capacitive $C_{ss}$ lorsque le niveau de Fermi du semiconducteur sera aligné avec le niveau de l'état. Pour un état de densité $N_{ss}$ (cm⁻²) situé à une énergie $\Delta E_{ss}$ (eV) sous la bande de conduction, la capacité $C_{ss}$ s'écrit classiquement [1-2-3]:

$$C_{ss} = e^2 N_{ss} f_{ss} (1 - f_{ss}) / kT \qquad \text{Eq. V.1}$$

où $f_{ss}$ est le facteur de remplissage de l'état suivant la statistique de Fermi :

$$f_{ss} = [1 + \exp(\Delta E_{ss} / kT)]^{-1} \qquad \text{Eq. V.2}$$

La réponse d'un état monoénergétique sera donc un pic de capacité observable à un potentiel correspondant à une courbure de bande égale à $\Delta E_{ss}/e$. L'expression de $C_{ss}$ peut se généraliser à une distribution d'états, ce qui sera notre cas dans la suite (voir relation V.7). Il est communément admis que les états de surface « voient » la même différence de potentiel que la charge d'espace du semiconducteur. La conséquence est que la capacité interfaciale globale C est la combinaison en série de la capacité de double couche $C_H$ avec la somme ($C_{sc}+C_{ss}$) des réponses capacitives des états et de la charge d'espace, soit :

$$1/C = 1/C_H + 1/(C_{sc}+C_{ss}) \qquad \text{Eq. V.3}$$

On voit ainsi qu'à partir de la connaissance de C à différents potentiels, on peut espérer obtenir des informations sur $C_{ss}$ en fonction du potentiel, et donc sur la présence éventuelle d'états de surface attribuables à des liaisons chimiques à la surface du semiconducteur. C'est cette stratégie que nous avons mise en œuvre pour caractériser l'adsorption des molécules de SAB sur la surface d'un film de dioxyde d'étain.

### V.1.1. Analyse des données d'impédance

Pour chacun des différents systèmes étudiés, on a relevé systématiquement les diagrammes d'impédance entre 0,1 Hz et 33 kHz en mode potentiostatique, tous les 50 mV, entre 0 et +1,2 V/ECS. Ces diagrammes sont caractéristiques d'une interface bloquante, c'est-à-dire qu'ils présentent une branche capacitive quasi verticale. On constate la présence d'une légère déformation vers les hautes fréquences qui correspond à la contribution d'un circuit résistance-
capacité en parallèle ($R_c, C_c$) : il s'agit de la réponse de la portion de film d'oxyde non immergée à travers laquelle on établit le contact électrique entre le circuit extérieur et l'électrode de travail proprement dite. Les spectres expérimentaux sont correctement décrits à une précision relative de 1 à quelques %, par le circuit électrique équivalent constitué d'une résistance $R_s$ en série avec deux cellules résistance-capacité en parallèle ($R_c, C_c$) et ($R_p, C$). Le circuit ($R_p, C$) correspond à la réponse de l'interface oxyde/électrolyte. Le schéma électrique équivalent est illustré dans la figure V.1.

<figure><img src="image_61.png" /><figcaption>Figure V.1: Schéma équivalent</figcaption></figure>

Suivant le formalisme de B. Boukamp [4] utilisé dans le programme d'ajustement non linéaire des paramètres du modèle électrique (ZSimpWin™, Princeton Applied Research), le code du circuit équivalent s'écrit : $R_s(R_c C_c)(R_p C)$. Le nombre de paramètres indépendants à rechercher est dans ces conditions de 5. Pour certains spectres, il s'est avéré nécessaire de remplacer la capacité C par un élément à phase constante Q. Si cela améliore la qualité de représentation des données expérimentales, on est confronté au fait que, par définition, l'élément Q dépend de la fréquence. Comme, pour les exemples que nous avons traités, le coefficient de non idéalité n était supérieur à 0,9, nous avons admis de substituer à Q une capacité indépendante de la fréquence C qui se déduit de Q par l'expression :

$$C = (R_p Q)^{1/n} / R_p \qquad \text{Eq. V.4}$$
dans l'hypothèse où le circuit R<sub>p</sub>-C de substitution a la même résistance R<sub>p</sub> en parallèle et possède la même fréquence de relaxation que le circuit R<sub>p</sub>-Q. Cette approximation est d'autant plus acceptable que le coefficient de non idéalité n est proche de 1.

## V.1.2. Courbes capacité interfaciale – potentiel

L'analyse des spectres d'impédance relevés à différents potentiels permet, suivant le protocole exposé ci-dessus, de tracer les variations de la capacité interfaciale C(V) en fonction du potentiel appliqué V. Pour un type de substrat donné (SnO<sub>2</sub> :F ou SnO<sub>2</sub> :F/Sb), nous disposons d'un ensemble de courbes C(V) correspondant à différentes conditions expérimentales, particulièrement en l'absence ou en présence de SAB, comme illustré dans la figure V.2 sur des électrodes SnO<sub>2</sub> :F. Ces résultats seront discutés plus loin.

Pour que les comparaisons des valeurs de capacité aient un sens, il faut prendre en compte les surfaces réelles des électrodes, car du fait de leur dopage élevé les effets de charge d'espace s'étendent sur environ 1 nm. Les valeurs de capacité sont donc sensibles à la rugosité, rugosité qui peut changer de quelques 10-20 pourcents d'un échantillon à l'autre.

<figure><img src="image_62.png" /><figcaption>**Figure V.2:** Exemple de courbes C(V) déduites des spectres d'impédance pour des électrodes SnO₂ :F au contact d'une solution 0,5M Na₂SO₄ (■), idem mais après adsorption de SAB 0,1% en circuit ouvert (●), idem au premier cas mais après prétraitement d'hydroxylation dans NaOH 1M (▲), idem au second cas mais après prétraitement d'hydroxylation (▼)</figcaption></figure>

Dans la suite, les surfaces des différentes électrodes de même dopant sont normalisées par rapport à la surface de l'électrode testée en milieu inerte 0,5M Na₂SO₄. Cette normalisation est effectuée dans la région de potentiel autour de 1 V/ECS dans laquelle la capacité varie peu. A
titre indicatif, le rapport surface réelle/surface géométrique est pour nos échantillons de l'ordre de 1,4, estimation déduite de la pente des diagrammes de Mott-Schottky (Eq. II.3) connaissant la densité de porteurs dans le film SnO₂ « par construction » (SnO₂:F N= 4,5 10²⁰ cm⁻³; SnO₂:F/Sb N= 1,5 10²¹ cm⁻³).

L'étape suivante dans l'exploitation des courbes C(V) consiste à éliminer la contribution de la capacité de double couche dans l'électrolyte C<sub>H</sub> afin d'atteindre la combinaison (C<sub>sc</sub>+ C<sub>ss</sub>) des capacités de charge d'espace C<sub>sc</sub> et d'états de surface C<sub>ss</sub> (Eq. V.3). La difficulté est que C<sub>H</sub> n'est pas connu expérimentalement, de manière indépendante. On est donc obligé de faire une hypothèse sur C<sub>H</sub>, dont on vérifie la cohérence sachant que pour

V = V₀ + εε₀eNS²/2C_H², on doit avoir : 1/C² = 1/C_H² avec V₀ défini par C⁻²(V₀)=0.

Pour nos systèmes, une telle cohérence est obtenue en posant : C<sub>H</sub> = 20 µF.cm<sup>-2</sup>. Ayant une valeur numérique pour C<sub>H</sub>, on peut calculer la somme (C<sub>sc</sub>+C<sub>ss</sub>) en inversant la relation V-3, c'est-à-dire :

<figure><img src="image_63.png" /><figcaption>**Figure V.3 :** Exemple de courbes (C<sub>sc</sub>+C<sub>ss</sub>) extraites des courbes C(V) données dans la figure V-1 en fixant C<sub>H</sub>=20 µFcm<sup>-2</sup> pour des électrodes SnO<sub>2</sub>:F, après normalisation des surfaces.</figcaption></figure>

La figure V.3 donne un exemple de courbes (C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>) calculées selon la relation Eq. V.5 à partir des courbes brutes C(V) de la figure V.1 après avoir fixé C<sub>H</sub> à 20 µFcm<sup>-2</sup> et avoir normalisé les surfaces des différents échantillons par rapport à l'échantillon testé en milieu 0,5M Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> en l'absence de SAB. Les courbes C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub> présentent des pics en fonction du potentiel, qui sont la
signature d'états de surface car les variations de la capacité de charge d'espace C<sub>sc</sub> avec le potentiel sont a priori monotones (en V<sup>-1/2</sup> dans le cas idéal où il n'y a pas de distribution de potentiel à l'interface). Le problème est alors de séparer C<sub>ss</sub> de C<sub>sc</sub> pour atteindre les propriétés des états de surface.

V.1.3. Extraction de la capacité C<sub>ss</sub> liée aux états de surface

En l'absence d'une démarche rigoureuse dans le cas où il y a distribution du potentiel à l'interface, nous avons établi une démarche semi-empirique pour extraire C<sub>ss</sub> de la combinaison C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>. Pour ce faire, nous avons tracé (C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>) dans la représentation de Mott-Schottky, c'est-à-dire (C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>)<sup>-2</sup> en fonction du potentiel appliqué V (Fig. V.4).

