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Mémoire de thèse présenté pour l'obtention du
DIPLOME de DOCTORAT de l'INPL
Spécialité "Sciences Agronomiques"

par Anne-Laure Marchand

# Etude de la rhizodéposition chez le maïs :
Influence de la distribution des photo-assimilats aux racines et de la morphologie racinaire

Soutenu publiquement le 14 octobre 2003 devant la Commission d'examen

<table><tr><td>M. Jean-Bernard CLIQUET (Maître de Conférence, Université de Caen)</td><td>Rapporteur</td></tr><tr><td>M. Emmanuel FROSSARD (Professeur, Ecole Polytechnique Fédérale de Zurich)</td><td>Rapporteur</td></tr><tr><td>M. Philippe HINSINGER (Chargé de Recherche, INRA de Montpellier)</td><td>Examinateur</td></tr><tr><td>M. Christophe NGUYEN (Chargé de Recherche, INRA-ENSAIA Nancy)</td><td>Examinateur</td></tr><tr><td>M. Sylvain PLANTUREUX (Professeur, ENSAIA Nancy)</td><td>Examinateur</td></tr><tr><td>M. Christophe ROBIN (Chargé de Recherche, INRA-ENSAIA Nancy)</td><td>Examinateur</td></tr></table>

Service Commun de la Documentation
INPL
Nancy-Brabois
Remerciements

Je tiens à remercier en premier lieu le professeur **Armand Guckert**, Professeur
Emérite de l'ENSAIA, qui m'a donné l'opportunité de réaliser cette thèse.

Merci également à **Sylvain Plantureux**, Professeur à l'ENSAIA, qui a pris la relève et qui m'a fait confiance en me donnant la possibilité d'enseigner l'écophysiologie végétale pendant une année au sein de l'ENSAIA. Qu'il trouve ici le témoignage de mon profond respect.

Merci à **Christophe Robin**, Chargé de Recherche à l'INRA de Champenoux et directeur de thèse pour l'ensemble de ces 4 années. Je lui suis très reconnaissante pour sa grande disponibilité et son écoute, ainsi que pour ses conseils et ses encouragements.

Je remercie tout particulièrement **Christophe Nguyen**, Chargé de Recherche à l'INRA de Champenoux et co-directeur de ma thèse. Sa base de données bibliographiques et ses conseils judicieux ont été une source d'inspiration constante tout au long de ma thèse. Je n'oublierai pas non plus sa bonne humeur et sa disponibilité pour discuter et/ou faire des analyses statistiques avec moi.

J'exprime toute ma gratitude à **M. Emmanuel Frossard**, Professeur à l'Ecole Polytechnique Fédérale de Zurich et à **M. Jean-Bernard Cliquet**, Maître de Conférence à l'Université de Caen, pour avoir accepté de juger ce manuscrit en tant que rapporteurs.

Merci à M. Philippe Hinsinger, Chargé de Recherche à l'INRA de Montpellier, d'avoir bien voulu juger ce travail en tant qu'examineur.

Je remercie vivement **Avan Fuad-Hassan** et **Frédéric Henry** pour leur aide lors des récoltes et des manipules un peu lourdes à faire seule... ainsi que pour les discussions fructueuses lors des analyses statistiques de mes résultats. Merci également à **Patrice Marchal**, technicien du laboratoire, pour son aide lors des analyses des échantillons végétaux. Qu'ils acceptent ici le témoignage de mon amitié et de ma reconnaissance.

Un grand merci en particulier tous ceux qui m'ont initié à de nouvelles techniques :

- à **Emile Benizri**, professeur à l'ENSAIA, pour m'avoir initiée aux techniques de cultures hydroponiques stériles ;

- à **Marie-Béatrice Triboulot**, Chargé de Recherche à l'INRA de Champenoux, pour le prêt du dispositif MacRhizo® (analyse de la morphologie racinaire), et avoir pris le temps de m'expliquer le principe et le fonctionnement du logiciel;

- à **Gérard Burtin**, du CNRS de Nancy, pour m'avoir appris à quarter le sol utilisé dans mes expériences.
Je remercie aussi **Claude Bazard**, Chargé de Recherche à l'INRA de Mirecourt, qui a fourni à l'équipe le sol utilisé dans nos expériences.

Mes remerciements s'adressent également à :

- **Dominique Thiery** pour la fabrication des pots et les nombreux problèmes liés aux phytotrons,

- **Michel Philbert** pour les lyophilisations et la mise en place dans les serres des travaux pratiques que j'ai donné lors de ma dernière année de thèse. Il m'a permis de rédiger plus sereinement,

- **Phuy-Chhoy Vong** qui m'a conseillé en radioprotection lorsque les expériences le nécessitaient,

- **Thamara Olivier**, **Marie-France Susset** et **Anne-Marie Claude** pour leur soutien dans les tâches administratives et logistiques.

J'exprime toute ma sympathie à **Frank Pervanchon**, collègue et ami, qui a toujours été présent et disponible depuis le début de la thèse. Je tiens à le remercier ici pour le temps qu'il a su me consacrer, et la bonne humeur de notre bureau commun.

Pour la bonne humeur générale au sein du laboratoire, merci à **Ezékiel** et son cynisme débridé, à **Antoine** pour ses conversations cultivées, à **Séverine** et **Sophie** pour leur soutien pendant la rédaction, et enfin à **Fred** et **Sébastien** qui se sont lancés récemment dans l'élevage porcin virtuel.

Tous mes vœux de réussite aux doctorants du laboratoire, et particulièrement à **Fred**, **Vincent**, **Karine** et **Odile**. Bonne continuation !

A mes parents, qui m'ont soutenue moralement et financièrement jusqu'à ce que je puisse voler de mes propres ailes.

Enfin, un remerciement tout particulier à **Dimitri**, qui m'a soutenue pendant les moments les plus durs, à **Eglantine**, ma fille, qui est venue enrichir ma vie il y a déjà presque un an... et au prochain bébé qui sera là bientôt ! Tous les trois m'ont apporté une autre vision du monde et m'ont aidé à traverser plus sereinement les différentes épreuves de la thèse.
# Sommaire

Remerciements 1

Sommaire 3

Introduction 7

Synthèse bibliographique 10

I La rhizodéposition : aspects qualitatifs et quantitatifs 12

II..A Définitions 12

II..B Nature des rhizodépôts 12

II.B.1 Les exsudats 13

Définition 13

Composition 15

Fonctions 15

Réabsorption 16

II.B.2 Les sécrétions 18

Définition 18

Synthèse et sécrétion des mucilages 18

Composition 19

Fonctions 19

II.C Mesure de la rhizodéposition 20

II.C.1 Dispositifs d'étude de la rhizodéposition 20

Etude en sol 22

Etudes en conditions stériles : caractérisation et quantification du flux de rhizodéposition 27

II.C.2 Données quantitatives de rhizodéposition 28

II.C.3 Facteurs modifiant la rhizodéposition 29

Stade de développement 31

Concentration atmosphérique en CO₂ 32

Fertilisation azotée 33

II.C.4 Conclusion 34

II Modélisation de la rhizodéposition 35

II..A Modélisation de l'exsudation et de la réabsorption des composés solubles dans des systèmes hydroponiques. 36

II..B Modélisation de la rhizodéposition in situ. 40

II..C Conclusion sur les modèles de rhizodéposition 43

II..D Variables potentielles pour modéliser la rhizodéposition 43

II.D.1 La concentration en carbone soluble et la morphologie des racines 43
II.D.2 Variables liées à la quantité de sucres solubles présente dans les parties aériennes 46

II.D.3 Variables liées à la répartition des assimilats entre les parties aériennes et les racines 48

III Conclusion et perspectives de recherche 55

Matériels et Méthodes 60

I Matériel végétal et conditions de culture 60

I..A Matériel végétal 60

I..B Culture en sol 60

I..C Culture en hydroponie 62

I.C.1 Premier dispositif : tube en verre 62

I.C.2 Deuxième dispositif : pot en verre 65

I.C.3 Stérilisation du dispositif expérimental et des semences : 65

Stérilisation des dispositifs de culture sur billes de verre 65

Désinfection des graines de maïs 65

I.C.4 Conditions de développement 66

II Réduction de l'allocation d'assimilats aux racines 68

II..A Choix de la méthode 68

II..B Mise au point de la destruction partielle des vaisseaux de phloème de la tige 68

Coupes fines à main levée 70

Conséquence de la brûlure sur le prélèvement d'eau par les parties aériennes 70

Etude de l'activité métabolique des racines des plantes brûlées en conditions stériles 71

III Marquage ponctuel des parties aériennes au ¹⁴CO₂ 73

III..A Séparation hermétique du compartiment souterrain 73

III..B Marquage ponctuel des parties aériennes 77

III.B.1 Production du ¹⁴CO₂ dans l'atmosphère de l'enceinte 77

III.B.2 Maintien de l'activité spécifique dans la chambre 79

III.B.3 Fin du marquage 79

IV Récolte après le marquage 79

IV..A Parties aériennes et racines 81

IV.A.1 Parties aériennes 81

IV.A.2 Racines 81

IV..B_ Extraction de la fraction de carbone soluble et de l'amidon contenus dans les feuilles et les racines 83

IV..C Analyse du sol 83

IV.C.1 Protocoles de récolte du sol adhérant et du sol non adhérant 83

IV.C.2 Mesure de la biomasse microbienne 84

IV..D Billes et solution nutritive 86

V Cinétique d'exsudation du maïs en conditions stériles 86
VI. Analyses du ¹⁴C et du C total des échantillons 88

VI. A Analyses du C total 88

VI. A.1 Poudre des échantillons végétaux et de sol : 88

VI. A.2 Solutions : 88

VI. B Analyses du ¹⁴C 89

VI. B.1 Echantillons végétaux : 89

VI. B.2 Echantillons de sol : 89

VI. B.3 Solutions : 90

VI. C Expression des résultats concernant la radioactivité des compartiments 91

VI. C.1 ¹⁴Cᵢ (kBq) 91

VI. C.2 % RTRᵢ 91

VII Traitement des données 92

Influence de l'allocation des assimilats aux racines sur la rhizodéposition carbonée 93

I Mise au point de la destruction partielle des cellules du phloème sur une tige de maïs et étude de ses conséquences sur la plante 96

I. A Temps d'application du jet de vapeur 96

I. B Impact de la destruction partielle des cellules du phloème sur l'activité métabolique du système racinaire 97

I. B.1 Biomasses végétales 99

I. B.2 Respiration racinaire 99

I. B.3 Activité réductrice des sels de tétrazolium des racines 100

I. C Impact de la destruction partielle des cellules du phloème sur le prélèvement d'eau des parties aériennes 100

I. C.1 Biomasses végétales 102

I. C.2 Humidité et potentiel hydrique foliaire 102

I. D Conclusion 102

II Conséquences d'une réduction d'allocation d'assimilats aux racines sur la rhizodéposition en sol. 104

II. A Introduction 104

II. B Résultats 104

II. B.1 Biomasses des organes végétaux et teneur en amidon des racines 104

II. B.2 Bilan carboné 107

II. C Discussion 112

II. D Conclusion 114

Relations entre la concentration de composés solubles des racines, la morphologie racinaire et la rhizodéposition 116

I Introduction 116
<table><tr><td>.II Résultats</td><td>119</td></tr><tr><td>II..A Expérience 1</td><td>119</td></tr><tr><td>.II.A.1 Biomasses et données morphologiques des systèmes racinaires</td><td>119</td></tr><tr><td>.II.A.2 Assimilation du <sup>14</sup>CO<sub>2</sub> et répartition des assimilats</td><td>123</td></tr><tr><td>.II.A.3 Relation entre la quantité de rhizodépôts retrouvés dans le système de culture et les variables racinaires.</td><td>126</td></tr><tr><td>II..B Expérience 2</td><td>131</td></tr><tr><td>.II.B.1 Biomasses et données morphologiques des systèmes racinaires</td><td>131</td></tr><tr><td>.II.B.2 Cinétique de rhizodéposition</td><td>133</td></tr><tr><td>.II.B.3 Relation entre le flux net de rhizodéposition et les variables racinaires.</td><td>137</td></tr><tr><td>II..C Discussion et perspectives en vue de modéliser la rhizodéposition</td><td>138</td></tr><tr><td>.II.C.1 Elaboration d'un modèle simple de rhizodéposition in vitro</td><td>139</td></tr><tr><td>.II.C.2 Paramétrage du modèle</td><td>142</td></tr><tr><td>.III Discussion</td><td>142</td></tr><tr><td>.IV Conclusion</td><td>145</td></tr><tr><td>Conclusions générales et perspectives</td><td>146</td></tr><tr><td>Références bibliographiques</td><td>150</td></tr><tr><td>Table des illustrations</td><td>163</td></tr><tr><td>.I Liste des figures</td><td>163</td></tr><tr><td>.II Listes des tableaux</td><td>169</td></tr><tr><td>.III Listes des photographies</td><td>172</td></tr><tr><td>Annexes</td><td>173</td></tr></table>
Introduction

La rhizosphère est définie comme étant le volume de sol soumis à l'influence des racines vivantes. Ce mot a pour origine rhiza, terme grec désignant la racine, et sphère, qui dénote un environnement ou une aire d'influence. Le concept de rhizosphère a été proposé dès 1904 par Lorentz Hiltner, professeur et microbiologiste du sol au Collège Technique de Munich en Allemagne, qui avait constaté un développement microbien plus important à proximité des racines par rapport au reste du sol. Le volume rhizosphérique représente une fraction très variable du sol, selon les écosystèmes considérés (Coleman et al., 1978).

La libération des composés organiques par les racines vivantes dans le sol, désignée par le processus de rhizodéposition (Shamoot et al., 1968), est spécifique à la rhizosphère et contribue notamment à enrichir le sol en matière organique (Lespinat et al., 1975; Guckert et al., 1992). Une analyse de la littérature indique que l'apport annuel au sol par cette voie représente de 0,8 à 2,2 tonnes de carbone par hectare et par an (Barber et Martin, 1976; Johnen et Sauerbeck, 1977; Merckx et al., 1985; Keith et al., 1986) et jusqu'à 40 % de l'assimilation nette de C par la plante (Whipps, 1987; Kuzyakov et Domanski, 2000). Ces composés organiques carbonés libérés par les racines sont désignés sous le terme générique de rhizodépôts. La quantité et la nature des rhizodépôts varient en fonction de nombreux facteurs comme le stade de développement des plantes, la zone racinaire considérée et les paramètres environnementaux (Curl et Truelove, 1986). D'après la littérature, ils sont essentiellement composés de sucres simples, d'acides aminés et organiques (90 %) et de polysaccharides (5 %) (Nguyen, 2003).

Les rhizodépôts ont un rôle trophique majeur car ils servent de substrats pour le développement de la microflore du sol. Ainsi, la densité et l'activité des microorganismes sont augmentées dans la rhizosphère (Hiltner, 1904; Curl et Truelove, 1986). Certains rhizodépôts en faible concentration ont un rôle structurant sur les communautés qui les identifient comme signaux moléculaires (Buée et al., 2000; Debelle et al., 2001; Savka et al., 2002). Ainsi, les rhizodépôts favorisent le développement de bactéries de type PGPR (Plant Growth-Promoting Rhizobacteria, (Kloepper et Schroth, 1978) qui stimulent la croissance végétale en produisant des substances de croissance ou en limitant l'action des agents phytopathogènes (Bally et al., 1999). En stimulant l'activité microbienne tellurique, les rhizodépôts peuvent accélérer la
biodégradation des pesticides dans les sols (Erickson et al., 1994; Buyanovsky et al., 1995; Fang et al., 2001a; Marchand et al., 2002). Enfin, les rhizodépôts ont un rôle structurant pour le sol. Par exemple, les polysaccharides libérés par les racines augmentent la stabilité des agrégats (Guckert et al., 1975). Ils contribuent de plus à l'augmentation de la capacité d'échange cationique et donc au stock de cations disponibles pour la plante et ils interviennent dans la complexation des métaux (Mench, 1985).

Les micro-organismes du sol étant les moteurs du fonctionnement des sols, leur stimulation par les rhizodépôts confère des enjeux agro-environnementaux très importants aux études sur la rhizosphère, comme la dynamique de la matière organique du sol ou la santé des plantes.

L'ensemble des travaux relatifs à la thèse s'est déroulé au sein de l'équipe « Rhizosphère » du laboratoire Agronomie et Environnement de l'Ecole Nationale Supérieure d'Agronomie et des Industries Alimentaires de Nancy (U.M.R. 12/1121 INRA-INPL (ENSAIA)). La thèse s'inscrit dans une démarche plus globale de l'équipe dont l'objectif est de quantifier, caractériser et modéliser la rhizodéposition de plantes d'intérêt agronomique pour ensuite envisager de pouvoir orienter, via les rhizodépôts, le développement et le fonctionnement des communautés ou populations microbiennes. Il s'agit également de prendre en compte le fonctionnement rhizosphérique, permettant de définir ou d'affiner des pratiques agricoles respectueuses de la qualité des sols en entretenant le pool de matières organiques et de la biomasse microbienne (Guckert et al., 1975; Boeuf et al., 1993; Boeuf-Tremblay et al., 1995; Nguyen et al., 1999; Nguyen et Guckert, 2001; Todorovic et al., 2001).

Actuellement, malgré la profusion de travaux relatifs à la rhizodéposition, les mécanismes de la rhizodéposition restent à clarifier. La multiplicité des études sur la rhizosphère va généralement de pair avec une hétérogénéité des conditions expérimentales et de l'expression des résultats. Aussi, aucune conclusion définitive n'a-t-elle été émise sur les processus intrinsèques à la plante qui régissent la rhizodéposition. Dans ce contexte, l'objectif de la thèse est de comprendre pourquoi un système racinaire libère des quantités variables de composés organiques. La démarche proposée consiste à identifier des variables relatives à la plante qui régissent la libération des rhizodépôts par les racines dans le sol. Enfin, une approche de modélisation de la rhizodéposition est proposée.
La plante modèle utilisée pour cette étude est le maïs au stade végétatif. Cette plante est choisie car elle a été beaucoup étudiée sur le plan agronomique, physiologique et écophysiologique et elle présente une forte rhizodéposition à ce stade de développement. De plus, le maïs constitue une des plantes modèles de l'équipe. Ainsi, il est possible de discuter les résultats obtenus à partir des connaissances déjà acquises par l'équipe ou disponibles dans la littérature scientifique.

Ce mémoire débute par un bilan des connaissances sur la rhizodéposition permettant d'étayer les hypothèses de notre travail. Les matériels et méthodes utilisés sont ensuite succinctement exposés. Enfin, les principaux résultats obtenus sont présentés puis discutés. Une conclusion générale synthétisant le travail et ses perspectives est proposée en fin de document.
Synthèse bibliographique

Depuis l'introduction du concept de rhizosphère par Hiltner, de nombreux travaux de recherche dans des disciplines variées (microbiologie, environnement, agronomie, physiologie, science du sol...) ont été conduits pour comprendre le fonctionnement de cette interface particulièrement complexe entre la plante, le sol, les micro-organismes et la microfaune. Même si, comme nous le verrons dans ce chapitre, les connaissances ont progressé, il n'en reste pas moins que des progrès doivent encore être accomplis sur le fonctionnement intégré de la rhizosphère. Ainsi, la quantification des flux de carbone vers la rhizosphère et les variables explicatives de la libération de C par les racines doivent être précisées pour maîtriser ces flux et pour orienter le fonctionnement rhizosphérique *via* les micro-organismes.

L'objectif de la synthèse bibliographique est de rassembler les connaissances actuelles sur la rhizodéposition afin d'exposer la problématique de la thèse et de formuler les hypothèses de travail. Dans un premier temps, nous aborderons les caractéristiques des rhizodépôts et les dispositifs expérimentaux qui permettent de les quantifier. Dans l'objectif d'élaborer un modèle de rhizodéposition, nous nous intéresserons ensuite aux variables racinaires qui peuvent modifier la quantité de rhizodépôts libérée dans le milieu extérieur.
<figure><img src="image_1.png" /><figcaption>Figure 1 : Différents mécanismes impliqués dans la libération des rhizodépôts par les cellules racinaires vivantes, d'après Neumann et Römheld, 2001.</figcaption></figure>
# I La rhizodéposition : aspects qualitatifs et quantitatifs

## II.A Définitions

Une multitude de composés organiques est libérée par les racines vivantes dans la rhizosphère : ce sont les rhizodépôts sensu stricto. Le processus de libération des rhizodépôts est nommé rhizodéposition.

Certaines difficultés méthodologiques ne permettent pas de distinguer la fraction de rhizodépôts minéralisée par la microflore du sol. Aussi, certains auteurs emploient-ils le terme rhizodépôts en incluant la respiration rhizosphérique (respiration des racines + celle de la minéralisation des rhizodépôts).

Dans la suite de cet exposé, nous employerons les termes rhizodépôt et rhizodéposition dans leur strictes définitions. Lorsque la quantification des rhizodépôts inclut la respiration rhizosphérique, nous le préciserons.

Dans le paragraphe suivant, nous présentons les différentes catégories de rhizodépôts, leur mode de libération et leurs fonctions démontrées ou supposées. Au vu des difficultés rencontrées pour quantifier la rhizodéposition et ses composantes, nous insisterons sur les techniques permettant de mesurer ou estimer ces différents flux de C rhizosphérique (intérêt, limites...). Les facteurs qui modifient la rhizodéposition seront ensuite brièvement évoqués.

## II.B Nature des rhizodépôts

La composition des rhizodépôts, leurs propriétés chimiques et leurs modes de libération sont divers (Figure 1), ce qui rend leur classification difficile. Nous nous basons sur la classification proposée par Rovira et al. (1979) qui distinguent les composés organiques libérés selon des mécanismes de transport actif ou passif et ceux qui résultent du renouvellement des cellules racinaires.
Cette classification distingue :

- les **exsudats sensu stricto**. Les exsudats sont libérés passivement par les racines suivant une cinétique de diffusion en réponse à un gradient de concentration.

- les **sécrétions**, qui représentent les composés libérés par les racines de façon active selon un processus métabolique. Elles incluent les enzymes et des polysaccharides comme les **mucilages**.

- le **mucigel**. Il représente le matériel gélatineux présent à la surface des racines, au niveau de la zone d'élongation et d'absorption (Jenny et Grossenbacher, 1963). Le mucigel est constitué de mucilages racinaires dégradés par la microflore du sol, de cellules microbiennes et de produits de synthèse microbiennes, associés aux colloïdes du sol.

- les **lysats**, composés issus de l'autolyse des cellules racinaires sénescentes.

La proportion de chaque type de rhizodépôts est variable en fonction de l'espèce, du stade phénologique et des conditions de culture employées. De plus, la plupart du temps, il est impossible de distinguer les sécrétions de faible poids moléculaire des exsudats. Néanmoins, on estime généralement qu'au stade végétatif, les rhizodépôts carbonés majoritaires sont les exsudats et les sécrétions (Nguyen, 2003). Par conséquent, seules les caractéristiques liées aux exsudats et aux sécrétions seront décrites dans cette partie.

## II.B.1 Les exsudats

### Définition

Les exsudats, au sens strict du terme, sont des composés solubles dans l'eau et de faibles masses moléculaires, qui diffusent passivement vers le milieu extérieur. Ainsi, la quantité d'exsudats libérée par les racines dans le sol dépend directement du gradient de concentration de composés solubles entre l'intérieur et l'extérieur des racines. Ce gradient est maintenu à la fois par la fourniture de composés solubles aux tissus racinaires et par la dégradation des exsudats dans le sol.
<figure><img src="image_2.png" /></figure>

Figure 2 : Représentation simplifiée des sites de production des différentes classes de rhizodépôts le long d'une racine, d'après Rovira *et al.* (1979).
Les sites de libération des exsudats sont importants car ils déterminent la localisation et la distribution des micro-organismes dans la rhizosphère (Grayston et al., 1996; Semenov et al., 1999). Les exsudats se trouvent majoritairement à proximité des apex racinaires (Figure 2). En effet, la diffusion des exsudats s'effectue principalement à l'arrière de l'apex racinaire, au niveau de la zone d'elongation, des poils absorbants et des ramifications (McDougall et Rovira, 1970; McCully et Canny, 1985).

## Composition

Les exsudats sont essentiellement constitués de sucres (Jones et Darrah, 1993b; Bret-Harte et Silk, 1994; Aulakh et al., 2001). Les exsudats peuvent représenter de 0,3 à 0,8% du carbone provenant de l'assimilation nette, par plante et par jour (Rovira, 1969). La composition des exsudats varie en fonction des espèces végétales et des conditions environnementales.

A titre d'exemple, l'analyse des composés exsudés par le maïs dans de l'eau déminéralisée indique une proportion de 94% de glucides et 6% de protéines (Bacic et al., 1986). Boeuf-Tremblay et al. (1995) trouvent une teneur en sucre de 4 à 5 mg par gramme de racine sèche, contre 1 à 2 mg par gramme de racine sèche d'acides aminés.

