# Résistance métabolique et utilisation d'extraits de plantes contre l'aleurode Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) au Burkina Faso

Samuel Fogné Drabo

► To cite this version:

Samuel Fogné Drabo. Résistance métabolique et utilisation d'extraits de plantes contre l'aleurode Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) au Burkina Faso. Zoologie des invertébrés. Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO, 2019. Français. NNT: . tel-04048483

HAL Id: tel-04048483

https://theses.hal.science/tel-04048483

Submitted on 27 Mar 2023

HAL is a multi-disciplinary open access
archive for the deposit and dissemination of sci-
entific research documents, whether they are pub-
lished or not. The documents may come from
teaching and research institutions in France or
abroad, or from public or private research centers.

L'archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est
destinée au dépôt et à la diffusion de documents
scientifiques de niveau recherche, publiés ou non,
émanant des établissements d'enseignement et de
recherche français ou étrangers, des laboratoires
publics ou privés.

Public Domain
UNIVERSITÉ OUAGA I
Pr Joseph KI-ZERBO

École Doctorale
Sciences et Technologies

Laboratoire d'Entomologie
Fondamentale et Appliquée

<figure><img src="image_1.png" /></figure>

N° d'ordre : 697

Thèse présentée

Par Samuel Fogné DRABO

Pour obtenir le grade de

Docteur de l'Université Ouaga I Pr Joseph KI-ZERBO

Option : Sciences Biologiques Appliquées

Spécialité : Entomologie

RESISTANCE METABOLIQUE ET UTILISATION D'EXTRAITS DE
PLANTES CONTRE L'ALEURODE BEMISIA TABACI
(HEMIPTERA : ALEYRODIDAE) AU BURKINA FASO

Soutenue le 16 Mars 2019, devant la commission d'examen composée de :

Président : Laya SAWADOGO, Professeur titulaire, Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO

Membres :

-Guillaume Koffivi K. KETOH, Professeur titulaire, Université de Lomé (Togo) (Rapporteur)

- Martin KIENDREBEOGO, Professeur titulaire, Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO (Rapporteur)

-Antoine SANON, Professeur titulaire, Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO (Examinateur)

-Imaël Henri Nestor BASSOLE, Professeur titulaire, Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO (Examinateur)

-Olivier GNANKINE, Professeur titulaire, Université Ouaga 1 Pr Joseph KI-ZERBO (Directeur de thèse)
DEDICACE

Je dédie ce mémoire à ma famille : Papa, maman merci pour vos soutiens multiformes. Trouvez-en cette œuvre, le couronnement de vos sacrifices et vos efforts consentis.

A ma douce, tendre et bien-aimée épouse, Néema Fidélité TRAORE,
merci pour ton accompagnement, ta compréhension et ta patience.
<table><tr><td>2.1. Matériel animal</td><td>29</td></tr><tr><td>2.2. Matériel végétal</td><td>30</td></tr><tr><td>3. Méthodes</td><td>31</td></tr><tr><td>3.1. L'élevage de masse de l'aleurode Bemisia tabaci</td><td>31</td></tr><tr><td>3.2. Détermination des concentrations nécessaires aux bio-essais</td><td>31</td></tr><tr><td>3.3. Méthode de trempage de feuilles</td><td>32</td></tr><tr><td>3.4. Typage des individus de B. tabaci</td><td>33</td></tr><tr><td>Chapitre 3 : De la résistance aux insecticides : la résistance phénotypique</td><td>34</td></tr><tr><td>1. Introduction</td><td>34</td></tr><tr><td>2. Matériel et méthodes</td><td>35</td></tr><tr><td>2.1. Identification des biotypes de B. tabaci, dynamique de la résistance aux insecticides sur trois années</td><td>35</td></tr><tr><td>2.1.1. Identification des espèces ou biotypes de B. tabaci issus de deux sites à Ouagadougou</td><td>35</td></tr><tr><td>2.1.2. Détermination du niveau de résistance des adultes de B. tabaci issus de deux localités sur trois années</td><td>36</td></tr><tr><td>3. Résultats</td><td>37</td></tr><tr><td>3.1. Identification des biotypes de B. tabaci et plantes hôtes associées</td><td>37</td></tr><tr><td>3.2. Dynamique du niveau de résistance aux insecticides des biotypes MED-Q1 et MED-Q3 de B. tabaci sur trois années à Tanghin et à l'UFR/SVT</td><td>37</td></tr><tr><td>4. Discussion</td><td>41</td></tr><tr><td>Chapitre 4 : De la résistance aux insecticides : le mécanisme de résistance biochimique</td><td>43</td></tr><tr><td>Introduction</td><td>43</td></tr><tr><td>1. Matériel et méthodes</td><td>44</td></tr><tr><td>1.1. Mise en évidence de la résistance biochimique</td><td>44</td></tr><tr><td>1.1.1. Origine des individus</td><td>44</td></tr><tr><td>1.1.2. Réactifs et insecticides de synthèse utilisés</td><td>45</td></tr><tr><td>1.1.3. Extraction des enzymes</td><td>46</td></tr><tr><td>1.1.4. Le dosage des protéines</td><td>46</td></tr><tr><td>1.1.5. Le dosage des enzymes</td><td>47</td></tr><tr><td>2. Analyses statistiques</td><td>50</td></tr><tr><td>3. Résultats</td><td>50</td></tr><tr><td>3.1. La résistance biochimique</td><td>50</td></tr><tr><td>3.1.1. Les données sur l'application des insecticides au niveau de cinq localités</td><td>50</td></tr><tr><td>3.1.2. Le statut de résistance vis-à-vis de la deltaméthrine, l'acétamipride et du chlorpyriphos-éthyl</td><td>50</td></tr><tr><td>3.1.3. Dosage des enzymes</td><td>53</td></tr></table>
<table>
  <tbody>
    <tr>
      <td>3.1.4.</td>
      <td>Relation entre la résistance aux insecticides et les activités enzymatiques</td>
      <td>55</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>4.</td>
      <td>Discussion</td>
      <td>57</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">Conclusion partielle</td>
      <td>60</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">Chapitre 5 : Les extraits de plantes, une alternative à l'utilisation des insecticides de synthèse ?</td>
      <td>61</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>1.</td>
      <td>Introduction</td>
      <td>61</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.</td>
      <td>Matériel et méthodes</td>
      <td>63</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.1.</td>
      <td>Screening de 23 extraits de plantes (huiles essentielles et huiles de graines), caractérisation des meilleures huiles essentielles et fractionnement de l'huile de graine de Lannea kerstingii</td>
      <td>63</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.1.1.</td>
      <td>Screening d'huiles essentielles extraites de onze (11) plantes aromatiques sur les adultes de B. tabaci</td>
      <td>63</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.1.2.</td>
      <td>Screening d'huiles de graines extraites de douze (12) plantes oléagineuses</td>
      <td>66</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.2.</td>
      <td>Tests biologiques en milieu semi-contrôlé</td>
      <td>68</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.</td>
      <td>Résultats</td>
      <td>69</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.1.</td>
      <td>Sensibilité des adultes de B. tabaci vis-à-vis des huiles essentielles extraites de onze plantes aromatiques</td>
      <td>69</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.2</td>
      <td>Composition chimique des huiles essentielles d'Ocimum americanum, d'Hyptis spicigera et de Cymbopogon citratus</td>
      <td>72</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.2.</td>
      <td>Sensibilité des adultes du MED-Q1et du MED-Q3 vis-à-vis des huiles fixes de graines</td>
      <td>75</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.2.1.</td>
      <td>Fractionnement et toxicité des différentes fractions de l'huile fixe de Lannea kerstingii</td>
      <td>78</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.3.</td>
      <td>Tests en milieu semi-contrôlé</td>
      <td>78</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>4.</td>
      <td>Discussion</td>
      <td>79</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">DISCUSSION GENERALE</td>
      <td>62</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>1.</td>
      <td>Le biotype MED-Q1, une menace pour les cultures au Burkina Faso ?</td>
      <td>82</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>2.</td>
      <td>L'implication des enzymes de détoxification dans la résistance est-elle avérée ?</td>
      <td>83</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>3.</td>
      <td>La solution se trouve-t-elle dans les plantes ?</td>
      <td>83</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>4.</td>
      <td>Possibilité d'une application au champ ?</td>
      <td>84</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">CONCLUSION GENERALE</td>
      <td>85</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">CONCLUSION GENERALE</td>
      <td>85</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">DOCUMENTS CONSULTES</td>
      <td>101</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">CSAN, 2017. Gestion Intégrée de la Teigne des Choux ( Plutella xylostella ) au Niger</td>
      <td>101</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">EFSA, 2013. Scientific Opinion on the risks to plant health posed by Bemisia tabaci species complex and viruses it transmits for the EU territory 1. EFSA journal 11, 1-302.</td>
      <td>101</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">https://doi.org/10.2903/j.efsa.2013.3162</td>
      <td>101</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES</td>
      <td>87</td>
    </tr>
    <tr>
      <td colspan="2">Annexe 1 : Protocole d'extraction d'ADN en plaque 96 puits avec le kit NucleoSpin 96 Tissue de Macherey Nagel</td>
      <td>107</td>
    </tr>
  </tbody>
</table>
LISTE DES FIGURES

<table>
  <tbody>
    <tr>
      <td>FIGURE 1: CYCLE DE VIE DE B. TABACI TIRE DE (GUEGUEN, 2009)</td>
      <td>11</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 2: GROUPES GENETIQUES ET LES BIOTYPES RENCONTRES EN AFRIQUE DE L'OUEST (GNANKINE ET AL. 2013c)</td>
      <td>13</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 3: PHYLOGENIE DU COMPLEXE D'ESPECES B. TABACI (DE BARRO ET AL., 2011)</td>
      <td>14</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 4: DISTRIBUTION GEOGRAPHIQUE DE B. TABACI DANS LE MONDE EN 2018 (SOURCE : EPPO HTTPS://GD.EPPO.IN/TAXON/BEMITA/DISTRIBUTION)</td>
      <td>15</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 5: EVOLUTION DE LA RESISTANCE DES INSECTES AUX INSECTICIDES (ADAPTE DE GEORGHIOU, 1990)</td>
      <td>18</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 6: PRINCIPAUX MECANISMES DE RESISTANCE AUX INSECTICIDES CHIMIQUES CHEZ LE MOUSTIQUE (TIRE DU RAPPORT « UTILISATION DES INSECTICIDES ET GESTION DE LA RESISTANCE », CNEV 2014)</td>
      <td>19</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 7: LE MECANISME D'ACTION TOXIQUE DES OPS ET CARBAMATES PRINCIPAL EST DE BLOQUER LA DEGRADATION DE L'ACETYLCHOLINE AU NIVEAU DES SYNAPSES CHOLINERGIQUES PAR INHIBITION DE L'ACHE EN FORME MEMBRANAIRE ET SOLUBLE (MOHAMED, 2011)</td>
      <td>21</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 8: EXEMPLE DE MOLECULES CONSTITUTIVES DES HUILES ESSENTIELLES (BERGER, 2007)</td>
      <td>24</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 9: ZONE D'ETUDE</td>
      <td>30</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 10: ANALYSES PCR-RFLP AVEC XAPI (A) ET BFMI (B). LES TAILLES DES DIFFERENTES BANDES OBTENUES ET LES TAILLES (BP) DES BANDES CORRESPONDANT A L'ECHELLE SONT INDIQUEES RESPECTIVEMENT A GAUCHE ET A DROITE DE LA FIGURE (HENRI ET AL., 2013)</td>
      <td>35</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 11: DYNAMIQUE DE LA SENSIBILITE DU MED-Q3 SUR LES TROIS ANNEES D'ETUDE</td>
      <td>40</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 12: DYNAMIQUE DE LA SENSIBILITE DU MED-Q1 SUR LES TROIS ANNEES D'ETUDE</td>
      <td>40</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 13: LECTEUR SPECTROPHOTOMETRIQUE (SOURCE DRABO)</td>
      <td>49</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 14: COURBES ETALONS OBTENUES AU SPECTROPHOTOMETRE</td>
      <td>54</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 15: ACTIVITES ENZYMATIQUES DE DETOXIFICATION DANS LES POPULATIONS DE B. TABACI AU BURKINA FASO. A) ACTIVITE NON SPECIFIQUE DE L'ESTERASE, B) ACTIVITE DE LA PNPA-ESTERASE, C) ACTIVITE DE P450, D) ACTIVITE DE LA GLUTATHION-S-TRANSFERASE</td>
      <td>56</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 16: APPAREIL DE TYPE CLEVENGER</td>
      <td>64</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 17: CHROMATOGRAPHE EN PHASE GAZEUSE COUPLE AVEC UN SPECTROMETRE DE MASSE (DEVIER, 2003)</td>
      <td>65</td>
    </tr>
    <tr>
      <td>FIGURE 18: EXTRACTEUR D'HUILE (A) ET ECHANTILLON HUILE FIXE (B) (SOURCE DRABO)</td>
      <td>67</td>
    </tr>
  </tbody>
</table>
LISTE DES PHOTOS

<table><tr><td>PHOTO 1: CAGE D'ELEVAGE</td><td>31</td></tr><tr><td>PHOTO 2 : SERIE DE DILUTION</td><td>32</td></tr><tr><td>PHOTO 3: FEUILLES DE L. CAMARA DISPOSEES DANS LES BOITES DE PETRI AVANT ET APRES LE TRANSFERT DES INDIVIDUS</td><td>33</td></tr><tr><td>PHOTO 4: MICROPLAQUE COLOREE</td><td>49</td></tr><tr><td>PHOTO 5: CAGE D'ELEVAGE</td><td>68</td></tr></table>
LISTE DES ABBREVIATIONS

% : Pourcentage

°C: Dégré Celsus

µl: Microlitre

µM : Micromolaire

Ace-1: Acétylcholinestérase Insensible

AChE: Acétylcholinestérase

ACMV : Virus de la mosaïque africaine du manioc

ADN : Acide Désoxyribonucléique

AFC : Agriculture and Finance Consultants

AFLP : Amplification Fragment Length Polymorphism

ASL: Afrique subsaharienne Silverleafing

AVRDC :The world vegetable center

CDNB: 1-chloro-2, 4-Dinitrobenzene

CL50 : Concentration létale 50

CL90 : Concentration létale 90

CO1 : Cytochrome Oxydase 1

CPG : Chromatographie en phase gazeuse

CPG/SM : Chromatographie en phase gazeuse couplée avec la spectrométrie de masse

CNRST : Centre National de la Recherche Scientifique et Technologique

CSLP : Cadre Stratégique de Lutte contre la Pauvreté

DGPSA : Direction Générale des Previsions Prévisions et des Statistiques Agricoles

dNTP: désoxynucléotide triphosphate

DPSAA : Direction de la Prospection et des Statistiques Agricoles et Alimentaires

FAO: Organisation des nations Unies pour l'alimentation et l'agriculture

GABA : Gamma-Amino-Butyric Acid

GST : Glutathione S Transferases

IC 95 : Intervalle de confiance 95%
**INSD** : Institut National de la Statistique et de la Démographie

**Kdr**: knockdown resistance

**MEAM1** : Middle East- Asia Minor 1

**MED** : Méditerranéene

**MgCl2**: Chlorure de Magnésium

**mM**: millimolaire

**Neo** : Néonicotinoïdes

**OP** : Organophosphoré

**PCR**: Polymerase Chain Reaction (Réaction de polymérisation en chaine)

**PNPA** : Para Nitro Phenyl Acetate esterase

**PNTTA**: Programme National de Transfert de Technologie en Agriculture

**Pyr** : pyrèthrinoïdes

**RAPD-PCR** : Random Amplified Polymorphic DNA-Polymerase Chain Reaction

**RFLP**: Polymorphisme de la longueur des fragments de restriction

**TBE**: Tris-Borate-EDTA

**TYLCV** : Tomato Yellow leaf Curl Virus

**UFR/SVT** : Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre
Merci...
La présente thèse a été réalisée au sein du Laboratoire d'Entomologie Fondamentale et Appliquée (LEFA) de l'Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre (UFR/SVT) de l'Université Ouaga 1 Pr Joseph Ki-Zerbo. Il est également le fruit d'une collaboration internationale entre le LEFA et le Laboratoire de Biométrie et Biologie Evolutive (LBBE) de l'Université Claude Bernard Lyon1 (France). Ces travaux ont bénéficié d'un appui financier de **CAMPUS France**, du projet **WAVE** (West African Virus Epidemiology for Root and Tuber crops) et du projet **TWAS** (The World Academy of Sciences, Ref : 15-259 RG/BIO/AF/AC_G-FR3240287017)

Tout d'abord, je tiens à remercier **M. Olivier GNANKINE**, Professeur Titulaire à l'Université Ouaga I Pr Joseph KI-Zerbo, mon directeur de thèse, qui a dirigé de bout en bout ce travail avec toute la dextérité et la clairvoyance requises. Sa disponibilité, sa sollicitude, sa magnanimité, sa rigueur scientifique, ses immenses qualités humaines ainsi que ses soutiens multiples et multiformes ont permis de mener cette thèse à bon port et dans de meilleures conditions.

J'adresse mes vifs remerciements aux membres de jury, à :

**M. Laya SAWADOGO**, Professeur Titulaire, qui a bien accepté de présider le jury de ma thèse malgré vos occupations.

**M. Antoine SANON**, Professeur Titulaire, responsable du Laboratoire d'Entomologie Fondamentale et Appliquée (LEFA) et Directeur de l'UFR/SVT de l'Université Ouaga I Pr Joseph Ki-Zerbo, Je vous suis reconnaissant pour m'avoir accepté dans le laboratoire et pour la qualité de vos enseignements et de vos conseils. Merci pour avoir accepté d'examiner ce manuscrit et de faire partie du Jury.

**M. Imaël Henri Nestor BASSOLE**, Professeur Titulaire à l'Université Ouaga I Pr Joseph Ki-Zerbo, nous vous adressons nos sincères remerciements et toute notre reconnaissance pour la collaboration très franche et fructueuse dont nous avons bénéficié. Nous souhaitons pouvoir bénéficier toujours de cette collaboration. Merci pour avoir accepté d'examiner ce manuscrit et de faire partie du Jury.

**M. Martin KIENDREBEOGO**, Professeur Titulaire à l'Université de Ouaga I Pr Joseph KI-Zerbo et Responsable du Laboratoire de Biochimie et de Chimie Appliquée (LABIOCA), pour avoir accepté les manipulations de biochimie dans son laboratoire. Merci pour avoir accepté d'être rapporteur de ce manuscrit et de faire partie du Jury.
**M. Guillaume KETOH**, Professeur titulaire à l'Université de Lomé, pour avoir accepté d'être rapporteur, pour la qualité de vos remarques et de faire partie du Jury

**M. Thibaud MARTIN**, HDR, Chercheur, CIRAD en poste à l'université Felix Houphouët Boigny, qui avec ses nombreuses occupations a gentiment accepté d'être rapporteur et pour la pertinence de vos remarques.

Ce travail a bénéficié de de

Ce travail a bénéficié également de la collaboration très franche et fructueuse de **M. Roger C.H. NEBIE**, Chimiste-Organicien, Directeur de recherche au CNRST et premier responsable de cette structure à qui j'adresse mes sincères remerciements et toute ma reconnaissance.

Un grand merci à **M. Ahmed Y. COULIBALY**, Maître-Assistant pour son aide dans les manipulations de dosage enzymatique au Laboratoire de Biochimie et de Chimie Appliquée (LABIOCA).

Mes remerciements vont aussi à l'endroit de tous les Enseignants de l'UFR/SVT et particulièrement ceux du département de Biologie et Physiologie Animales pour le labeur accompli durant toutes ces années de formation.

Aux Docteurs, **Athanase BADOLO**, **Zakaria ILBOUDO**, **Fernand SANKARA**, **Edith ILBOUDO**, **Fousséni TRAORE**, **Adama OUEDA**, **Awa GNEME**, **Antoine WAONGO**, **Dimitri WANGRAWA**, **Judicaël OUILLY**, **Rahim ROMBA**, **Adama KABORE**, **Jean Christophe KOUSSOUBE**, **Aboubacar SOMBIE**, **Idrissa OUEDRAOGO**, au regretté **Salifou ZONGO**, pour leurs encouragements et conseils.

J'ai une pensée toute particulière à l'endroit de mes ainés doctorants et à l'ensemble des doctorants : **Marcellin YAMKOULGA**, **Koï KAM**, **Honoré KIENTEGA**, **Aboubacar BAMBA**, **Souleymane KOUSSOUBE**, **Appoline SANOU**, **Felix YAMEOGO**, du Laboratoire d'entomologie fondamentale et appliquée. De tout cœur, merci pour tous ces moments d'intense émotion et d'échange créés lors de nos différentes rencontres. Bon vent à tous pour la suite de vos travaux.
Durant ma thèse, j'ai eu l'opportunité de collaborer, de près ou de loin, avec de nombreuses personnes. Merci à **M. Martin Kientega** et **M. Assane Sangaré**, techniciens de laboratoire, pour le soutien moral et pour tous les services rendus lors de mes manipulations !

A mes amis de l'université : Moïse HARO, Colette TOUGOUMA, Basile TINDANO, Maya DOUKOURE, Patenema SAWADOGO, Souleymane BENGNEGDE, je dis merci pour l'ambiance qui a régné et qui continue de régner entre nous.

A mes amis et frères Lassèlè SERME, Sié Prospère KAM, Delphine DRABO, Jehojada SANGARE, Ephraïm DRABO, Dimitri LOMPO, Elysée YONLI, Cyrille OUEDRAOGO, Gosso BORO, aux familles Tidiani BORO, François DRABO et Augustin KI ; merci pour le soutien moral et financier.

Bien entendu, je remercie mes parents qui m'ont soutenu tout au long de mes études et qui m'ont surtout laissé libre de faire mes propres choix. Merci de m'avoir donné l'opportunité de tout recommencer.

Je ne saurais clore cette liste de remerciements sans un clin d'œil amusé et complice à ma douce, tendre et bien aimée épouse, **Neema Fidélité TRAORE**, la biche qui galope dans les prairies de mon cœur. Mon amour, merci pour ton accompagnement, ta compréhension et ta patience.
Je t'aime...
Résumé

Les pertes de rendement et de récolte dues aux attaques des insectes ravageurs pourraient être un obstacle à l'atteinte de la sécurité alimentaire. Pour faire face aux attaques d'insectes ravageurs, les insecticides ont été et sont largement utilisés conduisant à leurs résistances. Il est donc indispensable de rechercher une alternative à la lutte chimique qui, en plus d'être inefficace, constitue un réel problème de santé humaine et animale. Cette thèse vise à i) suivre l'évolution de la résistance d'origine phénotypique en 2015, 2016 et 2017 sur des adultes de *Bemisia tabaci*, ii) mettre en évidence la résistance d'origine métabolique au niveau de cinq populations de *B. tabaci* et iii) évaluer la toxicité de 23 extraits de plantes sur des adultes de *Bemisia tabaci*. Deux biotypes ont été identifiés appartenant tous à l'espèce méditerranéenne (MED-Q1 et MED-Q3). Les individus du MED-Q1 ont été résistants vis-à-vis de la deltaméthrine, l'acétamipride et du chlorpyriphos-ethyl par rapport aux MED-Q3, avec des CL50 les plus élevées durant la durée de l'étude. La résistance phénotypique sur les quatre populations testées en 2017 pourrait s'expliquer par une activité plus ou moins importante des enzymes de détoxification. Les activités des enzymes de détoxification, à savoir le α-estérase non spécifique, le Para Nitro Phenyl Acetate esterase (PNPA), l'oxydase (cytochrome P450) et les Glutathione S Transferases (GSTs) ont été mesurées sur des adultes de *B. tabaci* collecté à Tanghin, Boulbi, Loumbila et Tiébélé et comparées à la population UFR/SVT sensible de référence. Des variations de l'activité des enzymes de détoxification ont été observées au sein des populations de *B. tabaci*. Les taux élevés d'estérase non spécifiques et de GST suggèrent que des mécanismes multiples de résistance existent au sein des populations de *B. tabaci*. La recherche de nouveaux insecticides à base d'extraits de plantes répond à la nécessité de trouver une alternative aux insecticides de synthèse dans la lutte contre les ravageurs de culture comme *B. tabaci*. A l'exception du chlorpyriphos-ethyl, les deux biotypes se sont révélés être davantage plus sensibles aux extraits de plantes (huiles fixes et essentielles) qu'aux insecticides. En outre, les huiles essentielles ont montré une activité insecticide très intéressante. Les monoterpènes ont été les composés les plus abondants avec les teneurs les plus élevées. Les tests en milieu semi-contrôlé se sont révélés promoteurs. Nos résultats indiquent que les huiles essentielles, mais aussi les huiles fixes de graines, pourraient constituer une alternative dans la gestion de ce ravageur.

Mots-clés : *Bemisia tabaci*; résistance phénotypique; enzymes de détoxification; huiles essentielles ; huiles fixes de graines
Yields and crop losses due to insect pest attacks may threatened food security. For pest control, insecticides have been and are widely used leading to resistance. It is therefore essential to seek an alternative to the chemical, which in addition to being ineffective, have a negative impact on human and animal health. This thesis aiming i) monitoring the dynamic of phenotypic resistance from 2015 to 2017 in adult populations of *Bemisia tabaci*, ii) identifying biochemical resistance in five populations of *B. tabaci* and iii) evaluating the toxicity of 23 plant extracts on adults of *Bemisia tabaci* and then characterizing the best oils and finally conducting tests in semi-fields conditions. Two biotypes were identified, all belonging to the Mediterranean species (MED-Q1 and MED-Q3). Individuals of MED-Q1 were resistant to deltamethrin, acetamiprid and chlorpyriphos-ethyl compared to MED-Q3, with higher LC50s values. The phenotypic resistance observed in four populations tested in 2017 could be explained by a more or less great activity of detoxification enzymes. Detoxifying enzymes activities including non-specific α-esterase, Para Nitro Phenyl Acetate esterase, oxidase (cytochrome P450) and Glutathione S Transferases (GSTs) were measured on single *B. tabaci* (N = 50) from each test locality and compared with the UFR/SVT susceptible reference strain. In all sites, *B. tabaci* demonstrated multiple resistance phenotypes. Variation in detoxifying enzyme activities was observed within *B. tabaci* populations. Elevated levels of non-specific α esterase and GSTs were widespread, suggesting multiple resistance mechanisms segregate within *B. tabaci* populations from this country. On the other hand, the two biotypes prove to be more susceptible to the plant extracts than to insecticides except for chlorpyrifos-ethyl, with essential oils that showed the highest insecticidal activities. Monoterpens content were the most abundant and showed the highest insecticidal activities. Our results indicated that essential oils, but also seed oils, have the potential to constitute an alternative strategy of pest management.

