosphatase. Un travail de production et de formulation permettra de disposer d'une grande quantité d'enzyme. Plusieurs systèmes de détection seront proposés : un test liquide avec détection colorimétrique, un test « stick » et un biocapteur à détection ampérométrique facile d'emploi ne nécessitant pas d'appareil coûteux. Un système d'automatisation sera envisagé pour étendre ces techniques de mesures ponctuelles aux mesures en flux continu. Le biocapteur sera validé par rapport aux techniques classiques de la chimie analytique sur des échantillons réels. L'objectif de ce projet est la mise au point d'un prototype pouvant être commercialisé rapidement.</td><td>CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE MIDI-PYRENEES<br>INSTITUT NATIONAL DES SCIENCES APPLIQUEES - INSA TOULOUSE<br>UNIVERSITE DE PERPIGNAN</td><td>18 mois</td><td>149 000 euros</td><td>UNIVERSITE DE PERPIGNAN (UNIVERSITE DE PERPIGNAN)</td></tr><tr><td>DOLFIN : MultiBioCapteur intégrant des détecteurs optiques de fluorescence et des cellules électrochimiques sur une plateforme microfluidique pour l'analys e couplée de l'a pol l i t ion de l'eau.</td><td>Développer une plateforme portable et sensible dédiée à la détection de la pollution de l'eau pour des diagnostics rapides. Ce travail sera concentré sur les aspects suivants : détection et analyse de plusieurs analytes sur une seule plateforme, et miniaturisation pour utilisation sur site. Pour atteindre ces objectifs, une puce constituée de microsystèmes électrochimiques (microcellules électrochimiques à trois électrodes) et optiques (diodes électroluminescentes organiques OLEDs et photodiodes organiques OPDs) intégrés est proposée. Afin d'augmenter la sensibilité et la sélectivité du système, la détection sera basée sur l'utilisation d'algues ou de cyanobactéries comme biocapteur. L'outil développé sera un outil d'alerte permettant de mieux cibler les échantillons devant faire l'objet d'analyse par des laboratoires spécialisés.</td><td>CNRS Laboratoire d'Analyse et d'Architecture des Systèmes</td><td>janvier 2014 - 42 mois</td><td>240 000 euros</td><td>Monsieur Jérôme LAUNAY (Laboratoire d'Analyse et d'Architecture des Systèmes)<br>jlaunay@laas.fr</td></tr><tr><td>EVASOL : Evaluation et Développement du Traitement Anaérobie des Sites Pollués par les Solvants Chlorés</td><td>Développement de nouvelles techniques basées sur un monitoring chimique en continu grâce à des biosensors parallèlement avec l'analyse microbiologique de la microflore grâce à des puces à ADN s'affichent comme des outils complémentaires, indispensables à l'évaluation de la réhabilitation des sites pollués.</td><td>TPE<br>ECOLE CENTRALE DE LYON<br>SITA REMEDIATION<br>UNIVERSITE BLAISE PASCAL - CLERMONT-FERRAND II<br>UNIVERSITE CLAUDE BERNARD - LYON I</td><td>36 mois</td><td>620 962 euros</td><td>Monsieur Jean-Yves RICHARD (SITA REMEDIATION)</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><td>Dénomination du projet</td><td>Objectifs</td><td>Partenaires</td><td>date de début et durée</td><td>Montant de la subvention</td><td>Coordinateur du projet</td></tr></thead><tbody><tr><td>TRICETOX : Impact environnemental des herbicides β-tricétones synthétiques et naturels : détection, adaptation microbienne, biodégradation et toxicité.</td><td>Le projet TRICETOX se focalisera sur l'étude des herbicides de la famille des β-tricétones, herbicides de nouvelle génération, sélectifs pour la culture du mais en traitement post-levée et utilisés en remplacement de l'atrazine, interdite dans de nombreux pays européens depuis 2003. Dans cette famille, 4 molécules vont être étudiées: deux composés synthétiques, la sulcotrione et la mésotrione et deux composés naturels, la leptospermome et la myrigalone. Les objectifs visés sont (i) le développement d'outils analytiques innovants et peu coûteux de type bioessais et biocapteurs pour la détection des herbicides tricétones. (ii) la caractérisation du système génétique impliqué dans les voies métaboliques de dégradation des tricétones chez Pseudomonas putida 10P, souche sulcotrione dégradante et Bacillus sp. 3B6, souche mésotrione dégradante. (iii) l'étude des herbicides tricétones d'origine naturelle via leur comportement dans le sol, leur impact sur les communautés microbiennes, leur(s) voie(s) de biodégradation et leur toxicité, ainsi que celle de leurs produits de dégradation. (iv) la communication à des publics scientifiques et aussi aux non initiés, la contribution aux formations de l'enseignement supérieur ainsi que la valorisation des résultats auprès des entreprises</td><td>AgroEcolgy INRA<br>ICCF Institut de Chimie de Clermont-Ferrand<br>UPVD-IMAGES Institut de Modélisation et d'Analyses en Environnement et Santé<br>UPVD-LCBE Laboratoire de Chimie des Biomolécules et de l'Environnement<br>LMGE Laboratoire Microorganismes: Genome et Environnement<br>USDA Natural Products Utilization Research unit</td><td>septembre 2013 - 48 mois</td><td>410 000 euros</td><td>Madame Lise BARTHELMEBS (Institut de Modélisation et d'Analyses en Environnement et Santé)<br>barthelm@univ-perp.fr</td></tr><tr><td>SENCEI : Capteur de type FET ultra-sensible et versatile: Application à la détection du césium</td><td>Développement d'un capteur versatile permettant la détection de quantités femtomolaires (pg/l) d'ions/molécules en solution dans l'eau (potable ou naturelle). Des plateformes multiplexées pourront être développées pour la détection simultanée de diverses molécules/ions. La connectivité, le transfert et le stockage de données fait parti du développement futur de ce capteur. On peut envisager par exemple le transfert de donnée via un smartphone en utilisant le bluetooth.</td><td>CNRS DR12-CINaM Centre National de la Recherche Scientifique, CNRS<br>DR12<br>NIMS</td><td>janvier 2017 - 36 mois</td><td>249 150 euros</td><td>Madame Anne CHARRIER (Centre National de la Recherche Scientifique, CNRS DR12)</td></tr><tr><td>COMBITOX : COnception d'un instrument pour la Mesure B iol ogique multiparamétrique en continu de TOXiques</td><td>Développement d'un système intégré et transportable permettant la détection rapide de multiples polluants par des non-spécialistes. Plus précisément, l'approche consiste en une mesure chimiominescente ou fluorescente d'une interaction biologique ou biochimique générée entre un contaminant et un élément de reconnaissance biologique (ERB). L'objectif est de permettre le contrôle de la présence de ces contaminants "n'importe où, n'importe quand et par n'importe qui"</td><td>AP2E<br>ARMINES ASSOCIATION POUR LA RECHERCHE ET LE DEVELOPPEMENT DES METHODES ET PROCESSUS INDUSTRIELS (ARMINES)<br>LCB-CNRS-DR12 CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE PROVENCE ET CORSE<br>M-A-P-CNRS-DR7 CENTRE NATIONAL DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE - DELEGATION REGIONALE RHONE-AUVERGNE</td><td>janvier 2012 - 36 mois</td><td>999 677 euros</td><td>Monsieur David PIGNOL (COMMISSARIAT A L'ENERGIE ATOMIQUE ET AUX ENERGIES ALTERNATIVES (C.E.A.) - CENTRE D'ETUDE NUCLEAIRE DE CADARACHE)</td></tr></tbody></table>
Annexe 4