## Fonctions

Les exsudats sont impliqués dans de nombreux processus, incluant l'acquisition de nutriments (Dinkelaker et al., 1997; Neumann et Römheld, 1999; Rengel et Römheld, 2000), les associations plante/micro-organismes (Pinior et al., 1999; Zhang et al., 2000), la régulation de la croissance des plantes (Einhelling et al., 1993), et la détermination des structures des communautés microbiennes dans la rhizosphère (Fang et al., 2001b; Marschner et al., 2001; Whipps, 2001).

A titre d'exemple, le rôle des acides organiques présents dans les exsudats ont été particulièrement étudiés (Ryan et al., 2001). Il a été démontré qu'ils jouaient un rôle important dans l'acquisition du phosphore (Xu et al., 1989; Lan et al., 1995; Kamh et al., 1998). Les acides organiques interviennent également dans la régulation de la biodisponibilité des métaux lourds dans le sol (Römheld et Awad, 2000), comme par exemple la complexation
de l'aluminium, processus qui réduit sa phytotoxicité (Luo *et al.*, 1999; Yang *et al.*, 2000; Kidd *et al.*, 2001).

Le transport des acides organiques de la racine vers le sol est encore mal compris. Récemment, il a été démontré qu’en cas de stress environnemental comme une carence en phosphore ou en fer, des transporteurs membranaires facilitent la diffusion des acides organiques du cytoplasme vers le milieu extérieur (Jones, 1998).

Réabsorption

Certains transporteurs membranaires couplés à des pompes à protons permettent à la plante de réabsorber à la fois des sucres et des acides aminés (Bush *et al.*, 1996). Ainsi, des plantes cultivées *in vitro* réabsorbent activement les sucres et les acides aminés présents dans la solution de culture (Soldal et Nissen, 1978; Xia et Saglio, 1988; Jones et Darrah, 1994; 1996). Cet influx peut avoir une influence non négligeable sur le flux net d'exsudation lorsque les plantes sont cultivées en conditions hydroponiques stériles. Cet aspect sera détaillé lorsque nous aborderons les modèles de rhizodéposition en conditions stériles.

Néanmoins, l'impact de cette réabsorption en conditions non stériles, et *a fortiori* au champ, n'a pas été déterminé. Les avis sont partagés. Il semble toutefois que la réabsorption *in situ* soit un phénomène mineur. En effet, il existe :

- une forte réabsorption des rhizodépôts solubles en hydroponie. En effet, les composés libérés par les racines diffusent dans la solution de culture et sont activement réabsorbés par l'ensemble des racines.

- une biodégradation des rhizodépôts par les micro-organismes qui maintient le gradient de concentration entre la racine et la solution du sol et donc augmente le phénomène de diffusion des exsudats. En effet, il a déjà été montré que le prélèvement du glucose du sol par les micro-organismes est plus efficient que celui des racines (Nguyen et Guckert, 2001).

- une stabilisation des composés organiques sur les particules du sol (adsorption/complexation).

Dans tous les cas, l'ensemble des mesures effectuées dans ces conditions permet d'appréhender uniquement des flux net de rhizodéposition (i.e. efflux moins influx).
<figure><img src="image_3.png" /></figure>

Figure 3 : Représentation schématique du système endomembranaire des cellules, d'après Raven *et al.* (2000).
## .II.B.2 Les sécrétions

### Définition

Ce terme regroupe les composés dont la libération hors de la racine met en jeu un transport actif. La quantité de sécrétions dépend de la capacité racinaire à fournir l'énergie nécessaire au processus actif de sécrétion. Les produits sécrétés comprennent à la fois des composés de faibles masses moléculaires (vitamines) et des composés de masses moléculaires élevées, comme des enzymes et des mucilages. Les mucilages sont sécrétés essentiellement par les cellules de la coiffe racinaire (Guckert et al., 1975). Chez le sorgho, des mucilages sécrétés par les poils absorbants des racines ont également été mis en évidence (Werker et Kislev, 1978).

### Synthèse et sécrétion des mucilages

La synthèse des mucilages est initiée dans le réticulum endoplasmique (Jones et Morré, 1967; Rougier, 1976). Les molécules sont ensuite transportées dans des vésicules de transition jusqu'au dictyosome (Figure 3). Différentes étapes de la synthèse de ces polysaccharides sont réalisées dans des citernes successives du dictyosome (Raven et al., 2000). Ainsi, les polysaccharides sont transportés étape par étape jusqu'à la face de maturation à l'aide de vésicules navettes, puis sécrétés par des vésicules à la surface de la cellule. Le déplacement de ces vésicules du réseau trans-Golgi vers la membrane plasmique paraît dépendre de la présence de filaments d'actine (Raven et al., 2000). Ainsi, une couche de mucilages est fréquemment observée sur la surface des racines (Oades, 1978), et plus particulièrement au niveau des apex (Samsevich, 1965; Read et Gregory, 1997). Cette sécrétion se situe essentiellement au niveau des racines ayant une croissance active (Oades, 1978). En moyenne, le taux de sécrétion des polysaccharides a été évalué chez le maïs au stade végétatif à 34 mmole par gramme de matière sèche racinaire et par heure (Jones et Darrah, 1995).
## Composition

Les mucilages sont principalement constitués de polysaccharides polymérisés (Guckert et al., 1975) constituant un réseau fibrillaire et granuleux (Guckert et al., 1975; Foster, 1982), auxquels s'ajoutent des acides uroniques et des protéines (Rougier, 1981; Morel et al., 1987). La composition des polysaccharides varie en fonction de l'espèce végétale. Ainsi, Cortez et Billes (1982) ont trouvé du galactose, du fucose, du glucose, du mannose, du ribose, du xylose et de l'arabinose dans le mucilage du maïs. Néanmoins, les proportions entre chaque sucre peuvent varier en fonction des conditions et des méthodes de culture différentes (Morel, 1985; Osborn et al., 1999). Chez le maïs, les mucilages ont un poids moléculaire supérieur à $2.10^6$ daltons et une densité de $1,6 \text{ g.cm}^3$ (Paull et al., 1975). Ils ont une teneur en carbone de 39%, un rapport C/N de 64 (Mary et al., 1993), et une forte teneur en fucose (Chaboud, 1983).

Du fait de sa structure, l'ensemble des mucilages est parfois considéré comme étant insoluble (Tremblay-Boeuf, 1995). Néanmoins, il semble qu'une grande partie du mucilage puisse se solubiliser (Chaboud et Rougier, 1981; Chaboud, 1983; Jones et Darrah, 1993a). En effet, la viscosité du mucilage de maïs est d'autant plus faible qu'il est peu concentré et que la température est élevée (Read et Gregory, 1997; Read et al., 1999). Ainsi, à une concentration de $0,7 \text{ mg.mL}^{-1}$, la viscosité du mucilage est de $2,1 \text{ mPa s à 20°C}$, contre $3,3 à 5°C$ (Read et Gregory, 1997). Néanmoins, pour atteindre une telle concentration, le mucilage est collecté sur plusieurs apex de radicules, centrifugé puis concentré par évaporation. En conditions hydroponiques, la température de culture est généralement supérieure à $20°C$ et les concentrations de mucilage dans la solution nutritive sont de l'ordre du $\mu g.mL^{-1}$ (Groleau-Renaud, 1998). Dans ce cas, la majorité du mucilage est solubilisé.

## Fonctions

Des investigations suggèrent que les mucilages sont impliqués dans le maintien du contact racine-sol. D'une part, les groupements acides (-COO⁻) présents dans les mucilages se fixent sur les cations, en particulier ceux des argiles (Jenny et Grossenbacher, 1963; Guckert et al., 1975), ce qui favorise la stabilité des agrégats du sol (Czarnes et al., 2000). D'autre part, les mucilages sont particulièrement importants lorsque la plante est soumise à des
conditions de sécheresse (Read *et al.*, 1999). Ainsi, les mucilages stabilisent le sol contre la déstructuration provoquée par les cycles d'humectation-dessiccation (Morel *et al.*, 1991; Traore *et al.*, 2000). Cette stabilisation est due à une augmentation des forces de liaison entre les particules et en diminuant la vitesse de dessiccation des sols (Read et Gregory, 1997; Czarnes *et al.*, 2000). En effet, la plasticité de l'hydratation des mucilages est importante. En conditions artificielles, la teneur en eau des mucilages peut atteindre jusqu'à 100000 % de leur poids sec (McCully et Boyer, 1997). Chez le maïs, l'hydratation du mucilage des racines nodales augmente de 450% lorsque le potentiel hydrique varie de -11 MPa à -0,01 MPa (McCully et Boyer, 1997).

Les mucilages facilitent aussi la diffusion des nutriments du sol vers la racine (Uren et Reisenauer, 1988; Uren, 2001). Enfin, les mucilages ont aussi une action lubrifiante, permettant ainsi à la racine de progresser dans le sol en limitant les blessures mécaniques causées par les particules de sol (Samsevich, 1965; Boeuf *et al.*, 1993; Boeuf-Tremblay *et al.*, 1995).

## II.C Mesure de la rhizodéposition

Pour appréhender la quantité de rhizodépôts libérée par les racines dans la rhizosphère, différentes méthodes sont employées.

### .II.C.1 Dispositifs d'étude de la rhizodéposition

Afin de doser et d'étudier la composition biochimique des rhizodépôts, de nombreux auteurs ont travaillé en conditions hydroponiques stériles. Ainsi, les rhizodépôts ne sont ni adsorbés sur les composants du sol comme les argiles (Guckert *et al.*, 1975), ni dégradés par les micro-organismes (Griffin *et al.*, 1976; Kraffczyk *et al.*, 1984; Groleau-Renaud, 1998). Néanmoins, pour se rapprocher des conditions existant au champ, d'autres travaux ont été effectués en sol en conditions non stériles.
<figure><img src="image_4.png" /><figcaption>Figure 4 : Organisation de l'opéron *lux* issu de *Vibrio fischeri*. L'opéron contient *luxI* suivi de 5 gènes indispensables pour la production de lumière (*luxCDABE*) et d'un gène additionnel d'une fonction encore inconnue (*luxG*). Les gènes *luxA* et *luxB* codent les sous-unités α et β de la luciférase, respectivement.</figcaption></figure>
## Etude en sol

Actuellement, plusieurs méthodes sont utilisées dans le but de quantifier les rhizodépôts libérés *in situ*. Une méthode récente, qui reste prospective, consiste à inoculer des bactéries génétiquement modifiées pour rendre compte de la quantité d'un ou de plusieurs rhizodépôts dans la rhizosphère (Killham et Yeomans, 2001).

Un plasmide contenant l'opéron *lux* issu de *Vibrio fischeri* (Figure 4) est inséré dans des bactéries du genre *Pseudomonas*. Une fois les gènes *luxA* et *luxB* traduits, la luciférase produite se combine avec de la luciférine et réagit avec l'oxygène pour former l'oxyluciférine énergétiquement instable. Le retour à la stabilité passe par l'émission d'un photon, dont la longueur d'onde dépend de la structure du complexe luciférine/luciférase. La bioluminescence produite par les bactéries transformées est proportionnelle à la métabolisation des composés étudiés (Yeomans *et al.*, 1999). Ainsi, la quantité de ces rhizodépôts serait fortement corrélée à la quantité de fluorescence mesurée le long des racines (Darwent *et al.*, 2003). Une des limites de cette méthode est que les sucres dosés peuvent provenir de sources autres que les rhizodépôts, comme par exemple la dégradation des parois bactériennes.

Bien que de nouvelles méthodes soient prospectées, l'utilisation de marqueurs, comme le ¹⁴C ou le ¹³C, reste l'outil le plus utilisé pour différencier l'origine des composés carbonés présents dans le sol (Kuzyakov et Domanski, 2000). Deux approches sont généralement utilisées pour tracer les rhizodépôts : l'analyse des variations de l'abondance naturelle au ¹³C de la matière organique du sol (Cheng *et al.*, 2000; Kuzyakov et Cheng, 2001) et le marquage des photoassimilats de la plante en enrichissant l'atmosphère par du ¹⁴CO₂ ou du ¹³CO₂ (Kuzyakov et Domanski, 2000; Toal *et al.*, 2000; Warembourg et Estelrich, 2001).

### 1. Utilisation de l'abondance naturelle du ¹³C.

Cette méthode repose sur l'existence d'une discrimination isotopique pour le ¹³C dans les processus photosynthétiques entre les plantes de type C₃ et celles de type C₄. Cette particularité induit une différence de composition isotopique relative (δ¹³C) de leur tissus végétaux (Smith et Epstein, 1971) et de leurs composés organiques libérés sous forme de rhizodépôts. Par conséquent, lorsqu'une plante de type C₄ est cultivée sur un sol ayant un antécédent cultural de type C₃, le δ¹³C de la matière organique du sol, initialement proche du δ¹³C des plantes en C₃ se rapproche progressivement de celui des plantes en C₄. En fonction
de la composition isotopique de la matière organique, il est donc possible d'estimer la quantité de carbone libéré par les racines dans le sol (Balesdent et Balabane, 1992; Quian et Doran, 1996; Rochette et al., 1999). A titre d'exemple, à l'aide de cette technique, Quian et Doran (1996) estiment à 894 kg C.ha⁻¹ la quantité de carbone retrouvée dans le sol sous forme de résidus (rhizodépôts + débris racinaires) après 16 semaines de culture de maïs.

La plus grande limite de cette méthode est une faible résolution temporelle. Les plantes doivent être cultivées suffisamment longtemps pour induire une variation de composition isotopique relative, ce qui ne permet pas de travailler sur des pas de temps courts (Deleens et al., 1994). Dans ce cas, il est nécessaire d'utiliser des traceurs isotopiques pour marquer les assimilats.

## 2. Marquage des assimilats de la plante.

Cette méthode consiste à incorporer un traceur dans les tissus végétaux par les processus de photosynthèse et de suivre son acheminement dans les organes de la plante, la respiration rhizosphérique, le sol et les micro-organismes. Le traceur permet ainsi de mettre en évidence la dynamique des assimilats dans le système plante/sol. Pour cela, les parties aériennes des plantes sont séparées du compartiment souterrain (sol et racines) et exposées à une atmosphère enrichie par l'un des isotopes du ¹²C : le ¹¹C, le ¹³C ou le ¹⁴C.

Le ¹¹CO₂ est peu utilisé puisque sa demi-vie est extrêmement courte, de l'ordre de 20 minutes, et ne permet pas de mesurer le flux de carbone sur du long terme.

Dans la plupart des cas, c'est le ¹⁴CO₂ qui est utilisé pour marquer les photo-assimilats. Cette utilisation courante est due :

- à sa demi-vie de 5730 ans, qui permet lorsque l'on calcule le bilan carboné de s'affranchir de la décroissance de la radioactivité au cours de l'expérience ;

- à une utilisation et une détection plus souple que le ¹³C et le ¹¹C, ainsi qu'à un faible coût des analyses suite au marquage.

Le ¹⁴C peut être incorporé par les parties aériennes dans les assimilats de façon continue sur une longue période (i.e. plusieurs semaines) pour marquer l'ensemble du carbone de la plante (Johansson, 1992b; Liljeroth et al., 1994; Van der Krift et al., 2001), ou de façon ponctuelle (i.e. quelques minutes ou quelques heures). Dans le cas d'un marquage ponctuel,
les résultats obtenus rendent compte de la dynamique du transfert d'assimilats récents dans le système plante/sol (Meharg et Killham, 1990; Swinnen, 1994). L'ensemble du carbone n'étant pas marqué uniformément, les mouvements de carbone provenant des réserves et du renouvellement des tissus dont l'origine est antérieure au marquage ne peuvent être étudiés dans ce cas. Il faut alors envisager des doubles marquages ($^{13}$CO$_2$ puis $^{14}$CO$_2$, ou inversement).

La quantité de radioactivité mesurée dans un compartiment (organes végétaux, sol, biomasse microbienne...) est exprimée en Bq. Elle traduit la force de puits du compartiment. D'autres paramètres sont également employés pour rendre compte de la radioactivité des différents compartiments :

* le coefficient de répartition du $^{14}$C (%RTR) : c'est la quantité de radioactivité du compartiment rapportée à celle de radioactivité totale retrouvée dans l'ensemble du système plante/sol. Ce coefficient de répartition traduit la capacité d'un compartiment à mobiliser les assimilats. Il nous renseigne donc sur la force de puits relative du compartiment et dépend à la fois de la taille du compartiment et de son activité métabolique (Cralle et Heichel, 1985).

* l'activité spécifique (AS) : c'est la radioactivité du compartiment étudié rapportée à sa masse de carbone (Bq.mg$^{-1}$ C). Cette variable rend compte de l'activité métabolique du compartiment, comme la croissance et la mise en réserve des assimilats. Ce paramètre permet de comparer les vitesses de croissance ou l'activité métabolique de différentes parties d'une même plante (Warembourg et Kummerov, 1991).

* l'activité spécifique relative (ASR) : il s'agit dans ce cas de pondérer l'activité spécifique du compartiment par celle du système total. Ce paramètre, sans unité, est utilisé pour comparer l'activité métabolique de certains compartiments (feuilles, racines, sol...) de plantes ayant des tailles et/ou des assimilations différentes (Cralle et Heichel, 1985; Robin et al., 1987; Todorovic et al., 1999; Todorovic, 2000).
<figure><img src="image_5.png" /></figure>

Figure 5 : Répartition du carbone marqué dans les différents compartiments du système plante/sol après son assimilation par les parties aériennes, d'après Swinnen (1994).
Il est difficile, voire impossible de quantifier les rhizodépôts puisque la fraction de rhizodépôts minéralisée par les micro-organismes du sol n'est pas distinguable de la respiration racinaire (Figure 5). De plus, cette fraction dépend à la fois des conditions environnementales et de la nature des rhizodépôts. Ainsi, une fraction des rhizodépôts facilement assimilable est immédiatement biodégradée (Barber et Lynch, 1977; Warenbourg, 1982), alors qu'une autre fraction plus complexe présente une vitesse de minéralisation plus lente (Morel et al., 1991) puisqu'elle doit être préalablement dégradée par des enzymes extracellulaires (Warenbourg et Billes, 1979; Darrah, 1991b). Afin de résoudre ce problème, plusieurs auteurs ont tenté d'estimer la contribution relative des activités respiratoires racinaire et microbienne au sein de la respiration rhizosphérique (Paul et Warenbourg, 1973; Helal et Sauerbeck, 1991; Johansson, 1992a; Cheng et al., 1993; Swinnen, 1994; Todorovic, 2000; Todorovic et al., 2001). Nous allons en détailler deux exemples.

Helal et Sauerbeck (1989;1991) ont inhibé l'activité microbienne à l'aide d'antibiotiques et mesuré ainsi la respiration racinaire. Comparé à un milieu de culture sans antibiotique, ils en déuisent la part relative de la respiration rhizo-microbienne. Les résultats obtenus montrent que cette respiration contribue à 76 % de la respiration rhizosphérique chez le haricot et à 84 % chez le maïs (Helal et Sauerbeck, 1989). Néanmoins, ces résultats sont discutables puisque :

- les antibiotiques n'éliminent pas la totalité des bactéries rhizosphériques,

- ils peuvent agir directement sur le métabolisme racinaire, et modifier par conséquent la respiration des racines.

Swinnen (1994) a simulé une rhizosphère modèle en suivant la minéralisation par la microflore rhizosphérique de composés plus ou moins dégradables qui simulent les rhizodépôts. En comparant la respiration de ces rhizodépôts modèles avec la respiration rhizosphérique, il en déduit que la respiration rhizo-microbienne représente entre 4 et 9 % de la respiration rhizosphérique chez le blé et entre 5 et 13 % chez l'orge. Néanmoins, le postulat selon lequel le fonctionnement de la rhizosphère n'est pas perturbé par l'ajout des rhizodépôts modèles est contestable (Todorovic, 2000).
Ces deux exemples montrent que l'estimation de la respiration rhizo-microbienne oscille entre 5 et 84 % de la respiration rhizosphérique. La variabilité des résultats obtenus n'est pas uniquement due à des différences de conditions expérimentales et d'espèces végétales utilisées. Quelles que soient les méthodes utilisées, beaucoup d'hypothèses sont énoncées sans qu'elles soient vérifiées expérimentalement.

Actuellement, aucune méthode ne permet de dissocier la respiration rhizo-microbienne de la respiration rhizosphérique.

## Etudes en conditions stériles : caractérisation et quantification du flux de rhizodéposition carbonée

Les conditions stériles ont été principalement utilisées pour caractériser la nature des rhizodépôts tout en s'affranchissant de la métabolisation des rhizodépôts par les microorganismes présents au niveau des racines (Warembourg et Billes, 1979; Kraffczyk et al., 1984; Kuzyakov et Domanski, 2000; Kraffczyk et al., 1984; Bret-Harte et Silk, 1994; Hodge et al., 1996; Aulakh et al., 2001; Fan et al., 2001; Ryan et al., 2001). Le plus souvent, les études en conditions stériles se font en milieu liquide pour éviter l'adsorption des rhizodépôts sur les composants du sol (Guckert et al., 1975).

Cependant, les conditions de culture modifient à la fois la croissance végétale, la quantité et la nature des rhizodépôts libérés par les racines (Rovira, 1959; Boeuf-Tremblay et al., 1995). Ces modifications peuvent avoir de multiples origines :

- la croissance racinaire est différente en conditions hydroponiques et en sol. En effet, si aucun support physique n'est présent dans la solution de culture, les racines cultivées en hydroponie ne rencontrent aucune résistance physique lors de leur développement. Cette absence de contact induit une croissance rapide des racines associée à une baisse de la production de mucilages (Tremblay-Boeuf, 1995).

- l'environnement racinaire des dispositifs utilisant des solutions nutritives stériles est très différent de celui correspondant au sol. En effet, la solution nutritive est en contact avec l'ensemble de la surface racinaire et les rhizodépôts ne sont pas métabolisés par la microflore tellurique. Ainsi, les composés solubles diffusent dans l'ensemble de la solution nutritive et y restent disponibles. En revanche, dans le sol, les rhizodépôts facilement assimilables sont sécrétés localement. Par conséquent, les
bactéries ne colonisent pas le système racinaire de manière homogène (Baudoin et al., 2001). De plus, les rhizodépôts peuvent s'adsorber sur les particules de sol et être immobilisés (Jones et Edwards, 1998; Kaiser et al., 2001; Quiquampoix et al., 2001).

- Jones et Darrah (1992) ont montré l'importance du phénomène de réabsorption de certains composés de faible masse moléculaire dans des conditions de culture stériles. Dans des conditions optimales de croissance, la réabsorption du glucose et du mannose peut atteindre 70,5 et 40,2 µg par gramme de matière sèche racinaire et par heure, respectivement. Ces auteurs ont ainsi pu mettre au point un modèle d'exudation et de réabsorption des composés solubles de maïs de 0 à 10 jours pour différentes conditions expérimentales : solution stérile sans renouvellement, solution non stérile sans renouvellement, et solution stérile renouvelée tous les jours (Jones et Darrah, 1993a). Les résultats montrent que les plants cultivés dans la solution stérile renouvelée quotidiennement exsudent plus de composés solubles. Ces résultats sont dus à une réabsorption réduite ainsi qu'au maintien d'un gradient de concentration important entre la racine et le milieu de culture du fait de son renouvellement. Dans le cas des cultures sans renouvellement, 98% des exsudats libérés par les racines sont réabsorbés après 10 jours de culture.

## .II.C.2 Données quantitatives de rhizodéposition

Les données de la littérature concernant la répartition des assimilats dans le système plante/sol sont très hétérogènes, notamment en raison des difficultés expérimentales de quantification. De plus, la comparaison des travaux est rendue difficile par l'absence d'uniformité des méthodes de collecte et des expressions numériques (voir la synthèse de Nguyen, 2003). En effet, la quantification des rhizodépôts peut s'effectuer dans de multiples conditions. Par exemple, en conditions stériles ou en présence de micro-organismes, dans un milieu liquide ou sur un support physique comme le sol etc.

Si on considère les bilans carbonés obtenus après un marquage des assimilats, la rhizodéposition varie de 5 à 40% du carbone net assimilé par la voie de la photosynthèse, respiration racinaire comprise (Kuzyakov et Domanski, 2000). La plupart de ces données ont été obtenues en conditions non stériles, à l'aide d'un marquage ponctuel des photoassimilats au ¹⁴C du blé, d'orge ou de plantes pérennes comme le ray-grass. Une intégration des données sur le cycle cultural indique que l'apport annuel au sol par cette voie représente 0,8 à 2,2
tonnes de carbone par hectare et par an, respiration rhizosphérique comprise (Johnen et Sauerbeck, 1977; Keith et al., 1986).

En considérant les différentes classes de rhizodépôts, une analyse de la littérature (Nguyen, 2003), montre dans le cas du maïs une production de :

- cellules desquamées d'environ 2 µg C par jour et par racine (Iijima et al., 2000);

- mucilages entre 11 et 34 µg de matière sèche par mg de matière sèche nouvellement formée par les racines (Vancura et al., 1977; Chaboud et Rougier, 1991);

- exsudats entre 0,06 et 0,1% de la matière sèche de racine par jour (Kraffczyk et al., 1984).