**Keywords: Bemisia tabaci, phenotype resistance, detoxifying enzymes, essentials oils, seeds oils**
# INTRODUCTION GENERALE
# INTRODUCTION GENERALE

A l'horizon 2050, le Burkina Faso comptera 45,8 millions de personnes pour le scénario moyen selon l'Institut National de la Statistique et de la Démographie, INSD (INSD, 2009). Pour pouvoir nourrir cette population, il faudra nécessairement une augmentation significative de la production agricole actuelle.

En effet, l'agriculture burkinabè occupe environ 86 % de la population active (INSD, 2008) et sa contribution au PIB est estimée à environ 40 % (AFC, 2015). Dans ce secteur, il y a l'agriculture maraîchère, qui est pratiquée dans toutes les régions, avec environ vingt-deux (22) spéculations cultivées (DPSAA, 2011). Le maraîchage est pratiqué surtout en saison sèche mais dans certaines régions, il est pratiqué sur toute l'année. Sa contribution dans l'économie du pays est significative, environ 4,5% du PIB. C'est un secteur pourvoyeur d'emplois avec 740 000 personnes employées dont 35% sont des femmes. La production maraîchère a été estimée à 750.000 tonnes en 2008 avec un chiffre d'affaire de 82 milliards FCFA (DPSAA, 2011). Les quatre (04) spéculations les plus produites au Burkina sont : l'oignon bulbe, la tomate, le chou, la laitue et contribuent pour 77% du chiffre d'affaires du maraîchage ; soit 63 milliards de FCFA (DPSAA, 2011).

Les cultures maraîchères sont de très bonnes sources de vitamines, de protéines, de lipides, d'hydrates de carbone et de minéraux (AVRDC, 2004). En plus, leur apport permet à ce titre de combattre la malnutrition et certaines carences alimentaires contribuant ainsi à la satisfaction qualitative des besoins nutritionnels.

Ce secteur contribue donc de manière non négligeable à la lutte contre la pauvreté et contre l'insécurité alimentaire.

Ainsi en 2050, il faudra donc produire plus mais il faudra produire mieux pour pouvoir assurer la disponibilité des aliments pour ces 45,8 millions de personnes. Pour y parvenir, il faudrait une augmentation des productions tout en limitant les pertes de rendement et de récolte dues aux attaques des insectes ravageurs. C'est pourquoi, les insecticides de synthèse ont été et sont largement utilisés. Mais avec l'apparition de résistance, la pollution de l'environnement et l'impact négatif sur la santé humaine et animale, les chercheurs orientent leurs investigations vers la recherche de nouvelles alternatives de lutte.
On distingue quatre types qui se traduisent par des modifications comportementales, physiologiques, biochimiques et moléculaires:

✓ la résistance comportementale (Nkya et al., 2013) s'observe au niveau de l'insecte qui présente un comportement différent, évitant d'être en contact avec le toxique ;

✓ la résistance physiologique (Magnin et al., 1985) s'exprime au niveau des tissus et organes ; elle est caractérisée par une diminution de la pénétration ou par une augmentation de l'excrétion des insecticides ;

✓ la résistance métabolique (Gnankiné, 2012) se situe au niveau cellulaire ; elle consiste d'une part, en une augmentation de l'activité enzymatique des systèmes de détoxication et d'autre part, en une diminution de l'affinité des sites d'action vis-à-vis des insecticides.

✓ la résistance moléculaire (Gnankiné, 2012) se traduit par des mutations des sites cibles dans les gènes structuraux du système nerveux de l'insecte.

Ces mécanismes sont très divers, bien que tous aient pour résultat ultime de diminuer l'action toxique de l'insecticide considéré.

Un des nuisibles les plus importants et qui cause d'énormes dégâts en culture maraîchère demeure l'aleurode des champs, *Bemisia tabaci*. C'est un ravageur d'importance mondiale en raison de sa distribution géographique, sa capacité à se développer sur de nombreuses plantes-hôtes et à transmettre une centaine de virus phytopathogènes dont le Tomato Yellow leaf Curl Virus (TYLCV) qui cause des dégâts majeurs sur la tomate.

*B. tabaci* est extrêmement polyphage, capable de se nourrir sur plus de 600 plantes-hôtes cultivées ou sauvages incluant un grand nombre de plantes maraîchères et ornementales des zones tropicales, subtropicales et méditerranéennes (Brown, 2007; EFSA, 2013; Oliveira *et al.*, 2001). Il est reconnu comme vecteur de plus de 200 phytovirus, et est capable d'infester un large panel de ces plantes (Jones, 2003; EFSA, 2013). Depuis le début des années 1980, *B. tabaci* est ainsi responsable de dommages économiques et phytosanitaires de plus en plus importants aussi bien en zones urbaines, rurales que sous serres.

Les dégâts occasionnés par cette espèce sur les cultures correspondent aux conséquences directes et indirectes liées à la ponction de la sève et à la transmission des phytovirus, dont 90 % appartiennent au genre des Begomovirus (Barro *et al.*, 2011 ; Jones, 2003). On note ainsi une diminution des rendements et de la qualité des produits affectés.

Cet aleurode est considéré comme un complexe d'espèces composées de 41 espèces morphologiquement identiques, mais biologiquement et génétiquement différentes (Dinsdale *et al.*, 2010; Perring, 2001; Xu *et al.*, 2010; Lee *et al*.2013). Ces espèces diffèrent par certaines
caractéristiques comme l'extrême polyphagie, le haut potentiel de transmission de phytovirus,
le cortège des bactéries symbiotiques hébergées, la capacité à développer des résistances aux
insecticides et leur capacité invasive (EFSA, 2013) qui rend difficile la lutte contre ce nuisible.
En effet, *B. tabaci* est résistant aux insecticides de synthèse. Les insecticides couramment
utilisés pour la protection des cultures contre ce ravageur appartiennent aux familles des
organophosphorés, pyréthrinoïdes, carbamates et néonicotinoïdes (Gnankiné et al., 2018). La
résistance aux insecticides de *B. tabaci* est un phénomène mondial ; en témoignent les études
menées en Chine (Yuan et al., 2012; Peng et al., 2017; R. Wang et al., 2017; S. Wang et al.,
2017; Zheng et al., 2017), au Brésil (Guedes, 2016; Dângelo et al., 2018), en Israël (Horowitz
et al., 2005a), en Grèce (Roditakis et al., 2009), au Benin (Houndété et al., 2010a,b) et au
Burkina Faso (Gnankiné et al., 2013a, 2013b).

De nombreuses études réalisées au Burkina Faso et ailleurs ont associé les niveaux élevés de
résistance aux insecticides tels que les pyréthrinoïdes, les organophosphorés aux allèles
résistants *kdr* et Ace 1 respectivement (Gnankiné et al., 2018, 2013b; Roditakis et al., 2006;
Mouton et al., 2014; Tsagkarakou et al., 2009). Au niveau de *B. tabaci*, deux mutations dans le
gène du canal sodium voltage-dépendant, L925I et T929V, et une mutation dans l'enzyme
acétylcholinestérase ace1 (F331W) confèrent une résistance aux pyréthrinoïdes et aux
organophosphorés respectivement (Alon et al., 2008, 2006; Morin et al., 2002). En outre, de
nombreuses études conduites au Burkina Faso (Afrique de l'Ouest) ont montré que les
fréquences des allèles résistants sont presque fixées à 1 (Gnankiné et al., 2018; Mouton et al.,
2014).

L'aspect biochimique de la résistance a également fait l'objet d'études où des auteurs tels que
Dittrich et al. (1990); Byrne et al. (2000) et Roditakis et al. (2009) ont associé la résistance aux
organophosphorés, aux carbamates et aux pyréthrinoïdes à une activité élevée des
monoxygénases et carboxylestérase. Les Glutathion-S-transférase sont également impliqués
dans la résistance aux pyréthrinoïdes (Vontas et al., 2001). Au Burkina Faso, aucune étude ne
s'est intéressée aux aspects métaboliques de la résistance aux insecticides de synthèse.

Face à la récurrence de la résistance aux insecticides, les programmes de recherche
orientent leurs études dans la recherche de pesticides naturels tels les extraits de plantes comme
alternative de lutte à la résistance des ravageurs de culture vis-à-vis des molécules chimiques.
Les dérivés des plantes occupent ainsi une place importante parmi les bio-pesticides (Tia et al.,
2013). Parmi ces dérivés de plantes aromatiques, il y a les huiles essentielles. Ces huiles ont
plusieurs applications dans les industries cosmétiques, les parfumeries, les détergents, la
pharmacologie, la chimie fine et dans la production des aliments (Regnault-roger et al., 2012).
Certaines huiles essentielles ont fait l'objet d'études phyto-chimiques et biologiques et ont été reconnues pour leurs propriétés antimicrobiennes (Bassole et al., 2003), fongicides, bactéricides, acaricides ou insecticides (Camara et al., 2010; Ling et al., 2003; Pamo et al., 2008).

Au Burkina Faso cependant, l'utilisation des extraits de plantes sur *Bemisia tabaci* n'a pas fait l'objet de beaucoup d'études alors qu'elle pourrait être prometteuse. Cette thèse intitulée « Résistance d'origine métabolique et utilisation d'extraits de plantes contre l'aleurode *Bemisia tabaci* (Hemiptera : Aleyrodidae) au Burkina Faso » a pour objectif général de mettre en place une stratégie de contrôle des populations de ravageurs de culture à travers l'utilisation de nouvelles substances actives qui soient respectueuses de l'environnement et de la santé humaine au Burkina Faso.

De cet objectif, découlent trois (03) objectifs spécifiques :

* suivre la dynamique de résistance des populations aux insecticides sur trois années consécutives (**Activité de recherches 1**),

* déterminer les mécanismes de résistance métabolique aux insecticides de synthèse chez l'aleurode *Bemisia tabaci* au Burkina Faso (**Activité de recherches 1 et 2**),

* évaluer le potentiel insecticide d'huiles extraites de plantes locales (Huiles fixes et essentielles **Activité de recherches 3 et 4**).

Les hypothèses suivantes peuvent être posées :

* les traitements insecticides favoriseraient la sélection d'un biotype donné ;

* les enzymes de détoxification seraient impliquées dans la résistance de l'aleurode ;

* les extraits de plantes possèderaient des propriétés insecticides sur les adultes de *B. tabaci*.

Cette thèse est organisée autour du plan suivant :

* le premier chapitre consacré à la revue bibliographique fait un état des lieux sur la résistance et sur l'utilisation des extraits de plantes contre les insectes nuisibles,

* le deuxième chapitre résume l'ensemble du matériel et méthodes utilisés au cours des différents travaux de cette thèse,

* les troisième, quatrième et cinquième chapitres sont consacrés aux **activités de recherches** répresentant chacun des **3 objectifs spécifiques** de cette thèse.
# Chapitre 1 : Synthèse Bibliographique
# Chapitre 1 : Synthèse bibliographique

## 1. Importance socioéconomique de la filière maraîchère au Burkina Faso

Au Burkina, selon Terpend (1982) la culture maraîchère a été introduite en 1920 par des missionnaires. Puis progressivement cette pratique a été vulgarisée. Aujourd'hui, le maraîchage est considéré comme une activité secondaire après les cultures pluviales. Il est pratiqué essentiellement par la population masculine dans toutes les régions (DPSAA, 2011). On compte environ 4 844 sites maraîchers repartis dans les régions du Nord, des Hauts-Bassins et du Centre-Sud qui disposent chacune de plus de 10 % des sites maraîchers. Les régions du Centre et du Sahel se retrouvent chacune avec moins de 5% des sites (DPSAA, 2011).

### 1.1. Superficie de production et spéculations rencontrées

Les cultures maraîchères occupent 27 661 hectares sur lesquels sont produits près de 22 spéculations (DPSAA, 2011) parmi lesquelles on peut citer : la tomate (Lycopersicon esculentum), le piment (Capsicum frutescens), le poivron (Capsicum annuum), la courgette (Cucurbita pepo), l'oignon (Allium cepa), la laitue (Lactuca virosa) l'aubergine (Solanum incanum), le gombo (Abelmoschus esculentus), la carotte (Daucus carota), le chou (Brassica oleracea), le concombre (Cucumus sativus), la fraise (Fragaria vesca), le persil (Petroselium crispum), le céleri (Apium graveolens), l'amaranthe (Amaranthus sp.), le corchorus (Corchorus olitorius), (Gynandropsis gynandra), l'épinard (Spinacia oleracea), le navet (Brassica rapa L. subsp. rapa) (DPSAA, 2011) etc.

#### 1.1.1. Importance économique/ chiffre d'affaire

La valeur totale des ventes des produits maraîchers en 2008 a été évaluée à plus de 82 milliards FCFA. Près de 28% de la valeur des ventes revient aux provinces du Houet et du Kadiogo (DPSAA, 2011). Une répartition de la valeur des ventes par spéculation permet de remarquer que l'oignon bulbe, la tomate, le chou et la laitue rapportent plus de 63 milliards de FCFA ; soit 77% de la valeur totale des ventes (DPSAA, 2011). C'est donc une activité lucrative pour les acteurs de la filière et un bon moyen de lutte contre la pauvreté.
### 1.1.2. Les contraintes liées à la production

Ces contraintes sont liées d'une part, à l'accès aux intrants (semences, engrais minéraux, fumure organique, produits de traitement et équipements agricoles) et d'autre part, aux attaques des insectes ravageurs qui peuvent transmettre des maladies. Ces maladies constituent une contrainte majeure à la production maraîchère (Barro, 1994). Une des plus importantes bactérioses des plantes maraîchères est le flétrissement bactérien causé par *Ralstonia solanacearum* qui s'attaque à la tomate, à l'aubergine, à la pomme de terre, au poivron et cause la mort de la plante.

Au Burkina Faso, Barro (1994) a identifié un viroïde et sept virus sur des cultures maraîchère et le manioc. Ces virus provoquent des maladies qui ont pour conséquence, la réduction de l'appareil végétatif de la plante, la réduction de la photosynthèse et donc la perte totale de la production. Ces maladies virales sont transmises pour la plupart par les aleurodes comme *B. tabaci*.

## 2. La stratégie de protection phytosanitaire en culture maraîchère et cotonnière

### ➤ La stratégie de protection phytosanitaire en culture maraîchère

Au Burkina Faso, il n'existe pas à ce jour, de calendrier de traitement phytosanitaire bien défini comme en culture maraîchère. Néanmoins, les producteurs sont appuyés par les techniciens du ministère de l'agriculture, afin de mieux optimiser l'utilisation des insecticides chimiques. Une enquête menée auprès de maraîchers de la commune de Tori-Bossito, localité située au Sud du Bénin, a montré que les producteurs ont utilisé des fongicides, insecticides et nématicides (Ahouangninou et al., 2011). Ils ont recensé des formulations insecticides appartenant aux organophosphorés, organochlorés, carbamates, pyréthrinoïdes etc (tableau I). Ahouangninou et al. (2011), ont aussi signalé que les maraîchers s'approvisionnent auprès de revendeurs qui commercialisent des produits inadaptés ou interdits d'usage en culture maraîchère. Diop (2014), a recensé vingt (20) formulations insecticides utilisées par les maraîchers de la zone de Niayes (Sénégal) parmi lesquelles, treize (13) ne sont pas homologués. Des insecticides utilisés pour la protection des cultures maraîchères sont pour la plupart utilisés en culture cotonnière (Ahouangninou et al., 2011).
<table><caption>Tableau I: Aperçu de quelques insecticides utilisés par les producteurs (Ahouangninou et al., 2011)</caption><thead><tr><th>Pesticides</th><th>Nom commercial</th><th>Matière active</th><th>concentration</th><th>Famille chimique</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="10">Insecticides</td><td rowspan="2">COTALM P 218 EC</td><td>Lambdacyhalothrine</td><td>18 g/L</td><td>PY</td></tr><tr><td>Profenofos</td><td>200 g/L</td><td>OP</td></tr><tr><td>DECIS 15 EC</td><td>Deltaméthrine</td><td>15 g/L</td><td>PY</td></tr><tr><td>CYPERCAL 50 EC</td><td>Cyperméthrine</td><td>50 g/L</td><td>PY</td></tr><tr><td>COTOFAN 350 EC</td><td>Endosulfan</td><td>350 g/L</td><td>CY/OC</td></tr><tr><td>CAPT 88 EC</td><td>Acétamipride</td><td>16 g/L</td><td>NE</td></tr><tr><td>CYPER-D</td><td>Cyperméthrine</td><td>72 g/L</td><td>PY</td></tr><tr><td>CYDIM C50</td><td>Cyperméthrine</td><td>10g/l</td><td>PY</td></tr><tr><td>THIONEX 350 EC</td><td>Cyperméthrine</td><td>50 g/l</td><td>PY</td></tr><tr><td>CYFLUTHRALM 318 EC</td><td>Endosulfan</td><td>350 g/L</td><td>CY/OC</td></tr><tr><td rowspan="3">Fongicides</td><td rowspan="2">FOKO</td><td>Cyfluthrine</td><td>18 g/L</td><td>PY</td></tr><tr><td>Profenofos</td><td>300 g/L</td><td>OP</td></tr><tr><td>TOPSIN M</td><td>Méthythiophanate</td><td>800 g/kg</td><td>BE</td></tr><tr><td rowspan="2">IVORY</td><td>BENDAZIM 50 WP</td><td>Manèbe</td><td>800 g/kg</td><td>CA</td></tr><tr><td>CALLOMIL 72 WP</td><td>Manèbe</td><td>800 g/kg</td><td>CA</td></tr><tr><td rowspan="3">Nématicides</td><td rowspan="3">DIAFURAN 5G</td><td>Cuivre oxyde</td><td>120 g/kg</td><td>CI</td></tr><tr><td>Métalaxyl</td><td>600 g/kg</td><td>PHE</td></tr><tr><td>Manèbe</td><td>800 g/kg</td><td>CA</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Carbofuran</td><td>50 g/kg</td><td>CA</td></tr></tbody></table>

PY : pyréthrinoid ; OP : organophosphoré ; CY : cyclodiène ; OC : organochloré ; Ne : néonicotinoïde ; CA : carbamate ;

BE : benzimidazole ; CI : carbone inorganique ; PHE : phenylamide

## La stratégie de protection phytosanitaire en culture cotonnière

Trois grandes sociétés cotonnières ont en charge la gestion de la filière coton au Burkina Faso, il s'agit de la SOFITEX qui a son rayon d'action localisé à l'Ouest, FASOCOTON dans la région du Centre et SOCOMA à l'Est. Ces trois sociétés appliquent une politique de gestion de la résistance aux insecticides basée sur les combinaisons d'insecticides ayant des modes d'action différents appliqués de façon simultanée et alternée dans le temps (traitements en fenêtre) (Namountougou, 2013). Le premier traitement a lieu entre le 45ème et 60ème jour après les semis et les traitements sont répétés tous les 14 jours jusqu'à l'ouverture des premières capsules (Cauquil and Vaissayre, 1995). La stratégie de protection chimique du coton est basée sur une optimisation des traitements phytosanitaires organisés en calendrier de traitement selon les fenêtres de traitements présentées dans le tableau II. Cette stratégie prend en compte trois type de programme pour la gestion des ravageurs du coton, à savoir : les programmes coton conventionnel, biologique et le transgénique *Bt*. Pour chaque programme un calendrier de traitements et insecticides à utiliser sont bien définis.
- Le coton conventionnel : la stratégie de gestion des ravageurs de ce coton est basée sur des traitements des parcelles avec deux (2) à quatre (4) pyréthrinoïdes plus des organophosphorés et deux traitements avec des néonicotinoïdes (Gnankiné et al., 2018)

- Le coton biologique : dans cette stratégie, les traitements insecticides ne sont pas utilisés. Ce type de culture a été introduit au Burkina Faso en 2004 (Namountougou, 2013).

- Le coton transgénique Bt : ce coton a été introduit au Burkina Faso en 2008 à cause du niveau élevé de la résistance aux insecticides des insectes ravageurs. Cette introduction du coton transgénique avait pour objectif d'augmenter les rendements tout en réduisant au tiers l'utilisation des insecticides de synthèse (Namountougou, 2013). Dans les parcelles où ce coton est semé, les insecticides appartenant aux familles des pyréthrinoïdes et des organophosphorés ne sont pas utilisés, seuls ceux appartenant à la famille des néonicotinoïdes sont utilisés (Gnankiné et al., 2018). Mais, à partir de 2016, le gouvernement burkinabè a suspendu l'utilisation du coton Bt à cause de la mauvaise qualité des fibres issues de ce coton par rapport au coton conventionnel.

### 3. Les bioagresseurs des cultures maraîchères

Les ravageurs des cultures maraîchères constituent un problème majeur pour la protection des cultures. Ces ravageurs s'attaquent à l'appareil végétatif des plantes et peuvent être localisés au niveau des parties aériennes des plantes (tiges, feuilles, fleurs et fruits). Tendeng et al. (2017) ont recensé au Sénégal, 35 espèces de ravageurs appartenant à 38 genres et répartis dans 17 familles. Parmi ces espèces recensées figurent le puceron polyphage (Aphis gossypii) ; le lépidoptère (Helicoverpa armigera) sur la tomate et le gombo ; le lépidoptère (Tuta absoluta) ; et l'aleurode des champs (Bemisia tabaci) sur tomate. Mais aussi, l'on a noté la présence de la teigne des choux (Plutella xylostella) qui constitue un sérieux problème pour l'économie et la sécurité alimentaire au Niger (CSAN, 2017). B. tabaci a été choisi comme modèle d'insecte ravageur pour sa capacité invasive, sa polyphagie, sa capacité vectorielle et sa résistance à un large spectre d'insecticides
<table><caption>Tableau II: Calendrier des traitements et insecticides utilisés en Afrique de l'Ouest (Gnankiné et al., 2018)</caption><thead><tr><th colspan="2">Première fenêtre</th><th colspan="2">deuxième fenêtre</th><th colspan="2">Troisième fenêtre</th></tr><tr><th>Substances actives</th><th>(g/litre ou g/kg)</th><th>Substances actives</th><th>(g/litre ou g/kg)</th><th>Substances actives</th><th>(g/litre ou g/kg)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Malathion</td><td>880</td><td>Alphacyperméthrine + profenofos</td><td>15/200</td><td>Cyperméthrine + acétamipride</td><td>36/8</td></tr><tr><td>Flubendiamide + spirotetramate</td><td>100/75</td><td>Cyperméthrine + profenofos</td><td>30/200</td><td>Cyperméthrine + imidaclopride</td><td>36/35</td></tr><tr><td>Triazophos</td><td>375</td><td>Zetaméthrine + profenofos</td><td>12/200</td><td>Cyperméthrine + thiaclopride</td><td>36/48</td></tr><tr><td>Thiodicarb</td><td>500</td><td>Cyperméthrine + triazophos</td><td>30/200</td><td>Lambdacyhalothrine + acétamipride</td><td>24/32</td></tr><tr><td>Profenofos</td><td>500</td><td>Deltaméthrine + triazophos</td><td>10/20</td><td>Lambdacyhalothrine + acétamipride</td><td>120/64</td></tr><tr><td>Indoxacarb</td><td>150</td><td>Lambdacyhalothrine + profenofos</td><td>12/200</td><td>Lambdacyhalothrine + pyriproxifen</td><td>30/20</td></tr><tr><td>Indoxacarb</td><td>300</td><td>Lambdacyhalothrine + triazophos</td><td>12/200</td><td>Bifenthrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>30/150</td></tr><tr><td>Spinosad</td><td>480</td><td>Lambdacyhalothrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>15/20</td><td>Cyperméthrine + acéphate</td><td>36/750</td></tr><tr><td>Téflubenzuron</td><td>150</td><td>Cyperméthrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>36/200</td><td>Fenpropathrine + pyriproxifen</td><td>190/10</td></tr><tr><td>Emamectine</td><td>19,2</td><td>Cyfluthrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>18/200</td><td>Alphacyperméthrine + acétamipride</td><td>36/10</td></tr><tr><td>Emamectine</td><td>19,2</td><td>Cyfluthrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>7/200</td><td>Deltaméthrine + acétamipride</td><td>12/60</td></tr><tr><td>Diflubenzuron</td><td>480</td><td>Deltaméthrine + chlorpyriphos éthyle</td><td>12/200</td><td>Betacyfluthrine + imidaclopride</td><td>45/100</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Indoxacarb + chlorpyriphos éthyle</td><td>25/300</td><td>Téflubenzuron + alphacyperméthrine</td><td>75/75</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Lambdacyhalothrine + acétamipride + profenofos</td><td>60/32/600</td><td>Spinoteram + acétamipride</td><td>56/64</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Spinoteram + acétamipride</td><td>56/64</td><td>Bifenthrine + acétamipride</td><td>120/32</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Thiamethoxam + lambdacyhalothrine</td><td>30/115</td><td>Buprofézine</td><td>250</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Lufénuron</td><td>50</td><td>Diafenthiuron</td><td>500</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Indoxacarb</td><td>150</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Spinosad</td><td>480</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Sur le coton conventionnel, trois fenêtres de traitement insecticide sont recommandés. Les deux premières fenêtres de traitement ciblent le groupe d'insectes suivant (*Helicoverpa armigera*, *Diparopsis spp.*, *Earias spp.*, *Syllepte derogata* (Fabricius) *Anomis flava* (Fabricius) et *Spodoptera littoralis* (Boisduval))
La troisième fenêtre traitement cible les insectes piqueur-suceurs de sève à savoir *B. tabaci* et les aphidés. (Gnankiné et al., 2018)
## 4. L'aleurode des champs, *Bemisia tabaci* Gennadius

*Bemisia tabaci* fait partie d'une famille de ravageurs d'importance économique au niveau mondial car il s'attaque à un nombre impressionnant de cultures, et possède une grande capacité à transmettre des phytovirus engendrant des pertes de production considérables.