Références des revues ayant publié des articles de synthèse
<table><thead><tr><th>Order</th><th>Key</th><th>Title</th><th>Author</th><th>PublicationYear</th><th>PublicationTitle</th></tr></thead><tbody><tr><td>1</td><td>59QQIN3N</td><td>Thermolytic entrapped in a gold nanoparticles/polymer composite for direct and sensitive conductometric biosensing of ochratoxin A in olive oil</td><td>Dridi, Fatma; Marrakchi, Mouna; Gangouri, Mohamed; Garcia-Cruz, Alvaro; Dzyadevych, Sergey; Vocanson, Francis; Saulnier, Joelle; Jaffreiz-Renault, Nicole; Lagarde, Florence</td><td>2015</td><td>Sensors and Actuators B Chemical</td></tr><tr><td>2</td><td>6QFNZNJJ</td><td>Green analytical chemistry in the determination of organic pollutants in the aquatic environment</td><td>Farré, Marinella; Pérez, Sandra; Gonçalves, Carlos; Alpendurada, M.F.; Barceló, Danià</td><td>2010</td><td>BioCop - Monitoring chemical contaminants in foods</td></tr><tr><td>3</td><td>SDD5SIRR</td><td>Sensors and biosensors for monitoring marine contaminants</td><td>Justino, Celine I.L.; Freitas, Ana C.; Duarte, Armando C.; Santos, Teresa A.P.Rocha</td><td>2015</td><td>Trends in Environmental Analytical Chemistry</td></tr><tr><td>4</td><td>4VAZZPFJ</td><td>Gold nanorod-based localized surface plasmon resonance biosensors: A review</td><td>Cao, Jie; Sun, Tong; Grattan, Kenneth T.V.</td><td>2014</td><td>Sensors and Actuators B Chemical</td></tr><tr><td>5</td><td>NHMH355N</td><td>Sensors and technologies for in situ dissolved methane measurements and their evaluation using Technology Readiness Levels</td><td>Boulart, C.; Connelly, D.P.; Mowlem, M.C.</td><td>2010</td><td>TrAC Trends in Analytical Chemistry</td></tr><tr><td>6</td><td>CJ9M3UK3</td><td>Mimicking nature's noses: From receptor deorphaning to olfactory biosensing</td><td>Glatz, Richard; Bailey-Hill, Kelly</td><td>2011</td><td>Progress in Neurobiology</td></tr><tr><td>7</td><td>VPSUDSHD</td><td>A self-assembled monolayers based conductometric algal whole cell biosensor for water monitoring</td><td>Guedri, Houssemeddine; Durrieu, Claude</td><td>2008</td><td>Microchimica Acta</td></tr><tr><td>8</td><td>KFZDUVXV</td><td>Biotoxin Detection Using Cell-Based Sensors</td><td>Banerjee, Pratik; Kintzios, Spyridon; Prabhakarpandian, Balabhaskar</td><td>2013</td><td>Toxins</td></tr><tr><td>9</td><td>KHJ4AZCK</td><td>Comparative advantages of mechanical biosensors</td><td>Arlett, J. L.; Myers, E. B.; Roukes, M. L.</td><td>2011</td><td>Nature Nanotechnology</td></tr><tr><td>10</td><td>W56BW4SE</td><td>Electrochemical biosensors - Sensor principles and architectures</td><td>Grieshaber, Dorothee; MacKenzie, Robert; Voeroes, Janos; Reimhult, Erik</td><td>2008</td><td>Sensors</td></tr><tr><td>11</td><td>WFVSJIISE</td><td>Immunoanalytical techniques for analyzing pesticides in the environment</td><td>Raman Suri, C.; Boro, Robin; Nangia, Yogesh; Gandhi, Sonu; Sharma, Priyanka; Wangoo, Nishima; Rajesh, Kumar; Shekhawat, G.S.</td><td>2009</td><td>TrAC Trends in Analytical Chemistry</td></tr><tr><td>12</td><td>IIUSS7RH</td><td>Nitrate biosensors and biological methods for nitrate determination</td><td>Sohail, Manzar; Adeloju, Samuel B.</td><td>2016</td><td>Talanta</td></tr><tr><td>13</td><td>BKMSF7KM</td><td>Progress and recent advances in phosphate sensors: A review</td><td>Law, Abdulazeez, T.; Adeloju, Samuel B.</td><td>2013</td><td>Talanta</td></tr><tr><td>14</td><td>WW8TEXB3</td><td>Xenon for NMR biosensing - Inert but alert</td><td>Schröder, Leif</td><td>2013</td><td>Physica Medica</td></tr><tr><td>15</td><td>WHFKZUCV</td><td>Biology and applications of olfactory sensing system: A review</td><td>Sankaran, Sindhuja; Khot, Lav R.; Panigrahi, Suranjan</td><td>2012</td><td>Sensors and Actuators B Chemical</td></tr><tr><td>16</td><td>TU7VS8HG</td><td>The future of biotechnology for gold exploration and processing</td><td>Zammit, Carla M.; Cook, Nigel; Brugger, Joë; Clobanu, Cristiana L.; Reith, Frank</td><td>2012</td><td>Minerals Engineering</td></tr><tr><td>17</td><td>NZPSETHG</td><td>DNAzyme-based biosensor for detection of lead ion: A review</td><td>Liang, Gang; Man, Yan; Li, An; Jin, Xinxin; Liu, Xinhui; Pan, Ligang</td><td>2017</td><td>Microchemical Journal</td></tr><tr><td>18</td><td>7STAJQZZ</td><td>Current progress in biosensors for heavy metals based on DNAzymes/DNA molecules functionalized nanostructures: A review</td><td>Zhou, Y.; Tang, L.; Zeng, G.; Zhang, C.; Zhang, Y.; Xie, X.</td><td>2016</td><td>Sensors and Actuators B Chemical</td></tr><tr><td>19</td><td>BENVTK47</td><td>Recent approaches to improving selectivity and sensitivity of enzyme-based biosensors for organophosphorus pesticides: A review</td><td>Songa, E.A.; Okonkwo, J.O.</td><td>2016</td><td>Talanta</td></tr><tr><td>20</td><td>D4FVA9Q7</td><td>Nanomaterials-based optical techniques for the detection of acetylcholinesterase and pesticides</td><td>Xia, N.; Wang, Q.; Liu, L.</td><td>2015</td><td>Sensors (Switzerland)</td></tr><tr><td>21</td><td>9QQTWSDD</td><td>Fiber-optic chemical sensors and fiber-optic biosensors</td><td>Pospišlová, M.; Kuncová, G.; Trögl, J.</td><td>2015</td><td>Sensors (Switzerland)</td></tr><tr><td>22</td><td>39C9K2GU</td><td>Microbial fuel cell-based biosensors for environmental monitoring: A review</td><td>Sun, J.-Z.; Kingori, G.P.; Si, R.-W.; Zhai, D.-D.; Liao, Z.-H.; Sun, D.-Z.; Zheng, T.; Yong, Y.-C.</td><td>2015</td><td>Water Science and Technology</td></tr><tr><td>23</td><td>MKAVH879</td><td>Recent trends in development of biosensors for detection of microcystin</td><td>Singh, S.; Srivastava, A.; Oh, H.-M.; Ahn, C.-Y.; Choi, G.-G.; Asthana, R.K.</td><td>2012</td><td>Toxicon</td></tr><tr><td>24</td><td>R5CZNWNG</td><td>Composite materials based on ormosil for the construction of electrochemical sensors and biosensors</td><td>Tiwari, I.; Singh, K.P.</td><td>2012</td><td>Russian Journal of General Chemistry</td></tr><tr><td>25</td><td>V95NKH54</td><td>Biological sensors for solar ultraviolet radiation.</td><td>Yagura, T.; Makita, K.; Yamamoto, H.; Menck, C.F.; Schuch, A.P.</td><td>2011</td><td>Sensors (Basel Switzerland)</td></tr><tr><td>26</td><td>EH365B5V</td><td>Analytical methods for pesticides and herbicides</td><td>Liang, H.C.; Hay, M.T.</td><td>2011</td><td>Water Environment Research</td></tr><tr><td>27</td><td>JXFGTCG3</td><td>Bacterial biosensors for measuring availability of environmental pollutants</td><td>Tecon, R.; Van Der Meer, J.R.</td><td>2008</td><td>Sensors</td></tr><tr><td>28</td><td>XWAB7QMM</td><td>Transgenic plants as sensors of environmental pollution genotoxicity</td><td>Kovalchuk, I.; Kovalchuk, O.</td><td>2008</td><td>Sensors</td></tr><tr><td>29</td><td>VIXBXPN8</td><td>Carbon nanotube-based electrochemical biosensing platforms: fundamentals, applications, and future possibilities.</td><td>Luong, J.H.; Male, K.B.; Hrapovic, S.</td><td>2007</td><td>Recent patents on biotechnology</td></tr><tr><td>30</td><td>S3CXRRWD</td><td>Fundamentals and application of biosensors</td><td>Karya, S.K.; Chaubey, A.; Malhotra, B.D.</td><td>2006</td><td>Proceedings of the Indian National Science Academy</td></tr><tr><td>31</td><td>I45XF8JF</td><td>Nanomaterial-based biosensors for environmental and biological monitoring of organophosphorus pesticides and nerve agents</td><td>Zhang, Weiying; Asiri, Abdullah Mohamed; Liu, Deli; Du, Dan; Un, Yuehe</td><td>2014</td><td>TrAC Trends in Analytical Chemistry</td></tr><tr><td>32</td><td>IS28TSXI</td><td>Toxicity assessment using different bioassays and microbial biosensors</td><td>Hassan, Sedky H.A.; Van Ginkel, Steven W.; Hussein, Mohamed A.M.; Abshkharon, Roman; Oh, Sang-Eun</td><td>2016</td><td>Environment International</td></tr><tr><td>33</td><td>UTD24SWK</td><td>Hydrogel microparticles for biosensing</td><td>Le Goff, Gaelle C.; Srinivas, Rathi L.; Hill, W. Adam; Doyle, Patrick S.