La comparaison de ces données est difficile. En effet, les cultivars étudiés diffèrent, tout comme les conditions et le temps de culture des plantes. De plus, ces données résultent de mesures ponctuelles et ne permettent pas de quantifier la contribution de chaque classe de rhizodépôts sur un cycle de culture complet. Néanmoins, d'après l'ensemble des données de la littérature, il semble que la principale forme de carbone libérée par les racines est constituée par les exsudats (Jones et Darrah, 1993a; Nguyen, 2003).

La quantité et la composition des rhizodépôts varient en fonction de facteurs environnementaux d'une part et en fonction de facteurs intrinsèques à la plante d'autre part.

### .II.C.3 Facteurs modifiant la rhizodéposition

La nature et la quantité des composés libérés par les racines sont soumises à l'influence de nombreux facteurs, dont certains sont liés à la plante et d'autres à son environnement.
<table><caption>Tableau 1 : Répartition des photoassimilats marqués au ¹⁴C dans le système plante/sol. Différents facteurs sont étudiés : l'âge de la plante marquée, la stérilité ou non (S et NS, respectivement), la photopériode (PP) et l'intensité lumineuse (PAR), la fertilisation en azote (N), la concentration atmosphérique de CO₂ (CO₂). Les données sont exprimées en pourcentage du ¹⁴C total assimilé retrouvé dans les parties aériennes (PA), les racines (RAC), la respiration souterraine (RAC) et le sol (SOL).</caption><thead><tr><th>Plante</th><th>Marquage</th><th>Chasse</th><th>Age</th><th>Facteurs</th><th>PA</th><th>RAC</th><th>RESP</th><th>SOL</th><th>Références</th></tr></thead><tbody><tr><td rowspan="12">Blé</td><td rowspan="12">28 j</td><td rowspan="12">28 j</td><td>CO2</td><td>N-</td><td>46</td><td>26</td><td>24</td><td>4</td><td rowspan="12">Billes et al., 1993</td></tr><tr><td rowspan="2">CO2</td><td>N+</td><td>47</td><td>26</td><td>23</td><td>4</td></tr><tr><td>N-</td><td>48</td><td>25</td><td>24</td><td>3</td></tr><tr><td rowspan="2">CO2</td><td>N+</td><td>53</td><td>23</td><td>22</td><td>2</td></tr><tr><td>N+</td><td>53</td><td>23</td><td>22</td><td>2</td></tr><tr><td rowspan="4">1,5 h</td><td rowspan="4">28 h</td><td>50 j</td><td>67</td><td>17</td><td>16</td><td>0,4</td><td rowspan="4">Gregory et Atwell, 1991</td></tr><tr><td>71 j</td><td>72</td><td>22</td><td>5</td><td>1,4</td></tr><tr><td>106 j</td><td>91</td><td>6</td><td>3</td><td>0,1</td></tr><tr><td>120 j</td><td>91</td><td>5</td><td>3</td><td>0,2</td></tr><tr><td rowspan="4">1 j</td><td rowspan="4">21 j</td><td>42 j</td><td>50</td><td>13</td><td>29</td><td>8,2</td><td rowspan="4">Keith et al., 1986</td></tr><tr><td>77 j</td><td>72</td><td>11</td><td>11</td><td>6,2</td></tr><tr><td>98 j</td><td>89</td><td>2</td><td>4</td><td>5,3</td></tr><tr><td>133 j</td><td>94</td><td>1</td><td>3</td><td>1,8</td></tr><tr><td rowspan="2">2 h</td><td rowspan="2">3 h</td><td>CO2</td><td>66</td><td>24</td><td>4</td><td>1,4</td><td rowspan="2">Paterson et al., 1996</td></tr><tr><td>CO2</td><td>64</td><td>26</td><td>3</td><td>2,3</td></tr><tr><td colspan="10" style="border-bottom: 1px dotted black;"></td></tr><tr><td>Moyenne blé</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>67</td><td>18</td><td>11</td><td>4</td><td></td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>16,1</td><td>9,4</td><td>9,4</td><td>2,7</td><td></td></tr><tr><td rowspan="3">Maïs</td><td rowspan="3">0,5 h</td><td>92 h</td><td>35 j</td><td></td><td>73</td><td>13</td><td>11</td><td>3,5</td><td rowspan="3">Nguyen et al., 1999<br/>Todorovic et al., 2001</td></tr><tr><td>96 h</td><td>24 j S</td><td></td><td>72</td><td>17</td><td>10</td><td>0,7</td></tr><tr><td>96 h</td><td>24 j NS</td><td></td><td>66</td><td>13</td><td>14</td><td>6,9</td></tr><tr><td colspan="10" style="border-bottom: 1px dotted black;"></td></tr><tr><td>Moyenne maïs</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>70</td><td>14</td><td>12</td><td>4</td><td></td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>3,8</td><td>2,3</td><td>2,1</td><td>3,1</td><td></td></tr><tr><td rowspan="5">Orge</td><td rowspan="5">1,5 h</td><td>24 h</td><td>49 j</td><td></td><td>45</td><td>28</td><td>25</td><td>1,8</td><td rowspan="5">Gregory et Atwell, 1991</td></tr><tr><td>70 j</td><td></td><td></td><td>86</td><td>10</td><td>4</td><td>0,9</td></tr><tr><td>105 j</td><td></td><td></td><td>95</td><td>3</td><td>2</td><td>0,2</td></tr><tr><td>126 j</td><td></td><td></td><td>95</td><td>2</td><td>2</td><td>0,2</td></tr><tr><td>49 j</td><td>-</td><td>49 j N-</td><td>68</td><td>13</td><td>15</td><td>4,2</td><td rowspan="2">Johansson, 1992b</td></tr><tr><td colspan="10" style="border-bottom: 1px dotted black;"></td></tr><tr><td>Moyenne orge</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>77</td><td>11</td><td>10</td><td>2</td><td></td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>19,2</td><td>9,4</td><td>9,1</td><td>1,7</td><td></td></tr><tr><td rowspan="4">Ray grass</td><td rowspan="4">2 h</td><td rowspan="4">3 h</td><td>PAR-</td><td>87</td><td>10</td><td>0,5</td><td>2,4</td><td rowspan="4">Hodge et al., 1997<br/>Paterson et al., 1996</td></tr><tr><td>PAR+</td><td>82</td><td>14</td><td>1</td><td>3</td></tr><tr><td>CO2-</td><td>61</td><td>30</td><td>5</td><td>2,1</td></tr><tr><td>CO2+</td><td>60</td><td>31</td><td>0,6</td><td>2,5</td></tr><tr><td colspan="10" style="border-bottom: 1px dotted black;"></td></tr><tr><td>Moyenne ray-grass</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>73</td><td>21</td><td>2</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td></td><td></td><td></td><td></td><td>14,0</td><td>10,8</td><td>2,2</td><td>0,4</td><td></td></tr></tbody></table>
Dans cette partie, nous évoquerons uniquement l'impact des facteurs modulant la proportion de carbone récemment assimilé libérée par les racines dans le sol (Tableau 1). La variation de la composition en fonction de différents facteurs ne sera pas détaillée (pour information, cf. Barber et Gunn, 1974; Kraffczyk et al., 1984; Gransee et Wittenmayer, 2000).

Les principaux facteurs biotiques qui affectent la rhizodéposition sont l'espèce, la variété et le stade de développement de la plante, ainsi que la présence ou non de microorganismes. Les principaux facteurs abiotiques sont la température, le statut hydrique et nutritionnel du sol, les conditions d'éclairement, la concentration du CO₂ atmosphérique et la texture du sol. Ces facteurs agissent à la fois sur :

- l'acquisition du carbone par les feuilles, en particulier l'assimilation nette, et le transport des photoassimilats des parties aériennes aux racines,

- la morphologie et/ou le métabolisme des racines,

- le fonctionnement rhizosphérique (en modifiant par exemple l'activité microbienne et la physico-chimie du sol), et

- la présence de symbiotes.

Nous allons développer ici l'impact de trois facteurs pris comme exemple parmi les nombreux facteurs qui agissent sur la rhizodéposition : le stade de développement, la concentration atmosphérique en CO₂ et la fertilisation azotée du sol. Le choix de ces 3 facteurs est motivé notamment par le fait qu'ils agissent sur des processus au cœur de notre étude, à savoir sur l'allocation de carbone vers le système racinaire et/ou la morphologie des racines.

## Stade de développement

La phénologie détermine la taille relative des différents organes de la plante, les compétitions entre organes puits pour les assimilats, modulant l'allocation de C aux racines et à la rhizodéposition. De plus, le développement de la plante favorise la colonisation spatiale du sol par les racines, constituant ainsi plus de sites potentiels de libération de C dans le sol.
Ainsi, la quantité de rhizodépôts libérés par les racines dans le sol diminue fortement aux stades reproducteurs (Keith *et al.*, 1986; Gregory et Atwell, 1991; Swinnen *et al.*, 1994b). Keith *et al.* (1986) observent que 17,4 % de la radioactivité assimilée est retrouvée dans le sol (respiration rhizosphérique comprise) lorsque le blé est en phase d'elongation, contre 2,2 % lorsqu'il est à maturité. Cette diminution est due à la mobilisation des assimilats vers les organes reproducteurs, puits devenu prioritaire quand la plante est en phase de reproduction (Swinnen *et al.*, 1994b). De plus, la croissance et l'activité des racines diminuent pendant cette période : leur force de puits est plus faible.

## Concentration atmosphérique en CO₂

Elle modifie l'assimilation nette de CO₂ par les feuilles et la répartition des assimilats entre parties aériennes et les racines.

En raison du rejet de carbone fossile issu des activités industrielles, la concentration atmosphérique en CO₂ a augmenté de 280 vpm à 360 vpm en 90 ans. Cette augmentation continue actuellement à un taux de 1,5 vpm par an (Siegenthaler, 1990; Cheng *et al.*, 2000). Beaucoup de chercheurs ont étudié l'impact d'une augmentation de la concentration atmosphérique en CO₂ sur l'allocation de carbone aux racines (Whipps, 1985; Gifford *et al.*, 2000; Jastrow *et al.*, 2000; Tscherko *et al.*, 2001). En général, la croissance des plantes est stimulée par une augmentation de la quantité de carbone fixé par la photosynthèse (Grayston *et al.*, 1998; Poorter et Nagel, 2000). Aussi, cette augmentation se traduit-elle par une augmentation de la teneur en sucres dans les cellules et une exportation accrue des assimilats vers le compartiment souterrain (Grodzinski *et al.*, 1998). Les racines métabolisent ces assimilats et croissent plus rapidement. Par conséquent, l'augmentation de la quantité de carbone alloué au sous-sol se manifeste par un système racinaire plus gros, une production et un renouvellement plus rapide de fines racines (Grayston *et al.*, 1998). La morphologie est donc différente : plus de surface racinaire, nombre d'apex plus important.

Pour étudier la rhizodéposition en fonction de différentes concentrations en CO₂ atmosphériques, des marquages longs et des marquages ponctuels ont été utilisés sur des plantes en C3 (ray-grass, blé, arbres) mais aussi sur le maïs, plante en C4. Après avoir analysé statistiquement les données de l'ensemble des bilans carbonés de la littérature, (Nguyen, 2003) montre que dans le cas des marquages longs, le ¹⁴C retrouvé dans la respiration rhizosphérique augmente significativement de 36% lorsque la concentration en CO₂ est
élevée. Cette augmentation est probablement due à la forte respiration des micro-organismes du sol (Zak *et al.*, 2000).

Aussi, la quantité de rhizodépôts libérés dans le sol est-elle plus importante lorsque la plante est cultivée en conditions de [CO₂] élevée (Whipps, 1985; Billès *et al.*, 1993; Paterson *et al.*, 1996). Néanmoins, cette augmentation semble essentiellement due au système racinaire qui est plus développé, et non pas à une quantité d'exsudats plus importante par racine.

## Fertilisation azotée

Cette variable, directement liée à la gestion des sols, affecte la croissance de la plante par un effet direct dans l'élaboration de biomasse et modification du rapport PA/PR et par un effet indirect (boucle de rétroaction) *via* le développement et l'activité de la microflore tellurique (stimulation ou ralentissement des cycles des minéraux). Ainsi, le statut azoté du sol est un facteur important qui contrôle la croissance des plantes. Ingestad (1977) a montré que le taux de croissance relatif des plantes était étroitement corrélé à la teneur en azote de celle-ci. Cet accroissement de biomasse est dû à une augmentation du taux net de photosynthèse (Mohammad, 1997; Cechin, 1998). Néanmoins, l'augmentation de la biomasse des parties aériennes est proportionnellement plus grande que celle des racines, conduisant à un rapport PA/PR plus faible chez les plantes non fertilisées.

Certains auteurs observent une modification de la morphologie des racines : le système racinaire des plantes fertilisées est plus ramifié que celui des plantes témoins (Baligar *et al.*, 1998). Cependant, d'autres travaux effectués sur différentes espèces prairiales ne montrent aucun effet du statut azoté de la plante sur la morphologie des racines (Glimskär, 2000).

L'ensemble des données concernant l'impact de la fertilisation azotée sur la rhizodéposition, analysé par Nguyen (2003), indique une baisse significative du pourcentage de ¹⁴C alloué aux racines (-14% et -35% pour les marquages longs et ponctuels, respectivement) lorsque les plantes sont fertilisées. L'analyse statistique de l'ensemble des bilans de ¹⁴C ne montre aucun effet significatif général de l'azote sur la respiration rhizosphérique et les résidus marqués retrouvés dans le sol.

En considérant uniquement le bilan carboné des compartiments souterrains, le pourcentage de ¹⁴C alloué à la respiration rhizosphérique et aux résidus du sol augmentent de 25% et de 82% respectivement lorsque le sol est fertilisé en azote (Nguyen, 2003). Ces
résultats montrent donc que relativement au pourcentage de carbone alloué au sous-sol, la rhizodéposition de la plante entière augmente. Deux hypothèses peuvent être posées pour expliquer ces résultats.

* Cette augmentation peut être liée au changement morphologique des racines induit par la fertilisation azotée : si le système racinaire est plus ramifié, le nombre de sites de rhizodéposition est augmenté.

* La présence d'azote modifie la quantité de composés solubles dans les racines, ce qui modifie l'exsudation racinaire.

Néanmoins, contrairement à l'effet de l'augmentation de la concentration en CO₂ de l'atmosphère, cette augmentation relative de la rhizodéposition ne se réduit sans doute pas à une modification métabolique et morphologique du système racinaire. Le statut azoté change aussi certains paramètres du sol en contact avec les racines, comme le pH. De plus, il a été démontré que les micro-organismes sont en compétition avec les racines des plantes pour l'azote minéral du sol (Korsaeth et al., 2001). Par conséquent, un apport d'azote stimulerait la croissance microbienne. La microflore, métabolisant plus de rhizodépôts, induirait un fort gradient de concentration entre les racines et le sol, provoquant une exsudation plus importante.

## .II.C.4 Conclusion

De nombreuses variables, comme la fertilisation azotée ou la concentration atmosphérique de CO₂, agissent non seulement à différents niveaux (photosynthèse, allocation aux racines, morphologie racinaire...) mais peuvent aussi interagir entre elles (Matamala, 1999).

De plus, l'impact d'un seul facteur sur la rhizodéposition est complexe car il existe de nombreuses boucles de rétroaction. A titre d'exemple, un facteur qui favorise la rhizodéposition favorise aussi en aval la croissance de la biomasse microbienne. Cette augmentation de la biomasse microbienne peut à son tour modifier la croissance de la plante, son allocation carbonée aux racines et sa rhizodéposition. Ainsi, l'étude de l'impact des facteurs environnementaux sur la rhizodéposition est difficile.
Afin d'identifier, de prendre en compte et de hiérarchiser les différents facteurs qui modulent la rhizodéposition, certains auteurs ont initié la modélisation de ce processus. Nous détaillerons dans le paragraphe suivant les différents modèles de rhizodéposition élaborés, les facteurs pris en compte pour modéliser les différents processus de rhizodéposition et les limites des modèles proposés.

## .II Modélisation de la rhizodéposition

Cette partie rassemble les connaissances générales acquises sur les modèles de rhizodéposition. A partir de cet état des lieux, différentes pistes de réflexion seront évoquées pour identifier les variables qui peuvent influencer la rhizodéposition.

Dès 1973, Bowen et Rovira soulignent l'importance de la modélisation des processus rhizosphériques en vue de décrire à la fois la rhizodéposition des exsudats, des sécrétions et des débris cellulaires, et leur impact sur les micro-organismes et les nutriments du sol. Depuis, de nombreux modèles ont été construits (Toal et al., 2000; Darrah et Roosevelt, 2001). La plupart de ces modèles ont des objectifs pratiques qui vont au-delà de la simple modélisation de la rhizodéposition. Ainsi, ces modèles simulent :

- l'impact des rhizodépôts sur la disponibilité des éléments nutitifs dans le sol (Darrah et Staunton, 2000; Satnam et Sadana, 2002; Singh et Sadana, 2002),

- l'implication des rhizodépôts dans le turn-over de la matière organique du sol (Bottner et al., 1999; Molina et al., 2001).

Dans le cadre de cette étude, nous nous intéresserons uniquement aux modèles qui décrivent :

- les mécanismes d'exsudation et de réabsorption des rhizodépôts dans des systèmes de culture simplifiés (Jones et Darrah, 1993a),

- la répartition du carbone assimilé par les parties aériennes dans le système plante/sol en découplant la respiration des racines de celle de la microflore
tellurique (Swinnen, 1994; Swinnen *et al.*, 1994a; Kuzyakov et Domanski, 2002),

- la distribution des micro-organismes au contact des racines (Darrah, 1991a;b; Van Bruggen *et al.*, 2000; Zelenev *et al.*, 2000).

Ces modèles fondamentaux sont essentiels pour comprendre les différents processus impliqués dans la rhizodéposition. A long terme, ils seront sans doute utilisés pour des objectifs plus appliqués. Par exemple, une bonne connaissance de la distribution dynamique de la microflore tellurique le long de la racine pourra être utilisée pour optimiser l'inoculation de bactéries promouvant la croissance des plantes (Benizri *et al.*, 2001).

Nous aborderons dans un premier temps la modélisation de la rhizodéposition *in vitro*.
Les modèles de rhizodéposition en sol seront ensuite exposés.

## II.A Modélisation de l'exsudation et de la réabsorption des composés solubles dans des systèmes hydroponiques.

Nous allons détailler ici un modèle mécaniste de rhizodéposition carbonée de jeunes plantules de maïs élaboré par Jones et Darrah (1992;1993a). Seuls les rhizodépôts solubles (exsudats et sécrétions) sont considérés, puisque les cellules desquamées et les débris racinaires représentent de très faibles quantités au stade végétatif (Griffin *et al.*, 1976; Jones et Darrah, 1993a).
<figure><img src="image_6.png" /><figcaption>Figure 6 : Représentation schématique du flux de carbone dans le système plante/solution utilisée pour construire un modèle de rhizodéposition carbonée du maïs au stade végétatif, cultivé en conditions hydroponiques stériles, d'après Jones et Darrah, 1993a. E correspond à une fonction de rhizodéposition et I à une fonction de réabsorption racinaire. Les deux fonctions sont détaillées dans le texte.</figcaption></figure>
Le schéma conceptuel du flux de carbone utilisé pour la construction du modèle est présenté dans la Figure 6.

La libération de carbone soluble en fonction du temps par les racines (E) est égale au taux de rhizodéposition de la graine (E_s), plus le taux de rhizodéposition des apex (E_t) multiplié par le nombre d'apex (N_t), plus le taux de rhizodéposition du reste de la racine (E_r) multiplié par la longueur des racines (L):

$$E = E_s + E_t N_t + E_r L \quad (1)$$

Pour intégrer cette équation dans le modèle, deux équations traduisant le nombre d'apex et la longueur des racines en fonction du temps ont été établies. L'influx de carbone en fonction du temps (I), dû à la réabsorption, est un processus conforme à la cinétique de Michaelis-Menten (Jones et Darrah, 1992). Elle dépend d'un taux maximal d'influx (I_max), de la concentration en carbone soluble de la solution de culture (C) et d'une constante d'affinité (I_km):

$$I = I_{\max} \frac{C}{(C + I_{km})} L \quad (2)$$

Finalement, la quantité de carbone retrouvée dans le milieu de culture en fonction du temps est égale à :

$$\frac{dC}{dt} = \frac{E-I}{V} \quad (3)$$

V représente la variation du volume de la solution de culture en fonction de 1) l'eau utilisée pour la phase d'imbibition de la graine, 2) de la transpiration des parties aériennes, 3) de l'eau incorporée dans la biomasse des parties aériennes et des racines et 4) du volume de solution prélevé au cours de l'expérience.

Les paramètres du modèle concernant l'efflux du carbone dans la solution sont issus d'une recherche bibliographique. Ceux qui concernent l'influx proviennent d'études déjà effectuées par Jones et Darrah (Darrah, 1991b; Jones et Darrah, 1993a).

Ce modèle se base sur plusieurs hypothèses qui peuvent être discutées. La première concerne l'origine et le mode de libération des rhizodépôts dans la solution nutritive :
1. les rhizodépôts sont libérés par la graine, les apex et le reste de la racine. Les taux de rhizodéposition sont constants pour chaque compartiment, et ce, quelle que soit la concentration extérieure en carbone. Néanmoins, il est différent entre les trois compartiments. Par exemple, un apex libère 5 fois plus de carbone par heure qu'1 cm de racine.

Cette hypothèse peut être controversée. En effet, si l'on sait que l'apex libère beaucoup plus de rhizodépôts que le reste de la racine, peu de travaux portent sur le taux de rhizodéposition le long d'une racine. Les expérimentations sont en effet très lourdes à gérer et les mesures difficiles à faire car la racine croît au cours du temps. Par ailleurs, nous ne savons pas actuellement si un apex de gros diamètre libère plus de rhizodépôts qu'un apex de diamètre plus petit. Si c'est le cas, l'hypothèse 1 ne prend pas en compte cette variation. De façon plus évidente, les auteurs émettent l'hypothèse que le taux de rhizodéposition ne dépend pas de la concentration extérieure en carbone. Ils affirment donc de façon implicite que les exsudats représentent une fraction négligeable de rhizodépôts comparés aux sécrétions. A notre connaissance, rien ne prouve une telle affirmation.

2. une fois libéré dans la solution, le carbone est distribué uniformément.

La répartition des rhizodépôts dans la solution de culture n'est donc pas prise en compte. Pourtant, cette répartition n'est pas uniforme dès l'instant où les composés sont libérés par les racines. Elle est physiquement expliquée par les lois de diffusion, dont les coefficients dépendent du type de rhizodépôts. Par exemple, les mucilages s'uniformiseront moins rapidement que les exsudats constitués de molécules plus légères. Néanmoins, dans un petit volume, cette diffusion peut être négligeable.

3. la réabsorption du carbone soluble par les racines est un processus métabolique actif identique sur l'ensemble de la racine. Il dépend de la longueur racinaire et de la concentration en carbone de la solution de culture.

D'une part, si la réabsorption est démontrée pour des acides aminés (Jones et Darrah, 1992;1993a;b;1994;1995) et des sucres (Xia et Saglio, 1988; Jones et Darrah, 1992), la réabsorption des mucilages, composés ayant un haut poids moléculaire semble peu probable. D'autre part, les caractéristiques biochimiques de ces réabsorptions (comme la vitesse
<figure><img src="image_7.png" /></figure>
<figure><img src="image_8.png" /></figure>

Figure 7 : Représentation schématique des compartiments et des flux de carbone entre les compartiments du modèle de Kuzyakov et Domanski (2002). Les paramètres du modèle sont les suivants : *ar* : taux d'assimilation ; *s* : répartition entre parties aériennes et racines ; *sg* : croissance des parties aériennes ; *sr* et *srl* : respiration des parties aériennes ; *exu* : taux d'exsudation ; *exm* : minéralisation des exsudats ; *eh* : humification des exsudats ; *rg* : croissance racinaire ; *rr* : respiration racinaire ; *rm* : minéralisation des racines ; *br* : respiration de la biomasse ; *be* : exsudation de la biomasse ; *hm* : minéralisation de l'humus.
Les rhizodépôts peuvent aussi se complexer avec d'autres molécules ou s'adsorber sur la phase solide du sol. Ce changement physico-chimique modifie les cinétiques de dégradation des rhizodépôts. Enfin, certains rhizodépôts, comme le glucose, les acides aminés (Paynel *et al.*, 2001) ou les acides organiques, peuvent être réabsorbés.

Nous allons détailler dans la suite de cet exposé le modèle de Kuzyakov et Domanski (2002) qui simule la répartition du ¹⁴C assimilé par les parties aériennes de ray-grass lors d'un marquage ponctuel, en découplant la respiration des racines de celle de la microflore tellurique. La répartition des assimilats marqués est analysée après 6, 12, 24, 48, 96, 192 et 264 heures après le marquage.

