- la quantité de rhizodépôts insolubles (mucilages) et l'activité métabolique des racines ainsi que le nombre d'apex du système racinaire.

Les expériences sont réalisées sur des plants de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des tubes ou des pots remplis de billes de verre, et étudiés au stade végétatif. La solution nutritive employée ne contient pas de carbone pour permettre de doser les rhizodépôts carbonés libérés par les racines pendant la culture. De plus, la stérilité permet de s'affranchir de la métabolisation des rhizodépôts par les micro-organismes. Comme le maïs est au stade végétatif, les rhizodépôts sont essentiellement constitués de sécrétions et d'exsudats. Les rhizodépôts dits solubles, retrouvés dans la solution, sont des exsudats, des sécrétions de faibles poids moléculaires, et la fraction solubilisée des mucilages. Les rhizodépôts dits insolubles, récupérés en filtrant la solution et en effectuant une attaque acide sur les billes de verre, incluent la fraction restante des mucilages et des débris racinaires.

Les plants de maïs sont cultivés pendant des temps différents pour obtenir des tailles contrastées de parties aériennes et de systèmes racinaires, et par conséquent des quantités d'assimilats allouées aux racines différentes. Cette démarche permet ainsi d'analyser la corrélation entre les variables morphologiques racinaires, la concentration en composés solubles des racines et la quantité de rhizodépôts dans la solution nutritive.

Deux expériences sont réalisées :

- une première expérience au cours de laquelle les assimilats récents sont marqués au ¹⁴C et

- une deuxième expérience sans marquage. Attendu que les réserves racinaires, source potentielle de rhizodépôts, sont négligeables (Tableau 6), seul le carbone provenant des parties aériennes contribue à la rhizodéposition. Nous étudions la quantité de rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive, exprimée en µg de carbone par plante. Une cinétique est effectuée pour vérifier que la quantité de composés solubles libérée par les racines en fonction du temps est constante, et par conséquent que la majorité des rhizodépôts n'est pas réabsorbée par les racines.

Les conditions expérimentales étant différentes entre chaque expérience, les résultats présentés sont scindés en deux parties. Une discussion et une conclusion générale seront ensuite exposées.
<figure><img src="image_39.png" /></figure>

Figure 29 : Biomasse des parties aériennes et des racines de maïs, cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre, en fonction du temps de culture. Les barres d'erreur représentent les écarts-types.
# .II Résultats

## II.A Expérience 1

Les résultats obtenus proviennent de plants de maïs cultivés en hydroponie stérile, dans des pots de 1L, et qui sont marqués brièvement au ¹⁴CO₂ après différents temps de culture. Quatre marquages de 5 plants sont effectués à deux mois d'intervalle (date 1 à 4). La stérilité est testée lors de la récolte. Sur l'ensemble des plants récoltés, huit étaient contaminés et ont été éliminés (soit 40 % des pots). Les résultats obtenus concernent donc 12 plantes. Les données sont rassemblées et analysées globalement.

### .II.A.1 Biomasses et données morphologiques des systèmes racinaires

Le temps de culture varie entre 365 et 485 degrés jours. Le nombre de feuilles visibles en fonction des degrés-jours de croissance est exprimé dans le Tableau 12. La biomasse des plants augmente en fonction du temps de culture exprimé en degrés-jours (Figure 29).

<table><caption>Tableau 12 : Nombre de feuilles visibles et biomasses des parties aériennes en fonction des degrés-jours de croissance de plants de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre. Les écarts-types sont présentés en italique.</caption><thead><tr><th>Degrés-jours</th><th>365<br>n=1</th><th>390<br>n=3</th><th>420<br>n=2</th><th>460<br>n=3</th><th>485<br>n=1</th></tr></thead><tbody><tr><td>Nombre de feuilles</td><td>6</td><td>6,7</td><td>7,8</td><td>8,33</td><td>9,5</td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td>ND</td><td>0,67</td><td>0,71</td><td>0,67</td><td>0,71</td></tr><tr><td>Biomasse des parties aériennes</td><td>0,13 g C</td><td>0,18 g C</td><td>0,35 g C</td><td>0,62 g C</td><td>1,02 g C</td></tr><tr><td>Ecart-type</td><td>ND</td><td>0,028</td><td>0,089</td><td>0,028</td><td>0,159</td></tr></tbody></table>
<figure><img src="image_40.png" /></figure>

Figure 30 : Evolution du nombre d'apex, de la longueur (♦), de la surface (●) et du volume (σ) des racines de maïs cultivé en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre, en fonction du temps de culture. Les courbes de tendance exponentielles sont représentées par les équations suivantes : pour la longueur racinaire, y = 2,8exp(0,0139x) ; pour la surface, y = 0,9exp(0,0126x) ; pour le volume, y = 0,02exp(0,0115x). Les barres d'erreur représentent les écarts-types.
Le nombre d'apex, ainsi que la longueur, la surface et le volume racinaires sont étroitement corrélés au temps de culture (Figure 30).

Lors de l'analyse de la morphologie racinaire, la longueur, le volume et la surface racinaire, ainsi que le nombre d'apex, étaient classés en fonction du diamètre de la racine considérée (0 à 3 mm ; 3 à 6 mm... ; 1,8 à 2,1 mm et > à 2,1 mm). Cette compartimentation est effectuée pour analyser s'il existe une catégorie de diamètre spécifique qui serait plus corrélée à la rhizodéposition. Dans la plupart des cas, les longueurs de racine comprises dans les 8 classes de diamètres racinaires choisies sont significativement corrélées à la longueur totale des racines. De même, les surfaces et les volumes racinaires classés selon le diamètre des racines sont corrélés à la surface et au volume total, respectivement (Tableau 13). Ces corrélations n'apportant pas d'information complémentaire, seule la surface totale, la longueur totale et le volume total seront ensuite pris en compte, sans distinction de classes de diamètre, pour analyser les corrélations entre la quantité de rhizodépôts et ces variables.

<table><caption>Tableau 13 : Analyse des corrélations entre les différentes variables des systèmes racinaires de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre. Coefficients de corrélation (r²) entre la distribution des longueurs, des surfaces et des volumes racinaires par classe de diamètre de racine et la longueur, la surface et le volume total, respectivement. Les astérisques signifient que le coefficient est significatif avec un risque de première espèce α de 10% ('), 5% (**) et 1% (**%).</caption><thead><tr><td>CLASSE (mm)</td><td>LONG TOT</td><td>SURF TOT</td><td>VOL TOT</td></tr></thead><tbody><tr><td>0,0-0,3</td><td>0,90***</td><td>0,84***</td><td>0,73***</td></tr><tr><td>0,3-0,6</td><td>0,97***</td><td>0,96***</td><td>0,91***</td></tr><tr><td>0,6-0,9</td><td>0,80***</td><td>0,87***</td><td>0,93***</td></tr><tr><td>0,9-1,2</td><td>0,32*</td><td>0,36**</td><td>0,37**</td></tr><tr><td>1,2-1,5</td><td>0,04</td><td>0,06</td><td>0,05</td></tr><tr><td>1,5-1,8</td><td>0,64**</td><td>0,71***</td><td>0,75***</td></tr><tr><td>1,8-2,1</td><td>0,75***</td><td>0,75***</td><td>0,77***</td></tr><tr><td>&gt;2,1</td><td>0,77***</td><td>0,76***</td><td>0,66**</td></tr></tbody></table>
<table><caption>Tableau 14 : Radioactivité retrouvée (en kBq) dans les feuilles visibles avec et sans ligule (FDV et FV, respectivement), les feuilles invisibles et la tige (FI et T), les parties aériennes (PA), le compartiment souterrain (CS), les racines (RAC), les rhizodépôts insolubles (MUC), solubles (EXSUD), les débris racinaires (DEB), les rhizodépôts totaux (R<sub>TOT</sub>) et la respiration racinaire (RESP) en fonction de l'âge des plantes. L'intervalle de confiance est indiqué en italique. Le pourcentage de radioactivité totale retrouvée est mentionné entre parenthèses.</caption><thead><tr><th>Degrés-jours</th><th>365<br>n=1</th><th>390<br>n=3</th><th>420<br>n=2</th><th>460<br>n=3</th><th>485<br>n=1</th></tr></thead><tbody><tr><td>KBq totaux</td><td>91,2 (100)<br>ND</td><td>88,3 (100)<br>28,19</td><td>202,1 (100)<br>51,23</td><td>371,6 (100)<br>15,59</td><td>625,4 (100)<br>ND</td></tr><tr><td>FDV</td><td>7,0<br>ND</td><td>18,6<br>17,38</td><td>33,5<br>17,45</td><td>82,1<br>42,15</td><td>136,2<br>ND</td></tr><tr><td>FV</td><td>51,7<br>ND</td><td>28,3<br>7,46</td><td>98,7<br>24,65</td><td>144,7<br>32,93</td><td>259,3<br>ND</td></tr><tr><td>FI et T</td><td>7,4<br>ND</td><td>4,0<br>2,15</td><td>7,9<br>2,96</td><td>25,1<br>18,98</td><td>32,9<br>ND</td></tr><tr><td>PA =<br>FDV+FV+FI+T</td><td>66,1 (72,5)<br>ND</td><td>50,9 (57,6)<br>17,48</td><td>140,1 (69,3)<br>24,56</td><td>251,9 (67,8)<br>6,40</td><td>468,4 (74,9)<br>ND</td></tr><tr><td>RAC</td><td>7,9 (8,7)<br>ND</td><td>14,6 (16,5)<br>1,73</td><td>35,1 (17,4)<br>34,87</td><td>45,2 (12,2)<br>12,38</td><td>75.4 (12,0)<br>ND</td></tr><tr><td>RESP</td><td>15,7 (17,2)<br>ND</td><td>21,6 (24,5)<br>10,23</td><td>25,2 (12,5)<br>21,32</td><td>67,7 (18,2)<br>3,67</td><td>78.5 (12,6)<br>ND</td></tr><tr><td>MUC</td><td>0,2<br>ND</td><td>0,1<br>0,05</td><td>0,1<br>0,21</td><td>0,5<br>0,21</td><td>0,5<br>ND</td></tr><tr><td>EXSUD</td><td>1,2<br>ND</td><td>0,9<br>0,80</td><td>1,5<br>0,67</td><td>6,1<br>2,86</td><td>2,3<br>ND</td></tr><tr><td>DEB</td><td>0,1<br>ND</td><td>0,2<br>0,23</td><td>0,1<br>0,12</td><td>0,1<br>0,09</td><td>0,3<br>ND</td></tr><tr><td>R<sub>TOT</sub> =<br>MUC+EXSUD+DEB</td><td>1,5 (1,6)<br>ND</td><td>1,3 (1,5)<br>0,73</td><td>1,7 (0,8)<br>0,78</td><td>6,7 (1,8)<br>3,09</td><td>3,1 (0,5)<br>ND</td></tr><tr><td>CS =<br>RAC+RESP+R<sub>TOT</sub></td><td>25,1 (27,5)<br>ND</td><td>37,4 (42,4)<br>11,14</td><td>62,0 (30,7)<br>39,39</td><td>119,6 (32,2)<br>13,83</td><td>157,0 (25,1)<br>38,27</td></tr></tbody></table>
## .II.A.2 Assimilation du $^{14}$CO$_2$ et répartition des assimilats

L'activité $^{14}$C des différents compartiments du système plante/solution nutritive est indiquée dans le Tableau 14.

La quantité de $^{14}$CO$_2$ fixée par les parties aériennes varie en fonction des degrés-jours de croissance : à 485 degrés-jours, la radioactivité totale retrouvée dans le système plante/solution est de 625 kBq en moyenne, contre 91 kBq chez les plants cultivés pendant 365 degrés-jours. Cette augmentation est logiquement corrélée à la taille des parties aériennes (Figure 31). En effet, plus la taille des parties aériennes est importante, plus la plante présente un indice foliaire élevé, ce qui lui permet de fixer une quantité plus importante de CO$_2$.

En valeur absolue, aucune différence significative d'allocation de carbone entre les parties aériennes et les racines n'est observée quel que soit le nombre de degrés-jours de croissance. La gamme de degrés-jours de l'expérience n'a pas permis d'obtenir des rapports PA/PR significativement différents. Cette gamme est initialement choisie pour obtenir une plante autotrophe qui fixe le $^{14}$CO$_2$ (4 feuilles visibles minimum) et dont les racines sont maintenues en conditions stériles dans le système de culture (11-12 feuilles visibles maximum). Au-delà de ce stade, il est très difficile de maintenir le système racinaire en axénie.

Les parties aériennes allouent en moyenne 31,8 % des assimilats nouvellement formés au compartiment souterrain et ce, quel que soit leur âge. De même, 1,4 % de la radioactivité totale est retrouvée sous forme de rhizodépôts. Les rhizodépôts solubles constituent la majeure partie des rhizodépôts, soit en moyenne 80 %, 69 %, 88 %, 91 % et 74 % lorsque les plants étaient âgés de 365, 390, 420, 460 et 485 degrés jours, respectivement. La fraction de mucilages retrouvée sous forme de rhizodépôts insolubles, représente environ 10% des rhizodépôts.

La quantité d'assimilats attribués par gramme de racine n'est pas statistiquement différente entre les temps de croissance étudiés (Figure 32).
<figure><img src="image_41.png" /></figure>

Figure 31 : Quantité nette de $^{14}$CO$_2$ fixée, exprimée en radioactivité retrouvée dans l'ensemble des compartiments, en fonction de la taille des parties aériennes, exprimée en masse de carbone. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre.

<figure><img src="image_42.png" /></figure>

Figure 32 : Quantité de $^{14}$C exportée vers le système racinaire, exprimée en kBq par gramme de racine. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. Les barres d'erreur représentent les écarts-types.
<table><caption>Tableau 15 : Activité retrouvée dans les composés solubles des racines, exprimée en pourcentage de l'activité retrouvée dans le système racinaire d'un plant de maïs ([kBq/kBq racines]×100). Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. Les écarts-types sont indiqués en italique.</caption><thead><tr><th>Degrés-jours</th><th>365<br>n=1</th><th>390<br>n=3</th><th>420<br>n=2</th><th>460<br>n=3</th><th>485<br>n=1</th></tr></thead><tbody><tr><td>% <sup>14</sup>C composés solubles</td><td>7,35<br>ND</td><td>4,93<br>1,713</td><td>5,97<br>1,854</td><td>6,67<br>1,266</td><td>6,41<br>ND</td></tr></tbody></table>
L'activité de la fraction de composés solubles des racines est présentée dans le Tableau 15. L'activité du carbone soluble rapportée à l'activité des racines n'est pas significativement différente entre les degrés-jours de croissance des plants.

En conclusion, la gamme de degrés-jours de notre expérience n'a pas permis de mettre en évidence des différences significatives entre les ratios PA/PR des plantes observées.

De plus, l'ensemble des données obtenues montre une forte interdépendance entre les différentes variables étudiées. Ainsi, le nombre d'apex du système racinaire n'est pas dissociable de la surface (r²=0,84 ; P<0,01) et de la biomasse racinaire (r²=0,81 ; P<0,01). La quantité d'assimilats exportée des parties aériennes aux racines dépend également de la taille du système racinaire.

Les résultats présentés dans le paragraphe suivant sont principalement centrés sur :

* la surface et la concentration de composés solubles racinaires, et

* le nombre d'apex du système racinaire, la respiration des racines et la quantité de ¹⁴C retrouvée dans les racines.

Ce choix se base sur nos hypothèses de départ, à savoir que la quantité d'exsudats libérée dans la solution de culture dépend de la concentration en carbone soluble disponible à l'intérieur des racines et de la surface racinaire et que les mucilages sont sécrétés en fonction du nombre d'apex et de l'activité des racines (croissance, respiration racinaire).

### .II.A.3 Relation entre la quantité de rhizodépôts retrouvés dans le système de culture et les variables racinaires.

Une matrice de corrélations est élaborée à partir des données obtenues pour déterminer les relations entre les quantités de rhizodépôts solubles, insolubles et totaux et les variables concernant les racines. Comme nous l'avons précisé ci-dessus, les variables relatives à la morphologie des racines sont réduites à la longueur, à la surface et au volume total, ainsi qu'au nombre d'apex du système racinaire.
<figure><img src="image_43.png" /></figure>

<figure><img src="image_44.png" /></figure>

<figure><img src="image_45.png" /></figure>

Figure 33 : Activité des rhizodépôts carbonés solubles (kBq) provenant des assimilats marqués en fonction de A) la surface racinaire, B) le nombre d'apex et C) l'activité des composés solubles (kBq/g C racines) présents par gramme de système racinaire d'un plant de maïs. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre.
L'activité des rhizodépôts marqués solubles retrouvés dans la solution nutritive de culture est corrélée significativement à la surface racinaire, au nombre d'apex et à l'activité des composés solubles par gramme de racine (Figure 33). L'activité des rhizodépôts insolubles marqués retrouvés dans le système est aussi significativement corrélée au nombre d'apex des racines (Figure 34). Néanmoins, comme l'ensemble des variables relatives à la morphologie racinaire est corréle, cette quantité est aussi liée à la biomasse, à la longueur et à la surface totale des racines.

D'autres variables du compartiment souterrain apparaissent comme significativement corrélées à l'activité des rhizodépôts solubles et insolubles libérés par la plante. Ces variables se rapportent essentiellement à l'activité métabolique des racines (la quantité d'assimilats marqués incorporés dans les tissus racinaires, respiration racinaire) et à la fourniture en assimilats radioactifs du compartiment souterrain par les parties aériennes (Figure 35).