</td><td>2015</td><td>European Polymer Journal</td></tr><tr><td>34</td><td>I3AWM9QE</td><td>Toxicity measurement in biological wastewater treatment processes: A review</td><td>Xiao, Yeyuan; Araujo, Cecilia De; Sze, Chun Chau; Stuckey, David C</td><td>2015</td><td>Journal of Hazardous Materials</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th></th><th></th><th></th><th></th><th></th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td>35</td><td>U7M6PQBG</td><td>Enzymes as useful tools for environmental purposes</td><td>Rao, M.A.; Scolza, R.; Acevedo, F.; Diez, M.C.; Gianfreda, L.</td><td>2014</td><td>Chemosphere</td></tr><tr><td>36</td><td>ENUFPPM7</td><td>Achievements and future trends in the analysis of emerging organic contaminants in environmental samples by mass spectrometry and bioanalytical techniques</td><td>Farré, Marinella; Kantiani, Lina; Petrovic, Mira; Pérez, Sandra; Barceló, Damià</td><td>2012</td><td>Mass Spectrometry Innovation and Application Part VII</td></tr><tr><td>37</td><td>JM2K1XX9</td><td>Application of Biosensor Surface Immobilization Methods for Aptamer</td><td>ZHOU, Ling; WANG, Ming-Hua; WANG, Jian-Ping; YE, Zhun-Zhong</td><td>2011</td><td>Chinese Journal of Analytical Chemistry</td></tr><tr><td>38</td><td>3XZ42BJF</td><td>Biosensors for pharmaceuticals based on novel technology</td><td>Sanvicens, Nuria; Mannelli, Ilaria; Salvador, J.-Pablo; Valera, Enrique; Marco, M.-Pilar</td><td>2011</td><td>Characterization Analysis and Risks of Nanomaterials in Environmental and Food Samples II</td></tr><tr><td>39</td><td>IDKTJ9PI</td><td>Cell culture-based biosensing techniques for detecting toxicity in water</td><td>Tan, Lu; Schirmer, Kristin</td><td>2017</td><td>Energy biotechnology • Environmental biotechnology</td></tr><tr><td>40</td><td>MJ2NKRNS</td><td>New EU regulation aspects and global market of active and intelligent packaging for food industry applications</td><td>Restuccia, Donatella; Spizzirri, U. Gianfranco; Parisi, Ortensia I.; Grillo, Giuseppe; Curcio, Manuel; Iemma, Francesca; Puoci, Francesco; Vinci, Giuliana; Picci, Nevio</td><td>2010</td><td>Food Control</td></tr><tr><td>41</td><td>VRPCFWDK</td><td>Materials science and the sensor revolution</td><td>Byrne, Robert; Benito-Lopez, Fernando; Diamond, Dermot</td><td>2010</td><td>Materials Today</td></tr><tr><td>42</td><td>WSTGXGC5</td><td>Whole-cell biosensors for detection of heavy metals in environmental samples based on metallothionein promoters from Tetrahymena thermophila</td><td>Amaro, F.; Turkewitz, A.P.; Martín-González, A.; Gutiérrez, J.-C.</td><td>2011</td><td>Microbial Biotechnology</td></tr><tr><td>43</td><td>6MAAAVAJQ</td><td>Aptamer-based environmental biosensors for small molecule contaminants</td><td>Nguyen, V.-T.; Kwon, Y.S.; Gu, M.B.</td><td>2017</td><td>Current Opinion in Biotechnology</td></tr><tr><td>44</td><td>HX7B49Z2</td><td>Enzyme Immobilization by Amperometric Biosensors with TiO2 Nanoparticles Used to Detect Phenol Compounds</td><td>Romero-Arcos, M.; Garnica-Romo, M.G.; Martinez-Flores, H.E.; Vázquez-Marrufo, G.; Ramírez-Bon, R.; González-Hernández, J.; Barbosa-Cánovas, G.V.</td><td>2016</td><td>Food Engineering Reviews</td></tr><tr><td>45</td><td>Q5DAK8XX</td><td>Nanomaterials for electrochemical sensing and decontamination of pesticides</td><td>Viswanathan, S.; Manisankar, P.</td><td>2015</td><td>Journal of Nanoscience and Nanotechnology</td></tr><tr><td>46</td><td>I88X2IS5</td><td>Carbon nanostructures for development of acetylcholinesterase electrochemical biosensors for determination of pesticides</td><td>Xia, N.; Gao, Y.</td><td>2015</td><td>International Journal of Electrochemical Science</td></tr><tr><td>47</td><td>B45EJ44F</td><td>Nanomaterials based acetylcholinesterase biosensors for organophosphorus compounds detection: Review</td><td>Dhull, V.; Dilbaghi, N.; Hooda, V.</td><td>2015</td><td>International Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences</td></tr><tr><td>48</td><td>M9MXUMSA</td><td>Utilizing insect behavior in chemical detection by a behavioral biosensor</td><td>Fernández-Grandon, G.M.; Girling, R.D.; Poppy, G.M.</td><td>2011</td><td>Journal of Plant Interactions</td></tr><tr><td>49</td><td>VHRIU2SJ</td><td>Review on the use of enzymes for the detection of organochlorine, organophosphate and carbamate pesticides in the environment</td><td>Van Dyk, J.S.; Pletschke, B.</td><td>2011</td><td>Chemosphere</td></tr><tr><td>50</td><td>W8NZZKR7</td><td>Nanostructures in biosensor-a review</td><td>Yeom, S.-H.; Kang, B.-H.; Kim, K.-J.; Kang, S.-W.</td><td>2011</td><td>Frontiers in Bioscience</td></tr><tr><td>51</td><td>2IKHG95C</td><td>Microcapsules as optical biosensors</td><td>McShane, M.; Ritter, D.</td><td>2010</td><td>Journal of Materials Chemistry</td></tr><tr><td>52</td><td>293DB4BR</td><td>New trends in bio/nanotechnology: Stable proteins as advanced molecular tools for health and environment</td><td>Staiano, M.; Baldassarre, M.; Esposito, M.; Apicella, E.; Vitale, R.; Aurilia, V.; D'Auria, S.</td><td>2010</td><td>Environmental Technology</td></tr><tr><td>53</td><td>ZD9MV3WN</td><td>Electrochemical biosensor technology: application to pesticide detection</td><td>Palchetti, I.; Laschi, S.; Mascini, M.</td><td>2009</td><td>Methods in molecular biology (Clifton NJ)</td></tr><tr><td>54</td><td>QIMZT6FS</td><td>An overview of conventional and emerging analytical methods for the determination of mycotoxins</td><td>Cigic, I.K.; Prosen, H.</td><td>2009</td><td>International Journal of Molecular Sciences</td></tr><tr><td>55</td><td>5CNTSVEN</td><td>Live reports from the soil grain - The promise and challenge of microbiosensors</td><td>Gage, D.J.; Herron, P.M.; Arango Pinedo, C.; Cardon, Z.G.</td><td>2008</td><td>Functional Ecology</td></tr><tr><td>56</td><td>WINKPS2T</td><td>Recent biosensing developments in environmental security</td><td>Wanekaya, A.K.; Chen, W.; Mulchandani, A.</td><td>2008</td><td>Journal of Environmental Monitoring</td></tr><tr><td>57</td><td>7N3RVG6N</td><td>Biosensors and ecotoxicology</td><td>Hansen, P.-D.</td><td>2008</td><td>Engineering in Life Sciences</td></tr><tr><td>58</td><td>H7ZWM9DM</td><td>Advances in the manufacturing types, and applications of biosensors</td><td>Ravidra, N.M.; Prodan, C.; Fnu, S.; Padroni, I.; Sikha, S.K.</td><td>2007</td><td>JOM</td></tr><tr><td>59</td><td>45IAGIFM</td><td>Electrochemical biosensors for pollutants in the environment</td><td>Badilii-Mossberg, M.; Buchner, V.; Rishpon, J.</td><td>2007</td><td>Electroanalysis</td></tr><tr><td>60</td><td>SIVJ8SA5</td><td>Surface plasmon resonance biosensors for detection of pathogenic microorganisms: Strategies to secure food and environmental safety</td><td>Bergwerff, A.A.; Van Knapen, F.</td><td>2006</td><td>Journal of AQAC International</td></tr><tr><td>61</td><td>QQ85JSMW</td><td>DNAzymes in environmental sensing</td><td>Vannela, R.; Adriaens, P.</td><td>2006</td><td>Critical Reviews in Environmental Science and Technology</td></tr><tr><td>62</td><td>H8E34T8U</td><td>THz biosensing devices: Fundamentals and technology</td><td>Nagel, M.; Först, M.; Kurz, H.