<figure><img src="image_64.png" /><figcaption>**Figure V.4 :** Allure des courbes $(C_{sc}+C_{ss})^{-2}$ en fonction du potentiel appliqué V calculées à partir des données de la figure V-2 (Electrodes SnO<sub>2</sub> :F et surfaces normalisées). Les droites en tireté représentent l'approximation linéaire utilisée pour représenter la contribution de C<sub>sc</sub>(V).</figcaption></figure>

En dehors des pics de capacité, (C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>)<sup>-2</sup> suit plus ou moins nettement une loi linéaire en fonction de V. Nous admettons alors que C<sub>sc</sub><sup>-2</sup> suit cette loi linéaire en fonction du potentiel appliqué V, ce qui permet de calculer C<sub>sc</sub>(V) et donc de le retrancher de (C<sub>ss</sub>+C<sub>sc</sub>). La figure V.45 donne en final les variations de C<sub>ss</sub> avec le potentiel appliqué V, pour les données initiales de la figure V.2. A noter que les différentes étapes de traitement des données de capacité nous ont permis d'obtenir une représentation des variations de la capacité des états de surface C<sub>ss</sub>(V) par rapport à une ligne de base horizontale, de valeur zéro.
Il faut rappeler que les états de surface ne voient qu'une fraction $V_{sc}$ de la différence de potentiel ($V-V_{bp}$) appliquée à l'interface. $V_{sc}$ est définie par le diviseur capacitif formé de $C_H$ en série avec ($C_{ss}$+$C_{sc}$), ce qui conduit à :

$$V_{sc}(V) = (V - V_{bp}) C_H / (C_H + C_{ss} + C_{sc}) \qquad \text{Eq. V.6}$$

En final, ce sont donc les courbes $C_{ss}(V_{sc})$, et non $C_{ss}(V)$, qui pourront être comparées à des modèles de distribution d'états de surface situés dans la bande interdite de SnO₂.

<figure><img src="image_65.png" /><figcaption>**Figure V.5:** Variations de la capacité des états de surface $C_{ss}(V)$ en fonction du potentiel appliqué V, déduites de la capacité interfaciale C mesurée, après retrait des contributions des capacités $C_H$ et $C_{sc}$.</figcaption></figure>

### V.1.4. Modélisation de $C_{ss}$ par une distribution d'états

Pour l'ensemble des résultats que nous avons obtenus, il s'est avéré suffisant de considérer l'existence de 1 à 2 états de surface de distribution constante (distribution rectangulaire). Chaque état i est caractérisé par trois paramètres : une énergie seuil $E_{ssi}$ (en eV par rapport au bas de la bande de conduction $E_c$), une largeur de la distribution $dE_{ssi}$ (en eV) et la valeur de la densité d'états $N_{ssi}$ (en eV$^{-1}$cm$^{-2}$). A partir des relations Eq. V.1 et Eq. V.2, on peut calculer la capacité $C_{ss}$ pour un ensemble d'états de densité constante suivant l'expression :
$$C_{ss}(E) = \frac{e^2}{kT} \sum_{i} N_{ss,i} \sum_{k} \frac{f_{ss}(Ess_i + k.dE - E)}{1 - f_{ss}(Ess_i + k.dE - E)} dE \qquad \text{Eq. V.7}$$

où dE est un pas en énergie, par exemple 0,01 eV. La sommation sur l'indice k porte sur la largeur dE<sub>ssi</sub> de l'état i considéré. Les données expérimentales C<sub>ss</sub>(V<sub>sc</sub>) ont été simulées à l'aide de cette expression en considérant de 1 à 3 états, les calculs étant effectués à l'aide du logiciel Mathcad™ (de Mathsoft). Pour mémoire, V<sub>sc</sub> = (E<sub>c</sub> – E)/e, E<sub>c</sub> étant le niveau en énergie correspondant à V<sub>bp</sub> dans l'échelle des potentiels.

Pour chaque état i, on peut calculer un nombre de sites N<sub>si</sub> que l'on définit simplement par le produit de la densité d'états N<sub>ssi</sub> par la largeur de la distribution dE<sub>ssi</sub>, soit :

$$N_{si} = N_{ssi} \cdot dE_{ssi} \qquad \text{Eq. V.8}$$

N<sub>si</sub> peut s'interpréter comme un nombre de liaisons chimiques à la surface, d'un type donné.

## V.2. Résultats expérimentaux

### V.2.1. Systèmes étudiés et courbes C<sub>ss</sub>(V)

A l'aide de la procédure décrite ci-avant, nous avons étudié la distribution des états de surface sur des électrodes SnO<sub>2</sub>:F et SnO<sub>2</sub>:F/Sb (i) simplement immergées au contact d'électrolytes comme 0,5M Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> ou 0,5M NaCl ou en eau de mer naturelle, en l'absence ou en présence de SAB, (ii) ayant subi un prétraitement d'hydroxylation de la surface par voie électrochimique (polarisation à +0,4 V/ECS pendant 1 heure dans 1M NaOH), suivi ou non par l'adsorption de SAB au potentiel de circuit ouvert et test dans 0,5M Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub>. Comme expliqué précédemment, les spectres d'impédance ont été relevés dans des conditions potentiostatiques tous les 50 mV entre 0 et 1,2 V/ECS. Ces différentes conditions expérimentales sont rappelées dans le tableau V-1 donné dans la section V.2.2 qui regroupe les informations obtenues sur les états de surface.

L'ensemble des résultats expérimentaux présentés sous la forme des courbes C<sub>ss</sub>(V) est illustré dans les figures V.5 et V.6 pour les électrodes SnO<sub>2</sub>:F et la figure V.7 pour les électrodes SnO<sub>2</sub>:F/Sb.

### V.2.2. Caractérisation des états de surface

Les courbes C<sub>ss</sub>(V), après transformation en C<sub>ss</sub>(V<sub>sc</sub>) (suivant la relation Eq. V.6), ont été simulées à l'aide du modèle d'états de surface décrit par l'expression Eq. V.7. Suivant les cas, 1 ou 2 états ont été pris en compte et les paramètres associés déterminés par approximations
successives, jusqu'à obtenir une représentation graphique qualitativement satisfaisante. Cette simulation permet d'accéder aux paramètres caractéristiques de ou des états : la position dans la bande interdite E<sub>ssi</sub>, la largeur de la distribution dE<sub>ssi</sub> et la densité d'états N<sub>ssi</sub>. Les résultats de nos simulations sont consignés dans le tableau V.1 ci-après.

<figure><img src="image_66.png" /><figcaption>**Figure V.6 :** Capacité des états de surface en fonction du potentiel appliqué (C<sub>ss</sub>(V)) pour des électrodes SnO<sub>2</sub>:F au contact : (a) d'une solution NaCl 0,5M tamponnée à pH=8 ; (b) d'eau de mer naturelle en absence et en présence de SAB à la concentration de 0,3%.</figcaption></figure>
<figure><img src="image_67.png" /></figure>

**Figure V.7:** Capacité des états de surface en fonction du potentiel appliqué (C<sub>ss</sub>(V)) pour des électrodes SnO<sub>2</sub>:F:Sb au contact : (a) d'une solution 0,5M Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> (■), idem mais après adsorption de SAB 0,1% en circuit ouvert (●), idem au premier cas mais après prétraitement d'hydroxylation dans NaOH 1M (▲), idem au second cas mais après prétraitement d'hydroxylation (▼); (b) d'une solution 0,5M NaCl en l'absence de SAB (▲) et en présence de SAB à 0,3% (■).
<table><thead><tr><th>SnO<sub>2</sub></th><th>Conditions</th><th>Electrolyte</th><th>V<sub>o</sub><br>V/ecs</th><th>V<sub>bp</sub><br>V/ecs</th><th>N<sub>ss</sub><br>eV<sup>-1</sup>cm<sup>-2</sup></th><th>E<sub>ss</sub><br>eV</th><th>dE<sub>ss</sub><br>eV</th><th>N<sub>s</sub><br>cm<sup>-2</sup></th></tr></thead><tbody><tr><td>F</td><td>0 → 1,2V</td><td>Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td>-1,30</td><td>-1,22</td><td>1,9 10<sup>13</sup></td><td>1,15</td><td>0,12</td><td>2,3 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td rowspan="2">F</td><td rowspan="2">Hydroxylation<br>0 → 1,2V</td><td rowspan="2">Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td rowspan="2">-1,30</td><td rowspan="2">-1,22</td><td>3,7 10<sup>13</sup></td><td>1,07</td><td>0,05</td><td>1,9 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>3,0 10<sup>12</sup></td><td>0,84</td><td>0,04</td><td>1,2 10<sup>11</sup></td></tr><tr><td rowspan="2">F</td><td rowspan="2">SAB 0,1% à V<sub>co</sub><br>0 → 1,2V</td><td rowspan="2">Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td rowspan="2">-1,16</td><td rowspan="2">-1,08</td><td>2,6 10<sup>13</sup></td><td>1,10</td><td>0,10</td><td>2,6 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>3,0 10<sup>13</sup></td><td>0,80</td><td>0,09</td><td>2,7 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td rowspan="2">F</td><td rowspan="2">Hydroxylation<br>SAB 0,1% à V<sub>co</sub><br>0 → 1,2V</td><td rowspan="2">Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td rowspan="2">-1,10</td><td rowspan="2">-1,02</td><td>7,5 10<sup>13</sup></td><td>0,90</td><td>0,20</td><td>1,5 10<sup>13</sup></td></tr><tr><td>3,3 10<sup>13</sup></td><td>0,71</td><td>0,10</td><td>3,3 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td rowspan="2">F</td><td rowspan="2">0 → 1,2V</td><td rowspan="2">Eau de mer</td><td rowspan="2">-1,20</td><td rowspan="2">-1,12</td><td>8,0 10<sup>12</sup></td><td>0,98</td><td>0,21</td><td>1,7 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>4,0 10<sup>12</sup></td><td>1,29</td><td>0,12</td><td>0,5 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td rowspan="2">F</td><td rowspan="2">Après 1 run<br>0 → 1,2V puis<br>1 nuit dans eau<br>de mer + SAB et<br>0 → 1,2V</td><td rowspan="2">Eau de mer<br>+ SAB 0,3%</td><td rowspan="2">-1,10</td><td rowspan="2">-1,02</td><td>4,1 10<sup>13</sup></td><td>0,72</td><td>0,17</td><td>0,7 10<sup>13</sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>F</td><td>0 → 1,5V</td><td>NaCl 0,5M<br>tampon pH8 +<br>SAB 0,3%</td><td>-1,20</td><td>-1,12</td><td>3,2 10<sup>13</sup></td><td>1,12</td><td>0,14</td><td>4,5 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>F :Sb</td><td>0 → 1,2V</td><td>Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td>-1,08</td><td>-0,88</td><td>2,1 10<sup>13</sup></td><td>0,85</td><td>0,14</td><td>2,9 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>F/Sb</td><td>0 → 1,2V</td><td>NaCl 0,5M</td><td>-1,18</td><td>-0,98</td><td>2,6 10<sup>13</sup></td><td>1,08</td><td>0,04</td><td>1,0 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>F :Sb</td><td>0 → 1,2V</td><td>NaCl 0,5M<br>+SAB 0,3%</td><td>-0,94</td><td>-0,74</td><td>7,7 10<sup>13</sup></td><td>0,61</td><td>0,16</td><td>1,2 10<sup>13</sup></td></tr><tr><td>F :Sb</td><td>Hydroxylation<br>0 → 1,2V</td><td>Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td>-0,97</td><td>-0,77</td><td>8,2 10<sup>13</sup></td><td>0,62</td><td>0,17</td><td>1,4 10<sup>13</sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>6,0 10<sup>13</sup></td><td>0,48</td><td>0,09</td><td>5,4 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td>F :Sb</td><td>SAB 0,1% à V<sub>co</sub><br>0 → 1,2V</td><td>Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td>-1,08</td><td>-0,88</td><td>8,0 10<sup>12</sup></td><td>0,86</td><td>0,10</td><td>8,0 10<sup>11</sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>2,8 10<sup>13</sup></td><td>0,74</td><td>0,12</td><td>3,4 10<sup>12</sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>8,0 10<sup>12</sup></td><td>0,62</td><td>0,07</td><td>5,6 10<sup>11</sup></td></tr><tr><td>F :Sb</td><td>Hydroxylation<br>SAB 0,1% à V<sub>co</sub><br>0 → 1,2V</td><td>Na<sub>2</sub>SO<sub>4</sub> 0,5M</td><td>-0,97</td><td>-0,77</td><td>4,0 10<sup>14</sup></td><td>0,54</td><td>0,08</td><td>3,2 10<sup>13</sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>1,5 10<sup>14</sup></td><td>0,40</td><td>0,04</td><td>6,0 10<sup>12</sup></td></tr></tbody></table>