<figure><img src="image_46.png" /></figure>

Figure 34 : Corrélation entre le nombre d'apex d'un système racinaire de maïs et l'activité des rhizodépôts insolubles marqués (kBq). Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre.
<figure><img src="image_47.png" /></figure>

<figure><img src="image_48.png" /></figure>

<figure><img src="image_49.png" /></figure>

Figure 35 : Activité des rhizodépôts carbonés provenant des assimilats marqués en fonction de A) la quantité d'assimilats radioactifs retrouvés dans le système racinaire, B) la quantité d'assimilats radioactifs respirés par les racines et C) la quantité d'assimilats radioactifs attribuée au compartiment souterrain d'un plant de maïs. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre.
<table><caption>Tableau 16 : Biomasses des parties aériennes et des racines, ratio PA/PR, concentration en carbone soluble (mg C/g C racines) et en amidon (mg/g C racines) des racines, et morphologie racinaire des plants de maïs cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. Les écarts-types sont présentés en italique.</caption><thead><tr><th>Degrés-jours</th><th>190<br>n=14</th><th>285<br>n=5</th><th>304<br>n=7</th></tr></thead><tbody><tr><td><strong>Biomasses</strong></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parties aériennes (g C)</td><td>0,07<br>0,007</td><td>0,23<br>0,074</td><td>0,35<br>0,093</td></tr><tr><td>Racines (g C)</td><td>0,02<br>0,003</td><td>0,05<br>0,020</td><td>0,07<br>0,019</td></tr><tr><td>PA/PR</td><td>3,56<br>0,609</td><td>4,46<br>0,419</td><td>5,32<br>0,498</td></tr><tr><td>Amidon (mg/ g C racines)</td><td>0,4<br>0,39</td><td>0,3<br>0,08</td><td>0,8<br>0,99</td></tr><tr><td>Composés solubles<br>(mg C/ g C racines)</td><td>6,9<br>1,61</td><td>8,1<br>1,15</td><td>4,53<br>0,29</td></tr><tr><td><strong>Morphologie racinaire</strong></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Longueur (cm)</td><td>218<br>49,7</td><td>800<br>336,3</td><td>1131<br>389,3</td></tr><tr><td>Nombre d'apex</td><td>533<br>174</td><td>1641<br>476</td><td>2394<br>731</td></tr></tbody></table>

<figure><img src="image_50.png" /><figcaption>Figure 36 : Rapport entre la biomasse des parties aériennes et des racines, exprimées en gramme de carbone, en fonction des degrés-jours de croissance de plants de maïs cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre.</figcaption></figure>
## II..B Expérience 2

La cinétique de rhizodéposition est étudiée sur 10 plants de maïs autotrophes. Cinq plants présentent 4 feuilles visibles (190 degrés-jours de croissance). Les 5 autres ont 6 feuilles visibles (285 et 304 degrés-jours de croissance). L'ensemble des plants est cultivé en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. Après avoir purgé le tube de culture, une solution nutritive sans carbone est apportée à l'aide d'une pompe péristaltique. Des aliquotes de solution de culture sont ensuite prélevées à 0, 8, 16 et 24 heures. Les plants sont ensuite récoltés et la stérilité de chaque solution nutritive est testée. La teneur en carbone organique de chaque échantillon est analysée. L'expérience est réalisée 3 fois, à 1 mois d'intervalle. Vingt-six plants de maïs stériles ont été obtenus (86,7 % des plants cultivés). Les plants non stériles ne sont pas pris en compte dans cette étude.

### .II.B.1 Biomasses et données morphologiques des systèmes racinaires

Le Tableau 16 montre les biomasses des parties aériennes et des racines, la quantité d'amidon et de composés solubles, ainsi que les caractéristiques morphologiques du système racinaire obtenues au cours de l'étude de la cinétique de rhizodéposition, effectuée pendant 24 heures en conditions hydroponiques stériles.

Les biomasses des parties aériennes et racinaires augmentent en fonction du temps de culture. La longueur et le nombre d'apex augmentent proportionnellement à la biomasse des racines. Le rapport PA/PR est supérieur chez les plantes présentant 6 feuilles visibles (285 et 304 degrés jour) par rapport aux plantes de 4 feuilles (190 degrés jour). La Figure 36 montre qu'il existe une corrélation linéaire positive entre le ratio PA/PR et le nombre de degrés-jours de croissance (r²=0,6 ; P<0,01).
<figure><img src="image_51.png" /></figure>

Figure 37 : Surface (♦) et volume (▲) du système racinaire des plants de maïs de 4 et 6 feuilles visibles, cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre, en fonction de la longueur totale des racines.
Comme dans le cas de la première expérience en hydroponie, la longueur totale des racines est également significativement corrélée à la surface et au volume racinaire ($r^2=0,99$ et $r^2=0,95$, respectivement, Figure 37).

Les concentrations en composés solubles et en amidon des racines ne sont pas différentes entre les différents temps de culture étudiées (Tableau 16).

## .II.B.2 Cinétique de rhizodéposition

Dans cette expérience, la libération nette de composés carbonés solubles dans la solution nutritive par les racines est mesurée.

Après les prélèvements des aliquotes à 0, 8, 16 et 24 heures, 42 mL de solution nutritive sont récupérés en moyenne dans le tube de culture. Afin de tenir compte des variations de volume d'un tube à l'autre, nous avons exprimé les résultats en quantité de carbone libérée par les racines dans la solution de culture, plutôt qu'en concentration.

La quantité de rhizodépôts solubles augmente en fonction du temps (8, 16 et 24 heures). Après 24 heures, elle est plus importante chez les plantes présentant 6 feuilles que chez les plantes de 4 feuilles. Au temps 0 h, la quantité initiale de carbone présente dans la solution nutritive n'est pas nulle. Elle est en moyenne de 6 µg C.mL⁻¹ de solution nutritive. La vidange ne permet donc pas d'obtenir un tube de culture sans composés carbonés résiduels.

Le flux de rhizodéposition net, exprimé en µg C.h⁻¹ est calculé de la façon suivante :

$$ \Phi_r = (R_{xh} - R_{0h}) / x $$

x représente le temps (h).

$R_{xh}$ représente la quantité de rhizodépôts solubles retrouvée dans la solution nutritive x heures (8, 16 ou 24) après la vidange du tube de culture (µg C).

$R_{0h}$ représente la quantité de carbone résiduel présent dans la solution de culture immédiatement après la vidange (µg C).
Tableau 17 : Quantité nette de rhizodépôts solubles de plants de maïs de 4 et 6 feuilles, cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre, retrouvée dans la solution de culture. Les écarts-types sont présentés en italique.

<table><thead><tr><th>Degrés-jours</th><th>190<br>n=14</th><th>285<br>n=5</th><th>304<br>n=7</th></tr><tr><th colspan="4">Quantité de carbone retrouvée dans la solution nutritive (µg C)</th></tr></thead><tbody><tr><td>0 h</td><td>292<br>31,3</td><td>275<br>11,5</td><td>309<br>26,8</td></tr><tr><td>8 h</td><td>320<br>28,4</td><td>304<br>42,5</td><td>613<br>96,7</td></tr><tr><td>16 h</td><td>391<br>63,7</td><td>775<br>53,6</td><td>1163<br>188,1</td></tr><tr><td>24 h</td><td>415<br>139,3</td><td>1167<br>212,2</td><td>1971<br>447,0</td></tr></tbody></table>
Les flux de rhizodéposition sont calculés pour chaque temps de culture 8, 16, et 24 heures après la vidange du tube. Ils sont présentés dans la Figure 38.

Le flux de rhizodéposition calculé 8 heures après la vidange des plants cultivés pendant 285 degrés-jours est statistiquement plus faible que les flux calculés 16 et 24 heures après la vidange. De même, le flux calculé 8 h après la vidange est plus faible que celui calculé 24 h après chez les plants cultivés pendant 304 degrés-jours. Ce résultat est probablement dû à une différence trop faible entre la quantité de rhizodépôts libérée en 8 heures et celle restante après la vidange de la solution nutritive, mal détectée par l'analyse.

Le flux de rhizodépôts solubles calculé à 16 heures n'étant pas différent de celui calculé à 24 heures, seul ce dernier sera pris en compte pour analyser les relations entre les variables racinaires et ce flux.

<figure><img src="image_52.png" /></figure>

Figure 38 : Flux net de rhizodépôts solubles des plants de maïs cultivés en hydroponie stérile pendant 190, 285 et 304 degrés-jours. Les flux sont calculés 8, 16 et 24 heures après la vidange de la solution nutritive des tubes de 250 mL rempli de billes de verre dans lesquels les plants sont cultivés.
<figure><img src="image_53.png" /></figure>

<figure><img src="image_54.png" /></figure>

<figure><img src="image_55.png" /></figure>

Figure 39 : Flux net de libération de composés carbonés solubles en fonction de A) la surface racinaire, B) le nombre d'apex et C) le rapport PA/PR d'un plant de maïs. Les plants sont cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre.
### .II.B.3 Relation entre le flux net de rhizodéposition et les variables racinaires.

Le flux de rhizodéposition est corrélé à la biomasse racinaire (P<0,001), ainsi qu'aux caractéristiques morphologiques des racines comme le nombre d'apex, la longueur, la surface et le volume des racines (P<0,001) (Figure 39A et B).

Bien que plus faible, une corrélation significative est observée entre le flux de rhizodépôts solubles et le rapport entre la biomasse des parties aériennes et celle des parties aériennes (P<0,01 ; Figure 39C). Lorsque la répartition des assimilats se fait en faveur des parties aériennes (ratio PA/PR élevé), le flux de de carbone soluble libéré par les racines augmente.

Aucune corrélation n'est observée entre la concentration en carbone soluble des racines et le flux net de rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive (Figure 40).

<figure><img src="image_56.png" /></figure>

Figure 40 : Flux net de rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive en fonction de la concentration en composés solubles du système racinaire de maïs cultivés pendant 190, 285 et 304 degrés-jours en conditions hydroponiques stériles dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre.
## II.C Discussion et perspectives en vue de modéliser la rhizodéposition

D'après les résultats de l'expérience 1, la fraction de mucilages retrouvée sous forme de rhizodépôts solubles, représente environ 90% des rhizodépôts marqués. Ces résultats sont en accord avec les données de la littérature (Boeuf et al., 1993; Boeuf-Tremblay et al., 1995; Groleau-Renaud, 1998) et montrent qu'il est pertinent de s'intéresser essentiellement à cette fraction, représentative de la rhizodéposition en conditions stériles. Ils confirment une forte proportion d'exsudats dans les rhizodépôts des plantes au stade végétatif (Hale et Moore, 1979; Jones et Darrah, 1995; Gransee et Wittenmayer, 2000; Aulakh et al., 2001). En effet, la production maximale de mucilages chez le maïs se fait plus tardivement, lorsque les plants forment des racines adventives (Morel et al., 1991; Osborn et al., 1999; Traore et al., 2000).

Les hypothèses que nous avons voulu tester au cours de ce travail sont :

* la quantité d'exsudats dépend essentiellement de la concentration en composés solubles de la racine, de la concentration extérieure en carbone et de la surface racinaire;

* la quantité de mucilage est corrélée à l'activité racinaire, ainsi qu'au nombre d'apex du système racinaire.

L'ensemble des résultats obtenus conforte ces hypothèses sans toutefois les valider. En effet, la quantité de rhizodépôts est corrélée à la fois à des variables qui rendent compte à la fois de :

1. l'allocation des assimilats aux racines, illustrée par la quantité de radioactivité attribuée au compartiment souterrain, le ratio PA/PR ou l'activité des composés solubles par gramme de racine,

2. la morphologie du système racinaire (surface, nombre d'apex), et de

3. l'activité métabolique des racines (respiration racinaire, assimilats récents incorporés dans les structures racinaires).

Toutefois, de nombreuses interdépendances existent entre les variables morphologiques racinaires et l'allocation des assimilats aux racines, ce qui ne permet pas de hiérarchiser l'importance de chaque variable racinaire sur la libération de composés solubles
en système hydroponique. A titre d'exemple, la surface est corrélée à la fois à la longueur et au volume total des racines, ainsi qu'au nombre d'apex. Les résultats obtenus ne permettent donc pas d'affirmer que les apex sont des sites de rhizodéposition privilégiés.

Il semble qu'au cours de son développement, la biomasse racinaire augmente proportionnellement à la quantité d'assimilats fournis par les parties aériennes. La quantité de composés solubles à l'intérieur des racines est également corrélée à la biomasse des racines, et à la quantité de rhizodépôts retrouvée dans la solution nutritive. Néanmoins, aucune corrélation n'est observée entre la concentration en composés solubles des racines et la quantité de rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive. Pour approfondir ce résultat, il faudrait limiter l'analyse des composés solubles là où ils sont le plus concentrés, à savoir au niveau des apex (Farrar et al., 1995; Pritchard et al., 2000). De plus, il serait intéressant d'analyser la composition et la quantité des composés solubles présents dans les apex racinaire et de comparer ces résultats à la composition des rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive. Ainsi, si les profils sont identiques entre l'intérieur de la racine et ce qui est libéré, une corrélation directe entre ces deux variables serait validée (Paynel et al., 2001).

### .II.C.1 Elaboration d'un modèle simple de rhizodéposition in vitro

A partir des données acquises dans ce chapitre, nous avons élaboré un modèle simple de rhizodéposition (i.e. flux net de composés solubles) du maïs au stade végétatif en conditions hydroponiques stériles. Ce modèle a deux objectifs :

* rassembler les connaissances acquises au cours de ce travail, et

* proposer des perspectives à explorer.

L'élaboration du modèle est détaillée dans le paragraphe suivant. Le modèle se base sur le principe d'une libération de rhizodépôts dépendante de l'allocation des assimilats aux racines et de la morphologie, conformément à nos hypothèses de départ. Comme le flux net de rhizodépôts solubles n'est pas corrélé à la concentration en carbone soluble des racines, nous avons opté pour une variable plus globale de répartition de carbone dans la plante : le ratio PA/PR. L'équation du modèle proposé est la suivante :

$$ \text{Équation 1 :} \qquad \Phi = \rho \times \text{PA/PR} \times N_a $$
Φ est le flux de rhizodéposition, exprimé en kBq ou en µg de carbone par heure, selon l'expérience analysée.

ρ est un coefficient de libération des rhizodépôts dans la solution nutritive. Il varie en fonction de la structure des membranes et des conditions environnementales comme la température par exemple. Par conséquent, le coefficient trouvé avec les données provenant des plants marqués (exprimé en kBq·h⁻¹·Na⁻¹) n'est pas comparable avec celui issu des données provenant des plants sans marquage (µg C·h⁻¹·Na⁻¹).

PA/PR est le rapport entre la biomasse des parties aériennes et celle des racines, exprimé en g C·g⁻¹·C. Ce rapport rend compte de l'allocation, intégrée entre la germination et la récolte, des assimilats entre les parties aériennes et les racines, entre la germination et la date de la récolte.

$N_a$ est le nombre d'apex du système racinaire.

Les résultats que nous avons obtenus dans ce chapitre montrent que l'ensemble des variables morphologiques est corrélé. Parmi ces variables, nous avons délibérément choisi le nombre d'apex puisque c'est d'après la littérature un site privilégié de rhizodéposition chez le maïs.

Nous posons l'hypothèse que les variations de PA/PR et $N_a$ sont négligeables pendant le temps de l'expérimentation. Cette hypothèse est posée dans le but de simplifier au maximum le modèle proposé. Néanmoins, elle est discutable. En effet, selon l'expérimentation considérée, le temps de culture entre le début et la fin de l'expérience varie entre 47 et 50 degrés-jours. Ainsi, d'après la Figure 30 et le Tableau 16, la longueur des racines peut considérablement varier pendant ce laps de temps.

Nous admettons également que le carbone libéré par les racines se distribue uniformément dans la solution nutritive (Jones et Darrah, 1993a).
<figure><img src="image_57.png" /></figure>

Figure 41 : Paramétrage de l'équation traduisant le flux de rhizodépôts solubles dans la solution nutritive ($\Phi_r = \rho \times PA/PR \times N_a$). Le coefficient de rhizodéposition trouvé est de $7,9 \times 10^{-6}$ kBq par heure et par apex ($P<0,0001$). Le coefficient de corrélation ($r^2$) entre les valeurs calculées (■) et les valeurs mesurées (▲) est de 0,80.

<figure><img src="image_58.png" /></figure>

Figure 42 : Paramétrage de l'équation traduisant le flux de rhizodépôts solubles dans la solution nutritive ($\Phi_r = \rho \times PAPR \times N_a$). Le coefficient de rhizodéposition trouvé est de $6,3 \times 10^{-4}$ µg C par heure et par apex ($P<0,0001$). Le coefficient de corrélation ($r^2$) entre les valeurs calculées (■) et les valeurs mesurées (▲) est de 0,71.
## .II.C.2 Paramétrage du modèle

Le paramétrage de l'Équation 1 s'est effectué à partir de 2 jeux de données : celui de l'expérience 1 (maïs cultivés en axénie dans des pots de 1 L puis brièvement marqués au ¹⁴CO₂) et celui de l'expérience 2 (maïs cultivés en axénie dans des tubes de 250 mL sans marquage). Dans les deux cas, la variable PA/PR permet à elle seule d'obtenir un coefficient de corrélation supérieur à 0,6 entre les données simulées par le modèle et les données que nous avons mesurées.

* Paramétrage du modèle avec les données provenant de plants cultivés en hydroponie stérile puis marqués au ¹⁴CO₂

Les résultats obtenus sont présentés par la Figure 41.

ρ est égal à 7,9×10⁻⁶ kBq·h⁻¹·Nₐ⁻¹. Ce coefficient de rhizodéposition est significatif et permet d'obtenir une bonne corrélation entre les valeurs de rhizodéposition calculées et les valeurs mesurées (r²=0,80). Le modèle explique donc à 80% les valeurs mesurées.

* Paramétrage du modèle avec les données provenant de plants cultivés en hydroponie stérile sans marquage

Les données utilisées pour ce paramétrage sont issues de l'expérience 2. Les résultats obtenus sont présentés dans la Figure 42. ρ est égal à 6,3×10⁻⁴ µg C·h⁻¹·Nₐ⁻¹. Ce coefficient de rhizodéposition est significatif et permet d'obtenir une bonne corrélation entre les valeurs de rhizodéposition calculées et les valeurs mesurées (r²=0,71). Ce modèle simple de rhizodéposition explique donc à plus de 70% les valeurs mesurées.

## .III Discussion

A notre connaissance, dans la littérature, peu de travaux portent sur la modélisation de la rhizodéposition en conditions hydroponiques stériles (Jones et Darrah, 1993a). Notre approche reste donc dans ce domaine une approche nouvelle et préliminaire, difficilement confrontable à d'autres données déjà publiées.
A partir de nos données, nous avons élaboré un modèle simple de flux net de composés carbonés solubles libérés par les racines de maïs au stade végétatif, cultivés en hydroponie stérile. D'après nos résultats (Tableau 14), et conformément à la littérature (Boeuf-Tremblay et al., 1995; Groleau-Renaud, 1998), ces composés représentent environ 90 % des rhizodépôts dans ces conditions expérimentales.

Lors du paramétrage de l'Équation 1, l'utilisation du ratio PA/PR montre une corrélation beaucoup plus nette entre les données simulées et les données mesurées que lorsque l'on utilise la variable « concentration en carbone soluble des racines ». Ce résultat va à l'encontre des hypothèses que nous avons formulées à la fin de la synthèse bibliographique, à savoir que :

* la concentration en carbone soluble des racines détermine le flux de rhizodépôts vers le milieu extérieur,

* cette variable intégre à la fois l'allocation des assimilats des parties aériennes aux racines et l'activité racinaire.

Une hypothèse peut être formulée pour expliquer ce résultat : l'analyse de la concentration en carbone soluble est effectuée uniquement à la récolte, sur une aliquote de racine. De plus, elle est mesurée sur l'ensemble du système racinaire, sans prendre en compte de façon spécifique la concentration au niveau des apex. Enfin, l'ensemble des composés solubles est analysé. Ces composés, extraits par l'alcool à 80°, sont essentiellement constitués d'oses, d'holosides à petites molécules et de certains polyholosides (ce que l'on appelle communément les sucres solubles), mais ils comportent également des acides aminés libres, des peptides, des tanins, des gommes et des pigments qui peuvent ne pas diffuser dans la rhizosphère (Castelan-Estrada, 2001). Par conséquent, les données obtenues peuvent masquer l'effet réel de cette variable sur la rhizodéposition. Le rapport PA/PR, qui intègre la répartition des assimilats sur l'ensemble de la culture, constitue par conséquent une variable plus appropriée pour rendre compte de l'allocation carbonée aux racines dans nos conditions expérimentales.