### 4.1 Systématique du complexe d'insectes *Bemisia tabaci*

*B. tabaci* est considéré comme un complexe d'espèces constitué de nombreux biotypes, morphologiquement identiques (Perring, 2001). La classification des aleurodes est basée sur la morphologie, la taille et la couleur du dernier stade larvaire (fig. 1) en fonction de la plante hôte plutôt que sur les adultes qui diffèrent très peu morphologiquement (Vidal et al., 2013). A travers le monde et particulièrement sous les tropiques, Martin et Mound (2007) ont recensé 1.500 espèces réparties en 161 genres. La position taxonomique de *B. tabaci* selon Richards and Davies (1977) est mentionnée dans le tableau III.

<table><caption>Tableau III: Position taxonomique de *B. tabaci*</caption><tr><td>Règne</td><td>Animalia</td></tr><tr><td>Sous-Règne</td><td>Eu-Metazoa</td></tr><tr><td>Embranchement (Phylum)</td><td>Arthropoda</td></tr><tr><td>Sous-Embranchement (Sous Phylum)</td><td>Euarthropodes Antennata ou Mandibulata</td></tr><tr><td>Classe</td><td>Insecta</td></tr><tr><td>Sous-Classe</td><td>Pterygota</td></tr><tr><td>Ordre</td><td>Hemiptera</td></tr><tr><td>Sous-Ordre</td><td>Homoptera</td></tr><tr><td>Famille</td><td>Aleyrodidae</td></tr><tr><td>Sous-Famille</td><td>Aleyrodinae</td></tr><tr><td>Genre</td><td>Bemisia</td></tr><tr><td>Espèce</td><td>Bemisia tabaci</td></tr></table>
## 4.2 Bio-écologie de *Bemisia tabaci* Gennadius

B. tabaci est un insecte cosmopolite et complexe à métamorphose complète ou allométabole se déroulant en plusieurs étapes : six stades de développement qui sont successifs, le stade œuf, les quatre stades larvaires, le stade pupe, et enfin, le stade adulte. Les femelles de B. tabaci pondent leurs œufs à la surface inférieure des feuilles. Ils sont accrochés au travers de l'épiderme foliaire, dans le mésophile, par un pédicelle (Avidov, 1956; Paulson et Beardsley, 1985). On distingue après l'éclosion plusieurs stades larvaires séparés par des mues successives. Le 1er stade est le seul mobile (« crawler »), sa mobilité étant toutefois très réduite : la larve rampe sur la feuille à la recherche d'un site nourricier adéquat, où elle se fixe afin de poursuivre le reste de son développement larvaire (Gnankiné, 2005). Les stades suivants s'accompagnent d'un grossissement de la larve et de quelques changements morphologiques. Le dernier stade larvaire peut-être aisément distingué du stade pupal bien qu'aucune mue ne les sépare, notamment parce que les yeux rouges deviennent beaucoup plus grands (Gnankiné, 2005) (Fig 1).

<figure><img src="image_2.png" /><figcaption>**Figure 1: Cycle de vie de B. tabaci tiré de** (Gueguen, 2009)</figcaption></figure>

## 4.3 Les biotypes ou clades et origine

Bemisia tabaci a été décrit pour la première fois sur le continent européen en Grèce sur des plantes de tabac en 1889 par Gennadius (1889). Puis aux Etats-Unis, en 1897 sur des plantes de patates (Brown et al., 1995). Des études ont suggéré que B. tabaci, serait originaire de l'Inde
ou le Pakistan (Brown et al., 1995). Sa présence a été signalée pour la première en Afrique de l'Ouest sur les plantes de manioc, par Hédin (1931) en Côte d'Ivoire, au Nigéria par Golding (1936). Au Burkina Faso, Otoidobiga and Stewart (2004) ont signalé la présence de *Bemisia spp* sur le cotonnier en 1998. Ils ont indiqué que ce fut la première fois que l'aleurode devenait un problème sur le cotonnier. Alors que dans le passé, il était considéré comme un ravageur secondaire (Otoidobiga and Stewart, 2004).

Dans le passé, des populations de *B. tabaci* ayant des caractéristiques biologiques différentes ont été définies comme différentes races ou espèces. D'où cette description par Bird, en 1957 de deux populations de *B. tabaci* ayant des plantes hôtes différentes et transmettant différentes espèces de virus comme deux races.

*B. tabaci* est considéré comme un complexe d'espèces constitué de plusieurs biotypes, morphologiquement identiques (Perring, 2001). Cet auteur a identifié une vingtaine de biotypes sur la base de leurs profils d'estérases. L'assignation des populations de *B. tabaci* à des biotypes repose essentiellement sur l'utilisation d'outils moléculaires (estérases, RAPD-PCR, ADN mitochondrial Cytochrome Oxydase1, PCR-RFLP; AFLP (Amplification Fragment Length Polymorphism), ADN nucléaire microsatellite (Brown, 2007; Brown *et al.*, 1995; Perring, 2001; Guirao *et al.*, 1997; Tsagkarakou *et al.*, 2007; Henri *et al.*, 2013; Mouton *et al.*, 2015). Le séquençage de marqueurs mitochondriaux tels que la CO1 (Cytochrome oxydase 1) a permis des analyses détaillées des populations de *B. tabaci*, ainsi que la réalisation d'une phylogénie des 11 groupes génétiques majeurs de *B. tabaci* présents dans le monde répertoriant 24 espèces considérées (avec un seuil de 3,5% de nucléotides de divergence entre morpho-espèces) au préalable comme des biotypes. Ce nombre d'espèces va passer de 24 à 28 espèces cryptiques avec les travaux de De Barro *et al.* (2011) (figure 3), puis à 31 en 2013 (Lee *et al.*, 2013).

Au sein des espèces Bemisia, deux d'entre elles, à savoir l'espèce MED (« Mediterranean species ») et l'espèce MEAM1 (« Middle East-Asia Minor 1 » sont particulièrement redoutables et reconnues comme les espèces les plus invasives dans le monde (De Barro et al., 2011; Brown et al., 1995). Chez le MED, on retrouve les biotypes Q, J, ASL, L. Au sein du biotype Q, on trouve 5 sous-groupes Q1 à Q5. Au Burkina Faso, les sous-groupes génétiques Q1, Q3 et le biotype ASL ont été identifiés dans les travaux de Gueguen et al. (2010); Gnankine et al. (2013c,d); Romba et al. (2018). Le biotype MED-Q3 a été signalé uniquement sur *Lantana camara* et sur le tabac alors que le MED-Q1 a été échantillonné sur un nombre important de plantes hôtes selon Gnankine et al. (2013c). Chu et al. (2008) ont montré que le MED-Q1 est
originaire des pays de la méditerranée tels que la France, l'Espagne, le Portugal, le Maroc et d'autres pays tels que la Chine, le Japon. Il a atteint l'Afrique de l'Ouest à travers les échanges commerciaux avec les pays du Maghreb au cours de ces dernières décennies (Gnankine et al., 2013c). Ils ont aussi montré que le biotype ASL vivait en sympatrie avec le biotype MED-Q1 (Fig 2) en culture maraîchère. Ces deux biotypes présentent des niveaux de résistance différents (Gnankiné et al., 2013b). Les pratiques culturales associées aux traitements insecticides pourraient favoriser la supplantation d'un biotype par rapport à un autre. Romba et al. (2018) ont montré de 2015 à 2016 dans certaines localités (Tiébélé, Tanghin et Boulmiougou) du Burkina Faso où le MED-Q1 supplante le biotype ASL.

<figure><img src="image_3.png" /><figcaption>**Figure 2: Groupes génétiques et les biotypes rencontrés en Afrique de l'Ouest (Gnankine et al. 2013c)**</figcaption></figure>
<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>Figure 3: Phylogénie du complexe d'espèces *B. tabaci* (De Barro et al., 2011)</figcaption></figure>

4.4 Répartition géographique

*Bemisia tabaci* est très répandu dans les zones tropicales et subtropicales, sur tous les continents sauf l'Antarctique (Perring, 2001). Cette espèce ubiquiste et thermophile aurait bénéficié, surtout ces vingt dernières années, de l'intensification des échanges commerciaux, de certaines pratiques culturales et probablement de certains épisodes de réchauffements climatiques pour étendre son aire de répartition (Fig 4).
<figure><img src="image_5.png" /><figcaption>**Figure 4: Distribution géographique de B. tabaci dans le monde en 2018** (Source : EPPO
https://gd.eppo.int/taxon/BEMITA/distribution)</figcaption></figure>

legende : présent, ● transit ●

**4.5 Dégâts économiques**

Selon l'organisation européenne et méditerranéenne pour la protection des plantes (OEPP), *B. tabaci* fait partie des 100 plus grands ravageurs de culture dans le monde (Global Invasive species database, http://www.iucngisd.org/gisd/100_worst.php) (OEPP, 2017).

Cet aleurode peut causer trois types de dégâts à la plante : les dégâts directs, indirects et la transmission de virus (Polston et al., 2014) :

- Les dégâts directs sont caractérisés par le ralentissement de la croissance et l'affaiblissement de la plante infestée due à la succion de sève élaborée (Kette, 2017)

- Les dégâts indirects caractérisés par l'excrétion de miellat qui favorise l'implantation de champignons. Ces champignons affectent l'activité photosynthétique et les rendements (Kette, 2017).

- Selon Brown et al. (2015) *B. tabaci* est capable de transmettre plus de 200 phytovirus répartis en cinq principaux genres Begomovirus, Torradovirus, Carlavirus, Crinivirus et Ipomovirus. Cette transmission de virus s'effectuée selon deux modes, le mode de transmission persistant
et semi-persistant (Navas-Castillo et al., 2011). Les virus transmis par *B. tabaci* sont extrêmement variés : virus à ADN et virus à ARN (Polston et al., 2014). Parmi ces virus, les Begomovirus sont considérés comme les plus dévastateurs. Ces virus ont un mode de transmission dit « persistant », c'est à dire qu'ils doivent circuler dans l'hémolymphe de l'insecte et franchir un certain nombre de barrières épithéliales pour pouvoir être transmis (Gueguen, 2009).

## 4.6 Contrôle des populations de *B. tabaci*

Le contrôle des populations de *B. tabaci* se traduit par l'application des méthodes de lutte contre ce dernier. Il en existe plusieurs types incluant la méthode de lutte culturale ; la lutte variétale ; la lutte chimique et la lutte biologique. Nous insisterons sur la lutte chimique.

### 4.6.1 Méthode de lutte chimique

La lutte chimique contre *B. tabaci* requiert l'utilisation de molécules chimiques. Ainsi, ces insecticides appartenant à plusieurs familles ont des modes d'actions différents. Ils agissent par contact, par inhalation ou par ingestion pouvant ainsi avoir des effets ovicides, larvicides, adulticides. Les insecticides couramment utilisés appartiennent à la famille des organophosphorés, des carbamates, et des néonicotinoïdes qui sont des insecticides systémiques. Ils ont la faculté de transiter dans la sève des plantes par les feuilles ou par les racines dont se nourrissent les insectes, et agissant aussi par ingestion.

Les organophosphorés (OPs) et les carbamates inhibent l'action de l'acétylcholinestérase (AChE), enzyme responsable de l'hydrolyse de l'acétylcholine qui est le neurotransmetteur le plus répandu chez l'insecte (Gnankiné, 2012). L'inhibition de l'AChE provoque l'accumulation d'acétylcholine dans la synapse (Figure 14), bloquant l'influx nerveux (Alon et al., 2008). Si cette hydrolyse n'a pas lieu, l'augmentation de la concentration en acétylcholine induit une hyperactivité aboutissant à la mort de l'insecte. Ces insecticides ont peu à peu remplacé les organochlorés puisqu'ils possèdent des propriétés insecticides importantes, persistent peu dans l'environnement et n'ont pas tendance à être bio-accumulés dans la chaîne alimentaire.

Quant aux pyréthrinoïdes (cyperméthrine, alpha-cyperméthrine, lambda-cyhalothrine, deltamétrine). Ce sont des dérivés synthétiques de pyréthrine, c'est une molécule extraite des fleurs de chrysanthème (*Chrysanthemum cinerariaefolium*) (Vijverberg and Bercken, 1982), ils
agissent par contact et sont des modulateurs des canaux sodium voltage- dépendant qui sont à
l'origine de la phase de dépolarisation des potentiels d'action et perturbent ainsi la transmission
de l'influx nerveux (Morin et al., 2002).

Les néonicotinoïdes (acetamipride, imidaclopride) sont des antagonistes pleins ou
partiels des récepteurs nicotiniques de l'acétylcholine et inhibiteurs des récepteurs
nicotinergiques post-synaptiques (Morin et al., 2002). Le buprofezin et le pyriproxyfen,
régulateurs de croissance, inhiberaient la mue des larves et induiraient la ponte d'œufs non
viables (Gnankiné, 2005). Mais l'apparition de la résistance aux insecticides chez les ravageurs
reste un problème récurrent dans l'utilisation des insecticides (Gnankiné, 2005). Cette
résistance résulte de l'élimination progressive des individus sensibles à l'action du toxique,
faisant passer la population d'une proportion initiale très faible d'individus capables de survivre
après un contact avec le toxique à un nouvel état où de tels individus dominant sont majoritaires
(Gnankiné, 2005). Au Burkina Faso comme ailleurs, l'utilisation depuis plus de 30 ans de
pesticides chimiques appartenant à la famille des organophosphorés et des pyréthrinoïdes et
depuis plus de 10 ans de certains néonicotinoïdes a sélectionné des populations résistantes de
B. tabaci réduisant ainsi l'efficacité de la lutte chimique (Houndete et al., 2010a ; Gnankiné et
al., 2013a). Ainsi, la présence des allèles de résistance kdr liée à l'utilisation exclusive des
pyréthrinoïdes a été révélée chez le MED-Q1 de B. tabaci (Gnankiné et al., 2013a). Des
résistances aux organophosphorés et néonicotinoïdes ont été également détectées dans les
populations mixtes du MED-Q1 et ASL (Houndete et al., 2010b). Les insectes ont en leur sein
plusieurs mécanismes leur permettant de se soustraire lorsqu'ils sont exposés aux insecticides
de synthèse afin d'échapper à l'effet toxique de ces toxines et/ou être insensibles à leur effet
lorsqu'ils sont en contact.

5 Les mécanismes de résistance chez les insectes

Les phénomènes de résistance ont fait leur apparition dans les années 1950. Ils se sont
accrus très rapidement à cause de l'utilisation intensive des insecticides chimiques, et sont
aujourd'hui largement répandus à de nombreuses familles d'insectes considérées comme
nuisibles et à l'ensemble des classes d'insecticides connues (Fig 5). Selon Poupardin (2011), il
existe trois types de résistance qui sont : la résistance croisée qui résulte du fait qu'une mutation
génique soit responsable de la résistance à plusieurs familles d'insecticides ayant un même site
d'action. C'est le cas des organophosphorés et des carbamates. En plus de la résistance croisée,
il y a la résistance multiple qui se rapporte à la résistance de l'insecte grâce à plusieurs
mécanismes de résistance (Poupardin, 2011). Le cas de l'aleurode des champs, *B. tabaci* en est un bon exemple du fait que les individus résistants possèdent deux mutations à savoir Ace-1 et Kdr (Gnankine et al., 2013a). Et enfin, il y a la résistance multiplicative qui désigne le fait que chez un insecte résistant donné, les mécanismes de résistance agissent en synergie (Poupardin, 2011).

La résistance aux insecticides est la conséquence de pratiques qui, dans le temps, ont éliminé progressivement les individus sensibles aux toxines tout en sélectionnant ceux capables de survivre au contact de ces toxines. Ces derniers se reproduisent tout en transmettant ces capacités à leurs descendances. Selon Ffrench-Constant et al. (2004), le temps de génération souvent très court des insectes en fait de très bons sujets à l'apparition de résistance dans les populations traitées aux insecticides. L'aleurode *B. tabaci* ne déroge pas à cette règle, et de nombreuses populations sont devenues extrêmement résistantes, et ce, même aux dernières classes d'insecticides mises sur le marché comme les néonicotinoïdes (Gnankiné et al., 2013b). Les principaux mécanismes responsables de la résistance aux pesticides chez les insectes sont principalement les phénomènes comportementaux, cuticulaires, physiologiques et biochimiques (Fig 6).

<figure><img src="image_6.png" /><figcaption>**Figure 5: Evolution de la résistance des insectes aux insecticides (adapté de Georghiou, 1990)**</figcaption></figure>
<figure><img src="image_7.png" /><figcaption>Figure 6: Principaux mécanismes de résistance aux insecticides chimiques chez le moustique (tiré du rapport « utilisation des insecticides et gestion de la résistance », CNEV 2014)</figcaption></figure>

## 5.1 Le phénomène de résistance comportementale

Ce phénomène reste assez difficile à étudier et peu d'études sont disponibles dans la littérature. Il résulte du fait que les insectes s'envolent ou quittent plus ou moins rapidement les surfaces traitées afin de réduire la durée de contact avec les toxines (Nkya et al., 2013). L'insecte doit donc être capable de détecter et de reconnaître la toxine afin de s'y soustraire. Selon Georghiou (1972), il existe deux sortes de résistances comportementales qui sont : les résistances dépendantes du stimulus qui impliquent la reconnaissance du toxique par stimulation sensorielle de l'insecte, et les résistances indépendantes du stimulus qui se développent sans stimulation sensorielle de l'insecte.

## 5.2 Le phénomène de résistance physiologique

Une fois que l'insecte entre en contact avec l'insecticide, celui-ci pénètre dans son organisme et atteint, les organes, cellules ou enzymes cibles dont il entrave le fonctionnement normal. La résistance physiologique désigne donc toute modification qui permettra à la cible d'assurer sa fonction normale malgré la présence de l'insecticide (Magnin et al., 1985).

On distingue deux types de telles modifications selon Haubruge and Amichot (1998):

- la modification de la cinétique de pénétration de l'insecticide ;

- l'excration des insecticides.
## 5.3 Le phénomène de résistance cuticulaire

Ce mécanisme a pour but d'empêcher la molécule insecticide d'atteindre « sa cible ». Il se caractérise par des modifications de la composition ou de l'épaisseur de la cuticule de l'insecte afin de réduire la pénétration de l'insecticide dans son organisme (Poupardin, 2011). La cuticule de par sa nature lipophile lui permet de jouer un rôle non négligeable dans la résistance aux insecticides chimiques agissant par contacts. Ces molécules sont pour la plupart hydrophobes (Poupardin, 2011). Le phénomène de résistance cuticulaire a été mis en évidence chez *Anopheles funestus* par Wood et al. (2010).

## 5.4 Le phénomène de résistance par mutation des cibles

La plupart des insecticides de synthèse tels que les organophosphorés, les carbamates et les pyréthrinoides agissent sur le système nerveux. En effet, ces insecticides se fixent sur « les cibles » au niveau du système nerveux (Gnankiné, 2012), ce qui a pour conséquence de provoquer un disfonctionnement conduisant à la mort de l'insecte. Chez les insectes résistants, des mutations sur les cibles entravant la fixation et l'action des insecticides ont été mis en évidence. Ces mutations ont été observées chez de nombreux insectes, ces mutations au nombre de trois confèrent à l'insecte une résistance multiple. Ce sont selon Hemingway and Ranson (2000):

* La mutation du récepteur GABA

* La mutation de l'acétylcholinestérase

* La mutation du canal sodium voltage-dépendant

### 5.4.1 La mutation du l'acétylcholinestérase

L'acétylcholinestérase est connue pour être la cible des carbamates et des organophosphorés. Son rôle est d'hydrolyser l'acétylcholine qui est le neuromédiateur de la transmission de l'influx nerveux d'une synapse à une autre. Ces molécules insecticides agissent en inhibant l'action de l'acétylcholinestérase au niveau des synapses (Namountougou, 2013). Cette inhibition provoque l'accumulation de l'acétylcholine dans la fente synaptique qui provoque une hyperexcitation causant finalement la mort de l'insecte (Haubruge and Amichot, 1998). La conséquence directe de la diminution de l'affinité de l'acétylcholinestérase conduirait à la résistance à ces deux molécules (Fig 7). Smissaert (1963) fut le premier à montrer que chez l'acarien Tetranychus urticae, la résistance au diazoxon était associée à une modification de
l'acétylcholinestérase. Depuis, ce mécanisme a été identifié chez de nombreux insectes. Chez *B. tabaci* (Tsagarakou et al., 2009 ; Roditakis et al., 2008 ; Mouton et al., 2014 ; Gnankine et al., 2013a, 2018 ; Drabo et al., 2017), il semble que la modification affecte la structure de l'enzyme de telle sorte que l'accès au site catalytique soit rendu plus difficile pour l'insecticide et parfois, mais dans une moindre mesure, pour son substrat naturel, l'acétylcholine.

<figure><img src="image_8.png" /><figcaption>Figure 7: Le mécanisme d'action toxique des OPs et carbamates principal est de bloquer la dégradation de l'acétylcholine au niveau des synapses cholinergiques par inhibition de l'AchE en forme membranaire et soluble (Mohamed, 2011)</figcaption></figure>

### 5.4.2 La mutation du canal sodium voltage-dépendant

Les canaux sodium voltage-dépendant se trouvent être la cible des pyréthrinoïdes et du DDT. Ces canaux sont des protéines transmembranaires qui interviennent dans la transmission du message nerveux le long des axones (Poupardin, 2011). Les pyréthrinoïdes et le DDT se fixent au niveau des canaux provoquant un disfonctionnement au niveau de ces canaux ayant pour conséquence une paralysie foudroyante encore appelée « effet knock down » chez les insectes sensibles (Haubruge and Amichot, 1998). Les individus résistants, c'est-à-dire porteur de la mutation, sont moins affectés par cette paralysie foudroyante provoquée par la présence d'un pyréthrinoïde et/ou du DDT. Cette mutation a été appelée « *Kdr* » qui veut dire « knockdown résistance ». Plusieurs mutations ont été de ce fait, décrites chez plusieurs insectes
(Gnankine et al., 2013 a,b). Chez *B. tabaci*, trois mutations des allèles L925I et T929V au niveau du canal sodium voltage-dépendant ont été identifiés (Tsagarakou et al., 2009, Gnankine et al., 2013b, 2018 ; Drabo et al., 2017)

## 5.5 Le phénomène de résistance biochimique

Cette résistance se traduit par une augmentation du métabolisme des insecticides qui fait intervenir des enzymes à large spectre de substrat. Ces enzymes sont qualifiées de détoxification. Selon Poupardin (2011), cette augmentation du métabolisme se manifeste par une diminution de la quantité d'insecticide atteignant leur site d'action rendant ainsi l'insecte tolérant vis-à-vis de l'insecticide donné.

### 5.5.1 Les enzymes de détoxification

Dans leur environnement, les insectes sont confrontés à un nombre important de molécules qui peuvent avoir des origines végétales comme humaines. Ces molécules étrangères à leur organisme sont qualifiées de xénobiotiques (médicaments, insecticides...). Ces xénobiotiques, une fois dans l'organisme de l'insecte vont subir des transformations biochimiques qui se déroulent en trois phases successives (Boyer, 2006) qui sont :

* La phase I : qui consiste en une augmentation de l'hydrophilie du xénobiotique

* La phase II : consiste en une transformation des produits obtenus en la phase I en dérivés plus hydrophiles facilitant leur circulation en phase aqueuse

* La phase III : les produits obtenus en phase II sont alors éliminés par excrétion

Les enzymes impliquées dans ces processus de transformation biochimique sont principalement les cytochromes P450 (ctyo-P450s), les glutathion-S-transférase (GSTs) et les estérase (Gnankiné, 2012).

**Les cytochromes P450** : ce sont des enzymes principalement impliquées dans la résistance des pyréthrinoïdes. Guo et al (2014) ont indiqué qu'elles joueraient un rôle dans la résistance à un grand nombre d'insecticides (Guo et al., 2014). Ainsi, Karunker et al. (2008) et Roditakis et al. (2009) ont montré que les cytochromes P450 étaient liés à la résistance de *B. tabaci* vis-à-vis de la deltaméthrine (pyréthrinoïdes).

**Les estérase** : ce sont des enzymes capables d'hydrolyser les esters carboxyliques selon Hemingway and Karunaratne (1998). Les estérase jouent un rôle important dans le métabolisme des organophosphorés, des carbamates et des pyréthrinoïdes dont ils dégradent
rapidement les isomères trans (Namountougou, 2013). Roditakis et al. (2009) ont montré que la résistance vis-à-vis de l'imidaclopride (Neos), de α-cyperméthrine (Pyrs) et du Pirimiphose méthyle(OPs) était liée à une forte activité des estérases.

**Les glutathion-S-transférases (GST) :** ce sont des enzymes impliquées dans le métabolisme des organophosphorés, du DDT et des pyréthrinoïdes (Namountougou, 2013). Les GSTs sont des systèmes enzymatiques qui catalysent la conjugaison des insecticides avec le glutathion sous forme réduite, formant ainsi des métabolites moins toxiques (Namountougou, 2013).

# 6 Les insecticides naturels (extraits de plantes)

Certaines espèces végétales possèdent des huiles qui peuvent être extraites. Ces huiles peuvent avoir plusieurs propriétés dont les plus intéressantes sur les insectes sont des propriétés insecticides, insectifuges, larvicides, anti-appétantes et ovicides.