**Tableau V.1 :** Simulation de la réponse des états de surface à l'interface SnO₂/électrolyte à partir des courbes C<sub>ss</sub>(V) en considérant 1 à 3 états de densité constante. V<sub>co</sub> signifie potentiel en circuit ouvert.
La figure V.8 donne un exemple de simulation d'une courbe $C_{ss}(V_{sc})$ suivant le modèle simplifié d'états de surface à densité constante que nous avons retenu (relation Eq. V.7). Pour l'exemple choisi, trois états doivent être introduits pour rendre compte du profil observé.

<figure><img src="image_68.png" /><figcaption>**Figure V.8:** Simulation de la capacité $C_{ss}$ associée à des états de surface par un modèle de trois états discrets de densité constante relative au système $SnO_2:F/Sb$ dans $Na_2SO_4$ 0,5 M après adsorption préalable de SAB en circuit ouvert.</figcaption></figure>

### V.2.3. Discussion

Tous les résultats consignés dans le tableau V.1 sont schématiquement reportés dans la figure V.8. Cette figure représente le nombre de sites $N_s$ par états en fonction de la position de l'état dans la bande interdite définie par rapport au bas de la bande de conduction de $SnO_2$. En première approximation, les régions où existent les états d'interface sont relativement étroites et, en partie, dépendantes de l'élément dopant, comme le montre le tableau V.2.

<table><caption>**Tableau V.2 :** Positions des états d'interface pour les deux types d'électrodes utilisées, $SnO_2:F$ et $SnO_2:F/Sb$, toutes conditions expérimentales confondues, suivant les résultats du tableau V.1.</caption><thead><tr><td>Type SnO<sub>2</sub></td><td>SnO<sub>2</sub>:F/Sb</td><td>SnO<sub>2</sub>:F</td></tr></thead><tbody><tr><td>Positions des états (eV)</td><td>0,4 – 0,6</td><td>0,7 – 0,8</td></tr><tr><td></td><td>0,7 – 0,8</td><td>0,9 – 1,1</td></tr></tbody></table>
<figure><img src="image_69.png" /></figure>

**Figure V.9:** Représentation schématique de la concentration en sites de surface $N_s$ par rapport à leur niveau en énergie $E_{ss}$ dans la bande interdite de SnO₂ mesurée par rapport au bas de la bande de conduction, d'après les données du tableau V.1. Les notations Sb-OH et F-OH se réfèrent aux surfaces prétraitées en milieu NaOH.

Il existe une région commune (0,7-0,8 eV) aux deux dopants. Par contre, il y a deux régions bien distinctes suivant le dopant, les états formés en présence de Sb sont situés plus près de la bande de conduction (0,4 à 0,6 eV) que ceux formés en présence du fluor (0,9 à 1,1 eV). Il faut mentionner que dans le cas de l'antimoine comme dopant, il est connu dans la littérature qu'il y a une forte ségrégation de cet élément à la surface [5-6-7-8]. Pour une concentration en volume de l'ordre de Sb/Sn = 0,02, la concentration superficielle peut atteindre Sb/Sn ≈ 0,05 à 0,1 pour des températures de formation de 400 à 600°C, et beaucoup plus au-delà [7-8]. Par ailleurs, le prétraitement d'hydroxylation de la surface, par électrolyse à +0,4 V/ECS dans 1M NaOH, ne semble pas augmenter de manière sensible le nombre de liaisons de surface associées à ces états. Par contre, en présence de SAB, le nombre de liaisons est multiplié par trois, quel que soit le dopant. Le nombre de sites par état est typiquement compris entre 0,5 et 3.10¹³ cm⁻². Sachant que la densité atomique de la surface d'un solide est voisine de 10¹⁵ atomes/cm², on voit que les liaisons de surface associées à chacun de ces états occupent 0,5 à 3 % de la surface totale. Dans le cas où la densité de sites est la plus forte, surface hydroxylée et adsorption de SAB, la densité totale de sites (en sommant les deux états identifiés) atteint 2.10¹³ sites/cm² pour SnO₂:F/SAB et 4.10¹³ sites/cm² pour SnO₂:F/Sb/SAB, correspondant respectivement à 2 et 4 %
de la surface de chaque électrode. Par comparaison, en l'absence de traitement d'hydroxylation, l'adsorption seule de la SAB au potentiel de circuit ouvert correspond à une densité totale de sites en surface de l'ordre de 5.10<sup>12</sup> cm<sup>-2</sup>, plus faible qu'après hydroxylation de la surface.

Il reste la question de l'identification des états de surface dont nous avons mis en évidence l'existence par mesures d'impédance. Un premier état de cette question a été dressé dans un article de Badawy et al, basé sur des analyses UPS (UV photoelectron Spectroscopy) effectuées sur des films polycristallins [9]. Les résultats sont synthétisés dans la figure V.10 extraite de la référence [9]. Les données UPS y ont été complétées par des résultats plus anciens, tirés de mesures de capacité effectuées à une seule fréquence [10-11], suggérant une absence d'états de surface entre 0,2 et 0,8 eV sous la bande de conduction.

<figure><img src="image_70.png" /></figure>

**Figure V.10:** Représentation de la distribution d'états de surface dans la bande interdite de SnO₂ pour différentes électrodes (SnO₂ ; SnO₂ : Sb ; SnO₂ : Ru) estimée à partir de mesures UPS et de capacité, d'après la référence [9]. La position des états est repérée par la chute de tension ΔUsc à travers la charge d'espace dans l'oxyde, ce qui est justifié compte tenu du niveau de dopage des échantillons considérés (N< 10<sup>20</sup> cm⁻³).

La figure V.10 montre la présence d'une distribution d'états entre 0 et 0,3 eV sous la bande de conduction, et d'une autre distribution augmentant exponentiellement à partir de 0,7 eV, toutes les deux indépendantes de la présence ou non de l'antimoine. En présence de ruthénium, le profil est profondément modifié, avec une forte densité d'états démarrant depuis la
bande de conduction. Dans la référence [9], l'origine physicochimique de ces états et leur densité respective n'est pas précisée. Les données de la figure V.10, essentiellement déduites de mesures en ultravide ne semblent pas aisément comparables à nos propres résultats obtenus en milieu liquide (Fig. V.9).

Dans une revue récente sur le matériau SnO₂, centrée sur les propriétés de surface en relation avec la catalyse ou la détection de gaz, il est fait état d'un nombre relativement limité de travaux en ce domaine si l'on compare, par exemple, à ceux sur TiO₂ [12]. L'origine de cette différence réside, semble-t-il, dans l'absence de disponibilité commerciale de monocristaux de SnO₂ permettant des études physiques fines, basées essentiellement sur des techniques de photoémission électronique en ultravide. Concernant l'effet de l'incorporation de l'antimoine, celui-ci agit comme dopant sous la forme Sb⁵⁺ en substitution de Sn⁴⁺ dans le réseau de SnO₂. Il est connu qu'il peut coexister sous la forme Sb³⁺ qui tend à ségréger à la surface en créant des états de surface agissant comme pièges à électrons [8]. Selon la littérature, ces états seraient plutôt situés dans le tiers inférieur de la bande interdite, à proximité de la bande de valence et donc non identifiables à ceux que nous avons observés dans ce travail. Un autre facteur gouvernant les propriétés de surface de SnO₂ est la double valence (II et IV) de l'étain, permettant des transformations réversibles entre des surfaces comportant des cations Sn⁴⁺ et des surfaces réduites comportant des cations Sn²⁺, ces deux situations étant associées à un environnement en oxygène différent. Toutefois, il a été montré pour des surfaces (110), (100) et (101), que les états de surface associés à des surface réduites et à des défauts induits par des lacunes d'oxygène étaient situés très bas dans la bande interdite [12]. Un autre élément à prendre en considération est l'interaction de l'eau avec la surface de SnO₂. Il a été montré que les molécules d'eau sont désorbées à partir de 150°C, tandis que les groupements hydroxyles, plus stables, ne désorbent qu'entre 250 et 500°C [13]. L'hydrolyse progressive de la surface de SnO₂ en contact avec un électrolyte aqueux (1M KCl) a été mise en évidence par la chute du rendement quantique avec le temps d'immersion d'un film SnO₂ sensibilisé par de la rhodamine [14]. Dans ce même travail, la présence de groupements OH à la surface a été confirmée par spectroscopie infrarouge par réflexion.