Les résultats que nous avons obtenus avec ou sans marquage montrent que la libération des rhizodépôts solubles du maïs cultivé en hydroponie stérile peut être modélisée à l'aide d'une équation simple faisant intervenir :
* l'allocation des assimilats aux racines, comme la quantité de radioactivité attribuée au compartiment souterrain et le rapport PA/PR,

* la morphologie du système racinaire (longueur, surface et volume total, ainsi que le nombre d'apex).

Ce résultat apporte une information complémentaire au modèle élaboré par Jones et Darrah (Jones et Darrah, 1993a), pour qui le flux de composés solubles dans la solution nutritive dépend d'un coefficient de sécrétion indépendant de l'allocation carbonée aux racines. Ainsi, la libération de rhizodépôts solubles par le système racinaire augmente proportionnellement au rapport PA/PR.

L'introduction de la variable « nombre d'apex » dans l'Équation 1 améliore le coefficient de corrélation entre les données de rhizodéposition simulées par le modèle et les données réelles. Comme de fortes corrélations existent entre les variables morphologiques des racines, le modèle de rhizodéposition reste valide si l'on substitue par exemple le nombre d'apex par la surface des racines ($ρ=0,088 \ \mu g \ C \cdot h^{-1} \ cm^{-2}$, $r^2=0,78$).

Le rôle tampon des réserves racinaires est implicitement pris en compte dans l'expérience 2 puisque l'étude de la cinétique de rhizodéposition est effectuée sans marquage préalable des photoassimilats récents. Néanmoins, dans le cadre de nos expériences, nous travaillons sur du maïs dont les racines ont peu de réserves carbonées (Tableau 16), la fourniture en assimilats par les parties aériennes constitue la principale source de carbone des racines. Qu'en est-il des plantes dont les réserves racinaires sont plus importantes ?

Notre approche devra être complétée par une démarche plus mécaniste permettant d'élaborer un modèle déterministe de rhizodéposition carbonée, comme la quantification des efflux et des influx de composés, leur origine métabolique et leur processus de libération (diffusion, sécrétion...). Dans cet objectif, il est notamment nécessaire de hiérarchiser l'importance des variables du modèle. Pour cela, il serait donc utile d'étudier différentes plantes à la morphologie et au mode d'allocation divergents. Des plantes qui allouent plus ou moins d'assimilats aux racines ou des plantes qui, pour une allocation aux racines équivalente, ont une morphologie racinaire différente permettraient de déterminer dans quelle mesure chaque variable de l'équation est impliquée dans les processus de rhizodéposition. Est-ce la croissance et la morphologie racinaire ? Inversement, les parties aériennes sont-elles le principal facteur intervenant sur l'allocation des assimilats aux racines et sur la rhizodéposition ?
## .IV Conclusion

La libération de composés solubles du maïs au stade végétatif, cultivé en conditions hydroponiques stériles, est modélisée par une équation simple faisant intervenir deux variables :

* la quantité d'assimilats fournie par les parties aériennes aux racines, traduit par le ratio PA/PR, ainsi que

* la morphologie racinaire (nombre d'apex ou surface racinaire)

Ce modèle, déterminé à partir des données que nous avons obtenues, doit être considéré comme une démarche préliminaire. En effet, nos résultats mettent en évidence de nombreuses interactions entre les variables racinaires, ce qui ne permet pas de conclure sur l'importance de chaque variable étudiée dans les processus de rhizodéposition.

Afin de déterminer les mécanismes potentiels de la rhizodéposition, et d'observer dans quelle mesure chaque variable de l'équation y est impliquée, il est nécessaire d'approfondir cette démarche. Un des moyens pour y parvenir serait d'étudier des plantes qui allouent plus ou moins d'assimilats aux racines ou qui, pour une allocation aux racines équivalente, ont une morphologie racinaire contrastée.
Conclusions générales et perspectives

Les racines vivantes libèrent dans la rhizosphère des composés organiques. Cet efflux peut représenter de 5 à 40% de l'assimilation nette de C par la photosynthèse. Il est à l'origine de multiples interactions entre la plante, le sol et les micro-organismes du sol. Malgré l'intensification des recherches sur la rhizodéposition depuis les années 1950, les mécanismes de libération du carbone dans le sol ainsi que leur régulation restent encore à élucider.

Dans ce contexte, nous avons centré notre travail sur l'étude des variables qui régissent la rhizodéposition, car leur identification est primordiale pour comprendre et maîtriser la rhizodéposition. Pour mettre en évidence ces variables, nous avons étudié la rhizodéposition de plants de maïs au stade végétatif. Dans ces conditions, les rhizodépôts sont essentiellement des rhizodépôts solubles constitués d'exsudats et de mucilages. L'exsudation étant une diffusion passive entre le cytoplasme des cellules racinaires et la solution du sol, elle serait directement liée à la concentration en carbone soluble des racines. Comme les racines de maïs sont pauvres en réserves, nous pouvons donc supposer que l'exsudation de jeunes plants de maïs est principalement corrélée à l'approvisionnement en substrats carbonés des racines. De plus, la concentration en carbone soluble des cellules est, d'après la littérature, très élevée dans la zone de déchargement du phloème, située au niveau des apex racinaires, comme la sécrétion des mucilages.

Notre travail s'est par conséquent focalisé sur la relation entre la rhizodéposition et deux types de variables :

* des variables qui rendent compte de l'approvisionnement en substrats carbonés des racines, et

* des variables morphologiques du système racinaire, et en particulier le nombre d'apex.

Pour établir la relation entre la fourniture de carbone aux racines et la rhizodéposition, nous avons mis au point une méthode de destruction partielle des vaisseaux de phloème de la tige de maïs. Cette méthode s'est avérée être un moyen efficace pour réduire la fourniture en assimilats des racines sans modifier la taille du système racinaire et le fonctionnement de la plante. Nous avons couplé cette technique à un marquage des parties aériennes au ¹⁴C pour
tracer les assimilats le système plante/sol. Cette étude montre que la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol après 48 heures de chasse est proportionnelle à la quantité d'assimilats allouée au compartiment souterrain, et à celle qui est retrouvée dans les racines. De même, des expérimentations réalisées en conditions hydroponiques stériles montrent une bonne corrélation entre la quantité nette de rhizodépôts marqués retrouvés dans la solution nutritive et la quantité d'assimilats allouée au compartiment souterrain, et notamment aux racines (structures racinaires et respiration des racines). *La rhizodéposition est donc dépendante de la fourniture en assimilats récents des racines par les parties aériennes.*

Dans l'objectif de relier la rhizodéposition et les variables morphologiques du système racinaire, une serie d'expérimentations a été réalisée sur des plants de maïs cultivés en hydroponie stérile. *Les résultats obtenus confirment que les rhizodépôts solubles constituent la majeure partie des rhizodépôts au stade considéré.* Dans tous les cas, les variables étudiées sont fortement interdépendantes. Ainsi, le nombre d'apex est corrélé à la longueur, à la surface et au volume total des racines. Ces interactions ne permettent pas d'affirmer que les apex sont des sites privilégiés de rhizodéposition. De plus, aucune corrélation n'est observée entre la concentration en composés solubles des racines et le flux net de rhizodépôts solubles dans la solution nutritive. Ce résultat peut être dû à une grande variabilité des valeurs de composés solubles des racines, dosés pendant la récolte, à partir d'une aliquote de l'ensemble des racines. Pour tester cette hypothèse, il serait intéressant de comparer la quantité et la composition des composés solubles des apex racinaires aux rhizodépôts solubles.

Afin de synthétiser l'ensemble des données obtenues, un modèle simple est utilisé pour simuler la libération de rhizodépôts solubles de jeunes plants de maïs cultivés en hydroponie stérile. Ce modèle se base sur nos hypothèses de départ, à savoir une libération de carbone par les racines dépendante à la fois de l'allocation de carbone aux racines et du nombre d'apex du système racinaire. Le ratio PA/PR, qui rend compte de la répartition des assimilats entre les parties aériennes, apparaît comme la variable la plus adaptée pour modéliser la rhizodéposition dans nos conditions expérimentales.

Une variable morphologique du système racinaire, comme le nombre d'apex permet d'apporter une information complémentaire lors de la modélisation de la rhizodéposition à partir de nos données.

Par conséquent, la libération de composés solubles par les racines dépendrait à la fois de la répartition carbonée dans la plante (ratio PA/PR) et de la morphologie racinaire.
A l'aune des résultats obtenus, il est nécessaire de poursuivre cette démarche pour approfondir les résultats obtenus. Il serait utile de conduire ces nouvelles expérimentations sur des plantes de différents stades phénologiques, notamment sur des plantes plus âgées, puisque les plantes utilisées dans nos expérimentations sont jeunes.

Les perspectives proposées concernent l'étude de la rhizodéposition au niveau de la plante entière, au niveau du système racinaire, et au niveau de la racine.

A l'échelle de la plante entière, l'étude du ratio PA/PR, et plus particulièrement de l'importance des parties aériennes dans l'allocation des assimilats aux racines, est nécessaire pour comprendre pourquoi le rapport PA/PR permet de bien modéliser la rhizodéposition, contrairement à la concentration en carbone soluble des racines. Il est essentiel de mettre en évidence quel contrôle exercent les parties aériennes sur l'allocation des assimilats aux racines, et par conséquent sur la rhizodéposition. Un des moyens pourrait être de moduler la surface foliaire, mesurer la quantité de carbone fixé et celle exportée vers les racines puis vers la rhizosphère.

La démarche au niveau du système racinaire consistera à découpler les variables morphologiques des racines. Pour cela, il nous semble nécessaire d'étudier la rhizodéposition de plantes qui ont des morphologies racinaires contrastées. A quantité d'assimilats alloués égale, la morphologie des racines joue-t-elle un rôle important dans les processus de rhizodéposition ? Les apex sont-ils un site privilégié de rhizodéposition ? Pour répondre à ces questions, nous proposons d'exploiter la variabilité génétique, notamment en utilisant des maïs qui présentent une morphologie racinaire différente (plus ou moins de ramification par exemple). Une autre piste pour moduler la morphologie racinaire serait de soumettre la plante à différents statuts azotés ou à une contrainte mécanique. Néanmoins, l'ensemble de ces facteurs agit aussi sur l'assimilation et la répartition du carbone dans la plante, ce qui complexifie l'étude.

Il est également nécessaire d'étudier le rôle des réserves carbonées des racines et plus généralement de la plante dans les processus de rhizodéposition. En effet, la contribution de ces réserves au flux de rhizodéposition reste largement méconnue alors qu'elle est potentiellement importante pour les plantes pluriannuelles (régime de défoliation, cycles nycthéméraux et saisonniers).
Une démarche à l'échelle de la racine est également nécessaire. Il est essentiel d'analyser la concentration et la composition des composés solubles au niveau des apex racinaires pour évaluer l'importance de cette variable dans la rhizodéposition. Pour analyser la corrélation entre les composés solubles racinaires et la rhizodéposition, l'utilisation de mutants qui surexpriment ou sousexpriment des transporteurs de composés carbonés solubles à l'intérieur des racines, comme les transporteurs de sucres par exemple, serait intéressante. Le carbone pourrait être dosé directement ou à l'aide de bactéries génétiquement modifiées (biosenseurs) capables de quantifier et localiser un ou plusieurs rhizodépôts à proximité des racines.

Cette démarche contribue à la compréhension et à la modélisation de la rhizodéposition. L'objectif à terme est de manipuler la rhizodéposition carbonée de plantes aux modes d'allocation et aux morphologies racinaires différents, afin de moduler les flux de rhizodépôts en quantité et en qualité et par conséquent agir sur le fonctionnement de la rhizosphère.
Références bibliographiques

Anten, N. P. R., et Ackerly, D. D. 2001. Canopy-level photosynthetic compensation after defoliation in a tropical understorey palm. *Functional Ecology* 15:252-262.

Aulakh, M. S., Wassmann, R., Bueno, C., Kreuzwieser, J., et Rennenberg, H. 2001. Characterization of root exudates at different growth stages of ten rice (Oryza sativa L.) cultivars. *Plant Biology* 3:139-148.

Avice, J. C., Ourry, A., Lemaire, G., Volenec, J. J., et Boucaud, J. 1997. Root protein and vegetative storage protein are key organic nutrients for alfalfa shoot regrowth. *Crop Science* 37:1187-1193.

Bacic, A., Moody, S. F., et Clarke, A. E. 1986. Structural analysis of secreted root slime from maize (Zea mays L.). *Plant Physiology* 80:771-777.

Balesdent, J., et Balabane, M. 1992. Maize root-derived soil organic carbon estimated by natural 13C abundance. *Soil Biology and Biochemistry* 24:97-101.

Baligar, V. C., Fageria, N. K., et Elrashidi, M. A. 1998. Toxicity and nutrient constraints on root growth. *Hortscience* 33:960-965.

Bally, R., Heulin, T., et Lemanceau, P. 1999. Les microbes et le cultivateur. *Biofutur* 1999:17-19.

Barber, D. A., et Gunn, K. B. 1974. The effect of mechanical forces on the exudation of organic substances by the roots of cereal plants grown under sterile conditions. *New Phytol.* 73:39-45.

Barber, D. A., et Martin, J. K. 1976. The release of organic substances by cereal roots into soil. *New Phytol.* 76:69-80.

Barber, D. A., et Lynch, J. M. 1977. Microbial growth in the rhizosphere. *Soil Biology and Biochemistry* 9:305-308.

Barloy, J. 1984. Phase germination, levée et implantation, p. 13-48, In Gallais, A. (ed.). *Physiologie du maïs*, Royan. INRA.

Baudoin, E., Benizri, E., et Guckert, A. 2001. Metabolic fingerprint of microbial communities from distinct maize rhizosphere compartments. *Eur. J. Soil Biol.* 37:85-93.

Benizri, E., Courtade, A., et Guckert, A. 1995. Fate of two microorganisms in maize simulated rhizosphere under hydroponic and sterile conditions. *Soil Biology and Biochemistry* 27:71-77.

Benizri, E., Baudoin, E., Dibattista-Leboeuf, C., et Guckert, A. 2001. Des bactéries pour la santé des plantes. *Biofutur* 210:52-55.

Benizri, E., Dedourge, O., Dibattista-Leboeuf, C., Piutti, S., Nguyen, C., et Guckert, A. 2002. Effect of maize rhizodeposits on soil microbial community structure. *Applied Soil Ecology* 21:261-265.

Benoit, P., Choné, T., et Barriuso, E. 1994. On-line measurement of total and ¹⁴C of ¹⁴C-labelled organic matter. *Soil Biology and Biochemistry* 26:407-411.

Bertin, N. 1995. Competition for assimilates and fruit position affect fruit set in indeterminate greenhouse tomato. *Annals of Botany* 75:55-65.

Billès, G., Rouhier, H., et Bottner, P. 1993. Modifications of the carbon and nitrogen allocations in the plant (Triticum aestivum L.) soil system in response to increased atmospheric CO₂ concentration. *Plant and Soil* 157:215-225.
Boeuf, V., Plantureux, S., et Guckert, A. 1993. Mechanical constraint and organic matter losses of young maize roots under sterile conditions, p. 325-330, *In* Cook, H. F. et Lee, H. C., eds. *Soil management in sustainable agriculture*. Wye college press, London.

Boeuf-Tremblay, V., Plantureux, S., et Guckert, A. 1995. Influence of mechanical impedance on root exudation of maize seedlings at two development stages. *Plant and Soil* 172:279-287.

Bottner, P., Pansu, M., et Sallih, Z. 1999. Modelling the effect of active roots on soil organic matter turnover. *Plant and Soil* 216:15-25.

Bowen, G. D., et Rovira, A. D. 1973. Are modelling approaches useful in rhizosphere biology. *Bull. Ecol. Res. Comm. Stockholm* 17:443-450.

Bret-Harte, M. S., et Silk, W. K. 1994. Fluxes and deposition rates of solutes in growing roots of *Zea mays*. *Journal of Experimental Botany* 45:1733-1742.

Brouwer, R. 1962. Distribution of dry matter in the plant. *Neth. J. Agric. Sci.* 10:361-376.

Buée, M., Rossignol, M., Jauneau, A., Ranjeva, R., et Becard, G. 2000. The pre-symbiotic growth of arbuscular mycorrhizal fungi is induced by a branching factor partially purified from plant root exudates. *Molecular Plant Microbe Interactions* 13:693-698.

Bush, D. R., Chiou, T. J., et Chen, L. S. 1996. Molecular analysis of plant sugar and amino acid transporters. *Journal of Experimental Botany* 47:1205-1210.

Buyanovsky, G. A., Kremer, R. J., Gajda, A. M., et Kazemi, H. V. 1995. Effect of corn plants and rhizosphere populations on pesticide degradation. *Bull. Environ. Contam. Toxicol.* 55:689-696.

Castelan-Estrada, M. 2001. Répartition de la biomasse chez *Vitis vinifera* L.: rendement de conversion du rayonnement solaire global et coûts énergétiques, Thèse soutenue à l'Institut National Agronomique Paris-Grignon, Paris.

Cechin, I. 1998. Photosynthesis and chlorophyll fluorescence in two hybrids of sorghum under different nitrogen and water regimes. *Photosynthetica* 35:233-240.

Chaboud, A. 1983. Isolation, purification and chemical composition of maize root cap slime. *Plant and Soil* 73:395-402.

Chaboud, A., et Rougier, M. 1981. Sécrétions racinaires mucilagineuses et rôle dans la rhizosphère. *Année Biologique* 20:313-326.

Chaboud, A., et Rougier, M. 1991. Effect of root density in incubation medium on root exudate composition of axenic maize seedlings. *Journal of Plant Physiology* 137:602-606.

Chaussod, R., Houot, S., Guiraud, D., et Hetier, J. M. 1988. Size and turn-over of the microbial biomass in agricultural soils: laboratory and field measurements, p. 312-326, *In* Jenkinson, D. S. et Smith, K. A., eds. *Nitrogen efficiency in agricultural soils*. Elsevier, Amsterdam.

Cheng, W., Coleman, D. C., Caroll, C. R., et Hoffman, C. A. 1993. *In situ* measurement of root respiration and soluble C concentration in the rhizosphere. *Soil Biology and Biochemistry* 25:1189-1196.

Cheng, W., Sims, D. A., Luo, Y., Johnson, D. W., Ball, J. T., et Coleman, J. S. 2000. Carbon budgeting in plant-soil mesocosms under elevated CO₂: locally missing carbon? *Global Change Biology* 6:99-109.