</td><td>2006</td><td>Journal of Physics Condensed Matter</td></tr><tr><td>63</td><td>FXDU2IP</td><td>Selection of aptamers against Ara h 1 protein for FO-SPR biosensing of peanut allergens in food matrices</td><td>Tran, Dinh T.; Knez, Karel; Janssen, Kris P.; Pollet, Jeroen; Spasic, Dragana; Lammertyn, Jeroen</td><td>2013</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>64</td><td>V29VIU2X</td><td>Paper-based chemical and biological sensors: Engineering aspects</td><td>Ahmed, Snober; Bui, Minh-Phuong Ngoc; Abbas, Abdennour</td><td>2016</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>65</td><td>TB2RKNM</td><td>Acoustic wave based MEMS devices for biosensing applications</td><td>Voiculescu, Ioana; Nordin, Anis Nurashikin</td><td>2012</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>66</td><td>MZ6D7KHS</td><td>Emerging high-throughput approaches to analyze bioremediation of sites contaminated with hazardous and/or recalcitrant wastes</td><td>Stenuit, Ben; Eyers, Laurent; Schuler, Luc; Agathos, Spiros N.; George, Isabelle</td><td>2008</td><td>Biotechnology Advances</td></tr><tr><td>67</td><td>IPQIU8NV</td><td>High-performance integrated field-effect transistor-based sensors</td><td>Adzhri, R.; Md Arshad, M.K.; Gopinath, Subash C.B.; Ruslinda, A.R.; Fathil, M.F.M.; Ayub, R.M.; Nor, M. Nuzaihan Mohd; Voon, CH.</td><td>2016</td><td>Analytical Chimica Acta</td></tr><tr><td>68</td><td>FKC3MPE3</td><td>Immunosensors for detection of pesticide residues</td><td>Jiang, Xuesong Li, Dongyang; Xu, Xia; Ying, Yibin; Li, Yanbin; Ye, Zunzhong; Wang, Jianping</td><td>2008</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>69</td><td>TU6VASPN</td><td>Information from single-cell bacterial biosensors: what is it good for?</td><td>Tecon, Robin; van der Meer, Jan Roelof</td><td>2006</td><td>Analytical biotechnology Edited by Jan Roelof van der Meer and J Colin Murrel</td></tr></tbody></table>
<table><tr><td>70</td><td>6JFKTDTR</td><td>Microfluidics and biosensors as tools for NanoBioSystems research with applications in the "Life Science"</td><td>Schober, Andreas; Augspurger, Caroline; Fernekorn, Uta; Weibezahn, Karl-Friedrich; Schlingloff, Gregor; Gebinoga, Michael; Worgull, Mathias; Schneider, Mark; Hildmann, Christian; Weise, Frank; Hampf, Jörg; Silveira, Liele; Cimalla, Irina; Lübbers, Benedikt</td><td>2010</td><td>BIOINSPIRED AND BIOINTEGRATED MATERIALS AS NEW FRONTIERS NANOMATERIALS I Symposium M of the 2009 E-MRS Spring Meeting Strasbourg France June 8-12 2009</td></tr><tr><td>71</td><td>4SSAVD4Q</td><td>Biosensor Based on Chitosan Nanocomposite</td><td>Li, Baoqiang Cheng Yinfeng; Xu, Feng; Wang, Lei; Wei, Daqing; Jia, Dechang; Feng, Yujie; Zhou, Yu</td><td>2015</td><td>Advanced Bioelectronics Materials</td></tr><tr><td>72</td><td>P65JU9MX</td><td>Recent advances in DNA-based electrochemical biosensors for heavy metal ion detection: A review</td><td>Saidur, M.R.; Aziz, A.R.A.; Basirun, W.J.</td><td>2017</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>73</td><td>7G7BFZ5A</td><td>Biosensors and their applications in detection of organophosphorus pesticides in the environment</td><td>Hassani, S.; Montaz, S.; Vakhshiteh, F.; Maghsoudi, A.S.; Ganjali, M.R.; Norouzi, P.; Abdollahi, M.</td><td>2017</td><td>Archives of Toxicology</td></tr><tr><td>74</td><td>VX3NZF4R</td><td>Comparison of electrochemical immunosensors and aptasensors for detection of small organic molecules in environment, food safety, clinical and public security</td><td>Piro, B.; Shi, S.; Reisberg, S.; Noël, V.; Anquetin, G.</td><td>2016</td><td>Biosensors</td></tr><tr><td>75</td><td>HQTDR4BV</td><td>Recent advances in surface functionalization techniques on polymethacrylate materials for optical biosensor applications</td><td>Hosseini, S.; Ibrahim, F.; Djordjevic, I.; Koole, L.H.</td><td>2014</td><td>Analyst</td></tr><tr><td>76</td><td>H9X8AP97</td><td>Silicon nanowires as field-effect transducers for biosensor development: A review</td><td>Noor, M.O.; Krull, U.J.</td><td>2014</td><td>Analytica Chimica Acta</td></tr><tr><td>77</td><td>7S3JZFVG</td><td>Design, construction, and characterization of a set of biosensors for aromatic compounds</td><td>Xue, H.; Shi, H.; Yu, Z.; He, S.; Liu, S.; Hou, Y.; Pan, X.; Wang, H.; Zheng, P.; Cui, C.; Viets, H.; Liang, J.; Zhang, Y.; Chen, S.; Zhang, H.M.; Ouyang, Q.</td><td>2014</td><td>ACS Synthetic Biology</td></tr><tr><td>78</td><td>34HJE2HD</td><td>On-site airborne pheromone sensing</td><td>Wehrenfennig, C.; Schott, M.; Gasch, T.; Düring, R.A.; Vilcinskas, A.; Kohl, C.-D.</td><td>2013</td><td>Analytical and Bioanalytical Chemistry</td></tr><tr><td>79</td><td>JZ2W19UZ</td><td>Responsive polymers for analytical applications: A review</td><td>Islam, M.R.; Lu, Z.; Li, X.; Sarker, A.K.; Hu, L.; Choi, P.; Li, X.; Hakobyan, N.; Serpe, M.J.</td><td>2013</td><td>Analytica Chimica Acta</td></tr><tr><td>80</td><td>69W3UEQ9</td><td>Functionalized ceramics for biomedical, biotechnological and environmental applications</td><td>Treccani, L.; Yvonne Klein, T.; Meder, F.; Pardun, K.; Rezwan, K.</td><td>2013</td><td>Acta Biomaterialia</td></tr><tr><td>81</td><td>GCPHRX6E</td><td>Sensing and analysis of soluble phosphates in environmental samples: A review</td><td>Warwick, C.; Guerreiro, A.; Soares, A.</td><td>2013</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>82</td><td>KV2TTK19</td><td>Advances in pesticide biosensors: Current status, challenges, and future perspectives</td><td>Liu, S.; Zheng, Z.; Li, X.</td><td>2013</td><td>Analytical and Bioanalytical Chemistry</td></tr><tr><td>83</td><td>TVQVGA7C</td><td>Active cellular sensing with quantum dots: Transitioning from research tool to reality; a review</td><td>Delehanty, J.B.; Susumu, K.; Manthe, R.L.; Algar, W.R.; Medintz, I.L.</td><td>2012</td><td>Analytica Chimica Acta</td></tr><tr><td>84</td><td>MIE2AD8D</td><td>Acetylcholinesterase inhibition-based biosensors for pesticide determination: A review</td><td>Pundir, C.S.; Chauhan, N.</td><td>2012</td><td>Analytical Biochemistry</td></tr><tr><td>85</td><td>W9TZGIND</td><td>Staying alive: New perspectives on cell immobilization for biosensing purposes</td><td>Michelini, E.; Roda, A.</td><td>2012</td><td>Analytical and Bioanalytical Chemistry</td></tr><tr><td>86</td><td>QDVRFJEI</td><td>Micro-algal biosensors</td><td>Brayner, R.; Couté, A.; Livage, J.; Perrette, C.; Sicard, C.</td><td>2011</td><td>Analytical and Bioanalytical Chemistry</td></tr><tr><td>87</td><td>AVW6UENV</td><td>Photonics-on-a-chip: Recent advances in integrated waveguides as enabling detection elements for real-world, lab-on-a-chip biosensing applications</td><td>Washburn, A.L.; Bailey, R.C.</td><td>2011</td><td>Analyst</td></tr><tr><td>88</td><td>T62HUSXU</td><td>Recent advances in recognition elements of food and environmental biosensors: A review</td><td>Van Dorst, B.; Mehta, J.; Bekaert, K.; Rouah-Martin, E.; De Coen, W.; Dubruel, P.; Blust, R.; Robbens, J.</td><td>2010</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>89</td><td>VRCCSIRJ</td><td>Analytical methodologies for the determination of nitroimidazole residues in biological and environmental liquid samples: A review</td><td>Mahugo-Santana, C.; Sosa-Ferrera, Z.; Torres-Padrón, M.E.; Santana-Rodríguez, J.J.</td><td>2010</td><td>Analytica Chimica Acta</td></tr><tr><td>90</td><td>ES47IAAK</td><td>Microcantilever biosensors based on conformational change of proteins</td><td>Ji, H.-F.; Gao, H.; Buchapudi, K.R.; Yang, X.; Xu, X.; Schulte, M.K.</td><td>2008</td><td>Analyst</td></tr><tr><td>91</td><td>BHJAAXG5</td><td>Biosensors based on screen-printing technology, and their applications in environmental and food analysis</td><td>Tudorache, M.; Bala, C.</td><td>2007</td><td>Analytical and Bioanalytical Chemistry</td></tr><tr><td>92</td><td>XIBUCDSW</td><td>Entrapment of biomolecules in sol-gel matrix for applications in biosensors: Problems and future prospects</td><td>Gupta, R.; Chaudhury, N.K.</td><td>2007</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr><tr><td>93</td><td>ESMRA58S</td><td>Enzyme inhibition-based biosensors for food safety and environmental monitoring</td><td>Amine, A.; Mohammadi, H.; Bourais, I.; Palleschi, G.</td><td>2006</td><td>Biosensors and Bioelectronics</td></tr></table>
Annexe 5
# FLUOTOX