De cet examen de la littérature existante, en l'absence de comparaison précise, on peut conclure, au moins provisoirement, que les états de surface que nous avons détectés, correspondraient à des sites Sn-OH, et éventuellement Sb-OH pour les électrodes SnO₂:F/Sb, résultant des interactions H₂O/SnO₂ compte tenu des propriétés acido-basique de la surface de l'oxyde. L'ancrage de la SAB à la surface de l'oxyde d'étain aurait lieu via ce type de sites.
V.3. Conclusion

L'analyse faite à partir de mesures de la capacité interfaciale nous a permis de montrer
l'existence et de caractériser les états de surface formés à l'interface SnO₂/électrolyte, en
l'absence de réactions faradiques (pas de dégagement de chlore, ni d'oxygène), en l'absence ou
en présence de SAB. Ces états électroniques sont la signature de liaisons chimiques à la surface
de l'oxyde d'étain. Elles représentent environ 0,5 à 4% de la totalité des sites à la surface de
l'oxyde. Pour un élément dopant donné, le nombre de sites concernés est maximum après
adsorption de SAB sur la surface préalablement hydroxylée. Il est trois fois plus élevé dans le cas
du dopage à l'antimoine comparé à celui au fluor. Un inconvénient de cette approche est que
nous n'avons pas d'identification chimique fiable de la nature de ces états, seulement la
présomption de sites Sn-OH et Sb-OH. Une possibilité a été démontrée dans la littérature : il
s'agit de l'utilisation de l'effet SERRS (Surface Enhanced Resonance Raman Scattering) pour
identifier des liaisons covalentes formées entre des complexes organiques et une surface d'oxyde
d'étain [15]. Le procédé nécessite le dépôt d'une fine (5 nm) couche d'argent à la surface pour
produire l'effet SERRS. Cette technique pourrait être envisagée dans les travaux futurs.
Références du chapitre V

<footnote n="1">¹ S.R. Morrison, « Electrochemistry at semiconductor and oxidized metal electrodes”, Plenum, New York (1980).</footnote>

<footnote n="2">² P. Allongue, H. Cachet, J. Electrochem. Soc. **132** (1985) 45.</footnote>

<footnote n="3">³ W.P. Gomes, « Semiconductor electrolyte junctions », dans « L'interface semiconducteur / électrolyte », CNRS, Ecole d'hiver, Aussois, 1984, p. 113.</footnote>

<footnote n="4">⁴ B.A. Boukamp, Solid State Ionics, **20** (1986) 31. Logiciel « Equivalent circuit », Université de Twente (Pays-Bas), (1989).</footnote>

<footnote n="5">⁵ H. Cachet, J. Stoch, A. Kowal, “Characterization of highly doped tin dioxide polycrystalline layers by AFM, XPS and AES”, 3rd European Congress on Catalysis (EuropaCat-3), J. Haber, K. Dyrek and J.M. Lagan editors, Institute of Catalysis and Surface Chemistry, Cracovie (Pologne), Abstracts vol.2, p. 493 (1997).</footnote>

<footnote n="6">⁶ B. Correa-Lazano, Ch. Comminellis, A. De Battisti, J. Electrochem. Soc. **143** (1996) 203.</footnote>

<footnote n="7">⁷ D. Szczuko, J. Werner, S. Oswald, G. Behr, K. Wetzig, Appl. Surf. Sci. **179** (2001) 301.</footnote>

<footnote n="8">⁸ V. Dusastre, D.E. Williams, J. Phys. Chem. B **102** (1998) 6732.</footnote>

<footnote n="9">⁹ W. Badawy, K. Doblhfer, I. Eiselt, H. Gerischer, S. Krause, J. Melsheimer, Electrochim. Acta **29** (1984) 1623.</footnote>

<footnote n="10">¹⁰ F. Möller, R. Memming, Ber. Bunsenges. Phys. Chem. **76** (1972) 469.</footnote>

<footnote n="11">¹¹ D. Elliott, D.L. Zellmer, H.A. Laitinen, J. Electrochem. Soc. **117** (1970) 1343.</footnote>

<footnote n="12">¹² M. Batzill, U. Diebold, Progress in Surf. Sci. **79** (2005) 47.</footnote>

<footnote n="13">¹³ E.W. Thornton, P.G. Harrison, J. Chem Soc. Faraday Trans. I **71** (1975) 2468.</footnote>

<footnote n="14">¹⁴ B. Bressel, H. Gerischer, Ber. Bunsenges. Phys. Chem. **87** (1983) 398.</footnote>

<footnote n="15">¹⁵ B.B. Kaul, R.E. Holt, V.L. Schlegel, T.M. Cotton, Anal. Chem. **60** (1988) 1580.</footnote>
# CHAPITRE VI

MISE EN EVIDENCE DES PROPRIETES ANTIBACTERIENNES ACQUISES PAR SnO₂ APRES TRAITEMENT ELECTROCHIMIQUE
# Chapitre VI: Mise en évidence des propriétés antibactériennes acquises par SnO₂ après traitement électrochimique

## VI.1. Introduction

Nous avons vu dans le chapitre IV que les deux techniques d'analyse, XPS et MEB-EDX, révèlent la présence de chlore (voire de brome lors de l'utilisation d'eau de mer) et l'absence de sodium dans la couche organique déposée sur SnO₂ lors de la production de HClO en présence de protéines. Ces résultats suggèrent la formation de groupements chloramine connus comme ayant une action biocide. En effet, l'acide hypochloreux, formé lors de l'étape de la polarisation, peut donner des chloramines en réagissant avec les fonctions amine des acides aminés [1] selon la réaction suivante [2-3] :

$$RNH_2 + HOCl \rightarrow RNHCl + H_2O \quad (VI.1)$$

Le transfert du chlore (Cl(+I)) aux composés organiques azotés peut s'effectuer par transfert direct en substituant (H) par (Cl) [4], le chlore conserve alors son caractère oxydant.

Au cours de ce chapitre, dans un premier temps, nous nous attacherons à vérifier la présence de tels groupements. La caractérisation de ces derniers sera assurée par spectroscopie UV-visible grâce à l'emploi du réactif d'Ellman (TNB : 5 thio-2-nitrobenzoic acid) [5-6]. Une approche semi-quantitative sera également présentée.

Dans un deuxième temps, le caractère antibactérien des surfaces de SnO₂ polarisées en présence de protéines et de chlorures sera démontré par le suivi de la croissance bactérienne sur ces surfaces, d'une part, par microscopie électronique à balayage (MEB) et, d'autre part, par microscopie à fluorescence (coloration).

## VI.2. Caractérisation des groupements chloramine

### VI.2.1. Mise en évidence des chloramines

Nous allons mettre en évidence les chloramines avec l'utilisation du réactif TNB obtenu par addition de DTNB (5,5'-dithiobis (2-nitobenzoic acid)) [7] à une solution de
cystéine [8] (voir le schéma I.7 [9] dans le chapitre I et la réaction VI.2). Le TNB réagit avec les chloramines pour reformer le DTNB (réaction VI.3).

$$
\begin{array}{l}
\text{DTNB} + 2 \text{Cys} \rightarrow 2 \text{TNB} + \text{cystine} \qquad (\text{VI.2}) \\
\text{R-NH-Cl} + 2 \text{TNB} \rightarrow \text{R-NH}_2 + \text{DTNB} + \text{Cl}^- + \text{H}^+ \qquad (\text{VI.3})
\end{array}
$$

Expérimentalement, nous avons préparé deux solutions ; la première est une solution
de DTNB 10⁻³ M et la deuxième une solution de cystéine 2.10⁻³ M. Ensuite, un volume égal
de chacune des solutions est ajouté à une solution tampon de pH 7,4.

La réaction produit une couleur jaune intense et l'absorbance est mesurée dans une
cuve de trajet optique 1 cm (figure VI.1, spectre B). Le spectre A reporté sur la figure VI.1
correspond à la solution de DTNB.

<figure><img src="image_71.png" /><figcaption>**Figures VI.1 :** Spectres d'absorbance UV-visible d'une solution de DTNB (A), et d'une solution de TNB (B).</figcaption></figure>

Après la préparation du réactif TNB, nous avons rempli trois cuves dans lesquelles ont été ajoutées (1) de la protéine (SAB), (2) une lame de verre recouverte de SnO₂ non traitée et (3) une autre lame préalablement traitée électrochimiquement (polarisée à 1,5 V/ECS pendant 4 heures dans une solution de NaCl 0,5M et 1 mg/mL en SAB). Concernant la lame de SnO₂ traitée, elle a été immergée successivement pendant 30 s, 2 min et 5 min, jusqu'à réaction complète des molécules de TNB présentes dans la cuve.