Coleman, D. C., Cole, C. V., Hunt, H. W., et Klein, D. A. 1978. Trophic interactions in soil as they affect energy and nutrient dynamics. I. Introduction. *Microbial Ecology* 4:345-349.
Cooper, C. S., et Mac Donald, P. W. 1970. Energetics of early seedlings growth in corn (Zea mays L.). *Crop Science* 10:136-139.

Cortez, J., et Billes, G. 1982. Rôle des ions calcium dans la formation du mucigel de Zea mays. *Acta Ecologica / Ecologica Plantarum* 3:67-78.

Cralle, H. T., et Heichel, G. H. 1985. Interorgan photosynthate partitioning in alfalfa. *Plant Physiology* 79:381-385.

Curl, E. A., et Truelove, B. 1986. The Rhizosphere. Advanced series in Agricultural Science 15 Springer Verlag, Berlin.

Czarnes, S., Hallett, P. D., Bengough, A. G., et Young, I. M. 2000. Root- and microbial-derived mucilages affect soil structure and water transport. *European Journal of Soil* 51:435-443.

Darrah, P. R. 1991a. Models of the rhizosphere. II. A quasi three-dimensional simulation of the microbial population dynamics around a growing root releasing soluble exudatesdès leur arrivée dans le sol. *Plant and Soil* 138:147-158.

Darrah, P. R. 1991b. Models of the rhizosphere. I. Microbial population dynamics around a root releasing soluble and insoluble carbon. *Plant and Soil* 138:187-199.

Darrah, P. R., et Staunton, S. 2000. A mathematical model of root uptake of cations incorporating root turnover, distribution within the plant, and recycling of absorbed species. *European Journal of Soil Science* 51:643-653.

Darrah, P. R., et Roosevelt, T. 2001. Modeling the rhizosphere, p. 327-372, In Pinton, R., et al., eds. *The rhizosphere*. Dekker, M., New York.

Darwent, M. J., Paterson, E., McDonald, A. J. S., et Tomos, A. D. 2003. Biosensor reporting of root exudation from *Hordeum vulgare* in relation to shoot nitrate concentration. *Journal of Experimental Botany* 381:325-334.

Davidson, R. L. 1969. Effect of root/leaf temperature differentials on root/shoot ratios in some pasture grasses and clover. *Annals of Botany* 33:361-369.

Debelle, F., Moulin, L., Mangin, B., Denarie, J., et Boivin, C. 2001. Nod Genes and Nod signals and the evolution of the rhizobium legume symbiosis. *Acta Biochimica Polonica* 48:359-365.

Dekker, J. H., et Chandler, K. 1985. Herbicide effect on the viability of quackgrass (*Agropyron repens*) rhizome buds. *Canadian Journal of Plant Science* 65:1057-1064.

Deleens, E., Cliquet, J. B., et Prioul, J. L. 1994. Use of C-13 and N-15 plant label near natural-abundance for monitoring carbon and nitrogen partitioning. *Australian Journal of Plant Physiology* 21:133-146.

Deleuze, C. 1996. Pour une dendrométrie fonctionnelle: essai sur l'intégration de connaissances écophysiologiques dans les modèles de production ligneuse, Université de Lyon 1, Lyon.

Derner, J. D., Polley, H. W., Johnson, H. B., et Tischler, C. R. 2001. Root system response of C₄ grass seedlings to CO₂ and soil water. *Plant and Soil* 231:97-104.

Dinkelaker, B., Hengeler, C., Neumann, G., Eltrop, L., et Marschner, H. 1997. Root exudates and mobilization of nutrients, p. 441-442, In Rennenberg, H., et al., eds. *Trees - Contributions to modern tree physiology*. Backhuys, Leiden.

Einhelling, F. A., Rasmussen, J. A., Hejl, A. M., et Souza, I. F. 1993. Effects of root exudate sorgoleone on photosynthesis. *Journal of Chemical Ecology* 19:369-375.
Erickson, L. E., Banks, M. K., Davis, L. C., Schwab, A. P., Muralidharan, N., et Reilley, K. 1994. Using vegetation to enhance in situ bioremediation. *Environmental Progress* 13:226-231.

Fan, T. W. M., Lane, A. N., Shenker, M., Bartley, J. P., Crowley, D., et Higashi, R. M. 2001. Comprehensive chemical profiling of gramineous plant root exudates using high-resolution NMR and MS. *Phytochemistry* 57:209-221.

Fang, C., Radosevich, M., et Fuhrmann, J. J. 2001a. Atrazine and phenanthrene degradation in grass rhizosphere soil. *Soil Biology and Biochemistry* 33:671-678.

Fang, C., Radosevich, M., et Fuhrmann, J. J. 2001b. Characterization of rhizosphere microbial community structure in five similar grass species using FAME and BIOLOG analyses. *Soil Biology and Biochemistry* 33:679-682.

Farrar, J. F. 1985. Fluxes of carbon in roots of barley plants. *New Phytol.* 99:57-69.

Farrar, J. F., et Jones, D. L. 2000. The control of carbon acquisition by roots. *New Phytol.* 147:43-53.

Farrar, J. F., Minchin, P. E. H., et Thorpe, M. R. 1995. Carbon import into barley roots: effects of sugars and relation to cell expansion. *Journal of Experimental Botany* 46:1859-1865.

Fisher, D. B., et Cash-Clark, C. E. 2000. Sieve tube unloading and post-phloem transport of fluorescent tracers and proteins injected into sieve tubes via severed aphid stylets. *Plant Physiology* 123:125-137.

Foster, R. C. 1982. The fine structure of epidermal cell mucilages of roots. *New Phytol.* 91:727-740.

Gamalei, Y. V. 2002. Assimilate transport and partitioning in plants: approaches, methods, and facets of research. *Russian Journal of Plant Physiology* 49:22-39.

Geiger, D. R., Servaites, J. C., et Fuchs, M. A. 2000. Role of starch in carbon translocation and partitioning at the plant level. *Australian Journal of Plant Physiology* 27:571-582.

Gifford, R. M., Barrett, D. J., et Lutze, J. L. 2000. The effects of elevated [CO₂] on the C:N and C:P mass ratios of plant tissues. *Plant and Soil* 224:1-14.

Glimskär, A. 2000. Estimates of root system topology of five plant species grown at steady-state nutrition. *Plant and Soil* 227:249-256.

Gransee, A., et Wittenmayer, L. 2000. Qualitative and quantitative analysis of water-soluble root exudates in relation to plant species and development. *Journal of Plant Nutrition and Soil Science* 163:381-385.

Grayston, S. J., Vanghan, D., et Jones, D. 1996. Rhizosphere carbon flow in trees, in comparison with annual plants: the importance of root exudation and its impact on microbial activity and nutrient availability. *Applied Soil Ecology* 5:29-56.

Grayston, S. J., Campbell, C. D., Lutze, J. L., et Gifford, R. M. 1998. Impact of elevated CO₂ on the metabolic diversity of microbial communities in N-limited grass swards. *Plant and Soil* 203:289-300.

Gregory, P. J., et Atwell, B. J. 1991. The fate of carbon in pulse-labelled crops of barley and wheat. *Plant and Soil* 136:205-213.

Griffin, G. J., Hale, M. G., et Shay, F. J. 1976. Nature and quantity of sloughed organic matter produced by roots of axenic plants. *Soil Biology and Biochemistry* 8:29-32.

Grodzinski, B., Jiao, J., et Leonardos, E. D. 1998. Estimating photosynthesis and concurrent export rates in C₃ and C₄ species at ambient and elevated CO₂. *Plant Physiology* 117:207-215.
Groleau-Renaud, V. 1998. Contrainte mécanique et exsudation racinaire du maïs : incidence de la morphologie du système racinaire, Intitut National Polytechnique de Lorraine, Nancy.

Guckert, A., Breich, H., et Reisinger, O. 1975. Interface sol-racine. I. Etude au microscope électronique des relations mucigel-argile-microorganismes. *Soil Biology and Biochemistry* 7:241-250.

Guckert, A., Breich, H., et Reisinger, O. 1992. Bedeutung der pflanzenwurzeln und ihrer ausscheidungen als quellen organischer stoffe im boden, *In* Parey, P., ed. *Humushaushalt*. Verlag, Berlin.

Hale, M. G., et Moore, L. D. 1979. Factors affecting root exudation II: 1970-1978. *Advances in Agronomy* 31:93-124.

Harper, J. L. 1977. Population biology of plants Academic Press, London.

Helal, H. M., et Sauerbeck, D. R. 1989. Carbon turnover in the rhizosphere. *Zeitschrift für Pflanzenernährung und Bodenkunde* 152:211-216.

Helal, H. M., et Sauerbeck, D. R. 1991. Short term determination of the actual respiration rate of intact plant roots, p. 88-92, *In* McMichael, B. L. et Persson, H., eds. *Plant roots and their environment*. Elsevier, Amsterdam.

Hiltner, L. 1904. Über neuere erfahrungen und probleme auf dem gebiet der bodenbakteriologie unter besonderer berücksichtung der gründungung und brache. *Arbeiten der Deustchen Landwirtschaftsgesellschaft* 98:59-78.

Hoagland, D. R., et Arnon, I. R. 1950. The water culture method for growing plants without soil University of california experimental station circular.

Hodge, A., Grayston, S. J., et Ord, B. G. 1996. A novel method for characterisation and quantification of plant root exudates. *Plant and Soil* 184:1-8.

Hodge, A., Paterson, E., Thornton, B., Millard, P., et Killham, K. 1997. Effects of photon flux density on carbon partitioning and rhizosphere carbon flow of *Lolium perenne*. *Journal of Experimental Botany* 48:1797-1805.

Högberg, P., Nordgren, A., et Agren, G. I. 2002. Carbon allocation between tree root growth and root respiration in boreal pine forest. *Oecologia* 132:579-581.

Högberg, P., Nordgren, A., Buchmann, N., Taylor, A. F. S., Ekblad, A., Hogberg, M. N., Nyberg, G., Ottosson-Lofvenius, M., et Read, D. J. 2001. Large-scale forest girdling shows that current photosynthesis drives soil respiration. *Nature* 411:789-792.

Hogh-Jensen, H., et Schjoerring, J. K. 2001. Rhizodeposition of nitrogen by red clover, white clover and ryegrass leys. *Soil Biology and Biochemistry* 33:439-448.

Iijima, M., Griffiths, B. S., et Bengough, A. G. 2000. Sloughing of cap cells and carbon exudation from maize seedling roots in compacted sand. *New Phytol*. 145:477-482.

Ingestad, T. 1977. Nitrogen and plant growth: maximum efficiency of nitrogen fertilizers. *Ambio* 6:146-151.

Jastrow, J. D., Miller, R. M., et Owensby, C. E. 2000. Long-term effects of elevated atmospheric CO₂ on below-ground biomass and transformations to soil organic matter in grassland. *Plant and Soil* 224:85-97.

Jenny, H., et Grossenbacher, K. 1963. Root-soil boundary zones as seen in the electron microscope. *Proc. Soil Sci. Soc. Am.* 27:273-277.

Johansson, G. 1992a. Release of organic C from growing roots of meadow fescue (*Festuca pratensis* L.). *Soil Biology and Biochemistry* 18:445-449.
Johansson, G. 1992b. Below-ground carbon distribution in barley (*Hordeum vulgare* L.) with and without nitrogen fertilization. *Plant and Soil* 144:93-99.

Johnen, B. G., et Sauerbeck, D. R. 1977. A tracer technique for measuring growth, mass and microbial breakdown of plant roots during vegetation, p. 366-373, *In* Lohm, U. et Persson, T., eds. *Soil organisms as components of ecosystems*, Academic Press, London ed, Stockholm.

Jones, D. D., et Morré, D. J. 1967. Golgi apparatus mediated polysaccharide secretion by outer root cap cells of Zea mays. II. Isolation and characterization of the secretory product. *Z. Pflanzenphysiol.* 56.

Jones, D. L. 1998. Organic acids in the rhizosphere - a critical review. *Plant and Soil* 205:25-44.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1992. Re-sorption of organic components by roots of Zea mays L. and its consequences in the rhizosphere. I. Re-sorption of ¹⁴C labelled glucose, mannose and citric acid. *Plant and Soil* 143:259-266.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1993a. Re-sorption of organic compounds by roots of Zea mays L. and its consequences in the rhizosphere. II. Experimental and model evidence for simultaneous exudation and re-sorption of soluble C compounds. *Plant and Soil* 153:47-59.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1993b. Influx and efflux of amino acids from Zea mays L. roots and their implications for N nutrition and the rhizosphere. *Plant and Soil* 155/156:87-90.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1994. Amino-acid influx at the soil-root interface of Zea mays L. and its implications in the rhizosphere. *Plant and Soil* 163:1-12.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1995. Influx and efflux of organic acids across the soil-root interface of Zea mays L. and its implications in rhizosphere C flow. *Plant and Soil* 173:103-109.

Jones, D. L., et Darrah, P. R. 1996. Re-sorption of organic compounds by roots of Zea mays L. and its consequences in the rhizosphere. III. Characteristics of sugar influx and efflux. *Plant and Soil* 178:153-160.

Jones, D. L., et Edwards, A. C. 1998. Influence of sorption on the biological utilization of two simple carbon substrates. *Soil Biology and Biochemistry* 30:1895-1902.

Jones, D. L., et Hodge, A. 1999. Biodegradation kinetics and sorption reactions of three differently charged amino acids in soil and their effects on plant organic nitrogen availability. *Soil Biology and Biochemistry* 31:1331-1342.

Kaiser, K., Kaupenjohann, M., et Zech, W. 2001. Sorption of dissolved organic carbon in soils: effects of soil sample storage, soil-to-solution ratio, and temperature. *Geoderma* 99:317-328.

Kamh, M., Horst, W. J., Amer, F., et Mostafa, H. 1998. Pflanzenernährung, Wurzelleistung und Exsudation, p. 238-245, *In* Merbach, W., ed. *Borkheider Seminar zur Okophysiologie des Wurzelraumes*. Teubner, B. G., Stuttgart, Leipzig.

Keith, H., Oades, J. M., et Martin, J. K. 1986. Input of carbon to soil from wheat plants. *Soil Biology and Biochemistry* 18:445-449.

Kidd, P. S., Llugany, M., Poschenrieder, C., Gunsé, B., et Barcelo, J. 2001. The role of root exudates in aluminium resistance and silicon-induced amelioration of aluminium toxicity in three varieties of maize (*Zea mays* L.). *Journal of Experimental Botany* 52:1339-1352.
Killham, K., et Yeomans, C. 2001. Rhizosphere carbon flow measurement and implications: from isotopes to reporter genes. *Plant and Soil* 232:91-96.

Kloepper, J. W., et Schroth, M. N. 1978. Plant growth-promoting rhizobacteria on radishes, p. 879-882(ed.^eds.). *Proc. 4th Int. Conf. Plant Pathogenic Bacteria*, Angers.

Korsaeth, A., Molstad, L., et Bakken, L. R. 2001. Modelling the competition for nitrogen between plants and microflora as a function of soil heterogeneity. *Soil Biology and Biochemistry* 33:215-226.

Kraffczyk, I., Trolldenier, G., et Beringer, H. 1984. Soluble root exudates of maize: influence of potassium supply and rhizosphere microorganisms. *Soil Biology and Biochemistry* 16:315-322.

Kühn, C., Barker, L., Bürkle, L., et Frommer, W. B. 1999. Update on sucrose transport in higher plants. *Journal of Experimental Botany* 50:935-953.

Kuzyakov, Y., et Domanski, G. 2000. Carbon imput by plants into the soil. Review. *Journal of Plant Nutrition and Soil Science* 163:421-431.

Kuzyakov, Y., et Cheng, W. 2001. Photosynthesis controls of rhizosphere respiration and organic matter decomposition. *Soil Biology and Biochemistry* 33:1915-1925.

Kuzyakov, Y., et Domanski, G. 2002. Model for rhizodeposition and CO₂ efflux from planted soil and its validation by C-14 pulse labelling of ryegrass. *Plant and Soil* 239:87-102.

Lan, M., Comerford, N. B., et Fox, T. R. 1995. Organic anions effect on phosphorus release from spodic horizons. *Soil Science Society of America Journal* 59:1745-1749.

Lemaire, G., et Millard, P. 1999. An ecophysiological approach to modelling resource fluxes in competing plants. *Journal of Experimental Botany* 50:15-28.

Lespinat, P. A., Guckert, A., et Breisch, H. 1975. The incorporation of plant root exudates in soil organic matter, p. 169-174(ed.^eds.). *International Symposium Humus and Planta, VI*, Praha.

Liljeroth, E., Kuikman, P., et Van Veen, J. A. 1994. Carbon translocation to the rhizosphere of maize and wheat and influence on the turnover of native soil organic matter at different soil nitrogen levels. *Plant and Soil* 161:233-240.

Luo, H. M., Watanabe, T., Shinano, T., et Tadano, T. 1999. Comparison of aluminum tolerance and phosphate absorption between rape (Brassica napus L.) and tomato (Lycopersicum esculentum Mill.). *Soil Science and Plant Nutrition* 45:897-907.

Marcelis, L. F. M. 1996. Sink strength as a determinant of dry matter partitioning in the whole plant. *Journal of Experimental Botany* 47:1281-1291.

Marchand, A. L., Piutti, S., Lagacherie, B., et Soulas, G. 2002. Atrazine mineralization in bulk soil and maize rhizosphere. *Biology and Fertility of Soils* 35:288-292.

Marschner, P., Yang, C. H., Lieberei, R., et Crowley, D. E. 2001. Soil and plant specific effects on bacterial community composition in the rhizosphere. *Soil Biology and Biochemistry* 33:1437-1445.

Mary, B., Fresneau, C., Morel, J. L., et Mariotti, A. 1993. C and N cycling during decomposition of root mucilage, roots and glucose in soil. *Soil Biology and Biochemistry* 25:1005-1014.

Mataa, M., Tominaga, S., et Kozaki, I. 1998. The effect of time of girdling on carbohydrate contents and fruiting in Ponkan mandarin (Citrus reticulata Blanco). *Scientia Horticulturae* 73:203-211.
Matamala, R. 1999. The influence of atmospheric CO₂ enrichment on plant-soil nitrogen interactions in a wetland plant community on the Chesapeake Bay. *Plant and Soil* 210:93-101.

Matt, P., Schurr, U., Klein, D., Krapp, A., et Stitt, M. 1998. Growth of tobacco in short-day conditions leads to high starch, low sugars, altered diurnal changes in the Nia transcript and low nitrate reductase activity, and inhibition of amino acid synthesis. *Planta* 207:27-41.

McCully, M. E., et Canny, M. J. 1985. Localization of translocated ¹⁴C in roots and exudates of field grown maize. *Physiologia Plantarum* 65:380-392.

McCully, M. E., et Boyer, J. S. 1997. The expansion of maize root-cap mucilage during hydration. 3. Changes in water potential and water content. *Physiologia Plantarum* 99:169-177.

McDougall, B. M., et Rovira, A. D. 1970. Sites of exudation of ¹⁴C-labelled compounds from wheat roots. *New Phytol.* 69:999-1003.