## 6.1 Les huiles essentielles

Les huiles essentielles peuvent être extraites à partir des fruits, des feuilles, des fleurs, de l'écorce, des tiges des plantes aromatiques (Ateyat et al., 2009). Elles sont un mélange naturel, complexe, multi-composants des hydrocarbures (terpènes), hydrocarbures oxygénés (terpénoïdes) et phénylpropènes. Les monoterpènes, les sesquiterpènes et les diterpènes se trouvent être les composés présents dans les huiles essentielles et les plus abondants sont les monoterpènes et les sesquiterpènes (Fig 8). Les monoterpènes sont pour la plupart neurotoxiques pour les insectes (Gnankine et Bassolé 2017). Les composés des huiles ciblent préférentiellement trois sites au niveau du système nerveux des insectes, il s'agit des récepteurs cholinergiques, GABA et octopaminergiques selon Ratan (2010).
<figure><img src="image_9.png" /><figcaption>**Figure 8:** Exemple de molécules constitutives des huiles essentielles (Berger, 2007)</figcaption></figure>

### 6.1.1 Effets ovicides et larvicides des huiles essentielles sur *B. tabaci*

De nombreuses études ont mis en évidence les activités ovicides et larvicides des huiles essentielles de plusieurs modèles d'insectes nuisibles. Les données dans le tableau IV montrent que les huiles essentielles ont une activité ovicide. Yang et al. (2010) ont montré que les huiles essentielles extraites des feuilles de *Thymus vulgaris*, *Pogostemon cablin* et *Corymbia citriodora* réduisaient de 50% l'éclosion des œufs de *B. tabaci*. En ce qui concerne, la réduction de la ponte, Costa et al. (2017) ont montré que les huiles essentielles extraites des fruits de *Zanthoxylum riedelianum* et *Zanthoxylum rhoifolium* réduisaient de près de 94,2% la ponte des femelles de *B. tabaci*. Pour ce qui est de l'effet larvicide des huiles essentielles, Yang et al. (2010) ont montré que les huiles essentielles extraites de *Thymus vulgaris* et *Pogostemon cablin* à la concentration de 0,5% avaient un effet prononcé sur les larves de *B. tabaci*. Ils ont constaté une réduction de la proportion des larves en développement et de celle des émergences (tableau IV).
<table><caption>Tableau IV: Effet ovicide des huiles essentielles sur *B. tabaci*</caption><thead><tr><td>Espèces végétales</td><td>Partie</td><td>Stade</td><td>Références</td></tr></thead><tbody><tr><td>Zanthoxylum riedelianum</td><td>Fruit</td><td>Œuf</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Zanthoxylum rhoifolium</td><td>Fruit</td><td>Œuf</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Thymus vulgaris</td><td>feuilles</td><td>Œuf</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Pogostemon cablin</td><td>feuilles</td><td>Œuf</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Corymbia citriodora</td><td>feuilles</td><td>Œuf</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Zanthoxylum riedelianum</td><td>Fruit</td><td>Larve</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Zanthoxylum rhoifolium</td><td>Fruit</td><td>Larve</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Thymus vulgaris</td><td>feuilles</td><td>Larve</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Pogostemon cablin</td><td>feuilles</td><td>Larve</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Corymbia citriodora</td><td>feuilles</td><td>Larve</td><td>Yang et al., 2010</td></tr></tbody></table>

## 6.1.2 Effets toxique et répulsif des huiles essentielles

La mise en évidence des effets toxiques et répulsifs des huiles essentielles sur les insectes nuisibles est bien documentée, que ce soit ceux d'intérêt médical comme agricole. Sur le plan national, très peu d'études ont été menées sur la potentialité des huiles essentielles dans la lutte contre *B. tabaci*. Drabo et al. (2017) ont montré la toxicité des huiles essentielles extraites des feuilles de *Cymbopogon citratus*, *Hyptis spicigera* et *d'Ocimum americanum* sur les adultes de *B. tabaci* au Burkina Faso. Ils ont trouvé que ces huiles essentielles étaient hautement toxiques sur l'aleurode des champs (tableau V). Les huiles essentielles extraites d'Aframomum pruinosum, Cinnamomum zeylanicum, Pelargonium graveolens Satureja montana et Cymbopogon citratus se sont révélées être toxiques et insectifuges sur *B. tabaci* (Deletre et al., 2015a). Hussein et al (2017) ont montré que les huiles essentielles extraites des fruits de *Schinus terebinthifolius* et des feuilles *Corymbia citriodora* ont des propriétés répulsives et insecticides sur des adultes de *B. tabaci* et de *Trialeurodes ricini*.

L'efficacité des huiles essentielles est due à leur composition chimique particulièrement riche en monoterpènes et en sesquiterpènes. Ces composés peuvent avoir un effet répulsif, toxique, ou anti appétant. Deletre et al. (2015a) ont montré que le cinnamaldehyde, le cuminaldehyde, geraniol, citronellol et geranyl acetate étaient des composés à effet répulsif sur des adultes de *B. tabaci*. Ils ont également montré que le cinnamaldehyde avait aussi bien un
effet répulsif que toxique sur *B. tabaci*. En plus du cinnamaldehyde, le citronellal, le limonene ont présenté un effet toxique (tableau VI).

<table><caption>Tableau V: Effet toxique et répulsif des huiles essentielles sur les adultes d'aleurode</caption><thead><tr><th>Espèces végétales</th><th>Partie</th><th>Insectes</th><th>Effets</th><th>Références</th></tr></thead><tbody><tr><td>Micromeria fruticosa</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Calmasur et al., 2006</td></tr><tr><td>Nepeta racemosa</td><td>Ecorces</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Calmasur et al., 2006</td></tr><tr><td>Origanum vulgare</td><td>Ecorces</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Calmasur et al., 2006</td></tr><tr><td>Thymus vulgaris</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Pogostemon cablin</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Corymbia citriodora</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Yang et al., 2010</td></tr><tr><td>Lippia multiflora</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Tia et al., 2013</td></tr><tr><td>Erigeron floribundus</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Tia et al., 2013</td></tr><tr><td>Pelargonium graveolens</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R</td><td>Edson et al., 2015</td></tr><tr><td>Aframomum pruinosum</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Cinnamomum zeylanicum</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Pelargonium graveolens</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Satureja montana</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Cymbopogon citratus</td><td>NI</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Schinus terebinthifolius</td><td>Fruits</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Hussein et al., 2017</td></tr><tr><td>Corymbia citriodora</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R, T</td><td>Hussein et al., 2017</td></tr><tr><td>Schinus terebinthifolius</td><td>Fruits</td><td>Trialeurodes ricini</td><td>R, T</td><td>Hussein et al., 2017</td></tr><tr><td>Corymbia citriodora</td><td>Feuilles</td><td>Trialeurodes ricini</td><td>R, T</td><td>Hussein et al., 2017</td></tr><tr><td>Zanthoxylum riedelianum</td><td>Fruit</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Zanthoxylum rhoifolium</td><td>Fruit</td><td>Bemisia tabaci</td><td>R</td><td>Costa et al., 2017</td></tr><tr><td>Cymbopogon citratus</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Drabo et al., 2017</td></tr><tr><td>Ocimum americanum</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Drabo et al., 2017</td></tr><tr><td>Hyptis spicigera</td><td>Feuilles</td><td>Bemisia tabaci</td><td>T</td><td>Drabo et al., 2017</td></tr></tbody></table>

T= toxique ; R= répulsif
Chae et al (2014) ont montré que le thymol et le carvacrol ont été les composés les plus toxiques sur des femelles du biotype Q de *B. tabaci* sur les 45 composés testés identifiés dans les huiles essentielles de *Satureja hortensis* et *Citrus limon*.

<table><caption>Tableau VI: Composés des huiles essentielles impliqués dans la toxicité et la répulsion contre les adultes de *B. tabaci*</caption><thead><tr><td>composés</td><td>Effets</td><td>Références</td></tr></thead><tbody><tr><td>Geranyl acetate</td><td>R</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Citronellol</td><td>R</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Geraniol</td><td>R, T</td><td>Deletre et al., 2015a<br>Edson et al., 2015</td></tr><tr><td>Cuminaldehyde</td><td>R</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Citronellal</td><td>T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Cinnamaldehyde</td><td>T, R</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Limonene</td><td>T</td><td>Deletre et al., 2015a</td></tr><tr><td>Carvacrol</td><td>T</td><td>Chae et al., 2014</td></tr><tr><td>Thymol</td><td>T</td><td>Chae et al., 2014</td></tr><tr><td>Linalool</td><td>T</td><td>Edson et al 2015</td></tr><tr><td>Citronellol</td><td>T</td><td>Edson et al 2015</td></tr><tr><td>Caryophyllene oxide</td><td>T</td><td>Chae et al 2014</td></tr></tbody></table>

## 6.2 Les huiles fixes de graines

Les huiles fixes sont des matières grasses non volatiles extraites des graines ou fruits des plantes oléagineuses, qui se définissent comme étant des plantes dont les graines ou les fruits sont riches en matières grasses non volatiles (huile fixe) à usage alimentaire, cosmétique, pharmaceutique ou industriel. Dans la composition chimique de ces huiles, il y a les polyphénols qui leur confèrent des propriétés antioxydantes, antimicrobiennes, antivirales, antitumorales, insecticides (Xirley Pereira et al., 2012). Bazongo et al. (2014) ont mis en évidence des polyphénols et tocophérol dans l'huile fixe de graine *Lannea microcarpa* en des proportions bien plus élevées que celles de l'huile d'olive. Ils ont identifié comme tocophérol le γ-tocophérol, l'α-tocophérol et le δ-tocophérol et l'acide gallique comme polyphénol dans
cette huile. Les mêmes composés ont été identifiés dans l'huile de graine de *Lannea kerstingii*, à savoir le γ-tocophérol, l'α-tocophérol et le δ-tocophérol par Ouilly et al. (2017). En outre, Ouilly (2017) a montré que ces huiles ne présentent aucune toxicité vis-à-vis de l'Homme.
# Chapitre 2 : Matériel et méthodes
# Chapitre 2 : Matériel et méthodes

Les recherches menées au cours de cette thèse ont été conduites sur trois années consécutives consacrées à la mise en évidence des mécanismes de résistance aux insecticides des adultes de l'aleurode, *B. tabaci* dans un premier temps ; dans un second temps, à trouver une alternative à la lutte chimique en utilisant des extraits de plantes (huiles essentielles et huiles de graines) ; et finalement à faire des tests en milieu semi-contrôlé. Ce chapitre est dédié aux méthodes, au matériel utilisé et aux zones d'étude.

## 1. Présentation de la zone d'étude

Cette étude a été menée au Burkina Faso, pays situé dans la partie ouest du continent africain. Le climat est tropical avec deux saisons : une saison sèche (d'octobre à avril) et une saison pluvieuse (de mai à septembre). L'étude a été menée sur 3 années (2015-2018) pendant la saison sèche (Tableau VII) qui est la saison propice pour la production des légumes dans cinq localités (Figure 9) situées dans les provinces du Kadiogo (Tanghin, Boulbi,), d'Oubritenga (Loumbila), du Nahouri (Tiébélé), qui appartiennent toutes à la zone soudano-sahélienne. Les sites de Tanghin, Boulbi, Loumbila et de Tiébélé sont des zones où le maraîchage se pratique à proximité des barrages érigés à cet effet. Les cultures maraîchères y sont produites toute l'année et constituent une source de revenus financiers pour les populations.

## 2. Matériel utilisé

Dans cette étude, quatre types de matériel ont été utilisés. Il s'agit du matériel animal, du matériel végétal, des produits utilisés pour les bio-essais, et du matériel de laboratoire. Nous présenterons seulement le matériel animal et végétal.

### 2.1. Matériel animal

Il est constitué d'adultes de *B. tabaci* issus de populations naturelles et d'élevage. Les adultes des populations naturelles ont été capturés à l'aide d'un aspirateur à bouche à deux périodes de la journée, à l'aube et/ou au crépuscule. Périodes de la journée durant lesquelles l'activité de vol de l'aleurode est réduite (Bellows et al., 1988; Byrne and Bretzel, 1987). Ils ont été capturés sur des plantes ayant été traitées par les producteurs. Le tableau VII donne un aperçu des dates de collecte, des plantes hôtes et des traitements appliqués sur les différents sites.
## 2.2. Matériel végétal

La collecte des individus de *B. tabaci* a été réalisée sur cinq (05) plantes hôtes qui avaient atteint le stade de fructification, *Lantana camara* Lam ; *Solanum lycopersicum* Mill (la tomate), *Capsicum annuum* (le poivron), *Solanum icanum* (aubergine) et *Ipomea batatas* (la patate). Il est à noter que deux espèces végétales : le *Lantana camara* et le coton ont servi de support d'élevage de masse de *B. tabaci* pour les tests de laboratoire, car le MED-Q3 est inféodé à *L. camara* et le MED-Q1 étant polyphage, peut se développer sur des plants comme le coton.

<figure><img src="image_10.png" /><figcaption>Figure 9: Zone d'étude</figcaption></figure>
# 3. Méthodes

## 3.1. L'élevage de masse de l'aleurode *Bemisia tabaci*

L'élevage de masse des individus de *B. tabaci* a été réalisé dans des cages rectangulaires de 35 x 45 x 41 cm (photo 1). Les supports de ces cages sont en métal et recouverts latéralement par des toiles moustiquaires. Des jeunes pousses de *Lantana* et de coton ont été introduites séparément dans chaque cage. Les plants se développaient dans des petits seaux en plastique contenant du terreau. Environ 800 adultes de chaque biotype issu des populations naturelles ont été utilisés pour l'infestation de 12 plants dont six plants de *L. camara* et six plants de coton. Les individus ont été retirés une semaine plus tard et les plants infestés ont été suivis jusqu'à l'émergence d'insectes de la nouvelle génération au bout de trois semaines. Chaque cage renfermait une plante et l'ensemble a été maintenu dans les conditions climatiques ambiantes de la serre.

<figure><img src="image_11.png" /><figcaption>Photo 1: Cage d'élevage (source Drabo)</figcaption></figure>

## 3.2. Détermination des concentrations nécessaires aux bio-essais

Différentes concentrations ont été utilisées pour réaliser les tests au laboratoire. Ces concentrations sont obtenues par des séries de dilutions croissantes (photo 2) dans de l'éthanol 70° (pour les extraits de plantes) et dans de l'eau distillée (pour les formulations insecticides). En partant d'une concentration initiale et finale (C1 ; C2) et un volume final (V2) connu, la formule ci-dessous permet de trouver le volume d'alcool ou d'eau distillée nécessaire pour les dilutions. Ces concentrations sont exprimées en mg/L

$$C1V1 = C2V2 \text{ avec } V2 = V1+Ve; C1V1=C2V2 \iff V1 = 2V2/C1$$
Le volume à prélever est V1, alors le volume d'eau distillée (Ve) ou d'éthanol (Vol) à prélever est égal à : $Vol/e = V2-V1$

La toxicité des insecticides de synthèse et celle des huiles (huiles essentielles et huiles de graines) ont été évaluées par la méthode de trempage de feuilles. Plusieurs tests préliminaires ont été effectués afin de choisir les concentrations à utiliser. Ainsi en moyenne, six concentrations ont été préparées pour chaque produit à tester. Dans les témoins, les feuilles ont été trempées dans de l'eau distillée pour les insecticides de synthèse et dans de l'éthanol 70° pour les huiles.

<figure><img src="image_12.png" /><figcaption>Photo 2 : Série de dilution (source Drabo)</figcaption></figure>

### 3.3. Méthode de trempage de feuilles

Selon Rowland et al. (1991), des rondelles de feuilles de coton et de *Lantana* ont été trempées dans les différentes concentrations des extraits de plantes et des insecticides chimiques pendant 10 secondes tout en agitant doucement. Les rondelles de feuilles du lot témoin ont été trempées dans de l'eau distillée pour les insecticides de synthèse et dans de l'éthanol 70° pour les extraits d'huiles de plantes. Ensuite, ces rondelles traitées ont été séchées à l'air ambiant du laboratoire pendant quelques minutes avant d'être utilisées. Elles ont été ensuite disposées sur la face supérieure contre le gel d'agarose à 1% coulé au fond d'une petite boîte de Pétri en plastique avec des dimensions appropriées (55 mm de diamètre) de manière à ce que la face inférieure des feuilles soit dirigée vers le bas comme sur la plante. Des adultes d'aleurodes ont été collectés sur des plants de tomate au champ et de Lantana à l'aide d'aspirateurs à bouche puis transférés dans les boîtes de Pétri. Quatre-vingt-dix (90) adultes de mouches blanches ont été utilisés pour chaque concentration insecticide à raison de 30 adultes par répétition. Chaque
boîte de Pétri a été considérée comme une répétition ; ainsi 18 boîtes de Pétri ont été utilisées pour chaque test. Les boîtes ont été rangées avec le couvercle en bas (photo 3) conférant ainsi une position normale de support nutritionnel aux aleurodes. Trois répétitions ont été réalisées pour chaque concentration. Après le transfert, les différentes boîtes de Pétri ont été transportées dans une glacière et placées au laboratoire (à la température ambiante) pour le suivi de la mortalité des individus traités 24 heures plus tard. Les individus qui ont montré quelques signes de mouvement (marche, agitation ou mouvement de pattes ou d'ailes ou d'antennes) sont considérés vivants. Dans l'ensemble, toutes les données sur les essais biologiques ont été corrigées en fonction de la mortalité des témoins au moyen de la formule d'Abbott (Abbott, 1925)

<figure><img src="image_13.png" /><figcaption>Photo 3: Feuilles de *L. camara* disposée dans les boîtes de Pétri avant et après le transfert des individus (source Drabo)</figcaption></figure>

### 3.4. Typage des individus de *B. tabaci*

Les spécimens d'aleurodes ont été identifiés par Hélène Henri, Ingénieur de recherche à l'Université Claude Bernard de Lyon 1 (France) et Romba Rahim, PhD à partir d'une méthode PCR-RFLP (le détail du protocole figure à l'annexe)
# Chapitre 3 : De la résistance aux insecticides : la résistance phénotypique
# Chapitre 3 : De la résistance aux insecticides : la résistance phénotypique

## 1. Introduction

L'aleurode de la patate douce, *Bemisia tabaci* (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae), est un ravageur cosmopolite et extrêmement polyphage qui cause des dégâts aux cultures. Cet insecte affecte aussi bien les plantes cultivées que les plantes ornementales et est répertorié sur plus de 600 espèces de plantes (Gelman et al., 2005). C'est un insecte piqueur-suceur de sève qui affecte les plantes par l'alimentation directe et indirecte par la transmission de virus (Perring, 2001 ; Simmons et al., 2008 ; Barro et al., 2011). *B. tabaci* est devenu de ce fait l'un des plus importants ravageurs des systèmes agricoles. Pour la gestion de sa population, les agriculteurs utilisent les insecticides chimiques (Denholm et al., 1998 ; Gnankiné et al., 2013a, 2013b). Ainsi, les organophosphorés (OP), les carbamates, les pyréthrinoïdes et les néonicotinoïdes ont été et sont les plus couramment utilisés dans la protection de culture (Gnankiné et al., 2018 ; Romba et al., 2018).

Malheureusement, ces traitements insecticides ont rapidement conduit à la sélection d'individus résistants dans les cultures maraîchères et de coton (Otoidobiga et al., 2003 ; Houndété et al., 2010 ; Gnankiné et al., 2013a) et ont remis en cause la gestion de ce ravageur. Le phénomène de résistance a fait l'objet d'étude par de nombreux auteurs, et ce, dans toutes les régions du monde, en Chine (Peng et al., 2017; R. Wang et al., 2017; S. Wang et al., 2017; Yuan et al., 2012), au Brésil (Dângelo et al., 2018; Guedes, 2016), en Israël (Horowitz et al., 2005), en Grèce (Roditakis et al., 2009), au Bénin (Houndété et al., 2010 a, b) et au Burkina Faso en Afrique (Gnankiné et al., 2013a, 2013b).

Au Burkina Faso, la résistance phénotypique aux insecticides tels que les pyréthrinoïdes et les organophosphorés a été montrée pour la première fois au sein des populations de *B. tabaci* dans la partie Ouest du pays en 2000 par Otoidobiga et al. (2003). Les travaux de Gnankiné et al. (2002) ont confirmé la présence de la résistance phénotypique aux pyréthrinoïdes et aux organophosphorés dans plusieurs régions du Burkina Faso. Aujourd'hui, la résistance est généralisée et enregistrée dans toutes les régions du pays. Dix ans après, en plus des organophosphorés, carbamates, et pyréthrinoïdes, les néonicotinoïdes sont devenus inefficaces contre ce ravageur (Gnankine et al., 2013a).
Notre travail vise à étudier la dynamique de la résistance aux insecticides couramment utilisés au centre du Burkina Faso sur les trois années qu'a duré cette étude.

## 2. Matériel et méthodes

### 2.1. Identification des biotypes de *B. tabaci*, dynamique de la résistance aux insecticides sur trois années

#### 2.1.1. Identification des espèces ou biotypes de *B. tabaci* issus de deux sites à Ouagadougou

Au total, 30 individus adultes de *B. tabaci* ont été identifiés grâce à la technique de PCR-RFLP décrite par Henri et al. (2013). Après extraction de l'ADN dans chaque individus, on a procédé à une amplification du gène mitochondrial qui code pour la cytochrome oxydase 1.

Les amorces C1-J-2195 et L2-N-3014 ont été utilisées. La taille attendu a été de 800 pb (Simon et al., 1994). Par la suite, les produits PCR ont été digérés avec du XapI et BfmI (10 UI) à 37 °C pendant 3 h, séparés par électrophorèse sur un gel d'agarose à 1,5% à 100 V pendant 1 heure et visualisés par coloration au bromure d'éthidium (Fig 10).

<figure><img src="image_14.png" /><figcaption>Figure 10: Analyses PCR-RFLP avec XapI (A) et BfmI (B). Les tailles des différentes bandes obtenues et les tailles (bp) des bandes correspondant à l'échelle sont indiquées respectivement à gauche et à droite de la figure (Henri et al., 2013)</figcaption></figure>
## 2.1.2. Détermination du niveau de résistance des adultes de *B. tabaci* issus de deux localités sur trois années

### 2.1.2.1. Origine des populations testées

Les individus testés ont été collectés sur des plants de *Lantana camara* Lam (serre de l'UFR/SVT) et sur des plants de *Solanum lycopersicum* Mill (périmètre maraîcher de Tanghin) entre 2015 et 2018.

### 2.1.2.2. Insecticides testés

Les insecticides de synthèse suivants : la deltaméthrine, le chlorpyriphos-ethyl et l'acétamipride ont été utilisés pour la réalisation des essais biologiques au laboratoire (tableau VII).

<table><caption>Tableau VII : insecticides de synthèse</caption><thead><tr><td>Nom commercial</td><td>Matière active</td><td>Famille chimique</td><td>Concentration</td><td>Mode d'action</td></tr></thead><tbody><tr><td>DELTACAL</td><td>Deltaméthrine</td><td>Pyréthrinoïdes</td><td>12,5 g/L</td><td>Contact et ingestion</td></tr><tr><td>TITAN</td><td>Acétamipride</td><td>Néonicotinoïdes</td><td>25 g/L</td><td>Ingestion</td></tr><tr><td>PYRICAL</td><td>Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Organophosphoré</td><td>480 g/L</td><td>Contact, ingestion et inhalation</td></tr></tbody></table>

### 2.1.2.3. Tests biologiques

Les tests sur les adultes de *B. tabaci* ont été réalisés à l'aide de la méthode de trempage des feuilles (Rowland et Stribley, 1991 ; Cahill et al., 1995 ; Horowitz et al., 2005)

### 2.1.2.4. Analyses statistiques

Tous les réplicats d'essais biologiques ont été utilisés pour l'analyse. Le logiciel XLSTAT 2015.1.01 nous a permis de générer les concentrations létales (CL₅₀), les valeurs de pente et les limites de confiance respectives de 95%. Une population a été considérée comme étant significativement plus (ou moins) résistante qu'une autre population lorsque les limites de confiance à 95% de la CL₅₀ ne sont pas recoupées. La mortalité chez les témoins était toujours
<10%. Pour le calcul des facteurs de résistance (FR), les individus du MED-Q3 ont été utilisés comme population de référence. C'est le rapport entre la CL50 du MED-Q1 sur celle du MED-Q3.

$$FR = CL_{50} MED-Q1/CL_{50} MED-Q3$$

Dans l'ensemble, toutes les données sur les essais biologiques ont été corrigées en fonction de la mortalité des témoins au moyen de la formule d'Abbott (Abbott, 1925). Une ANOVA a été effectuée pour discriminer l'effet des insecticides de synthèse sur trois années.

# 3. Résultats

## 3.1. Identification des biotypes de *B. tabaci* et plantes hôtes associées

Les 30 individus collectés appartiennent à l'espèce méditerranéenne (MED) du complexe d'espèces *B. tabaci*. Ainsi, MED-Q1 a été trouvé sur les tomates, les aubergines, les poivrons, alors que MED-Q3 a été détecté sur *Lantana camara*.

## 3.2. Dynamique du niveau de résistance aux insecticides des biotypes MED-Q1 et MED-Q3 de *B. tabaci* sur trois années à Tanghin et à l'UFR/SVT

Les valeurs de CL50 obtenues à partir des bio-essais réalisés sur les biotypes MED-Q1 et MED-Q3 de *B. tabaci* sur les trois années montrent une variabilité selon les insecticides de synthèse testées (tableau VIII). Les individus du MED-Q3 présentent les plus faibles valeurs de CL50 comparativement à ceux du MED-Q1. Sur les trois années, le chlorpyriphos-ethyl présente les plus faibles valeurs de CL50. En s'intéressant à la dynamique du niveau de résistance aux insecticides des biotypes MED-Q1 et MED-Q3 de *B. tabaci* sur ces trois années à Tanghin et à l'UFR/SVT, nous constatons qu'il n'y a pas de différence significative (F= 0,02 ; DDL=8, p= 0,97) entre les années et la résistance. Pour l'année 2015, les valeurs des CL50 pour les individus du MED-Q1 traités à la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl ont été respectivement de l'ordre de 51,6 mg/l, 124 mg/l et 11,5 mg/l. Par contre, celles du MED-Q3 ont été respectivement de 19,72 mg/l, 29,24 mg/l et 4,9 mg/l. Les valeurs du facteur de résistance (FR) sont de l'ordre de 2,62 ; 4,24 et 1,76 respectivement pour la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl.