## BIOCAPTEUR DE POLLUTION DE L'EAU

### Détection des traces d'herbicides : atrazine, diuron...

<figure><img src="image_41.png" /></figure>

<figure><img src="image_42.png" /></figure>

* Réactif biologique : Algues chlorophylliennes

* Haute sensibilité aux herbicides

* Contrôle en continu de la qualité de l'eau

* Enregistrement et stockage des mesures

* Alarme en cas de pollutions.

IFETURA-eu - Rue du Mad - 54530 ARNAVILLE if : 03 83 80 02 02 C8 : 03 83 81 74 30
C8 arnatronic@arnatronic.com
site internet : http://arnatronic.com
# FLUOTOX

## GENERALITES

Les herbicides sélectifs utilisés en agriculture étaient considérés naguère sans danger pour l'homme. Cependant, de récentes recherches ont montré qu'à long terme, ils ont un effet oestrogène et provoquent par exemple des cancers du sein. Or, nous les retrouvons aujourd'hui dans les fleuves et les nappes phréatiques à des concentrations pouvant atteindre parfois plusieurs ppb.

Il est de ce fait important de les détecter rapidement, à de très faibles teneurs (de l'ordre du µg/l) et de manière continue.

Permettant de répondre à ce besoin, le FLUOTOX est un appareil qui analyse l'évolution de mécanismes biologiques en fonction des variations de la qualité de l'eau.

## PRINCIPE UTILISE

Chez les végétaux, les herbicides bloquent les transferts électroniques au niveau de la membrane des thylacoïdes, de sorte que l'énergie solaire captée par les antennes chlorophylliennes ne participe plus à la chimie de la plante. De ce fait, cette énergie se transforme en chaleur et en rayonnement de fluorescence. L'amplitude de ce rayonnement indique le taux d'inhibition photosynthétique de la plante.

Pour les algues microscopiques chlorophylliennes, ce taux d'inhibition est fonction du type de micropolluants et de sa concentration dans l'eau.