La figure VI.2 présente les spectres enregistrés pour ces trois échantillons ; la courbe (a) représente la solution initiale de TNB ; la courbe (b) représente le spectre obtenu après ajout de l'albumine ; enfin, le spectre (c) a été obtenu après immersion de la lame de
SnO₂ non traitée. On remarque que ces trois spectres sont superposés. Les spectres (d), (e) et (f) correspondent à la lame de SnO₂ polarisée et SAB adsorbée. On remarque une diminution de l'absorbance à 412 nm qui correspond au TNB et l'augmentation de celle-ci à 324 nm qui correspond au DTNB.

Ces résultats nous permettent de dire que le réactif TNB réagit parfaitement avec les protéines modifiées et immobilisées sur la surface de SnO₂, ce qui explique, qu'après 5 min (spectre f) d'immersion, on a reformé le DTNB (voir la réaction (VI.2)). On en conclut donc que des liaisons chloramine sont bien présentes au sein du dépôt organique formé sur la surface de SnO₂ lors du dégagement de HClO en présence de protéines.

<figure><img src="image_72.png" /><figcaption>**Figures VI.2:** Spectres d'absorbance UV-visible de la solution de TNB (a) sans ajout, (b) après ajout d'albumine, (c) après immersion d'une lame de SnO₂ non traitée, (d), (e), (f) après immersions successives pendant respectivement 30 s, 2 min et 5 min d'une lame traitée électrochimiquement (voir texte).</figcaption></figure>

### VI.2.2. Approche quantitative

Le but de cette étude était de déterminer le nombre moyen de liaisons chloramine formées par entité de SAB immobilisée sur la surface de SnO₂ polarisée.

Le dépôt organique formé lors de la polarisation de SnO₂ en présence d'ions chlorure et de protéines a été retiré mécaniquement de la surface, broyé puis pesé avant d'être mis en contact avec une solution de TNB. La figure VI.3 montre les spectres obtenus pour la solution de TNB initiale et après ajout de la poudre et solubilisation à l'obscurité pendant 30 minutes et 45 minutes (la solution de TNB n'est pas très stable).
La concentration du réactif TNB était de 2,1.10⁻⁴ M. Pour la mesure du spectre de référence, nous avons utilisé une cuve de 0,5 cm de trajet optique et, afin de le comparer avec les autres spectres, on a multiplié la DO par 2 (Figure VI.3). Puis, nous avons solubilisé la masse récupérée de la SAB (0,0028g) dans 6,4 mL de solution TNB. En comparant les deux spectres (b) et (c) correspondant à deux temps t₁ (30 min) et t₂ (45 min) respectivement, on remarque une nette diminution de la densité optique pour la longueur d'onde 412 nm qui correspond au TNB, et une augmentation de celle-ci pour la longueur d'onde 324 nm qui correspond au DTNB.

Le nombre de liaisons chloramine ayant réagi a été estimé à partir du spectre (c). Selon la réaction (VI.3), 2 moles de TNB réagissent avec une mole de chloramine. D'après la loi de

Beer-lambert (DO = ε.l.c), on obtient $c = \frac{\Delta DO}{2.ε.l}$

Sachant que ΔDO = 1, ε = 14100 M⁻¹.cm⁻¹ [10] et l = 1 cm, on calcule c = 3,5. 10⁻⁵ M d'où, pour un volume de 6,4 mL, n = 2, 3 10⁻⁷ mol de chloramines.

Le nombre de moles de SAB (masse molaire : 66000 Da) présent dans les 0,0028g récupéré est de 4,2.10⁻⁸ mol, on en déduit que le nombre moyen de liaisons chloramine est de 5,4 par entité de SAB immobilisée sur la surface de SnO₂. Cette valeur semble faible compte tenu que la SAB comprend 17 His et 59 Lys (voir tableau IV.3). Cette étude préliminaire doit être affinée. Les principaux problèmes d'ordre expérimental sont la solubilisation des agrégats et la stabilité de la solution de TNB.

<figure><img src="image_73.png" /><figcaption>Figures VI.3: Spectres d'absorbance UV-visible : de la solution initiale de TNB (—) ; après respectivement 30 min (---) et 45 min (....) de solubilisation de la poudre récupérée.</figcaption></figure>
VI.3. Propriétés antibactériennes de la surface SnO$_{2}$ [11]

Après avoir établi la présence de groupements chloramine, nous nous proposons de tester le caractère antibactérien d'une surface SnO$_{2}$, en présence ou non du film organique. Ces expériences ont été faites en collaboration avec le laboratoire Biomécanique et Génie médical (UMR 6600) de l'Université de Technologie de Compiègne. Pour cela, nous avons préparé des échantillons de films SnO$_{2}$, immergés en circuit ouvert ou polarisés anodiquement dans des milieux chlorurés (eau de mer naturelle ou solutions de NaCl), en présence ou non de protéines. Tous les résultats présentés dans le chapitre IV montrent qu'il y a formation d'un film organique épais (agrégation) sur la surface de SnO$_{2}$. Notre but dans ce chapitre est d'étudier l'effet de ce film organique sur la colonisation bactérienne de SnO$_{2}$. Pour cela, nous avons utilisé une souche d'Escherichia coli (E. coli) comme bactérie modèle. Dans le cadre de cette étude, nous avons utilisé deux techniques d'observation : la microscopie électronique à balayage (MEB) et la microscopie à fluorescence (MF).

VI.3.1. Colonisation de surfaces “non modifiées”

Afin d'étudier l'adhésion bactérienne de *E. coli* sur différents substrats, divers échantillons (i) SnO$_{2}$, (ii) thermanox (matériau traité pour la culture de cellules et considéré comme un matériau de référence) et (iii) une lame de verre, tous trois non conditionnés par un film organique, ont été immergés dans une suspension bactérienne de charge bactérienne 5 × 10$^{7}$ UFC/mL (Unités Formant des Colonies/mL). Après 17 heures de contact à 37 °C, les échantillons sont rincés à la verticale à l'aide de PBS puis observés par les deux techniques, MEB et MF. Pour les observations MEB, les échantillons sont immergés pendant 1 heure dans un fixateur (3% glutaraldéhyde tampon Rembaum pH = 7,4) dans le but de fixer les bactéries sur les surfaces, puis séchés dans une étuve à 10% de CO$_{2}$ et 95% d'humidité. En moyenne, 15 photos (grossissement 5000) ont été prises par échantillon à des endroits différents pour obtenir une information moyenne sur les concentrations superficielles, suffisamment représentative.

Les résultats obtenus pour les trois témoins sont reportés sur la figure VI.4. Ces photos montrent clairement que les différents substrats sont colonisés par les bactéries.
<figure><img src="image_74.png" /><figcaption>**Figure VI.4:** Images de différents substrats après 17h de contact avec une suspension de 5. 10⁷ Escherichia coli/mL obtenues par MEB (à gauche) et par microscopie à fluorescence (à droite). Les spots rouges et verts correspondent respectivement à des bactéries endommagées et non endommagées.</figcaption></figure>
## VI.3.2. Adhésion de E. coli sur un film SnO₂ polarisé en l'absence de protéines

Afin d'étudier le rôle du film organique vis-à-vis de l'adhésion bactérienne sur l'électrode SnO₂, nous avons polarisé les électrodes dans deux milieux différents, NaCl 0,5 M et l'eau de mer, sans ajout de SAB, pendant 1h30. La figure VI.5 montre que la surface est bien colonisée par des bactéries, et qu'il existe des bactéries non endommagées (couleur verte) et des bactéries endommagées (couleur rouges).

<figure><img src="image_75.png" /></figure>

**Figure VI.5:** Images obtenues par fluorescence de films de SnO₂ immergés dans ; (A) : NaCl 0,5M et (B) : l'eau de mer, après avoir été polarisés à E = +1,5 V/ECS pendant 1h30.

## VI.3.3. Adhésion de E. coli sur un film SnO₂ en circuit ouvert en présence de SAB

Les études présentées dans le chapitre IV nous ont permis de montrer l'accrochage de la matière organique à la surface de SnO₂, même en circuit ouvert. Pour les tests de colonisation bactérienne présentés ci-après, nous avons choisi deux concentrations différentes 0,1 (1 mg/mL) et 0,05% (0,5 mg/mL) de SAB.

La figure VI.6 présente les résultats relatifs à un échantillon de SnO₂ simplement immergés pendant trois jours dans NaCl 0,5M en présence de 0,1% d'albumine.
<figure><img src="image_76.png" /></figure>

**Figure VI.6:** Images obtenues par MEB (gauche) et par fluorescence de films SnO₂ traité dans NaCl 0,5M pendant 3 jours en présence de 1mg/mL de SAB puis mis au contact d'une suspension bactérienne. Les spots rouges (verts) correspondent à des bactéries mortes (vivantes) respectivement.

Les résultats de la figure VI.6 montrent clairement que l'existence d'un voile biologique sur une surface qui a été immergée dans une solution contenant des protéines et des chlorures, mais qui n'a pas subi un traitement électrochimique préalable sous polarisation anodique, ne possède aucun caractère antibactérien, quelle que soit la concentration en volume de la SAB et quel que soit le milieu choisi. La suite de notre étude consiste donc à vérifier si une surface d'oxyde d'étain qui a été polarisée anodiquement en présence de SAB en milieu salin présente, ou non, un effet antibactérien.

### VI.3.4. Adhésion de E. coli sur des films SnO₂ ayant été polarisés anodiquement en présence de SAB

#### VI.3.4.1. Milieu artificiel en présence de l'albumine SAB

Dans un premier temps, nous avons travaillé dans le milieu NaCl 0,5M en présence de 0,1 et 0,05% d'albumine. Après polarisation, nous avons montré qu'un film organique renfermant des liaisons chloramine est présent sur la surface. Pour chaque technique d'observation, on a préparé des échantillons séparés. Les observations MEB montrent que l'adsorption des protéines n'est pas uniforme, avec la formation d'agrégats, qui résultent d'une interaction forte entre la protéine et l'acide hypochloreux [12] formé lors de la polarisation anodique. La comparaison des images obtenues après polarisation anodique à E = +1,5 V/ECS (Fig. VI.7) avec celles obtenues pour des électrodes non polarisées (Fig. VI.6) montre un effet spectaculaire de la polarisation sur la colonisation bactérienne de la surface.
<figure><img src="image_77.png" /></figure>

**Figure VI.7:** Images de SnO₂ traité électrochimiquement (2 heures à +1,5 V/ECS dans une solution contenant NaCl 0,5M + 0,1% de SAB) après incubation en présence de bactéries. Images obtenues par microscopie électronique à balayage (à gauche) et par microscopie à fluorescence (à droite).