Les différents compartiments du modèle et les flux de carbone radioactif entre ces compartiments sont représentés par la Figure 7. Les coefficients de répartition entre les différents compartiments sont paramétrés à partir des données expérimentales obtenues (activité des parties aériennes, des racines, de la biomasse microbienne, du sol et de la respiration rhizosphérique).

Nous analyserons plus particulièrement les modes d'allocation de carbone aux racines et de rhizodéposition.

Dans leur modèle, Kuzyakov et Domanski (2002) attribuent une fraction constante ($s=0,51$) entre la pool de glucose marqué des racines et celui des parties aériennes. Ce paramètre n'est pas modulable. Les modifications de l'assimilation et du mode d'allocation au cours de la croissance ne sont donc pas prises en compte par ce modèle. De la même façon, la rhizodéposition est une fraction constante du pourcentage de ¹⁴C-glucose présent dans les racines, paramétrée à partir de la respiration rhizosphérique, de la biomasse microbienne et des résidus marqués présents dans le sol. Il est à noter que les pools de ¹⁴C-glucose présentés dans le modèle ne sont pas directement analysés au cours des expérimentations qui déterminent le paramétrage du modèle.

Finalement, ce modèle suppose, comme celui de Jones et Darrah (1992), que la rhizodéposition est indépendante de la concentration en carbone à l'extérieur des racines. Néanmoins, contrairement au modèle de Jones et Darrah (1992), la morphologie racinaire n'est pas prise en compte par le modèle. La rhizodéposition dépend uniquement du pool de glucose présent dans les racines.
## II.C Conclusion sur les modèles de rhizodéposition

La rhizodéposition est un phénomène complexe, délicat à modéliser. Même si ces hypothèses restent à vérifier, ces deux exemples montrent que les rhizodépôts seraient corrélés :

* à la quantité de glucose des racines et/ou

* à la longueur et/ou au nombre d'apex.

Par conséquent, le pool de carbone soluble des racines et la morphologie racinaire, sont des variables potentiellement importantes pour la modéliser la rhizodéposition carbonée. Nous allons détailler ces éléments dans le paragraphe suivant.

## II.D Variables potentielles pour modéliser la rhizodéposition

### II.D.1 La concentration en carbone soluble et la morphologie des racines

Comme nous l'avons décrit ci-dessus, les rhizodépôts des plantes au stade végétatif sont essentiellement constitués d'exsudats et de sécrétions.

L'exsudation est une diffusion passive entre le cytoplasme des cellules racinaires et la solution du sol. A concentration extérieure identique, l'exsudation sera plus forte là où la concentration en composés solubles de la racine est élevée. Les sécrétions sont quant à elles libérées de façon active dans le milieu extérieur. Plus les cellules sont métaboliquement actives, et plus elles ont la capacité de synthétiser des mucilages. La biosynthèse et la libération des mucilages sont des processus qui exigent de l'énergie.
<figure><img src="image_9.png" /></figure>

Figure 8 : Schéma synthétique représentant le déchargement du phloème dans une racine. Dans les tissus racinaires, les solutés passent des cellules compagnes au parenchyme essentiellement par voie symplasmique (à travers les plasmodesmes A). Les solutés peuvent aussi être déchargés via l'apoplasme (B). Au niveau des ramifications et des apex, les cellules compagnes et celles du phloème ne sont pas encore définitivement formées. Par conséquent, le déchargement s'effectue de façon passive dans le parenchyme.
Cette énergie est fournie par les sucres solubles présents dans le cytoplasme des cellules racinaires. Là aussi, les sécrétions seraient favorisées par une disponibilité élevée en composés solubles dans les racines.

La concentration en composés solubles est importante au niveau des sites de déchargement des vaisseaux de phloème. Ce déchargement s'effectue d'une part dans les parties mâtures des racines et d'autres part aux extrêmités du phloème, qui sont immatures et manquent de cellules compagnes (Fisher et Cash-Clark, 2000) :

* Dans les parties mâtures

Le déchargement du phloème dans le parenchyme se fait généralement par voie symplasmique (Kühn et al., 1999), via les plasmodesmes (Turgeon, 2000) (Figure 8). En effet, en exposant des racines de pois à un stress osmotique, un élargissement des plasmodesmes proportionnel à une augmentation du taux de déchargement des assimilats est observé (Schulz, 1995). Chez l'orge, plante annuelle qui n'a pas la capacité de stocker des réserves de carbone dans les racines, la plupart des assimilats déchargés transitent par voie symplasmique (Farrar, 1985).

Contrairement aux cellules des organes sources, les cellules dans lesquelles les assimilats sont déchargés n'accumulent généralement pas les sucres pour de longues périodes et à de fortes concentrations (Gamalei, 2002). Par conséquent, les assimilats déchargés dans les racines des plantes annuelles ne s'accumulent pas sous forme de réserves (Xia et Saglio, 1988) : ils sont rapidement utilisés et/ou transportés vers d'autres cellules puits.

* Au niveau des apex

Au niveau des apex, le déchargement se fait également par voie symplasmique comme décrit précédemment. La topographie des flux symplasmiques est aisément tracée par la distribution des plasmodesmes. Dans un apex de racine, leur densité diminue des tubes terminaux du phloème jusqu'au méristème (Zhu et al., 1998). Une partie des assimilats est ainsi acheminée du phloème au méristème apical de la racine.
Néanmoins, les vaisseaux du phloème étant immatures au niveau des apex, la majeure partie des assimilats est déchargée par diffusion à travers l'apoplasme (Jones et Hodge, 1999) (Figure 8). Ainsi, les apex constituent des sites privilégiés de déchargement des tubes du phloème (Pritchard et al., 2000).

En conclusion, une similitude existe entre les sites de la racines où le déchargement des assimilats carbonés est important, et ceux où la majorité des rhizodépôts est retrouvée. En effet, dès 1975, Van Egeraat identifie les apex primaires et secondaires comme les principaux sites de rhizodéposition. La rhizodéposition serait donc directement liée à la concentration en carbone soluble des racines.

Comme les racines de maïs sont pauvres en réserves, cette quantité dépend directement de la fourniture en assimilats par les parties aériennes des racines. Nous posons donc l'hypothèse que la rhizodéposition de jeunes plants de maïs est principalement corrélée à l'approvisionnement en substrats des racines. Il est donc nécessaire de synthétiser les connaissances sur les processus physiologiques de transport et l'acquisition des assimilats carbonés par les racines pour déterminer quelles sont les variables capables de rendre compte de la rhizodéposition, autres que le pool racinaire de composés solubles.

## .II.D.2 Variables liées à la quantité de sucres solubles présente dans les parties aériennes

Les composés solubles présents dans un système racinaire ayant peu de réserves, comme celui d'une plante annuelle, proviennent :

- de la remobilisation des réserves de la graine si la plante est encore hétérotrophe, ou

- du carbone fixé au cours des réactions métaboliques de la photosynthèse lorsque la plante est autotrophe.

Les plantes sont qualifiées d'autotrophes pour le carbone lorsqu'elles synthétisent les composés organiques carbonés dont elles ont besoin directement à partir de sources minérales.
Lors des premiers stades de sa croissance, une plante est hétérotrophe : les structures lui permettant de convertir le CO₂ de l'air en composés organiques ne sont pas formées et ne permettent pas encore à la plante de croître.

Ainsi, la plantule franchit successivement 3 étapes (Barloy, 1984) :

- phase au cours de laquelle la plantule dépourvue d'assimilation chlorophyllienne, demeure tributaire des réserves de la semence ;

- phase de transition caractérisée par une double provenance énergétique : photosynthèse foliaire et réserves de la graine ;

- phase d'autotrophie qui débute quand la photosynthèse subvient en totalité aux besoins énergétiques de la plantule. En ce qui concerne le maïs, le début de cette autonomie intervient quand la troisième feuille atteint les deux tiers de la taille finale (Cooper et Mac Donald, 1970).

La photosynthèse permet aux espèces végétales de synthétiser des sucres simples à partir du CO₂ de l'atmosphère. Le saccharose est la forme la plus fréquente des glucides élaborés. La plus grande partie du carbone fixé est transformé soit en saccharose, principal sucre transporté dans les plantes, soit en amidon, principal glucide de réserve. La synthèse d'amidon permet ainsi d'absorber transitoirement l'excédent de glucides synthétisés le jour dans les chloroplastes ou de constituer une réserve durable dans les amyloplastes. Le ratio saccharose/amidon varie considérablement entre différentes espèces végétales (Grodzinski et al., 1998). La taille du pool d'amidon constitué pendant la journée est importante pour le maintien des taux d'exportation du saccharose pendant la nuit (Geiger et al., 2000). Ainsi, lorsque la plante est mise à l'obscurité, l'exportation de sucres reste inchangée pendant plusieurs jours : l'amidon est remobilisé puis transporté vers les autres organes (Matt et al., 1998).

En conclusion, connaître la quantité de CO₂ fixé par les parties aériennes ne permet pas pour autant de modéliser directement la quantité de sucres transportée vers les racines. Les réactions métaboliques de la photosynthèse, et les mécanismes de régulation de ces réactions sont complexes. Seule la quantité de carbone soluble exportée semble être une variable appropriée pour modéliser la quantité de carbone soluble fournie aux racines, et par conséquent la rhizodéposition. Néanmoins, le carbone soluble alloué aux racines ne dépend pas uniquement des parties aériennes. La répartition des assimilats entre les parties aériennes
et les racines a donné lieu à une multitude de concepts et de modèles. Il est à noter que les modèles écophysiologiques de répartition ne prennent que très rarement en compte l'efflux de carbone vers le sol (Lemaire et Millard, 1999; Farrar et Jones, 2000).

**.II.D.3 Variables liées à la répartition des assimilats entre les parties aériennes et les racines**

Les différentes approches de l'allocation des assimilats peuvent être résumées à :

- des approches empiriques, faisant intervenir des constantes ou des coefficients variables d'allocation ;

- des modèles simplifiés ayant un objectif précis, comme par exemple prédire la relation entre les parties aériennes et les racines ;

- des modèles mécanistes, qui représentent les organes « sources », le transport et l'arrivée des assimilats dans les organes « puits ». (Warren-Wilson, 1972) définit les sources comme des zones qui produisent les assimilats par photosynthèse ou mobilisation, et qui les exportent. Les puits importent les assimilats et les métabolisent ou les stockent. Un puits peut être caractérisé par sa force (« sink strength », définie comme la vitesse de croissance des organes puits par unité de surface (Warren-Wilson, 1972). La force de puits en croissance est déterminée par la taille du puits et son activité métabolique. La force de puits, définie comme un flux de carbone dans un organe, est une description limitée de la capacité d'un puits à attirer les photoassimilats. En effet, le flux de carbone qui arrive dans l'organe puits n'est pas déterminé uniquement par le puits lui-même, mais aussi par la capacité des sources à synthétiser des assimilats, par le mode de transport et par la présence d'autres puits concurrents (Minchin et Thorpe, 1993; Minchin *et al.*, 1993).

Remarquons qu'un des points essentiels de l'attractivité d'un puits est généralement sa position par rapport à la source, relativement à celles des puits compétiteurs : une source subvient aux besoins des puits les plus proches (Wardlaw, 1990; Sprugel, 1991). Par exemple, Bertin (1995) montre que la croissance de différentes tomates dépend de leur position relative sur la plante : les tomates les plus éloignées commencent leur croissance quand les plus favorisées ralentissent la leur. Il est à noter que dans notre cas, les racines, et plus particulièrement les apex racinaires, représentent les compartiments les plus éloignés des parties aériennes.
<figure><img src="image_10.png" /><figcaption>Figure 9 : Modèle d'allocation de substrats carbonés et azotés aux parties aériennes (PA) et aux racines, d'après Thornley (1998). Les résistances au transport du carbone et de l'azote dans les PA et les racines sont représentées par r<sub>PA</sub> et r<sub>racines</sub> respectivement. Le transport du carbone est égal à la différence de concentration entre les PA et les racines, divisée par la somme des résistances relatives aux PA et aux racines.</figcaption></figure>
Généralement, afin de modéliser l'allocation des assimilats des sources aux puits, le pool de saccharose des sources est connecté à celui des puits *via* une voie de transport ayant une certaine résistance (Figure 9).

Une fois arrivés dans les organes puits, les assimilats sont déchargés puis utilisés dans des processus métaboliques. Wann *et al.* (1978) et Wann et Raper (1984) ont utilisé un modèle basé sur ces principes pour simuler la croissance de plants de tabac. Ce modèle a aussi été utilisé pour modéliser les plantations forestières et les écosystèmes prairiaux.

Néanmoins, d'autres modèles plus complexes faisant intervenir la théorie de Münch, les lois de diffusion ou de flux de masse sont aussi utilisés (voir la synthèse de Deleuze, 1996).

Comme nous l'avons précisé précédemment, la plupart de ces modèles de répartition ne prennent pas en compte l'efflux de carbone vers le sol. Seuls Lemaire et Millard (1999) ont élaboré un modèle conceptuel de répartition des assimilats carbonés dans la plante couplé à une sortie d'exsudats *sensu stricto* et de sécrétions. Dans ce modèle, comme dans celui de Kuzyakov et Domanski (2002), la quantité de ces composés libérés dans le sol serait corrélée à la quantité de substrats carbonés disponible dans le système racinaire. Les variations du mode de répartition des assimilats, dues à différentes conditions écophysiologiques, sont également abordées. Par exemple, une diminution de l'assimilation induit une proportion plus importante d'assimilats carbonés allouée aux parties aériennes comparée au compartiment souterrain (Lemaire et Millard, 1999). D'après les modèles qui intègrent des résistances au transport des assimilats entre les différents compartiments végétaux (Figure 9), tout se passe comme si la résistance diminuait entre les sources et les puits des parties aériennes, mais augmentait entre les sources et les puits racinaires (Minchin *et al.*, 1993). Cette modification de répartition des assimilats expliquerait ainsi la baisse de la quantité de rhizodépôts observée lorsque la plante est soumise à une intensité lumineuse moins importante (Hodge *et al.*, 1997; Lemaire et Millard, 1999).

En conclusion, la répartition des assimilats dans la plante, et en particulier aux racines, semble être, de par son impact sur le pool de composés solubles des racines, une variable déterminante pour modéliser la rhizodéposition. Toutefois, les modèles écophysiologiques existants ne sont pas à notre connaissance reliés à ce processus. Seuls Lemaire et Millard (1999) proposent la conceptualisation d'un tel modèle, et celui-ci n'est malheureusement ni
mis en équation, ni paramétré, ni validé. Dans ce modèle, la répartition des assimilats varie en fonction de certaines conditions écophysiologiques, mais aucune hypothèse n'est proposée pour expliquer et pouvoir ainsi modéliser l'allocation carbonée aux racines et à la rhizosphère.

Actuellement, les hypothèses de répartition entre les parties aériennes et les racines sont diverses et encore sujettes à controverse. Dans la suite de cet exposé, nous présentons les 4 hypothèses majeures ainsi que leurs conséquences sur le choix des variables capables de moduler la quantité de carbone soluble allouée aux racines, et qui, par conséquent, régiraient la rhizodéposition.

* **Hypothèse 1 :** l'acquisition de carbone par les racines est déterminée par l'équilibre fonctionnel entre les parties aériennes et le système racinaire.

La balance fonctionnelle est une relation empirique proposée par Brouwer (1962) et Davidson (1969) en faisant varier les conditions de croissance des racines (via la température) ou des feuilles (via la luminosité) de différentes plantes. Cet équilibre s'écrit :

$$ \sigma_f \times W_f = \eta \times \sigma_r \times W_r $$

Wf et Wr sont la biomasse foliaire et racinaire, respectivement ; σf est l'efficacité photosynthétique (exprimée en kg de biomasse sèche produite par unité de biomasse foliaire) ; σr est le taux d'absorption racinaire de l'azote (en kg d'azote absorbé par unité de biomasse racinaire) et η la constante de proportionnalité (Deleuze, 1996).

D'un point de vue adaptatif, cette allocation s'explique bien puisque la plante va favoriser les compartiments qui absorbent l'élément limitant. Par exemple, une déficience en azote induit un investissement plus important du carbone dans la croissance des racines. Inversement, l'ombrage des parties aériennes provoque une diminution du pourcentage d'assimilats alloués au système racinaire. Toutefois, cette hypothèse ne traduit pas l'hétérogénéité de l'allocation de carbone aux racines entre différentes espèces. Par ailleurs, elle décrit la plupart des situations, mais elle ne les explique pas.
* **Hypothèse 2 :** l'acquisition de carbone par les racines est déterminée par le flux provenant des parties aériennes (« push » hypothesis).

Cette hypothèse propose que l'allocation de carbone aux racines est entièrement déterminée par les parties aériennes. La croissance des racines serait donc due aux facteurs qui contrôlent l'exportation de carbone des parties aériennes vers le système racinaire.

Cette hypothèse est confortée par différentes expériences. Ainsi, lorsque les conditions nutritives ne sont pas limitantes et que les plantes sont cultivées avec une intensité lumineuse ou une concentration en CO₂ atmosphérique élevées, leur système racinaire croît plus rapidement (Jastrow et al., 2000; Derner et al., 2001). Néanmoins, dans ces expériences, aucune variable directement corrélée à l'exportation des assimilats par les parties aériennes est étudiée (Farrar et Jones, 2000). Les auteurs mesurent uniquement le taux de photosynthèse. Or, aucune relation simple ne peut être observée entre le taux de photosynthèse et le taux d'exportation du saccharose, probablement à cause de l'effet tampon de l'amidon des feuilles. Par conséquent, aucune relation *directe* entre le taux d'exportation des assimilats et la croissance racinaire n'a pu être observée.

D'un autre côté, des régions autres que les organes sources peuvent modifier le taux d'exportation des assimilats aux racines (Moore et al., 1999; Stitt et Krapp, 1999). Ainsi, la taille et l'activité métabolique des puits altèrent le taux et la capacité de photosynthèse (Marcelis, 1996). Lorsque la température est basse au niveau d'un puits, ce qui réduit généralement son activité métabolique et par conséquent sa force de puits, le taux d'exportation diminue à court terme (Minchin et al., 1994) et à long terme (Plum et Farrar, 1996). Il est donc difficile de soutenir que l'acquisition de carbone est uniquement déterminée par les parties aériennes (Farrar et Jones, 2000).

* **Hypothèse 3 :** l'acquisition de carbone est déterminée par la demande des racines (« pull » hypothesis).

Cette hypothèse, émise par Harper (1977), suggère que les parties aériennes surproduisent des glucides de façon à toujours satisfaire la demande en assimilats des racines.

Néanmoins, le terme de « demande » nécessite d'être clairement explicité. Nous employons ce terme pour le carbone nécessaire à la croissance, la respiration, les assimilats
utilisés par les symbiotes et le carbone libéré sous forme de rhizodépôts (Farrar *et al.*, 1995). Les composantes conventionnelles de cette demande, c'est-à-dire la croissance et la respiration racinaire, sont bien étudiées. Cependant, celles qui font intervenir la libération de carbone dans le sol ou la consommation des composés carbonés dans la relation symbiotique exigent plus d'attention : dépendent-ils d'éléments extérieurs à la plante ou une fraction du carbone assimilé est-elle sécrétée à un taux constant quelles que soient les conditions environnementales ? Certaines études ont montré que la libération de composés carbonés par le système racinaire dans le sol pouvait être partiellement régulée par des mécanismes de réabsorption racinaire (Xia et Saglio, 1988; Jones et Darrah, 1993b;1994; Jones et Edwards, 1998; Ryan *et al.*, 2001). Par conséquent, ce composant de la demande racinaire découlerait à la fois de la racine et des conditions rhizosphériques (Farrar et Jones, 2000).

Lorsque les plantes sont soumises à une obscurité prolongée, la respiration et le taux de croissance des racines restent inchangés pendant plusieurs jours. Les teneurs en sucres, amidon et protéines déclinent seulement après quelques jours, et ce, alors que la quantité de réserves carbonées dans le système racinaire est trop faible pour maintenir le métabolisme pendant plusieurs heures. Ceci illustre que les parties aériennes continuent à exporter des assimilats pendant plusieurs jours en puisant dans leurs stocks d'amidon. Par conséquent, la demande des racines joue bien un rôle sur l'acquisition de carbone provenant des parties aériennes.

Néanmoins, cette hypothèse n'explique pas l'augmentation de la croissance des racines suite à une augmentation du taux de photosynthèse. Aussi, Farrar et Jones (2000) ont-ils émis une quatrième hypothèse réconciliant les hypothèses « push » et « pull ».

* Hypothèse 4 : l'acquisition de carbone est déterminée à la fois par les racines et par les parties aériennes (« shared control » hypothesis)

Le contrôle de l'acquisition des assimilats carbonés par les racines réside partiellement dans les racines et partiellement dans les parties aériennes. Chaque étape du transport de carbone dans la plante peut être régulée.

Pour déterminer quelles étapes contrôlent le flux de carbone, Farrar et Jones, (2000) ont utilisé des plants de soja ayant une feuille et une racine croissant à un taux constant. Ce sont des systèmes simplifiés qui comportent une source et un puits. Ainsi, 80% du contrôle a pu être attribué à la source, contre 20% pour la racine. Ces auteurs ont aussi calculé des
coefficients de réponse pour des plants partiellement défoliés. Le principe de cette méthode est basée sur le fait que lorsque la photosynthèse est réduite de 40%, le taux de croissance des racines devrait être lui aussi réduit de 40% si la photosynthèse contrôle à elle seule l'acquisition de carbone par les racine (« push » hypothesis). Le coefficient de réponse, rapport entre ces deux pourcentages indique donc quelle part de contrôle est régie par les parties aériennes. Pour cette étude, Farrar et Jones (2000) ont utilisé des plants de fétuque et de pâquerette. Après une culture à différentes concentrations de CO₂, les plantes sont partiellement défoliées et le coefficient de réponse est calculé. Ce dernier est différent entre les plants ayant poussé à une concentration en CO₂ de 700 vpm et ceux s'étant développé à 350 vpm : la réduction de croissance, plus faible que la baisse du taux de photosynthèse, est moindre lorsque les plants ont été soumis à une concentration en CO₂ de 700 vpm. L'hypothèse émise pour expliquer ces résultats est que les puits limitent la croissance des plantes et que cette limitation est plus marquée lorsque le taux de photosynthèse est plus élevé. Il apparaît donc que le contrôle de la croissance est partagé entre les feuilles, organes sources, et les racines, organes puits.

## A partir de ces hypothèses, quelles variables peuvent être choisies pour modéliser la rhizodéposition ?

Chez les plantes annuelles comme le maïs, qui ont peu de réserves racinaires, la rhizodéposition serait étroitement corrélée avec la quantité d'assimilats qui provient des parties aériennes. Nous avons vu que cette acquisition de carbone par le système racinaire dépend des parties aériennes (« push hypothesis »), des racines (« pull hypothesis »), ou d'une interaction complexe entre les parties aériennes et le système racinaire (hypothèse de l'équilibre fonctionnel et « shared control hypothesis »).

Dans le cas de l'hypothèse « push », les variables régissant la rhizodéposition seraient donc uniquement des variables relatives à l'assimilation du CO₂ et au taux d'exportation des assimilats dans le phloème.

Au contraire, dans le cas de l'hypothèse « pull », ces variables pourraient être la croissance et la respiration racinaire, et éventuellement des facteurs environnementaux qui accentuent la demande des racines, tels que la présence de micro-organismes autour des racines.
Enfin, dans le cas d'un contrôle partagé entre parties aériennes et racines, hypothèse la plus probable, les variables relatives à la croissance et au fonctionnement des parties aériennes (biomasse des feuilles, taux de photosynthèse) ainsi que celles du système racinaire (taille des racines, concentration en azote disponible dans le sol) seraient des variables pertinentes à observer pour pouvoir les corréler ou non à la quantité de rhizodépôts selon le degré de contrôle des processus de rhizodéposition par la plante.

Dans la suite de ce travail, l'ensemble des variables est étudié. Nous nous intéressons à la fois aux variables du système racinaire comme la morphologie et l'activité métabolique des racines, mais aussi à la concentration en carbone soluble du système racinaire, variable intégrant le contrôle possible des parties aériennes sur la répartition du carbone dans la plante.

## III Conclusion et perspectives de recherche

Cette synthèse bibliographique montre qu'il existe une multitude de travaux relatifs à la rhizosphère et aux nombreux processus qui s'y déroulent. Les auteurs qui analysent plus spécifiquement la libération de composés organiques dans le sol en fonction des conditions environnementales ont travaillé sur de nombreuses plantes et utilisé des protocoles très différents. Ainsi, l'hétérogénéité de ces conditions couplée à celle de l'expression des résultats ne permet pas de comparer les données obtenues et d'en tirer des conclusions générales.

Afin d'identifier et de hiérarchiser les différents facteurs qui modulent la rhizodéposition, de nombreux modèles ont été proposés. Néanmoins, lorsque les modèles intègrent les différents processus de libération des rhizodépôts dans le sol, les variables prises en compte pour modéliser la rhizodéposition ne sont pas directement mesurées ou le modèle n'est pas validé.