Meharg, A. A., et Killham, K. 1990. Carbon distribution within the plant and rhizosphere in laboratory and field grown *Lolium perenne* at different stages of development. *Soil Biology and Biochemistry* 22:471-477.

Mench, M. 1985. Exsudats racinaires solubles du maïs. Incidence sur la dynamique des métaux dans la rhizosphère, INPL-ENSAIA, Nancy.

Merckx, R., Den Hartog, A., et Van Veen, J. A. 1985. Turnover of root-derived material and related microbial biomass formation in soils of different texture. *Soil Biology and Biochemistry* 17:565-569.

Minchin, P. E. H., et Thorpe, M. R. 1993. Sink strength: a misnomer, and best forgotten. *Plant, Cell and Environment* 16:1039-1940.

Minchin, P. E. H., Thorpe, M. R., et Farrar, J. F. 1993. A simple mechanistic model of phloem transport which explains sink priority. *Journal of Experimental Botany* 44:947-955.

Minchin, P. E. H., Farrar, J. F., et Thorpe, M. R. 1994. Partitioning of carbon in split root systems of barley: effect of temperature of the root. *Journal of Experimental Botany* 45:1103-1109.

Mohammad, F. 1997. Effect of nitrogen on carbonic anhydrase activity, stomatal conductance, net photosynthetic rate and yield of mustard. *Photosynthetica* 34:595-598.

Molina, J. A. E., Clapp, C. E., Linden, D. R., Allmaras, R. R., Layese, M. F., Dowdy, R. H., et Cheng, H. H. 2001. Modeling the incorporation of corn (Zea mays L.) carbon from roots and rhizodeposition into soil organic matter. *Soil Biology and Biochemistry* 33:83-92.

Moore, B. D., Cheng, S. H., Sims, D. R., et Seeman, J. R. 1999. The biochemical and molecular basis for photosynthetic acclimation to elevated CO₂. *Plant, Cell and Environment* 22:567-582.

Morel, J. L. 1985. Contribution à l'étude des transferts des métaux lourds dans le système sol-plante : rôle des mucilages racinaires, Institut National Polytechnique de Lorraine, Nancy.

Morel, J. L., Andreux, F., Habib, L., et Guckert, A. 1987. Comparison of the adsorption of maize root mucilage and polygalacturonic acid on montmorillonite homoionic to divalent lead and cadmium. *Biol. Fertil. Soils* 5:13-17.
Morel, J. L., Habib, L., Plantureux, S., et Guckert, A. 1991. Influence of maize root mucilage on soil aggregate stability. *Plant and Soil* 136:111-119.

Nardi, S., Concheri, G., Pizzeghello, D., Sturaro, A., Rella, R., et Parvoli, G. 2000. Soil organic matter mobilization by root exudates. *Chemosphere* 41:653-658.

Neumann, G., et Römheld, V. 1999. Root excretion of carboxylic acids and protons in phosphorus-deficient plants. *Plant and Soil* 211:121-130.

Neumann, G., et Römheld, V. 2001. The release of root exudates as affected by the plant's physiological status, p. 41-93, In Pinton, R., et al., eds. *The rhizosphere*. Dekker, M., New York.

Nguyen, C. 2003. Rhizodeposition of organic C by plant: mechanisms and controls. *Agronomie* 23:1-22.

Nguyen, C., et Guckert, A. 2001. Short-term utilisation of ¹⁴C-[U]glucose by soil microorganisms in relation to carbon availability. *Soil Biology and Biochemistry* 33:53-60.

Nguyen, C., Todorovic, C., Robin, C., Christophe, A., et Guckert, A. 1999. Continuous monitoring of rhizosphere respiration after labelling of plant shoots with ¹⁴CO₂. *Plant and Soil* 212:191-201.

Oades, J. M. 1978. Mucilages at the root surface. *Journal of Soil Science* 29:1-17.

Osborn, A. M., Lochey, F., Mosley, L., et Read, D. B. 1999. Analysis of polysaccharides and monosaccharides in the root mucilage of maize (Zea mays L.) by gas chromatography. *Journal of Chromatography* 831:267-276.

Paterson, E., et Sim, A. 1999. Rhizodeposition and C-partitioning of *Lolium perenne* in axenic culture affected by nitrogen supply and defoliation. *Plant and Soil* 216:155-164.

Paterson, E., Rattray, E. A. S., et Killham, K. 1996. Effect of elevated atmospheric CO₂ concentration on C-partitioning and rhizosphere C-flow for three plant species. *Soil Biology and Biochemistry* 28:195-201.

Paul, E. A., et Warembourg, F. R. 1973. Separation of microbial and root respiration, p. 274, In Rosswall, T., ed. *Modern methods in the study of microbial ecology*, Vol. 17. Bull. Ecol. Res. Comm., Stockholm.

Paull, R. E., Johnson, C. M., et Russell, L. J. 1975. Studies on the secretion of maize root cap slime. I. Some properties of the secreted polymer. *Plant Physiology* 56:300-306.

Paynel, F., Murray, P. J., et Cliquet, J. B. 2001. Root exudates: a pathway for short-term N transfer from clover and ryegrass. *Plant and Soil* 229:235-243.

Pinior, A., Wyss, U., Piché, Y., et Vierheilig, H. 1999. Plants colonized by AM fungi regulate further root colonization by AM fungi through altered root exudation. *Canadian Journal of Botany* 77:891-897.

Plum, S., et Farrar, J. F. 1996. Carbon partitioning in barley following manipulation of source and sink. *Aspects of Applied Biology* 45:177-180.

Poorter, H., et Nagel, O. 2000. The role of biomass allocation in the growth response of plants to different levels of light, CO₂, nutrients and water: a quantitative review. *Australian Journal of Plant Physiology* 27:595-607.

Prioul, J. L. 1996. Corn, p. 549-594, In Zamski, E. et Schaffer, A. A., eds. *Photoassimilate distribution in plants and crops. Source-sink relationships*. Dekker, M., New York.

Pritchard, J., Winch, S., et Gould, N. 2000. Phloem water relations and root growth. *Australian Journal of Plant Physiology* 27:539-548.
Quian, J. H., et Doran, J. W. 1996. Available C released from crop roots during growth as determined by C-13 natural abundance. *Soil Science Society of America Journal* 60:828-831.

Quiquampoix, H., Servagent-Noinville, S., et Baron, M. H. 2001. Enzyme adsorption on soil mineral surfaces and consequences for the catalytic activity. *Plant and Soil* 228: 123-132.

Raven, P. H., Evert, R. F., et Eichhorn, S. E. 2000. Introduction à la cellule végétale, p. 40-72 *Biologie végétale*. DeBoeck Université, Paris.

Read, D. B., et Gregory, P. J. 1997. Surface tension and viscosity of axenic maize and lupin root mucilages. *New Phytol.* 137:623-628.

Read, D. B., Gregory, P. J., et Bell, A. E. 1999. Physical properties of axenic maize root mucilage. *Plant and Soil* 211:87-91.

Rengel, Z., et Römheld, V. 2000. Root exudation and Fe uptake and transport in wheat genotypes differing in tolerance to Zn deficiency. *Plant and Soil* 222:25-34.

Robin, C., Choné, T., et Guckert, A. 1987. Rôle de la position de la feuille dans l'assimilation et le transport du carbone chez le trèfle blanc (*Trifolium repens* L.). *Agronomie* 7:191-201.

Rochette, P., Angers, D. A., et Flanagan, L. B. 1999. Maize residue decomposition measurement using soil surface carbon dioxide fluxes and natural abundance of carbon-13. *Soil Science Society of America Journal* 63:1385-1396.

Römheld, V., et Awad, F. 2000. Significance of root exudates in acquisition of heavy metals from a contaminated calcareous soil by graminaceous species. *Journal of Plant Nutrition* 23:1857-1866.

Rougier, M. 1976. Sécrétion de polysaccharides dans l'apex radiculaire de maïs : étude radioautographique par incorporation de fucose tritié. *J. Microsc. Biol. Cell.* 26:161-166.

Rougier, M. 1981. Secretory activity of the root cap, p. 542-574, *In* Tanner, B. W. et Loewus, F. A., eds. *Extracellular Carbohydrates, Encyclopedia of Plant Physiol., New Series*. *Plant Carbohydrates II*, Vol. 13. Springer-Verlag, Berlin.

Rovira, A. D. 1959. Root excretions in relation to the rhizosphere effect. *Plant and Soil* 11:53-64.

Rovira, A. D. 1969. Plant root exudate. *Bot. Rev.* 35:35-57.

Rovira, A. D., Foster, R. C., et Martin, J. K. 1979. Origin, nature and nomenclature of the organic materials in the rhizosphere, p. 1-4, *In* Harley, J. L. et Russel, R. S., eds. *The soil root interface*. Academic press, London.

Ryan, M. G., Delhaize, E., et Jones, D. L. 2001. Function and mechanism of organic anion exudation from plant roots. *Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology* 52:527-560.

Samsevich, S. A. 1965. Active excretions of plants roots and their significance. *Sov. Pl. Phys.* 12:731-740.

Satnam, S., et Sadana, U. S. 2002. Prediction of phosphorus uptake by wheat and its depletion in the rhizosphere using a mechanistic model. *Journal of Plant Nutrition* 25:623-633.

Savka, M. A., Dessaux, Y., Oger, P., et Rossbach, S. 2002. Engineering bacterial competitiveness and persistence in the phytosphere. *Molecular Plant Microbe Interactions* 15:866-874.
Schulz, A. 1995. Plasmodesmal widening accompanies the short-term increase in symplasmic unloading of pea root tips under osmotic stress. *Protoplasma* 41:22-37.

Semenov, A. M., Van Bruggen, A. H. C., et Zelenev, V. V. 1999. Moving waves of bacterial populations and total organic carbon along roots of wheat. *Microbial Ecology* 22:239-247.

Shamoot, S., McDonald, L., et Bartholomew, W. V. 1968. Rhizodeposition of organic debris in soil. *Soil Science Society of America Proceedings* 32:817-820.

Siegenthaler, U. 1990. El nino and atmospheric CO2. *Nature* 345:295-296.

Singh, S., et Sadana, U. S. 2002. Prediction of phosphorus uptake by wheat and its depletion in the rhizosphere using a mechanistic model. *Journal of Plant Nutrition* 25:623-633.

Smith, B. N., et Epstein, S. 1971. Two categories of 13C/12C ratios for higher plants. *Plant Physiology* 47:380-384.

Smith, F. E. 1951. Tetrazolium salt. *Science* 113:751-754.

Soldal, T., et Nissen, P. 1978. Multiphasic uptake of amino acids by barley roots. *Physiologia Plantarum* 43:181-188.

Sprugel, D. G. 1991. The theory and practice of branch autonomy. *Annual Review of Ecology and Systematics* 22:309-334.

Stitt, M., et Krapp, A. 1999. The interaction between elevated carbon dioxide and nitrogen nutrition: the physiological and molecular background. *Plant, Cell and Environment* 22:583-621.

Swinnen, J. 1994. Evaluation of the use of a model rhizodeposition technique to separate root and microbial respiration in soil. *Plant and Soil* 165:89-101.

Swinnen, J., Van Veen, J. A., et Merckx, R. 1994a. Rhizosphere carbon fluxes in field-grown spring wheat: model calculations based on ¹⁴C partitioning after pulse-labelling. *Soil Biology and Biochemistry* 26:171-182.

Swinnen, J., Van Veen, J. A., et Merckx, R. 1994b. ¹⁴C pulse-labelling of field-grown spring wheat: an evaluation of its use in rhizosphere carbon budget estimations. *Soil Biology and Biochemistry* 26:161-170.

Thioulouse, J., Chessel, D., Dolédec, S., et Olivier, J. M. 1997. ADE-4: a multivariate analysis and graphical display software. *Statistics and Computing* 7:75-83.

Thornley, J. H. M. 1998. Modelling shoot:root relations: the only way forward? *Annals of Botany* 81:165-171.

Toal, M. E., Yeomans, C., Killham, K., et Meharg, A. A. 2000. A review of rhizosphere carbon flow modelling. *Plant and Soil* 222:263-281.

Todorovic, C. 2000. Dynamique d'utilisation des assimilats carbonés dans la rhizosphère du maïs : étude de la respiration rhizosphérique, ENSAIA-INPL, Nancy.

Todorovic, C., Nguyen, C., Robin, C., et Guckert, A. 1999. ¹⁴C-assimilate partitioning within white clover plant-soil system: effects of photoperiod/temperature treatments and defoliation. *European Journal of Agronomy* 11:13-21.

Todorovic, C., Nguyen, C., Robin, C., et Guckert, A. 2001. Root and microbial involvement in the kinetics of ¹⁴C-partitioning to rhizosphere respiration after a pulse-labeling of maize assimilates. *Plant and Soil* 228:179-189.

Traore, O., Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Tubeileh, A., et Boeuf-Tremblay, V. 2000. Effect of root mucilage and modelled root exudates on soil structure. *European Journal of Soil Science* 51:575-581.
Tremblay-Boeuf, V. 1995. Influence des contraintes mécaniques sur l'exsudation racinaire du maïs, Institut National Polytechnique de Lorraine, Nancy.

Tscherko, D., Kandeler, E., et Jones, T. H. 2001. Effect of temperature on below-ground N-dynamics in a weedy model ecosystem at ambient and elevated atmospheric CO2 levels. *Soil Biology and Biochemistry* 33:491-501.

Turgeon, R. 2000. Plamodesmata and solute exchange in the phloem. *Australian Journal of Plant Physiology* 27:521-529.

Uren, N. C. 2001. Types, amounts, and possible functions of compounds released into the rhizosphere by soil-grown plants, p. 19-40, In Pinton, R., et al., eds. *The rhizosphere*. Dekker, M., New York.

Uren, N. C., et Reisenauer, H. M. 1988. The role of root exudates in nutrient acquisition. *Advances in Plant Nutrition* 3:79-114.

Van Bruggen, A. H. C., Semenov, A. M., et Zelenev, V. V. 2000. Wavelike distributions of microbial populations along an artificial root moving through soil. *Microbial Ecology* 40:250-259.

Van der Krift, T. A. J., Kuikman, P., Möller, F., et Berendse, F. 2001. Plant species and nutritional-mediated control over rhizodeposition and root decomposition. *Plant and Soil* 228:191-200.

Van Egeraat, A. W. 1975. Exudation of ninhydrin-positive compounds by pea-seedling roots: a study of the site of exudation and of the composition of the exudate. *Plant and Soil* 42:37-47.

Vance, E. D., Brookes, P. C., et Jenkinson, D. S. 1987. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. *Soil Biology and Biochemistry* 19:703-708.

Vancura, V., Prikryl, Z., Kalachova, L., et Wurst, M. 1977. Some quantitative aspects of root exudation, p. 381-386, In Lohm, U. et Persson, T. (ed.^eds.). *Soil organisms as components of ecosystems, swedish natural science research council, Stockohlm. Ecological Bulletin*.

Verreynne, J. S., Rabe, E., et Theron, K. I. 2001. The effect of combined deficit irrigation and summer trunk girdling on the internal fruit quality of 'Marisol' Clementines. *Scientia Horticulturae* 91:25-37.

Walsh, K. B., Vessey, J. K., et Layzell, D. B. 1987. Carbohydrate supply and N₂ fixation in soybean. The effect of varied day length and stem girdling. *Plant Physiology* 85:137-144.

Wann, M., et Raper, C. D. 1984. A dynamic model for plant growth: validation study under changing temperatures. *Annals of Botany* 53:45-62.

Wann, M., Raper, C. D., et Lucas, H. L. 1978. A dynamic model for plant growth: a simulation of dry matter accumulation for tobacco. *Photosynthetica* 12:121-136.

Wardlaw, I. F. 1990. The control of carbon partitioning in plants. *New Phytol.* 116:341-381.

Warembourg, F. R. 1982. Carbon flow in the plant-soil system: a comprehensive approach, p. 75-80, In Cerri, C. C. et Sodrzeieski, D. (ed.^eds.). *Proceedings of the regional colloquium on soil organic matter studies*, Sao Paulo.

Warembourg, F. R., et Billes, G. 1979. Estimating carbon transfers in the plant rhizosphere, p. 183-196, In Harley, J. L. et Russel, R. S., eds. *The soil-root interface*. Academic Press, London.

Warembourg, F. R., et Kummerov, J. 1991. Photosynthesis/translocation studies in terrestrial ecosystems, p. 11-37, In Coleman, D. C. et Fry, B., eds. *Carbon isotope techniques*. Academic Press, London.
Warembourg, F. R., et Estelrich, H. D. 2001. Plant phenology and soil fertility effects on below-ground carbon allocation for an annual (*Bromus madritensis*) and a perennial (*Bromus erectus*) grass species. *Soil Biology and Biochemistry* 33:1291-1303.

Warren-Wilson, J. 1972. Control of crop processes, In Ap Rees, A. R., et al., eds. *Crop processes in controlled environments*. Academic Press, London.

Werker, E., et Kislev, M. 1978. Mucilage on the root surface and root hairs of *Sorghum*: heterogeneity in structure, manner of production and site of accumulation. *Annals of Botany* 42:809-816.

Whipps, J. M. 1985. Effect of CO₂ concentration on growth, carbon distribution and loss of carbon from the roots of maize. *Journal of Experimental Botany* 36:644-651.

Whipps, J. M. 1987. Carbon loss from the roots of tomato and pea seedlings grown in soil. *Plant and Soil* 103:95-100.

Whipps, J. M. 1990. Carbon economy, p. 59-97, In Lynch, J. M. et Wiley, J., eds. *The rhizosphere*.

Whipps, J. M. 2001. Microbial interactions and biocontrol in the rhizosphere. *Journal of Experimental Botany* 52:487-511.

Wu, J., Joergensen, R. G., Pommerening, B., Chaussod, R., et Brookes, P. C. 1990. Measurement of soil microbial biomass C by fumigation-extraction - an automated procedure. *Soil Biology and Biochemistry* 22:1167-1169.

Xia, J. H., et Saglio, P. H. 1988. Characterization of the hexose transport system in maize root tips. *Plant Physiology* 88:1015-1020.

Xu, D. B., Madrid, C. P., Rohr, M., et Kubicek, C. P. 1989. The influence of type and concentration of the carbon source on production of citric acid by *Aspergillus niger*. *Applied Microbiology and Biotechnology* 30:553-558.

Yang, Z. M., Sivaguru, M., Horst, W. J., et Matsumoto, H. 2000. Aluminium tolerance is achieved by exudation of citric acid from roots of soybean (*Glycine max*). *Physiologia Plantarum* 110:72-77.

Yeomans, C., Porteous, F., Paterson, E., Meharg, A. A., et Killham, K. 1999. Assessment of lux-marked *Pseudomonas fluorescens* for reporting on organic carbon compounds. *FEMS Microbiology Letters* 176:79-83.

Zak, D. R., Pregitzer, K. S., King, J. S., et Holmes, W. E. 2000. Elevated atmospheric CO₂, fine roots and the response of soil microorganisms: a review and hypothesis. *New Phytol.* 147:201-222.