En 2016, les valeurs des CL50 des individus du MED-Q1 traités avec la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl ont été respectivement de l'ordre de 42,6 mg/l, 133,5 mg/l et 17,5 mg/l alors que, avec le MED-Q3, des valeurs de 24,1 mg/l, 33,04 mg/l et 4,2 mg/l
ont été obtenues lorsque la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl ont été testés.
Quant au FR, la deltaméthrine a enregistré 1,76 ; l'acétamipride 4,04 et le chlorpyriphos-ethyl 4,2.

<table><caption>Tableau VIII: Valeurs de CL50 de biotypes MED-Q1 (Tanghin) et MED-Q3 (UFR-SVT) de B. tabaci à trois insecticides couramment utilisés sur trois années.</caption><thead><tr><th>Année</th><th>Insecticide</th><th>Biotype</th><th>LC50(mg L<sup>-1</sup>)</th><th>IC 95%</th><th>FR</th><th>X<sup>2</sup> (df)</th><th>P-value</th><th>pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="6">2015</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>51,6 d</td><td>46,5-57</td><td>2,62</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>19,72 c</td><td>15-24,3</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>124 e</td><td>119,3-150,2</td><td>4,24</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>29,24 c</td><td>25,1-38</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>11,5 b</td><td>9-15,4</td><td>2,34</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,9 a</td><td>2,1 - 5,3</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="6">2016</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>42,6 d</td><td>36,8-53</td><td>1,76</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>24,1 b</td><td>22,3 - 29,4</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>133,5 c</td><td>129-161,2</td><td>4,04</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>33,04 b</td><td>27,4-68,8</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>17,5 b</td><td>11-26,1</td><td>4,2</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,2 a</td><td>3,1 - 5,3</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="6">2017</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>48,7 d</td><td>38,9 - 57,0</td><td>2,11</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,1 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>23 c</td><td>20,3 - 25,1</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>145,5 e</td><td>120,1 - 167,2</td><td>5,01</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>29 c</td><td>27,9 - 33,1</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>15,2 b</td><td>11 - 19,1</td><td>4,75</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>3,2 a</td><td>2,1 - 5,3</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de mouches blanches testées. IC95% : intervalle de confiance 95% ; FR : Facteur de résistance ; De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté pour les estimations de ness2 qualité d'ajustement ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.

Pour l'année 2017, les valeurs de CL₅₀ lorsque les individus du MED-Q1 ont été traités avec la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl ont été respectivement de l'ordre de 48,7 mg/l, 145,5 mg/l et 15,2 mg/l. Alors que, sur le MED-Q3, des valeurs de 23 mg/l, 29 mg/l et 3,2 mg/l ont été obtenues lorsque la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl ont été testés. Les valeurs de FR sont de l'ordre de 2,11 ; 5,01 et 4,75 respectivement pour la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl.

En s'intéressant à la CL₉₀ (tableau IX), les individus du MED-Q3 présentent les plus faibles valeurs de CL₉₀ comparativement à celles du MED-Q1 comme cela a été le cas avec les CL₅₀ sur les trois années. Les valeurs des FR sont comprises entre 1,98 et 15,53.
Les valeurs des pentes sont variables selon les insecticides et les biotypes. Ainsi sur le MED-Q1, elles sont comprises entre 0,6 et 1,7 et sur MED-Q3 elles sont comprises entre 0,6 et 2,6.

<table><caption>Tableau IX: Valeurs de CL90 de biotypes MED-Q1 (Tanghin) et MED-Q3 (UFR-SVT) de B. tabaci à trois insecticides couramment utilisés sur trois années</caption><thead><tr><th>Année</th><th>Insecticide</th><th>Biotype</th><th>CL90 (mg L<sup>-1</sup>)</th><th>IC 95%</th><th>FR</th><th>X<sup>2</sup> (df)</th><th>P-value</th><th>Pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="6">2015</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>437,19 b</td><td>331,17-701,97</td><td>1,98</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>220,29 b</td><td>161,48-480,68</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>1048,74 c</td><td>935,71-1377,81</td><td>4,5</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>232,91 b</td><td>174,78-435,98</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>284,30 b</td><td>196,25-449,92</td><td>6,89</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>41,21 a</td><td>30,53-60,93</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="6">2016</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>478,75 a</td><td>321,71-601</td><td>2,2</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>217,32 a</td><td>181,5-380,7</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>1227,31 b</td><td>987,85-1601,17</td><td>11,09</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>110,66 a</td><td>85,89-133,82</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>214,3 a</td><td>198,4-349,8</td><td>2,38</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>89,85 a</td><td>74,33-150,45</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="6">2017</td><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>531,29 c</td><td>397,4-782,57</td><td>5,81</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,1 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>91,40 a</td><td>68,64-102,91</td><td>-</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>1456,78 d</td><td>1139,5-1871,9</td><td>15,53</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>93,75 a</td><td>75,16-112,57</td><td>-</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>237,13 b</td><td>193,7-398,53</td><td>2,42</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>97,75 a</td><td>74,04-140,05</td><td>-</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X²: linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df: degré de liberté, SE, erreur standard, N: nombre de mouches blanches testées. IC95%: intervalle de confiance 95%; FR: Facteur de résistance; De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté pour les estimations de ness2 qualité d'ajustement; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.

La figure 11 présente l'évolution de la sensibilité des individus MED-Q3 vis-à-vis des trois formulations insecticides sur trois années. La sensibilité n'a pas évolué sur les trois années, statistiquement parlant si nous considérons la deltaméthrine, sur les trois années, il n'y a pas d'évolution sensible (DDL: 6; R²: 0,004; p>0,05). Il en est de même pour l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl. Quant à l'évolution de la résistance des individus du MED-Q1 vis-à-vis des trois formulations insecticides, les mêmes tendances ont été observées que celles observées sur le MED-Q3 (Fig 12). Sur les trois années, on observe une stabilisation du niveau de résistance à la deltaméthrine, l'acétamipride et au chlorpyriphos-ethyl.
<figure><img src="image_15.png" /><figcaption>Figure 11: Dynamique de la sensibilité du MED-Q3 sur les trois années d'étude</figcaption></figure>

Les valeurs de CL₅₀ suivis par les mêmes lettres ne sont pas significativement différentes selon le test de comparaison par paire de Tukey au seuil de signification à 5%.

<figure><img src="image_16.png" /><figcaption>Figure 12: Dynamique de la sensibilité du MED-Q1 sur les trois années d'étude</figcaption></figure>

Les valeurs de CL₅₀ suivis par les mêmes lettres ne sont pas significativement différentes selon le test de comparaison par paire de Tukey au seuil de signification à 5%.
## 4. Discussion

Dans nos échantillons, deux biotypes le MED-Q1 et le MED-Q3 déjà observés au Burkina Faso ont été trouvés et appartiennent tous deux à l'espèce MED de *B. tabaci* (Gnankine et al., 2013d ; Romba et al., 2018). On a noté l'absence de l'ASL, contrairement aux observations de Gnankine et al. (2013c) et Romba et al. (2018). Tous les individus collectés sur tomate appartiennent au MED-Q1, alors que ceux prélevés sur *L. camara* appartiennent au MED-Q3, un biotype qui est principalement observé sur cette plante, alors qu'aucun autre biotype n'a encore été trouvé sur *L. Camara*. Les résultats obtenus dans cette étude présentent des valeurs de $CL_{50}$ et $CL_{90}$ les plus élevées au sein de la population de *B. tabaci* appartenant au biotype Q1 par rapport à celle appartenant au biotype Q3. Cela pourrait s'expliquer par le fait que les individus du MED-Q1 proviennent d'une aire de production maraîchère plus exposée à une forte pression de sélection. La résistance du MED-Q1 est plus importante vis-à-vis de l'acétamipride et de la deltaméthrine mais assez faible vis-à-vis du chlorpyriphos-ethyl.

La sensibilité d'une année sur l'autre pour une molécule donnée n'a pas varié. Mais la résistance n'est pas à exclure si la pression exercée sur les populations du MED-Q1 à travers l'utilisation intensive des insecticides ne baisse pas.

Nos résultats confirment ceux de Houndété et al. (2010 a) et de Gnankiné et al. (2013a,b) qui ont montré que les populations collectées entre 2006 et 2008 dans l'Ouest du Burkina Faso, au Benin et au Togo sont résistantes aux pyréthrinoïdes et aux néonicotinoïdes. Ces auteurs ont lié cette résistance au type de biotype notamment le biotype Q1.

Au Burkina Faso, parmi les populations naturelles, les individus du MED-Q3 ont été les plus sensibles aux insecticides que ceux du MED-Q1. Ce résultat peut être lié au fait que MED-Q3 semble être limité sur *L. camara*, une plante qui n'est pas soumise à des traitements insecticides. En effet, Roush and Daly (1990) ont montré que la fréquence des gènes de résistance aux insecticides dans les populations de ravageurs est faible lorsqu'ils ne sont pas exposés à un traitement insecticide, mais une fois qu'un insecticide donné est largement utilisé, la fréquence des gènes de résistance augmente. Ainsi, la résistance dans la population MED-Q1 pourrait être due à la sélection élevée due à la pression exercée sur les populations issues des cultures maraîchères. Houndété et al. (2010a), ont montré que trois populations de *B. tabaci* collectées entre 2006 et 2008 au Benin, au Togo et au Burkina Faso ont présenté une résistance vis-à-vis du chlorpyriphos-ethyl. Cette résistance pourrait s'expliquer par la présence de gène de résistance de l'acétylcholinestérase ($Ace1^R$). En effet, les organophosphorés ont pour cible
l'acétylcholinestérase qui est une enzyme indispensable au bon fonctionnement des synapses cholinergiques. Les organophosphorés agissent en inhibant l'activité catalytique de l'acétylcholinestérase. Ils se fixent sur le site actif de l'enzyme, à la place de l'acétylcholine. L'accumulation de l'acétylcholine dans la région synaptique provoque une hyperexcitation des liaisons cholinergiques causant finalement la mort de l'insecte (Haubruge and Amichot, 1998). Cette résistance est principalement due à l'insensibilité de *B. tabaci* à cause d'une mutation de l'allèle F331W du gène Ace1, cette mutation empêche l'inactivation de l'acétylcholinestérase (Mouton *et al.*, 2015). En plus du gène Ace1<sup>R</sup>, le gène de résistance Knock Down Résistance (kdr) a été mis en évidence dans les populations du Bénin, Burkina Faso et Togo insensibles aux pyréthrinoïdes (Mouton *et al*.2015).

Tsagkarakou et al. (2009) ont montré que la résistance des biotypes Q de *B. tabaci* vis-à-vis des pyréthrinoïdes est liée à la présence de gène de résistance (*kdr*). Ils ont identifié deux mutations des allèles L925I et T929V au niveau du canal sodium voltage-dépendant de *B. tabaci*. Ces mutations les rendent insensibles aux pyréthrinoïdes dont l'action vise à modifier le fonctionnement normal du canal sodium voltage-dépendant chez l'insecte. En effet, les pyréthrinoïdes se fixent sur l'un des six sites d'action où s'ancrent les substances neurotoxiques, empêchant ainsi la fermeture du canal et perturbant la transmission synaptique, c'est l'effet Knock down (kd) (Haubruge and Amichot, 1998).

## Conclusion partielle

Le présent travail nous a permis de déterminer le niveau de résistance de deux populations de *B. tabaci* vis-à-vis de la deltaméthrine, l'acétamipride et du chlorpyriphos-ethyl. Nous avons trouvé que les individus du MED-Q1 présentaient une résistance vis-à-vis de l'acétamipride, de la deltaméthrine et du chlorpyriphos-ethyl par rapport aux individus du MED-Q3. Sur les trois années d'étude, nous n'avons pas constaté de différence quant à l'évolution de la résistance. Mais nous avons trouvé que la résistance varie selon le biotype. Le contrôle des ravageurs par l'utilisation intensive des insecticides en production maraîchère est à l'origine de la résistance observée à l'acétamipride et à la deltaméthrine. L'origine de cette résistance peut être due aux gènes de résistances Ace1<sup>R</sup> pour les organophosphorés et *kdr* pour les pyréthrinoïdes. En plus du mécanisme de résistance d'origine moléculaire, le mécanisme de résistance métabolique pourrait être également impliqué dans la résistance aux insecticides. Ce mécanisme est mis en évidence par des dosages des enzymes de détoxification.
# Chapitre 4 : De la résistance aux insecticides : le mécanisme de résistance biochimique
# Chapitre 4 : De la résistance aux insecticides : le mécanisme de résistance biochimique

## Introduction

Les insecticides de synthèse utilisés contre les arthropodes constituent un groupe majeur d'intrants utilisés dans l'agriculture moderne. Leur utilisation intensive contre les ravageurs a été à la base de la sélection d'individus capables de survivre et de se reproduire en présence de pesticides.

Longtemps considéré comme un ravageur secondaire, *B. tabaci* est devenu un ravageur majeur à cause de sa pression parasitaire sur les plantes hôtes. Pour lutter contre ce ravageur, des traitements insecticides sont utilisés. Malheureusement, ces insecticides deviennent inefficaces à cause de l'apparition du phénomène de résistance. Des cas de résistances ont été signalés en Grèce (Tsagkarakou *et al.*, 2009) au Bénin, au Togo (Houndété *et al.*, 2010 a, b) au Burkina Faso (Gnankiné, 2012 ; Gnankiné *et al.*, 2013a, b).

La résistance aux insecticides de synthèse tels que les pyréthrinoïdes et organophosphorés est associée aux allèles résistants des gènes Kdr et Ace 1 respectivement comme souligné dans la littérature (Roditakis *et al.*, 2006 ; Tsagkarakou *et al.*, 2009 ; Gnankiné *et al.*, 2013b, 2018 ; Mouton *et al.*, 2015) et aussi dans le chapitre précédent. De nombreuses études menées en Afrique de l'Ouest, y compris au Burkina Faso, ont montré que les fréquences des allèles résistants *kdr* et *Ace1* sont presque fixées (100%) (Mouton *et al.*, 2015 ; Drabo *et al.*, 2017 ; Gnankiné *et al.*, 2018). Pour ce qui est du phénomène de résistance métabolique, des investigations ont été menées chez *B. tabaci* par certains auteurs en Europe, en Amérique et au Moyen-Orient (Bloch and Wool, 1994; Li *et al.*, 2007; Roditakis *et al.*, 2009; Schchukin and Wool, 1994). Ces auteurs ont montré que la résistance aux OPs, aux carbamates et aux pyrèthrinoïdes était associée à une activité élevée des monoxygénases et des carboxylestérases. Ils ont également signalé l'insensibilité de l'acétylcholinestérase, cible des OP et des carbamates, et l'insensibilité du canal sodium voltage-dépendant (Csvd). La résistance aux néonicotinoïdes, quant à elle, a été associée à une activité élevée des monoxygénases (Schchukin et Wool, 1994 ; Vontas *et al.*, 2001 ; Roditakis *et al.*, 2009).

Cependant, au Burkina Faso, à ce jour, aucune étude n'a examiné l'implication des mécanismes de détoxification enzymatique dans la résistance aux insecticides des populations de *B. tabaci*. Notre travail actuel vise à combler cette lacune par la détermination de l'activité des enzymes de détoxification. Il permettra de fournir un premier rapport sur les mécanismes
métaboliques impliqués dans la résistance aux insecticides de *B. tabaci* au Burkina Faso, en Afrique de l'Ouest. La résistance métabolique a été diagnostiquée en mesurant l'activité des enzymes estérase, oxydases et glutathion S-transférase (GST) dans différentes populations de *B. tabaci*.

Des essais biologiques ont été effectués pour déterminer le niveau de résistance de *B. tabaci* à l'acétamipride (Neos) ; au chlorpyrifos-éthyle (OP) et à la deltaméthrine (Pyrs), insecticides couramment utilisés dans la protection des cultures ce qui a permis d'établir une corrélation entre les valeurs de CL₅₀ des insecticides et l'activité enzymatiques.

# 1. Matériel et méthodes

## 1.1. Mise en évidence de la résistance biochimique

### 1.1.1. Origine des individus

Des adultes de *B. tabaci* provenant de quatre localités à savoir Tanghin, Loumbila, Tiébélé et Boulbi ont été collectés entre mars et mai 2017 sur des plants de tomate, d'aubergine, de la patate douce et de poivron (tableau X). La population de référence non traitée a été collectée en serre sur le *Lantana camara*. Ces individus ont été conservés à -80 °C avant d'être utilisés pour les analyses biochimiques.
<table><caption>Tableau X. Calendrier de collecte, plantes hôtes, les familles d'insecticides utilisés et fréquences de traitement</caption><thead><tr><th>Date de collecte</th><th>Site</th><th>Ville</th><th>Plante hôte</th><th>Nom scientifique</th><th>Famille</th><th>Famille d'insecticides utilisés (Nombre d'applications)</th></tr></thead><tbody><tr><td>01/03/2015</td><td>Tanghin</td><td>Ouagadougou</td><td>Tomate</td><td>Lycopersicon esculentum</td><td>Solanaceae</td><td>OP(4), Pyr(4)</td></tr><tr><td>12/03/2016</td><td>Tanghin</td><td>Ouagadougou</td><td>Tomate</td><td>Lycopersicon esculentum</td><td>Solanaceae</td><td>Pyr(4), Neo(4)</td></tr><tr><td>25/04/2017</td><td>Tanghin</td><td>Ouagadougou</td><td>Tomate</td><td>Lycopersicon esculentum</td><td>Solanaceae</td><td>Pyr(4), Aver(3)</td></tr><tr><td>06/03/2017</td><td>Boulbi</td><td>Komsilga</td><td>Piment</td><td>Capsicum annuum</td><td>Solanaceae</td><td>Aver (3), Pyr(3)</td></tr><tr><td>05/03/2017</td><td>Loumbila</td><td>Ziniaré</td><td>Aubergine</td><td>Solanum incanum</td><td>Solanaceae</td><td>Neo (1), Pyr(3)</td></tr><tr><td>19/03/2017</td><td>Tiébélé</td><td>Pò</td><td>Patate</td><td>Ipomea batatas</td><td>Convolvulaceae</td><td>Aver(4), SI (3) OP(4), Pyr(4), Neo (4)</td></tr></tbody></table>

OP : organophosphoré, Pyr : pyréthrinoides, Neo : néonicotinoïdes, Aver : avermectine ; SI : substance inorganite ; les chiffres entre parenthèse représentent les fréquences de traitements

### 1.1.2. Réactifs et insecticides de synthèse utilisés

Les insecticides de synthèse suivants ont été utilisés pour les essais biologiques: la deltaméthrine (Deltacal 12,5 g / litre), l'acétamipride (Titan 25 g / litre) et le chlorpyrifos-éthyle (Pyrical 480 g / litre) fournis par Saphyto (Ouagadougou, Burkina Faso). Ces insecticides ont été utilisés pour les essais biologiques en utilisant la méthode de trempage de feuilles.

Tous les réactifs organiques présentés dans le tableau XI ont été achetés auprès des firmes SIGMA Chemical Co., FLUKA et Gilbert.
<table><caption>Tableau XI: Réactifs utilisés pour les essais biochimiques</caption><thead><tr><th>Réactifs</th><th>Fabriquant</th><th>origine</th></tr></thead><tbody><tr><td>Methanol</td><td>Sigma</td><td>Angleterre</td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Sigma</td><td>USA</td></tr><tr><td>Ethyl Acetate</td><td>Sigma</td><td>Allemagne</td></tr><tr><td>Acétonitrile</td><td>Sigma</td><td>Allemagne</td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>USA</td></tr><tr><td>Naphthyl Acetate</td><td>Sigma</td><td>USA</td></tr><tr><td>Fast Blue BN salts</td><td>Sigma</td><td>USA</td></tr><tr><td>DTNB</td><td>Sigma</td><td>Allemagne</td></tr><tr><td>Tris-HCl</td><td>Sigma</td><td>Allemagne</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Sigma</td><td>USA</td></tr><tr><td>CDNB</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>USA</td></tr><tr><td>carbon monoxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>USA</td></tr><tr><td>3, 3', 5, 5' -tetramethyl benzidine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>USA</td></tr><tr><td>potassium phosphate</td><td>Sigma</td><td>Allemagne</td></tr><tr><td>hydrogen peroxide</td><td>Gilbert</td><td>France</td></tr><tr><td>SDS</td><td>Fluka</td><td>Suisse</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fluka</td><td>USA</td></tr><tr><td>Glutathione</td><td>Fluka</td><td>USA</td></tr><tr><td>magnesium chloride</td><td>Fluka</td><td>USA</td></tr><tr><td>sodium acetate</td><td>Fluka</td><td>USA</td></tr></tbody></table>

### 1.1.3. Extraction des enzymes

Toutes les enzymes à savoir les estérases, glutathion-S-transférides et les oxydases ont été extraites selon le protocole décrit par Scharf et al. (1998). Cinquante (50) insectes adultes ont été broyés et homogénéisés dans 2 ml de tampon phosphate de sodium (0,1 M, pH 7,5). Le surnageant a été recueilli après 30 minutes de centrifugation à 5000 tr / min à 24 ° C, pour constituer la source d'enzyme. Le surnageant des centrifugations a été divisé en aliquotes de 100 ul et stockés à -70 ° C jusqu'à utilisation.

### 1.1.4. Le dosage des protéines

Des dosages protéiques ont été effectués pour quantifier les protéines totales dans les extraits enzymatiques. Tous les tests ont été répliqués trois fois. Les résultats des dosages ont été quantifiés par spectrophotométrie. La concentration en protéines dans la source d'enzyme a été déterminée selon la méthode de Bradford (1976) en utilisant du sérum d'albumine bovine comme étalon (BSA). Trois solutions de BSA ont ainsi été préparées respectivement dans un tampon phosphate de sodium (0,1 M ; pH 7,5) et dans de l'eau distillée plus du tampon
phosphate de sodium (0,1 M; pH 7,5). Dix dilutions en série ont été effectuées pour les deux premières solutions à partir de 1 mg / ml et la troisième solution a été diluée à partir de 5 µg / ml. Un volume de 180 µl de réactif de Bradford a été ajouté à 20 µl de chacune de ces dilutions comme décrit dans le tableau XII. Le mélange a été homogénéisé, incubé pendant 30 min et l'absorbance a été lue à 595 nm pour produire la courbe standard de BSA. Les échantillons ont été analysés dans les mêmes conditions en ajoutant 20 µl de l'extrait enzymatique à 180 µl de réactif de Bradford. Un blanc contenant 20 µl de tampon d'extraction enzymatique et 180 µl de réactif de Bradford a été préparé dans les mêmes conditions. Chaque test a été effectué en trois réplicats.

<table><caption>Tableau XII: dosage des protéines</caption><thead><tr><th colspan="3">Etalon</th><th colspan="3">Analyse des échantillons</th></tr><tr><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th></tr></thead><tbody><tr><td>BSA</td><td></td><td>20 µl</td><td>Extrait enzymatique</td><td></td><td>20 µl</td></tr><tr><td>Bradford</td><td>180 µl</td><td>180 µl</td><td>TH</td><td>20 µl</td><td></td></tr><tr><td>TH</td><td>20 µl</td><td></td><td>Bradford</td><td>1800 µl</td><td>180 µl</td></tr></tbody><tfoot><tr><td colspan="6">30 min d'incubation, l'absorbance lu à 595 nm</td></tr></tfoot></table>

BSA : sérum d'albumine bovine ; TH : tampon d'homogénéisation

### 1.1.5. Le dosage des enzymes

Des dosages enzymatiques ont été effectués pour estimer l'activité relative des mécanismes de résistance enzymatique suspectés après la sélection des insecticides. Tous les tests ont été répétés au moins trois fois et les produits ont été quantifiés en phases linéaires de teneur en protéines. Les résultats des dosages ont été quantifiés par spectrophotométrie.

#### 1.1.5.1. Le dosage des estérases

L'activité des estérases non spécifiques a été mesurée en utilisant l'acétate de naphtol (NA) comme décrit par Scharf et al. (1998) avec une légère modification en utilisant la méthode de dosage des NA estérases. Dans chaque répétition, 150 µl de tampon d'homogénéisation ont été ajoutés à 30 µl de surnageant. Les tubes ont été incubés pendant 6 minutes à 37 °C et la réaction a été arrêtée par l'addition de 50 µl de solution d'arrêt NA. Après 10 minutes d'incubation, du Fast Garnett Blue (15 mg de Fast Blue + 1,5 ml d'eau distillée) a été ajouté
pour arrêter la réaction. L'absorbance a été mesurée à 570 nm comme point final et comparée aux courbes standard de naphtol dissous dans du DMSO (Diméthylsulfoxide) coloré comme décrit ci-dessus (les produits de la réaction ; 10 mM dissous dix fois). Un blanc a été préparé avec 200 µl de tampon d'homogénéisation et ajouté à 30 µl de surnageant (tableau XIII).

Pour le test PNPA (Para Nitro Phenyl Acetate) estérase, le protocole décrit par Scharf et al. (1998) a été utilisé avec une légère modification : 20 µl de surnageant ont été mélangés avec 176 µl de tampon de test PNPA dans chaque puits. Quatre (4) µl de la solution de substrat PNPA (tableau XIII) ont ensuite été ajoutés et la réaction a été mesurée pendant 2 minutes à 405 nm à 30 °C dans un lecteur de microplaques (Fig 13). Un coefficient d'extinction de 6,53 mM-1 cm-1 a été utilisé pour convertir l'absorbance en mmol de nitrophénol jaunâtre produit en 2 min. Un blanc (20 µl de surnageant a été ajouté à 180 µl de tampon d'analyse PNPA) sans le substrat PNPA a été préparé pour la soustraction de fond.