Nous avons centré notre travail sur l'étude des variables qui régissent la rhizodéposition. En effet, leur identification est primordiale pour maîtriser la rhizodéposition, et par conséquent moduler les flux de rhizodépôts en vue d'orienter le fonctionnement rhizosphérique. Comme nous l'avons dit précédemment, dans cette étude, la rhizodéposition est étudiée sur des plants de maïs au stade végétatif. Dans ces conditions, les rhizodépôts sont essentiellement constitués d'exsudats et de mucilages.
<figure><img src="image_11.png" /></figure>

Figure 10: Représentation schématique simplifiée de nos hypothèses de travail. La rhizodéposition serait corrélée à la morphologie racinaire, et notamment au nombre d'apex. En effet, c'est à ce niveau que la concentration en carbone soluble des cellules semble être la plus élevée. La diffusion y serait donc importante. De plus, l'activité métabolique des racines est également très importante à l'extrémité des racines. La sécrétion de mucilage, corrélée à cette activité, serait donc favorisée.
L'exsudation est une diffusion passive entre le cytoplasme des cellules racinaires et la solution du sol. D'une manière générale, l'exsudation serait directement liée à la concentration en carbone soluble des racines. Comme les racines de maïs sont pauvres en réserves, nous pouvons donc supposer que l'exsudation de jeunes plants de maïs est principalement corrélée à l'approvisionnement en substrats carbonés des racines. D'après la littérature, la concentration en carbone soluble des cellules est très élevée dans la zone de déchargement du phloème, située au niveau des apex racinaires.

Le mucilage est quant à lui sécrété de façon active. La biosynthèse et la libération des mucilages sont des processus qui exigent de l'énergie. Cette énergie est fournie par les composés solubles présents dans le cytoplasme des cellules racinaires. Là aussi, la concentration en composés solubles et les apex seraient des variables privilégiées pour rendre compte de la sécrétion.

Finalement, nous posons les hypothèses suivantes :

* la quantité d'exsudats dépend du pool de carbone soluble des racines, de la surface racinaire et de la concentration extérieure en carbone ;

* la quantité de sécrétions dépend essentiellement de l'activité métabolique et du nombre d'apex du système racinaire.

Pour tester ces hypothèses, les relations entre ces différentes variables ont été analysées. Nos expérimentations ont voulu répondre aux questions suivantes (Figure 10) :

1. Quelle est la relation entre la rhizodéposition et l'approvisionnement en substrats carbonés des racines ?

2. La morphologie racinaire, et en particulier le nombre d'apex, influe-t-elle sur la rhizodéposition ?

Enfin, l'ensemble de nos données expérimentales a été analysé pour dégager les principales variables régissant la rhizodéposition, conceptualiser un modèle simple de rhizodéposition en fonction de ces variables, et proposer différentes pistes de recherche pour élaborer un modèle de rhizodéposition des plantes annuelles.

Les protocoles expérimentaux mis en place pour tester ces hypothèses sont détaillés dans le chapitre suivant.
Les résultats rapportés dans ce mémoire ont fait à ce jour l'objet de :

- Une publication :

Marchand A. L., Robin C. et Nguyen C. 2004. Is root-released C directly correlated with the shoot C-supply to the roots ? (en préparation).

- Deux participations à des rencontres de jeunes chercheurs :

Marchand A. L., Robin C. et Nguyen C. 2002. Etude du fonctionnement de la rhizosphère : relation entre rhizodéposition carbonée et les variables morphologiques du système racinaire. Séminaire 2002 de l'Ecole Doctorale « Science et Ingénierie des Resources, Procédés, Produits et Environnement », Nancy, France, 17 janvier 2002. ISBN 2-9518564-0-7.

Marchand A. L., Robin C. et Nguyen C. 2000. Comment la libération du carbone par les racines est-elle régulée ? Poster présenté aux Doctoriales de Lorraine, La Bresse, France, 6-13 octobre 2000.

- Une communication à un colloque national :

Marchand A. L., Robin C. et Nguyen C. 2001. La rhizodéposition carbonée du maïs est-elle reliée aux variables morphologiques du système racinaire ? 3ème Colloque Rhizosphère, Dijon, France, 26-28 novembre 2001.

- Deux communications à des colloque internationaux :

Marchand A. L., Robin C., Nguyen C. 2002. Towards a simplified model of rhizodeposition of hydroponically grown maize. Poster présenté à l'Action COST 631, Vienne, Autriche, 11-13 octobre 2002.

Marchand A. L., Robin C., Nguyen C. et Grieu P. 2001. Does relative sink strength control rhizodeposition? Poster présenté au 6ème International Society of Root Research Symposium, Nagoya, Japon, 11-15 novembre 2001.
<figure><img src="image_12.png" /><figcaption>Figure 11 : Répartition des grains de maïs en fonction de leur masse. Une courbe de Gauss de type y=a × exp[-(x-b)²/2c²] est ajustée sur les points obtenus (les constantes de la courbe sont a=42,7 ; b=0,29 et c=0,027 ; r²=0,92).</figcaption></figure>

<figure><img src="image_13.png" /><figcaption>Figure 12 : Dispositif de culture en sol pour le marquage des assimilats au ¹⁴C. Les références sont expliquées dans le texte.</figcaption></figure>
# Matériels et Méthodes

## I Matériel végétal et conditions de culture

### I.A Matériel végétal

Nous utilisons une variété demi-précoce de maïs (Zea mays L. cv DEA) distribuée par Pioneer (France) pour réaliser cette étude. Les graines n'ont subi aucun traitement. Nous avons pesé 300 graines prises au hasard dans le sac de semence afin de définir quel était la masse moyenne d'un grain (Figure 11). Afin de réduire la variabilité phénotypique, les graines sélectionnées pour les expériences ont un poids compris entre 280 et 300 mg.

### I.B Culture en sol

Le semis est effectué dans des pots de culture à 2 cm de la surface du sol à raison d'un grain de maïs par pot. Le sol utilisé est un mélange de terre tamisée à 5 mm de texture sablonlimono-sableuse (Annexe 1) et de sable tamisé à 2 mm, dans la proportion 2/3, 1/3 (v/v), respectivement. Il est utilisé avec une densité de 1,3 kg L⁻¹. Le pot de culture est constitué de 3 parties (Figure 12) :

- un tube central en polychlorure de vynile (94 mm de diamètre interne et 373 mm de longueur) avec un pas de vis à chaque extrémité (1). Un dispositif a été soudé à l'intérieur du tube pour pouvoir disposer un rond de tissu sur une maille en plastique et retenir ainsi le sol dans le tube (2).

- un couvercle supérieur (3) qui a 3 orifices utilisés pour l'apport quotidien de solution nutritive (4). Un quatrième orifice central de 32 mm de diamètre comporte un cylindre en plastique (5) qui permet le passage de la tige. Ce couvercle est mis en place lors de la germination des grains sur les pots des plantes destinées à être marquées au ¹⁴C.
<figure><img src="image_14.png" /></figure>

Figure 13 : Dispositif de culture hydroponique des maïs au stade végétatif (4 ou 6 feuilles visibles), cultivés dans des tubes en verre remplis de billes. Ce dispositif est mis en place pour suivre la cinétique de rhizodéposition. Les références sont expliquées dans le texte.
- un couvercle inférieur (6) qui est exclusivement utilisé pendant le marquage pour assurer l'étanchéité du compartiment souterrain.

Deux fois par jour, l'humidité du sol est ajustée à 70% de la capacité au champ (5 kPa) avec de l'eau distillée et de la solution nutritive d'Hoagland et Arnon (1950) modifiée (Annexe 2). Les plantes sont cultivées pendant 4 semaines dans un phytotron où les conditions de température, d'éclairement et d'humidité sont régulées selon les consignes suivantes :

- température : $25^\circ C \pm 1^\circ C$ à la lumière et $20^\circ C \pm 1^\circ C$ à l'obscurité ;

- photopériode : 16 heures d'éclairement et 8 heures d'obscurité ;

- éclairement photonique utile à la photosynthèse (Photosynthetic Photon Flux Density, PPFD) : 450 µmole m⁻² s⁻¹ dans le PAR au niveau des feuilles.

## I.C Culture en hydroponie

Deux types de dispositifs ont été employés pour cultiver des plants de maïs en hydroponie avec le système racinaire en axénie. Le premier dispositif est utilisé pour suivre pendant 24 heures la cinétique de libération des composés solubles dans le milieu de culture, le deuxième pour réaliser un marquage ponctuel des plants en fin de culture.

### I.C.1 Premier dispositif : tube en verre

Ce dispositif permet de cultiver des plantes jeunes (20 jours de culture maximum) dans un tube en verre (Pyrex) de 300 mm de hauteur et de 38 mm de diamètre intérieur (Figure 13) (Benizri *et al.*, 1995; Boeuf-Tremblay *et al.*, 1995; Benizri *et al.*, 2002).

Chaque tube est ouvert à ses deux extrémités. La partie inférieure du tube est obturée par un bouchon à jupe en silicone (1) qui comporte deux ouvertures dans lesquelles sont insérées des tuyaux de silicone (diamètre interne de 3 mm, diamètre externe de 6 mm). Le premier tuyau permet d'établir un bullage d'air filtré (0,2 µm, Sartorius) stérile à l'intérieur du tube à l'aide d'une pompe péristaltique (2), à un débit de 100 mL par minute environ. Le
deuxième tuyau est relié à une bouteille vide de 2,5 L (3). Il permet d'évacuer la solution nutritive lorsque celle-ci est renouvelée.

A 210 mm de la base du tube, deux ouvertures sont pratiquées dans la paroi de verre. Une ouverture, reliée à une bouteille contenant 2 L de solution nutritive (4), permet de renouveler cette dernière dans le tube, à l'aide d'une deuxième pompe péristaltique. L'autre ouverture permet la sortie d'un tuyau de silicone d'un diamètre intérieur de 1 mm provenant du fond du tube de culture (5). Ce tuyau permet de récupérer à l'aide d'une seringue stérile des aliquotes de solution nutritive au moment des prélèvements lors de l'étude de la cinétique d'exsudation.

Une contrainte mécanique est simulée au niveau des racines par des billes en verre (diamètre 4 mm) qui remplissent le tube de la base jusqu'aux deux ouvertures du tube, soit 330 g de billes en moyenne (6). La taille des pores est de 1,14 mm et la porosité totale de 25,2 %. Pour se développer dans le pot, les racines doivent exercer une force mécanique. Cette force doit être plus forte au fond du pot car la masse des billes de verre détermine une plus forte contrainte en bas par rapport au sommet (Groleau-Renaud, 1998). Le choix du diamètre des billes s'est basé sur des travaux antérieurs effectués au sein du laboratoire (Tremblay-Boeuf, 1995).

Nous avons choisi de travailler avec une contrainte mécanique faible pour permettre une bonne croissance racinaire tout en conservant un volume non négligeable de solution nutritive dans le pot, soit 60 mL environ. En utilisant des billes plus fines, le volume de solution nutritive est réduit : la réabsorption des rhizodépôts solubles et les variations de volume dues à l'absorption de l'eau par les racines sont trop importantes pour pouvoir étudier finement les processus de rhizodéposition.

La partie supérieure du tube est obturée par du coton cardé (7) et recouverte par du papier aluminium. Les tuyaux sont fermés hermétiquement à l'aide de pinces afin d'assurer la stérilité du système.
<figure><img src="image_15.png" /><figcaption>Figure 14 : Dispositif de culture hydroponique des maïs dans des pots en verre d'1L remplis de billes de verre. Ce dispositif est mis en place pour marquer les assimilats au ¹⁴C après différents temps de culture. Les références sont expliquées dans le texte.</figcaption></figure>
**.I.C.2 Deuxième dispositif : pot en verre**

Ce dispositif est basé sur le même concept que le premier, mais il est adapté à un temps de culture plus long (20 à 30 jours) et à un marquage des parties aériennes du maïs.

Le pot de culture est un pot en verre d'un litre sur lequel se fixe un couvercle en polycarbonate ayant 5 orifices (Figure 14). Quatre d'entre eux ont un diamètre de 5 mm. Ils sont connectés à des tuyaux en silicone de 2mm de diamètre intérieur et de 4 mm de diamètre extérieur. Deux orifices permettent l'entrée (1) et la sortie (2) d'air filtré à 0,2µm (Sartorius) pour garder le dispositif stérile. Les deux autres sont utilisés pour apporter régulièrement la solution nutritive stérile (3) et récupérer le trop plein (4). Un cylindre en plastique, placé dans l'orifice central de 30 mm de diamètre, permet aux parties aériennes de se développer (5). L'extrémité supérieure du cylindre est obturée par du coton cardé protégé par une feuille d'aluminium. L'étanchéité entre le couvercle et le cylindre central est effectuée en ajoutant du mastic de bourrage (3M™ Ref.08568). Le pot est rempli de billes de verre de 4mm de diamètre. Le volume de solution nutritive du pot est de 250 mL en moyenne.

**.I.C.3 Stérilisation du dispositif expérimental et des semences :**

*Stérilisation des dispositifs de culture sur billes de verre*

A fin d'éviter toute contamination microbienne, l'ensemble du dispositif de culture est placé dans un autoclave (121°C, 20 min, 10⁵ Pa). Cette opération est réalisée pour chaque dispositif.

*Désinfection des graines de maïs*

Les semences sont plongées pendant 30 secondes dans une solution d'acide sulfurique 95 % pour fragiliser les téguments de la graine et faciliter la stérilisation (Benizri *et al.*, 1995). Elles sont rincées abondamment dans de l'eau distillée puis immergées pendant 15 minutes dans une solution d'hypochlorite de calcium (7% m/v). Les grains sont ensuite manipulés sous hotte à flux laminaire vertical pour prévenir toute contamination. Ils sont rincés 6 fois dans 200 mL d'eau distillée stérile. Chaque grain est ensuite placé dans une boîte de Pétri
contenant un milieu nutritif gélosé (Annexe 3). Les boîtes sont mises à incuber pendant 72 heures à 25°C pour permettre la germination tout en contrôlant la stérilité.

### I.C.4 Conditions de développement

Les graines germées présentant une radicule de 3 cm environ et ne montrant aucune contamination sur la gélose sont sélectionnées pour la mise en culture. Sous la hotte à flux vertical, un grain est placé avec une pince stérile à l'intérieur du tube ou du cylindre central selon le dispositif utilisé. Du coton cardé stérile est ensuite ajouté à l'extrémité supérieure du tube ou du cylindre central, pour éviter les contaminations. Les dispositifs de culture sont ensuite transférés dans une chambre climatisée placée dans les conditions suivantes :

<table><thead><tr><td></td><td>tubes</td><td>pots</td></tr></thead><tbody><tr><td>photopériode (h)</td><td>16</td><td>16</td></tr><tr><td>température (°C)</td><td>25</td><td>25 jour/20 nuit</td></tr><tr><td>Humidité relative (%)</td><td>80%</td><td>non contrôlée</td></tr><tr><td>PPFD (µmol m<sup>-2</sup> s<sup>-1</sup>)</td><td>350</td><td>400</td></tr></tbody></table>

Les différences concernant l'éclairement photonique utile à la photosynthèse et l'humidité relative sont dues à l'utilisation de deux chambres climatisées distinctes. Les maïs cultivés pour étudier la cinétique de rhizodéposition pendant 24 heures (tubes du dispositif 1) sont disposés dans un phytotron ayant une température identique jour et nuit pour minimiser les variations de rhizodéposition dues à l'effet de la température sur l'activité de la plante pendant l'étude de la cinétique d'exsudation.

Les tubes et les pots de culture sont remplis avec de la solution nutritive d'Hoagland et Arnon modifiée (1950) sans carbone puisque le fer est apporté sous forme $FeCl_3$ et non pas sous forme de $FeEDTA$. Dans le cas des tubes en verre, la solution est renouvelée tous les 3 jours. Dans le cas des pots, la solution est apportée tout au long de la culture à l'aide d'une pompe péristaltique.

Lorsque les feuilles du maïs sont suffisamment développées pour toucher le coton situé à l'extrémité supérieure du tube ou du cylindre plastique, il est nécessaire de les libérer pour assurer leur développement tout en maintenant la stérilité des racines et de la solution nutritive. Pour cela, les dispositifs de culture sont transportés sous hotte, le bouchon de coton est retiré puis remplacé par des morceaux de coton stérile ajustés autour de la tige.
Un suivi du nombre total de feuilles visibles et du nombre de feuilles déployées est effectué sur l'ensemble des plantes tout au long de la culture. Une feuille est considérée comme déployée lorsque la ligule est visible (

Photo 1).

<figure><img src="image_16.png" /></figure>

Photo 1 : Chez le maïs, la base de la feuille forme une gaine autour de la tige. La ligule est la mince languette de tissu qui dépasse au-dessus de la gaine.

Le nombre de plants utilisés dans les expériences, ainsi que leur nombre de feuilles visibles déployées ou non, sera spécifié au début de chaque partie concernée. Néanmoins, toutes les expériences sont réalisées sur des plants de maïs au stade végétatif. Le choix d'étudier particulièrement ce stade de croissance est dû à un taux de rhizodéposition plus important. En effet, la rhizodéposition est notoirement plus importante lors de la mise en place du système racinaire d'une part, et le maïs, qui n'a pas encore formé d'organes reproducteurs, alloue plus d'assimilats aux racines (les assimilats ne sont pas encore mobilisés pour la formation de réserves des graines).
## II Réduction de l'allocation d'assimilats aux racines

### II.A Choix de la méthode

Plusieurs méthodes sont envisageables pour moduler la quantité d'assimilats photosynthétisés allouée aux racines. Elles s'appliquent sur :

- les sources, en modifiant la quantité de carbone assimilé, et donc la disponibilité en assimilats des parties aériennes (défoliation, variation de l'intensité lumineuse) ;

- le mécanisme de transport aux racines (froid appliqué sur la tige, brûlure des cellules constituant le phloème) ou ;

- l'ensemble de la plante (différents stades phénologiques).

Afin de ne pas perturber directement la physiologie des organes sources, nous avons choisi de modifier l'allocation de carbone aux racines en brûlant une partie du phloème de la tige ou en étudiant la répartition du carbone à différentes étapes du stade végétatif.

La destruction partielle des cellules du phloème au niveau de la tige est choisie car elle semble la moins perturbante pour réduire l'allocation carbonée aux racines à systèmes racinaires comparables (âge, morphologie). En effet, la défoliation induit une modification des équilibres sources-puits pour le carbone et l'azote. Les réserves de la plante sont remobilisées (Avice et al., 1997) et la photosynthèse des feuilles restantes augmente (Anten et Ackerly, 2001), ce qui peut compenser le déficit en carbone de la défoliation. De plus, la défoliation peut modifier l'absorption des éléments minéraux par les racines, et perturber l'environnement rhizosphérique.

### II.B Mise au point de la destruction partielle des vaisseaux de phloème de la tige

Cette technique consiste à tuer partiellement les cellules qui constituent les vaisseaux de phloème en les brûlant. La brûlure peut être faite en appliquant un jet d'azote liquide, de la vapeur d'eau à 80-90 °C ou un instrument très chaud sur les tissus visés. Tous les tissus brûlés sont détruits.
<figure><img src="image_17.png" /></figure>

Figure 15 : Dispositif utilisé pour appliquer un jet de vapeur sur les tiges de maïs. Ce dispositif est constitué d'un erlen en verre contenant de l'eau distillée (1) posé sur une plaque chauffante (2). Lorsque l'eau bout, la vapeur est canalisée par un tuyau de silicone (3) et un embout de pipette (4) pour être appliquée sur la tige. Le diamètre de l'embout de sortie est d'1 mm. Une valve de sécurité (5) s'ouvre lorsque la pression est trop forte dans l'erlen.

<figure><img src="image_18.png" /></figure>

Figure 16 : Point d'impact du jet de vapeur appliqué sur la tige des plants de maïs. Le point d'impact est indiqué par une flèche sur un schéma représentant les parties aériennes du maïs.
Néanmoins, comme le xylème est déjà constitué de cellules mortes, et que les feuilles continuent de transpirer, le transport du xylème n’est normalement pas affecté par la brûlure. Cette technique est régulièrement employée sur les arbres fruitiers dans le but de réduire l’allocation d’assimilats aux racines et de favoriser la croissance des fruits (Mataa *et al.*, 1998; Verreynne *et al.*, 2001). Elle a également été utilisée comme outil de recherche pour discriminer la respiration rhizosphérique de la respiration de la matière organique du sol (Högberg *et al.*, 2001; Högberg *et al.*, 2002).

Pour des facilités méthodologiques, nous travaillons avec un jet de vapeur. Le système utilisé est présenté par la Figure 15.

Des expériences préliminaires sont réalisées pour déterminer le temps d'application en fonction du pourcentage de tissus de la tige détruits. Les expériences sont réalisées sur du maïs âgé de 3 semaines (12 feuilles visibles), cultivé en sol dans les conditions précédemment décrites. Afin d'avoir de pouvoir reproduire le traitement de façon identique sur chaque plante, le jet de vapeur de 90°C est appliqué à 1 cm du sol, sur les gaines de la deuxième et de la troisième feuille (Figure 16). Différents temps sont testés, chacun sur un lot de 3 maïs : 0 ; 0,5 ; 1 ; 2 ; 3 ; 6 ; 9 et 12 minutes. Après 16 heures, la tige est prélevée.

## Coupes fines à main levée

Des coupes à main levée sont réalisées à différents niveaux de la brûlure. Les coupes sont ensuite mises à incuber pendant 1 heures à 24°C dans 200 mL d'une solution de chlorure de tétrazolium (0,1% m/v) stérile. La coloration des cellules en violet indique une réduction enzymatique des tissus végétaux vivants du sel de tétrazolium en formazan insoluble (Smith, 1951). La vitalité des cellules est ensuite observée au microscope photonique.

## Conséquence de la brûlure sur le prélèvement d'eau par les parties aériennes

Nous utilisons cette méthode pour altérer les vaisseaux de phloème, qui permettent le transport des assimilats aux racines. Afin de tester le bon approvisionnement en eau des parties aériennes, *via* les vaisseaux de xylème, les conséquences de la brûlure sur l'alimentation hydrique des feuilles sont étudiées.
Les maïs ont été cultivés en sol de la façon précédemment décrite. Après 21 jours de cultures, le maïs de 12 feuilles visibles (déployées ou non) est dépoté. Le système racinaire est séparé du sol avec précaution et rincé à l'eau. Les maïs sont ensuite transférés dans des cuves d'eau aérées par un bullage d'air comprimé. Le jet de vapeur est appliqué pendant 12 minutes pour tuer l'ensemble des cellules du phloème du segment de tige. Le lendemain, les racines sont mises à incuber pendant 2 heures dans une solution de bleu de méthylène (0,1% m/v). Des coupes à main levée sont réalisées sur la partie supérieure de la tige brûlée et au milieu de chaque feuille visible. Elles sont ensuite observées au microscope photonique. La présence de bleu de méthylène est évaluée dans chaque faisceau de xylème.

Le potentiel hydrique de chaque feuille est déterminé à la lumière. Il traduit l'état de liaison de l'eau à l'intérieur des tissus végétaux. Sa mesure s'opère dans une chambre de pression, où l'on introduit la feuille fraîchement coupée avec une des extrémités arrivant à l'air libre à travers un joint d'étanchéité. La valeur de la pression à exercer pour voir apparaître une gouttelette à la surface sectionnée de la feuille est ensuite observée.

La matière fraîche des feuilles est mesurée. La matière sèche des feuilles est pesée après un séchage de 48 heures à 80°C.

## Etude de l'activité métabolique des racines des plantes brûlées en conditions stériles

Deux séries d'expériences sont mises en place pour étudier l'impact de la brûlure sur l'activité métabolique des racines.

### 1. Respiration racinaire

Une expérimentation est effectuée sur des plants de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des pots remplis de billes de verre (Figure 14) pour étudier l'impact de la brûlure de la tige sur la respiration des racines.

Lorsque le maïs présente 12 feuilles visibles, l'atmosphère des racines est séparée de celle des parties aériennes. De la silicone liquide (RTV 585, Rhône Poulenc, France) est coulée sur le coton cardé qui entoure la tige dans le cylindre central en plastique. Après durcissement, une cartouche de chaux sodée est placée à l'entrée du système de bullage, puis le bullage est remis en place. L'étanchéité est testée en immergeant chaque dispositif dans l'eau.
<figure><img src="image_19.png" /></figure>

Photo 2 : Dispositif de mesure de la respiration racinaire. A gauche, le système utilisé pour mesurer la concentration en CO₂ et le débit d'air dans le pot de culture. A droite, le plant de maïs cultivé en conditions hydroponiques stériles, dont la tige est brûlée pendant 9 minutes.
Les tiges sont brûlées pendant 9 minutes à la limite du joint de silicone, à une hauteur de 3 cm du collet environ.

La concentration en CO₂ provenant de la respiration racinaire est mesurée toutes les minutes pendant 2 jours en couplant un analyseur de gaz à infrarouge (IRGA, Li-Cor LI-6200, Lincoln, USA), un débitmètre et un ordinateur (Photo 2).