Zelenev, V. V., Van Bruggen, A. H. C., et Semenov, A. M. 2000. "Bacwave", a spatial-temporal model for traveling waves of bacterial populations in response to a moving carbon source in soil. *Microbial Ecology* 40:260-272.

Zhang, J., Boone, L., Kocz, R., Zhang, C., Binns, A. N., et Lynn, D. G. 2000. At the maize/Agrobacterium interface: natural factors limiting host transformation. *Chemistry & Biology* 7:611-621.

Zhu, T., Lucas, W. J., et Rost, T. L. 1998. Directional cell-to-cell communication in the *Arabidopsis* root apical meristem. I. An ultrastructural und functional analysis. *Protoplasma* 203:35-47.
Table des illustrations

I. Liste des figures

Figure 1 : Différents mécanismes impliqués dans la libération des rhizodépôts par les cellules racinaires vivantes, d'après Neumann et Römheld, 2001. 11

Figure 2 : Représentation simplifiée des sites de production des différentes classes de rhizodépôts le long d'une racine, d'après Rovira et al. (1979). 14

Figure 3 : Représentation schématique du système endomembranaire des cellules, d'après Raven et al. (2000). 17

Figure 4 : Organisation de l'opéron *lux* issu de *Vibrio fischeri*. L'opéron contient *luxI* suivi de 5 gènes indispensables pour la production de lumière (*luxCDABE*) et d'un gène additionnel d'une fonction encore inconnue (*luxG*). Les gènes *luxA* et *luxB* codent les sous-unités α et β de la luciférase, respectivement. 21

Figure 5 : Répartition du carbone marqué dans les différents compartiments du système plante/sol après son assimilation par les parties aériennes, d'après Swinnen (1994). 25

Figure 6 : Représentation schématique du flux de carbone dans le système plante/solution utilisée pour construire un modèle de rhizodéposition carbonée du maïs au stade végétatif, cultivé en conditions hydroponiques stériles, d'après Jones et Darrah, 1993a. E correspond à une fonction de rhizodéposition et I à une fonction de réabsorption racinaire. Les deux fonctions sont détaillées dans le texte. 37

Figure 7 : Représentation schématique des compartiments et des flux de carbone entre les compartiments du modèle de Kuzyakov et Domanski (2002). Les paramètres du modèle sont les suivants : *ar* : taux d'assimilation ; *s* : répartition entre parties aériennes et racines ; *sg* : croissance des parties aériennes ; *sr* et *srl* : respiration des parties aériennes ; *exu* : taux d'exsudation ; *exm* : minéralisation des exsudats ; *eh* : humification des exsudats ; *rg* : croissance racinaire ; *rr* : respiration racinaire ; *rm* : minéralisation des racines ; *br* : respiration de la biomasse ; *be* : exsudation de la biomasse ; *hm* : minéralisation de l'humus. 41

Figure 8 : Schéma synthétique représentant le déchargement du phloème dans une racine. Dans les tissus racinaires, les solutés passent des cellules compagnes au parenchyme
essentiellement par voie symplasmique (à travers les plasmodesmes A). Les solutés peuvent aussi être déchargés via l'apoplasme (B). Au niveau des ramifications et des apex, les cellules compagnes et celles du phloème ne sont pas encore définitivement formées. Par conséquent, le déchargement s'effectue de façon passive dans le parenchyme. 44

Figure 9 : Modèle d'allocation de substrats carbonés et azotés aux parties aériennes (PA) et aux racines, d'après Thornley (1998). Les résistances au transport du carbone et de l'azote dans les PA et les racines sont représentées par r<sub>PA</sub> et r<sub>racines</sub> respectivement. Le transport du carbone est égal à la différence de concentration entre les PA et les racines, divisée par la somme des résistances relatives aux PA et aux racines. 49

Figure 10 : Représentation schématique simplifiée de nos hypothèses de travail. La rhizodéposition serait corrélée à la morphologie racinaire, et notamment au nombre d'apex. En effet, c'est à ce niveau que la concentration en carbone soluble des cellules semble être la plus élevée. La diffusion y serait donc importante. De plus, l'activité métabolique des racines est également très importante à l'extrémité des racines. La sécrétion de mucilage, corrélée à cette activité, serait donc favorisée. 56

Figure 11 : Répartition des grains de maïs en fonction de leur masse. Une courbe de Gauss de type y=a × exp[-(x-b)<sup>2</sup>/2c<sup>2</sup>] est ajustée sur les points obtenus (les constantes de la courbe sont a=42,7 ; b=0,29 et c=0,027 ; r<sup>2</sup>=0,92). 59

Figure 12 : Dispositif de culture en sol pour le marquage des assimilats au <sup>14</sup>C. Les références sont expliquées dans le texte. 59

Figure 13 : Dispositif de culture hydroponique des maïs au stade végétatif (4 ou 6 feuilles visibles), cultivés dans des tubes en verre remplis de billes. Ce dispositif est mis en place pour suivre la cinétique de rhizodéposition. Les références sont expliquées dans le texte. 61

Figure 14 : Dispositif de culture hydroponique des maïs dans des pots en verre d'1L remplis de billes de verre. Ce dispositif est mis en place pour marquer les assimilats au <sup>14</sup>C après différents temps de culture. Les références sont expliquées dans le texte. 64

Figure 15 : Dispositif utilisé pour appliquer un jet de vapeur sur les tiges de maïs. Ce dispositif est constitué d'un erlen en verre contenant de l'eau distillée (1) posé sur une plaque chauffante (2). Lorsque l'eau bout, la vapeur est canalisée par un tuyau de silicone (3) et un embout de pipette (4) pour être appliquée sur la tige. Le diamètre de
l'embout de sortie est d'1 mm. Une valve de sécurité (5) s'ouvre lorsque la pression est trop forte dans l'erlen. 69

Figure 16 : Point d'impact du jet de vapeur appliqué sur la tige des plants de maïs. Le point d'impact est indiqué par une flèche sur un schéma représentant les parties aériennes du maïs. 69

Figure 17 : Dispositif utilisé pour l'exposition ponctuelle des parties aériennes de 9 plants de maïs cultivés en sol à une atmosphère enrichie en $^{14}$CO$_2$. (c) chaux sodée, (dm) débitmètre massique, (f) filtre 0,2 µm, (o) ordinateur, (pa) pompe aquarium, (pe) piège à eau, (pp) pompe péristaltique. 74

Figure 18 : Concentration en CO$_2$ de la chambre pendant le marquage des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en sol en conditions contrôlées. Le marquage débute au temps t=0 min et se termine à t=60 min. 76

Figure 19 : Activité spécifique de la chambre pendant le marquage de 9 plants de maïs cultivés en sol en conditions contrôlées. Les flèches indiquent le début et la fin du marquage. 76

Figure 20 : Représentation schématique de la récolte d'un pot de maïs cultivé en sol. Le nom des différents compartiments analysés est noté entre parenthèses. 78

Figure 21 : Représentation schématique de la récolte d'un pot de maïs cultivé en hydroponie dans des conditions stériles. Le nom des différents compartiments analysés est noté entre parenthèses. 78

Figure 22 : Dispositif utilisé pour aspirer le mucilage adhérant aux apex racinaires. L'embout plastique (1) est appliqué sur les apex racinaires. Le mucilage est récolté dans un tube en PVC de 20 mL (2). L'aspiration dans le tube s'effectue à l'aide d'une pompe à vide (3). 80

Figure 23 : Protocole de dosage du carbone total piégé dans la solution de NaOH 1M des pièges à soude. 87

Figure 24 : Evolution de la concentration en CO$_2$ et du débit d'air balayant la solution nutritive des plants de maïs cultivés en conditions hydroponiques stériles. La respiration racinaire de plants témoins (A) et brûlés pendant 9 minutes (B), calculée à partir des données précédentes, est présentée en rouge. Le moment où est appliqué le jet de vapeur sur la tige est indiqué par un astérisque. 98
Figure 25 : Cercle des corrélations présentant la corrélation entre l'activité retrouvée dans les feuilles déployées (FDV), non déployées (FV), la tige (T), les racines (RAC), la respiration rhizosphérique (RESP) et le sol (SA et SNA). 108

Figure 26: Quantité de rhizodépôts marqués retrouvés dans le sol adhérant (SA) ou non (SNA) en fonction de la quantité de ¹⁴C retrouvée dans les racines. Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience, auquel est retranché un point correspondant à un résidu suspect lors de l'analyse statistique. Dans les deux cas, l'ordonnée à l'origine est significative (α=5 %). 110

Figure 27 : Corrélation entre la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol (SA+SNA) 48 heures après le marquage (kBq) et la quantité de composés carbonés radioactifs attribuée par gramme de racine (kBq.g⁻¹ C). Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience. L'ordonnée à l'origine est significative (α=5 %). 110

Figure 28 : Corrélation entre la quantité de résidus marqués retrouvés dans le sol (SA+SNA) 48 heures après le marquage et la quantité de composés carbonés radioactifs attribuée au compartiment souterrain (RAC+SA+SNA+RESP). Les points incluent l'ensemble des données obtenues lors de la première et de la deuxième répétition de l'expérience. L'ordonnée à l'origine est significative (α=5 %). 111

Figure 29 : Biomasse des parties aériennes et des racines de maïs, cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre, en fonction du temps de culture. Les barres d'erreur représentent les écarts-types. 118

Figure 30 : Evolution du nombre d'apex, de la longueur (♦), de la surface (●) et du volume (σ) des racines de maïs cultivé en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre, en fonction du temps de culture. Les courbes de tendance exponentielles sont représentées par les équations suivantes : pour la longueur racinaire, y = 2,8exp(0,0139x); pour la surface, y = 0,9exp(0,0126x); pour le volume, y = 0,02exp(0,0115x). Les barres d'erreur représentent les écarts-types. 120

Figure 31 : Quantité nette de ¹⁴CO₂ fixée, exprimée en radioactivité retrouvée dans l'ensemble des compartiments, en fonction de la taille des parties aériennes, exprimée en masse de carbone. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. 124
Figure 32 : Quantité de ¹⁴C exportée vers le système racinaire, exprimée en kBq par gramme de racine. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. Les barres d'erreur représentent les écarts-types. 124

Figure 33 : Activité des rhizodépôts carbonés solubles (kBq) provenant des assimilats marqués en fonction de A) la surface racinaire, B) le nombre d'apex et C) l'activité des composés solubles (kBq/g C racines) présents par gramme de système racinaire d'un plant de maïs. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. 127

Figure 34 : Corrélation entre le nombre d'apex d'un système racinaire de maïs et l'activité des rhizodépôts insolubles marqués (kBq). Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. 128

Figure 35 : Activité des rhizodépôts carbonés provenant des assimilats marqués en fonction de A) la quantité d'assimilats radioactifs retrouvés dans le système racinaire, B) la quantité d'assimilats radioactifs respirés par les racines et C) la quantité d'assimilats radioactifs attribuée au compartiment souterrain d'un plant de maïs. Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. 129

Figure 36 : Rapport entre la biomasse des parties aériennes et des racines, exprimées en gramme de carbone, en fonction des degrés-jours de croissance de plants de maïs cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. 130

Figure 37 : Surface (♦) et volume (▲) du système racinaire des plants de maïs de 4 et 6 feuilles visibles, cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre, en fonction de la longueur totale des racines. 132

Figure 38 : Flux net de rhizodépôts solubles des plants de maïs cultivés en hydroponie stérile pendant 190, 285 et 304 degrés-jours. Les flux sont calculés 8, 16 et 24 heures après la vidange de la solution nutritive des tubes de 250 mL rempli de billes de verre dans lesquels les plants sont cultivés. 135
Figure 39 : Flux net de libération de composés carbonés solubles en fonction de A) la surface racinaire, B) le nombre d'apex et C) le rapport PA/PR d'un plant de maïs. Les plants sont cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. 136

Figure 40 : Flux net de rhizodépôts solubles libérés dans la solution nutritive en fonction de la concentration en composés solubles du système racinaire de maïs cultivés pendant 190, 285 et 304 degrés-jours en conditions hydroponiques stériles dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. 137

Figure 41 : Paramétrage de l'équation traduisant le flux de rhizodépôts solubles dans la solution nutritive ($\Phi_r = \rho \times PA/PR \times N_a$). Le coefficient de rhizodéposition trouvé est de $7,9 \times 10^{-6}$ kBq par heure et par apex ($P<0,0001$). Le coefficient de corrélation ($r^2$) entre les valeurs calculées (■) et les valeurs mesurées ($▲$) est de 0,80. 141

Figure 42 : Paramétrage de l'équation traduisant le flux de rhizodépôts solubles dans la solution nutritive ($\Phi_r = \rho \times PAPR \times N_a$). Le coefficient de rhizodéposition trouvé est de $6,3 \times 10^{-4}$ µg C par heure et par apex ($P<0,0001$). Le coefficient de corrélation ($r^2$) entre les valeurs calculées (■) et les valeurs mesurées ($▲$) est de 0,71. 141
## .II Listes des tableaux

Tableau 1 : Répartition des photoassimilats marqués au ¹⁴C dans le système plante/sol. Différents facteurs sont étudiés : l'âge de la plante marquée, la stérilité ou non (S et NS, respectivement), la photopériode (PP) et l'intensité lumineuse (PAR), la fertilisation en azote (N), la concentration atmosphérique de CO₂ (CO₂). Les données sont exprimées en pourcentage du ¹⁴C total assimilé retrouvé dans les parties aériennes (PA), les racines (RAC), la respiration souterraine (RAC) et le sol (SOL). .................................... 30

Tableau 2 : Pourcentage de tissus nécrosés en fonction du temps d'application du jet de vapeur sur la tige de maïs de 12 feuilles visibles cultivés en sol. Ce pourcentage rend compte de la profondeur de la brûlure par rapport au diamètre initial de la tige. L'écart-type est indiqué entre parenthèses. .................................................................... 95

Tableau 3 : Biomasses de parties aériennes et des racines des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en conditions hydroponiques stériles, dont la tige est brûlée pendant 9 minutes ou non (témoin). Les plants sont récoltés 48 heures après l'application du jet de vapeur. L'écart-type est indiqué entre parenthèse (n=6). .................................................... 98

Tableau 4 : Biomasses des parties aériennes et des racines des plants de maïs de 12 feuilles cultivés en sol, dont la tige a été brûlée pendant 0 (témoin) ou 12 minutes. Les plants sont récoltés 26 heures après l'application du jet de vapeur (n=6). ........................ 101

Tableau 5 : Humidité et potentiel hydrique des feuilles de maïs dont la tige est brûlée pendant 0 (témoin) ou 12 minutes. Les maïs, de 12 feuilles visibles, sont cultivés en sol. ------ 101

Tableau 6 : Biomasses des parties aériennes (FDV+FV+FI+T) et des racines (RAC) des plants, et pourcentage d'amidon retrouvé dans le système racinaire (mg/ g C racines) de maïs de 12 feuilles cultivés en sol et dont la tige est brûlée pendant 0, 6 et 9 minutes. Les résultats des comparaisons de moyennes sont présentés par les lettres (ns = non significatif). Les écarts-types sont présentés en italique. D1 et D2 représentent les deux dates où l'expérience est réalisée. .................................................................... 103

Tableau 7 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de la répétition de l'expérience) effectuée sur les données de biomasses de parties aériennes exprimées en gramme de carbone. ................................ 103
Tableau 8 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de la répétition de l'expérience) effectuée sur les données de biomasses des racines exprimées en gramme de carbone. 103

Tableau 9 : Activité totale retrouvée (kBq) et pourcentage du ¹⁴C retrouvé dans les différents compartiments plante/sol (% RTR). Les écarts-types sont présentés en italique. Les résultats des comparaisons de moyennes sont présentés par les lettres (ns = non significatif). D1 et D2 représentent les deux dates auxquelles l'expérience est réalisée. 105

Tableau 10 : Résultats de l'analyse de variance à deux facteurs (destruction partielle des cellules du phloème et date de l'expérience) effectuée sur l'ensemble des données de répartition du ¹⁴C (% RTR) dans le système plante/sol. 106

Tableau 11 : Matrice des coefficients de corrélations (r²). Toutes les corrélations représentées sont significatives (α=5%). FDV : feuilles déployées, FV : feuilles non déployées, T : tige, RAC : racines, RESP : respiration rhizosphérique, SA : sol adhérant, SNA : sol non adhérant, CS : compartiment souterrain. 108

Tableau 12 : Nombre de feuilles visibles et biomasses des parties aériennes en fonction des degrés-jours de croissance de plants de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre. Les écarts-types sont présentés en italique. 119

Tableau 13 : Analyse des corrélations entre les différentes variables des systèmes racinaires de maïs cultivés en hydroponie stérile dans des pots de 1L remplis de billes de verre. Coefficients de corrélation (r²) entre la distribution des longueurs, des surfaces et des volumes racinaires par classe de diamètre de racine et la longueur, la surface et le volume total, respectivement. Les astérisques signifient que le coefficient est significatif avec un risque de première espèce α de 10% (*), 5% (**) et 1% (**%). 121

Tableau 14 : Radioactivité retrouvée (en kBq) dans les feuilles visibles avec et sans ligule (FDV et FV, respectivement), les feuilles invisibles et la tige (FI et T), les parties aériennes (PA), le compartiment souterrain (CS), les racines (RAC), les rhizodépôts insolubles (MUC), solubles (EXSUD), les débris racinaires (DEB), les rhizodépôts totaux (R_TOT) et la respiration racinaire (RESP) en fonction de l'âge des plantes. L'intervalle de confiance est indiqué en italique. Le pourcentage de radioactivité totale retrouvée est mentionné entre parenthèses. 122
Tableau 15 : Activité retrouvée dans les composés solubles des racines, exprimée en pourcentage de l'activité retrouvée dans le système racinaire d'un plant de maïs ([kBq/kBq racines]×100). Les maïs sont cultivés pendant 365, 390, 420, 460 ou 485 degrés-jours en hydroponie stérile dans des pots de 1 L remplis de billes de verre. Les écarts-types sont indiqués en italique. 125

Tableau 16 : Biomasses des parties aériennes et des racines, ratio PA/PR, concentration en carbone soluble (mg C/g C racines) et en amidon (mg/g C racines) des racines, et morphologie racinaire des plants de maïs cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre. Les écarts-types sont présentés en italique. 130

Tableau 17 : Quantité nette de rhizodépôts solubles de plants de maïs de 4 et 6 feuilles, cultivés pendant 190, 285 ou 304 degrés-jours en hydroponie stérile dans des tubes de 250 mL remplis de billes de verre, retrouvée dans la solution de culture. Les écarts-types sont présentés en italique. 134
## .III Listes des photographies

Photo 1 : Chez le maïs, la base de la feuille forme une gaine autour de la tige. La ligule est la mince languette de tissu qui dépasse au-dessus de la gaine. 67