<figure><img src="image_78.png" /></figure>

**Figure VI.8:** Images de E. coli obtenues par microscopie électronique à balayage (A,B) et par microscopie fluorescence (C,D) après 2 heures de polarisation à +1,5 V/ECS dans une solution contenant NaCl 0,5M + 0,05% d'albumine SAB.
Pour confirmer ces résultats, nous avons choisi une autre concentration en albumine en conservant le même milieu. La figure VI.8 montre les images obtenues par microscopie électronique à balayage et par microscopie à fluorescence dans le milieu NaCl 0,5M et 0,05% en albumine. Ces images prouvent clairement qu'après un traitement électrochimique (polarisation anodique) en présence simultanément de protéines et d'ions chlorure, les surfaces des films SnO₂ acquièrent un caractère antibactérien.

L'ensemble des résultats est regroupé dans le tableau VI.1. Ce tableau comprend : le nombre moyen de bactéries par image MEB et la densité bactérienne correspondante, après 17 heures de contact avec la surface SnO₂ à 37 °C. Les résultats obtenus montrent clairement qu'après la polarisation anodique à E = +1,5 V/ECS en présence de la SAB et d'ions chlorure, pour les deux concentrations en volume choisi en SAB (0,05 et 0,1%), le nombre de bactéries est inférieur, de 20 à 150, par rapport aux valeurs constatées sur les témoins (TMX, SnO₂ non polarisé).

<table><caption>**Tableau VI.1 :** Nombre moyen de bactéries par image MEB et densité bactérienne mesurés sur divers échantillons après incubation à 37°C pendant 17 h en présence de 5.10⁷ bacteria/mL. Pré-traitement : (a) et (b) SnO₂ immergé pendant 54 heures dans une solution NaCl 0,5M et 0,1% et 0,05% de SAB respectivement ; (c) et (d) SnO₂ polarisé à 1,5V pendant 2h dans une solution NaCl 0,5M et 0,1% et 0,05% de SAB respectivement.</caption><thead><tr><th>Echantillon</th><th>TMX</th><th>SnO<sub>2</sub></th><th>SnO<sub>2</sub></th><th>SnO<sub>2</sub></th><th>SnO<sub>2</sub></th></tr></thead><tbody><tr><td>Pré-traitement</td><td>-</td><td>a</td><td>b</td><td>c</td><td>d</td></tr><tr><td>Nombre de bactéries par image MEB</td><td>34</td><td>31</td><td>25</td><td>1,5</td><td>0,2</td></tr><tr><td>Densité de bactéries (10<sup>6</sup>/cm<sup>2</sup>)</td><td>4,7</td><td>4,3</td><td>3,5</td><td>0,21</td><td>0,03</td></tr></tbody></table>

### VI.3.4.2. Eau de mer en présence d'albumine SAB

Le paragraphe précédent a mis en évidence qu'une surface d'oxyde d'étain ayant été polarisée anodiquement en présence de matière organique (SAB) et d'ions chlorure n'est que faiblement colonisée par les bactéries. Après avoir travaillé dans un milieu artificiel, nous avons reproduit le même type d'expériences dans l'eau de mer, en gardant les mêmes
concentrations en albumine, sachant que l'eau de mer est un milieu complexe. Le protocole expérimental utilisé a été le suivant : on a polarisé une électrode SnO₂ pendant 2 heures dans l'eau de mer naturelle contenant 0,1% (1 mg/ml) d'albumine SAB. Après les deux heures de polarisation, l'électrode a été rincée trois fois 10 minutes à l'eau bidistillée. La même démarche expérimentale que précédemment a été suivie pour la croissance bactérienne. Une première série d'expériences a été conduite dans l'eau de mer pour une concentration en volume de SAB de 1 mg/mL. La figure VI.9 montrent les images obtenues par microscopie à fluorescence pour deux concentrations en albumine, 0,5 et 1 mg/mL. Les deux images de cette figure correspondant à deux échantillons différents montrent bien que la surface est exempte presque totalement de bactéries.

<figure><img src="image_79.png" /><figcaption>**Figure VI.9:** Images obtenues par microscopie à fluorescence après 2 heures de polarisation à +1,5 V/ECS dans l'eau de mer + 0,1 (à gauche) et 0,05% (à droite) d'albumine SAB.</figcaption></figure>

### VI.3.4.3. Effet des ions bromure sur l'adhésion bactérienne en présence de SAB

Il est connu que les substances bromées sont désinfectantes et peuvent être utilisées comme une alternative au chlore. Dans les piscines, le brome est utilisé contre la formation des algues, des bactéries et des odeurs. En France, il a été utilisé comme désinfectant de l'eau depuis les années 1930. Il y a donc un parallèle très fort entre l'action désinfectante du chlore et celle du brome.

Après avoir détecté la présence des ions bromures par les techniques XPS et EDX sur le film SnO₂ dans l'eau de mer sous polarisation anodique et vérifié qu'il y avait bien
adsorption de protéines SAB sur le film SnO₂ dans les mêmes conditions expérimentales (chapitre IV), on a voulu étudier l'effet du film organique formé sous polarisation anodique vis-à-vis de l'adhésion bactérienne.

Dans un premier temps, nous avons polarisé une surface de SnO₂ dans le milieu NaBr 0,5M en l'absence de SAB. Après deux heures de polarisation à E = +1,23 V/ECS, on a placé l'échantillon dans une suspension bactérienne à 10⁷ bactéries/mL pendant 24 heures à 37 °C. La figure VI.10A montre clairement que la surface est totalement recouverte par les bactéries, ce qui veut dire que la surface ne possède aucun caractère antibactérien dans ces conditions. Dans un deuxième temps, on a immergé, en circuit ouvert, une surface SnO₂ dans une solution contenant NaBr 0,5M et 0,1% (1 mg/mL) de SAB pendant 3 jours. Les résultats présentés dans la figure VI.10B sont similaires à ceux illustrés par la figure VI.10A : les bactéries sont bien étalées sur la surface du matériau dans les deux cas.

<figure><img src="image_80.png" /><figcaption>**Figure VI.10:** Images de *E. coli* obtenues par microscopie à fluorescence pour des films SnO₂ immergés dans : (A) 0,5M NaBr sans SAB polarisé pendant 2 heures à +1,23 V/ECS, (B) NaBr 0,5M + 0,1% SAB, en circuit ouvert, pendant 3 jours.</figcaption></figure>

Dans la première partie de ce chapitre, nous avons pu mettre en évidence la formation d'un effet antibactérien pour une surface de SnO₂ polarisée anodiquement en présence d'ions chlorure et de protéines SAB en formant des chloramines. Nous avons voulu reprendre les mêmes expériences mais cette fois, dans une solution ne contenant que des ions bromure en lieu et place des ions chlorure. Le but est de vérifier s'il est possible de former un composé à caractère antibactérien, du type bromamine [13-14]. D'après la littérature, il est connu que l'acide hypobromeux HBrO formé par oxydation des ions bromure réagit préférentiellement
avec l'acide aminé Tyrosine [15], alors que l'acide hypochloreux HClO réagit de préférence avec d'autres acides aminés tel que les Lysines [16], Cystéine et Méthionine [17].

Nous avons polarisé deux échantillons de SnO₂ dans une solution de NaBr 0,5M et 1 mg/mL de SAB pendant 2 heures. Après rinçage à l'eau bidistillée, ils ont été mis au contact d'une suspension bactérienne pendant 24 heures à 37 °C. Les observations par microscopie à fluorescence mettent en évidence la quasi-absence de bactéries pour ces surfaces traitées électrochimiquement, au contraire de surfaces de SnO₂ simplement immergées ou polarisées anodiquement mais en l'absence de SAB.

## VI.4. Conclusion

Les résultats obtenus au cours de ce chapitre démontrent que l'anodisation d'un film de SnO₂ dans un milieu chloruré (et/ou bromé) renfermant de l'albumine pouvait être un traitement efficace pour obtenir une **protection antibactérienne**. La première partie de ce chapitre nous a permis de caractériser la **présence des groupements chloramine** sur des films SnO₂ qui ont été polarisés à 1,5 V/ECS dans un milieu salin (NaCl 0,5M) et en présence de l'albumine (1 mg/mL) par rapport à de l'albumine pure et un film SnO₂ non traité en utilisant le réactif d'Ellman (TNB).