## 2. Capacité d'oxydation des racines

Après les mesures de respiration, les racines sont récoltées sous la hotte à flux laminaire et en conditions stériles. Elles sont mises à incuber pendant 22 heures à 24°C dans 200 mL d'une solution de chlorure de tétrazolium (0,1% m/v) stérile. L'impact de la brûlure sur l'activité métabolique des racines est évalué visuellement : une racine est considérée comme étant métaboliquement active lorsqu'elle est violette (Dekker et Chandler, 1985) et métaboliquement morte lorsque aucune coloration ne s'est développée. La matière sèche des racines et des parties aériennes est mesurée après un séchage de 48 heures à 80°C.

# .III Marquage ponctuel des parties aériennes au $^{14}$CO$_2$

## III.A Séparation hermétique du compartiment souterrain

Les parties aériennes du maïs sont isolées hermétiquement des racines et de leur support (sol, billes et solution nutritive) en vue du marquage.

Pour les maïs cultivés en hydroponie stérile, l'étanchéité est assurée par de la silicone liquide comme il a été décrit précédemment.

Pour les maïs cultivés en sol, les deux couvercles sont vissés à chaque extrémité du tube de culture.
<figure><img src="image_20.png" /></figure>

Figure 17 : Dispositif utilisé pour l'exposition ponctuelle des parties aériennes de 9 plants de maïs cultivés en sol à une atmosphère enrichie en $^{14}$CO$_2$. (c) chaux sodée, (dm) débitmètre massique, (f) filtre 0,2 µm, (o) ordinateur, (pa) pompe aquarium, (pe) piège à eau, (pp) pompe péristaltique.

<figure><img src="image_21.png" /></figure>

Photo 3 : Marquage de 9 plants de maïs dont la tige est brûlée pendant 0, 6, et 9 minutes. A gauche, les plants dans l'enceinte de marquage. A droite, les pièges à soude permettant de mesurer la respiration rhizosphérique.
L'étanchéité totale du dispositif est assurée par l'ajout de silicone liquide (RTV 585, Rhône Poulenc, France) coulée dans le tube en plastique entourant la tige. L'absence de fuite est contrôlée lorsque la silicone a durci : le compartiment souterrain est immergé dans l'eau et balayé par un flux d'air à une pression de $10^5$ Pa.

Dans les deux cas, le compartiment souterrain est continuellement balayé par un flux d'air sans $CO_2$ ($100 \pm 10$ mL min$^{-1}$) en utilisant deux orifices du couvercle supérieur du tube pendant le marquage et la chasse. Cette circulation d'air permet :

- d'aérer le compartiment souterrain et

- de collecter le $CO_2$ dégagé par la respiration du sol et des racines en faisant buller l'air en sortie de tube dans 200 mL de soude 1N (Warembourg et Billes, 1979; Todorovic *et al.*, 1999).

Un troisième orifice du couvercle est utilisé pour apporter quotidiennement la solution nutritive.

Les plants sont transférés la veille dans l'enceinte de marquage. Les enceintes en altuglass sont différentes pour les maïs cultivés en sol de ceux cultivés en hydroponie stérile :

- dans le cas des plants cultivés en sol, l'enceinte a un volume de 2500 litres. L'intérieur de la chambre est régulé en éclairement, en température et en hygrométrie avec des paramètres identiques aux valeurs précédemment décrites.

- dans le cas des plants cultivés en hydroponie stérile, l'enceinte est de 220 litres (80 cm x 55 cm x 50 cm ; épaisseur des parois : 4 mm). Elle-ci est placée dans un phytotron pour que la température soit régulée. Néanmoins, l'humidité relative de l'air n'est plus contrôlée.

Les deux enceintes sont disposées dans une rigole contenant de l'eau à pH=5. L'acidité de l'eau empêche la formation de carbonates radioactifs et assure un joint d'étanchéité qui isole l'atmosphère de l'enceinte.

Pour mesurer l'évolution de l'activité spécifique de l'atmosphère de la chambre, un analyseur de radioactivité β⁻ en flux continu (A500TR, Packard Instrument, Co. Inc., CT, USA) est couplé avec un analyseur de gaz à infrarouge (IRGA; ADC 225 MK3, Hoddesdon, United Kingdom) et deux ordinateurs (Photo 3 et Figure 17).
<figure><img src="image_22.png" /></figure>

Figure 18 : Concentration en CO₂ de la chambre pendant le marquage des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en sol en conditions contrôlées. Le marquage débute au temps t=0 min et se termine à t=60 min.

<figure><img src="image_23.png" /></figure>

Figure 19 : Activité spécifique de la chambre pendant le marquage de 9 plants de maïs cultivés en sol en conditions contrôlées. Les flèches indiquent le début et la fin du marquage.
L'ensemble du système permet de réguler très finement à la fois l'activité ¹⁴C et la concentration en CO₂ de la chambre de marquage. Pendant la phase d'acclimatation, le marquage et la chasse, la concentration en CO₂ est automatiquement régulée à 352 ± 9 µl L⁻¹ pour les plantes cultivées en sol, et à 358 ± 6 µl L⁻¹ pour les plantes cultivées en hydroponie stérile.

### III.B Marquage ponctuel des parties aériennes

Le marquage dure 1 heure, le temps de chasse 48 heures. Pendant le marquage, l'activité spécifique de l'atmosphère en ¹⁴C est régulée à 46,5 ± 3,85 kBq mg⁻¹ C en moyenne pour les plantes cultivées en sol, et à 54,3 ± 4,3 kBq mg⁻¹ C en moyenne pour les plantes cultivées en hydroponie stérile.

#### III.B.1 Production du ¹⁴CO₂ dans l'atmosphère de l'enceinte

Le dégagement de ¹⁴CO₂ est obtenu en ajoutant de l'acide lactique 1 M dans un flacon de 100 mL ("réacteur") contenant une solution de NaH¹⁴CO₃ (activité spécifique: 18,5 MBq·ml⁻¹). Le mélange est agité par un barreau aimanté tout au long du marquage.

Le flacon est continuellement balayé par de l'air prélevé dans l'enceinte de marquage à l'aide d'une pompe à aquarium d'un débit de 1 L min⁻¹. L'air enrichi en ¹⁴CO₂ retourne dans l'enceinte où il barbote dans de l'eau acidifiée. Cette opération permet de contrôler en permanence la circulation de l'air entre le "réacteur" et l'enceinte durant le marquage. L'activité spécifique du ¹⁴CO₂ dégagé au sein du réacteur est très élevée.

Par conséquent, l'introduction du ¹⁴CO₂ dans l'enceinte permet une augmentation rapide de l'activité spécifique dans la chambre de marquage, sans en modifier significativement la concentration en CO₂ totale (Figure 18 et Figure 19). Ces précautions sont prises afin de ne pas perturber la photosynthèse au moment du marquage.
<figure><img src="image_24.png" /><figcaption>Figure 20 : Représentation schématique de la récolte d'un pot de maïs cultivé en sol. Le nom des différents compartiments analysés est noté entre parenthèses.</figcaption></figure>

<figure><img src="image_25.png" /><figcaption>Figure 21 : Représentation schématique de la récolte d'un pot de maïs cultivé en hydroponie dans des conditions stériles. Le nom des différents compartiments analysés est noté entre parenthèses.</figcaption></figure>
### .III.B.2 Maintien de l'activité spécifique dans la chambre

Les plantes assimilent le CO₂ présent dans l'atmosphère de la chambre. Pour maintenir la concentration en CO₂ et l'activité spécifique de l'atmosphère, de l'air ayant les mêmes caractéristiques que l'atmosphère de la chambre est injecté pour compenser l'assimilation des plantes. Cet air a deux origines en fonction des plants marqués :

- une bouteille de ¹⁴CO₂ qui a la même activité spécifique que l'air de la chambre de marquage dans le cas des plants cultivés en sol.

- une pompe péristaltique, connectée au système informatique gérant l'ensemble des régulations dans l'enceinte, qui délivre une solution de carbonate de sodium d'activité spécifique identique à l'atmosphère de l'enceinte dans une solution d'acide lactique 1M en fonction de l'assimilation des plantes.

### .III.B.3 Fin du marquage

A la fin du marquage, une pompe force l'air de l'enceinte à passer à travers un piège à CO₂ de chaux sodée. Parallèlement, une bouteille injecte du ¹²CO₂ pour maintenir la concentration en CO₂ constante. Ce procédé permet de faire chuter l'activité spécifique du ¹⁴C de l'air sans variation de la concentration en CO₂ dans la chambre de marquage.

## .IV Récolte après le marquage

L'ensemble de la récolte s'effectue 48 heures après le marquage, sous une hotte et avec des gants pour éviter tout contact direct avec les échantillons marqués et le ¹⁴CO₂ provenant de la respiration des plantes. Le temps de chasse est choisi en fonction de travaux antérieurs effectués au sein du laboratoire, de façon à ce que l'ensemble des assimilats soient répartis dans les différents compartiments plante/sol (Todorovic, 2000). Les différentes étapes des récoltes sont représentées par la Figure 20 et la Figure 21.
<figure><img src="image_26.png" /></figure>

Figure 22 : Dispositif utilisé pour aspirer le mucilage adhérant aux apex racinaires. L'embout plastique (1) est appliqué sur les apex racinaires. Le mucilage est récolté dans un tube en PVC de 20 mL (2). L'aspiration dans le tube s'effectue à l'aide d'une pompe à vide (3).
## IV.A Parties aériennes et racines

### IV.A.1 Parties aériennes

La plante est coupée au niveau du collet. Les parties aériennes sont divisées en plusieurs compartiments :

- les feuilles déployées visibles (FDV),

- les feuilles non déployées visibles (FV),

- les feuilles non déployées invisibles sans dissection (FI), et

- la tige (T).

Tous les échantillons sont immédiatement congelés dans de l'azote liquide et stockés à -30°C. Ils sont ensuite lyophilisés, pesés pour déterminer la masse sèche et broyés jusqu'à l'obtention d'une poudre très fine. Le contenu en carbone et en ¹⁴C est déterminé à partir d'une aliquote des poudres sèches.

### IV.A.2 Racines

Dans le cas des cultures stériles, les racines (RAC) sont facilement récoltées puisque la plante est cultivée en hydroponie. Elles sont ensuite disposées dans une cuve transparente remplie d'une solution de CaCl₂ 0,5 M pour pouvoir les scanner. La solution de CaCl₂ est utilisée à la place de l'eau pour éviter tout choc osmotique qui fragiliserait les structures du système racinaire. Du fait de sa pression osmotique, elle limite aussi les efflux d'exsudats lors de l'analyse du système racinaire. Après avoir scanné l'ensemble des racines, celles-ci sont récupérées et stockées à -30°C. Elles sont ensuite lyophilisées, pesées et broyées jusqu'à l'obtention d'une poudre très fine. Le contenu en carbone total et en ¹⁴C est déterminé à partir d'une aliquote des poudres sèches.

Afin de récolter les mucilages qui adhèrent aux apex des racines, un système d'aspiration à faible pression est élaboré (Figure 22). Il est appliqué sur l'apex et la zone d'élongation des racines les plus volumineuses. Les racines de faible diamètre ne sont pas aspirées pour éviter de détruire les structures encore fragiles. Les mucilages sont centrifugés à 4000 g pendant 15 minutes. A l'issue de cette centrifugation, le surnageant contenant les
mucilages est récupéré. Les débris cellulaires constituent le culot. Leur teneur en carbone total et en ¹⁴C est déterminée.

La morphologie des racines est analysée à l'aide du logiciel MacRHIZO®, mis à notre disposition par l'UMR d'Ecologie et d'Ecophysiologie Forestière de l'INRA de Champenoux. Ce logiciel analyse automatiquement l'image scannée. Il considère tout pixel ayant un niveau de gris supérieur à celui fixé au début de l'analyse comme étant une portion de racine. Il analyse ensuite la position des pixels entre eux pour définir la racine en entier et ses embranchements. Ainsi, on obtient la longueur, la surface et le volume total des racines. Le nombre total d'extrémités racinaires, ainsi que d'embranchements est également déterminé. De plus, le logiciel évalue le diamètre de chaque portion de racine. Cette évaluation est indiquée par l'apparition d'un squelette de couleur sur l'image analysée (Photo 4).

Une couleur indique une classe de diamètre dans laquelle la partie de la racine a été classifiée. On peut donc obtenir la longueur, la surface et le volume des racines dont le diamètre est compris dans différentes classes préalablement définies par l'utilisateur.

La vérification de la calibration de l'appareil a été effectuée en scannant différentes longueurs de fils métalliques de diamètres variés et connus.

<figure><img src="image_27.png" /><figcaption>Photo 4 : Résultat graphique d'une analyse de racines par le logiciel MacRHIZO®.</figcaption></figure>
## IV..B Extraction de la fraction de carbone soluble et de l'amidon contenus dans les feuilles et les racines

Deux protocoles sont utilisés. Le premier est appliqué sur les échantillons végétaux dont la biomasse est supérieure à 100 mg, c'est-à-dire sur les échantillons des plantes cultivées en sol (Annexe 4) (Todorovic, 2000).

Dans le cas des plantes cultivées en hydroponie, la biomasse des racines est faible. L'extraction de la fraction de carbone soluble et de l'amidon se fait sur un échantillon de 20 mg environ (Annexe 5) (Castelan-Estrada, 2001).

Dans tous les cas, les protocoles d'extraction se décomposent en deux étapes successives :

* l'extraction à l'éthanol de la fraction de carbone soluble, principalement constituée de sucres,

* l'extraction de l'amidon qui est ensuite hydrolysé en glucose et dosé à l'aide d'un kit enzymatique (kit amidon Boehringer®, commercialisé par Roche Diagnostic, réf. 207 748) (Annexe 6).

## IV..C Analyse du sol

### IV.C.1 Protocoles de récolte du sol adhérant et du sol non adhérant

Les protocoles utilisés pour obtenir du sol adhérant (SA) et du sol non adhérant (SNA) aux racines sont ceux définis par Todorovic (2000). Le système racinaire est délicatement secoué 10 fois pour enlever le sol faiblement adhérent aux racines. Il est mélangé avec le reste du sol et constitue le compartiment SNA.

Le sol rhizosphérique (SA), fortement adhérent, est récupéré en lavant le système racinaire avec 200 mL d'une solution de K₂SO₄ 0,5 M.

Lors de la récolte, un tri méticuleux est effectué pour éliminer le maximum de fragments de racines dans chaque fraction de sol. Les racines sont stockées à -30°C et analysées de la même façon que les autres échantillons végétaux.
Le sol est conservé à 4°C pour préserver la microflore tellurique et mesurer la biomasse microbienne.

#### IV.C.2 Mesure de la biomasse microbienne

La biomasse microbienne est déterminée par la méthode de fumigation-extraction (Annexe 7). Cette méthode est utilisée pour estimer la teneur en carbone microbien d'un sol (Vance *et al.*, 1987; Chaussod *et al.*, 1988). Pour cela, les micro-organismes du sol sont tués par des vapeurs de chloroforme (fumigation). Les cellules mortes sont détruites et libèrent leurs contenus en carbone soluble dans le sol. Ainsi, en extrayant le carbone soluble d'un échantillon de sol témoin et d'un échantillon de sol fumigé (extraction), on peut estimer la quantité de carbone libérée par la microflore d'un sol.

Avant cette analyse, les échantillons de sol subissent une pré-extraction du carbone soluble. Cette étape est effectuée pour éliminer la part de carbone soluble d'origine non microbienne ainsi que les fragments de racines invisibles à l'œil nu, mais dont les membranes seraient également détruites par le chloroforme.

La teneur en carbone total de la biomasse microbienne $C_{BM}$ est déterminée par la formule suivante :

$$C_{BM} = \frac{C_{sol fumigé} - C_{sol non fumigé}}{k_{EC}}$$

où :

- Csol est la quantité de carbone soluble extraite par la solution de K₂SO₄ 0,5 M, exprimée en µg C g⁻¹ sol.

- KEC correspond à la fraction du carbone total microbien, libérée par la fumigation et extraite par la solution de K₂SO₄. Une valeur de 0,45 est prise pour l'ensemble des calculs (Wu *et al.*, 1990; Marchand *et al.*, 2002).
<figure><img src="image_28.png" /><figcaption>Photo 5 : Prélèvement d'une aliquot de solution nutritive lors de l'étude de la cinétique d'exsudation. Les maïs de 4 ou 6 feuilles sont cultivés dans des tubes remplis de billes de verre. Le système racinaire est maintenu stérile tout au long de la culture. Les aliquotes de solution nutritive sont prélevées 0, 8, 16 et 24 heures après la vidange du tube, à l'aide d'une seringue stérile.</figcaption></figure>
#### IV..D Billes et solution nutritive

La solution nutritive contenue dans le pot de culture est récupérée. Son volume est mesuré, puis elle est filtrée sous vide sur une membrane de porosité 0,45 µm. Cette filtration permet d'éliminer les cellules desquamées.

Une fraction des mucilages adhère aux billes. Pour la récupérer, les billes sont placées dans de l'eau déminéralisée stérile à 80°C pendant 24 heures. Les composés résiduels adhérant aux billes de verre sont extraits par une attaque d'acide sulfurique 3N à 80°C pendant 24 heures (Groleau-Renaud, 1998).

### V Cinétique d'exsudation du maïs en conditions stériles

Les plants sont cultivés en conditions hydroponiques stériles dans les tubes en verre décrit précédemment (Figure 13). Lorsque les parties aériennes atteignent le stade de récolte, soit 4 feuilles ou 6 feuilles visibles, elles sont maintenues à l'obscurité pour éviter toute transpiration capable de faire significativement varier le volume de solution nutritive.

La solution nutritive du tube est totalement renouvelée. Une aliquote de 2 mL de la solution nutritive est prélevée sur chaque tube de façon stérile. Une nouvelle seringue stérile est placée à l'extrémité du tuyau (Photo 5) pour les prélèvements suivants qui ont lieu 8, 16 et 24 heures après le renouvellement de la solution nutritive.

Les aliquotes sont conservées à -30°C, après avoir étalé sous hotte 50 µL de cette solution sur un milieu nutritif gélosé pour vérifier la stérilité des racines après 48 heures. Après le dernier prélèvement effectué en conditions stériles, la solution nutritive du tube de culture est récupérée dans des flacons en plastique (Nalgene).

La récolte s'effectue suivant les mêmes étapes que celles des pots (Figure 21).
<figure><img src="image_29.png" /><figcaption>Figure 23 : Protocole de dosage du carbone total piégé dans la solution de NaOH 1M des pièges à soude.</figcaption></figure>
# .VI Analyses du ¹⁴C et du C total des échantillons

## VI.A Analyses du C total

### .VI.A.1 Poudre des échantillons végétaux et de sol :

La teneur en C total est dosée en chromatographie en phase gazeuse par un autoanalyseur carbone/azote (Na 1500 Nitrogen/Carbon/Sulphur analyser, Carlo Erba). Une aliquote de poudre végétale (5 ± 2 mg) ou de sol (20 ± 5 mg) est pesée exactement dans une nacelle en étain. La nacelle subit une combustion à 1030°C sous un flux d'oxygène et d'hélium (débits de 220 mL min⁻¹ et 120 mL min⁻¹, respectivement). Le flux d'hélium, gaz vecteur, transporte le CO₂, les oxydes d'azote et l'eau et traverse une colonne de cuivre à 650°C qui fixe l'oxygène en excès et réduit les oxydes d'azote. Une colonne de perchlorate de magnésium, placée en série, permet de piéger les molécules d'eau. Finalement, une colonne de chromatographie en phase gazeuse sépare les gaz N₂ et CO₂, qui sont détectés par un catharomètre.

La teneur en carbone de l'échantillon est calculée à partir d'une calibration de l'appareil réalisée au préalable avec un étalon d'atropine. Cette molécule présente un rapport C/N voisin de celui du matériel végétal.

### .VI.A.2 Solutions :

En ce qui concerne les pièges à soude, le carbone respiré par le compartiment souterrain a été dosé de façon indirecte par titration (Figure 23) jusqu'à l'acquisition récente d'un analyseur de carbone en solution par le laboratoire.

Actuellement, l'appareil disponible au laboratoire est un Shimadzu modèle 500A. Selon le mode de fonctionnement choisi, on peut analyser le carbone total, le carbone organique ou le carbone inorganique. Le principe de fonctionnement de l'appareil consiste en une combustion à 680°C effectuée en présence d'un catalyseur qui optimise la réaction d'oxydation de la matière organique en gaz carbonique. La combustion à cette température offre l'avantage de pouvoir analyser des échantillons ayant des matrices complexes, comme les solutions chargées en sels. Un détecteur à infrarouge est employé pour mesurer le gaz carbonique produit par l'oxydation de l'échantillon. Combiné avec un catalyseur de
combustion à grande capacité, ce détecteur permet une limite de détection de l'ordre de 10 ppb de carbone total.

Le volume de certains échantillons, comme celui des aliquotes prélevées au cours de la cinétique d'exsudation, sont trop faibles pour effectuer un dosage direct de la solution. Les échantillons sont donc dilués au 10<sup>ième</sup> pour avoir un volume suffisant pour effectuer les analyses.

## VI.B Analyses du <sup>14</sup>C

### .VI.B.1 Echantillons végétaux :

Après avoir brûlé la matière organique, la radioactivité des organes végétaux est dosée par comptage en scintillation. Cette technique consiste à relier un détecteur de radioactivité β⁻ en flux continu (A500TR, Packard Instrument, Co. Inc., CT, USA) à la sortie d'un autoanalyseur C/N (Benoit *et al.*, 1994).

La combustion d'un échantillon marqué produit un pic de <sup>14</sup>CO₂ enregistré par le détecteur sous la forme de pic dont l'aire est calculée. L'activité <sup>14</sup>C des échantillons est déterminée d'après une gamme étalon effectuée avec des échantillons marqués dont l'activité <sup>14</sup>C est connue.

Le couplage en ligne de l'analyseur C/N et du compteur en flux continu permet la mesure simultanée du carbone total et du <sup>14</sup>C. Cependant, elle ne peut s'appliquer que lorsque la radioactivité des échantillons introduits dans l'appareil est supérieure à 1000 dpm. En effet, étant donné la faible quantité de poudre brûlée (quelques milligrammes) et le faible rendement du détecteur couplé à l'analyseur (environ 40 %) (Todorovic, 2000), une quantité de radioactivité inférieure n'est pas mesurable avec suffisamment de précision.

### .VI.B.2 Echantillons de sol :

Le principe de cette analyse est d'oxyder la matière organique et de pièger le CO₂ issu de la combustion dans une solution dont la radioactivité est ensuite dosée en scintillation liquide.
Environ trois grammes de sol sec sont pesés exactement dans une nacelle en porcelaine. Cette nacelle est ensuite introduite dans un tube en porcelaine placé dans un four à 900°C sous flux continu d'oxygène à un débit de 350 mL min⁻<fnref n="1" />. L'échantillon subit une combustion pendant 10 minutes. A la sortie du four, le ¹⁴CO₂ est piégé en bullant dans 2 colonnes de verre reliées en série, contenant chacune 15 mL d'un mélange d'éther monoéthylique de l'éthylène glycol et d'éthanolamine (80/20 v/v). Des billes de verre de 4 mm de diamètre permettent d'augmenter la surface de contact entre le CO₂ et la solution piège.

La radioactivité est comptée pendant 10 min en scintillation liquide à partir de 10 mL du mélange piégeant de chacune des colonnes auxquels sont ajoutés 10 mL de liquide scintillant (Emusifier Scintillator Plus).

Le rendement de combustion et de piégeage de cette méthode est déterminé en dosant la radioactivité retrouvée de 100 µL d'une solution de ¹⁴C-glucose (AS = 17,8 kBq mL⁻<fnref n="1" />) déposés sur un sol non radioactif. Le rendement de l'analyse est de 82 ± 5 %.

### .VI.B.3 Solutions :

L'activité ¹⁴C des solutions est dosée pendant 10 min en scintillation liquide à partir de 1 mL de chaque solution auquel est ajouté 10 mL de liquide scintillant (Ultima Gold).

Le ¹⁴C émet un rayonnement qui excite des molécules de solvant organique<fnref n="1" />. Le solvant émet de la lumière mais dont la longueur d'onde est trop courte pour être bien détectée. On provoque l'absorption de cette lumière émise par un soluté (scintillant) qui réémet de la lumière à une autre longueur d'onde captée par des photomultiplicateurs. Ceux-ci transforment les photons en impulsion électrique qu'ils amplifient. Les impulsions sont ensuite acquises par un ordinateur équipé d'un logiciel de gestion.