Photo 2 : Dispositif de mesure de la respiration racinaire. A gauche, le système utilisé pour mesurer la concentration en CO₂ et le débit d'air dans le pot de culture. A droite, le plant de maïs cultivé en conditions hydroponiques stériles, dont la tige est brûlée pendant 9 minutes. 72

Photo 3 : Marquage de 9 plants de maïs dont la tige est brûlée pendant 0, 6, et 9 minutes. A gauche, les plants dans l'enceinte de marquage. A droite, les pièges à soude permettant de mesurer la respiration rhizosphérique. 74

Photo 4 : Résultat graphique d'une analyse de racines par le logiciel MacRHIZO®. 82

Photo 5 : Prélèvement d'une aliquote de solution nutritive lors de l'étude de la cinétique d'exsudation. Les maïs de 4 ou 6 feuilles sont cultivés dans des tubes remplis de billes de verre. Le système racinaire est maintenu stérile tout au long de la culture. Les aliquotes de solution nutritive sont prélevées 0, 8, 16 et 24 heures après la vidange du tube, à l'aide d'une seringue stérile. 85

Photo 6 : Coupe transversale de tige brûlée par un jet de vapeur pendant 1 minute (A) ou non (B). La couleur rose indique la vitalité des cellules du phloème. **x**: xylème, **m**: métaxylème, **p**: phloème. Les vaisseaux de la photo A sont observés au voisinage du point d'impact du jet de vapeur. 95

Photo 7 : Coupe de tige de maïs effectuée à main levée environ 1 cm au-dessus du site d'impact du jet de vapeur. Le maïs utilisé présente 12 feuilles visibles. Il est cultivé en sol. La tige est brûlée pendant 12 minutes, puis les racines sont immergées dans une solution de bleu de méthylène. La présence de bleu de méthylène dans les vaisseaux de xylème indique que le transport de la sève brute n'est pas modifié par la destruction partielle des cellules du phloème. 101
# Annexes

## Annexe 1 : Analyses physico-chimiques de la terre

### Granulométrie 5 fractions sans décarbonatation

<table><tr><td>Argile (&lt;2 µm)</td><td>191 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Limon fin (2-20 µm)</td><td>193 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Limon grossier (20-50 µm)</td><td>273 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Sable fin (50-200 µm)</td><td>185 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Sable grossier (200-2000 µm)</td><td>158 g.kg<sup>-1</sup></td></tr></table>

<table><tr><td>PH eau</td><td>6,5</td></tr><tr><td>CaCO<sub>3</sub></td><td>&lt;1 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>P<sub>2</sub>O<sub>5</sub> (méthode Olsen)</td><td>0,097 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>CEC (méthode Metson)</td><td>9,0 cmol<sup>+</sup>.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>K<sub>2</sub>O échangeable</td><td>0,21 g.kg<sup>-1</sup></td></tr></table>

<table><tr><td>Carbone organique</td><td>12,97 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Azote organique</td><td>1,26 g.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>NO<sub>3</sub><sup>-</sup></td><td>6,90 mg.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>NH<sub>4</sub><sup>+</sup></td><td>2,30 mg.kg<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Rapport carbone organique / azote</td><td>10,29</td></tr></table>
Annexe 2 : Composition de la solution de Hoagland et Arnon (1950) modifiée

<table><thead><tr><th rowspan="2"></th><th colspan="2">Solution mère</th><th>Solution finale</th></tr><tr><th>g.L<sup>-1</sup></th><th>mole.L<sup>-1</sup></th><th>mL.L<sup>-1</sup></th></tr></thead><tbody><tr><td colspan="4"><strong>MACROELEMENTS</strong></td></tr><tr><td>KH<sub>2</sub>PO<sub>4</sub></td><td>27,20</td><td>0,2</td><td>5</td></tr><tr><td>KNO<sub>3</sub></td><td>101,10</td><td>1,0</td><td>5</td></tr><tr><td>Ca(NO<sub>3</sub>)<sub>2</sub>, 4H<sub>2</sub>O</td><td>236,15</td><td>1,0</td><td>5</td></tr><tr><td>MgSO<sub>4</sub>, 7H<sub>2</sub>O</td><td>98,60</td><td>0,4</td><td>5</td></tr><tr><td colspan="4"><strong>OLIGOELEMENTS</strong></td></tr><tr><td>H<sub>3</sub>BO<sub>3</sub></td><td>2,86</td><td>0,046</td><td>1</td></tr><tr><td>MnCl<sub>2</sub>, 4H<sub>2</sub>O</td><td>1,81</td><td>0,009</td><td>1</td></tr><tr><td>ZnSO<sub>4</sub>, 7H<sub>2</sub>O</td><td>0,22</td><td>0,011</td><td>1</td></tr><tr><td>CuSO<sub>4</sub>, 5H<sub>2</sub>O</td><td>0,07</td><td>0,001</td><td>1</td></tr><tr><td>Na<sub>2</sub>MoO<sub>4</sub>, 2H<sub>2</sub>O</td><td>0,09</td><td>0,004</td><td>1</td></tr><tr><td colspan="4">Dans le cas des cultures non stériles :</td></tr><tr><td>EDTFeNa</td><td>36,7</td><td>0,1</td><td>1</td></tr><tr><td colspan="4">Dans le cas des cultures stériles :</td></tr><tr><td>FeCl<sub>3</sub></td><td>16,2</td><td>0,1</td><td>1</td></tr></tbody></table>
# Annexe 3 : Composition du milieu nutritif gélosé

## Milieu sur lequel les plantes sont mises à germer :

<table><tr><td>Bouillon nutritif (Difco®, réf. A5000317)</td><td>8 g.L<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Agar-agar</td><td>4 g.L<sup>-1</sup></td></tr></table>

## Milieu utilisé pour la vérification de la stérilité :

<table><tr><td>Bouillon nutritif (Difco®, réf. A5000317)</td><td>8 g.L<sup>-1</sup></td></tr><tr><td>Agar-agar</td><td>8 g.L<sup>-1</sup></td></tr></table>
Annexe 4 : Protocole d'extraction de la fraction soluble et de l'amidon, et dosage de leur activité ¹⁴C, lorsque la matière sèche des organes de la plante est supérieure à 100 mg (Todorovic, 2000).

<figure><img src="image_59.png" /></figure>
Annexe 5 : Protocole d'extraction de la fraction soluble et de la fraction d'amidon lorsque la matière sèche des organes de la plante est inférieure à 100 mg (Castelan-Estrada, 2001).

<figure><img src="image_60.png" /></figure>
# Annexe 6 : Protocole de dosage de l'amidon

## 1 UV method

for the determination of native starch¹ in foodstuffs and other materials

## Cat. No. 207 748

### Test-Combination for approx. 25 determinations

For recommendations for methods and standardized procedures see references (2)

### Principle (Ref. 1)

Starch is hydrolyzed to D-glucose at pH 4.6 in the presence of the enzyme amyloglucosidase (AGS) (1).

$$ (1) \text{Starch} + (n-1) \text{H}_2\text{O} \xrightarrow{\text{AGS}} n \text{ D-glucose} $$

The D-glucose formed is determined with hexokinase (HK) and glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6P-DH) at pH 7.6. D-glucose is phosphorylated to D-glucose-6-phosphate (G-6-P) by adenosine-5'-triphosphate (ATP) in the presence of hexokinase with the simultaneous formation of ADP (2).

$$ (2) \text{D-glucose} + \text{ATP} \xrightarrow{\text{HK}} \text{G-6-P} + \text{ADP} $$

In the presence of G6P-DH, D-glucose-6-phosphate is oxidized by nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate (NADP) to D-gluconate-6-phosphate with the formation of reduced nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate (NADPH) (3).

$$ (3) \text{G-6-P} + \text{NADP}^+ \xrightarrow{\text{G6P-DH}} \text{D-gluconate-6-phosphate} + \text{NADPH} + \text{H}^+ $$

The amount of NADPH formed in the above reaction is stoichiometric to the amount of D-glucose formed by hydrolysis of the starch. NADPH is determined by means of its light absorbance at 334, 340 or 365 nm.

### The Test-Combination contains:

1. Bottle 1 with approx. 100 mg lyophilisate, consisting of: citrate buffer, pH approx. 4.6; amyloglucosidase, approx. 84 U; stabilizers

2. Bottle 2 with approx. 5 g powder mixture, consisting of: triethanolamine buffer, pH approx. 7.6; NADP, approx. 75 mg; ATP, approx. 190 mg; magnesium sulfate; stabilizers

3. Bottle 3 with approx. 0.7 ml enzyme suspension, consisting of: hexokinase, approx. 200 U; glucose-6-phosphate dehydrogenase, approx. 100 U

4. Starch standard material for assay control purposes (for the preparation of the standard material for analysis, see pt. 8.1: weigh approx. 50–100 mg/100 ml. The measurement of the standard material is not necessary for calculating the results. Expiry date: see pack label)

### Preparation of solutions

1. Dissolve contents of bottle 1 with 6.0 ml redist. water.

2. Dissolve contents of bottle 2 with 27 ml redist. water.

3. Use contents of bottle 3 undiluted.

### Stability of reagents

The contents of bottle 1 are stable at +4°C (see pack label).

Solution 1 is stable for 6 weeks at +4°C, or for 3 months at -20°C.

Bring solution 1 to 20-25°C before use.

The contents of bottle 2 are stable at +4°C (see pack label).

Solution 2 is stable for 4 weeks at +4°C, or for 2 months at -20°C.

Bring solution 2 to 20-25°C before use.

The contents of bottle 3 are stable at +4°C (see pack label).

### Procedure

Wavelength²: 340 nm, Hg 365 nm or Hg 334 nm

Glass cuvette³: 1.00 cm light path

Temperature: 55-60°C (incubation); 20-25°C (measurement)

Final volume: 2.320 ml

Read against air (without a cuvette in the light path) or against water.

Sample solution: 1.2-7.0 µg starch/cuvette⁴ (in 0.100-1.000 ml sample volume, or in 100-0.200 ml when analyzing DMSO-containing solutions)

If the sample contains amounts of free D-glucose, a separate determination of D-glucose is necessary. In the presence of other oligosaccharides, the alcohol extraction is recommended (see instructions pt. 8 and 9).

<table><thead><tr><th>Pipette into cuvettes</th><th>Reagent blank</th><th>Sample</th><th>Sample blank⁵</th></tr></thead><tbody><tr><td>solution 1*</td><td>0.200 ml</td><td>0.200 ml</td><td>-</td></tr><tr><td>sample solution**</td><td>-</td><td>0.100 ml</td><td>0.100 ml</td></tr><tr><td>redist. water</td><td>0.100 ml</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

Mix*, incubate for 15 min at 55-60°C (water-bath); stopper cuvettes with the lid or with Parafilm⁶. Addition of:

<table><tbody><tr><td>solution 2</td><td>1.000 ml</td><td>1.000 ml</td><td>1.000 ml</td></tr><tr><td>redist. water</td><td>1.000 ml</td><td>1.000 ml</td><td>1.200 ml</td></tr></tbody></table>

* Pipette solution 1, the sample solution and redist. water, each, onto the bottom of the cuvette and mix by gentle stirring. When using a plastic spatula, remove it from the cuvette only directly before measuring absorbance A₁.

* Flush the enzyme pipette or the pipette tip of the piston pipette with sample solution before dispensing the sample solution.

* For example, with a plastic spatula or by gentle stirring after closing the cuvette with Parafilm* (registered trademark of the American Can Company, Greenwich, Ct., USA)

If the absorbances A₂ increases constantly, extrapolate the absorbances to the time of addition of suspension 3.

Determine the absorbance differences (A₂-A₁) for both, reagent blank and sample. Subtract absorbance difference of the reagent blank from the absorbance difference of the sample.

$$ \Delta A = (A_2 - A_1)_{\text{sample}} - (A_2 - A_1)_{\text{reagent blank}} $$

The measured absorbance differences should, as a rule, be at least 0.100 absorbance units to achieve sufficiently accurate results (see "Instructions for performance of assay").

For sample blank see pt. 8.1 and 9

### Calculation

According to the general equation for calculating the concentrations:

$$ c = \frac{V \times MW}{\varepsilon \times d \times v \times 1000} \times \Delta A \text{ [g/l],} $$

V = final volume [ml]

v = sample volume [ml]

MW = molecular weight of the substance to be assayed [g/mol] (for starch: MW<sub>glucose</sub> - MW<sub>water</sub> = 162.1)

d = light path [cm]

$$ \begin{align*} \varepsilon &= \text{extinction coefficient of NADPH at} \\ & \quad 340 \text{ nm} = 6.3 \text{ [l x mmol⁻¹ x cm⁻¹]} \\ \text{Hg} &= 365 \text{ nm} = 3.5 \text{ [l x mmol⁻¹ x cm⁻¹]} \\ \text{Hg} &= 334 \text{ nm} = 6.18 \text{ [l x mmol⁻¹ x cm⁻¹]} \end{align*} $$

1. Modified kinds of starch (phosphorylated or oxidized ones) do not react

2. The absorption maximum of NADPH is at 340 nm. On spectrophotometers, measurements are taken at the absorption maximum; if spectrophline photometers equipped with a mercury vapor lamp are used, measurements are taken at a wavelength of 365 nm or 334 nm.

3. If desired, disposable cuvettes may be used instead of glass cuvettes.

4. See instructions for performance of the assay.

5. See instructions for sample preparation, pts. 8 and 9

6. Available from Boehringer Mannheim GmbH, Biochemicals
It follows for starch:

$$c = \frac{2.320 \times 162.1}{\varepsilon \times 1.00 \times 0.100 \times 1000} \times \Delta A = \frac{3.761}{\varepsilon} \times \Delta A \quad \text{A [g starch/l sample solution]}$$

If the sample has been diluted during preparation the result must be multiplied by the dilution factor F.

When analyzing solid and semi-solid samples which are weighed out for sample preparation, the result is to be calculated from the amount weighed:

$$\text{Content}_{\text{starch}} = \frac{c_{\text{starch}} [\text{g/l sample solution}]}{\text{weight}_{\text{sample}} [\text{g/l sample solution}]} \times 100 [\text{g/100 g}]$$

### 1. Instructions for performance of assay

The starch content present in the cuvette has to be between 2.5 µg and 70 µg (measurement at 365 nm) or 1.2 µg and 40 µg (measurement at 340, 334 nm), respectively. In order to get a sufficient absorbance difference, the sample solution is diluted to yield a starch concentration between 0.06 and 0.7 g/l, or 0.03 and 0.4 g/l, respectively.

#### Dilution table

<table><thead><tr><th></th><th>Estimated amount of starch<br>per liter<br>measurements at<br>340 or 334 nm</th><th>Dilution with<br>water</th><th>Dilution<br>factor F</th></tr><tr><th></th><th>365 nm</th><th></th><th></th></tr></thead><tbody><tr><td>&lt; 0.4 g</td><td>&lt; 0.7 g</td><td>—</td><td>1</td></tr><tr><td>0.4-0.6 g</td><td>0.7-0.9 g</td><td>1 + 9</td><td>10</td></tr><tr><td>4.0-4.9 g</td><td>7.0-7.9 g</td><td>1 + 99</td><td>100</td></tr><tr><td>&gt; 7.0 g</td><td>&gt; 7.0 g</td><td>1 + 999</td><td>1000</td></tr></tbody></table>

If the measured absorbance difference (ΔA) is too low (e.g. &lt; 0.010), the sample solution should be prepared again (weigh out more sample or dilute (less strongly) or the sample volume to be pipetted into the cuvette can be increased up to 1.000 ml (soluction in water). The volume of water added must then be reduced so as to obtain the same final volume in the cuvettes for the sample and blank. The sample volume v must be taken into account in the calculation.

### 2. Specificity (Ref. 1)

Amyloglucosidase hydrolyzes α-1,4- and α-1,6-glucan linkages in polysaccharides, like e.g. amylose, starch, dextrin, glycogen and also of glucosyl-oligosaccharides (maltose, maltotriose etc.).

Enzymatically, it is not possible to differentiate between "high polymer" and "low polymer" starch. This can be done, however, by washing the sample with an ethanol/water mixture in the course of sample preparation: starch is insoluble in ethanol/water (the ratios used depend on the method employed) whereas oligosaccharides are soluble. The solubility of oligosaccharides decreases with the increase in concentration of ethanol.

The determination of D-glucose is specific.

In the analysis of 'pure starch', results of approx. 99% (calculated on a dry mass basis) have to be expected.

### 3. Sensitivity and detection limit (Ref. 1.3)

The smallest differentiating absorbance for the procedure is 0.010 absorbance units. This corresponds to a maximum sample volume v = 1.000 ml and measurement at 340 nm of a starch concentration of 0.6 mg/ml sample solution (if v = 0.100 ml, this corresponds to 6 mg/l sample solution).

The detection limit of 1.2 mg/l is derived from the absorbance difference of 0.020 (as measured at 340 nm) and a maximum sample volume v = 1.000 ml.

Note: The maximum sample volume after sample preparation with DMSO and HCl is 0.200 ml (see pt. 8.1).

### 4. Linearity

Linearity of the determination exists from 1.2 µg starch/assay (1.2 mg starch/l sample solution; sample volume v = 1.000 ml) to 70 µg starch/assay (0.7 g starch/l sample solution; sample volume v = 0.100 ml).

### 5. Precision

In a double determination using one sample solution, a difference of 0.010 to 0.015 absorbance units may occur. With a sample volume of v = 0.100 ml and measurement at 340 nm, this corresponds to a starch concentration of approx. 6-10 mg/l. (If the sample is diluted during sample preparation, the result has to be multiplied by the dilution factor F. If the sample is weighed in for sample preparation, e.g. using 1 g sample/100 ml = 10 g/l, a difference of 0.06-0.1 g/100 g can be expected.)

The following data have been published in the literature:

#### Starch:

<table><tr><td>21.4 µg/assay</td><td>n = 18</td><td>CV = 1.60%</td></tr><tr><td>53.5 µg/assay</td><td>n = 18</td><td>CV = 0.51%</td></tr><tr><td>85.6 µg/assay</td><td>n = 16</td><td>CV = 1.73%</td></tr></table><p>(Ref. 1.2)</p>

Boiled finely minced pork sausage:

<table><tr><td>x = 1.3 g/100 g</td><td>r = 0.170 g/100 g</td><td>s<sub>v1</sub> = ± 0.060 g/100 g</td></tr><tr><td>R = 0.217 g/100 g</td><td>R = 0.217 g/100 g</td><td>s<sub>v2</sub> = ± 0.077 g/100 g</td></tr></table>

Rusks for children:

<table><tr><td>x = 43.5 g/100 g</td><td>r = 2.33 g/100 g</td><td>s<sub>v1</sub> = ± 0.82 g/100 g</td></tr><tr><td>R = 8.42 g/100 g</td><td>R = 8.42 g/100 g</td><td>s<sub>v2</sub> = ± 2.97 g/100 g</td></tr></table><p>(Ref. 2.6)</p>

For further data see references

### 6. Recognizing interference during the assay procedure

6.1 If the conversion of D-glucose (after hydrolysis of starch) has been completed according to the time given under 'determination', it can be concluded in general that no interference has occurred.