### 1.1.5.2. Le dosage du glutathion S-transférase

Pour le dosage du 2,4-dinitrochlorobenzène (CDNB) glutathion S-transférase, le protocole décrit par Scharf et al. (1998), a été utilisé avec une légère modification : 5 µl de surnageant ont été ajoutés à 285 µl de tampon d'essai CDNB (tampon phosphate de sodium 0,2 M pH 6,5 contenant 15 mM de glutathion) dans une microplaque à 96 puits. Dix (10) µl de solution de CDNB (127,6 mg de CDNB 63 mM ont été dilués dans 10 ml de méthanol) ont été ajoutés (tableau XIII) et la réaction a été mesurée pendant 2 minutes à 334 nm à 30 °C dans un lecteur de microplaques. Un coefficient d'extinction de 9,5 mM-1 cm-1 a été utilisé pour convertir l'absorbance en mmol de produit conjugué au glutathion en 2 min. Un blanc (5 µl de surnageant a été ajouté au tampon de dosage 295 CDNB) a été lu sans stock de CDNB.

### 1.1.5.3. Le dosage des oxydases

Pour la mesure des oxydases, le protocole décrit par Carletto et al. (2009) a été utilisé. Ainsi, dans chaque puits, du tampon phosphate de potassium (80 µl, 62,5 mM et pH 7,2) est mélangé à 10 µl de source d'enzyme et 100 µl de la solution A. Puis 10 µl de peroxyde d'hydrogène (3% dans l'eau) sont ajoutés (tableau XIII). L'absorbance en tant que couleur verdâtre a été lue à 630 nm à 25 °C pendant 2 minutes dans un lecteur de microplaques. L'activité d'oxydases totales a été convertie en équivalents mmoles en utilisant un coefficient d'extinction de 91 mM⁻¹ cm⁻¹. Un blanc a été préparé avec 10 µl de source d'enzyme, 100 µl de la solution A mélangée avec du tampon phosphate de potassium (90 µl, 62,5 mM et pH 7,2) sans peroxyde d'hydrogène.
<table><caption>Tableau XIII: Contenu des microplaques avant lecture</caption><thead><tr><th colspan="3">NA estérases</th><th colspan="3">PNPA estérases</th><th colspan="3">GST</th><th colspan="3">Oxydases</th></tr><tr><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th><th>Réactifs</th><th>Blanc</th><th>Test</th></tr></thead><tbody><tr><td>Extrait<br>enzymatique</td><td>30µl</td><td>30µl</td><td>Extrait<br>enzymatique</td><td>20µl</td><td>20µl</td><td>Extrait<br>enzymatique</td><td>5µl</td><td>5µl</td><td>Extrait<br>enzymatique</td><td></td><td>10µl</td></tr><tr><td>Stock<br>solution</td><td>200µl</td><td>150µl</td><td>PNPA<br>tampon</td><td>180µl</td><td>176µl</td><td>CDNB<br>tampon</td><td>295µl</td><td>285µl</td><td>Solution A</td><td>100µl</td><td>100µl</td></tr><tr><td>NA stop</td><td></td><td>50µl</td><td>PNPA stock</td><td></td><td>4µl</td><td>CDNB stock</td><td></td><td>10µl</td><td>Tampon</td><td>90µl</td><td>80µl</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>H2O2</td><td>10µl</td><td>10µl</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_17.png" /><figcaption>Figure 13: Lecteur spectrophotométrique
(source Drabo)</figcaption></figure>

<figure><img src="image_18.png" /><figcaption>Photo 4: microplaque colorée (source Drabo)</figcaption></figure>
## 2. Analyses statistiques

Les valeurs d'absorbance moyennes des puits répliqués pour chaque individu de *B. tabaci* testé ont été converties en activité enzymatique et divisées par les valeurs protéiques. L'activité enzymatique médiane a été calculée pour chaque test. La population de *B. tabaci* et la distribution des activités enzymatiques ont été comparées entre la souche de référence et les populations de terrain à l'aide de tests non paramétriques de Mann-Whitney. Des comparaisons par paires ont été utilisées pour rechercher les corrélations entre les différents attributs. Le logiciel statistique R (http://www.R-project.org) a été utilisé pour le réaliser.

## 3. Résultats

### 3.1. La résistance biochimique

#### 3.1.1. Les données sur l'application des insecticides au niveau de cinq localités

Le tableau XIV montre les données relatives à l'application d'insecticide en relation avec les classes d'insecticides utilisées dans les sites d'études. Les néonicotinoïdes et les pyréthrinoïdes sont les classes dominantes d'insecticides utilisés dans ces zones. Parmi ces zones, Tiébélé présente une utilisation fréquente d'insecticides tandis qu'une faible fréquence de traitements a été notée à Tanghin, Loumbila et Boulbi. Ces zones étant des périmètres de production maraîchère, les insecticides de synthèse ont été et sont utilisés pour protéger les cultures tout le temps pendant la saison sèche et la saison des pluies.

#### 3.1.2. Le statut de résistance vis-à-vis de la deltaméthrine, l'acétamipride et du chlorpyriphos-éthyl

##### 4.1.2.1. Le statut de résistance vis-à-vis de la deltaméthrine :

Les résultats des essais biologiques sont présentés dans le tableau XV. Les valeurs de CL₅₀ ont été de 23,1 à 1331,9 mg / L. La souche MED-Q3 collectée sous serre a été la plus sensible et la souche Tiébélé a été la plus résistante avec les valeurs les plus élevées de CL₅₀ (FR = 57,6) suivies par les populations de Loumbila, Boulbi et Tanghin.
### 4.1.2.2 Le statut de résistance vis-à-vis de l'acétamipride

Quant à l'acétamipride, les valeurs de $CL_{50}$ ont varié de 29 à 747,1 mg / l. La souche sensible a présenté les valeurs de $CL_{50}$ les plus faibles (tableau XV). Les individus collectés à Tiébélé ont montré le plus haut niveau de résistance (FR = 25,7).

### 4.1.2.3. Le statut de résistance vis-à-vis du chlorpyriphos-ethyl

Les valeurs de $CL_{50}$ pour le chlorpyriphos-ethyl ont varié de 3,2 à 552,8 mg / l. La population sensible a présenté la plus faible valeur $CL_{50}$ (3,2 mg / l). À l'exception de Tanghin (FR = 4,7), les populations de Loumbila, Boulbi et Tiébélé ont présenté un niveau de résistance élevé avec un chevauchement des limites de confiance à 95%, le FR a été supérieur à 20. Le facteur de résistance a été compris entre 25,1 et 172,7. La souche Tiébélé reste la souche avec le facteur de résistance le plus élevé (tableau XV).
<table><caption>Tableau XIV: Prévalence des biotypes de *Bemisia tabaci* liés aux facteurs environnementaux et aux pratiques agricoles</caption><thead><tr><td>Sites</td><td>Plantes hôtes</td><td>Nom scientifique</td><td>Pratique agricole</td><td>Frequences de traitement</td><td>Saison</td><td>Biotypes (%)</td></tr></thead><tbody><tr><td>Tanghin</td><td>Tomate</td><td>Solanum lycopersicum</td><td>OP, Pyr</td><td>Moyenne</td><td>Sèche et pluvieuse</td><td>Q1(100)</td></tr><tr><td>Loumbila</td><td>Aubergine</td><td>Solanum incanum</td><td>Neo, Pyr</td><td>Moyenne</td><td>Sèche et pluvieuse</td><td>Q1 (100)</td></tr><tr><td>Boulbi</td><td>Piment</td><td>Capsicum annuum</td><td>Aver</td><td>Moyenne</td><td>Sèche et pluvieuse</td><td>Q1(100)</td></tr><tr><td>Tiébélé</td><td>Patate</td><td>Ipomea batatas</td><td>OP, Aver, SI, Neo, Pyr</td><td>Forte</td><td>Sèche et pluvieuse</td><td>Q1(100)</td></tr><tr><td>Souche sensible</td><td>Lantana</td><td>Lantana camara</td><td>No insecticides</td><td>-</td><td>-</td><td>Q3 (100)</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau XV: Toxicité de différents insecticides contre les biotypes MED-Q1 et MED-Q3 provenant de populations de *B. tabaci* collectées au Burkina Faso</caption><thead><tr><th>Insecticide</th><th>Population</th><th>LC50 (mg L-1)</th><th>limites de confiance 95%</th><th>X² (df)</th><th>P-values</th><th>Pentes (± ES)</th><th>FR</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="5">Deltaméthrine</td><td>Boulbi</td><td>85,81 c</td><td>79,2 – 94,5</td><td>1,46 [4]</td><td>0,83</td><td>0,94 ± 0,1</td><td>3,71</td></tr><tr><td>Loumbila</td><td>133,71 d</td><td>127,6 – 143,8</td><td>0,50 [4]</td><td>0,97</td><td>0,89 ± 0,1</td><td>5,78</td></tr><tr><td>Tanghin</td><td>48,7 b</td><td>38,9 – 57,0</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,1 ± 0,3</td><td>2,10</td></tr><tr><td>Tiébélé</td><td>1331,95 e</td><td>1286,5 – 1673,7</td><td>0,44 [4]</td><td>0,97</td><td>1,2 ± 0,3</td><td>57,66</td></tr><tr><td>UFR/SVT</td><td>23,1 a</td><td>20,3 – 25,1</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,3 ± 0,3</td><td>–</td></tr><tr><td rowspan="5">Acétamipride</td><td>Boulbi</td><td>88,19 b</td><td>79,4 – 102,9</td><td>1,13 [4]</td><td>0,88</td><td>0,83 ± 0,1</td><td>3,04</td></tr><tr><td>Loumbila</td><td>118,62 c</td><td>103,1 – 124,6</td><td>0,55 [4]</td><td>0,96</td><td>1,6 ± 0,4</td><td>4,09</td></tr><tr><td>Tanghin</td><td>145,5 c</td><td>120,1 – 167,2</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td><td>5,01</td></tr><tr><td>Tiébélé</td><td>747,11 d</td><td>659,74 – 932,98</td><td>0,98 [4]</td><td>0,91</td><td>1,8 ± 0,4</td><td>25,76</td></tr><tr><td>UFR/SVT</td><td>29 a</td><td>27,9 – 33,1</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>0,6 ± 0,1</td><td>–</td></tr><tr><td rowspan="5">Chlorpyrifos ethyl</td><td>Boulbi</td><td>80,47 c</td><td>74,6 – 91,8</td><td>1,15 [4]</td><td>0,88</td><td>0,99 ± 0,2</td><td>25,14</td></tr><tr><td>Loumbila</td><td>105,51 d</td><td>99,3 – 112,4</td><td>0,79 [4]</td><td>0,93</td><td>0,6 ± 0,1</td><td>32,97</td></tr><tr><td>Tanghin</td><td>15,2 b</td><td>11 – 19,1</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td><td>4,75</td></tr><tr><td>Tiébélé</td><td>552,86 e</td><td>397,6 – 725,9</td><td>1,13 [4]</td><td>0,87</td><td>0,6 ± 0,1</td><td>172,76</td></tr><tr><td>UFR/SVT</td><td>3,2 a</td><td>2,1 – 5,3</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>0,6 ± 0,1</td><td>–</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de mouches blanches testées. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.

### 3.1.3. Dosage des enzymes

Les courbes étalons (Fig 14), ont été obtenues après la lecture des plaques au spectrophotomètre. Les valeurs des R² étant sensiblement égales à 1 (0,997 et 0,999) indiquent que le modèle est bon et exploitable. Les valeurs des pentes c'est-à-dire 0,3439 qui a servi pour la détermination de la masse des protéines et 1,3575 pour la détermination de la masse des estérases.

#### 3.1.3.1. Evaluation de l'activité des estérases

- **Evaluation de l'activité des NA estérases** : la figure 15A montre le résultat de l'activité NA estérase avec l'acétate d'alpha naphtyle comme substrat. L'activité dans la souche sensible (UFR / SVT) a varié de 31,3 à 49 µmol d'alpha-naphol / mg de protéine (médiane = 35,9 ; n = 13). Les populations de *B. tabaci* collectées à Boulbi, Loumbila,
Tanghin et Tiébélé ont présenté des niveaux plus élevés d'activité des estérases par rapport à la souche de référence UFR / SVT (test de Mann-Whitney, p <0,0001 dans tous les cas).

- **Evaluation de l'activité des PNPA estérases** : la distribution de l'activité de la PNPA estérase dans les populations de laboratoire et de terrain est présentée par la figure 15B. L'activité dans la souche sensible à UFR / SVT a varié de 1,4 à 2,7 nmol pnpa / mn / mg de protéine (médiane = 2,3 ; n = 13). Un niveau significativement plus élevé de l'activité PNPA a été observé dans toutes les populations de terrain par rapport à la souche UFR / SVT (test de Mann-Whitney, p <0,001 dans tous les cas).

<figure><img src="image_19.png" /><figcaption>Figure 14: Courbes étalons obtenues au spectrophotomètre</figcaption></figure>

### 3.1.3.2. Evaluation de l'activité des oxydases (Cytochrome P450)

La distribution de l'activité du cytochrome P450 dans les populations de *B. tabaci* est illustrée par la figure 15C. L'activité dans la souche sensible a été comprise entre 0,05 et 0,1 nmol du cytochrome P450 / mn / mg de protéine (médiane = 0,08, n = 13). Les populations de *B. tabaci* collectées à Boulbi, Loumbila et Tiébélé ont montré des niveaux plus élevés des cytochromes P450 par rapport à la souche sensible (test de Mann-Whitney, p <0,0001 dans tous les cas), exceptée la population collectée à Tanghin qui a présenté le même niveau d'activité que la population sensible.

### 3.1.3.3. Evaluation de l'activité du Gluthathion-S-Transferases (GST)

La figure 15D montre l'activité GST. L'activité dans la souche sensible a varié de 0,16 à 0,24 mmol de GSH / min / mg de protéine (médiane = 0,2, n = 13). Au niveau des populations
collectées à Boulbi, Loumbila et Tanghin, cette activité enzymatique n'a pas été statistiquement différente de celle de la souche sensible avec respectivement 0,16, 0,19 et 0,07 comme valeur p (test de Mann-Whitney). Seule la population de Tiébélé présente un niveau élevé d'activités GST (test de Mann-Whitney, p <0,0001).

3.1.4. Relation entre la résistance aux insecticides et les activités enzymatiques

Une corrélation très significative entre l'activité GST et les valeurs de CL₅₀ de la deltaméthrine (R² = 0,91, p <0,0001), acétamipride (R² = 0,88, p <0,0001) et chlorpyrifos-éthyle (R² = 0,90, p <0,0001) a été observée (R² = 0,91), p <0,0001) (tableau XVI).

L'activité de la NA estérases était modérément corrélée avec les niveaux de résistance respectifs à la deltaméthrine (R² = 0,2, p <0,0002), à l'acétamipride (R² = 0,23, p <0,0002) et au chlorpyrifos-éthyle (R² = 0,25, p <0,0001) (tableau XVI).

Une corrélation plus faible entre les niveaux de résistance à la deltaméthrine et l'activité PNPA estérases (R² = 0,05, p = 0,07) et l'activité oxydases (R² = 0,001, p = 0,8) a été observée. C'est également le cas entre la résistance à l'acétamipride et l'activité de la PNPA estérases (R² = 0,07, p = 0,02) d'une part et l'activité des oxydases d'autre part (R² = 0,004, p = 0,5). Une corrélation plus faible entre les niveaux de résistance à l'activité chlorpyrifos-éthyle et PNPA estérase (R² = 0,06, p = 0,03) et l'activité des oxydases (R² = 0,004, p = 0,59) a également été enregistrée (tableau XVI).
<figure><img src="image_20.png" /><figcaption>Figure 15: Activités enzymatiques de détoxification dans les populations de B. tabaci au Burkina Faso. A) Activité non spécifique de l'estérase, B) Activité de la PNPA-estérase, C) Activité de P450, D) Activité de la glutathion-S-transférase</figcaption></figure>
<table><caption>Tableau XVI: Relation entre le niveau de résistance et l'enzyme détoxifiante</caption><thead><tr><th colspan="5">Deltaméthrine</th></tr><tr><th>Enzymes</th><th>GST</th><th>PNPA</th><th>NA</th><th>CYTO</th></tr></thead><tbody><tr><td>R<sup>2</sup></td><td>0.91</td><td>0.05</td><td>0.2</td><td>0.004</td></tr><tr><td><i>P value</i></td><td>0.0001</td><td>0.07</td><td>0.0002</td><td>0.82</td></tr><tr><th colspan="5">Acétamipride</th></tr><tr><td>R<sup>2</sup></td><td>0.88</td><td>0.07</td><td>0.23</td><td>0.004</td></tr><tr><td><i>P value</i></td><td>0.0001</td><td>0.02</td><td>0.0001</td><td>0.59</td></tr><tr><th colspan="5">Chlorpyriphos-ethyl</th></tr><tr><td>R<sup>2</sup></td><td>0.90</td><td>0.06</td><td>0.25</td><td>0.004</td></tr><tr><td><i>P value</i></td><td>0.0001</td><td>0.03</td><td>0.0001</td><td>0.9</td></tr></tbody></table>

## 4. Discussion

Nos investigations en 2017 confirment la présence de deux biotypes MED-Q1 et MED-Q3 déjà observés au Burkina Faso. Ces deux biotypes appartiennent à l'espèce MED de *B. tabaci* (Gnankine et al., 2013c ; Romba et al., 2018). Tous les individus collectés à Tanghin, Boulbi, Loumbila et Tiébélé respectivement sur tomate, aubergine, poivron et patate douce appartiennent à MED-Q1, alors que ceux collectés sur *L. camara* appartiennent à MED-Q3, un biotype principalement observé sur cette plante, alors qu'aucun autre biotype n'a encore été trouvé sur *L. camara*.

Cette étude confirme la résistance de *B. tabaci* aux organophosphorés, aux pyréthrinoïdes et aux néonicotinoïdes (Houndété et al., 2010a ; Gnankiné et al., 2013a, b ; Drabo et al., 2017). Les facteurs de résistance ont montré une variabilité entre les populations de différentes localités.

Notre étude confirme également qu'au Burkina Faso, les individus du MED-Q3 collectés à l'UFR/SVT et non exposés aux insecticides ont été plus sensibles aux insecticides que les MED-Q1. En effet, les sites de Tanghin, Boulbi, Tiébélé et Loumbila sont des zones de production maraîchère régulièrement traitées et les populations qui proviennent des aires de production maraîchère donc soumises à une forte pression de sélection. C'est pourquoi les MED-Q1 ont présenté un niveau élevé de résistance vis-à-vis des trois insecticides de synthèse testés. Roush and Daly (1990) ont montré que la fréquence des gènes de résistance aux insecticides au sein d'une population de ravageurs augmente lorsqu'elle est exposée à une forte pression de sélection.
L'étude de la résistance phénotypique est plus intéressante lorsque les mécanismes biochimiques et moléculaires sont pris en compte. La résistance moléculaire trouve son explication par l'insensibilité de *B. tabaci* due à la présence de gène de résistance de l'acétylcholinestérase (Ace-1<sup>R</sup>) et du gène de résistance Knock Down Résistance (*kdr*). En effet, le premier confère une résistance aux organophosphorés et aux carbamates qui ont pour cible l'acétylcholinestérase qui est une enzyme indispensable au bon fonctionnement des synapses cholinergiques. Elle a pour rôle d'hydrolyser l'acétylcholine ; ce qui permet l'ouverture et la fermeture des canaux associés au récepteur du neurotransmetteur. Les organophosphorés agissent donc en inhibant l'activité catalytique de l'acétylcholinestérase. Ils se fixent en effet sur le site actif de l'enzyme, à la place de l'acétylcholine. L'accumulation de l'acétylcholine dans la région synaptique provoque une hyperexcitation des liaisons cholinergiques causant finalement la mort de l'insecte (Haubruge and hamichot, 1998). Cette insensibilité de *B. tabaci* est due à une mutation de l'allèle F331W au niveau du gène Ace1 qui empêche l'inactivation de l'acétylcholinestérase (Mouton et al., 2015). Quant au second gène, il confère la résistance aux pyréthrinoïdes dont l'action vise à modifier le fonctionnement normal du canal sodium voltage-dépendant chez l'insecte. En effet, les pyréthrinoïdes se fixent sur l'un des six sites d'action où s'ancrent les substances neurotoxiques, empêchant ainsi la fermeture du canal et perturbant la transmission synaptique, c'est l'effet Knock down (Haubruge and Amichot, 1998). L'insensibilité de *B. tabaci* aux pyréthrinoïdes est due à deux mutations des allèles L925I et T929V au niveau du canal sodium voltage-dépendant de *B. tabaci* (Tsagkarakou et al., 2009). Au Burkina Faso, seule la mutation L925I a été mise en évidence dans les populations de *B. tabaci* résistantes aux pyréthrinoïdes (Mouton et al., 2015 ; Gnankiné et al., 2018).

De nombreuses études ont montré que les fréquences de *kdr* et celles d'Ace-1<sup>R</sup> sont proches de la fixation (F=100%) dans de nombreuses régions du Burkina Faso (Gnankiné et al., 2013a ; 2018 ; Mouton et al., 2015). Il n'est pas exclu que d'autres mécanismes de résistance tels que les mécanismes de résistance d'origine biochimiques soient impliqués dans la résistance des populations de *B. tabaci*.

Les premières données sur la variabilité des activités des enzymes de détoxication au sein des populations de *B. tabaci* et entre celles-ci suggèrent que des mécanismes de résistance métabolique pourraient contribuer au schéma général de résistance aux insecticides. Selon Zhang et al. (2016), le système de détoxication métabolique chez les insectes fait intervenir trois principaux groupes d'enzymes à savoir les cytochromes P450, estérases et GSTs. Le
cytochrome P450 agit directement sur une large gamme de substrats pour réduire leur toxicité. La GST et la carboxylestérase facilitent l'excrétion des composés toxiques hydrophobes en améliorant leur hydrophilie. Un niveau élevé de l'activité des GSTs a été détecté à Tiébélé, significativement différent de celui de la population de référence. De plus, une relation importante a été observée entre les activités liées à la GST et la deltaméthrine (pyréthrinoïde), l'acétamipride (néonicotinoïde) et le chlorpyrifos-éthyl (organophosphate).

Hemingway (2000), Hemingway et al. (2004) et Vontas et al. (2001) ont montré que la fonction principale des GST étaient généralement impliqués dans la détoxification des composés endogènes et xénobiotiques ou de leurs métabolites secondaires, y compris les insecticides. En effet, les GST ont été identifiés comme catalyseur du métabolisme des OP. Selon ces mêmes auteurs, les GST joueraient un rôle mineur dans la résistance aux pyrèthrinoïdes par la détoxification des produits de peroxydation lipidique induits par les pyréthrinoïdes. Les GST pourraient donc compléter l'effet phénotypique des mutations de *kdr* en augmentant les niveaux de résistance aux pyréthrinoïdes et en élargissant le spectre de résistance aux composés non apparentés (Vontas et al., 2001).

Une corrélation modérée a été observée entre l'activité des estérase non spécifiques α (NA estérase) et les niveaux de résistance au chlorpyrifos-éthyle. Un taux élevé de l'activité des estérase non spécifiques et de la PNPA estérase a également été détecté au niveau des sites de Tanghin, Boulbi, Loumbila et Tiébélé ; excepté le site de l'UFR / SVT. Nos résultats sont en accord avec ceux obtenus par Hemingway et al. (2004) qui ont montré qu'une activité accrue des NSE (estérase non spécifiques) due à la duplication des gènes des estérase séquestrant les insecticides s'est révélée être un mécanisme qui assure la résistance aux OP chez un certain nombre d'espèces d'arthropodes.

De plus, notre étude montre une faible activité du cytochrome P450 par rapport aux activités des estérase et de la GST. Nous avons constaté que les activités du cytochrome P450 étaient faiblement corrélées avec le niveau de résistance. Néanmoins, Rauch and Nauen (2003) avec Nauen et al. (2013) ont démontré que l'activité accrue du cytochrome P450 était impliquée dans la résistance aux néonicotinoïdes. Karunker et al. (2008) ont démontré que la surexpression de cyto-P450 est associée à des niveaux élevés de résistance à la deltaméthrine chez *B. tabaci*. L'activité du cytochrome P450 aurait été impliquée dans la résistance à de nombreux insecticides chez *B. tabaci* (Guo et al., 2014).
De nombreuses études ont montré qu'une expression accrue des gènes de détoxication entraîne une augmentation des niveaux d'enzymes et que l'activité des enzymes de détoxification est responsable de la résistance aux insecticides (Guo et al., 2014; Li et al., 2007; Zhang et al., 2016; He et al., 2018; Panini et al., 2017).

## Conclusion partielle

Le présent travail nous a permis de mettre en évidence la résistance chez l'aleurode *B. tabaci* vis-à-vis de la deltaméthrine, l'acétamipride et du chlorpyriphos-ethyl. Nous avons trouvé que les populations originaires des zones de production maraîchère ont présenté un niveau de résistance très élevé vis-à-vis de ces trois molécules. Le contrôle des ravageurs par l'utilisation intensive des insecticides en production maraîchère est à l'origine de la résistance observée. Nous avons également montré que les individus du MED-Q1 étaient résistants alors que ceux du MED-Q3 étaient sensibles. Ce travail nous a aussi permis de mettre en évidence l'implication des enzymes de détoxification à travers leur activité dans la résistance. Nos résultats suggèrent que la présence de mécanismes de résistance multiples chez *B. tabaci* pourrait constituer un obstacle sérieux au succès de la lutte antiparasitaire. Par conséquent, il existe un réel besoin de développer des méthodes alternatives efficaces et plus sûres susceptibles de remplacer les pesticides chimiques en termes de contrôle de *B. tabaci*. L'utilisation d'extraits de plantes peut être un bon candidat pour des stratégies alternatives de contrôle de ces populations de ravageurs.
Chapitre 5 : Les extraits de plantes, une
alternative à l'utilisation des insecticides de
synthèse ?
# Chapitre 5 : Les extraits de plantes, une alternative à l'utilisation des insecticides de synthèse ?