<footnote n="1">¹ Pour avoir un ordre de grandeur: 1 particule β' provenant de ¹⁴C, contenant une énergie approximative de 50 keV, fournira environ 500 photons de fluorescence. Compte tenu du rendement du scintillant (10 à 20%), ceci donnera environ 50 électrons à la cathode du photomultiplicateur, soit, après une amplification de 10⁶, un nombre d'électrons de 5.10⁷ soit 8.10⁻¹² cb (1e⁻ = 1,610⁻¹⁹ Cb) ce qui peut être transformé en impulsion électrique d'environ 0,1-0,2 V.</footnote>
## VI.C Expression des résultats concernant la radioactivité des compartiments

La quantité de radioactivité totale retrouvée dans le système plante/sol correspond à la somme du ¹⁴C qui est retrouvée dans chacun des compartiments analysés. Elle représente la quantité de ¹⁴C assimilée pendant le marquage à laquelle est soustraite la quantité de ¹⁴C respirée par les parties aériennes de la plante pendant la période de chasse et les défauts de bilan.

Pour un compartiment donné, l'activité du ¹⁴C est exprimée de différentes façons :

### .VI.C.1 ¹⁴Cᵢ (kBq)

C'est la quantité de radioactivité retrouvée dans un compartiment i donné. Cette variable exprime la quantité nette d'assimilats récemment formés qui est allouée au compartiment. En d'autres termes, elle rend compte de la quantité d'assimilats attribuée au compartiment pendant le temps de chasse, donc de la force de puits de ce compartiment (Todorovic, 2000).

### .VI.C.2 % RTRᵢ

C'est le pourcentage de Radioactivité Totale Retrouvée dans le système plante/sol. Il rend compte de la distribution relative du ¹⁴C dans le compartiment étudié. Le coefficient de répartition du ¹⁴C traduit la capacité d'un compartiment à mobiliser les assimilats par rapport aux autres compartiments. Cette variable est donc comparable à la force de puits relative de ce compartiment, donc au produit de la taille et de l'activité métabolique du compartiment.

$$ \begin{gathered} \text{¹⁴C retrouvé dans le compartiment i (en Bq)} \\ \text{\%RTR}_i = \frac{\text{\textsuperscript{14}C retrouvé dans le compartiment i (en Bq)}}{\text{\textsuperscript{14}C total retrouvé dans le système plante - sol (en Bq)}} \times 100 \end{gathered} $$
## VII Traitement des données

L'analyse statistique des données obtenues dans le cadre de ces travaux s'appuie sur des analyses de variances (α=0,05) en randomisation totale, effectuées avec le logiciel Statbox (Grimmersoft, France) ou SAS version 8.02 (SAS Institute Inc., USA). Les moyennes sont classées sur la base d'un test de Tukey. Une même lettre indique que les moyennes ne sont pas significativement différentes au seuil de 5 %.

Les matrices de corrélations et les analyses en composantes principales sont effectuées avec le logiciel SAS ou ADE4 (Thioulouse *et al.*, 1997).
Influence de l'allocation des assimilats aux
racines sur la rhizodéposition carbonée

Les racines libèrent un large éventail de composés organiques dans le sol (Neumann et Römheld, 2001) : les exsudats hydrosolubles, le mucilage, les cellules desquamées et les tissus morts de racine (Hogh-Jensen et Schjoerring, 2001). Dans la rhizosphère, cette libération de composés organiques des racines influe sur la croissance, le développement et l'activité des populations microbiennes impliquées dans les processus principaux du sol tels que la dynamique de la matière organique (Bottner et al., 1999; Rochette et al., 1999; Nardi et al., 2000; Molina et al., 2001) et le cycle des éléments nutritifs (Jones et Edwards, 1998; Van der Krift et al., 2001). En conséquence, il est essentiel d'étudier les facteurs régissant la rhizodéposition carbonée pour comprendre les processus rhizosphérique et de ce fait, le fonctionnement des sols.

De nombreuses études ont démontré que la quantité de rhizodépôts libérés dans le sol est affectée par des facteurs multiples, tels que l'intensité de la lumière (Hodge et al., 1997), la température (Whipps, 1990), la défoliation ou le statut nutritif des plantes (Paterson et Sim, 1999; Van der Krift et al., 2001: Warembourg et Estelrich, 2001). Toutefois, ces études indirectes ne permettent pas de déterminer dans quelles mesures les flux de carbone vers la rhizosphère sont dirigés par des variables relatives au transport des assimilats carbonés jusqu'aux racines, comme la taille des racines et/ou des feuilles, la respiration racinaire, la disponibilité en éléments minéraux ou la présence de micro-organismes, en fonction des différentes hypothèses de répartition entre les parties aériennes et les racines (cf. paragraphe Erreur ! Source du renvoi introuvable.3). Or, comme nous l'avons vu dans la synthèse bibliographique, ces variables peuvent être déterminantes.

En effet, une relation directe entre l'approvisionnement en substrat carboné des racines et la rhizodéposition peut être suggérée (Kuzyakov et Cheng, 2001). Quel type de relation est-ce ? Existe-t-il des mécanismes de régulation de la rhizodéposition ?

Pour répondre à ces questions, la technique de destruction partielle des cellules de
phloème a été sélectionnée afin de réduire l'apport d'assimilats carbonés aux racines, sans
modifier directement l'assimilation des parties aériennes. Cette technique permet de modifier
le transport de la sève élaborée vers les racines en jugulant certains vaisseaux de phloème (Walsh et al., 1987; Prioul, 1996). Ainsi, cette réduction d'allocation carbonée aux racines diminuerait la concentration en sucres solubles des cellules racinaires et par conséquent l'activité métabolique des racines, ce qui permettrait d'observer s'il existe une corrélation entre la quantité de composés solubles des racines et la rhizodéposition.

Cette technique est généralement utilisée en routine sur des arbres fruitiers pour améliorer la production de fruits. Plus récemment, elle a été employée pour séparer la respiration rhizosphérique de la respiration globale d'une forêt (Högberg et al., 2001; Högberg et al., 2002).

Cette technique de destruction partielle des cellules de phloème nécessite cependant d'être mise au point sur les tiges de maïs pour :

1. déterminer le temps d'application du jet de vapeur pour contrôler la profondeur de la brûlure, et

2. étudier son impact sur l'activité métabolique du système racinaire.

En effet, il faut vérifier que la réduction d'allocation de composés carbonés induit une diminution générale de l'activité métabolique des racines.

Nous avons réalisé des expériences préliminaires consistant à vérifier que le transport de la sève brute vers les parties aériennes n'est pas modifié par la destruction partielle des cellules du phloème.
<table><caption>Tableau 2 : Pourcentage de tissus nécrosés en fonction du temps d'application du jet de vapeur sur la tige de maïs de 12 feuilles visibles cultivés en sol. Ce pourcentage rend compte de la profondeur de la brûlure par rapport au diamètre initial de la tige. L'écart-type est indiqué entre parenthèses.</caption><thead><tr><td>temps d'application (min)</td><td>diamètre de la tige (mm)</td><td>profondeur de tige nécrosée (mm)</td><td>pourcentage de nécrose</td></tr></thead><tbody><tr><td>0 (n=3)</td><td>8,7 (1,15)</td><td>0,0 (0,00)</td><td>00,0 (0,00)</td></tr><tr><td>0,5 (n=3)</td><td>8,7 (1,53)</td><td>0,0 (0,00)</td><td>00,0 (0,00)</td></tr><tr><td>1 (n=3)</td><td>8,3 (0,58)</td><td>0,0 (0,00)</td><td>00,0 (0,00)</td></tr><tr><td>2 (n=3)</td><td>8,3 (1,53)</td><td>0,5 (0,50)</td><td>05,4 (5,05)</td></tr><tr><td>3 (n=3)</td><td>8,7 (0,58)</td><td>1,7 (0,58)</td><td>19,4 (7,35)</td></tr><tr><td>6 (n=3)</td><td>8,0 (1,00)</td><td>3,3 (0,58)</td><td>41,6 (3,64)</td></tr><tr><td>9 (n=3)</td><td>8,0 (1,00)</td><td>6,3 (0,58)</td><td>79,5 (5,56)</td></tr><tr><td>12 (n=3)</td><td>8,7 (1,15)</td><td>8,7 (1,15)</td><td>100,0 (0,00)</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_30.png" /></figure>

<figure><img src="image_31.png" /><figcaption>Photo 6 : Coupe transversale de tige brûlée par un jet de vapeur pendant 1 minute (A) ou non (B). La couleur rose indique la vitalité des cellules du phloème. x : xylème, m : métaxylème, p : phloème. Les vaisseaux de la photo A sont observés au voisinage du point d'impact du jet de vapeur.</figcaption></figure>
# I Mise au point de la destruction partielle des cellules du phloème sur une tige de maïs et étude de ses conséquences sur la plante

Pour réduire l'allocation des assimilats aux racines, nous avons dû mettre au point la technique de destruction partielle des cellules du phloème pour brûler une portion de tige. Différents temps d'application du jet de vapeur ont été testés. Des expériences complémentaires ont été effectuées pour déterminer l'impact de ce traitement sur la respiration racinaire, sur l'activité métabolique des racines et sur le transport de la sève brute des plants brûlés.

## I.A Temps d'application du jet de vapeur

Quel que soit le temps d'application, l'impact externe du jet de vapeur est localisé sur une portion d'un cm² environ.

Plus le temps d'application est long, et plus les tissus sont touchés en profondeur (Tableau 2). A partir de 2 minutes, les tissus nécrosés sont visibles à l'œil nu. Lorsque la tige est brûlée pendant 12 minutes, l'ensemble des tissus est nécrosé. Il est nécessaire dans ce cas de mettre en place des attelles au niveau de la tige pour soutenir les parties aériennes et les maintenir en place.

Les écarts-types obtenus sont élevés. Ils sont dus d'une part à une hétérogénéité du diamètre des tiges et d'autre part à la technique de destruction partielle des cellules du phloème. En effet, à un stade de 12 feuilles visibles, le diamètre des tiges à 3 cm du sol n'est pas identique entre chaque plante. Comme l'application du jet de vapeur se fait sur une portion de 1 cm², la variation est d'autant plus importante. Ainsi, le diamètre moyen d'une tige sectionnée au niveau de la brûlure est de 8,4 mm avec un écart-type de 0,97 mm (n=24).

Les coupes réalisées à main levée montrent que les tissus proches du point d'application du jet de vapeur ne réduisent plus le tétrazolium dès une minute d'application (Photo 6).
En conclusion, nous retenons les temps d'application de 6 et 9 minutes pour brûler
40% et 80% de la tige, respectivement, de façon à réduire significativement l'apport
d'assimilats aux racines. Les connexions éventuelles entre les vaisseaux phloèmiens n'ont pas
pu être observés. Pour rechercher s'il existe de telles connexions, une expérience
complémentaire est nécessaire. Elle permettra d'observer si la baisse d'allocation d'assimilats
aux racines se fait de façon homogène sur la totalité des racines ou de façon sectorielle, avec
un chemin préférentiel d'allocation.

I..B Impact de la destruction partielle des cellules du phloème sur l'activité métabolique du système racinaire

Si de nombreuses connexions existent entre les vaisseaux de phloème, l’apport d’assimilats carbonés aux racines peut ne pas être modifié. En effet, le flux d’assimilats peut être dans ce cas réorienté dans d’autres vaisseaux et globalement compensé pour l’ensemble du système racinaire. A l’inverse, s’il n’existe aucune connexion, les assimilats peuvent être dirigés par des vaisseaux de phloème non brûlés vers quelques racines seulement, les autres étant totalement privées de source nutritive carbonée. Cette allocation hétérogène se traduirait vraisemblablement par une rhizodéposition différente entre les racines fournies ou non en assimilats. Dans ce cas, les conséquences ne seraient pas directement observables puisqu’il est impossible de récolter le sol racine par racine. Il est donc essentiel d’examiner si la destruction partielle des cellules de phloème réduit de façon globale l’apport d’assimilats carbonés aux racines.

Pour cela, nous avons observé l'activité métabolique des racines. Nous posons
l'hypothèse que cette activité dépend de la fourniture en assimilats des parties aériennes,
puisque les racines disposent de faibles réserves. Ainsi, nous comparons la respiration
racinaire et la capacité à réduire les sels de tétrazolium des racines d'un plant de maïs témoin
et d'un plant dont la tige a été brûlée pendant 9 minutes. Ces expériences sont réalisées en
conditions stériles pour pouvoir s'affranchir de la respiration microbienne et de la réduction
des sels de tétrazolium par les micro-organismes au contact des racines.
<table><caption>Tableau 3 : Biomasses de parties aériennes et des racines des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en conditions hydroponiques stériles, dont la tige est brûlée pendant 9 minutes ou non (témoin). Les plants sont récoltés 48 heures après l'application du jet de vapeur. L'écart-type est indiqué entre parenthèse (n=6).</caption><thead><tr><th></th><th>Témoin (n=3)</th><th>Brûlés (n=3)</th></tr></thead><tbody><tr><td>Parties aériennes (g C)</td><td>3,08 (0,21)</td><td>3,32 (0,42)</td></tr><tr><td>Racines (g C)</td><td>0,64 (0,15)</td><td>0,70 (0,22)</td></tr></tbody></table>

A

<figure><img src="image_32.png" /></figure>

B

<figure><img src="image_33.png" /><figcaption>Figure 24 : Evolution de la concentration en CO₂ et du débit d'air balayant la solution nutritive des plants de maïs cultivés en conditions hydroponiques stériles. La respiration racinaire de plants témoins (A) et brûlés pendant 9 minutes (B), calculée à partir des données précédentes, est présentée en rouge. Le moment où est appliqué le jet de vapeur sur la tige est indiqué par un astérisque.</figcaption></figure>
### I.B.1 Biomasses végétales

Les plants de maïs sont cultivés en conditions contrôlées. Lorsqu'ils présentent 12 feuilles, la moitié des plants sont soumis au traitement : un jet de vapeur est appliqué pendant 9 minutes sur une portion de tige, de façon à brûler environ 80% des tissus de cette dernière. Quarante-huit heures après, les plants sont récoltés. Le Tableau 3 montre les biomasses des parties aériennes et des racines, exprimées en gramme de carbone. Aucune différence significative n'est observée entre les différents traitements.

### I.B.2 Respiration racinaire

La Figure 24 montre l'évolution de la respiration des racines, exprimée en µmole CO₂ min⁻¹, de 1 heure avant l'application du jet de vapeur jusqu'à 16 heures après.

Dans tous les cas, le débit du flux d'air qui balaye le pot de culture décroît régulièrement au cours du temps. Cette diminution est probablement due à un problème au niveau de la pompe qui devient de moins en moins efficace pour forcer l'air filtré à passer dans l'ensemble du système. Cette baisse de débit s'accompagne chez les plants témoins d'une hausse de la concentration en CO₂ de l'air dans le système. Finalement, la respiration des racines des témoins est légèrement en baisse, passant de 1,27 µmole min⁻¹ à 1,08 µmole min⁻¹.

En ce qui concerne les plants dont la tige est brûlée, la concentration en CO₂ diminue de 127 ppm en 16 heures. La respiration, initialement de 1,28 µmole min⁻¹, a une valeur de 0,27 µmole min⁻¹ 16 heures après avoir brûlé les tissus de la tige. Par conséquent, 16 heures après l'application du jet de vapeur, la respiration racinaire des plants brûlés est significativement plus faible que celle des plants témoins (α=5 %). L'activité métabolique des racines diminue significativement lorsque la tige du maïs est brûlée, ce qui est cohérent avec une réduction de la disponibilité en carbone dans les racines, conséquence d'une diminution de l'apport d'assimilats des parties aériennes vers les racines.
### I.B.3 Activité réductrice des sels de tétrazolium des racines

Cette activité est observée suite à une incubation du système racinaire de plants brûlés ou non dans une solution de tétrazolium. Lorsque les cellules sont actives, une réduction des sels de tétrazolium en formazan violet s'effectue. La vitalité du système racinaire est donc directement observable. Cette expérience est réalisée dans le but d'observer si la réduction de l'apport en assimilats des parties aériennes est globale ou au contraire localisée pour l'ensemble du système racinaire.

L'intensité de la coloration des racines des plants dont la tige a été brûlée est plus faible que celle des plants témoins. Aucune portion de racines ne semble avoir une activité plus faible que le reste du système racinaire. Ces résultats sont en accord avec ceux de (McCully et Canny, 1985). Ces deux auteurs ont marqué ponctuellement une feuille de maïs au ¹⁴CO₂ et suivi le transport des assimilats aux racines. Ils ont montré que les assimilats se répartissent de façon homogène dans l'ensemble des racines.

En conclusion, la technique de destruction partielle des cellules du phloème réduit l'activité métabolique des racines : la respiration du système racinaire est plus faible, ainsi que la capacité de réduction du tétrazolium. Cette réduction est répartie sur l'ensemble des racines. Aucune privation locale d'assimilats n'a été mise en évidence. Aussi, d'après la définition de (Warren-Wilson, 1972), la force de puits des racines, égale au produit de la taille et de l'activité des racines, est-elle artificiellement réduite puisque la taille du système racinaire n'est pas modifiée.

Une expérience complémentaire est réalisée pour observer si la destruction partielle des cellules du phloème a une influence sur le transport de la sève brute *via* les vaisseaux de xylème.

### I.C Impact de la destruction partielle des cellules du phloème sur
le prélèvement d'eau des parties aériennes

La technique de destruction partielle des cellules du phloème est adoptée pour réduire la quantité d'assimilats allouée aux racines sans modifier de façon directe la physiologie des parties aériennes. Aussi, cette expérience est-elle réalisée pour vérifier que le transport de l'eau vers les feuilles n'est pas modifié par la brûlure des tissus de la tige.
<table><caption>Tableau 4 : Biomasses des parties aériennes et des racines des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en sol, dont la tige a été brûlée pendant 0 (témoin) ou 12 minutes. Les plants sont récoltés 26 heures après l'application du jet de vapeur (n=6).</caption><thead><tr><td></td><td>témoin</td><td>12 min</td></tr></thead><tbody><tr><td>Parties aériennes (g C)</td><td>3,71 (0,69)</td><td>4,10 (0,27)</td></tr><tr><td>Racines (g C)</td><td>0,76 (0,13)</td><td>0,60 (0,17)</td></tr></tbody></table>

<table><caption>Tableau 5 : Humidité et potentiel hydrique des feuilles de maïs dont la tige est brûlée pendant 0 (témoin) ou 12 minutes. Les maïs, de 12 feuilles visibles, sont cultivés en sol.</caption><thead><tr><td></td><td>témoin</td><td>12 min</td></tr></thead><tbody><tr><td>Humidité (%)</td><td>86,8 (0,66)</td><td>86,3 (0,45)</td></tr><tr><td>Potentiel hydrique (MPa)</td><td>1,05 (0,006)</td><td>1,04 (0,012)</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_34.png" /><figcaption>Photo 7 : Coupe de tige de maïs effectuée à main levée environ 1 cm au-dessus du site d'impact du jet de vapeur. Le maïs utilisé présente 12 feuilles visibles. Il est cultivé en sol. La tige est brûlée pendant 12 minutes, puis les racines sont immergées dans une solution de bleu de méthylène. La présence de bleu de méthylène dans les vaisseaux de xylème indique que le transport de la sève brute n'est pas modifié par la destruction partielle des cellules du phloème.</figcaption></figure>
Afin de déterminer si les feuilles des plants brûlés présentent un stress hydrique, nous mesurons le potentiel hydrique foliaire. Ce potentiel traduit l'état de liaison de l'eau à l'intérieur des tissus végétaux.

### I.C.1 Biomasses végétales

Concernant la biomasse des parties aériennes et des racines, aucune différence significative n'est observée entre les plants dont la portion de tige est totalement brûlée et les plants témoins (Tableau 4).

### I.C.2 Humidité et potentiel hydrique foliaire

Le Tableau 5 représente l'humidité et le potentiel hydrique des feuilles de maïs brûlés pendant 12 minutes ou non. Aucune différence significative n'est mise en évidence entre les différents traitements.

Ce résultat est confirmé par l'expérience qui consiste à observer le transport de l'eau colorée au bleu de méthylène des racines jusqu'aux parties aériennes. En effet, la présence du bleu de méthylène est observée dans l'ensemble des faisceaux de xylème de la tige et des feuilles quel que soit le temps d'application du jet de vapeur (Photo 7).

## I.D Conclusion

Les tests préliminaires effectués montrent que la respiration racinaire diminue, et que la capacité des racines à réduire les sels de tétrazolium en formazan est réduite. Nous pouvons donc supposer que l'activité des racines est réduite suite à une réduction de l'allocation de carbone des parties aériennes aux racines. De plus, les tests montrent que cette technique n'affecte pas le transport de la sève brute *via* les vaisseaux de xylème. La technique de destruction partielle des cellules du phloème est donc appropriée pour étudier l'impact d'une réduction du flux de carbone vers les racines sur la rhizodéposition.
<table><caption>Tableau 6 : Biomasses des parties aériennes (FDV+FV+FI+T) et des racines (RAC) des plants, et pourcentage d'amidon retrouvé dans le système racinaire (mg/ g C racines) de maïs de 12 feuilles cultivés en sol et dont la tige est brûlée pendant 0, 6 et 9 minutes. Les résultats des comparaisons de moyennes sont présentés par les lettres (ns = non significatif). Les écarts-types sont présentés en italique. D1 et D2 représentent les deux dates où l'expérience est réalisée.</caption><thead><tr><th rowspan="2"></th><th colspan="3">D1</th><th colspan="3">D2</th></tr><tr><th>témoin<br>(n=3)</th><th>6 min<br>(n=3)</th><th>9 min<br>(n=3)</th><th>témoin<br>(n=3)</th><th>6 min<br>(n=3)</th><th>9 min<br>(n=3)</th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="7"><strong>Biomasses</strong></td></tr><tr><td>Parties aériennes<br>(MF)</td><td>18,1 ns<br>0,43</td><td>21,3 ns<br>1,63</td><td>20,0 ns<br>1,47</td><td>15,8 ns<br>0,92</td><td>17,7 ns<br>1,05</td><td>18,8 ns<br>1,68</td></tr><tr><td>Parties aériennes<br>(g C)</td><td>3,54 ns<br>0,59</td><td>4,48 ns<br>1,04</td><td>3,91 ns<br>0,07</td><td>2,80 ns<br>0,20</td><td>3,37 ns<br>0,32</td><td>3,72 ns<br>0,68</td></tr><tr><td>Racines<br>(g C)</td><td>0,76 ns<br>0,13</td><td>0,51 ns<br>0,15</td><td>0,60 ns<br>0,07</td><td>0,75 ns<br>0,15</td><td>0,97 ns<br>0,45</td><td>0,79 ns<br>0,41</td></tr><tr><td colspan="7"><strong>Amidon des<br>racines</strong></td></tr><tr><td>Amidon (mg /g C<br>racines)</td><td>0,04 ns<br>0,012</td><td>0,04 ns<br>0,025</td><td>0,03 ns<br>0,019</td><td>0,05 ns<br>0,021</td><td>0,04 ns<br>0,025</td><td>0,03 ns<br>0,020</td></tr></tbody></table>

<table><caption>Tableau 7 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de la répétition de l'expérience) effectuée sur les données de biomasses de parties aériennes exprimées en gramme de carbone.</caption><thead><tr><th></th><th>DL</th><th>SC</th><th>MC</th><th>Valeur F</th><th>Pr>F</th></tr></thead><tbody><tr><td>Date de l'expérience</td><td>1</td><td>0.00043722</td><td>0.00043722</td><td>0.10</td><td>0.7548</td></tr><tr><td>Traitement</td><td>2</td><td>0.00720023</td><td>0.00360011</td><td>1.36</td><td>0.2932</td></tr><tr><td>Interaction</td><td>2</td><td>0.01772653</td><td>0.00886327</td><td>2.07</td><td>0.1688</td></tr></tbody></table>

<table><caption>Tableau 8 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de la répétition de l'expérience) effectuée sur les données de biomasses des racines exprimées en gramme de carbone.</caption><thead><tr><th></th><th>DL</th><th>SC</th><th>MC</th><th>Valeur F</th><th>Pr>F</th></tr></thead><tbody><tr><td>Date de l'expérience</td><td>1</td><td>0.00248058</td><td>0.00248058</td><td>0.15</td><td>0.7059</td></tr><tr><td>Traitement</td><td>2</td><td>0.03655886</td><td>0.01827943</td><td>0.77</td><td>0.4851</td></tr><tr><td>Interaction</td><td>2</td><td>0.03265311</td><td>0.01632656</td><td>0.98</td><td>0.4023</td></tr></tbody></table>
## .II Conséquences d'une réduction d'allocation d'assimilats aux racines sur la rhizodéposition en sol.

### II..A Introduction

Après avoir mis au point la destruction partielle des cellules du phloème sur les tiges de maïs, cette technique a été employée sur des tiges de maïs pendant 0, 6 ou 9 minutes pour réduire l'apport d'assimilats aux racines. Les parties aériennes sont ensuite brièvement marquées au ¹⁴CO₂. La répartition du carbone marqué est étudiée dans le système plante/sol 48 heures après le marquage pour déterminer s'il existe une corrélation entre la rhizodéposition et l'allocation de carbone au système racinaire. Cette expérience est réalisée deux fois, à 5 mois d'intervalle, afin d'obtenir 18 jeux de données.