6.2 On completion of the reaction, the determination can be restarted by adding D-glucose (qualitative or quantitative): If the absorbance is altered subsequent to the addition of the standard material, this is also an indication that no interference has occurred.

The reaction cannot be restarted with 'soluble' starch as, subsequent to altering the reaction conditions from pH 4.6 to pH 7.6 ('change of the buffer'), starch is no longer cleaved.

6.3 Operator error or interference of the determination through the presence of substances contained in the sample can be recognized by carrying out a double determination using two different sample volumes (e.g. 0.100 ml and 0.200 ml): the measured differences in absorbance should be proportional to the sample volumes used.

When analyzing solid samples, it is recommended that different quantities (e.g. 1 g and 2 g) be weighed into 100 ml volumetric flasks. The absorbance differences measured and the weights of sample used should be proportional for identical sample volumes.

6.4 Possible interference caused by substances contained in the sample can be recognized by using an internal standard as a control: in addition to the sample, blank and standard determinations, a further determination should be carried out with sample and standard solution in the same assay. The recovery can then be calculated from the absorbance differences measured.

6.5 Possible losses during the determination can be recognized by carrying out recovery tests: the sample should be prepared and analyzed with and without standard material. The additive should be recovered quantitatively within the error range of the method.

### 7. Reagent hazard

The reagents used in the enzymatic determination of starch (after solubilization with DMSO/HCl or by autoclaving, resp. after acid or alkaline hydrolysis) are not hazardous materials in the sense of the Hazardous Substances Regulations, the Chemicals Law or EC Regulation 67/548/EEC and subsequent alteration, supplementation and adaptation guidelines. However, the general safety measures that apply to all chemical substances should be adhered to.

After use, the reagents can be disposed of with laboratory waste, but local regulations must always be observed. Packaging material can be disposed of in waste destined for recycling.

### 8. Information on sample preparation

#### 8.1 Solubilization of starch with dimethylsulfoxide (DMSO) and HCl

(Starch products, flours, pastries, meat-balls and other meat products, milk products, margarine, animal feed, etc.)

Starch or starch-containing products have to be pretreated before the determination in order to convert the starch into a soluble form. Because of the simple handling, solubilization with dimethylsulfoxide (DMSO) it is recommended:

Homogenize sample in a powder mill or homogenizer, and pass solid samples through a sieve of 0.2 mm pore diameter. Accurately weigh 100 mg to 1 g of the homogenized sample into a 100 ml Erlenmeyer flask, add 20 ml dimethylsulfoxide, and 5 ml hydrochloric acid (6 mol/l). Concerning fat containing samples, it is recommended to add first the dimethylsulfoxide whereas fat-free samples or samples with a low fat content are to be treated first with hydrochloric acid. Close the Erlenmeyer flask e.g. with Parafilm® and incubate for 30 min (in some cases for 60 min, e.g. if bread crumbs have been used for the preparation of meat balls) at 60°C in a water-bath (shaking water-bath or heatable magnetic stirrer; care should be taken that no clotting of the sample occurs: if necessary, crush with a glass rod).
Cool quickly to room temperature, add approx. 50 ml water, and adjust to pH 4-5 with sodium hydroxide (5 mol/l) under vigorous shaking (check with pH meter). Transfer to a 100 ml volumetric flask, rinse with water, fill up to the mark with water and filter the solution (after washing the filter paper with boiling redist. water) if necessary. Use 1.00 ml (maximum 0.200 ml) undiluted for the assay (sample and sample blank) immediately.

Under the aforementioned conditions, no D-glucose will be released from starch.

Note: Sucrose is quantitatively hydrolyzed with the formation of glucose and fructose, lactose and maltose are partially hydrolyzed (approx. 10%) with the formation of the monosaccharides under the conditions of solubilization of starch by means of DMSO and hydrochloric acid. Fructose is decomposed up to approx. 60% (Ref. 1.2). Therefore, the absorbance difference of the sample blank only serves for the subtraction from the absorbance difference of the sample assay in the calculation of starch.

For simplification of the sample preparation procedure with DMSO and HCl, it is recommended (Ref. 3.8) to incubate the sample with DMSO and HCl followed by the addition of 5 ml NaOH (8 mol/l), transfer into a 100 ml volumetric flask, rinsing and filling up to the mark with citrate buffer (0.112 mol/l; pH4; prepared by mixing of citric acid (0.112mol/l) and asolution of tri-sodium citrate(0.112mol/l)). Adjustment of the pH is not necessary in this case.)

(Note: Dimethylsulfoxide, DMSO (which should not be confused with the highly toxic dimethylsulfate) is weakly hazardous to water. The LD50 oral rat is 14.5 g/kg. Contact with the skin and with the eyes has to be avoided.)

### 8.2 Alkaline and enzymatic hydrolysis of starch (Ref. 2.4, 3.4-3.6)
For the following procedure, starch means the sum of α-glucans which are insoluble in ethanol (40%; v/v) and which are hydrolyzed to D-glucose by means of the enzyme amyloglucosidase. Starch hydrolysis products are maltodextrins, glucose and starch syrup, as well as dextrins, which are soluble in ethanol (40% v/v) and which are also hydrolyzed by amyloglucosidase with the formation of D-glucose. The sample material is washed with an ethanol/water mixture (40% ethanol; v/v) in order to remove the starch hydrolysis products; the residue is treated with sodium hydroxide followed by amyloglucosidase in order to solubilize and hydrolyze starch.

#### Reagents

Ethanol, 40%; (v/v)

Sodium hydroxide solution, 0.5 mol/l

Amyloglucosidase (AGS) solution (10 mg lyophilizable, corresponding to 60 U, Cat. No. 1202 332, resp. 1202 367⁶), are dissolved in 1 ml redist. water before use.

Acetate buffer pH 4.6 (mix 70 ml NaOH (0.5 mol/l) with 950 ml redist. water, adjust pH 4.6 with glacial (acetic) acid)

Accurately weigh sample material containing approx. 0.4 g starch into a centrifuge tube, add 50 ml ethanol (40%; v/v) and stir for 20 min at room temperature. Let the magnetic stirrer in the tube and centrifuge for 5 min. Take the supernatant carefully by a Pasteur pipette and a water-jet vacuum pump and use it for the determination of the soluble starch hydrolysis products and free D-glucose. Wash the residue at least twice with 25 ml ethanol (40%; v/v) again, and centrifuge. Combine the supernatants.

Add 50 ml NaOH (0.5 mol/l) to the residue and stir for 30 min at 60°C in a water bath. Adjust the pH to 4.6 to 4.8 by the addition of glacial (acetic) acid (mix 96%). Then add 1 ml AGS solution and stir for another 30 min. Cool down to room temperature, transfer the solution into a 100 ml volumetric flask, rinse with water, fill up to the mark, mix and filter if necessary.

Use the filtrate for the determination of D-glucose.

For the determination of the starch hydrolysis products, evaporate the collected extracts (supernatants) with a flash evaporator until a slight opalescence occurs. Transfer the liquid into a 100 ml volumetric flask, rinse with acetate buffer (pH 4.6 to 4.8) and fill up to the mark.

#### Determination of D-Glucose

<table><thead><tr><th>Pipette into cuvettes</th><th>Blank</th><th>Sample</th></tr></thead><tbody><tr><td>solution 2 from TC-Starch</td><td>1.000 ml</td><td>1.000 ml</td></tr><tr><td>sample solution</td><td>-</td><td>0.100 ml</td></tr><tr><td>redist. water</td><td>2.000 ml</td><td>1.900 ml</td></tr><tr><td colspan="3">Mix: read absorbances of the solutions (A<sub>1</sub>) after approx. 3 min and start reaction by addition of:</td></tr><tr><td>suspension 3 from TC-Starch</td><td>0.020 ml</td><td>0.020 ml</td></tr></tbody></table>

Mix, wait for the end of the reaction (approx. 10-15 min), and read absorbances of the solutions (A<sub>2</sub>). If the reaction has not stopped after 15 min, continue to read the absorbances at 2 min intervals until the absorbance increases constantly over 2 min.

Determine the absorbance differences (A<sub>2</sub> - A<sub>1</sub>) for both, blank and sample. Subtract the absorbance difference of the blank from the absorbance difference of the sample, thereby obtaining ΔA<sub>starch, resp. D-glucose</sub>.

It follows for starch:

$$c = \frac{3.020 \times 162.1}{\varepsilon \times 1.00 \times 0.100 \times 1000} \times \Delta A_{\text{starch}} = \frac{4.895}{\varepsilon} \times \Delta A_{\text{starch}} \quad [\text{g starch/l sample solution}]$$

It follows for D-glucose:

$$c = \frac{3.020 \times 180.16}{\varepsilon \times 1.00 \times 0.100 \times 1000} \times \Delta A_{\text{D-glucose}} = \frac{5.441}{\varepsilon} \times \Delta A_{\text{D-glucose}} \quad [\text{g D-glucose/l sample solution}]$$

### 8.3 Acid and enzymatic hydrolysis of starch (Ref. 2.3)

#### Reagents

Ethanol, 40%; (v/v)

HCl, 32% (m/m)

NaOH, 5 mol/l

#### a) Dry samples (powders)

Accurately weigh sample material containing approx. 100 mg starch into a centrifuge tube, wash 3 times with 15 ml ethanol (40%; v/v) each while stirring for 20 min at room temperature, centrifuge, remove the supernatants. Add 10 ml HCl (1 part HCl, 32%; m/m; diluted with 2 parts of redist. water) to the residue and stir for 60 min at 60°C in a water bath. Transfer the solution quantitatively to 100 ml beaker, rinse with water and adjust the pH to approx. 4.5 by the addition of NaOH (5 mol/l). Transfer the solution into a 100 ml volumetric flask, rinse with water, fill up to the mark, mix and filter if necessary.

#### b) Water-containing samples

Accurately weigh 1 g sample into a centrifuge tube. Add 10 ml ethanol (96%; v/v) while stirring, and centrifuge. Continue as described under pt. a. (including 3 times washing with 15 ml ethanol (40%; v/v)).

Perform the determination as described under 'Procedure': reagent blank, sample.

### 8.4 Autoclaving and enzymatic hydrolysis of starch

#### Reagents

Acetate buffer (2 mol/l; pH 4.8; 120 ml glacial (acetic) acid and 164 g anhydrous sodium acetate are dissolved in dist. water to 1 l)

Amyloglucosidase (AGS) solution (dissolve 10 mg lyophilizable, corresponding 60 U, Cat. No. 1202 332, resp. 1202 367⁶, in 1 ml redist. water before use.)

Samples which contain free D-glucose or oligo-glucosides are extracted with ethanol (40%; v/v) as described under pt. 8.2 and 8.3.

Accurately weigh sample material containing approx. 100 mg starch into a 100 ml Erlenmeyer flask, add 25 ml redist. water, heat with a Bunsen burner and boil for 3 min. Cover the Erlenmeyer flask with aluminum foil and autoclave at 130°C and 1.8 kg cm<sup>2</sup> for 1 h. Cool to room temperature, add 2.5 ml acetate buffer, 22.5 ml redist. water and 5 ml AGS solution. Incubate in a water-bath while stirring for 2 h at 60°C. Transfer the solution into a 100 ml volumetric flask, rinse with water, fill up to the mark, mix and filter if necessary.

Perform the determination as described under 'Procedure': reagent blank, sample.

### 9. Presence of mono- or oligosaccharides

Sample solutions containing free D-glucose or sucrose (hydrolyzed by the DMSO/HCl pretreatment; see pt. 8.1), must be dissolved in a second assay without incubation with amyloglucosidase (sample blank).

Take 0.100 ml of the pretreated sample solution, add 1.200 ml water and 1.000 ml solution 2, read A<sub>1</sub>, then add suspension 3. Continue working as stated under 'Procedure'.

Subtract the absorbance difference of the sample blank from the absorbance difference of the sample.

$$\Delta A = (A_{2} - A_{1})_{\text{sample}} - (A_{2} - A_{1})_{\text{sample blank}}$$

The performance of a reagent blank is not necessary.

In the presence of maltose or its homologues, the alcohol extraction has to be carried out, because maltose is also cleaved by amyloglucosidase. Accurately weigh approx. 400 mg of..the homogenized and sieved sample into a 100 ml centrifuge beaker (the water content of the sample is to be determined and should not exceed 20%, otherwise the sample has to be dried before). Wash the sample three times with 10 ml ethanol (40%; v/v) each and centrifuge. Filter the supernatant and discard the filtrate. Combine precipitate in the centrifuge beaker with the precipitate in the filter and transfer with 4 portions of 5 ml dimethylsulfoxide each into a 100 ml Erlenmeyer flask, add 5 ml HCl (8 mol/l), and continue working as stated above (see pt. 8.1). In this case, the determination of the sample blank can be neglected, but the reagent blank has to be determined.
Annexe 7 : Protocole de pré-extraction et de fumigation-extraction (Vance *et al.*, 1987; Todorovic, 2000).

Pré-extraction :

- Peser deux fois environ exactement 30 g de sol frais (dont le taux d'humidité est connu) dans un flacon en verre lavé à l'eau ultrapure.

- Ajouter 100 mL d 'une solution de K₂SO₄ (0,05M) dans chaque flacon.

- Agiter pendant 30 min à 40 révolutions par minute.

- Verser la solution à travers un tamis de 2 mm.

- Laver les fragments de racines retenus sur le tamis avec 100 mL de solution de K₂SO₄ et récupérer la solution de lavage dans le flacon.

- Filtrer la solution sur du papier Whatmann 42.

- Récupérer le filtre et son contenu pour effectuer la fumigation et l'extraction.

Fumigation / Extraction

- Pour chaque échantillon de sol, deux filtres contenant le sol sont issus de l'étape de pré-extraction. Un des filtres est directement extrait pour servir de témoin.

- L'autre filtre est fumigé.

Fumigation

- Le filtre est disposé dans un flacon en verre lui même dans une cloche en verre contenant :
  de la chaux sodée pour pièger le CO₂ de la respiration du sol,
  de l'eau pour maintenir l'humidité du sol,
  un flacon en verre contenant 30 mL de chloroforme et des billes de verre.

- Le vide est fait dans la cloche. Il entraîne une ébullition du chloroforme. Cette ébullition est homogène grâce à la présence des billes de verre.

- La cloche est placée à l'obscurité dans une étude à 25°C pendant 24 heures.

- Elle est ouverte pour récupérer le flacon de chloroforme, puis refermée.

- La cloche est remise sous vide 3 fois de suite pour éliminer les vapeurs de chloroforme.

- Le filtre est récupéré pour subir l'extraction du carbone soluble.

Extraction

- Ajouter 100 mL d 'une solution de K₂SO₄ (0,05M) dans chaque flacon contenant un filtre.

- Agiter pendant 30 min à 40 révolutions par minute.

- Filtrer la solution sur du papier Whatmann 42.

- Analyser la teneur en carbone marqué et en carbone total du filtrat.
INSTITUT NATIONAL
POLYTECHNIQUE
DE LORRAINE

AUTORISATION DE SOUTENANCE DE THESE
DU DOCTORAT DE L'INSTITUT NATIONAL
POLYTECHNIQUE DE LORRAINE

000

VU LES RAPPORTS ETABLIS PAR :

Monsieur Jean-Bernard CLIQUET, Maître de Conférences, INRA, Université de Caen

Monsieur Emmanuel FROSSARD, Professeur, Institut ETH, Suisse

Le Président de l'Institut National Polytechnique de Lorraine, autorise :

Madame Anne-Laure MARCHAND

à soutenir devant un jury de l'INSTITUT NATIONAL POLYTECHNIQUE DE LORRAINE, une thèse intitulée :

« Etude de la Rhizodéposition chez le maïs : influence de la distribution des photo-assimilats aux racines et de la morphologie racinaire ».

en vue de l'obtention du titre de :

DOCTEUR DE L'INSTITUT NATIONAL POLYTECHNIQUE DE LORRAINE

Spécialité : « Sciences agronomiques »

Fait à Vandoeuvre, le 26 septembre 2003

Le Président de l'I.N.P.L.

L. SCHUFFENECKER

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NANCY BRABOIS

2, AVENUE DE LA

FORET-DE-HAYE

BOITE POSTALE 3

F - 54501

VANCEUVRE CEDEX

Service Commun de la Documentation
INPL
Nancy-Brabois

TEL 33/03.83.59.59.59

FAX. 33/03.83.59.59.55
## RESUME

L'objectif de notre travail a consisté à étudier le rôle de l'allocation de carbone aux racines et de la morphologie racinaire sur la rhizodéposition du maïs au stade végétatif.

Nous avons modulé l'allocation des assimilats aux racines en couplant une méthode de destruction partielle des cellules du phloème et un marquage ponctuel des parties aériennes au ¹⁴CO₂. L'analyse de la répartition des assimilats marqués dans le système plante-sol montre une très forte corrélation entre la quantité de rhizodépôts retrouvés dans le sol et la quantité d'assimilats récents attribués à la fois aux racines et au compartiment souterrain.

Afin d'étudier l'impact de la morphologie racinaire sur la rhizodéposition, la libération de composés solubles par les racines de maïs a été analysée après différents temps de culture en conditions hydroponiques stériles. L'analyse des rhizodépôts montre que les composés solubles représentent plus de 90% des composés libérés par les racines. De fortes corrélations entre les variables relatives au système racinaire et la quantité d'assimilats récents alloués aux racines sont observées. A partir des données obtenues, un modèle simple de libération de rhizodépôts solubles par les racines de maïs cultivés en hydroponie est proposé. Ainsi, cette rhizodéposition est expliquée à plus de 70% par deux variables : le ratio PA/PR et le nombre d'apex. Ce résultat suggère que la répartition des assimilats entre les parties aériennes et les racines et la morphologie des racines (surface racinaire, nombre d'apex...) sont des variables essentielles à prendre en compte pour la rhizodéposition du maïs.

Afin de découpler l'ensemble des variables racinaires et hiérarchiser leur importance dans les processus de rhizodéposition, une étude de la rhizodéposition de plantes au ratio PA/PR et/ou à la morphologie racinaire très différents est désormais nécessaire.

## ABSTRACT

Is rhizodeposition correlated with C-partitioning and root morphology?

First, ¹⁴C-partitioning to rhizosphere was studied while girdling the stem of Zea mays L and labeling the shoots with ¹⁴CO₂. A strong correlation was observed between the quantity of ¹⁴C-rhizodeposits recovered into the soil and ¹⁴C-assimilates allocated to the roots.

In a second time, impact of root morphology on rhizodeposition was studied: corn with different ages cultivated in hydroponic and axenic systems were pulse labeled. More than 90% of rhizodeposits recovered were soluble compounds. Root morphology and ¹⁴C-assimilates allocated to the roots were correlated. The data obtained allowed working a simple model of rhizodeposition out. This model showed that R/S ratio and root morphology were important variables for modeling corn rhizodeposition, explaining more than 70% of the total variance.