## 1. Introduction

L'aleurode, *Bemisia tabaci* (Gennadius) est l'un des ravageurs les plus importants de nombreuses cultures agricoles et de plantes ornementales dans les régions tropicales et subtropicales (De Barro et al., 2011; Perring, 2001). C'est un complexe d'espèces cryptique qui diffère par certaines caractéristiques telles que la gamme de plantes hôtes, la fécondité, la résistance aux insecticides, la capacité à transmettre des virus de plantes, l'induction de troubles végétaux (Perring, 2001; Simmons et al., 2008; De Barro et al., 2011) et la communauté bactérienne symbiotique (Gueguen et al., 2010). Récemment, Lee et al. (2013) ont décrit 31 espèces putatives parmi lesquelles figurent la Moyen-Orient-Asie Mineure 1 (MEAM1), communément appelé biotype B ; B2 et la Méditerranéenne (MED), connus sous le nom de biotypes Q, J, L, et ASL. Ces deux groupes sont reconnus comme prédominants dans de nombreux pays (Dinsdale et al., 2010). Cet insecte est extrêmement polyphage, avec 600 espèces de plantes hôtes décrites à l'époque (Oliveira et al., 2001; Evans, 2007; Simmons et al., 2008; Li et al., 2011). *Bemisia tabaci* cause des dégâts directement par l'alimentation (Oliveira et al., 2001) ou par la transmission de plus de 200 phytovirus aux plantes (Jones 2003; Jesus et al., 2011). Ces dégâts occasionnent d'énormes pertes économiques.

Pour réduire ces pertes, les pesticides, tels que les organophosphorés, les néonicotinoïdes et les pyréthrinoïdes, sont couramment utilisés pour traiter les cultures dans les serres et les champs ouverts malgré leur impact nocif sur les ennemis naturels potentiels (Gnankine et al., 2005) sur l'environnement et sur la santé humaine. Cette pratique conduit également à des niveaux élevés de résistance qui peuvent apparaître rapidement chez les aleurodes en raison de leur grande fécondité et de leur courte durée du temps de génération (Denholm et al., 1998; Perring, 2001). Par exemple, les populations de *B. tabaci* résistantes aux néonicotinoïdes et au carbosulfan ont été observées au Burkina Faso, au Benin et au Togo (Houndété et al., 2010a, b; Gnankine et al., 2013a, b). Des Mutations au niveau du gène qui code pour le canal sodium voltage dépendant (L925I et T929V) et au niveau du gène qui code pour acétylcholinestérase (ace1 gène) (F331W) ont été identifiées et qui confèrent une résistance aux pyréthrinoïdes et organophosphorés, respectivement (Morin et al., 2002; Alon et al., 2006; 2008; Roditakis et al., 2006). En conséquence, ces insecticides qui agissent sur le système nerveux des insectes et induisent aux insectes la paralysie et la mort deviennent
inefficaces. En outre, il a été montré qu'ils ont un impact négatif sur les populations des ennemis naturels de *B. tabaci* (Gnankine et al., 2005). Il existe donc un réel besoin de développer des systèmes efficaces, sûrs et plus respectueux de l'environnement qui ont le potentiel de remplacer le pesticide chimique en termes de contrôle de *B. tabaci*.

Plusieurs programmes de recherche sont axés sur la recherche de biopesticides tels que les extraits de plantes, et précisément les huiles essentielles extraites de plantes aromatiques. Ces huiles ont de nombreuses applications dans les industries cosmétiques, pharmaceutiques et production alimentaire. Quelques huiles essentielles ont également été reconnues pour leurs propriétés antimicrobiennes et insecticides (Regnault-Roger et al., 2012). L'effet des huiles essentielles et des extraits aqueux sur *B. tabaci* a été montré dans différentes études ((Calmasur et al., 2006; Chae et al., 2014; Cloyd et al., 2009; Deletre et al., 2015a, 2015b; Yang et al., 2010). Les résultats ont montré des propriétés répulsives, irritantes, et effets toxiques des huiles essentielles sur les aleurodes. Ces effets sont variables selon l'extrait de plante et la concentration, mais ces données indiquent que ces extraits de plantes peuvent être de bons candidats pour des stratégies alternatives pour le contrôle des populations de *B. tabaci*.

Une enquête ethnobotanique conduite auprès des populations de la partie Ouest du Burkina Faso a permis d'identifier 28 espèces oléagineuses dont les huiles de graines ont des utilités diverses (Ouedraogo et al., 2013). L'enquête a révélé que les huiles extraites de *Carapa procera* L, *Lannea microcarpa* étaient utilisés pour les soins de la peau, la fabrication de savon et le traitement de diverses maladies (Ouedraogo et al., 2013). Les travaux de Weber et al. (2010) ont montré que *Carapa procera* L est utilisé pour ses propriétés insecticide et médicinale.

Dans la présente étude, la toxicité de 23 extraits de plantes (11 huiles essentielles et 12 huiles fixes de graines) et trois insecticides de synthèse (un néonicotinoïde : l'acétamipride, un pyréthrinoïde : la deltaméthrine et un organophosphoré : chlorpyrifos-éthyle) sur des adultes de *B. tabaci* a été évaluée. Les trois insecticides ont constitué les témoins positifs. Les meilleures huiles ont été caractérisées pour les huiles essentielles. Les huiles fixes de graines ont été fractionnées puis testées à nouveau sur des adultes pour détecter la fraction la plus efficace.
## 2. Matériel et méthodes

### 2.1. Screening de 23 extraits de plantes (huiles essentielles et huiles de graines), caractérisation des meilleures huiles essentielles et fractionnement de l'huile de graine de Lannea kerstingii

#### 2.1.1. Screening d'huiles essentielles extraites de onze (11) plantes aromatiques sur les adultes de B. tabaci

##### 2.1.1.1. Origine des populations testées

Les individus testés ont été collectés sur des plants de *Lantana camara* Lam. (serre de l'UFR/SVT) et sur des plants de *Solanum lycopersicum* Mill (périmètre maraîcher de Tanghin).

##### 2.1.1.2. Matériel végétal

Les plantes aromatiques utilisées au cours de notre étude sont issues de onze (11) espèces comprenant quatre (04) Poaceae ; quatre Lamiaceae ; un Myrtaceae ; un Rutaceae et un Verbenaceae (tableau XVII).

<table><caption>Tableau XVII: Plantes aromatiques utilisées pour le screening</caption><thead><tr><th>Famille</th><th>Plantes</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="4">Lamiaceae</td><td>Ocimum americanum L., 1755</td></tr><tr><td>Ocimum gratissimum L., 1753</td></tr><tr><td>Hyptis suaveolens (L.) Poit., 1806</td></tr><tr><td>Hyptis spicigera Lam.</td></tr><tr><td rowspan="4">Poaceae</td><td>Cymbopogon citratus (DC.) Stapf, 1906</td></tr><tr><td>Cymbopogon schoenanthus (L.) Spreng</td></tr><tr><td>Cymbopogon caesius subsp. giganteus (Chiov.) Sales, 2002</td></tr><tr><td>Cymbopogon nardus (L.) Rendle, 1899</td></tr><tr><td>Myrtaceae</td><td>Eucalyptus globulus Labill., 1800</td></tr><tr><td>Rutaceae</td><td>Citrus paradisi Macfad, 1830</td></tr><tr><td>verbenaceae</td><td>Lippia multiflora Moldenke</td></tr></tbody></table>

##### 2.1.1.3. Méthode d'extraction des huiles essentielles

Les huiles essentielles utilisées dans cette étude nous ont été fournies par l'IRSAT. Ces huiles ont été obtenues par hydrodistillation avec un dispositif de type clevenger (Clevenger, 1928) figure 16. Cette méthode a consisté en une distillation dans laquelle le matériel végétal et l'eau sont introduits dans la partie appelée " bac pour eau + matière ". Ce mélange a été ensuite chauffé à l'aide du gaz butane ou du bois de chauffe jusqu'à ébullition. L'ébullition a été observée environ quarante-cinq (45) minutes après le début du chauffage. La vapeur qui en sort a suivi un conduit sous forme de serpentin contenu dans un bac à refroidissement contenant de l'eau où la condensation se produit. L'eau et les huiles essentielles ont été ensuite recueillies
dans une ampoule à décanter. Après ces différentes étapes, on a procédé à la décantation définitive en mettant le mélange recueilli dans un congélateur dans lequel l'eau se congèle et libère l'huile essentielle qui peut être vidée dans un bocal vide et propre. Tout ce processus a duré trois (3) heures.

<figure><img src="image_21.png" /><figcaption>Figure 16: Appareil de type Clévenger</figcaption></figure>

### 2.1.1.4. Caractérisation des huiles essentielles de *Cymbopogon citratus*, *d'Ocimum americanum* et *d'Hyptis spicigera*

La caractérisation des huiles essentielles a été réalisée à l'IRSAT selon le protocole décrit comme suit.

Les huiles essentielles ont été étudiées par chromatographie en phase gazeuse (CPG) et chromatographie en phase gazeuse couplée avec la spectrométrie de masse (CPG/SM).

#### 2.1.1.4.1. L'analyse par chromatographie en phase gazeuse (CPG)

L'analyse en CPG a été effectuée à l'aide d'un chromatographe de type Agilent 6890 série N équipé d'un détecteur à ionisation de flamme (FID) et d'une colonne du type DB-5 (L : 10 m × 0,1 mm Di ; l'épaisseur de film était de 0,17 µm, Agilent Palo Alto, CA). Le gaz vecteur est l'hélium (vitesse moyenne 42 cm/sec) et la température de programmation du four est comprise entre 60 et 165 °C avec un gradient de 8°C/mn ; de 165°C à 280°C avec un gradient de 20°C/mn. L'appareil a été piloté par un système informatique de type « HP ChemStation»,
gérant le fonctionnement de l'appareil et a permis de suivre l'évolution des analyses chromatographiques.

#### 2.1.1.4.2. L'analyse par chromatographie en phase gazeuse couplée avec la spectrométrie de masse (CPG/SM)

Cette analyse a été réalisée sur un chromatographe en phase gazeuse (Fig 17) de type Hewlett-Packard (série HP 6890 GC) couplé avec un spectromètre de masse, série HP 5972 MSD (Hewlett Packard, Palo Alto, CA). La fragmentation a été effectuée par impact électronique sous un champ de 70 eV. La colonne a été utilisée est une colonne capillaire HP-5MS Zebron (30 m × 0,25 mm), l'épaisseur du film est de 0,25 µm. La température du four a été maintenue à 45 °C pendant 2 min et augmentée de 45 °C à 165 °C à 4 °C / min, et à partir de 165 °C à 280 °C à 15 °C / min. Le gaz vecteur a été l'hélium dont le débit est fixé à 1,5 ml/min. Le mode d'injection a été split (rapport de fuite : 1/50).

#### 2.1.1.4.3. Identification des composants des huiles

L'identification des composants de l'huile essentielle a été réalisée par comparaison de leurs indices de rétention avec ceux des homologues série de n-alcanes (C8-C32) déterminés dans les mêmes conditions du mode opératoire, et par comparaison de leurs spectres de masse avec ceux des données de la littérature (Adams, 2007 ; Stein et al., 2002). Les pourcentages relatifs des composants ont été calculés sans utiliser les facteurs de correction.

<figure><img src="image_22.png" /><figcaption>**Figure 17: chromatographe en phase gazeuse couplé avec un spectromètre de masse** (Devier, 2003)</figcaption></figure>
### 2.1.1.4.4. Bio-essais sur des adultes de *B. tabaci*

La méthode utilisée pour la réalisation des bio-essais est celle dite de trempage de feuilles déjà décrite dans les chapitres précédents.

## 2.1.2. Screening d'huiles de graines extraites de douze (12) plantes oléagineuses

### 2.1.2.1. Le matériel végétal

Les huiles de graines utilisées ont été extraites de douze plantes oléagineuses locales issues de la famille des anarcadiaceae, combretaceae et meliaceae (tableau XVIII).

<table><caption>Tableau XVIII: Plantes oléagineuses utilisées pour le screening</caption><thead><tr><th>Famille</th><th>Plantes</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="5">Anarcadiaceae</td><td>Lannea microcarpa ENGL. et K. KRAUSE</td></tr><tr><td>Lannea acida A. RICH</td></tr><tr><td>Lannea kerstingii Engl. et Krausc</td></tr><tr><td>Lannea velutina A. RICH</td></tr><tr><td>Combretum micrantum G. DON</td></tr><tr><td rowspan="6">Combretaceae</td><td>Combretum aculeatum VENT.</td></tr><tr><td>Combretum fragrans F. Hoffm</td></tr><tr><td>Combretum collinum Fresen</td></tr><tr><td>Combretum molle R.Br. ex G.Don</td></tr><tr><td>Combretum nioroense Aubrév. ex Keay, 1953</td></tr><tr><td>Combretum paniculatum VENT.</td></tr><tr><td>Meliaceae</td><td>Carapa procera DC</td></tr></tbody></table>

### 2.1.2.2. Méthode d'extraction des huiles fixes de graine

L'extraction de l'huile dans cette étude a été réalisée selon la méthode Soxhlet AOAC 920.39 C (AOAC, 1990) avec quelques modifications (Fig 18). Une prise d'essai de 30 g du broyat de chaque échantillon a été mise dans une cartouche d'extraction de Soxhlet. L'ensemble du système d'extraction (Soxhlet + réfrigérant) a été placé sur un ballon à col rodé de 500 ml contenant 250 ml d'éther de pétrole à 40 - 60° C. L'extraction a été effectuée jusqu'à épuisement. Le solvant d'extraction a été séparé de l'huile par évaporation sous pression réduite au rotavapor. Le ballon contenant l'huile après évaporation du solvant d'extraction a été placé
dans une étuve à 40° C pour l'évaporation totale du solvant restant. Après refroidissement, l'huile extraite a été récupérée dans un flacon coloré, et congelée à -18°C. Les extractions ont été répétées jusqu'à l'obtention de la quantité d'huile suffisante pour les tests.

<figure><img src="image_23.png" /><figcaption>Figure 18: Extracteur d'huile (A) et échantillon huile fixe (B) (source Drabo)</figcaption></figure>

### 2.1.2.3. Fractionnement de l'huile de graine de Lannea kerstingii

L'huile de L. kerstingii a été fractionnée successivement avec le n-hexane, le chloroforme et l'acétone sur des colonnes SPE-diol.

Le fractionnement de l'huile fixe des graines de L. kerstingii est basé sur la méthode de García-Villalba et al. (2010) avec de légères modifications. Les cartouches SPE SiliaPrep™ diol (120 g, de 40 à 60 µm, 60 nm) ont été placées dans un appareil d'élution sous vide et préconditionnées avec 0,5 L de méthanol, puis 0,5 L de n-hexane. Cent-vingt grammes (120 g) d'huile ont été soigneusement mélangés avec 0,24 L de n-hexane et soigneusement coulés sur la colonne préconditionnée, en laissant l'huile sur la phase solide sous vide. Ensuite, les cartouches ont été lavées avec 1 L de n-hexane et 1 L de chloroforme pour éliminer la fraction non polaire de l'huile. La fraction polaire a été éluée avec de l'acétone (1 L) sous vide. Les solvants ont été évaporés à sec sous pression réduite avec un évaporateur rotatif à 45° C.

### 2.1.2.4. Les bio-essais

La méthode utilisée pour la réalisation des bio-essais est celle dite de trempage de feuilles déjà décrite dans les chapitres précédents.
## 2.2. Tests biologiques en milieu semi-contrôlé

Le protocole pour des tests en milieu semi-contrôlé a été réalisé comme suit : les tests ont été réalisés à la serre de l'UFR/SVT sis à l'université Ouaga I Pr Jospeh Ki-Zerbo. Des graines de coton ont été mis pour germination dans des pots transférés dans des cages (photo 5) afin d'éviter toute contamination. Trois semaines plus tard, les jeunes plants de coton ayant suffisamment de feuilles ont été infestés avec dix couples de *B. tabaci* collectés au niveau du périmètre maraîcher de Tanghin. Six (6) semaines après, soit le temps moyen qu'il faut pour deux générations selon Romba et Gnankine (2017) afin que les tests puissent être réalisés. Trois extraits ont été testés ; à savoir une huile essentielle (*Hyptis spicigera*), une huile fixe de graine (*Lannea kerstingii*) et l'extrait chloroformique d'huile fixe de graine de *L. kerstinigii*, avec comme témoin positif la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl. Les concentrations utilisées pour ces tests sont les valeurs des CL50 et CL90 obtenues pour chacun de ces extraits lorsque les individus du MED-Q1 sont testés. Un volume final de 100ml (extrait+solvant) a été utilisé pour chaque test répété trois fois. Les traitements ont été appliqués sur des individus préalablement dénombrés qui ont été choisis au hasard à partir du haut des plants de coton. Cette opération a été réalisée tôt le matin parce que les adultes de *B. tabaci* sont moins mobiles à cette période. La mortalité est évaluée 48h après chaque traitement.

<figure><img src="image_24.png" /><figcaption>Photo 5: cage d'élevage (source Drabo)</figcaption></figure>
3. Résultats

**3.1. Sensibilité des adultes de B. tabaci vis-à-vis des huiles essentielles extraites de onze plantes aromatiques**

Les valeurs de CL50 obtenues à partir des bio-essais réalisés sur les populations de B. tabaci ont montré une variabilité selon les extraits de plante testés et les biotypes. En rappel, la CL50 permet de juger de l'efficacité ou non d'un produit testé. Plus elle est faible, plus le produit testé est efficace et inversement plus elle est élevée moins le produit en question est efficace.

Les tableaux XIX et XX présentent les valeurs des CL50 et CL90 obtenues quand les individus du MED-Q1 et du MED-Q3 ont été traités avec les huiles essentielles et les insecticides de synthèse (témoins positifs). Globalement, les individus du MED-Q3 sont plus sensibles aux insecticides de synthèse que ceux du MED-Q1. Par contre, les deux biotypes ont été sensibles aux huiles essentielles. Pour le biotype MED-Q1, l'acétamipride est, de loin, le moins toxique (CL50 : 124 mg/l) suivi de la deltaméthrine présentant une valeur CL50 de 51,6 mg / litre. La plus grande susceptibilité a été observée pour le chlorpyrifos-éthyle à la fois pour le MED-Q1 que pour le MED-Q3 (CL50 : 12,5 mg / litre pour MED-Q1 et 3,7 mg / litre pour MEDQ3). Les plus faibles valeurs de CL50 ont été obtenues avec les huiles essentielles dont la plus faible valeur a été enregistrée lorsque les individus ont été traités avec Hyptis spicigera (0,67 mg/l pour le MED-Q1) et Ocimum americanum (0,44 mg/l pour le MED-Q3). Les autres huiles essentielles ont des valeurs de CL50 qui ne diffèrent pas significativement (en considérant leur intervalle de confiance), elles ont été comprises entre 1,3 mg/l et 3,1 mg/l pour le MED-Q1 et 0,44 mg/l et 2,2 mg/l pour le MED-Q3.

En s'intéressant aux valeurs de CL90 lorsque les deux biotypes ont été testés avec les
onze huiles essentielles comparées aux insecticides de synthèse, les mêmes tendances ont été
observées qu'avec les CL50. Les valeurs de CL90 ont été comprises entre 7,81 mg/l et 20,11 mg/l
pour le MED-Q1 tandis que pour le MED-Q3, elles ont été comprises entre 5,17 mg/l et 12,37
mg/l lorsque les individus ont été traités avec les huiles essentielles. Quant aux insecticides de
synthèse, les valeurs de CL90 ont été de l'ordre de 531,26 mg/l, 1456,78 mg/l et 237,13 mg/l
respectivement obtenues avec la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl sur le
MED-Q1. Pour le MED-Q3, ces valeurs ont été de l'ordre de 91,40 mg/l, 93,75 mg/l et 97,75
mg/l pour la deltaméthrine, l'acétamipride et chlorpyriphos-ethyl respectivement.
<table><caption>Tableau XIX: Valeur de CL₅₀ indiquant la toxicité des huiles essentielles sur des adultes des Biotypes MED-Q1 et MED-Q3</caption><thead><tr><th>Produits</th><th>Biotype</th><th>CL50 (mg L-1)</th><th>Limite de confiance 95%</th><th>X² (df)</th><th>P-values</th><th>pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>51,6 d</td><td>46,5-57</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>19,72 b</td><td>15-24,3</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>124 e</td><td>119,3-150,2</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>29,24 c</td><td>25,1-38</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>11,5 b</td><td>9-15,4</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,9 a</td><td>2,1 - 5,3</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymbopogon citratus</td><td>Q1</td><td>1,5 a</td><td>1,1 - 1,9</td><td>1,65 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,6 a</td><td>0,43 - 0,71</td><td>1,63 [4]</td><td>0,65</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymboogon schoenantus</td><td>Q1</td><td>2,4 a</td><td>1,6 - 2,9</td><td>1,83 [4]</td><td>0,76</td><td>1,38 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>1,9 a</td><td>1,1-2,4</td><td>0,78 [4]</td><td>0,85</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymbopogon giganteus</td><td>Q1</td><td>2,3 a</td><td>1,7 - 2,9</td><td>0,71 [4]</td><td>0,39</td><td>1,36 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,8 a</td><td>0,5 - 1,3</td><td>0,53 [4]</td><td>0,90</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymboogon nardus</td><td>Q1</td><td>2,9 a</td><td>2,3 - 4,7</td><td>1,42 [4]</td><td>0,84</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>1,8 a</td><td>0,93 - 2,1</td><td>1,56 [4]</td><td>0,66</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Eucalyptus globullus</td><td>Q1</td><td>3,1 a</td><td>2,7 - 4,8</td><td>1,02 [4]</td><td>0,90</td><td>1,38 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>1,9 a</td><td>1,1-2,4</td><td>1,81 [4]</td><td>0,61</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Ocimumm americanum</td><td>Q1</td><td>1,3 a</td><td>0,8 - 1,7</td><td>1,32 [4]</td><td>0,85</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,44 a</td><td>0,2 - 0,6</td><td>3,86 [4]</td><td>0,27</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Ocimum gratissimum</td><td>Q1</td><td>2,7 a</td><td>1,94 - 3,75</td><td>1,85 [4]</td><td>0,67</td><td>1,8 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,83a</td><td>0,55 - 1,66</td><td>1,37 [4]</td><td>0,60</td><td>1,32 ± 0,2</td></tr><tr><td rowspan="2">Hyptis suaveolens</td><td>Q1</td><td>2,4 a</td><td>1,8 - 3,3</td><td>0,63 [4]</td><td>0,70</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,61 a</td><td>0,43 - 0,86</td><td>3,80 [4]</td><td>0,19</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Hyptis spicigera</td><td>Q1</td><td>0,67 a</td><td>0,54 - 0,75</td><td>2,33 [4]</td><td>0,67</td><td>1,8 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,53 a</td><td>0,35 - 0,66</td><td>1,31 [4]</td><td>0,61</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td rowspan="2">Citrus paradisii</td><td>Q1</td><td>1,7 a</td><td>0,8 - 2,3</td><td>1,63 [4]</td><td>0,80</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>0,61 a</td><td>0,43 - 0,6</td><td>3,80 [4]</td><td>0,19</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Lippia multiflora</td><td>Q1</td><td>3,1 a</td><td>2,6 - 3,5</td><td>8,17 [4]</td><td>0,08</td><td>1,58 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,2 a</td><td>1,1 - 3,3</td><td>2,06 [4]</td><td>0,55</td><td>1,58 ± 0,2</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de d'aleurodes testés. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.
<table><caption>Tableau XX : Valeur de CL90 indiquant la toxicité des huiles essentielles sur des adultes des Biotypes MED-Q1 et MED-Q3</caption><thead><tr><th>Produits</th><th>Biotype</th><th>CL90 (mg L<sup>-1</sup>)</th><th>Limite de confiance 95%</th><th>X<sup>2</sup> (df)</th><th>P-values</th><th>Pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>531,29 d</td><td>397,4-782,57</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>91,40 b</td><td>68,64-102,91</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>1456,78 e</td><td>1139,5-1871,9</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>93,75 b</td><td>75,16-112,57</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>237,13 c</td><td>193,7-268,53</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>97,75 b</td><td>74,04-140,05</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymbopogon citratus</td><td>Q1</td><td>10,09 a</td><td>7,16-13,84</td><td>1,65 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>8,38 a</td><td>5,33-16,56</td><td>1,63 [4]</td><td>0,65</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymbopogon schoenantus</td><td>Q1</td><td>20,11 a</td><td>12-27,52</td><td>1,83 [4]</td><td>0,76</td><td>1,38 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>12,37 a</td><td>9,01-26,63</td><td>0,78 [4]</td><td>0,85</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymbopogon giganteus</td><td>Q1</td><td>10,92 a</td><td>7,42-14,60</td><td>0,71 [4]</td><td>0,39</td><td>1,36 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>9,54 a</td><td>5,67-14,76</td><td>0,53 [4]</td><td>0,90</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Cymboogon nardus</td><td>Q1</td><td>7,22 a</td><td>5,48-11,42</td><td>1,42 [4]</td><td>0,84</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,85 a</td><td>2,53-8,01</td><td>1,56 [4]</td><td>0,66</td><td>1,4 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Eucalyptus globullus</td><td>Q1</td><td>16,45 a</td><td>10,83-21,12</td><td>1,02 [4]</td><td>0,90</td><td>1,38 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>11,42 a</td><td>7,11-21,65</td><td>1,81 [4]</td><td>0,61</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td rowspan="2">Ocimumm americanum</td><td>Q1</td><td>8,59 a</td><td>6,41-13,97</td><td>1,32 [4]</td><td>0,85</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>5,79 a</td><td>2,70-8,05</td><td>3,86 [4]</td><td>0,27</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Ocimum gratissimum</td><td>Q1</td><td>10,71 a</td><td>8,13-17,80</td><td>1,85 [4]</td><td>0,67</td><td>1,8 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>7,38 a</td><td>4,59-12,67</td><td>1,37 [4]</td><td>0,60</td><td>1,32 ± 0,2</td></tr><tr><td rowspan="2">Hyptis suaveolens</td><td>Q1</td><td>14,0 a</td><td>10,51-21,18</td><td>0,63 [4]</td><td>0,70</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>7,61 a</td><td>5,93-15,74</td><td>3,80 [4]</td><td>0,19</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Hyptis spicigera</td><td>Q1</td><td>7,81 a</td><td>6,42-10,88</td><td>2,33 [4]</td><td>0,67</td><td>1,8 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>5,15 a</td><td>3,39-11,47</td><td>1,31 [4]</td><td>0,61</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td rowspan="2">Citrus paradisii</td><td>Q1</td><td>20,09 a</td><td>17,15-27,69</td><td>1,63 [4]</td><td>0,80</td><td>1,3 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>12,15 a</td><td>7,43-19,6</td><td>3,80 [4]</td><td>0,19</td><td>1,6 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Lippia multiflora</td><td>Q1</td><td>8,62 a</td><td>7,06-11,95</td><td>8,17 [4]</td><td>0,08</td><td>1,58 ± 0,2</td></tr><tr><td>Q3</td><td>6,49 a</td><td>4,74-10,20</td><td>2,06 [4]</td><td>0,55</td><td>1,58 ± 0,2</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL90 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de d'aleurodes testés. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.
## 3.2 Composition chimique des huiles essentielles d'Ocimum americanum, d'Hyptis spicigera et de Cymbopogon citratus