Après avoir identifié et tenté de quantifier les liaisons chloramine, la deuxième partie était consacrée à la croissance bactérienne. Les résultats obtenus prouvent clairement que la croissance d'Escherichia coli sur la surface de SnO₂ électrochimiquement modifiée en présence de la protéine et d'ions chlorure est très inférieure à celle obtenue sur les échantillons traités électrochimiquement en absence de l'albumine et sur ceux simplement immergés dans une solution contenant de l'albumine et des ions chlorures. Ces résultats précisent les **propriétés antibactériennes acquises** par ces surfaces de SnO₂ traitées électrochimiquement, ces propriétés étant dues à la **présence de fonctions chloramine** au sein du dépôt organique.
Références du chapitre VI

<footnote n="1">¹ M. Tachikawa, T. Aburada, M. Tezuka, R. Sawamura, J. Water Research **39** (2005) 371.</footnote>

<footnote n="2">² A.C. Carr, J.J.M. Van den Berg, C.C. Winterbourn, Biochim. Biophys. Acta **1392** (1998) 254.</footnote>

<footnote n="3">³ A.V. Peskin, R.G. Midwinter, D.T. Harwood, C.C. Winterbourn, Free Radical Biology and Medicine **37** (2004) 1622.</footnote>

<footnote n="4">⁴ Z. Takats, K.J. Koch, R.G. Cooks, J. Anal. Chem. **73** (2001) 4522.</footnote>

<footnote n="5">⁵ E.L. Thomas, M.B. Grisham, M. M. Jefferson, J. Methods in Enzymology **132** (1986) 569.</footnote>

<footnote n="6">⁶ L.J. yan, M.G. Traber, H. Kobuchi, S. Matsugo, H.J. Tritschler, L. Packer, J. Biochem. Biophys. **327**, N° 2, March 15, (1996). 330.</footnote>

<footnote n="7">⁷ G. L. Ellman, Arch. Biochem. Biophys, **398** (1995) 117.</footnote>

<footnote n="8">⁸ M. D. Rees, D.I. Pattison, M.J. Davies, Biochem. J. **391** (2005) 125.</footnote>

<footnote n="9">⁹ O. Nekrassova, N.S. Lawrence, R.G. Compton, Electroanalysis **15** (2003) 1655.</footnote>

<footnote n="10">¹⁰ P. Eyer, F. Worek, D. Kiderlen, G. Sinko, A. Stuglin, V. Simeon-Rudolf, E. Reiner, Analytical **312** (2003) 224.</footnote>

<footnote n="11">¹¹ S. Haskouri, H. Cachet, J.L. Duval, C. Debiemme-Chouvy, Electrochem. Comm. **7** (2006) 1111.</footnote>

<footnote n="12">¹² A.L.P. Chapman, C.C. Winterbourn, S.O. Brennan, T.W. Jordan, A.J. Kettle, Biochem. J **375** (2003) 33.</footnote>

<footnote n="13">¹³ M.C.M. Vissers, A.C. Carr, A.L.P. Chapman, Biochem. J. **330** (1998) 131.</footnote>

<footnote n="14">¹⁴ R. Senthilmohan, A.J. Kettle, Archives of Biochemistry and Biophysics **445** (2006) 235.</footnote>

<footnote n="15">¹⁵ D.I. Pattison, M.J. Davies, Biochemistry **43** (2004) 4799.</footnote>

<footnote n="16">¹⁶ C.L. Hawkins, M.J. Davies, Biochem. J. **332** (1998) 617.</footnote>

<footnote n="17">¹⁷ C. L. Hawkins, M.J. Davies, Free Radical Biology and Medicine **39** (2005) 900.</footnote>
# CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES

Ce travail se situe dans le prolongement des travaux menés en partenariat avec IFREMER sur le développement d'un procédé permettant de protéger des biosalissures des fenêtres en verre immergées en milieu marin sur de longues périodes. Ce procédé repose sur l'oxydation électrochimique des ions chlorure effectuée sur une électrode transparente de dioxyde d'étain déposée en face avant de la fenêtre. Les campagnes de tests effectuées par IFREMER ont mis en évidence la persistance d'un effet protecteur après un temps d'utilisation sous polarisation anodique. Le but de notre étude était d'apporter des éléments de compréhension sur cet effet antisalissure acquis par le film SnO₂ après fonctionnement en régime d'oxydation des ions chlorure.

La première partie de l'étude a consisté à tenter de détecter la formation d'un composé de type hydroxochlorure d'étain, connu comme ayant un caractère biocide. Dans nos conditions expérimentales, ce type de composé n'a pu être mis en évidence. Il y a simplement formation d'intermédiaires de corrosion résultant de l'interaction des liaisons superficielles avec des espèces radicalaires OH° et Cl° électrogénérées. Sous polarisation anodique, ces intermédiaires sont en partie porteurs d'une charge positive. La neutralisation progressive de ces intermédiaires chargés après coupure de la polarisation permet de rendre compte de l'évolution temporelle du potentiel d'abandon. La surface de SnO₂ ainsi modifiée sous polarisation n'acquière aucun caractère antibactérien.

Le milieu marin est un milieu complexe. Il ne contient pas seulement des sels minéraux mais aussi de la matière organique. Dans la deuxième partie de ce travail, notre démarche a donc été d'étudier l'interaction de la matière organique avec la surface de SnO₂ dans un milieu salin (NaCl 0,5M et l'eau de mer). Les résultats obtenus par différentes techniques, analyses de surface (XPS et MEB), électrogravimétrie et analyses biochimiques, montrent qu'il existe une forte corrélation entre le dégagement de HClO et l'adsorption de la SAB à la surface de SnO₂. Nos résultats montrent explicitement qu'il n'y a pas d'effet direct du potentiel électrique. Les masses déposées en présence de HClO dépassent largement la monocouche.

Les résultats obtenus dans cette deuxième partie ont été complétés par des mesures de la capacité interfaciale. Ces mesures nous ont permis de montrer l'existence et de caractériser
des états de surface formés à l'interface $SnO_2$/électrolyte, en l'absence de réactions faradiques (pas de dégagement de chlore, ni d'oxygène), en l'absence ou en présence de SAB. Ces états électroniques sont la signature de liaisons chimiques à la surface de l'oxyde d'étain. Elles ne représentent que quelques pourcents de la totalité des sites atomiques présents à la surface de l'oxyde. Pour un élément dopant donné, le nombre de sites concernés est maximum après adsorption de SAB sur la surface préalablement hydroxylée. Il est trois fois plus élevé dans le cas du dopage à l'antimoine que dans celui du dopage au fluor. Cette approche, basée sur les propriétés semiconductrices du dioxyde d'étain, prouve que la SAB se fixe à la surface de l'oxyde par des liaisons covalentes. Toutefois, elle ne permet pas une identification chimique directe de la nature de ces états, sites qui seraient vraisemblablement des sites Sn-OH et Sb-OH.

Après avoir établi avec succès la présence de la matière organique sur la surface de $SnO_2$, nous avons montré que ce film organique est bien adhérent et que la modification induite par le chlore est stable avec le temps. La présence de chlore suggère la formation de groupements chloramine, qui pourraient conférer à la surface des propriétés antibactériennes. Dans la dernière partie de ce travail, nous avons mis en évidence, caractérisé et dosé de manière quantitative les groupements chloramine présents sur l'électrode $SnO_2$. Le caractère antibactérien a été clairement démontré par deux techniques, la microscopie à fluorescence et la microscopie électronique à balayage, sur des électrodes $SnO_2$ polarisées anodiquement en présence de l'albumine (SAB) et d'ions chlorure.

A l'issue de ce travail, les perspectives suivantes peuvent être proposées pour la poursuite des recherches dans ce domaine :

- Sur le plan expérimental, il faudra reprendre ces travaux dans l'eau de mer naturelle, ce qui impliquera des temps de polarisation allongés (deux semaines à un mois) afin de pouvoir former un film organique sur la surface. Dans les conditions de notre travail, nous avons pu diminuer les temps de polarisation (1 à 5 heures) en jouant sur la concentration en volume de la protéine.

- La protection antibactérienne concerne de nombreux types de matériaux et de multiples applications spécifiques. Dans le contexte du procédé antifouling CNRS-IFREMER, notre travail a été centré sur le dioxyde d'étain. Par la suite, d'autres matériaux conducteurs aptes à produire $HClO$ à leur surface pourront être
envisagés, par exemple les matériaux carbonés, largement concernés par des applications biomédicales. Le choix d'autres sources de matière organique pourra également être envisagé, en considérant des molécules plus simples que la SAB.

- Une autre voie de recherche serait de comparer plus en profondeur l'effet de l'acide hypobromeux (HBrO) avec celui de l'acide hypochloreux (HClO) sur l'adsorption de protéines ainsi que sur le caractère antibactérien.

- Enfin, un point important vis-à-vis des applications potentielles sera de déterminer la durée de vie des propriétés antibactériennes dues aux groupements chloramine immobilisés à la surface du matériau.
# ANNEXES
Annexe 1 :

Composition du tampon sample:

<table><tr><td>Tris 0.5M pH 6.8</td><td>1.25 ml</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>SDS 20%</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Bleu bromo<br>Phénol 0.05%</td><td>0.2 ml</td></tr><tr><td>H2O qsq 9.5 ml</td><td>6.05 ml</td></tr></table>

Pour le dosage de protéine est effectué selon le test « Bio-Rad DC protein » :

- Préparation de la solution A' : On ajoute 30 µl de solution S pour 1.5 ml de solution. Pour chaque échantillon il faudra 127 µl de solution A'.

- Préparation de la gamme étalon dans du tampon Laemmli (dilué au 1/5 dans du tampon Laemmli) avec une solution mère de BSA. (conservation de la solution mère pendant 60 jours à 4°C et 6 mois à -20°C).

<table><tr><td>Concentration protéique en mg/ml</td><td>0</td><td>0.2</td><td>0.5</td><td>0.75</td><td>1</td><td>1.3</td></tr><tr><td>Solution mère de BSA (1.42 mg/ml)</td><td>0 µl</td><td>14µl</td><td>35.2 µl</td><td>52.8 µl</td><td>70.4 µl</td><td>91.5 µl</td></tr><tr><td>Tampon Laemmli</td><td>100 µl</td><td>86 µl</td><td>64.8</td><td>47.2</td><td>29.6</td><td>8.5</td></tr></table>

- Préparation des dilutions des échantillons dans un volume final de 25 µl.

- Placer 25 µl d'échantillon ou de « points de la gamme étalon » dans un tube Eppendorf de 1.5 ml.