Il s'agit donc d'exciter les algues avec une source lumineuse constante, puis de capter et de traiter la fluorescence émise.

## ORGANISATION DU BIOCAPTEUR

Le biocapteur réalise l'excitation des algues microscopiques chlorophylliennes et fait le relevé de fluorescence.

Il éclaire à l'aide d'une lumière bleue, modulée à 500Hz, des algues telles que les Scenedesmus Subspicatus. Ces algues immobilisées sur une membrane filtrante placée dans le courant d'eau à tester émettent de la fluorescence. Le signal de fluorescence recueilli par une photocellule associée à un filtre infrarouge est envoyé au système électronique.

<figure><img src="image_43.png" /></figure>

## INTERFACE HOMME MACHINE

### La visualisation :

- des alarmes sur la face avant (voyants lumineux sur le bandeau de porte)

* pollution

* fuite d'eau

* défaut température

- des données au fil de l'eau grâce aux logiciels d'interface (liaison série RS232 - PC de service)

### Les sorties :

- un contact sec s'enclenche en cas de dépassement du seuil de pollution (seuil défini par l'utilisateur)

- une liaison série RS232 permet le chargement des données et le paramétrage de l'appareil en local via le PC de service

- trois sorties 4-20mA donne en temps réel la fluorescence, sa dérivée et la température
# FLUOTOX

## SYNOPTIQUE DE L'INSTALLATION

<figure><img src="image_44.png" /></figure>

## AVANTAGES

### Contrôle en continu :

- économie d'analyses systématiques et onéreuses

- suppression des traitements en aveugle

- limitation des temps de traitement par la visualisation en temps réel de la fin de la période de pollution

- détection de courts passages de pollution

- raccordement à votre supervision par les liaisons 4-20mA

### Facilité d'exploitation :

- contact sec et témoin lumineux en cas de présence d'herbicide (alarme pollution)

- préleveur d'échantillons intégré et couplé au contact sec d'alarme pollution

- sauvegarde sécurisée des données par batterie (pas de perte d'historique)

- autonomie de sauvegarde des données jusqu'à 15 jours selon période des enregistrements (1 à 5 minutes)

## ENTRETIEN

### Biosubstrat :

- transport sans précaution particulière (par la poste)

- conservation 6 mois au réfrigérateur

- remplacement effectué par un opérateur sans qualification particulière

### Entretien mensuel facile et rapide :

- une demi journée (2 heures d'entretien)

- remplacement des tuyauteries plastiques (pompes péristaltiques)

- changement des algues

- nettoyage des circuits hydrauliques
# FLUOTOX

## Partenaire industriel

Le milieu de l'environnement et celui de l'eau en particulier n'étant pas son domaine naturel, le département ARNATRONIC a fait appel à une société spécialiste du milieu.

## ASPECT Service Environnement

La société ASPECT Service Environnement intervient en tant que bureau d'études en Environnement et Laboratoire d'analyses d'eau agréé par le ministère de l'environnement (agréments 1, 2, 3, 4 et 6 pour 1998), pour :

- la réalisation et la maintenance des cultures d'algues,

- la réalisation de l'immobilisation des algues sur la membrane filtrante utilisée pour le FLUOTOX,

- la détermination et la quantification du ou des produits responsables de l'enclenchement d'une alarme du FLUOTOX,

- la réalisation de tests de sensibilité du FLUOTOX sur diverses molécules ou mélanges de molécules.
Annexe 6
Exemples de biocapteurs électrochimiques pour la détection de pesticides (d'après Liu et al. (2012))