La composition chimique des huiles essentielles d'Ocimum americanum, d'Hyptis spicigera et de Cymbopogon citratus est présentée dans le tableau XXI. Parmi les deux groupes de composés, à savoir les monoterpènes et les sesquiterpènes ; les premiers ont été les plus abondants et détectés dans les trois essences. Les monoterpènes oxygénés ont constitué le groupe le plus important dans les huiles essentielles de Cymbopogon citratus et d'Ocimum americanum, alors que les monoterpènes hydrocarbonés ont été les plus abondants dans l'huile essentielle extraite d'Hyptis spicigera. L'huile essentielle de Cymbopogon citratus se caractérise par la présence de cinq composants, représentant 98,1% des composés totaux répartis comme suit : le geranial (48,1%), le neral (35,8%) et le myrcène (11,0%) ont été les composés majoritaires et le géraniol (2,5%) et le linalol (0,7%) les composés minoritaires. Dans les huiles essentielles de H. spicigera, 22 composés, représentant 97,2% du total des composés, ont été identifiés. Les composés majoritaires ont constitués du β-caryophyllène (22,15%), α-pinène (20,11%), sabinène (10,26%), β-pinène (9,22%), l'α-phellandrène (7,03%) et les composés minoritaires ont été constitués du terpinolène (4,43%), α-thujène (4,37%), p-cymène (3,05%), Germacrene-D (2,75%), β-phellandrène (2,69%), limonène (2,33%), α-humulène (1,89%), eucalyptol (1,81%), oxyde de caroyphyllène (1,4) et élémol (1,25%). Au total, 41 constituants ont été identifiés dans l'huile essentielle d'Ocimum americanum, représentant 99,75% du total des hydrocarbures. Les composés les plus abondants ont été l'eucalyptol (41,4%), le camphre (10,8%), et α-pinène (9,6%). Les composés mineurs ont été le limonène (4,77%), trans-α-bergamotène (3,68%), camphène (3,66%), bornyl acétate (3,05%), α-cayophyllène (2,42%), α-terpinéol (1,77%), myrcène (1,43%), (ZE)-α-farnésène (1,31%), p-cymène (1,31%), et sabinène (1,25%).
<table><caption>Tableau XXI: Composition chimique des huiles essentielles testées</caption><thead><tr><th rowspan="2">Composés</th><th rowspan="2">Temps de rétention (min)</th><th colspan="3">Proportion (%)</th></tr><tr><th>Cymbopogon citratus</th><th>Hyptis spicigera</th><th>Ocimum americanum</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="5">Monoterpènes hydrocarbonés</td></tr><tr><td>Tricyclene</td><td>9,7</td><td></td><td></td><td>0,12</td></tr><tr><td>γ-Terpinene</td><td>15</td><td></td><td></td><td>0,21</td></tr><tr><td>α-Thujene</td><td>9,88</td><td></td><td>4,37</td><td>0,18</td></tr><tr><td>α-Pinene</td><td>10,16</td><td></td><td>20,11</td><td>9,64</td></tr><tr><td>Camphene</td><td>10,84</td><td></td><td>0,09</td><td>3,66</td></tr><tr><td>Sabinene</td><td>11,78</td><td></td><td>10,26</td><td>1,25</td></tr><tr><td>β-pinene</td><td>11,94</td><td></td><td>9,22</td><td>5,69</td></tr><tr><td>Myrcene</td><td>12,48</td><td>11</td><td>0,81</td><td>1,43</td></tr><tr><td>☐-2-Carene</td><td>12,78</td><td></td><td></td><td>0,15</td></tr><tr><td>α-Phellandrene</td><td>13,1</td><td></td><td>7,03</td><td></td></tr><tr><td>α-Terpinene</td><td>13,46</td><td></td><td>0,61</td><td></td></tr><tr><td>p-Cymene</td><td>13,78</td><td></td><td>3,05</td><td>1,31</td></tr><tr><td>Limonene</td><td>13,94</td><td></td><td>2,33</td><td>4,77</td></tr><tr><td>β-Phellandrene</td><td>13,95</td><td></td><td>2,69</td><td></td></tr><tr><td>(E)-β-Ocimene</td><td>14,47</td><td></td><td>0,13</td><td></td></tr><tr><td>Terpinolene</td><td>15,92</td><td></td><td>4,43</td><td>0,18</td></tr><tr><td>Total</td><td></td><td>11</td><td>65,13</td><td>28,59</td></tr><tr><td colspan="5">Sesquiterpènes hydrocarbonés</td></tr><tr><td>α-Copaene</td><td>24,54</td><td></td><td></td><td>0,16</td></tr><tr><td>β-Elemene</td><td>24,88</td><td></td><td></td><td>0,17</td></tr><tr><td>β-Caryophyllene</td><td>25,12</td><td></td><td>22,15</td><td></td></tr><tr><td>α-Caryophyllene</td><td>25,68</td><td></td><td></td><td>2,42</td></tr><tr><td>Trans-α-Bergamotene</td><td>25,98</td><td></td><td></td><td>3,68</td></tr><tr><td>(Z)-β-Farnesene</td><td>26,46</td><td></td><td></td><td>0,11</td></tr><tr><td>α-Humulene</td><td>26,58</td><td></td><td>1,89</td><td>0,16</td></tr><tr><td>Germacrene-D</td><td>27,2</td><td></td><td>2,75</td><td>0,08</td></tr><tr><td>Trans-β-Bergamotène</td><td>27,26</td><td></td><td></td><td>0,25</td></tr><tr><td>(ZE)-α-Farnesene</td><td>27,38</td><td></td><td></td><td>1,31</td></tr><tr><td>α-Muurolene</td><td>27,6</td><td></td><td></td><td>0,14</td></tr><tr><td>☐-Cardinene</td><td>28,08</td><td></td><td></td><td>0,31</td></tr><tr><td>Total</td><td></td><td></td><td>26,79</td><td>8,79</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau XXI (suite)</caption><thead><tr><th rowspan="2">Composés</th><th rowspan="2">Temps de rétention (min)</th><th colspan="3">Proportion (%)</th></tr><tr><th>Cymbopogon citratus</th><th>Hyptis spicigera</th><th>Ocimum americanum</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="5"><strong>Monoterpènes oxygénés</strong></td></tr><tr><td>Eucalyptol</td><td>14,1</td><td></td><td>1,81</td><td>41,42</td></tr><tr><td>Cis-sabinene hydrate</td><td>15,48</td><td></td><td></td><td>0,30</td></tr><tr><td>Linalool</td><td>16,5</td><td>0,7</td><td></td><td>0,74</td></tr><tr><td>1-octen-3-yl acetate</td><td>16,76</td><td></td><td></td><td>0,64</td></tr><tr><td>Camphor</td><td>18,04</td><td></td><td></td><td>10,84</td></tr><tr><td>α-Terpineol</td><td>18,76</td><td></td><td></td><td>0,38</td></tr><tr><td>Terpinen-4-ol</td><td>19,06</td><td></td><td>0,75</td><td>0,62</td></tr><tr><td>α-Terpineol</td><td>19,52</td><td></td><td></td><td>1,77</td></tr><tr><td>α-Fenchyle acetate</td><td>20,18</td><td></td><td></td><td>0,11</td></tr><tr><td>Neral</td><td>21,13</td><td>35,8</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Piperitone</td><td>21,28</td><td></td><td>0,08</td><td>0,58</td></tr><tr><td>Bornyl acetate</td><td>22,1</td><td></td><td>0,05</td><td>3,05</td></tr><tr><td>Geraniol</td><td>22,12</td><td>2,5</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isobornyl acetate</td><td>22,16</td><td></td><td></td><td>0,15</td></tr><tr><td>Geranial</td><td>22,95</td><td>48,1</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Myrtenyl acetate</td><td>23,16</td><td></td><td></td><td>0,67</td></tr><tr><td>Exo-2-hydroxycineole acetate</td><td>23,58</td><td></td><td></td><td>0,11</td></tr><tr><td><strong>Total</strong></td><td></td><td><strong>87,10</strong></td><td><strong>2,69</strong></td><td><strong>61,38</strong></td></tr><tr><td colspan="5"><strong>Sesquiterpènes oxygénés</strong></td></tr><tr><td>Elemol</td><td>28,8</td><td></td><td>1,25</td><td>0,34</td></tr><tr><td>(E)-Nerolidol</td><td>29,08</td><td></td><td></td><td>0,13</td></tr><tr><td>Caroyphyllene oxide</td><td>29,62</td><td></td><td>1,4</td><td>0,33</td></tr><tr><td>α-Eudesmol</td><td>31,26</td><td></td><td></td><td>0,19</td></tr><tr><td><strong>Total</strong></td><td></td><td></td><td><strong>2,65</strong></td><td><strong>0,99</strong></td></tr><tr><td>Monoterpènes hydrocarbonés</td><td></td><td>11.00</td><td>65.13</td><td>28.89</td></tr><tr><td>Sesquiterpènes hydrocarbonés</td><td></td><td>0.00</td><td>26.79</td><td>8.80</td></tr><tr><td>Monoterpènes oxygénés</td><td></td><td>87.10</td><td>2.69</td><td>61.07</td></tr><tr><td>Sesquiterpènes oxygénés</td><td></td><td>0</td><td>2.65</td><td>1.00</td></tr><tr><td><strong>Total général</strong></td><td></td><td><strong>98,10</strong></td><td><strong>97,26</strong></td><td><strong>99,75</strong></td></tr></tbody></table>
## 3.2. Sensibilité des adultes du MED-Q1 et du MED-Q3 vis-à-vis des huiles fixes de graines

Le résultat du screening des douze huiles fixes de graines testées sur les adultes de *B. tabaci* est présenté dans le tableau XXII. En comparant la toxicité des huiles fixes de graine à celle des insecticides de synthèse, il ressort que les huiles fixes ont été plus efficaces que ces derniers ; en témoignent les valeurs des CL<sub>50</sub> obtenues. Ces valeurs de CL<sub>50</sub> indiquent qu'il n'y a pas eu de différence de toxicité entre les différentes huiles fixes testées, et ce, dans les deux biotypes. Ces valeurs ont été comprises entre 2,7 mg/l (*Carapa procera*) et 6,9 mg/l (*Lannea acida*) pour le biotype MED-Q1 alors que pour le MED-Q3, elles ont été comprises entre 2,3 mg/l (*Carapa procera*) et 4,9 mg/l (*Combretum collinum*). Alors que les valeurs de CL<sub>50</sub> obtenues lorsque les insecticides de synthèse ont été testés sur le MED-Q1 sont de l'ordre de 51,6 mg/l pour la deltaméthrine, 124 mg/l pour l'acétamipride et 11,5 mg/l pour le chlorpyriphos-ethyl. Sur le MED-Q3, ces valeurs ont été de l'ordre de 19,72 mg/l, 29,24 mg/l et 4,9 mg/l respectivement pour la deltaméthrine, l'acétamipride et le chlorpyriphos-ethyl.

Si nous nous intéressons aux valeurs de CL<sub>90</sub> (tableau XXIII), les mêmes tendances ont été observées avec les CL<sub>50</sub>. Les valeurs ont été comprises entre 8,30 mg/l et 21,56 mg/l quand les individus du MED-Q1 ont été traités. Pour le MED-Q3, ces valeurs ont été comprises entre 5,43 mg/l et 12,73 mg/l.
<table><caption>Tableau XXII: Valeur de CL50 indiquant la toxicité des huiles fixes de graines sur des adultes des Biotypes MED-Q1 et MED-Q3</caption><thead><tr><th>Produits</th><th>Biotype</th><th>CL50 (mg L-1)</th><th>Limite de confiance 95%</th><th>X<sup>2</sup> (df)</th><th>P-values</th><th>Pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>51,6 d</td><td>46,5-57</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>19,72 b</td><td>15-24,3</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>124 e</td><td>119,3-150,2</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>29,24 c</td><td>25,1-38</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>11,5 b</td><td>9-15,4</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,9 a</td><td>2,1 - 5,3</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea kerstingii</td><td>Q1</td><td>3,51 a</td><td>2,04 - 4,40</td><td>0,30 [4]</td><td>0,99</td><td>2,76± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>3,3 a</td><td>2,3- ,43</td><td>0,83 [4]</td><td>0,93</td><td>2,6 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea velutina</td><td>Q1</td><td>2,99 a</td><td>1,38 - 3,97</td><td>0,58 [4]</td><td>0,96</td><td>2,69 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,3 a</td><td>1,3 - 3,4</td><td>0,15 [4]</td><td>0,99</td><td>2,3 ± 0,7</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea acida</td><td>Q1</td><td>6,9 a</td><td>5,2 - 8,3</td><td>0,56 [4]</td><td>0,96</td><td>2,69 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,4 a</td><td>1,6 - 3,3</td><td>0,35 [4]</td><td>0,94</td><td>2,5 ± 0,7</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea microcarpa</td><td>Q1</td><td>5,9 a</td><td>4,6 - 6,5</td><td>1,67 [4]</td><td>0,79</td><td>3,6 ± 0,8</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,5 a</td><td>1,7 - 3,5</td><td>1,20 [4]</td><td>0,58</td><td>2,5 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum micrantum</td><td>Q1</td><td>5,24 a</td><td>4,28 - 5,85</td><td>0,84 [4]</td><td>0,93</td><td>3,03 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,6 a</td><td>1,5- 3,6</td><td>0,52 [4]</td><td>0,97</td><td>1,8 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum aculeatum</td><td>Q1</td><td>3,94 a</td><td>2,59 - 4,74</td><td>0,89 [4]</td><td>0,92</td><td>2,85 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>3,6 a</td><td>2,3- 4,4</td><td>0,22 [4]</td><td>0,99</td><td>3,1 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum collinum</td><td>Q1</td><td>6,6 a</td><td>5,5 - 7,4</td><td>1,00 [4]</td><td>0,90</td><td>2,08± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,9 a</td><td>2,7 - 5,9</td><td>0,43 [4]</td><td>0,98</td><td>1,79 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum fragrans</td><td>Q1</td><td>4,5 a</td><td>3,2 - 5,3</td><td>0,68 [4]</td><td>0,95</td><td>2,69 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>3,8 a</td><td>2,3 - 4,7</td><td>1,30 [4]</td><td>0,86</td><td>2,62 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum molle</td><td>Q1</td><td>3,9 a</td><td>2,69 - 5,08</td><td>0,16 [4]</td><td>0,99</td><td>2,3 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,7 a</td><td>1,6 -3,7</td><td>0,32 [4]</td><td>0,98</td><td>1,5 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum nioroense</td><td>Q1</td><td>4,5 a</td><td>3,5 - 5,29</td><td>0,37 [4]</td><td>0,98</td><td>3,3 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>4,2 a</td><td>3,3 - 4,8</td><td>1,17 [4]</td><td>0,88</td><td>3,9 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum paniculatum</td><td>Q1</td><td>4,5 a</td><td>3,1 - 5,3</td><td>0,12 [4]</td><td>0,45</td><td>2,51 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>3,9 a</td><td>2,3 - 4,8</td><td>0,11 [4]</td><td>0,99</td><td>2,49 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Carapa procera</td><td>Q1</td><td>2,7 a</td><td>1,58 - 3,96</td><td>0,12 [4]</td><td>0,99</td><td>2,1 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>2,3 a</td><td>1,3- 3,4</td><td>0,17 [4]</td><td>0,99</td><td>2,4 ± 0,7</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de d'aleurodes testés. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.
<table><caption>Tableau XXIII: Valeur de CL90 indiquant la toxicité des huiles fixes de graines sur des adultes des Biotypes MED-Q1 et MED-Q3</caption><thead><tr><th>Produits</th><th>Biotype</th><th>CL90 (mg L-1)</th><th>Limite de confiance 95%</th><th>X² (df)</th><th>P-values</th><th>Pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="2">Deltaméthrine</td><td>Q1</td><td>531,29 d</td><td>397,4-782,57</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,3 ± 0,3</td></tr><tr><td>Q3</td><td>91,40 b</td><td>68,64-102,91</td><td>1,21 [4]</td><td>0,72</td><td>1,2 ± 0,3</td></tr><tr><td rowspan="2">Acétamipride</td><td>Q1</td><td>1456,78 e</td><td>1139,5-1871,9</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,4 ± 0,4</td></tr><tr><td>Q3</td><td>93,75 b</td><td>75,16-112,57</td><td>1,31 [4]</td><td>0,76</td><td>1,3 ± 0,4</td></tr><tr><td rowspan="2">Chlorpyriphos-ethyl</td><td>Q1</td><td>237,13 c</td><td>193,7-298,53</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Q3</td><td>97,75 b</td><td>74,04-140,05</td><td>1,01 [4]</td><td>0,57</td><td>2,6 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea kerstingii</td><td>Q1</td><td>10,24 a</td><td>8,86-14,12</td><td>0,30 [4]</td><td>0,99</td><td>2,76± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>7,16 a</td><td>5,27-11,96</td><td>0,83 [4]</td><td>0,93</td><td>2,6 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea velutina</td><td>Q1</td><td>8,94 a</td><td>7,14-12,10</td><td>0,58 [4]</td><td>0,96</td><td>2,69 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>6,05 a</td><td>4,04-10,55</td><td>0,15 [4]</td><td>0,99</td><td>2,3 ± 0,7</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea acida</td><td>Q1</td><td>8,34 a</td><td>7,88-11,74</td><td>0,56 [4]</td><td>0,96</td><td>2,69 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>5,43 a</td><td>3,91-10,52</td><td>0,35 [4]</td><td>0,94</td><td>2,5 ± 0,7</td></tr><tr><td rowspan="2">Lannea microcarpa</td><td>Q1</td><td>11,70 a</td><td>9,98-16,24</td><td>1,67 [4]</td><td>0,79</td><td>3,6 ± 0,8</td></tr><tr><td>Q3</td><td>8,87 a</td><td>5,36-15,77</td><td>1,20 [4]</td><td>0,58</td><td>2,5 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum micrantum</td><td>Q1</td><td>13,88 a</td><td>11,47-20,46</td><td>0,84 [4]</td><td>0,93</td><td>3,03 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>12,93 a</td><td>9,95-17,7</td><td>0,52 [4]</td><td>0,97</td><td>1,8 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum aculeatum</td><td>Q1</td><td>11,06 a</td><td>9,47-15,48</td><td>0,89 [4]</td><td>0,92</td><td>2,85 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>9,38 a</td><td>8,33-10,79</td><td>0,22 [4]</td><td>0,99</td><td>3,1 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum collinum</td><td>Q1</td><td>27,31 a</td><td>17,38-38,25</td><td>1,00 [4]</td><td>0,90</td><td>2,08± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>25,53 a</td><td>15,79-30,29</td><td>0,43 [4]</td><td>0,98</td><td>1,79 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum fragrans</td><td>Q1</td><td>13,64 a</td><td>11,09-21,80</td><td>0,68 [4]</td><td>0,95</td><td>2,69 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>11,90 a</td><td>9,93-18,27</td><td>1,30 [4]</td><td>0,86</td><td>2,62 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum molle</td><td>Q1</td><td>21,56 a</td><td>17,93-33,07</td><td>0,16 [4]</td><td>0,99</td><td>2,3 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>19,56 a</td><td>12,53-32,73</td><td>0,32 [4]</td><td>0,98</td><td>1,5 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum nioroense</td><td>Q1</td><td>10,82 a</td><td>11,50-19,94</td><td>0,37 [4]</td><td>0,98</td><td>3,3 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>9,19 a</td><td>8,35-10,79</td><td>1,17 [4]</td><td>0,88</td><td>3,9 ± 0,6</td></tr><tr><td rowspan="2">Combretum paniculatum</td><td>Q1</td><td>14,57 a</td><td>11,54-25,68</td><td>0,12 [4]</td><td>0,45</td><td>2,51 ± 0,5</td></tr><tr><td>Q3</td><td>12,73 a</td><td>10,30-21,12</td><td>0,11 [4]</td><td>0,99</td><td>2,49 ± 0,5</td></tr><tr><td rowspan="2">Carapa procera</td><td>Q1</td><td>8,30 a</td><td>7,14-12,10</td><td>0,12 [4]</td><td>0,99</td><td>2,1 ± 0,6</td></tr><tr><td>Q3</td><td>7,28 a</td><td>5,75-10,44</td><td>0,17 [4]</td><td>0,99</td><td>2,4 ± 0,7</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X² : linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df : degré de liberté, SE, erreur standard, N : nombre de d'aleurodes testés. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.
### 3.2.1. Fractionnement et toxicité des différentes fractions de l'huile fixe de *Lannea kerstingii*

La toxicité des fractions chloroformique, acétonique et hexanique a été testée sur des adultes du MED-Q1 comparée avec la deltaméthrine, l'acétamipride et chlorpyriphos-ethyl. Les résultats sont consignés dans le tableau XXIV, les fractions chloroformique et acétonique se sont révélées être très efficaces ; en témoignent les valeurs de CL₅₀ qui ont été de l'ordre de 1,89 mg/l et 2,28 mg/l pour l'extrait acétonique et chloroformique respectivement.

<table><caption>Tableau XXIV: Toxicité des fractions de l'huile de *Lannea kerstingii* sur des adultes du biotype Q1 de B. tabaci (N=540)</caption><thead><tr><th>Produits</th><th>CL50 (mg L<sup>-1</sup>)</th><th>Limite de confiance 95%</th><th>X<sup>2</sup> (df)</th><th>P-values</th><th>Pente (± SE)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Deltaméthrine</td><td>48,7 b</td><td>38,9 – 57,0</td><td>1,43 [4]</td><td>0,99</td><td>1,1 ± 0,3</td></tr><tr><td>Acétamipride</td><td>145,5 b</td><td>120,1 – 167,2</td><td>0,87 [4]</td><td>0,45</td><td>1,7 ± 0,4</td></tr><tr><td>Chlorpyriphos-ethyl</td><td>15,2 b</td><td>11 – 19,1</td><td>0,98 [4]</td><td>0,19</td><td>0,6 ± 0,1</td></tr><tr><td>Extrait chloroformique</td><td>2,28 a</td><td>0,47 – 3,49</td><td>0,92 [4]</td><td>0,91</td><td>2,26 ± 0,5</td></tr><tr><td>Extrait acétonique</td><td>1,89 a</td><td>0,38 – 3,57</td><td>0,42 [4]</td><td>0,98</td><td>1,96 ± 0,5</td></tr><tr><td>Extrait hexanique</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

Pour chaque insecticide, les valeurs de la CL50 avec la même lettre ne sont pas significativement différentes. X²: linéarité du test du chi carré de la réponse dose-mortalité, df: degré de liberté, SE, erreur standard, N: nombre de mouches blanches testées. De faibles valeurs de χ² et des valeurs de P correspondantes élevées (c'est-à-dire P> 0,05) indiquent un ajustement approprié au modèle probit, de même que les degrés de liberté ; la transformation du journal a été utilisée pour l'ajustement du modèle probit.

### 3.3. Tests en milieu semi-contrôlé

Les résultats du test en milieu semi-contrôlé sont consignés dans le tableau XXV. Les extraits de plantes présentent les taux de mortalité les plus intéressants par rapport aux insecticides de synthèse lorsque les CL₅₀ et CL₉₀ sont testées. Ces taux de mortalité ont été de l'ordre de 67,94% pour *Hyptis spicigera*, 61,25% pour *Lannea kerstingii*, 77,43% pour l'extrait chloroformique alors que pour la deltaméthrine, ils ont été de 32,26%, 24,31% pour l'acétamipride et 46,48% pour le chlorpyriphos-ethyl, lorsque les CL₅₀ sont considérées. Pour ce qui est des CL₉₀, les taux de mortalité ont été de l'ordre de 91,16% pour *Hyptis spicigera*, 84,91% pour *Lannea kerstingii*, 88,64% pour l'extrait chloroformique alors que pour la deltaméthrine, ils ont été de 74,93%, 80,35% pour l'acétamipride et 71,25% pour le chlorpyriphos-ethyl.