- Ajouter 125 µl « RC Reagent I » dans chaque tube, vortexer et laisser 1 min à TA
- Ajouter 125 µl « RC Reagent II » dans chaque tube, vortexer et centrifuger les tubes pendant 3 à 5 min à 15000g.

- Enlever le surnageant et bien sécher les tubes en les renversant sur un papier absorbant.

- Ajouter 127 µl de solution A' dans chaque tube et vortexer. Puis laisser incuber pendant 5 min à TA ou jusqu'à ce que le culot soit complètement dissous.

- Ajouter 1 ml de solution B à chacun des tubes, vortexer immédiatement près. Laisser à TA pendant 15 min.

- Lecture de la densité optique (D.O) à 750 nm après les 15 min d'incubation. L'absorbance est stable pendant une heure.
# Annexe 2 :

## 1. préparation des gels

- Mettre le peigne et marquer d'un trait 0.3 à 0.5 cm en dessous.

- Préparer le gel de migration (persulfate 20%). Dégazer le mélange pendant 15 minutes avant d'ajouter le persulfate et le TEMED.

- Pendant ce temps, vider l'eau qui se trouve à l'intérieur des plaques et sécher à l'aide d'un papier filtre.

- Déposer délicatement le gel de migration à l'aide d'une seringue, en évitant la formation de bulles. Placer le bout de la seringue au contact du bord des plaques.

- Rincer la seringue à l'eau

- Déposer à l'aide d'une seringue Hamilton 200 à 300 µl d'eau distillée, de façon à empêcher le gel d'être en contact avec l'air atmosphérique.

- Laisser polymériser environ 45 minutes (si persulfate 10%, la polymérisation dure 2H30).

- Préparer le stacking gel (pour deux gels, prendre les quantités indiquée pour un seul gel).

- Avant d'ajouter le TEMED, enlever l'eau et sécher le bord supérieur à l'aide d'un papier filtre.

- Poser le peigne et laisser couler le gel à l'aide d'une seringue en évitant la formation de bulles. Mettre le gel jusqu'en haut des plaques car en polymérisant, le gel se rétracte un peu.

- Laisser polymériser 30 à 40 minutes.

- Enlever les peignes et rincer les puits à l'eau distillée. Sécher sur un papier absorbant.

- Marquer d'un petit trait de feutre les puits qui ne pourront pas être utilisés (bulles).

- Monter les plaques dans la cuve à électrophorèse : fixer la partie supérieure marron, les molettes de fixation doivent être en position verticale. Enlever la partie inférieure. Si il n'y a qu'un seul gel, monter la plaque de plexiglas (marron) en vérifiant l'étanchéité du système.

- Préparer les échantillons : laisser dans l'eau bouillante les mélanges protéines + mercaptoéthanol pendant 5 minutes, puis vortexer.

- Déposer les échantillons : 20 µl des marqueurs de PM (dissoudre éventuellement le marqueur dans 100 µl d'eau distillée), puis 50 à 100 µl des échantillons (20 à 50
µg/puits) (seringue Hamilton). Pour les petits gels, 5 µg de protéines suffisent. Les dépôts doivent être dissymétriques.

- Verser du tampon de migration (tampon à électrophorèse) dans le bac principal jusqu'à quelques cm de hauteur.

- Placer le système portant les plaques dans la cuve et verser du tampon de migration dans la cuve supérieure de façon à recouvrir les deux demi bacs. Eviter que des bulles soient piégées dans le bas des plaques.

Gel de résolution à 7% et celle des puits à 4%

<table><thead><tr><th>Gel %</th><th>DDI H<sub>2</sub>O (ml)</th><th>30% Acrylamide/Bis Dégazé</th><th>Tampon gel</th><th>10% SDS W/V</th></tr></thead><tbody><tr><td>4%</td><td>6.1</td><td>1.3</td><td>2.5</td><td>0.1</td></tr><tr><td>7%</td><td>5.1</td><td>2.3</td><td>2.5</td><td>0.1</td></tr></tbody></table>

Tampon de gel de résolution 1.5M Tris HCl. pH 8.8 + 50µl persulfate + 5µl TEMED

Stacking Gels buffer 0.5M Tris HCl pH 6.8 + 50 µl persulfate + 10 µl TEMED.

## 2. Coloration au nitrate d'argent de gels électrophorétiques

- Désaliniser les échantillons protéiques

- Réaliser un gel SDS-PAGE en prenant soin d'utiliser des solutions et des récipients débarrassés de toute trace de chlore (eau milliQ)

- Préparer toutes les 5 solutions nécessaires à la coloration, sauf celle de glutaraldéhyde, de nitrate d'argent et le révélateur.

## 3. Solutions

- 0.25% AgNO<sub>3</sub> : 100 mg AgNO<sub>3</sub> dans 40 ml d'H<sub>2</sub>O milliQ (pour 1 gel)

- Révélateur : 20 ml de Na<sub>2</sub>CO<sub>3</sub> à 12.5% + 80 ml H<sub>2</sub>O + 40 µl formaldéhyde 37%

- Préchauffer le bain marie à 50°C

- Suivre le protocole suivant :
<table><thead><tr><td>Etape</td><td>Solutions</td><td>Temps (min)</td><td>Température (°C)</td></tr></thead><tbody><tr><td>1</td><td>50% ethanol, 10% Hac</td><td>2</td><td>50</td></tr><tr><td>2</td><td>10% ethanol, 5%Hac</td><td>2</td><td>50</td></tr><tr><td>3</td><td>10% ethanol, 5%Hac</td><td>4</td><td>50</td></tr><tr><td>4</td><td>8.3% glutaraldéhyde</td><td>10</td><td>50</td></tr><tr><td>5</td><td>10% ethanol, 5%Hac</td><td>3</td><td>50</td></tr><tr><td>6</td><td>10% ethanol, 5%Hac</td><td>5</td><td>50</td></tr><tr><td>7</td><td>Eau milliQ</td><td>2</td><td>50</td></tr><tr><td>8</td><td>Eau milliQ</td><td>2</td><td>50</td></tr><tr><td>9</td><td>0.25% nitrate d'argent</td><td>15</td><td>40</td></tr><tr><td>10</td><td>Eau milliQ</td><td>0.5</td><td>30</td></tr><tr><td>11</td><td>Eau milliQ</td><td>0.5</td><td>30</td></tr><tr><td>12</td><td>Révéléateur</td><td>0.5</td><td>30</td></tr><tr><td>13</td><td>Révéléateur</td><td>4</td><td>30</td></tr><tr><td>14</td><td>5% Hac</td><td>2</td><td>50</td></tr><tr><td>15</td><td>10%Hac, 5% glycérol</td><td>3</td><td>50</td></tr></tbody></table>

Avec Hac : acide acétique
## Résumé

L'oxydation électrochimique des ions chlorure produit l'acide hypochloreux qui est un oxydant puissant. Cette réaction est utilisée pour protéger, vis-à-vis des biosalissures, des dispositifs optiques immergés en milieu marin, la réaction se déroulant sur une électrode transparente en dioxyde d'étain $SnO_2$. Après une séquence sous polarisation, la fenêtre optique reste exempte de salissures pendant une à deux semaines. Une origine purement inorganique de cet effet via la formation d'hydroxochlorures d'étain a été d'abord examiné, puis rejetée. On a donc considéré une possible contribution de la matière organique ayant interagi avec l'acide hypochloreux produit sous polarisation. Ce dernier peut en effet réagir avec des molécules biologiques comme les protéines en les altérant. La Sérum Albumine Bovine (SAB) a été choisie comme protéine modèle. Son adsorption sur $SnO_2$ est étudiée *in situ* à l'aide d'une microbalance à quartz en fonction de la concentration volumique en SAB, de celle en ions $Cl^-$ et du potentiel appliqué. Sous polarisation à + 1,5 V/ECS, la SAB s'adsorbe notablement, avec un bon accord entre les mesures *in situ* par microbalance et *ex situ*, par des tests biologiques et des analyses XPS. Ces dernières révèlent la présence de chlore dans le film organique, suggérant la formation de groupements chloramine, qui pourraient constituer l'agent antisalissure. Le caractère antibactérien vis-à-vis de Escherichia Coli a été clairement démontré par deux techniques, la microscopie à fluorescence et la microscopie électronique à balayage, sur des électrodes $SnO_2$ polarisées anodiquement en présence de HClO, de l'albumine SAB et d'ions chlorure.

## Mots-clés :

Dioxyde d'étain ; adsorption de protéines ; acides hypochloreux ; biosalissures ; chloramines

## Abstract

Hypochlorous acid, a powerful oxidising agent, is readily obtained by electrochemical oxidation of chloride ions. This reaction is used to protect underwater optical instrumentation against biofouling, seawater electrolysis taking place at a conductive and transparent tin dioxide coating. After an anodic polarization sequence, the window was seen to remain free of biofouling for one or two weeks. A purely inorganic origin of this effect was firstly under consideration (as hydroxochloride formation) but it had to be ruled out. Another way is to consider the interaction of organic matter with hypochlorous species electrochemically produced. In this work, bovine serum albumin (BSA) was taken as a protein model. Quartz crystal microbalance (QCM) was used to study BSA adhesion on tin dioxide thin films as a function of BSA and chloride bulk concentrations, and of applied potential. At +1.5 V/SCE, the working conditions for active antifouling protection, BSA is found to be strongly adsorbed on $SnO_2$. A good agreement is obtained between *in situ* QCM measurements and *ex situ* biological tests and XPS analyses. The latter show that chlorine is present in the organic layer at the $SnO_2$ surface, suggesting the formation of chloramine groups with likely antifouling properties. The character antibacterial with respect to Escherichia Coli was clearly shown by two techniques, fluorescence microscopy and scanning electronic microscopy, on anodically polarized $SnO_2$ electrodes in the presence of HClO, of albumin BSA and ions chloride.

## Key words :

Tin dioxide; protein adsorption; hypochlorous acid; antifouling; chloramines