<table><thead><tr><td>Pesticides</td><td>Bioreceptor</td><td>Detector</td><td>LOD</td><td>Detection time</td><td>Comments</td><td>Year/reference</td></tr></thead><tbody><tr><td>Dimethyl 2,2-dichlorovinyl phosphate</td><td>AChE (E. eel)</td><td>Amperometric</td><td>1 ppb</td><td>Incubation time 3 min</td><td>A disposable SPE modified with a nylon membrane containing AChE, combined with a miniaturized flow cell system, allowed fast measurements of pesticides in the environment on the spot</td><td>2000 [329]</td></tr><tr><td>Parathion</td><td>Parathion hydrolase (Pseudomonas sp.)</td><td>Amperometric</td><td>1 ppb</td><td>1 min</td><td>The combination of parathion hydrolase modified carbon SPE with a microflow injection system and pulsed techniques allowed selective, highly sensitive, and continuous monitoring of parathion</td><td>2000 [288]</td></tr><tr><td>Chlorpyrifos-ethyl oxon</td><td>AChE (D. m)</td><td>Amperometric</td><td>0.1 ppb</td><td>Incubation time 20 min</td><td>The histidine-tagged AChE was immobilized on an SPE by a metal chelate, which allowed control of the orientation of the enzyme</td><td>2001 [217]</td></tr><tr><td>Chlorpyrifos-ethyl oxon</td><td>AChE (D. m)</td><td>Amperometric</td><td>2 ppt</td><td>Incubation time 20 min</td><td>Three immobilization methods were used for the fabrication of a reproducible and cheap SPE biosensor, including entrapment in a PVA-SbQ photopolymer, a sol-gel matrix, and immobilization by metal-chelate affinity</td><td>2002 [345]</td></tr><tr><td>Atrazine</td><td>Antibody</td><td>FET</td><td>0.2 ppb</td><td>20-25 min</td><td>The using of protein A-polyanion conjugates allowed antigens without additional treatment of specific antisera</td><td>2003 [343]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>AChE (E. eel) and ChOx (Alcaligenes sp.)</td><td>Amperometric</td><td>27.5 ppt</td><td>Incubation time 30 min</td><td>A ferro phthalocyanine chemically modified carbon paste electrode coupled with bienzyme in a dialysis membrane operated at a low applied potential (0.35 V) exhibited good stability (several months in a dry state at 4 °C).</td><td>2003 [287]</td></tr><tr><td>Atrazine</td><td>Tyrosinase</td><td>Conductometric</td><td>1 ppb</td><td>30 min</td><td>The conductometric tyrosinase biosensor showed a better LOD than that obtained using an amperometric tyrosinase biosensor. It did not need a reference electrode and can be driven at low voltage</td><td>2004 [289]</td></tr><tr><td>Dichlorvos</td><td>AChE (D. m)</td><td>Amperometric</td><td>22.1 ppt</td><td></td><td>The immobilization of AChE onto a polyethyleneimine-modified SPE increased storage and operational stability, but resulted in sensitivity loss</td><td>2004 [346]</td></tr><tr><td>Pirimiphos methyl</td><td>AChE (D. m) mutant</td><td>Amperometric</td><td>1 ppt</td><td>Incubation time 30 min</td><td>Engineering AChE B led to an increase in sensitivity and extraordinary high storage stability</td><td>2005 [33]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>AChE (E. eel)</td><td>Amperometric</td><td>0.145 ppb</td><td>Incubation time 30 min</td><td>A low-cost disposable biosensor was developed on the basis of a thick film strip electrode modified with AChE-functionalized acid purified CNTs; CNTs improved the electrocatalytic activity toward thiocholine and functionalized the immobilization matrix for the enzyme</td><td>2005 [347]</td></tr><tr><td>Omethoate</td><td>Wild-type AChE (D. m) and mutant</td><td>Amperometric</td><td>21.3 ppb</td><td>48 min</td><td>The use of enzymes from different sources improved the LOD and allowed discrimination of the interferences from mercury and hypochlorite</td><td>2005 [348]</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th>Peoticides</th><th>Biorccceptor</th><th>DctecLOr</th><th>LOD</th><th>Detection time</th><th>CommenL.</th><th>Ycar/reference</th></tr></thead><tbody><tr><td>Paraoxon</td><td>OPl-f</td><td>Am rometric</td><td>41.3 ppb</td><td>JO min</td><td>The OPH/CNT-modified SPE, showed higher sensitivity and stability owing to the accelerated oxidation of hydrogen peroxide at the CNT transducer</td><td>2005 [349]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>AChE</td><td>Am rometric</td><td>O.IJ ppI</td><td>Incubation time 6 min</td><td>The LBL nanostructures on the CNTs surface provided a favorable microenvironment to maintain the bioactivity of AChE and the electrocatalytic activity of the CNT: lowered the oxidation threshold. The biosensor integrated with a low injection system was an ideal tool for online monitoring of pesticides</td><td>2006 [258]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>OPH and engineered Moraxel/a sp.</td><td>Oxygen electrode</td><td>27.5 ppb</td><td>5 min</td><td>Combining engineered Mortuel/a sp. and OPH with a Clark dissolved oxygen electrode allowed sensitive, selective, rapid, and direct determination of p-nitrophenyl-substituted OP compound</td><td>2006 [77]</td></tr><tr><td>AtraLine</td><td>MIP of MAAEGDMA</td><td>Potentiometric</td><td>4.31 ppm</td><td>Re! ponsc time le. than JO.</td><td>The response time was less than 10, and the length or could be used for more than 2 months without any divergence, but the LOD was high</td><td>2006 [153]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>OPH</td><td>Conductance</td><td>13.8 ppm</td><td>Real time</td><td>The biosensor based on OPH immobiliLcd on a SWCNT electrode could serve as a simple, reliable, and low-cost biosensing platform</td><td>2007 [350]</td></tr><tr><td>Triazophos</td><td>AChE (E. ccQ)</td><td>Amrometric</td><td>1.57 ppb</td><td>Incubation time 12 min</td><td>AChE was immobilized on silica sol-gel film as emulating MWCNT, in which the sol-gel matrix provided a biocompatible microenvironment and effectively prevented leakage of the enzyme and MWCNT, promoted electron transfer reaction.</td><td>2007 [351]</td></tr><tr><td>Monocrotophos</td><td>AChE (E. ccQ)</td><td>Amrometric</td><td>0.6 ppb</td><td>Incubation time: 10 min</td><td>Immobilization of AChE on AuNPs embedded in sol-gel film provided a biocompatible microenvironment</td><td>2007 [352]</td></tr><tr><td>Malathion</td><td>AChE (E. ccQ)</td><td>Amrometric</td><td>0.03 ppb</td><td>Incubation time: 10 min</td><td>AChE immobilized on electrodeposited chitosan film mediated the generation and growth of AuPs, which a mediator improved the electron transfer between the solution and the electrode</td><td>2007 [353]</td></tr><tr><td>Monocrotophos</td><td>AChE (E. ecO)</td><td>Amrometric</td><td>0.3 ppb</td><td>Incubation time 8 min</td><td>Immobilization of AChE on a CdTe QD-AuNP composite modified chitosan microsphere interface favored the interface enzymatic hydrolysis reaction to form an electroactive substance and prevented enzyme molecule from leaking</td><td>2008 [257]</td></tr><tr><td>Dichlorvos</td><td>AChE</td><td>Amrometric</td><td>8 ppt</td><td>Incubation time 10 min</td><td>The AuNV-coated silicon nanocomposite enhanced the enzymatic activity and facilitated electron communication, thus significantly enhancing the sensor response</td><td>2008 [354]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>AChE (he)</td><td>Amrometric</td><td>0.55 ppI</td><td>20 min</td><td>Owing to the electrocatalytic propionic acid of CNTs, the CNT-modified SiP3 integrated with a micro now injection system shows high sensitivity</td><td>2008 [259]</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th>Pesticides</th><th>Bioroceptor</th><th>Detector</th><th>LOD</th><th>Detection time</th><th>Comments</th><th>Year/reference</th></tr></thead><tbody><tr><td>DNO</td><td>DNOC-imprinted copolymer of aniline and phenylenediamine</td><td>Amperometric</td><td>39.83 ppb</td><td></td><td>The microencapsulated DNOC-imprinted electrocopolymerized polymer film was able to differentiate between DNO and mher closely</td><td>2008 [169]</td></tr><tr><td>Dichlorvos</td><td>AChE</td><td>Potentiometric</td><td>0.05 ppb</td><td>5 min</td><td>Eruyme was immobilized on a carboxylated PVC matrix at the outer layer of the ISE membrane</td><td>2009 [280]</td></tr><tr><td>Chlorophos</td><td>Arthrobacter globifolium and AChE (be)</td><td>Potentiometric</td><td>0.26 ppb</td><td>Re. ponsc time 200 s</td><td>With the reactivation procedure, such a biosensor could be repeatedly used for at least 10 cycles</td><td>2009 [95]</td></tr><tr><td>Methyl parathion</td><td>AChE (E. ccl)</td><td>Ampcrometric</td><td>1 ppb</td><td>Incubation time 10 min</td><td>The proposed biosensor combined the advantage of bacterial sensors with the sensitivity of inhibition-based AChE one.</td><td>2009 [290]</td></tr><tr><td>Methyl parathion</td><td>AChE (E. ccl)</td><td>Ampcrometric</td><td>2 ppb</td><td>Incubation time 10 min</td><td>The immobilization of AChE in a calcium carbonate-chitosan based network-like structure provided a favorable and biocompatible microfluidic environment</td><td>2009 [256]</td></tr><tr><td>Atra.dne</td><td>PAAT-co-EDOT</td><td>Ampcrometric</td><td>21.57 ppb</td><td>Response time 10 s</td><td>AChE was immobilized onto an AuPd-polypyrrole nano-nano network-like nanocomposite, which not only provided a biocompatible microfluidic environment to maintain the bioactivity of AChE, but also exhibited a strong synergistic effect and thereby improved the sensing property.</td><td>2009 [167]</td></tr><tr><td>Diazinon</td><td>AChE</td><td>FET</td><td>5 ppb</td><td>Incubation time 15 min</td><td>The extended-gate FET sensor with a ferrocrocen-modified gold electrode could detect enzyme-catalyzed production, without using mediator</td><td>2010 [355]</td></tr><tr><td>Chloropyrifos</td><td>AChE (be)</td><td>Vohammetric</td><td>51 ppb</td><td>Incubation time 10 min</td><td>Immobilization of AChE on an oxidized exfoliated graphene nanoplatelet-chitosan microfluidic composite resulted in high affinity, fast response, and high sensitivity</td><td>2010 [356]</td></tr><tr><td>Monocrotophos</td><td>AChE (E. ccl)</td><td>Fourier transform continuous cyclic voltmem</td><td>2.23 ppb</td><td>Response time 70 s</td><td>The combination of MWCNTs and AuNPs promoted the electron transfer and catalyzed the electrooxidation of thiocholine, resulting in high sensitivity and a fast response time</td><td>2010 [357]</td></tr><tr><td>Dimethoate</td><td>AChE (E. ccl)</td><td>Ampcrometric</td><td>0.46 ppb</td><td>Incubation time 8 min</td><td>Enzyme was immobilized on a MWCNT-CD composite modified glass carbon electrode</td><td>2010 [265]</td></tr><tr><td>Carbofuran</td><td>AChE</td><td>Ampcrometric</td><td>0.88 ppb</td><td>Incubation time 6 min</td><td>The AChE/dendrimer polyamidoamine-AuIC T-mullayer modified electrode provided a favorable environment for the immobilization of AChE</td><td>2010 [358]</td></tr></tbody></table>
<table><thead><tr><th>Pesticides</th><th>Bioreceptor</th><th>Detector</th><th>LOD</th><th>Detection time</th><th>Comments</th><th>Ycar/reference</th></tr></thead><tbody><tr><td>Methyl parathion</td><td>Methyl parathion degrading enLyme</td><td>Amperomeric</td><td>1.0 ppb</td><td>10 min</td><td>and al. o improved the elec rocatalytic characteristics and electron tran.sfer speed<br>Methyl parathion degrading enLyme wa; immobili.Lcd on an AuNP/MWCNT electrode through a CdTe QD covalent attachment<br>This approach aUowed loading of more cnLymes through CdTe QDs and resuiLcd in a remarkably low LOD owing LD synergistic effects of MWCNT.s and AuNP.s. The biosensor showed high selectivity toward pesticides containing a P-S bond and can be pOLentially reused and is suitable for continuous monitoring</td><td>2010 [281]</td></tr><tr><td>Chlorpyrifos</td><td>PATJ>/AUNP</td><td>Amperomeric</td><td>115.69 ppb</td><td>Incubation time 10 min</td><td>The combination of surface molecular self-assembly with electropolymerization of p-aminothiophenol on the larger area of an AuNP-modified electrode produced a high ratio of imprinted site! and improved the sensitivity and selectivity</td><td>2010 [152]</td></tr><tr><td>Paraoxon</td><td>BChE</td><td>Amperomeric</td><td>1.38 ppb</td><td></td><td>The combination of magnetic bead immunocapture-based enzyme activity as.<sup>+</sup><sup>+</sup>ay and competitive immunoassay provided a sensitive, rapid, and可靠 method for biomonitoring of OP compounds</td><td>2011 [269]</td></tr><tr><td>Carbaryl</td><td>AChE (E. ccQ</td><td>Amperomeric</td><td>0.7 ppb</td><td>Incubation time 2 min</td><td>The immobilization of AChE on a CdS-decorated graphene nanocomposite po. essed higher enzymatic activity and high affinity for the. ubstrac, and the integration of the CdS-graphene nanocomposite made the carbaryl contact with the active site of AChE much more easily, thus reducing the incubation time (2 min)</td><td>2011 [268]</td></tr><tr><td>Pamthion</td><td>OPH</td><td>Amperomeric</td><td>145.6 ppb</td><td>-10 min</td><td>Time-resolved differential pulse stripping voltammetry with a disposable proton-selective sensor allowed the discriminative detection of both pamthion and methyl pamthion</td><td>2011 [359]</td></tr><tr><td>Monocrotophos</td><td>AChE</td><td>Amperomeric</td><td>0.05 ppb</td><td>Incubation time 10 min</td><td>Mesocellular silica foam functioned as both an enLyme immobili. Lation matrix and a solid phase extraction material for the preconcentration of target molecules; The resulting biosensor showed extremely high sensitivity and LOD</td><td>2011 [360]</td></tr><tr><td>Trichloropyrindol</td><td>Anti-trichloropyrindol</td><td>Amperomeric</td><td>0.1 ppb</td><td>10 min</td><td>The portable immunochromatographic electrochemical biosensors, which combined an electrochemical immunosensor with a lateral-flow test strip, allowed accurate biomonitoring of the metabolite trichloropyrindol in plasma</td><td>2011 [97]</td></tr></tbody></table>
Annexe 7
Quelques exemples de méthodes écotoxicologiques mises en œuvre au laboratoire