### II..B Résultats

#### .II.B.1 Biomasses des organes végétaux et teneur en amidon des racines

Les biomasses des parties aériennes et des racines de plants de maïs de 12 feuilles, cultivés en sol, dont la tige est brûlée pendant 0, 6 ou 9 minutes, sont présentées dans le Tableau 6.

Les analyses de variance, effectuées à partir de ces données, sont présentées dans le Tableau 7 et le Tableau 8. L'expérience est réalisée deux fois à 5 mois d'intervalle (date 1 et date 2). Par conséquent, les effets de deux facteurs sont analysés : l'effet « date », qui correspond à la date de l'expérience, et l'effet du « traitement » proprement dit, à savoir la destruction partielle des vaisseaux du phloème.

Les biomasses de parties aériennes et des racines ne sont pas différentes en fonction de la date de l'expérience. De plus, aucune différence significative n'est observée entre les plants brûlés et les plants témoins. De façon similaire, aucune différence significative n'est observée pour la teneur en amidon des racines, qui représente en moyenne 0,04 % de la biomasse racinaire exprimée en gramme de carbone (Tableau 6).
<table><caption>Tableau 9 : Activité totale retrouvée (kBq) et pourcentage du ¹⁴C retrouvé dans les différents compartiments plante/sol (% RTR). Les écarts-types sont présentés en italique. Les résultats des comparaisons de moyennes sont présentés par les lettres (ns = non significatif). D1 et D2 représentent les deux dates auxquelles l'expérience est réalisée.</caption><thead><tr><th rowspan="2"></th><th colspan="3">D1</th><th colspan="3">D2</th></tr><tr><th>Témoin<br>(n=3)</th><th>6 min<br>(n=3)</th><th>9 min<br>(n=3)</th><th>Témoin<br>(n=3)</th><th>6 min<br>(n=3)</th><th>9 min<br>(n=3)</th></tr></thead><tbody><tr><td>KBq totaux retrouvés</td><td>1838 a<br>163,2</td><td>2466 a<br>707,7</td><td>2434 a<br>540,6</td><td>1854 a<br>355,4</td><td>1838 a<br>392,3</td><td>1760 a<br>120,6</td></tr><tr><td colspan="7">Répartition du ¹⁴C (%RTR)</td></tr><tr><td>Feuilles déployées<br>(FDV)</td><td>32,1 a<br>6,10</td><td>35,6 a<br>2,38</td><td>32,7 a<br>2,96</td><td>20,5 b<br>7,54</td><td>15,7 b<br>5,10</td><td>13,7 b<br>1,26</td></tr><tr><td>Feuilles non déployées<br>(FV)</td><td>14,6 c<br>1,50</td><td>15,0 c<br>6,33</td><td>16,3 c<br>4,84</td><td>45,4 b<br>9,97</td><td>51,7 b<br>3,09</td><td>59,1 a<br>2,66</td></tr><tr><td>Feuilles invisibles<br>(FI)</td><td>3,9 a<br>0,61</td><td>5,7 ab<br>2,08</td><td>4,6 ab<br>0,54</td><td>5,0 ab<br>1,95</td><td>5,2 ab<br>0,14</td><td>6,3 b<br>1,22</td></tr><tr><td>Total feuilles</td><td>50,5 b<br>7,77</td><td>56,3 b<br>5,71</td><td>54,1 b<br>5,26</td><td>71,0 a<br>4,63</td><td>72,6 a<br>5,98</td><td>79,1 a<br>4,46</td></tr><tr><td>Tige</td><td>9,8 a<br>1,85</td><td>9,8 a<br>0,97</td><td>12,5 a<br>1,83</td><td>3,6 b<br>1,87</td><td>5,7 b<br>1,27</td><td>3,9 b<br>1,12</td></tr><tr><td>Total parties aériennes</td><td>60,3 c<br>6,65</td><td>66,1 c<br>5,68</td><td>67,1 bc<br>3,70</td><td>74,6 ab<br>2,79</td><td>78,3 ab<br>6,55</td><td>83,0 a<br>3,78</td></tr><tr><td>Racines</td><td>16,1 a<br>2,80</td><td>14,4 a<br>3,62</td><td>14,1 a<br>4,68</td><td>11,5 ab<br>2,95</td><td>6,6 bc<br>2,68</td><td>3,5 c<br>1,30</td></tr><tr><td>Composés solubles des<br>racines</td><td>0,5 a<br>0,12</td><td>0,5 a<br>0,21</td><td>0,4 a<br>0,17</td><td>0,6 ab<br>0,12</td><td>0,5 bc<br>0,29</td><td>0,2 c<br>0,10</td></tr><tr><td>Sol adhérant</td><td>0,7 a<br>0,14</td><td>0,5 ab<br>0,11</td><td>0,5 ab<br>0,04</td><td>0,4 bc<br>0,17</td><td>0,3 bc<br>0,16</td><td>0,2 c<br>0,09</td></tr><tr><td>Sol non adhérant</td><td>7,4 a<br>0,81</td><td>7,7 a<br>0,89</td><td>6,7 ab<br>0,83</td><td>6,3 ab<br>1,48</td><td>5,4 bc<br>0,55</td><td>4,1 c<br>0,91</td></tr><tr><td>Respiration<br>rhizosphérique</td><td>15,4 a<br>3,17</td><td>11,2 ab<br>2,11</td><td>13,9 a<br>2,49</td><td>7,2 b<br>1,67</td><td>9,4 b<br>3,48</td><td>9,2 b<br>1,84</td></tr><tr><td>Biomasse microbienne</td><td>3,0 bc<br>2,16</td><td>2,23 bc<br>1,94</td><td>1,42 c<br>1,17</td><td>5,6 ab<br>0,18</td><td>8,5 a<br>1,24</td><td>5,14 ab<br>3,35</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 10 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de l'expérience) effectuée sur l'ensemble des données de répartition du ¹⁴C (% RTR) dans le système plante/sol.</caption><thead><tr><th></th><th>Date</th><th>Traitement</th><th>Interaction</th></tr></thead><tbody><tr><td>KBq totaux retrouvés</td><td>0,323</td><td>0,281</td><td>0,544</td></tr><tr><td colspan="4">Répartition du ¹⁴C (%RTR)</td></tr><tr><td>Feuilles déployées</td><td>&lt;0,001</td><td>0,518</td><td>0,284</td></tr><tr><td>Feuilles non déployées</td><td>&lt;0,001</td><td>0,089</td><td>0,211</td></tr><tr><td>Feuilles invisibles</td><td>0,247</td><td>0,367</td><td>0,401</td></tr><tr><td>Total feuilles</td><td>&lt;0,001</td><td>0,274</td><td>0,484</td></tr><tr><td>Tige</td><td>&lt;0,001</td><td>0,267</td><td>0,075</td></tr><tr><td>Total parties aériennes</td><td>&lt;0,001</td><td>0,083</td><td>0,840</td></tr><tr><td>Racines</td><td>&lt;0,001</td><td>0,051</td><td>0,302</td></tr><tr><td>Composés solubles des racines</td><td>&lt;0,001</td><td>0,075</td><td>0,345</td></tr><tr><td>Sol adhérant</td><td>&lt;0,001</td><td>0,058</td><td>0,356</td></tr><tr><td>Sol non adhérant</td><td>&lt;0,001</td><td>0,057</td><td>0,412</td></tr><tr><td>Respiration rhizosphérique</td><td>0,002</td><td>0,667</td><td>0,132</td></tr><tr><td>Biomasse microbienne</td><td>&lt;0,001</td><td>0,337</td><td>0,141</td></tr></tbody></table>
## .II.B.2 Bilan carboné

Les données relatives au bilan carboné des plants de maïs présentant 12 feuilles dont la tige est brûlée pendant 0, 6 et 9 minutes sont présentées dans le Tableau 9. Les résultats de l'ANOVA sont présentés dans le Tableau 10.

La radioactivité totale retrouvée après 48 heures dans le système plante/sol, exprimée en kBq par pot, ne diffère pas significativement entre les plants dont la tige a été brûlée et les témoins (Tableau 10).

Néanmoins, la répartition du carbone marqué dans les différents compartiments montre une différence significative entre la première et la deuxième répétition de l'expérience (date 1 et date 2). Le lot de plantes utilisé à la date 1 montrent une répartition du ¹⁴C plus importante dans les feuilles déployées que les plantes du lot utilisé à la date 2. Inversement, la répartition du carbone radioactif dans les feuilles non déployées est plus faible chez le premier lot de plante que chez le deuxième. De plus, les plants utilisés lors de la première expérience allouent proportionnellement plus de ¹⁴C aux parties racinaires et au sol adhérant et non adhérant. La respiration rhizosphérique est aussi plus importante (13,5 % contre 8,6 % RTR dans la deuxième répétition de l'expérience). Ces résultats sont surprenants, puisque l'ensemble des conditions expérimentales de la première expérience est reproduit à la date 2. Néanmoins, comme il n'existe aucune interaction entre cet effet « date » et l'effet de la destruction partielle des cellules du phloème (Tableau 10), seul ce dernier scra discuté par la suite.

L'ensemble du bilan ¹⁴C ne montre aucune différence significative ($\alpha$=5 %) entre la répartition du ¹⁴C dans le système plante/sol des plants témoins et celle des plants dont la tige a été brûlée. Toutefois, certaines tendances peuvent être observées lorsque l'on choisit un risque de première espèce $\alpha$=10 %. Dans le paragraphe suivant, nous discuterons essentiellement des valeurs entre les plants témoins et les plants brûlés pendant 9 minutes. En effet, l'impact du jet de vapeur appliqué pendant 6 minutes est intermédiaire et fortement variable : les écarts-types calculés sont en général plus importants que pour les plants témoins ou les plants dont la tige est brûlée pendant 9 minutes. Cette fluctuation est probablement due à une réponse variable des plants lorsque la tige est modérement brûlée, contrairement aux plants dont la tige est fortement brûlée (80% des tissus en moyenne).
<figure><img src="image_35.png" /></figure>

Figure 25 : Cercle des corrélations présentant la corrélation entre l'activité retrouvée dans les feuilles déployées (FDV), non déployées (FV), la tige (T), les racines (RAC), la respiration rhizosphérique (RESP) et le sol (SA et SNA).

<table><caption>Tableau 11 : Matrice des coefficients de corrélations (r²). Toutes les corrélations représentées sont significatives (α=5%). FDV : feuilles déployées, FV : feuilles non déployées, T : tige, RAC : racines, RESP : respiration rhizosphérique, SA : sol adhérant, SNA : sol non adhérant, CS : compartiment souterrain.</caption><thead><tr><th></th><th>FDV</th><th>FV</th><th>T</th><th>RAC</th><th>SA</th><th>SNA</th><th>RESP</th></tr></thead><tbody><tr><th>FDV</th><td>1</td><td>0,534</td><td>0,762</td><td>0,748</td><td>0,587</td><td>0,794</td><td>0,511</td></tr><tr><th>FV</th><td>0,534</td><td>1</td><td>0,387</td><td>0,425</td><td>0,304</td><td>0,311</td><td>0,436</td></tr><tr><th>T</th><td>0,762</td><td>0,387</td><td>1</td><td>0,729</td><td>0,618</td><td>0,729</td><td>0,654</td></tr><tr><th>RAC</th><td>0,748</td><td>0,425</td><td>0,729</td><td>1</td><td>0,778</td><td>0,922</td><td>0,613</td></tr><tr><th>SA</th><td>0,587</td><td>0,304</td><td>0,618</td><td>0,778</td><td>1</td><td>0,702</td><td>0,598</td></tr><tr><th>SNA</th><td>0,794</td><td>0,311</td><td>0,729</td><td>0,922</td><td>0,702</td><td>1</td><td>0,806</td></tr><tr><th>RESP</th><td>0,511</td><td>0,436</td><td>0,654</td><td>0,613</td><td>0,598</td><td>0,806</td><td>1</td></tr><tr><th>CS</th><td>0,763</td><td>0,464</td><td>0,768</td><td>0,960</td><td>0,739</td><td>0,910</td><td>0,772</td></tr></tbody></table>
La destruction partielle des vaisseaux de phloème réduit l'exportation des assimilats carbonés récemment assimilés aux compartiments souterrains : 25 % RTR pour les plantes dont la tige a été brûlée pendant 9 minutes contre 32,5 % pour les plants témoins. De même, le pourcentage de TRR dans les racines est inférieur chez les plants fortement brûlés : 9 % contre 14 % chez les plants témoins (p=0,05). Le pourcentage de RTR dans les composés solubles extraits à partir des racines semble également diminuer (0,3 % contre 0,5 % chez les plants témoins, p=0,08).

Parallèlement, le pourcentage de ¹⁴C retrouvé dans le sol adhérant et le sol non adhérant diminue lorsque les plants sont brûlés pendant 9 minutes (0,5 % RTR contre 0,4 % RTR, et 7 % RTR contre 5 % RTR, respectivement). Toutefois, aucune différence significative n'est mise en évidence entre les différents traitements en ce qui concerne la respiration rhizosphérique (11-12 % RTR) et la biomasse microbienne.

D'une façon générale, les écarts-types des données obtenues sont importants. Afin de mieux exploiter les résultats obtenus, nous analysons les corrélations entre les différentes variables étudiées.

## Corrélations entre les différentes variables étudiées et l'activité des rhizodépôts carbonés retrouvés dans le sol

Pour analyser les éventuelles corrélations entre les variables étudiées lors de cette expérience et la rhizodéposition carbonée, nous réalisons une analyse en composantes principales sur l'ensemble des données exprimées en kBq. Seuls les coefficients de corrélation significatifs sont présentés.

Cette analyse montre que les quantités de carbone marqué retrouvé dans la tige, les racines, la respiration rhizosphérique et le sol sont positivement corrélées à la quantité de ¹⁴C des feuilles déployées (Figure 25 et Tableau 11). Cette corrélation est négative avec la quantité de carbone marqué retrouvé dans les feuilles visibles sans ligule.
<figure><img src="image_36.png" /></figure>

Figure 26: Quantité de rhizodépôts marqués retrouvés dans le sol adhérant (SA) ou non (SNA) en fonction de la quantité de ¹⁴C retrouvée dans les racines. Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience, auquel est retranché un point correspondant à un résidu suspect lors de l'analyse statistique. Dans les deux cas, l'ordonnée à l'origine est significative ($\alpha$=5 %).

<figure><img src="image_37.png" /></figure>

Figure 27 : Corrélation entre la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol (SA+SNA) 48 heures après le marquage (kBq) et la quantité de composés carbonés radioactifs attribuée par gramme de racine (kBq·g⁻¹ C). Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience. L'ordonnée à l'origine est significative ($\alpha$=5 %).
Une corrélation linéaire existe entre la quantité de ¹⁴C retrouvée dans les racines et celle retrouvée dans le sol adhérant (r²=0,78 et P<0,001) et non adhérant (r²=0,93 et P<0,001). Plus les assimilats sont alloués aux structures racinaires, et plus la quantité de rhizodépôts retrouvés dans le sol après 48 heures est élevée (Figure 26).

De même, une corrélation significative existe entre :

- la quantité de carbone marqué allouée à un gramme de racine et la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol (Figure 27), et

- la quantité de ¹⁴C attribuée au compartiment souterrain et celle retrouvée sous forme de rhizodépôts retrouvés dans le sol 48 heures après le marquage (Figure 28).

<figure><img src="image_38.png" /></figure>

Figure 28 : Corrélation entre la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol (SA+SNA) 48 heures après le marquage et la quantité de composés carbonés radioactifs attribuée au compartiment souterrain (RAC+SA+SNA+RESP). Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience. L'ordonnée à l'origine est significative (α=5 %).
II.C Discussion

Cette expérience est réalisée pour examiner les conséquences d'une réduction d'allocation de composés carbonés aux racines sur la rhizodéposition *in situ*, et ainsi pour identifier si les variables relatives à la répartition des assimilats récemment assimilés sont corrélées à la rhizodéposition.

La technique de destruction partielle des cellules du phloème employée ici n’a eu aucun effet visible sur les organes sources que sont les parties aériennes. En effet, la biomasse des plantes utilisées, ainsi que la radioactivité retrouvée dans les microcosmes ne diffèrent pas entre les traitements. Ces résultats suggèrent que l’assimilation de carbone et la croissance des plants dont la tige est brûlée ne sont pas affectées par la destruction partielle des cellules du phloème dans les délais de l’expérience.

La répartition du carbone marqué dans les différents compartiments est significativement différente entre la première et la deuxième expérience. Par exemple, la proportion de rhizodépôts marqués dans le sol est plus forte dans la première expérience que dans la seconde. Ces résultats suggèrent donc une allocation des assimilats différente en fonction du lot de plantes utilisé (date 1 ou date 2). Ce résultat n’est pas expliqué, attendu que les conditions expérimentales sont identiques.

La technique de destruction partielle des cellules de phloème réduit l'approvisionnement des racines en assimilats marqués (p=0,08). En effet, les plantes témoins allouent 32,5 % du carbone récemment assimilé aux racines, contre 27,5 % chez les plants brûlés pendant 6 minutes et 25,0 % chez les plants brûlés pendant 9 minutes. De même, la quantité de carbone incorporé dans les structures racinaires 48 heures après le marquage est plus faible chez les plants dont la tige est brûlée : 8,8 % et 10,5 % lorsque la tige est brûlée 9 et 6 minutes, respectivement, contre 14 % chez les plants témoins. De même, la quantité de composés solubles marqués présente dans les racines diminue lorsque la fourniture en assimilats marqués des racines est moindre (p=0,08). Ce résultat conforte l'hypothèse d'une acquisition de carbone par les racines essentiellement déterminée par l'influx de carbone des parties aériennes, i.e. l'hypothèse "push" (Farrar et Jones, 2000). Toutefois, les hypothèses d'un contrôle partagé (« shared control hypothesis ») ou d'équilibre fonctionnel, qui postulent
que l'acquisition de carbone pour la croissance des racines est déterminée à la fois par les parties aériennes et par les racines, ne sont pas écartées. En effet, la diminution de la quantité de composés solubles racinaire se fait conjointement avec la diminution l'activité métabolique et de la croissance des racines.

Parallèlement à la baisse de l'approvisionnement en assimilats carbonés des racines, le pourcentage de ¹⁴C retrouvé sous forme de résidus dans le sol adhérant et non adhérant diminue (sol adhérant : 0,4 % RTR contre 0,5 % RTR pour les plants témoins ; et sol non adhérant : 5 % RTR contre 7 % RTR pour les plants témoins, respectivement). La rhizodéposition est donc réduite par la limitation en assimilats alloués au compartiment souterrain (p=0,06).

Toutefois, la respiration rhizosphérique, c'est-à-dire la respiration des racines et des micro-organismes du sol, qu'elle soit exprimée en quantité (kBq) ou en pourcentage (% RTR), est identique entre les deux traitements. Ce résultat peut être dû à une puissance de test faible de l'analyse de variance (6 % et 8 % pour un risque α de 5 %, résultat non présenté). Une autre hypothèse pour expliquer ce résultat serait une augmentation de la respiration microbienne des plants brûlés qui compense la baisse de respiration des racines. Cette augmentation serait due à un changement de composition des rhizodépôts libérés dans le sol. La destruction partielle des vaisseaux du phloème aurait induit une libération de composés plus facilement minéralisables (sucres, acides aminés...) par la microflore tellurique que les rhizodépôts des plants témoins. Cette hypothèse est confortée par le fait que le pourcentage de radioactivité retrouvée dans la biomasse microbienne ne diminue pas lorsque les plants sont brûlés, et ce, alors que la fourniture en assimilats des racines est moindre.

Les expériences réalisées dans ce chapitre montrent que la rhizodéposition carbonée est étroitement liée à la croissance racinaire : une corrélation linéaire est mise en évidence entre la quantité d'assimilats marqués incorporés dans les racines et la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol après 48 heures. Plus le ¹⁴C est consommé pour la croissance racinaire, et plus la rhizodéposition semble importante. Cette relation est aussi vraie entre la quantité de ¹⁴C attribuée au compartiment souterrain et la rhizodéposition : plus les assimilats sont alloués aux racines, et plus la quantité de rhizodépôts augmente. Enfin, une corrélation significative est observée entre la quantité d'assimilats allouée par gramme de racine et la quantité de rhizodépôts retrouvés dans le sol. Il semble donc que la concentration en carbone
disponible dans le système racinaire soit une variable importante pour comprendre et
modéliser la rhizodéposition.

Des corrélations semblables sont observées lors du vieillissement des plantes : lorsque la plante vieillit, elle attribue moins d'assimilats aux racines et la rhizodéposition est moins importante (Keith *et al.*, 1986; Gregory et Atwell, 1991; Swinnen *et al.*, 1994a). Par exemple, Keith *et al.* (1986) ont montré sur du blé que le pourcentage de rhizodépôts retrouvés dans le sol diminue de 8,2 % à 0,7 % RTR entre le tallage et la fin du stade de reproduction, lorsque le pourcentage de RTR des racines diminue de 12,5 % à 0,4 %. Cependant, cette diminution ne peut pas être directement attribuée à un seul facteur puisque ces études sont faites à différentes étapes de croissance.

Dans notre expérience, seule la distribution de carbone aux racines a été modifiée
artificiellement sur des plantes ayant la même phénologie. Nous pouvons donc conclure que
l'acquisition de carbone par les racines influence directement la libération de composés
carbonés dans la rhizosphère. Ces relations linéaires sont valides lorsque la radioactivité des
racines est comprise entre 30 et 600 kBq (soit entre 200 et 1200 kBq alloués au compartiment
souterrain). En effet, comme l'origine des corrélations observées entre la fourniture en
assimilats et la rhizodéposition ont une origine statistiquement différente de zéro, il existe
probablement d'autres mécanismes de rhizodéposition, différents de ceux observés ici,
lorsque les quantités d'assimilats fournies aux racines (ou au compartiment souterrain) sont
moindres.

II..D Conclusion

Afin d'observer la relation entre la rhizodéposition et la fourniture en assimilats des racines, nous avons mis en place une méthode capable de réduire globalement l'allocation des assimilats vers les racines sans modifier drastiquement le fonctionnement des parties aériennes.

Nous avons mis en évidence une corrélation entre le pourcentage de radioactivité totale retrouvée dans les racines, qui traduit la force de puits de ces dernières, et la rhizodéposition. Une corrélation similaire est observée entre la quantité d'assimilats radioactifs retrouvés dans le compartiment souterrain et la quantité de résidus marqués trouvés dans le sol 48 heures après le marquage. Il semble donc que la rhizodéposition soit
étroitement liée à la répartition du carbone dans le système plante/sol, et particulièrement au pourcentage de composés solubles disponibles dans le système racinaire ainsi qu'à l'activité métabolique de ce dernier.

Dans le chapitre suivant, nous nous intéressons à des variables plus fines du système racinaire, comme sa morphologie ou la disponibilité en carbone soluble des racines. En effet, d'après notre hypothèse, la rhizodéposition carbonée s'effectue essentiellement au niveau des apex. Si cette hypothèse est vraie, la quantité de rhizodépôts carbonés retrouvés dans la solution nutritive pourra être aisément modélisée en utilisant par exemple des variables tenant au transport des assimilats (taux de photosynthèse, concentration en sucres solubles des feuilles et résistance des voies de transport) d'une part et au nombre d'apex du système racinaire d'autre part.
# Relations entre la concentration de composés solubles des racines, la morphologie racinaire et la rhizodéposition

## I Introduction

Dans le chapitre précédent, l'objectif était d'étudier la relation entre la quantité de carbone allouée aux racines et celle libérée dans la rhizosphère en faisant varier la quantité d'assimilats allouée aux racines de maïs cultivés en sol. Une corrélation est observée entre la quantité de carbone incorporée dans les structures racinaires et celle retrouvée sous forme de rhizodépôts dans le sol. De même, la quantité de carbone allouée au compartiment souterrain est corrélée à la quantité de résidus marqués retrouvée dans le sol 48 heures après le marquage. Cependant, une partie de nos résultats ne peut être complètement interprétée puisque la quantité de rhizodépôts radioactifs minéralisés par les micro-organismes du sol n'est pas mesurable. Par conséquent, nous ne pouvons pas affirmer que lorsque les racines obtiennent moins d'assimilats, la rhizodéposition est proportionnellement moindre.

Dans ce chapitre, nous nous intéressons à des variables morphologiques et physiologique du système racinaire. En effet, il s'agit d'observer les corrélations entre la rhizodéposition et la concentration en carbone soluble des racines d'une part, et entre la rhizodéposition et la morphologie racinaire d'autre part. Les plants de maïs sont cultivés en hydroponie pour accéder aisément au système racinaire. La stérilité des racines et de la solution dans laquelle elles sont cultivées est maintenue dans le but de mesurer la quantité nette (efflux moins influx) de rhizodépôts libérée dans le milieu extérieur.

Les objectifs de cette étude sont d'analyser les relations entre :

- la quantité de rhizodépôts solubles (exsudats et une partie des mucilages) et la surface racinaire et la concentration en composés solubles présents dans les racines,