<table><thead><tr><td>Nom de la méthode ou organisme sentinelle utilisé</td><td>Méthode</td><td>Matrice et milieu concernés</td><td>Type de pollution concernée</td></tr></thead><tbody><tr><td>Test écotoxicologique sur un nématode modèle</td><td>Norme NF ISO 10872 (2010) : Détermination de l'effet toxique d'échantillons de sédiments et de sol sur la croissance, la fertilité et la reproduction de Caenorhabditis elegans (Nématodes)</td><td>sol</td><td></td></tr><tr><td>Tests d'effets (mortalité et reproduction) chez le ver de Terre Eisenia fetida et Eisenia andrei</td><td>Détermination de la toxicité aiguë entraînant la mortalité des vers de terre, NF EN ISO 11268-1<br>Détermination des effets sur la reproduction, ISO 11268-2</td><td>Sol et déchets</td><td>Méthodes proposées par le BE Bio-Tox (http://www.bio-tox.fr/) Elles peuvent être exigées / proposées dans le cadre de l'évaluation de la toxicité des substances chimiques nouvelles et existantes (au niveau européen), l'autorisation de mise sur le marché de produits phytosanitaires, l'évaluation du caractère dangereux d'un déchet : critère d'écotoxicité (H14), l'évaluation de l'efficacité de proceeds de traitement des effluents phytosanitaires en vue de leur validation, et dans le cadre de diverses démarches de type expérimentales (par exemple Commission AFNOR en vue de l'élaboration d'une norme spécifique aux matériaux biodégradables destinés à l'agriculture)</td></tr><tr><td>Détermination de l'inhibition de la bioluminescence de la bactérie marine Vibrio fischeri</td><td>Test MICROTOX® en phase liquide, NF EN ISO 11348-3. Il existe d'autres systems commercialisés (BioTox, LumiStox, ToxAlert etc.)</td><td>Cette norme est applicable aux effluents aqueux industriels ou urbains, aux lixiviats, aux eaux douces (de surface ou souterraines) et aux eaux marines et saumâtres. Un essai adapté aux échantillons solides est également utilisé (notamment par Environnement Canada pour calculer l'indice de toxicité des sédiments SED-Tox)</td><td>Luminomètre compatible avec la norme NF EN ISO 11348-3 pour un usage au laboratoire et sur le terrain.</td></tr><tr><td>Détermination de l'inhibition de la bioluminescence de la bactérie marine Vibrio fischeri<br>Test avec protozoaires ciliés (Tetrahymena thermophila)<br>Test avec rotifères : Brachionus calyciflorus, B. plicatilis</td><td></td><td>Eaux (usagées, effluents et surfaces)</td><td></td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_45.png" /></figure>
<table><thead><tr><td>Nom de la méthode ou organisme sentinelle utilisé</td><td>Méthode</td><td>Matrice et milieu concernés</td><td>Type de pollution concernée</td></tr></thead><tbody><tr><td>Test avec crustacés : Thamnocephalus playurus Daphnia magna S. pulex Ceriodaphnia dubia Artemia franciscana ...</td><td>Test de toxicité aiguë ou chronique</td><td>Eaux (usagées, effluents et surfaces) ou des sédiments d'eau douce</td><td></td></tr><tr><td>Test avec des microalgues : Selenastrum capricornutum Phaeodactylum tricomutum</td><td>Test de toxicité chronique</td><td>Eaux (usagées, effluents et surfaces) ou en milieu marin et estuarienD selon l'espèce</td><td></td></tr><tr><td>Tests avec plantes supérieures</td><td>Vérification de l'effet sur la "germination" et la "première croissance" de 3 sortes de plantes (1 monocotylédone et 2 dicotylédones)</td><td>Sols après restauration</td><td></td></tr><tr><td>Mesure de biomarqueurs*</td><td>Tests de génotoxicité Test des micronoyaux Test des comètes</td><td>Sol, Eau</td><td></td></tr></tbody></table>

<footnote>* Les biomarqueurs d'effet correspondent à des cibles moléculaires qui, lorsqu'elles sont atteintes, signifient que les mécanismes de défense ou de détoxication de l'organisme n'ont pas été suffisamment efficaces pour contrer l'action néfaste d'un xénobiotique (ex. : capacité de phagocytose en immunotoxicité, dommages à l'ADN en génotoxicité...). Les conséquences peuvent être parfois irréversibles, entraînant à terme la mort de l'animal ou bien une incapacité à se reproduire. De tels effets peuvent par la suite altérer la structure même des populations et donc des écosystèmes.</footnote>